Управляемое культивирование пурпурных бактерий в изучении метаболизма водорода и азотфиксации тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, доктор биологических наук Цыганков, Анатолий Анатольевич

• Цыганков, Анатолий Анатольевич
• доктор биологических наук
• 1997

Оглавление диссертации доктор биологических наук Цыганков, Анатолий Анатольевич

Содержание

Список сокращений

Введение

Актуальность темы

Цель и задачи исследования

Научная новизна работы

Практическая ценность работы

Апробация работы

Структура и объем диссертации

Публикации

Глава 1. Объекты и методы исследования

1.1. Объекты исследования

1.2. Среды для культивирования

1.3. Определение ферментативных активностей

1.3.1. Гидрогеназная активность

1.3.2. Нитрогеназная активность

1.4. Определение концентраций различных соединений

1.4.1. Определение содержания в среде органических кислот

.. 1.4.2. Определение аммония

1.4.3. Определение концентрации сухой биомассы, белка, хлорофилла а и бактериохлорофилла а

1.4.4. Измерение р02

1.4.5. Измерение образования Н2 в ФБР й иммобилизованными клетками

1.4.6. Измерение восстановленных пиридиннуклеотидов и АТФ

1.5. Измерение интенсивности света

1.6. Активация поверхноти стекла и иммобилизация фототрофных микроорганизмов

1.7. Используемые сточные воды

1.8. Другие определения

1.9. Точность и воспроизводимоть измерений

Глава 2. Фотобиореакторы и системы управления ими

2.1. Фотобиореакторы

2.1.1. Плоскопараллельные кюветы

2.1.2. Трубчатые ФБР

2.1.2.1. Недостатки трубчатого ФБР

2.1.2.2. Улучшения конструкции трубчатого реактора

2.1.2.3. Модификация трубчатого ФБР с возможностью масштабирования, предложенная в данной работе

2.1.3. ФБР на основе коаксиальных цилиндров

2.1.3.1. Модификации, предложенные в данной работе

2.1.4. ФБР на основе адаптации ферментеров

2.1.4.1. Адаптации ферментеров для культивирования фототрофных бактерий, предложенные в данной работе

2.1.5. Другие типы ФБР

2.1.6. Критерии оценки ФБР

2.1.7. Экспериментальное сравнение различных ФБР

2.2. Системы управления фотобиорбакторами

2.3. Заключение

Глава 3. Ростовые характеристики пурпурных бактерий

3.1. Скорости роста фототрофных бактерий в различных условиях

3.2. Влияние физико-химических факШоров

3.2.1. Температура

3.2.2. рН

3.2.3. Интенсивность света

3.2.4. Рост в темноте в присутствии кислорода

3.4. Использование закономерностей материально-энергетического баланса при изучении ростовых характеристик ЯЬ. сартШш

3.4.1. Теоретические аспекты

3.4.2. Экспериментальные данные

3.5. Фотомиксотрофные условия

3.7. Заключение

Глава 4. Физиологические особенности синтеза гидрогеназ пурпурными бактериями

4.1. Гидрогеназы

4.2. Действие физико-химических факторов

4.3. Роль органических доноров электронов

4.3.1. Rb. capsulaîus

4.3.2. Rb. sphaeroides

4.3.3. Ect. shaposhnikovii

4.4. Роль молекулярного eodopçda

4.4.1. Rb. capsulaîus

4.4.2. Rb. sphaeroides

4.4.3. Ect. shaposhnikovii

4.5. Совместное действие органических соединений и Н2

4.5.1. Rb. capsulaîus

A.S.l.Rb. sphaeroides

4.5.3. Thiocapsa roseopersicina

4.6. Влияние кислорода

4.7. Взаимосвязь синтеза гидрогеназы и нитрогеназы у пурпурных бактерий

4.8. Заключение

Глава 5. Физиологические особенности регуляции синтеза и активности нитрогеназ у пурпурных бактерий

5.1. Возможность синтеза альтернативных нитрогеназ Rb. capsulaîus BIO

и Rb. sphaeroides 2R

5.1.1. Poct^ô. capsulaîus в присутствии Mo и без него

5.1.2. Сходства и различия альтернативной и Мо-содержащей нитрогеназ у Rb. capsulaîus

5.2. Нитрогеназная активность и синтез двух форм нитрогеназы Rb. capsulaîus и Ect shaposhnikovii в непрерывных культурах при росте на различных источниках азотц

5.2.1. Rb. capsulaîus

5.2.2. Ect. shaposhnikovii

5.3. Действие физико-химических факторов

5.3.1. рН и температура

5.3.1.1. Rb. capsulatus

5.3.1.2. A. variabilis

5.3.3. Интенсивность света

5.4. Заключение

Глава 6. Оценка возможности использования фототрофных бактерий в системах преобразования солнечной энергии в энергию Н2 и других

энергоемких соединений

6.1. Образование Н2 растущими культурами пурпурных бактерий

6.2. Образование Н2 иммобилизованными культурами пурпурных бактерий206

6.2.1. Иммобилизация фототрофных микроорганизмов

6.2.2. Фотобиореактор с Rb. sphaeroides RV, иммобилизованной на пористом стекле, для фотообразования Н2

6.2.3. Возможность использования пурпурных бактерий для очистки сточных вод с одновременным получением Н2

6.3. Образование Н2 растущими культурами цианобактерий

6.4. Возможности получения полигидроксибутирата с помощью пурпурных бактерий

6.5. Заключение

Общее заключение

Выводы

Литература

Список сокращений

ФБР - фотобиореактор

10 - полная интенсивность света на поверхности культуры 1пад - доля интенсивности света на поверхности культуры в диапазоне 400900 нм

1ср - средняя интенсивность света внутри ФБР с длиной волны 400-900 нм 11тр - интенсивность света, прошедшегб сквозь культуру без поглощения 10х - доля световой энергии, излучаемдй источником света при длине волны X

1шт - минимальная интенсивность све*а внутри ФБР С>св -скорость потребления энергии света культурой в ФБР Эг - поверхность культуры, освещенная источником света Ф - скорость фотосинтеза

Кцв - доля энергии света в диапазоне 400-900 нм от полного светового потока

К1 - поправочный коэффициент, учитывающий неравномерность интенсивности света по высоте ФБР (1 - толщина слоя суспензии

кх - коэффициент экстинкции культуры при длине волны X

е - коэффициент экстинкции культуры, усредненный в диапазоне 400-900

нм

- выход биомассы по использованию субстрата 8 с учетом энергии поддержания

У3 - выход биомассы по использованию субстрата Б без учета энергии поддержания

ш3 - энергетический коэффициент поддержания жизнедеятельности при использовании субстрата Э

С2б - скорость запасания тепловой энергии в биомассе, находящейся в ФБР

С^лак - скорость потребления тецловой энергии, запасенной в потребленном лактате культурой в ФБР

qs - скорость потребления энергии света или лактата культурой в ФБР у - уровень восстановленности биомассы

С (моль/л) - равновесная концентрация биомассы в ФБР, выраженная в молях углерода биомассы в 1 л

Стах(тт) - максимальная (минимальная) концентрация лимитирующего или ингибирующего фактора V (л) - объем культуры в ФБР

X (г/л) - равновесная концентрация биомассы в ФБР, выраженная ^ г сухой биомассы/л

г| - энергетический выход биомассы

ц - скорость роста культуры

цт - максимальная скорость роста культуры

Б - концентрация исследуемого субстрата в среде (г/л)

К8 - константа насыщения

К1 - константа ингибирования

Кт - константа Михаэлиса

у - выход по углероду

НАД(Ф) - никотинамиддинуклеотид (фосфат) цАМФ - циклический аденозинмонофосфат

*Применены символы в соответствии с рекомендациями ШРАС (ЕгояЫп, 1992)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Управляемое культивирование пурпурных бактерий в изучении метаболизма водорода и азотфиксации»

Введение.

Актуальность темы.

Пурпурные бактерии, относящйеся к порядку Rhodospirillales, - это грамотрицательные микроорганизмы, осуществляющие аноксигенный тип фотосинтеза. Эти бактерии обладают удивительной подвижностью своего метаболизма, проявляя способность к росту в фотоавтотрофных, фотогетеротрофных, хемоавтотрофнь<х и хемогетеротрофных (аэробных и анаэробных) условиях. Они относятся к числу наиболее активных азотфиксаторов вследствие высокой скорости роста в азотфиксирующих условиях. Эти микроорганизмы способны к образованию Нг за счет действия нитрогеназы, а также к его использованию при участии гидрогеназы. Благодаря этим особенностям они широко распространены в природных экосистемах и поэтому привлекают внимание исследователей самых разных областей.

Знание ростовых характеристик пурпурных бактерий необходимо для понимания их роли в экологический системах. Однако к началу наших исследований знания скоростей роста и выхода пурпурных бактерий при использовании разных соединений, в том числе света, были фрагментарны. Это было обусловлено прежде всего недостаточным развитием методов ! управляемого культивирования этих бактерий.

Гидрогеназа и нитрогеназа являются ключевыми ферментными системами в метаболизме Н2 у пурпурных бактерий.

К началу наших исследований гидрогеназы уже были выделены и « охарактеризованы из ряда хемотрофных (Haschke and Campbell, 1971; Arp and Burns, 1979; Adams and Hall, 1979a; Van Dijk et al., 1979; Schoenmaker et al., 1979; Пинчукова и др., 1979; Chen and Blanchard, 1978; Glick et al., 1980), a также пурпурных (Gitlitz and Krasna, 1975; Strecas et al., 1980; Зорин и др., 1976; Adams and Hall, 1979b; Hirua et al., 1979) бактерий. В то

же время данные о регуляции синтеза гидрогеназ у пурпурных бактерий были немногочисленны и противоречйвы (Кондратьева, Гоготов, 1981). Это было обусловлено прежде всего проведением исследований с использованием культур, выросших в неконтролируемых периодических -условиях, поскольку такие факторы как фаза роста культур, концентрация субстратов, рН, средняя интенсивность света при культивировании могут влиять на синтез гидрогеназ. Таким образом, для изучения факторов, влияющих на синтез гидрогеназ пурпурными бактериями, необходимо было использование управляемого культивирования фототрофных микроорганизмов.

Известно было, что синтез нитрогеназы всеми изученными азотфиксаторами репрессируется аммонием. Азотфиксация является очень энергоемким процессом не только вслествие больших затрат энергии на фиксацию молекулы N2, но и из-за того, что содержание компонентов нитрогеназы в клетках пурпурных бактерий может достигать 40% от всего • клеточного белка (Vignais et al., 1985). Однако мало что было известно о том, в каких условиях происходит полЁая дерепрессия синтеза нитрогеназы пурпурными бактериями. Данные о Влиянии факторов внешней среды, и прежде всего источника азота, на синтез и нитрогеназную активность клеток были противоречивы, что также обусловлено использованием периодических неконтролируемых культур. Исследования такого плана f требуют тщательного контроля условий выращивания культур.

К началу наших исследований ©читалось твердо установленным, что нитрогеназа содержит в активном центре молибден (Лихтенштейн, 1979). Однако в начале 80х годов появились сообщения о возможности синтеза : хемотрофными бактериями нитрогеназ в отсутствие молибдена в присутствии ванадия и даже без указанных металлов (Bishop et al., 1980). Данные о возможности синтеза альтернативных нитрогеназ пурпурными

бактериями, особенностях их синтеза и каталитических свойств отсутствовали.

Наряду с фундаментальной значимостью изучение фототрофных бактерий имеет и большое прикладное значение. Биомасса пурпурных бактерий содержит много белка, витаминов, богата пигментами, которые могут быть использованы не только Ш качестве естественных красителей, но и при разработке фотосенсйбилизаторов, используемых при фотодинамической терапии онкозаболеваний. В определенных условиях эти бактерии способны к синтезу значительных количеств полигидроксибутирата. Однако практическое применение фототрофных бактерий в значительной мере сдерживается недостатком знаний их ростовых характеристик и отсутствием удовлетворительной технической базы для лабораторных исследований»

Пурпурные бактерии способны к светозависимому образованию Н2 за счет действия нитрогеназы. В этой связи усилия многочисленных в последние годы исследователей направлены на изучение процессов фотообразования водорода фЬтотрофными бактериями как потенциальными элементами в системах биоконверсии солнечной энергии. В 1992 в Японии и в США разработаны специальные Программы исследований, направленные на изучение возможности использования фототрофных микроорганизмов для преобразования энергии Солнца в энергию Н2. В Германии в ракках Национального проекта уже разрабатывается полупромышленнай установка получения водорода с использованием фототрофных микроорганизмов. Однако требуется проведение дальнейших исследований как с растущими культурами или суспензиями клеток, так и с иммобилизованными бактериями, находящимися в строго определенных и контролируемых условиях, прежде чем внедрение фототрофных бактерий в промышленность станет

реальностью. Для этого прежде всего необходима разработка методологии управления культурами фототрофных микроорганизмов.

Цель и задачи исследования

Целью исследований явилось изучение метаболизма водорода и азотфиксации у пурпурных бактерий 6 контролируемых условиях.

Задачи, определяемые целью исследований:

1. Разработка и применение методологии управляемого культивирования фототрофных микроорганизмов при изучении метаболизма водорода и азотфиксации.

2. Изучение ростовых характеристик пурпурных бактерий.

3. Выявление основных принципов регуляции синтеза гидрогеназ у пурпурных бактерий.

4. Изучение влияния факторов внешней среды на активность и синтез нитрогеназной системы пурпурных б&ктерий.

5. Оценка скоростей Образования Н2 культурами и иммобилизованными клетками пурпурных бактерий и цианобактерий в лабораторных фотобиореакторах.

Научная новизна работы

Разработана методология управляемого непрерывного культивирования фототрофных микроорганизмов. Разработаны и изготовлены фотобиореакторы нового типа для интенсивного лабораторного культивирования фототрофных микроорганизмов и программно-управляемые комплексы для контроля и управления процессом культивирования. Предложен простой эмпирический критерий сравнения производительности фотобиореакторов разных конструкций.

Определены ростовые характеристики ряда пурпурных бактерий (скорости роста, эффективность использования энергии света и лактата, выходы при использовании органических кислот, Н2 и минеральных

соединений). Впервые показано, что культуры ЯЬ. сарзиШт адаптируются не только к средней интенсивности света, но реагируют и на распределение светового поля.

Полученные в работе результаты вносят вклад в понимание механизмов регуляции гидрогеназ и нитрогеназной системы у фототрофных бактерий.

Проведено изучение влияния рйда факторов (рН, 1:°С, интенсивность света, тип питания, источник азота) на синтез гидрогеназ пурпурными бактериями. Показано, что синтез водородпоглощающих гидрогеназ у пурпурных бактерий регулируется прежде всего доступностью донора электронов, причем возможны разное типы регуляции с участием как органических, так и неорганических доноров электрона:

- Органический донор в большей, а неорганические доноры электронов (тиосульфат и Нг) в меньшей степени репрессируют синтез гидрогеназы путем катаболитной репрессии (как у ЕсШЫогкойоьрма ькарохкткоуЦ); -Молекулярный водород необходим для синтеза гидрогеназы, тогда как органические соединения практически не влияют на ее синтез (как у Шос1оЬас1ег $ркаего1с1е$у,

-Органический донор электронов вызывает репрессию синтеза гидрогеназы. Молекулярный водород не обязателен для синтеза гидрогеназы, однако его наличие приводит к индукции синтеза гидрогеназы (как у ШюйоЬаШг сарт1сйи.8)\

-Синтез гидрогеназы происходит конститутивно. Органические кислоты, тиосульфат и молекулярный водород не оказывают действия на ее синтез (как у ТЫосарэа гозеорешыпа).

Определены оптимальные условия для синтеза нитрогеназы пурпурными бактериями (лимитирование источником азота, насыщение светом, оптимальные рН и темйература). Показано, что регуляция активности нитрогеназы, осуществляемая путем АДФ-рибозилирования Ре-

белка нитрогеназы у Rb. capsulaîus и Е. shaposhnikovii, определяется доступностью азота. С увеличением степени лимитирования культур азотом (причем как аммонийным, Так и N2, и глутаматом) содержание активной формы нитрогеназы возрастает. Обнаружено, что оптимальные значения рН и температуры для нитрогеназной активности клеток зависят не только от вида бактерии, но й от условий ее выращивания. При изменении рН или температуры культивирования Rb. capsulaîus и Anabaena variabilis изменялись не только оптимальные рН и температура для проявления нитрогеназной активности клеток, но и световые характеристики культур.

Обнаружено, что Rb. capsulaîus способна, в дополнение к нитрогеназе, содержащей Mo в активном центре, к синтезу альтернативной нитрогеназы, не содержащей ни Mo, ни V, тогда как Rb. sphaeroides такой способностью не обладает. Впервые показано, что в условиях избытка N2 Rb. capsulaîus на одну молекулу поглощенного N2 образует 1 молекулу Нг независимо от того, синтезирует эта» бактерия НГ-1 или НГ-3. Однако в условиях пониженного содержания молекулярного азота культуры этой бактерии образуют значительно больше Н2 когда синтезируют НГ-3. Установлены закономерности и особенности кинетического механизма функционирования НГ-1 и НГ-3.

Впервые установлено, что азотфиксирующие культуры Rb. capsulaîus и A. variabilis, синтезирующие альтернативные нитрогеназы, приобретают способность к росту при более щелочных рН, чем культуры, синтезирующие Мо-нитрогеназу.

Практическая ценность работы

Разработанная методологий управляемого культивирования фототрофных микроорганизмов, а #акже фотобиореакторы и алгоритмы управления процессом культивирования могут быть использованы в

лабораторных исследованиях фототрофных бактерий при изучении не только метаболизма водорода и азота, но также метаболизма других элементов и соединений. Особенно полезны они могут быть при исследованиях, где необходимо вести количественный учет поглощенной энергии света.

Полученные данные о ростовых характеристиках изученных фототрофных бактерий могут явиться основой для разработки регламентов их промышленного культивирования. На основе данных материально-энергетического баланса роста КЬ. сараиШт возможно предсказание продуктивности и эффективности использования света этой пурпурной бактерией в зависимости от плотности культур, интенсивности освещения и конфигурации фотобиореактора.

Проведена оценка возможности использования пурпурных бактерий в системах преобразования солнечной энергии в энергию молекулярного водорода. Разработаны лабораторные установки, позволяющие одновременно с очисткой сточных вод от органических соединений на свету образовывать Н2.

Определены условия, в которых ЯЬ. sphaeroid.es способна к накоплению полигидроксибутирата до 42% от веса сухой биомассы, что позволяет рекомендовать эту бактерию для дальнейших исследований синтеза полигидроксибутирата пурпурными бактериями.

Апробация работы

Основные результаты работы были доложены на всесоюзных и международных симпозиумах, конференциях, совещаниях и съездах, в том числе: на 6, 8 и 9 Баховских коллоквиумах по азотфиксации (Тбилиси, 1983; Кобулети, 1988; Москва, 1995), Всесоюзной конференции "Анаэробные микроорганизмы" (Пущино, 1982), Симпозиуме ФЕМО "Регуляция микробного метаболизма факторами внешней среды (Пущино,

1983), Международных Симпозиумах по молекулярной биологии гидрогеназ (Сегед, Венгрия, 1985; Монпелье, Франция, 1997), 3 и 4 Всесоюзной конференции "Биосинтез ферментов микроорганизмами" (Кобулети, 1986; Ташкент 1988), 4 Всесоюзной конференции "Управляемое культивирование микроорганизмов (Пущино, 1986), на Всесоюзной конференции "Биофизика микробный популяций" (Красноярск, 1987), 6 Международной конференции по прикладной альгологии (Чешски Будейовицы, Чешская Республика, 1993), 2 Европейском рабочем совещании по прикладной альгологии (Потсдам, Германия, 1995), на 10 Международном Конгрессе по азотфиксации (Санкт-Петербург, 1995), на 10 Международном Конгрессе по фотосинтезу (Монпелье, Франция, 1995).

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, описания объектов и методов исследования, пяти глав экспериментальной части с изложением результатов работы и их обсуждения, общего заключения, основных выводов и списка цитируемой литературы. Материалы диссертации изложены на 280 стр машинописного текста, включают 73 рисунка и 45 таблиц. Список литературы включает 380 наименований.

Публикации

По результатам исследований опубликовано 50 работ и получено 3 авторских свидетельства СССР и патента РФ.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Цыганков, Анатолий Анатольевич

Выводы

1. Разработана методология управляемого непрерывного культивирования фототрофных микроорганизмов. Созданы новые типы фотобиореакторов для интенсивногд лабораторного культивирования фототрофных микроорганизмов и программно-управляемые комплексы управления процессом культивирования. Предложен простой эмпирический критерий сравнения производительности фотобиореакторов разных конструкций.

2. Определены ростовые характеристики ряда пурпурных бактерий (скорости роста, эффективность использования энергии света и лактата, выходы по использованию органических и минеральных соединений) в разных условиях роста. Показано, что культуры ЯЬ. саряиШт адаптируются не только к средней интенсивности света, но реагируют и на неравномерность светового поля в культуре. Обнаружено, что одновременное присутствие Н2 и лактата может приводить к увеличению эффективности использования этих доноров электронов или подавлять рост пурпурных бактерий, в зависимости от наличия углекислоты и вида бактерии.

3. Проведено сравнительное изучение влияния ряда факторов (рН, 1:°С, интенсивность света, тип питания, источник азота) на синтез гидрогеназ пурпурными бактериями. Основным фактором, определяющим синтез гидрогеназ пурпурными бактериями, является доступность донора электронов, причем у разных пурпурных бактерий наблюдается индукция синтеза молекулярным водородом и/йли репрессия синтеза органическими донорами электронов в различных комбинациях.

4. Определены оптимальные условия для синтеза нитрогеназы пурпурными бактериями (лимитирование источником азота, насыщение светом, оптимальные рН и температура). Обнаружено, что нитрогеназная система Rb. capsulatus и гетероцистной цианобактерии A. variabilis адаптируется к изменению рН и температуры культивирования таким образом, чтобы проявлять максимальную активность в заданных условиях культивирования.

5. Регуляция активности нитрогеназы, осуществляемая путем АДФ-рибозилирования Fe-белка нитрогеказы у Rb. capsulatus и Ect. shaposhnikovii, определяется доступностью азота. С увеличением степени лимитирования культур азотом (причем как аммонийным, так и N2, и глутаматом) содержание дерибозилированной (активной) формы нитрогеназы возрастает.

6. Rb. capsulatus способна, в дополнение к нитрогеназе, содержащей Мо в активном центре, к синтезу альтернативной нитрогеназы, не Содержащей ни Мо, ни V, тогда как Rb. sphaeroides такой способностью не обладает. Азотфиксирующие культуры Rb. capsulatus и A. variabilis, синтезирующие альтернативные нитрогеназы, приобретают способность к росту при более щелочных рН, чем культуры, синтезирующие Мо-нитрогеназу.

7. Лимитированные аммонием хемостатные культуры Rb. capsulatus способны образовывать Н2 в фотОбиореакторе со скоростью до 100 мл/час/л суспензии. Основными факторами, ограничивающими скорость образования И2, являются доступность лактата, светообеспечение и концентрация Н2 в газовой фазе.

8. Цианобактерии A. variabilis и A. azollae образуют Н2 в лабораторном фотобиореакторе со скоростью до 13 мл/час/л суспензии (отсутствие N2 и СОг, низкое р02, насыщающий свет). Снижение образования Н2 при повышении Оз обусловлено увеличением скорости поглощения Н2 за счет действия водородпоглощающей гидрогеназы, но не ингибированием нитрогеназной активности кислородом.

9. Разработан метод иммобилизации фототрофных микроорганизмов на пористом стекле и показано, что этот метод применим к широкому спектру фототрофных микроорганизмов. Иммобилизованные на пористом стекле клетки Rb. sphaeroides способны выделять Н2 более 900 часов, причем скорость этого процесса в оптимальных условиях может достигать 3,5 л/час/л носителя. Показана возможность одновременной очистки сточных вод молочного комбината от органических соединений и образования Н2.

10. Rb. sphaeroides RV способна к накоплению полигидроксибутирата в значительной (до 42% от веса сухой биомассы) количестве. Увеличение рН выше оптимального значения для роста приводит к повышению содержаний полигидроксибутирата в клетках. Показано, что накопление полигидроксибутирата и фотообразование Н2 -конкурирующие процессы и в условиях недостатка азота происходит преимущественное образование Н2.

Настоящая работа выполнена в лаборатории биохимии и биотехнологии фототрофных микроорганизмов Института почвоведения и фотосинтеза РАН. Автор искренне благодарит руководителя этой лаборатории проф. Гоготова Ивана Николаевича за постоянный интерес к данной работе и высочайшую требовательность. В проведении экспериментов принимали участие сотрудники лаборатории - к.б.н. Л.Г. Васильева, к.б.н. H.A. Зорин, к.б.н. Т.В. Лауринавичене, к.б.н. Л.Т. Серебрякова, стажер A.C. Федоров, к.б.н. А.Ф. Якунин, инж. В.Е.Букатин, которым автор выражает глубокую искреннюю благодарность. У истоков данной работы стояла академик РАН Елена Николаевна Кондратьева.

Часть экспериментов проводилась в Королевском колледже Лондона (Великобритания) и в Национальном институте биологических наук и проблем человека (Цукуба, Япония). Автор глубоко признателен проф. Дэвиду Холлу и Др. Джуну Мияки за предоставление возможности исследований в их лабораториях.

Автор особенно признателен кф.-м.н. И.Г. Цыганковой и к.б.н. Т.В. Лауринавичене за постоянную заботу и моральную поддержку.

6.5. Заключение

Наши исследования показали, что культуры Rb. capsulatus, росшие при разных концентрациях аммония в подаваемой среде, обладали неодинаковой нитрогеназной активностью, т.е. имели разное физиологическое состояние (рис. 52). В этих условиях (за исключением точки с 8 мМ (NH4)2S04) ни лактат, ни свет не лимитировал культуры. Аналогичные данные были получень! в отношении Rb. sphaeroides (Fascetti and Todini, 1995). Одно из возможных объяснений такого отклонения от теории непрерывного культивирования может заключаться в том, что культуры, выросшие при разных входных концентрациях аммония, росли к тому же и в разном световом поле. При более высокой концентрации клеток возрастала неоднородность светового поля, в котором росли бактерии. Нами было показано, что клетки, выросшие при одной степени лимитирования светом, но при разном его распределении, отличались составом фотосинтетического аппарата (рис. 18) и рядом других характеристик.

Таким образом, для повышения скорости образования Н2 в расчете на единицу объема без потери удельной нитрогеназной активности необходимо культивировать пурпурные бактерии в равномерном световом поле. Однако для этого необходимо создание принципиально новых ФБР.

Нами обнаружено, что скорость фотообразования Н2 растущими культурами зависит от концентраций Н2 и возрастает при его снижении. Возможно несколько объяснений этому явлению. Одно из них основано на предположении, что при повышенной концентрации Н2 этот газ поглощается с большей скоростью присутствующей в клетках водородпоглощающей гидрогеназой. Однако, учитывая очень низкий Кт у этого фермента (ниже 10" М, Серебрякова и др., 1984), трудно предположить, что даже при высокой скорости протока аргона через ФБР и содержании Н2 1,6% в газовой фазе реакция поглощения Н2, катализируемая гидрогеназой, лимитировалась концентрацией Н2. Кроме того, концентрация Н2 внутри клеток вряд ли значительно изменялась при разных скоростях подачи аргона.

Другое возможное объяснение, основанное на том, что Н2 ингибирует саму реакцию образования Н2, катализируемую нитрогеназой, также маловероятно. Препараты нитрогеназы из хемотрофных бактерий не ингибировались водородом (Hwang et al., 1973).

Ингибирование образования Н2 в 100% атмосфере водорода наблюдали при инкубации Rb. sphaeroides (Sasikala et al., 1990). Однако 10% H2 таким действием не обладал. Фотообразование Н2 R. nbrum не изменялось при увеличении давления газовой фазы до 2 бар (Zurrer and Bachofen, 1982). Ингибирования фотообразования Н2 покоящимися клетками Rb. capsulatus не наблюдали в атмосфере 99% Н2+1% С02 (Hillmer and Gest, 1977а). Следует отметить, что С02 значительно увеличивало скорость фотообразования Н2 Rb. capsulatus (Khanna et al., 1980). Возможно, соотношение H2 и С02 в газовой фазе влияет на проявление ингибирующего эффекта по отношению к фотообразованию Н2. Однако для проверки этого предположения и выявления участка метаболизма, на котором и происходит ингибирование, требуются дальнейшие исследования.

С практической точки зрения, для оценки важности возрастания скорости фотообразования Н2 при понижении его концентрации, необходимо сравнивать энергетическук) ценность Н2, образуемого при его разных парциальных давлениях (Bolton, 1996). Можно подсчитать, что без пропускания аргона через ФБР, Rb. capsulatus образовывала энергию в виде Н2 со скоростью 832; при потоке аргона 10 мл/мин - 913; а при потоке аргона 100 мл/мин - 983 кДж/л/ч. Учитывая неизбежные дополнительные потери энергии при разделении аргона и Н2, следует отметить, что обнаруженный нами эффект ингибирования фотообразования Н2 вряд ли имеет существенное практическое значение.

В наших экспериментах по образованию Н2 непрерывными культурами Rb. capsulatus получены более высокие скорости, чем описаны в литературе (около 80 мл/ч/л суспензии). Близкие (меньшие на 30%) скорости получены и для Rb. sphaeraides на основе использования более сложного двухстадийного хемостата (Fascetti and Todini, 1995). По-видимому, это обусловлено меньшей гетерогенностью светового поля в разработанном нами ФБР по сравнению с другими ФБР, описанными в литературе.

Непрерывные культуры в условиях наибольшей скорости фотообразования Н2 использовали около 80% подаваемого лактата, причем лишь около 30% расходовалось на образование Н2, тогда как остальная часть потреблялась культурами для синтеза биомассы. В то же время иммобилизованные культуры использовали до 75% органического донора электронов для образования Н2. Скорость фотообразования Н2 иммобилизованными (до 3,6 л Н2/ч/л пористого стекла) на пористом стекле пурпурными бактериями также была значительно выше, чем у суспензионных культур. Следует отметить, что в литературе встречаются сообщения об образовании Н2 иммобилизованными культурами пурпурных бактерий со скоростями в диапазоне 0,016-0,3 л/ч/л носителя (Vincenzini et al., 1982а; b; 1986; Francou and Vignais, 1984; Zurrer and Bachofen, 1985), т.е. максимальные значения скорости Образования Н2 иммобилизованными культурами также превышают максимальное значение образования Н2 суспензионными культурами (0,18 л/ч/л суспензии, (Zurrer and Bachofen, 1982)).

Иммобилизация обычно повышает стабильность образования Н2. Суспензионные периодические культуры снижали скорость образования Н2 уже через сутки инкубирования (Vincenzini et al., 1982b; Sasikala et al., 1990; Mao et al., 1986). ФБР с иммобилизованными культурами также снижали скорость образования Н2, но это замедление наступало на 5 (Vincenzini et al., 1982b), или на 16 сутки (Francou and Vignais, 1984) инкубирования. Вместе с тем непрерывные суспензионные культуры не имеют принципиальных ограничений в длительности функционирования. Как показывают наши исследования, использование проточного режима для непрерывной подачи среды позволяет иммобилизованным культурам также длительно выделять Н2 с неизменной скоростью.

Таким образом, иммобилизованные клетки пурпурных бактерий более перспективны для возможного использования в системах преобразования энергии света в энергию Н2 вследствие больших удельных скоростей и высокой эффективности использования органических соединений. Разработанный нами метод иммобилизации на пористом стекле оказался весьма полезен при создании ФБР. Режим с использованием непрерывного протока позволяет поддерживать пурпурные бактерии в активном состоянии достаточно долго. Подача в

ФБР сточных вод позволяет наряду с преобразованием энергии света в Н2 очищать сточные воды от органических соединений.

Использование цианобактерий в системах биологического преобразования энергии света в энергию Н2 весьма привлекательно в связи с тем, что они не требуют восстановленных соединений для этого процесса. Нами впервые показано, что цианобактериями в объеме около 5 л возможно фотообразование Н2 с той же скоростью, что и в тестовых измерениях, использующих до 2 г!л клеток. Выявлено, что удельная нитрогеназная активность клетЬк определяется в основном светообеспечением кулмур и оптимальное освещение растущих культур позволяет получить высокую удельную нитрогеназную активность при концентрации до 14 мкг Chi а/мл суспензии.

Известно, что фотообразование Н2 гетероцистными цианобактериями ингибируется кислородом (Jones and Bishop, 1976; Кондратьева, Гоготов, 1981; Boichenko and Hoffmann, 1994). Считается, что это обусловлено ингибированием нитрогеназной активности в присутствии кислорода. Нам впервые удалось показать, что фотообразование Н2 гетероцистными цианобактериями подавляется при повышенном содержании кислорода за счет ускорения поглощения Н2 гидрогеназой, но не за счет ингибирования нитрогеназной активности.

Таким образом, в результате наших исследований проведена оценка возможности использования фототрофных бактерий в практических целях. Исследованы системы биологического преобразования солнечной энергии в энергию молекулярного водорода. На основе сравнительного анализа сделано заключение о перспективности использования иммобилизованных на пористом стекле пурпурных бактерий в системах очистки сточных вод с одновременным получением Н2. Подобраны условия, позволяющие масштабировать процесс получения Н2 с помощью цианобакгерий от миллилитровых объемов суспензий до 5 литров без потери удельной активности. Показано, что гидрогеназа цианобактерий вносит существенный вклад в снижение скорости фотообразования Н2, который больше всего проявляется при повышении содержания растворенного кислорода. Изучена возможность получения ПГБ с помощью пурпурной бактерии ЯЬ. зркаегоьйен ЯУ. Показано, что в зависимости от рН культивирования содержание ПГБ в клетках КЪ. $ркаего1с1е8 ЯУ может превышать 40%.

Общее заключение

Анализ литературных и собственных данных позволяет заключить, что чаще всего производительность ФБР при использовании самых разных фототрофных микроорганизмов ограничивается недостатком света. Таким образом, конструктивные особенности ФБР, определяющие светообеспечение культур, являются важнейшими характеристиками при интенсивном культивировании.

Разработанный нами ФБР на основе коаксиальных цилиндров (рис. 4) обладает высокой производительностью и может быть рекомендован для лабораторных исследований потенциальных возможностей культур фототрофных микроорганизмов. Производительность, полученная нами для Rb. capsulatus (до 0,4 г/л/ч), значительно превышает максимально известные для пурпурных бактерий (0,26 г/л/ч для R. rubrum, (Zurrer and Bachofen, 1982)), а также цианобактерий и микроводорослей (0,115 г/л/ч для P. cruentum (Lee and Bazin, 1990)). Прямое сравнение различных ФБР также показало большие возможности этого ФБР.

Для сравнения светообеспечения культур в различных ФБР в настоящее время широко используется такой параметр как отношение его освещаемой поверхности к объему Действительно, теоретическое рассмотрение роста светолимитированных культур приводит к выводу, что скорость роста культур прямо пропорциональна (см. уравнение 5, глава

Sf

2). В этом смысле — аналогичен крйтерию Кьа для культур хемотрофных микроорганизмов, растущих при лимитировании кислородом, поскольку характеризует скорость поступления лимитирующего фактора в культуральную суспензию (Печуркин, 1978). Однако экспериментальные данные свидетельствуют о том, что производительность ФБР не имеет линейной зависимости от отношения поверхности к объему (табл. 5), а с большей точностью пропорциональна —. Физиологический смысл такой зависимости, по-видимому, заключается в том, что при лимитировании светом интенсивные культуры растут и в условиях большой неоднородности светового поля. В этих условиях у культур снижается эффективность использования света (см. табл. 14; 15), что и проявляется в более нелинейной зависимости производительности от отношения е. поверхности к объему. Деление — на толщину слоя суспензии позволяет эмпирически подобрать критерий, который с большей точностью пропорционален производительности ФБР.

Использование ФБР совместно с программно-управляемыми комплексами культивирования позволяет реализовать любые режимы культивирования, необходимые для изучения физиологических особенностей фототрофных микроорганизмов.

Нами обнаружено, что Е&. ькароъкткоуп способна расти в фотогетеротрофных условиях со скоростью 0,52 ч"1. Это значение уже близко к скоростям роста быстрорастущих хемотрофных микроорганизмов (Стейниер и др., 1979). Таким образом, можно полагать, что промышленное культивирование фототрофных микроорганизмов и, в частности, пурпурных бактерий, может достигать таких же скоростей процесса (а при оптимальной конфигурации ФБР, и производительности), что и при культивировании хемотрофных микроорганизмов. Однако, необходим дальнейший поиск видов пурпурных бактерий с высокой скоростью роста, а также дальнейшее усовершенствование ФБР.

Простота вычислений поглощенной световой энергии пурпурными бактериями в разработанном нами ФБР позволила определить количество световой энергии, необходимое для синтеза биомассы ЯЬ. саряиШш при разных режимах освещения. Теоретическое рассмотрение баланса масс и энергий при росте пурпурных бактерий в фотогетеротрофных условиях показывает, что энергия, запасенная й биомассе, в точности равна энергии, содержащейся в потребленном лакТате (Tsygankov and Laurinavichene, 1996). Хемотрофные микроорганизмы используют энергию органических соединений менее эффективно (Иванов, 1981). Следует, однако, заметить, что эффективность использования энергии света и лактата пурпурными бактериями не превышает 30% (Tsygankov and Laurinavichene, 1996). Зеленые микроводоросли при росте в фотомиксотрофных условиях на свету с глюкозой использовали энергию света и глюкозы с эффективностью, достигающей 45% (Aiba, 1982). Таким образом, использование световой энергии для синтеза кормового белка позволит создать более эффективные технологические процессы, обладающие и меньшей экологической вредностью. Однако плотные культуры пурпурных бактерий используют энергию света менее эффективно вследствие значительной неоднородности светового поля в культурах (Tsygankov and Laurinavichene, 1996). Поэтому для реализации интенсивных культур фототрофных микроорганизмов, эффективно преобразующих световую энергию, необходимы дальнейшие исследования механизмов, снижающих эффективность использования света.

Рост культур Rb. capsulatus в присутствии лактата и водорода при одновременном их лимитировании, значительно эффективнее, чем рост на каждом из этих субстратов (табл. 16). Однако, одновременное наличие избытка лактата и водорода не ускоряло рост R. rubrum и R. fulvum (рис. 21). Возможно, это обусловлено видовыми различиями изучаемых бактерий. Удаление углекислоты из среды при наличии лактата и водорода подавляло рост R. rubrum и R. fulvum. Физиологически это может быть объяснено избытком восстановителя в ростовой среде. Однако внутриклеточный механизм "водородного эффекта" не ясен. Из наших исследований следует, что внутриклеточный пул пиридиннуклеотидов и

АТФ не ответственны за это явление. Само наличие "водородного эффекта" свидетельствует о том, что одновременное наличие водорода, органической кислоты и отсутствие углекислоты редко встречается в местах обитания R. rubrum и R. fulvum и не является критерием конкуренции видов.

Физиологическая роль гидрогеназы у изученных нами пурпурных бактерий - это поглощение экзогенного или образуемого за счет действия нитрогеназы водорода. Нами показано, что Rb. capsulatus BIO, St. Louis имеют одинаковый механизм регуляции синтеза гидрогеназы: репрессия синтеза органическими донорами электронов и индукции синтеза молекулярным водородом, причем Н2 не обязателен для синтеза. Изученные нами штаммы близкородственного вида Rb. sphaeroides (2R, GL-1 и RV) также проявляли одинаковый механизм регуляции синтеза гидрогеназы, который отличался о* Rb. capsulatus: Н2 необходим для синтеза гидрогеназы и в его присутствии органические соединения незначительно репрессировали синтез лишь при очень высокой концентрации. Вероятно, различие механизмов регуляции синтеза гидрогеназ может служить дополнительным таксономическим признаком отличающим эти виды.

Интересно понять физиологический смысл различных принципов регуляции синтеза гидрогеназ, реализующихся у пурпурных бактерий. Все изученные нами пурпурные бактерии быстрее всего растут в фотогетеротрофных условиях. Rb. capsulatus быстрее других растет в фотоавтотрофных условиях с использованием Н2 (табл. 6). По-видимому, для того, чтобы реализовать свои преимущества перед другими пурпурными бактериями сразу же после исчерпания в среде обитания органических соединений, синтез гидрогеназы ею происходит при лимитировании культур органический донором электрона, а при появлении Н2 дополнительно синтезируются еще большие количества гидрогеназы.

Rb. sphaeroides растет в фотоавтотрофных условиях медленнее, причем способность к фотоавтотрофному росту с использованием Н2 показана не для всех штаммов (Weaver et al., 1975). Очевидно, гидрогеназа в большей степени предназначена для рециклизации молекулярного водорода, образующегося в процессе азотфиксации, чем для фотоавтотрофного роста, при котором она значительно проигрывает Rb. capsulatus. Вероятно, в условиях обитания этого вида необходимость чисто фотоавтотрофного роста появляется редко и кратковременно. Ect. shaposhnikovii 1К способна расти в фотавтотрофных условиях с использованием Н2, однако с очень невысокой скоростью (Гоготов, Кондратьева, 1969). Учитывая ее высокую скорость роста в фотогетеротрофных условиях и низкую гидрогеназную активность, можно предполагать, что при недостатке органических доноров электронов эта бактерия синтезирует гидрогеназу скорее для поддержания жизнеспособности в периоды отсутствия тиосульфата, сульфида и других восстановленных соединений серы, а также органических кислот. Кроме того, способность к рециклизации водорода при азотфиксации может дать ей дополнительные преимущества при конкуренции с другими видами в местах обитания.

Способность Rb. capsulatus к синтезу альтернативной нитрогеназы, не содержащей ни Мо, ни V, дает ей возможность развиваться в условиях недостатка связанных форм азота в местах где отсутствует молибден. Однако физиологическое значение способности расти на безмолибденовых средах при более щелочных рН не совсем ясно. Возможно, места обитания без молибдена могут характеризоваться и повышенным рН. Следует отметить, что обнаружение измейения доступного рН для роста в азотфиксирующих условиях без молибдена оказалось возможным лишь благодаря использованию управляемого культивирования пурпурных бактерий.

В наших исследованиях показано, что изменение активности нитрогеназы в клетках путем АДФ-рибозилирования определяется доступностью азота внутри клеток. При большей доступности азота происходит АДФ-рибозилирование ^е-белка нитрогеназы и активность падает. До недавнего времени АДФ-рибозилирование нитрогеназы считалось основной причиной быс£рого и обратимого ингибирования нитрогеназной активности аммонием (эффект выключения аммонием) (Ludden and Roberts, 1989), который был обнаружен у многих пурпурных бактерий (Zumft and Castillo, 1978; Кондратьева, Гоготов, 1981). Однако к настоящему времени накопилось немало свидетельств, что АДФ-рибозилирование и эффект выключения нитрогеназы у Rb. capsulatus не связаны, а представляют два независимых механизма регуляции нитрогеназной активности. В ответ на импульсное добавление аммония кинетика эффекта выключения нитрогеназы и АДФ-рибозилирования не совпадали (Якунин и др., 1995). Мутант nifH этой бактерии, у которого частично сохранялась нитрогеназная активность, но целевая для АДФ-рибозилирования аминокислота (аргинин в 101 положении Fe-белка нитрогеназы) была заменена, не был способен к АДФ-рибозилированию, но проявлял эффект выключения (Pierrard et al., 1993). Таким образом, физиологическое значение регуляцйи нитрогеназной активности клеток АДФ-рибозилированием не совсем понятно. Предполагается, что АДФ-рибозилированная форма нитрогеназы является начальным этапом в протеолизе этого белка в условиях избытка связанного азота (Якунин и др., 1987). Однако эта гипотеза до сих пор не имеет достаточного экспериментального подтверждения.

Результаты, полученные при изучении физиологических особенностей регуляции синтеза гидрогеназ и нитрогеназ пурпурными бактериями, были использованы нами при оценке возможности образования Н2 непрерывными Ш иммобилизованными культурами пурпурных бактерий. С использованием разработанных методов управляемого культивирования показано, что скорость фотообразования Н2 может достигать 0,1 л/ч/л для суспензионных культур и 3,5 л/ч/л матрицы для иммобилизовнных культур пурпурных бактерий и выявлены основные факторы, влияющие на отклонение реальной скорости фотообразования водорода в ФБР от потенциальной. Следует отметить, что тщательный контроль условий для образования водорода позволил достичь наиболее высоких скоростей этого процесса из описанных в литературе. Использование проточного режима для иммобилизованных культур показало возможность длительного функционирования ФБР без потери скорости процесса.

Таким образом, рассмотренный комплекс задач позволяет заключить, что применение разработанной методологии управляемого культивирования оказалось весьма продуктивным при изучении метаболизма водорода и азотфиксацйи у пурпурных бактерий. Очевидны также возможности применения управляемого непрерывного культивирования для изучения других особенностей метаболизма фототрофных микроорганизмов. Полученные результаты дают основу для разработки систем биоконверсии солнечной энергии в богатую белком биомассу, энергию Н2 и полигидроксйбутират.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Цыганков, Анатолий Анатольевич, 1997 год

Литература

1. Альбицкая О.Н., Силакова Г.Е., Горюнова О.И., Михайлина Л.И. К вопросу о методике непрерывного культивирования спирулины. // В сб.: Мат. 7 Всес. раб. сов. по вопр. круговорота в-в в природе. Киев: Наукова Думка. 1972. С.34

2. Аракельян В.В., Зайцева А.Д., Саркисянц JI.C. Информационно-измерительная подсистема в автоматизированной системе управления микробиологическим экспериментом (АСУМЭ). // В сб.: Биотехн. Биоинж. т.З. Рига: Зинатне. 1978. С.9

3. Асатиани B.C. Ферментные методы анализа. // М.: Наука. 1969. С.186-190

4. Белянин В.Н., Вопилова JI.B. Потенциальные скорости и эффективности биоконверсии света низшими фотдавтотрофными организмами. // В кн.: Фототрофные микроорганизмы. (Гоготов И.Н. -ред). Пущино: ОНТИ НЦБИ. 1988. С. 121-124.

5. Богоров JI.B. О свойствах Thiocapsa roseopersicina штамм BBS, выделенного из эстуария Белого Моря. // Микробиология. 1974. Т.43, С. 326-330

6. Валеев Р.И., Мухачев С.Г., Енйкеев Ш.Г., Бикмурзин P.A. ЭВМ-контроль процессом культивирования микроорганизмов. // В сб.: Биотехнология и биоинженерия. 1978. т.З. Рига: Зинатне. С.26

7. Варфоломеев С.Д., Бачурин С.О., Осипов И.В., Алиев К.В., Березин И.В., Кабанов B.JI. Биоэлектрокатализ: Перенос электрона на активный центр фермента - полупроводниковая матрица. // Докл. АН СССР. 1978. Т. 239. С. 348-355.

8. Васильева Л.Г., Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Регуляция биосинтеза гидрогеназы у Rhodobacter sphaeroides. II Микробиология. 1988. Т.57, С.5-10.

9. Васильева Л.Г., Цыганков A.A. РОст Ectothiorhodospira shaposhnikovii и катаболитная репрессия синтеза гидрогеназы. // Микробиология. 1989. Т.. 58, С.693-697.

Ю.Владимирова М.Г., Таутс М.И., Феоктистова О.И., Семененко В.Е. Некоторые физиологические особенности водорослей Chlorella в связи с их длительным интенсивным культивированием. //В кн.: Изучение интенсивной культуры водорослей. Докл. 3 коорд. Сов. по пробл. н-т. сотр СЭВ. Прага: Микроб. Инст. ЧСАН. 1965. С. 118-136.

11.Гоготов И.Н., Кондратьева E.H. Об условиях образования водорода Rhodopseudomonas sp. //Изв. АН СССР. Сер. биол. 1969. Т.1. С.161-165.

12.Гоготов И.Н. Перспективы использования азотфиксирующих фототрофных бактерий в биотехнологии. // В кн.: Фототрофные микроорганизмы. (Гоготов И.Н. -ред). Пущино: ОНТИ НЦБИ. 1988. С.95-107.

13.Гоготов И.Н., Глинский В.П. Сравнительное исследование азотфиксации у пурпурных бактерий. // Микробиология. 1973. Т.42, С.983-986

14.Гоготов И.Н., Зорин H.A., Богоров JI.B. Метаболизм водорода и способность к азотфиксации у Thiocapsa roseopersicina. II Микробиология. 1974. Т.43, С. 5-10.

15. Громов Г.Р., Ширшиков Н.В., Литвиненко JI.A. Лабораторный аппаратно-программный комплекс ферментер-ЭВМ "Альфа-60". Препринт. 1983. Пущино: ОНТИ НЦБИ. 16С.

16.Жаворонков В.А., Зыков Д.К. Аппарат для культивирования фотосинтезирующих микроорганизмов. // Бюлл. Откр. и изобр. 1985, N 20, Авт. свид. N 1158573 МЕСИ4 С12ш 1/100

17.Жаворонков В.А., Кустова H.A., Миронова Т.Н. Культивирование микроводорослей в условиях повышенной освещенности в аппаратах конструкции МИХМ. // В кн.: 4 Всес. Конф. Управляемое культивирование микроорганизмов. Тезисы Докл. ОНТИ НЦБИ Пущино, 1986а С. 114

18.Жаворонков В.А., Махоткина Т.А., Макеев П.П. Культивирование фотосинтезирующих серобактерий в аппаратах конструкции МИХМ. // В кн.: 4 Всес. Конф. Управляемое культивирование микроорганизмов. Тезисы Докл. ОНТИ НЦБИ Пущийо. 19866. С. 113

19. Зорин H.A., Гоготов И.Н. Гйдрогеназная активность Thiocapsa roseopersicina по реакции обмена D2-H2O. // Биохимия. 1975. Т.60, С.192-195

20.3орин H.A., Гоготов И.Н., Койдратьева E.H. Очистка и свойства гидрогеназы из фототрофной бактерии Thiocapsa roseopersicina II Биохимия. 1976. Т.41. С.836-842

21.Зорин H.A., Пашкова О.Н., ГоготЬв И.Н. Выделение и характеристика двух форм гидрогеназы Thiocapsa roseopersicina. II Биохимия. 1995. Т.60, С.515-522.

22.Иванов В.Н. Энергетика роста микроорганизмов. // Киев: Наукова Думка. 1981.139С.

23.Инге-Вечтомов С.Г. Введение в Молекулярную генетику. // М: Высш. шк. 1983. 344С.

24. Казанцев А.П., Цыганков A.A. Установка для непрерывного культивирования фототрофных микроорганизмов с системой

автоматического управления на основе программируемого калькулятора 15ВСМ-5. // В сб.: Описания научных принципов устройства новых приборов и методики пользования ими. Аппаратура для культивирования микроорганизмой. Пущино: ОНТИНЦБИ. 1980. С. 1621

25.Киселев Г.Г., Никонов В.Н., Сорокина А.Б., Цыганков A.A. Автоматизированный комплекс программно-управляемого культивирования фототрофных микроорганизмов. // В сб.: Приборы для исследований в области физико-хИмической биологии и биотехнологии. Описания научных принципов устройства новых приборов и методики пользования ими. Пущино: ОНТИНЦБИ. 1986. С.69-76.

26.Кобаяши М., Йошида Т. Recycling of organic waste materials. // В кн.: Биоконверсия солнечной энергии. Матер. Межд. Симп. 1984. Пущино: ОНТИНЦБИ. С. 277-294

27. Ковров Б.Г., Штоль A.A. Аппарат для культивирования фотосинтезирующих микроорганизмов. Бюлл. Откр. и изобр. 1972. N 6. Авт. свид. N 306733 СССР МКИ С12Ь 1/10

28.Кондратьева E.H. Фотосинтезирующие микроорганизмы. // М.: Изд. АН СССР. 1963. 321С.

29.Кондратьева E.H. Фотосинтезирующие бактерии и бактериальный фотосинтез. // М: МГУ, 1972. 75С.

30.Кондратьева E.H. Систематическое положение и физиолого-биохимическое разнообразие фототрофных микроорганизмов. // В сб.: Фототрофныемикроорганизмы. Пущино: ОНТИНЦБИ. 1988. С.3-10.

31.Кондратьева E.H., Гоготов И.Н. Молекулярный водород в метаболизме микроорганизмов. М: Наука. 1981. 343С.

32.Кондратьева E.H., Максимова Й.В., Самуилов В.Д. Фототрофные микроорганизмы. //М: МГУ 1989.

33.Корыта И., Дворжак И., Богачкова В. // Электрохимия. М.: Мир. 1977. С.209

34.Кретович B.JI. Биохимия усвоенйя азота воздуха растениями. // М.: Наука. 1994. 168С.

35.Лауринавичене Т.В., Васильева Л.Г., Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Пурпурная несерная бактерия Rhiodobacter sphaeroides, выделенная из почвы рисового поля южного Вьетнама. // Микробиология. 1988. Т.57, С.810-815.

36.Лауринавичене Т.В., Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Сходства и различия альтернативной и Мо-содержащей нитрогеназ в клетках Rhodobacter capsulatus. //Микробиология. 1994. Т.30, С.389-395.

37.Лихтенштейн Г.И. Многоядерные окислительно-восстановительные металлоферменты //М.: Наука. 1979.

38.Лукашин A.B., Николаева Л.А., Задорин Н.И., Альбицкая О.Н.,Бородин М.Д. Самсонова Установка для культивирования фототрофных микроорганизмов Бюлл. Откр. и изобр. 1984. A.c. N 1083944 СССР МКИА016 31/02

39.Льюин Б. // Гены. М: Мир. 1987. 544С

40.Любимов В.И., Львов Н.П., Кирштейне Б.Э. Модификация микродиффузионного метода определения аммиака. // Прикл. Биохим. Микробиол. 1968. Т.4, С.120-121

41.Максимов В.Н. // Многофакторный эксперимент в биологии. М: Изд. МГУ. 1980. С.38.

42.Минкевич И.Г., Лысенко Л.Г., Кувшинников В.Д., Ерошин В.К. Исследование роста микроорганизмов на основе материально-энергетического баланса с использованием ЭВМ в режиме реального времени. // Acta Biotechnol. 1984. V. 4. Р.25-35

43.Миронов В.А. Технические задачи, структура и принципы реализации аппаратуры для микробиологического эксперимента. // В сб.: Описания научных принципов устройства новых приборов и методики пользования ими. Аппаратура длй культивирования микроорганизмов. 1980 Пущино: ОНТИНЦБИ. С. 3-15

44.Навашин С.М., Ромина И.П. // Рациональная антибиотикотерапия. М.: Медицина. 1982. 326С.

45.Нестеров Б.Ф., Вершков Д.С., Сйдоров Е.А., Миронов В.А. Развитие комплексов приборов и аппаратов для управляемого культивирования микроорганизмов. // В сб.: Тезисы докл. конф. "Основные проблемы создания приборов и средств автоматизации биологических исследований". 1975 Пущино: ОНТИНЦБИ. С. 15-18.

46.Перт С.Дж. Основы культивирования микроорганизмов и клеток. М.: Мир. 1978. 331С.

47.Пинчукова Е.Е., Варфоломеев С.Д., Кондратьева E.H. Выделение и изучение стабильности растворимой гидрогеназы из Alcaligenes eutrophusZA. //Биохимия. 1979. Т.44. Р.605.-615.

48.Ржетовский Р. Непрерывное культивирование водорослей. // В кн.: Непрерывное культивирование микроорганизмов. (Малек И., Фенцль 3. ред) М: Пищевая Промышленность. 1968 С.359-370

49.Серебрякова Л.Т., Зорин H.A., Гоготов И.Н. Выделение и свойства гидрогеназы из Rhodopseudomonäs capsulata // Биохимия. 1984. Т.49. С.1456-1462.

50.Серебрякова Л.Т., Зорин H.A., Гоготов И.Н. Влияние окислительно-восстановительного потенциала на активность гидрогеназ пурпурных бактерий. //Биохимия. 19846. Т.49, С.1316-1319.

51.Серебрякова Л.Т., Зорин H.A., Гоготов И.Н. Очистка и свойства гидрогеназы зеленой несерной бактерии Chloroflexus aurantiacus. II Биохимия. 1989. Т.55. С.372-380.

52.Стейниер Р., Эдельберг Э., Ингрэм Дж. Мир микробов. М.: Мир. 1979. Т.2. 334С.

53.Тхыок Н.Г., Кы Н.Т, Ким Д.Д., Хьен Д.Х.Ф. Первые результаты исследования Spirulina platensis (Gom) Geitl во Вьетнаме II Хидробиология 1980 Т. 10. С.62-6^.

54.Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Влияние температуры и pH среды на нитрогеназную и гидрогеназную активность у Rhodopseudomonas capsulata при азотфиксации. // Микробиология. 1982. т. 51, Т. 3, С.396-401.

55.Цыганков A.A., Павлова Е.А., Гоготов И.Н. Активность некоторых ферментов, участвующих в ме+аболизме Н2 у Rhodopseudomonas capsulata в зависимости от условйй роста культур. // Микробиология. 1982 т. 51, С.188-192.

56.Цыганков A.A., Якунин А.Ф., Гоготов И.Н. Гидрогеназная активность у Rhodopseudomonas capsulata при росте на органических средах. // Микробиология. 1982а. т. 51, С.533-537.

57.Цыганков A.A., Якунин А.Ф., Гоготов И.Н. Влияние р02 на рост, гидрогеназную и нитрогеназную активности клеток Rhodopseudomonas capsulata и Azotobacter vinelandii. И Микробиология. 1983. т. 52, С.543-547.

58.Цыганков A.A., Гоготов И.Н., Кондратьева E.H. Рост и синтез гидрогеназы Rhodopseudomonas capsulata при непрерывном культивировании. // Микробиология. 1984. т. 53, С.392-397.

59.Цыганков A.A., Букатин В.Е., Киселев Г.Г., Гоготов И.Н. Аппарат для культивирования фототрофных микроорганизмов. // Бюлл. изобр. 1989. N 42. Авт свид. N SU1521404 AI.

60.Цыганков A.A., Васильева Л.Г., Зорин H.A., Гоготов И.Н. Индукция синтеза гидрогеназы молекулярным водородом у Rhodobacter sphaeroides. //Микробиология. 19&9а. Т.58, С.544-548.

61.Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Получение биомассы пурпурных бактерий. //Прикл. биох. и микробиол. 1990. Т.26, С.819-824.

62.Цыганков A.A., Чан Ван Ни, Гоготов И.Н. Рост Anabaena variabilis в непрерывной культуре и адаптационные возможности ее нитрогеназной системы. //Микробиология. 1991. Т.60, С.853-859.

63.Цыганков A.A., Лауринавичене Т.В., Красильникова E.H., Гоготов И.Н. Водородный эффект у Rhodospirillum rubrum и Rhodospirillum fulvum. И Микробиология. 1992. Т.61, С.571-576.

64.Цыганков A.A., Букатин В.Е., Гоготов H.H. Аппарат для культивирования фототрофных микроорганизмов. // Бюлл. изобр. 1993. N 29. Авт свид. N SU1833128 A3. ;

65.Цыганков A.A., Букатин В.Е., Гречихин О.П. Устройство для культивирования фототрофных микроорганизмов. // Бюлл. изобр. 1993b. N 29. Авт свид. N SU1833129 A3.

66.Цыганков A.A., Лауринавичене Т.В. Рост и азотфиксация Rhodobacter capsulatus в присутствии Мо и без него. // Микробиология. 1993. Т.62, С.855-862.

67.Цыганков A.A., Лауринавичене Т.В. Зависимость роста и нитрогеназной активности от освещенности й pH у Rhodobacter capsulatus в присутствии и отсутствие Мо. // Мйкробиология. 1996. Т..65. С.499-504

68.Цыганков A.A., Лауринавичене Т.Ё., Гоготов И.Н., Асада И., Мияки Дж. Влияние света на нитрогеназную активность хемостатных культур Rhodobacter capsulatus. //Прикл. Биохим. Микробиол. 1997. Т..33, С.24-27

69.Цыганков A.A., Лауринавичене Т.В., Букатин В.Е., Гоготов И.Н., Холл Д.О. Получение биомассы гфи непрерывном культивировании Rhodobacter capsulatus в различнык фотобиореакторах // Прикл. Биохим. Микробиол. 1997. Т.ЗЗ, С.544-549

70.Штоль A.A., Мельников Е.С., Ковров Б.Г. Расчет и конструирование культиваторов для одноклеточных водорослей. 1976. Красноярск: Краен, книжн. изд. 96С.

71.Чан Ван Ни, Якунин А.Ф., Гоготов И.Н. Способность свободноживущей цианобактерии Anabaena azollae к синтезу нитрогеназ. // Докл. АН СССР. 1989. Т.309, С.1480-1482.

72.Якунин А.Ф., Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Регуляция двух форм нитрогеназы в непрерывной Культуре Rhodobacter capsulatus. Н Микробиология. 1987. Т.56, С.916-921

73.Якунин А.Ф., Цыганков A.A., ТроШина О.Ю., Гоготов И.Н. Синтез двух форм нитрогеназы и активность ферментов ассимиляции аммония в непрерывной культуре Ectothiorhodospira shaposhnikovii. // Докл. АН СССР. 1988. Т.ЗОО, С.1009-1012.

74.Якунин А.Ф., Цыганков A.A., Трошина О.Ю., Гоготов И.Н. Рост и нитрогеназная активность непрерывных культур Rhodobacter capsulatus и Rhodobacter sphaeroides в зависимости от наличия среде Mo, W и V. // Микробиология. 1991. Т.60, С.41-46.

75.Якунин А.Ф., Халленбек П., Журинавичене Т.В., Цыганков А.А., Гоготов И.Н. Модификация Fe-белка нитрогеназы Rb. capsulatus во время роста. // В сб. тезисоЬ 9 Баховского коллоквиума по азотфиксации. Пущино: ОНТИ ПНЦ РАН. 1995. С. 95.

76.Якунин А.Ф., Чан Ван Ни, Гоготов И.Н. Образование альтернативных нитрогеназ гетероцистной цианобйктерией Anabaena variabilis И Докл. АН СССР. 1989. Т. 307, С. 1269-1271.

77.Adams M.W. The structure and mechanism of iron-hydrogenases. // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V.1020. P.l 15-145.

78. Adams M.W. and Hall D.O. Purification of the membrane-bound hydrogenase of Escherichia coli. II Biochem. J. 1979a. V.183. P.l 1.-22.

79.Adams M.W. and Hall D.O. Properties of the solubilized membrane-bound hydrogenase from the photosynthetic bacterium Rhodospirillum rubrum. II Arch. Biochem. Biophys. 1979b. V.195. P.288.-299.

80.Adams M.W., Mortenson L.E., and Chen J.S. Hydrogenase. II Biochim. Biophys. Acta. 1980. V.594. P. 105-176.

81.Aiba S. Growth kinetics of photosynthetic microorganisms. // Adv. Biochem Eng. /Biotechnol. 1982. V.23. P.85-156.

82.Aiking, H. and Sojka, G.A. Responce of Rhodopseudomonas capsulata to illumination and growth rate in a light-limited continuous culture. // J. Bacterid. 1979. V.139. P.530-536.

83.Albracht S.P.J. Nickel hydrogenases: in search of the active site. // Biochim. Biophys. Acta. 1994. V. 1188. P. 167-204.

84.Allen M.B. and Arnon D.I. Studies on nitrogen-fixing blue-green algae. 1. Growth and nitrogen-fixation by Anabaena cilyndrica lemm. // Plant Physiology. 1955. V.30. P.366-372.

85.Arik Т., Gunduz U., Yucel M., Turker L., Sediroglu V., and Eroglu I.Photoproduction of hydrogen by Rhodobacter sphaeroides OUOOl. 11 In: Proc. 11 World Hydrogen Energy Conference. Shtuttgart. 1996. P.2417-2426.

86.Arp D.J. Rhizobium japonicum hydrogenase: purification to homogeneity from soybean nodules, and molecular characterization. // Arch. Biochem. Biophys. 1985. V.237. P.504-512.

87.Arp D.J. and Burns R.H. Purification and properties of the particulate hydrogenase from the bacteroids of soybean root nodules. // Biochim. Biophys. Acta. 1979. V.570. P.221-230.

88.Bader F.G. Analysis of double-siibstrate-limited growth. // Biotechnol. Bioeng. 1978. V.20. P. 183-202.

89.Basu R., Ramakrishnan S., Clausen E.C., and Gaddy J.L. Conversion of hydrogen-sulfide to elemental sulfur by Chlorobium thiosulfatophilum in a

cstr with a sulfur-settling separator. // Appl. Biochem. Biotechnol. 1994. V.45-6. P.499-508.

90.Berchtold M. and Bachofen R. Hydrogen production by cyanobacteria cultures selected for nitrogen fixatioti. // Arch. Microbiol. 1979. V.123. P.227-232.

91.Bergersen F.J. Physiological control of nitrogenase and uptake hydrogenase. // Stud. Plant Sci. 1991.

92.Bergey's Manual of Determinative Bacteriology Vllth Baltimore. The Williams Wilkins Co. 1974

93.Bernhard M., Schwartz E., Rietdorf J., and Friedrich B. The Alcaligenes eutrophus membrane-bound hydrogenase gene locus encodes functions involved in maturation and electron-transport coupling. // J. Bacterid. 1996. V.178. P.4522-4529.

94.Binder U., Maier T., and Bock A. Nickel incorporation into hydrogenase-3 from Escherichia coli requires the precursor form of the large subunit. // Arch. Microbiol. 1996. V.165. P.69-72.

95.Birkmann A., Zinoni F., Sawers G., and Bock A. Factors affecting transcriptional regulation of the formate-hydrogen-lyase pathway of Escherichia coli. II Arch. Microbiol. 1987. V.148. P.44-51.

96.Bishop P.E. A second nitrogen fixation system in Azotobacter vinelandii. II TIBS. 1986. V.ll. P.225-227.

97.Bishop P.E., Hawkins M.E., and Eady R.R. Nitrogen fixation in molybdenum-deficient continuous culture by a strain of Azotobacter vinelandii carrying a deletion of the structural genes for nitrogenase (wyHDK). // Biochem. J. 1986. V.238. P.437-442.

98.Bishop P.E., Jarlenski D.M.L., and Hetherington D.R. Evidence of an alternative nitrogen fixation system in Azotobacter vinelandii. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1980. V.77. P.7342-7346.

99.Bishop P.E., Jarlenski D.M.L., and Hetherington D.R. Expression of an alternative nitrogen fixation system in Azotobacter vinelandii. II J. Bacterid. 1982. V.150. P.1244-1251.

100.Black L.K. and Maier R.J. ////-dependent and r/?o«-dependent regulation of hydrogenase expression in Bradyrhizobium japonicum. II Mol. Microbiol. 1995. V.16.P.405-413.

101.Black L.K., Fu C.L., and Maier R.J. Sequences and characterization of hup\J and hupV genes of BradyrhizobiurH japonicum encoding a possible nickel-sensing complex involved in hydrogenase expression. // J. Bacterid. 1994. V.176. P.7102-7106.

102.Bohm R., Sauter M., and Bock A. Nucleotide sequence and expression of an operon in Escherichia coli coding for formate hydrogenlyase components. // Mol. Microbiol. 1990. V.4. P.231-243»

103.Boichenko V.A. and Hoffmann P. Photosynthetic hydrogen-production in prokaryotes and eukaryotes - occulrence, mechanism, and functions. // Photosynthetica. 1994. V.30. P.527-552.

104.Bolton J.R. Solar photoproduction of hydrogen. // Solar Energy. 1996. V.57. P.37-50.

105.Borowitzka M.A. Microalgae as source of fine chemicals. // Microbiol. Sciences. 1986. V.3. P.372-375.

106.Bothe H., Kentemich T., and Dai H. Recent aspects on the hydrogenase-nitrogenase relationship in cyanobactetia. // Dev. Plant Soil Sci. 1991.

107.Bowien B. and Schlegel H.G. Physiology and biochemistry of aerobic hydrogen-oxidizing bacteria. // Annu. Rev. Microbiol. 1981. V.35. P.405-452.

108.Brandl H., Knee E.J., Fuller R.C., Gross R.A., and Lenz R.W. The ability of the phototrophic bacterium Rhodobpirillum rubrum to produce various poly(p-hydroxyalkanoates): potential sources for biodegradable polyesters. // Int. J. Biol. Macromol. 1989. V.ll. t>.49-56.

109.Brodelius P. and Vandamme E.J. Immobilized cell systems. // In: Biotechnology, v.7a (Enzyme Technology). Kennedy J.F. New York.: VCH Publ. 1987. P.405-464.

11 O.Bryant, F.O. and Adams, M.W. Characterization of hydrogenase from the hyperthermophilic archaebacterium, Pyrococcus furiosus. II J. Biol. Chem. 1989. V.264. P.5070-5079.

111.Burgess B.K. and Lowe D.J. Mechanism of molybdenum nitrogenase. // Chem.Rev. 1996. V.96. P.2983-3011.

112.Burgess J.G., Iwamoto K., Miura Y., Takano H., and Matsunaga T. An optical-fiber photobioreactor for enhanced production of the marine unicellular alga Iochrysis aff galbana t-iso (UTEX-lb-2307) rich in docosahexaenoic acid. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1993. V.39. P.456-459.

113.Burns R.C., Fuchsman W.H., and Hardy R.W.F. Nitrogenase from vanadium-grown Azotobacter: isolation, characteristics and mechanistic implications. I I Biochem. Biophys. Res. Commun. 1971. V.42. P.353-358.

114.Burns R.H. and Roberts G.P. Biological nitrogen fixation. // Ann. Rev. Nutr. 1993. V.13.P.317-335.

115.Cauvin B., Colbeau A., and Vignais P.M. The hydrogenase structural operon in Rhodobacter capsulatus contains a third gene, hupM, necessary for the formation of a physiologically competent hydrogenase. // Mol. Microbiol. 1991. V.5. P.2519-2527.

116.Chakraborty B. and Samaddar K.R. Evidence for the occurrence of an alternative nitrogenase system in Azospirillum brasilense. II FEMS Microbil. Lett. 1995. V.127. P.127-131.

117.Chapman A.J., Fall L., and Atkinson D.E. Adenylate energy charge in Eshcherichia coli during growth and starvation. // J. Bacteriol. 1971. V.108. P.1072-1086.

118.Chatterjee R., Allen R.M., Ludden f\W., and Shah V.K. Purification and characterization of the v«/-encoded apodinitrogenase from Azotobacter vinelandii. I I J. Biol. Chem. 1996. V.271. P.6819-6826.

119.Chen J.S. and Mortenson L.E. Purification and properties of hydrogenase from Clostridium pasteurianum W5. I I Biochim. Biophys. Acta. 1974. V.371. P.283-298.

120.Chen J.S. and Blanchard D.K. Isolation and properties of a unidirectional H2-oxidizing hydrogenase from the strictly anaerobic N2-fixing bacterium Clostridium pasteurianum W5. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1978. V.84. P.l 144.-1150.

121.Chen P., Almon H., and Boger P. Physiological factors determining hydrogenase activity in nitrogen fixing heterocystous cyanobacteria. // Plant Physiol. 1989. V.89. P.1035-1038.

122.Chrismadha T. and Borowitzka M.A. Effect of cell-density and irradiance on growth, proximate composition and eicosapentaenoic acid production of Phaeodactylum tricornutum grown ill a tubular photobioreactor. // J. Appl. Phycol. 1994. V.6. P.67-74.

123.Clayton R.K. Bacterial photosynthesis. Ohio: Yellow Springs. 1963.

124.Cohrane G.C. A review of the analyses of free fatty acids C2-C6. // J. Chrom. Sci. 1975. V.13. P.440-447.

125.Colbeau A., Chabert F., and Vignais P.M. Hydrogenase activity in Rhodopseudomonas capsulata. Stability and stabilization of the soluble enzyme. // In: Hydrogenases: Their catalitic activity, structure and function. Schlegel H.G. and Schneider K. Gotihgen.: Goltze E. 1978. P.183-198.

126.Colbeau A., Kelley B.C., and Vignais P.M. Hydrogenase activity in Rhodopseudomonas capsulata: relationship with nitrogenase activity. // J. Bacteriol. 1980. V.144. P.141-148.

127.Colbeau A., Richaud P., Toussaint B., Caballero F.J., Elster C., Delphin C., Smith R.L., Chabert J. et al. Organization of the genes necessary for hydrogenase expression in Rhodobacter capsulatus. Sequence analysis and identification of two hyp regulatory mutants. // Mol. Microbiol. 1993. V.8. P. 15-29.

128.Colbeau A., Kovacs K.L., Chabert J., and Vignais P.M. Cloning and sequences of the structural (hupSLC) and accessory {hupDRl) genes for

hydrogenase biosynthesis in Thiocapsa roseopersicina. II Gene. 1994. V.140. P.25-31.

129.Cork D. Computerized control of photoautotrophic biocatalysis: industrial implications. // In: Microbial growth on CI compounds. Proc. 4th Int. Symp. Crawford R.L. and Hanson R.S. Washington.: Amer. Soc. Microb. 1984. P.306-311.

130.Cornet J.F., Dussap C.G., Cluzel P., and Dubertret G. A structured model for simulation of cultures of the cyanobacterium Spirulina platensis in photobioreactors. 2. Identification of kinetic-parameters under light and mineral limitations. // Biotechn. Bioeng. 1992. V.40. P.826-834.

131.Cornet J.F., Marty A., and Gros J.B. A revised technique for the determination of mean incident light fluxes on photobioreactors. // Biotechnol. Progress. 1998. V.14. P.(ln press).

132.Cox R.P., Miller M., and Nielson J.B. Conitnuous turbidimetric measurement of microbial cell density in bioreactors using a light-emitting diode and a photodiode. // J. Microbiol. Methods. 1989. V.10. P.25-31.

133.Czechowski M.H., He S.H., Nacro M., DerVartanian D.V., Peck H.D., Jr., and Legall J. A cytoplasmic nickel-iron hydrogenase with high specific activity from Desulfovibrio multispirans sp. N., a new species of sulfate reducing bacterium. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1984. V.125. P.1025-1032.

134.Dalton H.D. and Postgate J.R. Effect of oxygen on growth of Azotobacter chroococcum in batch and continuous culture. // J. Gen. Microbiol. 1969. V.54. P.463-473.

135.Davis R., Lehman L., Petrovich R., Shah V.K., Roberts G.P., and Ludden P.W. Purification and characterization of the alternative nitrogenase from the photosynthetic bacterium Rhodospitillum rubrum: // J. Bacterid. 1996. V 178. P.1445-1450.

136.De Pauw N. and de la Noue J. Production and utilization of microalgae. // In: Proc. Int. Symposium "Food and Biotechnology" (de la Noue, J., Goulet, J., and Amiot, J. eds). Quebec:Universite Laval, 1987. P. 287-329.

137.Dephilippis R., Ena A., Guastini M., Sili C., and Vincenzini M. Factors affecting poly -P-hydroxybutyrate accumulation in cyanobacteria and in purple nonsulfur bacteria. // Fems Microbiology Reviews. 1992. V.103. P.187-194.

138.Dernedde J., Eitinger T., Patenge N., and Friedrich B. Hyp gene products in Alcaligenes eutrophus are part of a hydrogenase-maturation system. // Eur. J. Biochem. 1996. V.235. P.351-358.

139.Dierstein, R. and Drews, G. Nitrogen-limited continuous culture of Rhodopseudomonas capsulata growing photosynthetically or

heterotrophically under low oxygen tensions. // Arch.Microbiol. 1974. V.99. P.l 17-128.

140.Dijkhuizen, L. and Harder, W. Regulation of autotrophic and heterotrophic metabolism in Pseudomonas oxalaticus OX1. Growth on fructose and on mixtures of fructose and formate in batch and continuous culture. // J.Gen.Microbiol. V.130. P.447-457/

141.Dilworth M.J. and Eady R.R. Hydrazine is a product of dinitrogen reduction by the vanadium nitrogenase from Azotobacter chroococcum. I I Biochem. J, 1991. V.277. P.465-468.

142.Dilworth M.J., Eady R.R., Robson R.L., and Miller R.W. Ethane formation from acetylene as a potential let for vanadium nitrogenase in vivo. // Nature. 1987. V.327. P.167-168.

143.Doyle C.M. and Arp D.J. Regulation of H2 oxidation activity and hydrogenase protein levels by H2, O2, and carbon substrates in Alcaligenes lotus. II J. Bacterid. 1987. V.169. P.4463-4468.

144.Durner J., Bohm I., Knorzer O.C., tod Boger P. Proteolytic degradation of dinitrogenase reductase from Anabaena variabilis (ATCC 29413) as a consequence of ATP depletion and impact of oxygen. // J. Bacteriol. 1996. V.178. P.606-610.

145 .Eady R.R. Vanadium nitrogenases of Azotobacter I I Metal Ions in Biol. Systems. 1995. V.31. P.363-405.

146.Eady R.R., Robson R.L., Richardson T.H., Miller R.W., and Hawkins M. The vanadium nitrogenase of Azotobacter chroococcum. Purification and properties of the VFe protein. // Biochem. J. 1987. V.244. P. 197-207.

147.Eberz G. and Friedrich B. Three trans-acting regulatory functions control hydrogenase synthesis in Alcaligenes eutrophus. II J. Bacteriol. 1991. V.173. P.1845-1854.

148.Elsen S., Richaud P., Colbeau A., and Vignais P.M. Sequence-analysis and interposon mutagenesis of the hupt gene, which encodes a sensor protein involved in repression of hydrogenase synthesis in Rhodobacter capsulatus. II J. Bacteriol. 1993. V.175. P.7404-7412.

149.Elsen S., Colbeau A., Chabert J., and Vignais P.M. The hupTUV operon is involved in negative control of hydrogenase synthesis in Rhodobacter capsulatus. // J. Bacteriol. 1996. V.178. P.5174-5181.

150.Erickson L.E., Minkevich I.G., and Eroshin V.K. Application of mass and energy balance regularities in fermentation. // Biotechnol. Bioeng. 1978. V.20. P.1595-1621.

151.Ernst A. and Boger P. Glycogen accumulation and the induction of nitrogenase activity in the heterdcyst-forming cyanobacterium Anabaena variabilis. II J. Gen. Microbiol. 1985. V.131. P.3147-3153.

152.Ernst A., Kirschenlohr H., Diez J., and Boger P. Glycogen content and nitrogenase activity in Anabaena variabilis. II Arch. Microbiol. 1984. V.140. P.120-125.

153.Eroshin V.K. Selection of terms, symbols and units related to microbial processes.// Pure & Appl. Chem. 1992, V.64. P. 1047-1053

154.Fallik E. and Robson R.L. Completed sequence of the region encoding the structural genes for the vanadium nitrogenase of Azotobacter chroococcum. II Nucleic Acids Research. 1990. V.18. P.4616.

155.Fallik E., Chan Y.K., and Robson R.L. Detection of alternative nitrogenases in aerobic gram-negative nitrogen-fixing bacteria. // J. Bacteriol. 1991. V.173. P.365-371.

156.Fallik E., Hartel P.G., and Robson R.L. Presence of a vanadium nitrogenase in Azotobacter paspali. I I Appl. Environ. Microbiol. 1993. V.59. P. 18831886.

157.Fascetti E. and Todini O. Rhodobacter sphaeroides RV cultivation and hydrogen production in one- and two-stage chemostat. // Appl. Microbiol, and Biotechnol. 1995. V.20. P.300-305.

158.Fissler J., Schirra C., Kohring G.W., and Giffhorn F. Hydrogen-production from aromatic - acids by Rhodopseudomonas palustris. II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1994. V.41. P.395-399.

159.Fletcher M., Latham M.J., Lynch J.M., and Rutter P.R.The characteristics of interfaces and their role in microbial attachment. // In: Microbial adhesion to surfaces. Berkeley R.C. et al. London.: Ellis HorwoodLim. 1980. P.67-78.

160.Fontes A.G., Moreno J., Vargas M.A., and Rivas J. Dependence on growth phase and temperature of the composition of a nitrogen-fixing cyanobacterium. // Biotechnol. Bioeiig. 1992. V.40. P.681-685.

161.Francou N. and Vignais P.M. Hydrogen production by Rhodopseudomonas capsulata cells entrapped in carrageenan beads. I I Biotechnol. Letters. 1984. V.6. P.639-644.

162.Friedrich B. and Schwartz E. Molecular biology of hydrogen utilization in aerobic chemolithotrophs. // Annu. Rev. Microbiol. 1993. V.47. P.351-383.

163.Friedrich C.G. Depression of hydrogenase during limitation of electron donors and derepression of ribulosebisphosphate carboxylase during carbon limitation of Alcaligenes eutrophus. // J. Bacteriol. 1982. V.149. P.203-210.

164.Fu C.L. and Maier R.J. Sequence and characterization of 3 genes within the hydrogenase gene-cluster of Bradyrhizobium japonicum. II Gene. 1994a. V.141. P.47-52.

165.Fu C.L. and Maier R.J. Organization of the hydrogenase gene-cluster from Bradyrhizobium japonicum - sequences and analysis of 5 more hydrogenase-related genes. // Gene. 1994b. V.145. P.91-96.

166.Fuller R.C. Polyesters and photosynthetic bacteria. From lipid cellular inclusions to microbial thermoplastics. // In: Anoxygenic photosynthetic bacteria. Blankenship R.E. et al. Netherlands.: Kluwer Acad. Publ. 1995. P.1245-1256.

167.Gitlitz, P.H. and Krasna, A.I. Structural and catalytic properties of hydrogenase from Chromatium. //Biochemistry. 1975. V.14 P.2561-2568.

168.Glick B.R., Martin W.G., and Martin S.M. Purification and properties of the periplasmic hydrogenase from Destilfovibrio desulfuricans. II Can. J. Microbiol. 1980. V.26. P.1214.-1223.

169.Gobel, F. Quantum efficiencies of growth. // In: The photosynthetic bacteria. (Clayton, R.K. and Systrom, W.R. ecfs.) New York: Plenum Press, 1978. P. 907-925.

170.Gogotov I.N., Zorin N.A., Serebriakova L.T., and Kondratieva E.N. The properties of hydrogenase from Thiocapsa roseopersicina. // Biochim. Biophys. Acta. 1978. V.523. P.335-343.

171.Gomelsky M. and Kaplan S. Isolation of regulatory mutants in photosynthesis gene expression in Rhodobacter sphaeroides 2.4.1. and partial complementation of a PrrB mutartt by the HupT hystidine kinase. // Microbiology (UK). 1995. V.141. P.1805-1819.

172.Gons F.J. and Mur L.R. Energy requirements for growth and maintenance of Scenedesmus protuberans Fritsch in light-limited continuous culture. // Arch. Microbiol. 1980. V.125. P.9-17.

173.Graham L.A. Nitrogenase-hydrdgenase relationships in Rhizobium japonicum JH. // J. Bacteriol. 1984. ¥.140. P.234-236.

174.Graham A., Boxer D.H., Haddock B.A., Mandrand Berthelot A.M., and Jones R.W. Immunochemical analysis of the membrane-bound hydrogenase of Escherichia coli. II FEBS Lett. 1980. V.113. P.167-172.

175.Grima E.M., Camacho F.G., Perez J.A.S., Cardona J.U., Fernandez F.G.A., and Sevilla J.M.F. Outdoor chemostat culture of Bhaeodactylum tricomutum UTEX 640 in a tubular photobioreactor for the production of eicosapentaenoic acid. // Biotechnol. Appl. Biochem. 4994a. V.20. P.279-290.

176.Grima E.M., Perez J.A.S., Camacho F.G., Fernandez F.G.A., Sevilla J.M.F., and Sanz F.V. Effect of dilution rate on eicosapentaenoic acid productivity of Phaeodactylum tricomutum UTEX 640 in outdoor chemostat culture. // Biotechnology Letters. 1994b. V.16. P.1035-1040.

177.Grunwald S.K., Lies D.P., Roberts G.P., and Ludden P.W. Posttranslational regulation of nitrogenase in Rhodospirillum rubrum strains overexpressing the regulatory enzymes dinitrogenase reductase ADP-ribosyltransferase and dinitrogenase reductase activating glycohydrolase. // J. Bacteriol. 1995. V.177. P.628-635.

178.Gudin C. and Thepenier C. Biocoiiversion of solar energy into organic chemicals by microalgae. // Adv. Biotöchnol. Processes. 1986. V.6. P.73-110.

179.Hall D.O. and Rao K.K.Immobilized photosynthetic membranes and cells for the production of fuels and chemicals. // In: Biotechnological applications of lipid structures. Gaber B.P. et al. New York and London.: Plenum Press. 1988. P.225-245.

180.Harker M., Tsavalos A.J., and Young A.J. Autotrophic growth and carotenoid production of Haematococcus pluvialis in a 30 liter airlift photobioreactor. //J. Ferm. Bioeng. 1996. V.82. P.113-118.

181.Haschke R.H. and Campbell L.L. Purification and properties of a hydrogenase from Desulfovibrio vulgaris. II J. Bacteriol. 1971. V.105. P.249.-258.

182.Healey F.P. Interacting effects of light and nutrient limitation on the growth rate of Synechococcus linearis (Cyanophyceae). 11 J. Phycol. 1985. V.21. P.134-146.

183.Heden C.G. and Levin K. A method of achieving photosynthesis in a stainless steel fermentor.//J. Biochem. Microb. Technol. Engin. 1959. V.l. P.303-309.

184.Hennecke H. and Shanmugam K.T. Temperature control of N2-fixation in Klebsiella pneumoniae. II Arch. Microbiol. 1979. V.123. P.259-265.

185.Hidalgo E., Palacios J.M., Murillo J., and Ruiz-Argueso T. Nucleotide sequence and characterization of foür additional genes of the hydrogenase structural operon from Rhizobium leguminosarum bv. viciae. // J. Bacteriol. 1992. V.174. P.4130-4139.

186.Hillmer P. and Gest H. H2 metabolism in the photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas capsulata: H2 production by resting cells. // J. Bacteriol. 1977a. V.129.P.716-723

187.Hillmer P. and Gest H. H2 metabolism in the photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas capsulata: H2 production by growing cultures. // J. Bacteriol. 1977b. V.129. P.724-731.

188.Hirua H., Kakuno T., Yamashita J., Bartsch R.G., and Horio T. Extracellular hydrogenase from photosynthetic bäcterium, Rhodospirillum rubrum. // J. Biochem. Tokyo. 1979. V.86. P.l 151.-1153.

189.Hoogenhout, H. and Amesz, I. Growth rates of photosynthetic microorganisms in laboratory culture. Arch.Microbiol. 1965. 50:10-25.

190.Hustede E., Steinbüchel A., and Schlegel H.G. Relationship between the photoproduction of hydrogen and thö accumulation of PHB in nonsulfur purple bacteria. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1993. V.39. P.87-93.

191.Hwang J.C., Chen C.H., and BurriS R.H. Inhibition of nitrogenase-catalysed reductions. // Biochim. Biophys. Acta. 1973. V.292. P.256-270.

192.Imhoff J.F. Reassignment of the genus Ectothiorhodospira Pelsh 1936 to a new family Ectothiorhodospiraceae fam.nov. and emended description of the Chromatiaceae Bavendamm 1924. // Int. J. Syst. Bacterid. 1984. V.34. P.338-339.

193.Imhoff J.F.Taxonomy and physiology of phototrophic purple bacteria and green sulfur bacteria. // In: Anoxygeriic photosynthetic bacteria. Blankenship R.E. et al. Dordrecht.: Kluwer Acad. Publ. 1995. P.l-15.

194.Inoue A., Shigematsu T., Hidaka M., Masaki H., and Uozumi T. Cloning, sequencing and transcriptional regulation of the dral and draQ genes of Azospirillum lipoferum fs. // Gene. 1996. V.170. P. 101-106.

195.Javanmardian M. and Palsson B.O. High-density photoautotrophic algal cultures - design, construction, and operation of a novel photobioreactor system. // Biotechn. Bioeng. 1991. V.38. P.1182-1189.

196.Jones L.W. and Bishop N.I. Simiiltaneous measurement of oxygen and hydrogen exchange from the blue-green alga Anabaena. II Plant Physiol. 1976. V.57. P.659-665.

197.Joshi H.M. and Tabita F.R. A global 2-component signal-transduction system that integrates the control of photosynthesis, carbon-dioxide assimilation, and nitrogen- fixation. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1996. V.93. P.14515-14520.

198.Jouanneau Y., Lebecque S., and Vignais P.M. Ammonia and light effect on nitrogenase activity in nitrogen-limiting continuous cultures of Rhodopseudomonas capsulata. Role of glutamine synthetase. // Arch. Microbiol. 1984. V.139. P.326-331.

199.Jouanneau Y., Wong B., and Vignais P.M. Stimulation by light of nitrogenase synthesis in cells of Rhodopseudomonas capsulata growing in N-limited continuous culture. // Biochim. Biophys. Acta. 1985. V.808. P. 149155.

200.Kannaiyan S., Rao K.K., and Hall t).0. Immobilization of Anabaena azollae from Azolla filiculoides in polyvinyl foam for ammonia production in a photobioreactor system. // World J. Microbiol. & Biotechnol. 1994. V.10. P.55-58.

201.Kennedy J.F. and Cabral J.M.S. Enzyme immobilization. // In: Biotechnolgy, v.7a (Enzyme Technology). Kennedy J.F. New York.: VCH Publ. 1987. P.347-404.

202.Kentemich T., Danneberg G., Hundeshagen B., and Bothe H. Evidence for the occurrence of the alternative, vanadium-containing nitrogenase in the cyanobacterium Anabaena variabilis. I I FEMS Microbiol. Lett. 1988. V.51. P. 19-24.

203.Kentemich T., Haverkamp G., arid Bothe H. The generation of molecular hydrogen by cyanobacteria. // Naturwissenschaften. 1990. V.77. P.12-18.

204.Kentemich T., Haverkamp G., and Bothe H. The expression of a third nitrogenase in the cyanobacterium Artabaena variabilis. II Z. Naturforsch. 1991. V.46c. P.217-222.

205.Khanna S., Kelley C.B., and Nicholas D.J.D. The effect of carbon dioxide on nitrogenase-related activities of Rhodopseudomonas capsulata. II J. Gen. Microbiol. 1980. V.119. P.281-284.

206.Kim Y.J., Kim B.W., and Chang H.N. Desulfurization in a plate-type gas-lift photobioreactor using light emitting diodes. // Korean J. Chem. Engin. 1996. V.13.P.606-611.

207.Kimble L.K. and Madigan M.T. Evidence for an alternative nitrogenase in Heliobacterium gestii. // FEMS Microniol. Lett. 1992. V.100. P.255-260.

208.Klein G., Klipp W., Jahn A., Steinborn B., and Oelze J. The relationship of biomass, polysaccharide and H2 formation in the wild-type and nifA/nifB mutants of Rhodobacter capsulatus. U Arch. Microbiol. 1991. V. 155. P.477-482.

209.Koch H.G., Kern M., and Klemme J.H. Reinvestigation of regulation of biosynthesis and subunit composition of nickel-dependent Hup-hydrogenase of Rhodospirillum rubrum. II FEMS Microbiol. Lett. 1992. V.91. P. 193-197.

210.Kohring G.W., Fissler J., Schirra C., and Giffhorn F. Hydrogen production from aromatic acids by liquid cultures and immobilized cells of Rhodopseudomonas palustris. 11 In: 11th World Hydrogen Energy Conference, 23-28 June, 1996. Stuttgart: Germany. 1996. P.2743-2748.

211.Kojima N., Fox J.A., Hausinger R.p., Daniels L., Orme Johnson W.H., and Walsh C. Paramagnetic centers in the nickel-containing, deazaflavin-reducing hydrogenase from Methanobacteriuth thermoautotrophicum. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. V.80. P.378-382.

212.Koopman B., Lau A.O., Strom P.F., and Jenkins D. Simple device for level control with sub surface drawoff in chemostats. // Biotechn. Bioeng. 1980. V.22. P.2433-2435.

213.Kortluke C. and Friedrich B. Maturation of membrane-bound hydrogenase of Alcaligenes eutrophus HI6. // J. Bacterid. 1992. V.174. P.6290-6293.

214.Kortluke C., Horstmann K., Schwartz E., Rohde M., Binsack R., and Friedrich B. A gene complex coding for the membrane-bound hydrogenase of Alcaligenes eutrophus H16. // J. Baeteriol. 1992a. V.174. P.6277-6289.

215.Krahn E., Schneider K., and Muller A. Comparative characterization of H2 production by the conventional Mo nitrogenase and the alternative iron only nitrogenase of Rhodobacter capsulatus hup" mutants. // Applied Microbiol. Biotechnol. 1996. V.46. P.285-290.

216.Larsen H. On the microbiology and biochemistry of the photosynthetic green sulfur bacteria.// Kgl. norskevid. selsk. skr. 1953. V.l. P.l.

217.Lee C.G. and Palsson B.O. High-density algal photobioreactors using light-emitting-diodes. // Biotechn. Bioeng. 1994. V.44. P.l 161-1167.

218.Lee C.G. and Palsson B.O. Light-emiiting diode-based algal photobioreactor with external gas- exchange. // J. Ferm. Bioeng. 1995. V.79. P.257-263.

219.Lee E.T.Y. and Bazin M.J. A laboratory scale airlift helical photobioreactor to increase biomass output rate of photosynthetic algal cultures. // New Phytologyst. 1990. V. 116. P.331-335.

220.Lee E.T.Y. and Bazin M.J. Environmental factors influencing photosynthetic efficiency of the micro red alga Porhyridium cruentum (Agardh) Nageli in light-limited cultures. // NewPhytol. 1991. V.118. P.513-519.

221.Legall J., Ljungdahl P.O., Moura I., Peck H.D., Jr., Xavier A.V., Moura J.J., Teixera M., Huynh B.H. et al. The presence of redox-sensitive nickel in the periplasmic hydrogenase from Desulfovibrio gigas. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1982. V.106. P.610-616.

222 .Lehman L.J. and Roberts G.P. Identification of an alternative nitrogenase system in Rhodospirillum rubrum. II I. Bacteriol. 1991. V.173. P.5705-5711.

223.Lenz O., Strack A., Tranbetcke A., and Friedrich B. A hydrogen-sensing system in transcriptional regulation of hydrogenase gene expression in Alcaligenes species. // J. Bacteriol. 1997. V.179. P.1655-1663.

224.Liang J. and Burns R.H. Hydrogen burst associated with nitrogenase-catalized reactions. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. V.85. P.9446-9450.

225.Linkerhagner K. and Oelze J. Cellular ATP levels and nitrogenase switchoff upon oxygen stress in chemostat cultures of Azotobacter vinelandii. II J. Bacteriol. 1995. V.177. P.5289-5293.

226.Linkerhagner K. and Oelze J. Nitrogenase activity and regeneration of the cellular ATP pool in Azotobacter vinelandii adapted to different oxygen concentrations. // J. Bacteriol. 1997. V.179. P. 1362-1367.

227.Lissolo T., Choi E.S., Legall J., and Peck H.D.J. The presence of multiple intrinsic membrane nickel-containing hydrogenases in Desulfovibrio vulgaris (Hildenborough). I I Biochem. Biophys. Res. Commun. 1986. V.139. P.701-708.

228.Lowe D.J., Ashby G.A., Brune M., Knights H., Webb M.R., and Thorneley R.N.F.ATP hydrolysis and energy transduction by nitrogenase. // In: Nitrogen fixation: Fundamentals and applications. Tikhonovich I.A. et al. Dordrecht.: Kluwer Acad. Publ. 1995. P.103-101

229.Lowe D.J., Fisher K., and Thorneley R.N.F. Klebsiella pneumoniae nitrogenase - mechanism of acetylene reduction and its inhibition by carbon monoxide. // Biochemical Journal. 1990. V.272. P.621-625.

230.Ludden P.W. Reversible ADP-ribosylation as a mechanism of enzyme regulation in prokaryotes. // Mol. Cell. Biochem. 1994. V.138. P. 123-129.

231.Ludden P.W. and Burns R.H. Activating factor for the iron protein of nitrogenase from Rhodospirillum rubrum. II Science. 1976. V.194. P.424-426.

232.Ludden P.W. and Roberts G.P. Regulation of nitrogenase activity by reversible ADP ribosylation. // Curr. Topics Cell. Regul. Vol 30. 1989. V.30. P.23-56.

233.Ludden P.W. and Roberts G.P. The biochemistry and genetics of nitrogen fixation by photosynthetic bacteria. // In: Anoxygenic photosynthetic bacteria. Blankenship R.E. et al. Netherlands.: Kluwer Acad. Publ. 1995. P.929-947.

234.Lyons E.M. and Thiel T. Characterization of ni/B, ni/S, and nifU genes in the cyanobacterium Anabaena variabilis - ni/B is required for the vanadium-dependent nitrogenase. // J. Bacterid. 1995. V.177. P.1570-1575.

235.Mackinney G. Absorption of light by chlorophyll solutions. // J. Biol. Chem. 1941. V.140. P.315-322.

236.Madigan M.T. and Gest H. Growth of a photosynthetic bacterium anaerobically in darkness supported by "oxydant-dependent" sugar fermentation. // Arch. Microbiol. 197&. V.117. P.l 19-122.

237.Madigan M.T. and Gest H. Growth of the photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas capsulata chemoautotrophically in darkness with H2 as the energy source. // J. Bacterid. 1979. V.137. P.524-530.

238.Madigan M.T. and Ormerod J.G.Taxonomy, physiology and ecology of heliobacteria. // In: Anoxygenic photosynthetic bacteria. Dordrecht.: Kluwer Acad. Publ. 1995. P.17-30.

239.Maier T., Binder U., and Bock A. Analysis of the hydA locus of Escherichia coli - 2 genes (hydlSi and hypF) involved in formate and hydrogen metabolism. II Arch. Microbiol. 1996. V.165. P.333-341.

240.Mao X-Y., Miyake J., and Kawamura S. Screening photosynthetic bacteria for hydrogen production from organic acids. // J. Ferment. Technol. 1986. V.64. P.245-249.

241.Markov S.A., Lichtl R., Rao K.K., and Hall D.O. A hollow-fiber photobioreactor for continuous production of hydrogen by immobilized cyanobacteria under partial vacuum. // Int. J. Hydrogen Energy. 1993. V.18. P.901-906.

242.Markov S.A., Lichtl R., Rao k.K., and Hall D.O. A hollow-fiber photobioreactor for continuous production of hydrogen by immobilized cyanobacteria under partial vacuum (vol 18, pg 901, 1993). // Int. J. Hydrogen Energy. 1994. V.19. P.399.

243.Markov S.A., Bazin M.J., and Hftll D.O. Hydrogen photoproduction and carbon-dioxide uptake by immobilized Anabaena variabilis in a hollow-fiber photobioreactor. II Enzyme Microb. Technol. 1995a. V.17. P.306-310.

244.Markov S.A., Bazin M.J., and Hall D.O. The potential of using cyanobacteria in photobioreactors for hydrogen production. // Adv. Biochem Eng. /Biotechnol. 1995b. V.52. P.59-86.

245.Martin S.M., Glick B.R., and Martin W.G. Factors affecting the production of hydrogenase by Desulfovibrio desulfuricans. // Can. J. Microbiol. 1980. V.26. P.1209-1213.

246.Masepohl B., Krey R., and Klipp W. The dratG gene region of Rhodobacter capsulatus is required for posttranslational regulation of both the molybdenum and the alternative nitrogenase. // J. Gen. Microbiol. 1993. V.139. P.2667-2675.

247 .Matin A. and Gottschal M.L.P. Influence of dilution rate on NAD(P) and NAD(P)H concentrations and ratios in a Pseudomonas sp. grown in continuous culture. // J. Gen. Microbiol. 1976. V.94. P.333-341.

248.Matsunaga T., Takeyama H., Sudo H., Oyama N., Ariura S., Takano H., Hirano M., Burgess J.G. et al. Glutamate production from C02 by marine cyanobacterium synechococcus sp using a novel biosolar reactor employing light-diffusing optical fibers. I I Appl. Biochem. Biotechnol. 1991. V.28-9. P.157-167.

249.Matthijs H.C.P., Balke H., Van Hes U.M., Kroori B.M.A., Mur L.R., and Binot R.A. Application of light-emitting diodes in bioreactors: flashing light effects and energy economy in algal culture (Chlorella pyrenoidosd). II Biotechn. Bioeng. 1996. V.50. P.98-107.

250.Menon N.K., Chatelus C.Y., Dervartanian M., Wendt J.C., Shanmugam K.T., Peck H.D., and Przybyla A.E. Cloning, sequencing, and mutational analysis of the hyb-operon encoding Escherichia coli hydrogenase-2. // J. Bacterid. 1994. V.176. P.4416-4423.

251.Menon N.K., Peck H.D., Jr., Gall J.L., and Przybyla A.E. Cloning and sequencing of the genes encoding the large and small subunits of the periplasmic (NiFeSe) hydrogenase of Desulfovibrio baculatus [published erratum appears in J Bacteriol 1988 Sep; 170(9):4429]. // J. Bacterid. 1987. V.169. P.5401-5407.

252.Menon N.K., Robbins J., Der Vartanian M., Patil D., Peck H.D., Jr., Menon A.L., Robson R.L., and Przybyla A.E. Carboxy-terminal processing of the large subunit of [NiFe] hydrogenases. // FEBS Lett. 1993. V.331. P.91-95.

253.Menon N.K., Robbins J., Peck H.D., Jr., Chatelus C.Y., Choi E.S., and Przybyla A.E. Cloning and sequencing of a putative Escherichia coli [NiFe] hydrogenase-1 operon containing six open reading frames. // J. Bacteriol. 1990. V.172. P. 1969-1977.

254.Mikheeva L.E., Schmitz O., Shestakov S.V., and Bothe H. Mutants of the cyanobacterium Anabaena variabilis altered in hydrogenase activities. // Z. Naturforsch. C-A J. Biosci.,. 1995. V.50. P.505-510.

255.Minkevich I.G. and Eroshin V.K. Productivity and heat generation of fermentation under oxygen limitation. // Folia Microbiologica. 1973. V.18. P.376-385.

256.Mitsui A. and Suda S. Alternative and cyclic appearance of H2 and 02 photoproduction activities under nongrowing conditions in an aerobic nitrogen- fixing unicellular cyanobacterium synechococcus sp. // Curr. Microbiol. 1995. V.30. P. 1-6.

257.Miyake J., Asada Y., and Kawamura S. Nitrogenase. // In: Biomass handbook. Kitani O. and Hall C.W. New York.: Gordon and Breach Science Publ. 1992. P.362-370.

258.Mori K. Apparatus for photosynthesis. II C12M Eur. Patent A1 0112556; Bulletin 84/27. 1984.

259.Munson T.O. and Burns R.H. Nitrogen fixation by Rhodospirillum rubrum grown in nitrogen-limited continuous culture. // J. Bacteriol. 1969. V.97. P.1093-1098.

260.Muster P., Binder A., Schneider K., and Bachofen R. Influence of temperature and pH on the growth of the thermophilic cyanobacterium Mastigocladus laminosus in continuous culture. // Plant And Cell Physiology. 1983. V.24. P.273-280.

261.Nielsen G.M., Bao Y., Roberts G.P., and Ludden P.W. Purification and characterization of an oxygen-stable form of dinitrogenase reductase-activating glycohydrolase from Rhodospirillum rubrum. I I Biochem. J. 1994. V.302. P.801-806.

262.Nokhal T.H. and Schlegel H.G. The regulation of hydrogenase formation as a differentiating character of strains of Paracoccus denitrificans. II Antonie Van Leeuwenhoek. 1980. V.46. P.143-155.

263,Ogbonna J.C., Yada H., and Tanaka H. Light supply coefficient - a new engineering parameter for photobioreactor design. //• J. Ferm. Bioeng. 1995. V.80. P.369-376.

264.0gbonna J.C., Yada H., Masui H., and Tanaka H. Novel internally illuminated stirred-tank photobioreactor for large- scale cultivation of photosynthetic cells. // J. Ferm. Bioeng. 1996. V.82. P.61-67.

265.0guchi M., Otsubo K., Nitta K., Shimada A., Fujii S., Koyano T., and Miki K. Construction of closed algal (Spirulina) cultivation system for food production and gas exchange in space. // Proc. 16th Int, Symp. on Space Techn. and Science. 1988. P.1743-1749.

266.0guchi M., Otsubo K., Nitta K., Shimada A., Fujii S., Koyano T., and Miki K. Closed and continuous algae cultivation system for food production and gas exchange in CELSS. // Advances In Space Research. 1989. V.9. P. 169177.

267.0rmerod J.G., Ormerod S.K., and Gest H. Light-dependent utilization of organic compounds and photoproduciton of molecular hydrogen by photosynthetic bacteria: Relationships with nitrogen metabolism. // Arch. Biochem. Biophys. 1961. V.64. P.449-463.

268.Park I.H., Rao K.K., and Hall D.O. Photoproduction of hydrogen, hydrogen-peroxide and ammonia using immobilized cyanobacteria. // Int. J. Hydrogen Energy. 1991. V.16. P.313-318.

269.Paschinger H. A changed nitrogenase activity in Rhodospirillum rubrum after substitution of tungsten and molibdenum. // Arch. Microbiol. 1974. V.101. P.379-389.

270.Peng Y. and Shi Y. Effect of different phosphate buffer concentrations on growth of purple bacteria. // Weishengwuxue Tongbao. 1992. V.19. P.203-206.

271.Peng Y., Stevens P., De Vos, and De Ley J. Relation between pH, hydrogenase and nitrogenase activity, NH/ concentration and hydrogen production in culture of Rhodobactet sulfidophilus. II J. Gen. Microbiol. 1987. V.133. P.1243-1247.

272.Pfitzner J., Linke H.A., and Schlegef H.G. [Properties of the NAD-specific hydrogenase from Hydrogenomonas H 16]. // Arch. Mikrobiol. 1970. V.71. P.67-78.

273.Pierrard, J., Ludden, P.W., and Roberts, G.P. Posttranslational regulation of nitrogenase in Rhodobacter capsulatus - existence of 2 independent regulatory effects of ammonium. J. Bacterid. 175:1358-1366,1993.

274.Pirt S.J. and Pirt M.W. Photosynthetic production of biomass and starch by Chlorella in chemostat culture. // J. Appl. Chem. Biotechnol. 1977. V.27. P.643-650.

275.Pirt S.J., Lee Y.K., Richmond A., and Pirt M.W. The photosynthetic efficiency of Chlorella biomass growth with reference to solar energy utilization. // J. Chem. Technol. Biotechnol. 1980. V.30. P.25-34.

276.Pirt S.J., Panikov N., and Lee Y.K. The miniloop: a small-scale air-lift microbial culture vessel and photobiblogical reactor. // J. Chem. Technol. Biotechnol. 1979. V.29. P.437-441.

277.Plikat U., Dorffler M., Steinbom B., and Oelze J. Adenine -nucleotides, substrate utilization and dinitrogen fixation in Rhodobacter capsulatus. II Arch. Microbiol. 1993. V.160. P.406-410.

278.Pohl P., Kohlhase M., and Martin M. Photobioreactors for the axenic mass cultivation of microalgae. // Algal Biotechnol. Proc. 4th Int. Meet. SAA,Villeneuve d'Ascq,1987,L. 1987. P.209-217.

279.Prabaharan D. and Subramanian G. Oxygen-free hydrogen-production by the marine cyanobacterium Phormidium valderianum BDU-20041. I I Bioresource Technology. 1996. V.57. P.lll-116.

280.Pulz O. Laminar concept of closed photobioreactor designs for the production of microalgal biomass. // Russian J. Plant Physiology. 1994. V.41. P.256-261.

281.Rajagopal B.S., Lespinat P.A., Fauque G., Legall J., and Berlier Y.M. Mass-spectrometric studies of the interrelations among hydrogenase, carbon monoxide dehydrogenase, and methane-forming activities in pure £Jid mixed cultures of Desulfovibrio vulgaris, Desulfovibrio desulfuricans, and Methanosarcina barkeri. II Appl. Environ. Microbiol. 1989. V.55. P.2123-2129.

282.Rao K.K. and Hall D.O. Hydrogen production by cyanobacteria: potential, problems and prospects. // J. Mar. Biotechnol. 1996. V.4. P.10-15.

283.Rao K.K., Gogotov I.N., and Hall D.O. Hydrogen evolution by chloroplast-hydrogenase systems: improvements and additional observations. // Biochimie. 1978. V.60. P.291-296.

284.Rechenberg I. Hydrogen produciton by means of an artificial bacterial algal symbiosis. Report on experiments in the Sahara. // Hydrogen'96. desighning the energy link. Photobiological H2 11th World Conf. 23-28 June, 1996. Stuttgart, Germany. 1996. V. 1. P. 1 -4.

285.Rey L., Fernandez D., Brito B., Hernando Y., Palacios J.M., Imperial J., and Ruizargueso T. The hydrogenase geiie-cluster of Rhizobium leguminozarum bv. viciae contains an additional gene (hypX), which encodes a protein with sequence similarity to the N-10-formyltetrahydrafolate-dependent enzyme family and is required for nickel-dependent hydrogenase processing and activity. // Mol. & General Genetics. 1996. V.252. P.237-248.

286.Richaud P., Vignais P.M., Colbeau A., Uffen R.L., and Cauvin B. Molecular biology studies of the uptake hydrogenase of Rhodobacter capsulatus and Rhodocyclus gelatinosus. II FEMS Microbiol. Rev. 1990. V.7. P.413-418.

287.Richmond A., Boussiba S., Vonshak A., and Kopel R. A new tubular reactor for mass production of microalgae outdoors. // J. Appl. Phycol. 1993. V.5. P.327-332.

288.Rieder R., Cammack R., and Hall D.O. Purification and properties of the soluble hydrogenase from Desulfovibrio desulfuricans (strain Norway 4). // Eur. J. Biochem. 1984. V.145. P.637-643.

289.Robson R.L. and Postgate J.R. Oxygen and hydrogen in biological nitrogen fixation. // Annu. Rev. Microbiol. 1980. V.34. P.183-207.

290.Rolf M.J. and Lim H.C. Computer control of fermentation processes. // Enzyme Microb. Technol. 1982. V.4. P.370-380.

291.Rossmann R., Maier T., Lottspeich IF., and Bock A. Characterization of a protease from Escherichia coli involved in hydrogenase maturation. // Eur. J. Biochem. 1995. V.227. P.545-550.

292.Rossmann R., Sauter M., Lottspeich f\, and Bock A. Maturation of the large subunit (hycE) of Escherichia coli hydrogenase 3 requires nickel incorporation followed by c-terminal processing at arg537. // Eur. J. Biochem. 1994. V.220. P.377-384.

293.Sasikala C. and Ramana C.V. Growth and H2 production by Synechococcus spp using organic/inorganic electrori-donors. // World J. Microbiol. & Biotechnol. 1994. V.10. P.531-533.

294.Sasikala C. and Ramana C.V. Biotechnological potentials of anoxygenic phototrophic bacteria. II. Biopolyesters, biopesticide, biofuel, and biofertilizer. // Adv. Appl. Microbiol. 1995. V.41. P.227-278.

295.Sasikala C. and Ramana C.V. Biotechnological potentials of anoxygenic phototrophic bacteria. I. Production of single-cell protein, vitamins, ubiquinones, hormones and enzyme^ and use in waste treatment. // Adv. Appl. Microbiol. 1995b. V.41. P.173-226.

296.Sasikala K., Ramana C.V., Rao R.P., and Subrahmanyan M. Effect of gas phase on the photoproduction of hydrbgen and substrate conversion efficiency in the photosynthetic bacterium Rhodobacter sphaeroides OUOOl. // Int. J. Hydrogen Energy. 1990. V.115. P.795-797.

297.Sawers R.G., Ballantine S.P., and Boxer D.H. Differential expression of hydrogenase isoenzymes in Escherichia coli K-12: evidence for a third isoenzyme. // J. Bacteriol. 1985. V.164. P.1324-1331.

298.Sawers R.G., Jamieson D.J., Higgitts C.F., and Boxer D.H. Characterization and physiological roles of membraiie-bound hydrogenase isoenzymes from Salmonella typhimurium. II J. Bacteriol. 1986. V.168. P.398-404.

299.Schlegel, H.G. and Eberhardt, U. Regulatory phenomena in the metabolism of knallgas bacteria. //Adv.Microb.Physiol. 1972. V.7. P.205-242.

300.Schnackenberg, J., Schulz, R., and Senger, H. Characterization and purification of a hydrogenase from the eukaryotic green alga Scenedesmus obliquus. FEBS Lett. 1993.V.327. P.21-24,.

301.Schneider K. and Schlegel H.G. Purification and properties of soluble hydrogenase from Alcaligenes eutrophus H 16. // Biochim. Biophys. Acta. 1976. V.452. P.66-80.

302.Schneider K., Muller A., Schramm U., and Klipp W. Demonstration of a molybdenum-independent and vanadium- independent nitrogenase in a nifHDK-deletion mutant of Rhodobacter capsulatus. I I Eur. J. Biochem. 1991. V.195. P.653-661.

303.Seefeldt L.C. and Arp D.J. Purification to homogeneity of Azotobacter vinelandii hydrogenase: a nickel and iron containing alpha beta dimer. // Biochimie. 1986. V.68. P.25-34.

304.Seefeldt L.C., Rasche M.E., and Ensign S.A. Carbonyl sulfide and carbondioxide as new substrates, and carbon-disulfide as a new inhibitor, of nitrogenase. // Biochemistry. 1995. V.34. P.5382-5389.

305.Serebriakova L., Zorin N.A., and Lindblad P. Reversible hydrogenase in Anabaena variabilis ATCC 29413. Presence and localization in non-N2-fixing cells. // Arch. Microbiol. 1994. V.161. P.140-144.

306.Shibata K. Spectrophotometry of intact biological materials. Absolute and relative measurements of their transmission, refraction and absorption spectra. // J. Biochem. Tokyo. 1958. V.45. P.599-625.

307.Schoenmaker G.S., Oltmann L.F., and Stouthamer A.H. Purification and properties of the membrane-bound hydrogenase from Proteus mirabilis. II Biochim. Biophys. Acta. 1979. V.567. P.511.-521.

308.Shumilin, I.A., Nikandrov, V.V., Popov, V.O., and Krasnovskii, A.A. Photogeneration of NADH under coupled action of cadmium sulfide semiconductor and hydrogenase from Alcaligenes eutrophus without exogenous mediators. // FEBS Lett. 1$>92. V.306. P. 125-128.

309.Siefert E. and Pfennig N. Hydrogen metabolism and nitrogen fixation in wild type and Nif-mutants of Rhodopseudomonas acidophila. II Biochimie. 1978. V.60. P.261-265.

310.Siefert E. and Pfennig N. Chemoautotrophic growth of Rhodopseudomonas species with H2 and chemotrophic utilization of methanol and formate. // Arch. Microbiol. 1979. V.122. P. 177-182.

311.Siefert E. and Pfennig N. Diazotrophic growth of Rhodopseudomonas acidophia and Rhodopseudomonas capsulata under microaerobic conditions in the dark. // Arch. Microbiol. 1980. Y.125. P.73-77.

312.Silva H.J. and Pirt S.J. Carbon dioxide inhibition of photosynthetic growth of Chlorella. II J. Gen. Microbiol. 1984. V.130. P.2833-2838.

313.Stahl, P.L. and Sojka, G.A. Growth of Rhodopseudomonas capsulata on Land D-malic acid. // Biochim. Biophys. Acta. 1973. V.293. P.241-245.

314.Steinbora B. and Oelze J. Nitrogenase and photosynthetic activities of chemostat cultures of Rhodobacter capsulatus 37b4 grown under different illuminations. // Arch. Microbiol. 1989. V.152. P.100-104.

315.Strekas, T., Antanaitis, B.C., and Krasna, A.I. Characterization and stability of hydrogenase from Chromatium. Biochim.Biophys.Acta 616:1-9, 1980.

316.Suzuki T., Tsygankov A.A., Miyake J., Tokiwa Y., and Asada Y. Accumulation of poly-(hydroxybutirate) by a non-sulfur photosynthetic bacterium, Rhodobacter sphaeroides RV at different pH. // Biotechnol. Letters. 1995. V.17. P.395-400.

317.Takano H., Takeyama H., Nakamura A., Sode K., Burgess J.G., Manabe E., and Matsunaga T. C02 removal by high-density culture of a marine cyanobacterium Synechococcus sp. using improved photobioreactor employing light-diffusing optical fibers. // Appl. Biochem. Biotechnol. 1992. V.34/35. P.449-458.

318.Thiel T. Characterization of genes for an alternative nitrogenase in the cyanobacterium Anabaena variabilis. II J. Bacterid. 1993. V.175. P.6276-6286.

319.Thiel T. Isolation and characterisation of the v«/EN genes of the cyanobacterium Anabaena variabilis. II J. Bacteriol. 1996. V.178. P.4493-4499.

320.Thiemermann S., Dernedde J., Bernhard M., Schoeder W., Massanz C., and Friedrich B. Carboxyl terminal processing of the cytoplasmic NAD-reducing hydrogenase of Alcaligenes eutrophus requires the hoxW gene product. // J. Bacteriol. 1996. V.178. P.2368-2374.

321.Thorneley R.N.F., Ashby G.A., Julius C., Hunter J.L., and Webb M.R. Nitrogenase of Klebsiella pneumoniae - reversibility of the reductant-independent MgATP-cleavage reaction is shown by MgADP- catalysed phosphate water oxygen exchange. // Biochem. J. 1991. V.277. P.735-741.

322.Tibelius K.H. and Knowles R. Effect of hydrogen and oxygen on uptake hydrogenase activity in nitrogen-fixing and ammonium-grown Azospirillum brasilence. II Can. J. Microbiol. 1983. V.23. P.ll 19-1125.

323.Tran Betcke A., Warnecke U., Bocker C., Zaborosch C., and Friedrich B. Cloning and nucleotide sequences of the genes for the subunits of NAD-reducing hydrogenase of Alcaligenes eutrophus H16. // J. Bacteriol. 1990. V.172. P.2920-2929.

324.Tredici M.R. and Materassi R. From open ponds to vertical alveolar panels -the italian experience in the development of reactors for the mass cultivation of phototrophic microorganisms. // J. Appl. Phycol. 1992. V.4. P.221-231.

325.Tredici, M.R., Zitelli, G.C., and Biagiolini, S. Influence of turbulence and areal density on the productivity of Spirulina platensis grown outdoor in a vertical alveolar panel. // In: AlgolOgy. 1st Eur. Workshop on Microalgal Biotechnol., June, 10-12. Proceedings. Kretschmer, P., Pulz, O., and Gudin, C., eds. Potsdam, Rehbrucke.Print Express K. Beyer, 1992,p. 58-60.

326.Troshina O.Y., Serebryakova L.T., aid Lindblad P. Induction of H2-uptake and nitrogenase activities in the cyandbacterium Anabaena variabilis ATCC 29413: effect of hydrogen and organic substrate. I I Curr. Microbiol. 1996. V.32. P.l-6.

327.Tsoglin L.N., Gabel B.V., Falkovicti T.N., and Semenenko V.E. Closed photobioreactors for microalgal cultivation. // Russian J. Plant Physiology.

1996. V.43. P.131-136.

328.Tsygankov A.A., Suvorova L.G. Synthesis regulation of hydrogenases from phototrophic bacteria. // In: Abstr. Int. Symp. on molecular biology of hydrogenases. BRC Hungarian Acad. Sci.: Szeged. 1985. Hungary. C.45.

329.Tsygankov A.A., Vasilieva L.G. Catabolic repression of hydrogenase synthesis in Ectothiorhodospira shaposhnikovii. II FEMS Microbiol. Lett. 1990. V.67,P.171-174.

330.Tsygankov A.A., Hirata Y., Asada Y., Miyake J. Immobilization of the purple non-sulfur bacterium Rhodobacter sphaeroides on glass surfaces. // Biotechnology Techniques. 1993. V.7, P.283-286.

331.Tsygankov A.A., Hirata Y., Miyake M., Asada Y., Miyake J. Photobioreactor with photosynthetic bacteria immobilized on porous glass for hydrogen photoproduction. I of Ferm. and Bioengineering. 1994. V.77, P.575-578.

332.Tsygankov A., Laurinavichene T. Influence of the degree and mode of light limitation on growth characteristics of Rhodobacter capsulatus continuous culture. // Biotechnol. Bioeng. 1996. ¥.51, P.605-612

333.Tsygankov A., Serebryakova L., Sveshnikov D., Rao K., Gogotov I., Hall D. Hydrogen production by three different nitrogenases in whole cells of Anabaena variabilis and the dependence on pH. // Int. J. of Hydrogen Energy.

1997. V.22, P.859-867

334.Tsygankov A., Fedorov A.S., Laurihavichene T.V. Gogotov I., Rao K., Hall D. Actual and potential rates of hydrogen photoproduction by continuous culture of the purple non-sulphur bacterium Rhodobacter capsulatus. Appl. Microbil. Biotechnol. 1997. (In press)

335.Tsygankov, A.A., Hall, D.O., Lui, J.G., and Rao, K.K. An automated helical photobioreactor incorporating cyanobacteria for continuous hydrogen production. Biohydrogen'97. Int. Conf. on Biol. Hydrogen Prod. In press:,

1998.

336.Unden G., Bocher R., Knecht J., and Kroger A. Hydrogenase from Vibrio succinogenes, a nickel protein. // FEBS Lett. 1982. V.145. P.230-234.

337.Van Dijk C., Mayhew S.G., Grande H.J., and Veeger C. Purification and properties of hydrogenase from Megasphaera elsdenii. II Eur. J. Biochem. 1979. V.102. P.317.-330.

338.Van Gemerden H., and Beeftink H.W. Specific rates of substrate oxidation and product formation in autotrophically growing Chromatium vinosum cultures. //Arch. Microbiol. 1978. V.119. P.135-143

339.Van Heerikhuizen H., Albracht S.P., Slater E.C., and van Rheenen P.S. Purification and some properties of the soluble hydrogenase from Chromatium vinosum. II Biochim. Biophys. Acta. 1981. V.657. P.26-39.

340.Van Soom C., Verreth C., Sampaio M.J., and Vanderleyden J. Identification of a potential transcriptional regulator of hydrogenase activity in free-living Bradyrhizobium japonicum strains. // Mol. Gen. Genet. 1993. V.239. P.235-240.

341.Vignais P.M., Colbeau A., Willison J.C., and Jouanneau Y. Hydrogenase, nitrogenase, and hydrogen metabolism in the photosynthetic bacteria. // Adv. Microb. Physiol. 1985. V.26. P.155-234.

342.Vignais P.M. and Toussaint B. Molecular-biology of membrane-bound H2 uptake hydrogenases. // Arch. Microbiol. 1994a. V.161. P.l-10.

343.Vignais P.M. and Toussaint B. Mdlecular-biology of membrane-bound H2 uptake hydrogenases (vol 161, pg 1,1994). // Arch. Microbiol. 1994b. V.161. P.196.

344.Vignais P.M., Dimon B., Zorin N.À., Colbeau A., and Elsen S. HupUV proteins of Rhodobacter capsulatus can bind H2: evidence from the H-D exchange reaction. // J. Bacteriol. 1907. V.179. P.290-292.

345.Vincenzini M., Materassi R., Sili C., and Florenzano G. Hydrogen production by immobilized cells. III. Prolonged and stable H2 photoevolution by Rhodopseudomonas palustris in light-dark cycles. // Int. J. Hydrogen Energy. 1986. V.ll. P.623-626.

346.Vincenzini M., Materassi R., Tredici M.R., and Florenzano G. Hydrogen production by immobilized cell. I. Light-dependent dissimilation of organic substances by Rhodopseudomonas palustris. // Int. J. Hydrogen Energy. 1982a. W.I. P.231-236.

347.Vincenzini M., Materassi R., Tredici M.R., and Florenzano G. Hydrogen production by immobilized cells. II. H2-photoevolution and wastewater treatment by agar-entrapped cells of Rhodopseudomonas palustris and Rhodospirillum molishianum. // Int. J. Hydrogen Energy. 1982b. V.7. P.725-728.

348.Walach M.R., Balyuzi H.H.M., Bazin M.J., Lee Y.K., and Pirt S.J. Computer control of a photobioreaCtor to maintain constant biomass during diurnal variation in light intensity. // In: Microbial Methods for Environmental Biotechnology. Pirt S.J. London.: Soc. Appl. Bacteriol. 1984. P.313-321.

349.Walker C.C., Partridge C.D., and Yates M.G. The effect of nutrient limitation on hydrogen production by nitrogenase in continuous culture of Azotobacter chroococcum. II J. Gen. Microbiol. 1981. V.124. P.317-327.

350.Walmsley J., Toukdarian A., and Kennedy C. The role of regulatory genes nifA, vtt/A, anfA, nfrX, ntrC, and rpoN in expression of genes encoding the 3 nitrogenases of Azotobacter vinelanäii. I I Arch. Microbiol. 1994. V.162. P.422-429.

351.Watanabe Y. and Hall D.O. Photosynthetic C02 conversion technologies using a photobioreactor incorporating microalgae - energy and material balances. // Energy Conversion And Management. 1996a. V.37. P.1321-1326.

352.Watanabe Y. and Hall D.O. Photosynthetic production of the filamentous cyanobacterium Spirulina platensis in a cone-shaped helical tubular photobioreactor. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1996b. V.44. P.693-698.

353.Watanabe Y., de la Noue J., and Hatl D.O. Photosynthetic performance of a helical tubular photobioreactor incorporating the cyanobacterium Spirulina platensis. II Biotechn. Bioeng. 1995. V.47. P.261-269.

354.Weaver, P.F., Wall, J.D., atid Gest, H. Characterization of Rhodopseudomonas capsulata. Arch.fvíicrobiol. 105:207-216, 1975.

355.Willison J.C., Jouanneau Y., Colbeati A., and Vignais P.M. H2 metabolism in photosynthetic bacteria and relationship to N2 fixation. // Ann. Microbiol. Paris. 1983. V.134B. P.l 15-135.

356.Woese C.R., Stackebrandt E., Weisburg W.G., Paster B.G., Madigan M.T., Fowler V.J., Hahn C.M., Blanz P. et al. The phylogeny of purple bacteria: The alpha subdivision. // Syst. Appl. Microbiol. 1984a. V.5. P.315-326.

357.Woese C.R., Weisburg W.G., Paster B.J., Hahn C.M., Tanner R.S., Krieg N.R., Koops H-P., Harms H. et al. The phylogeny of purple bacteria: The beta subdivision. // Syst. Appl. Microbiol. 1984b. V.5. P.327-336.

358.Woese C.R., Stackebrandt E., Macke T.J., and Fox G.E. The phylogenetic subdivision of the major eubacterial taxa. // Syst. Appl. Microbiol. 1985a. V.6. P.143-151.

359.Woese C.R., Weisburg W.G., Hahn C.M., Paster B.J., Zablen L.B., Lewis B.J., Macke T.J., Ludwig W. et al. The phylogeny of purple bacteria: the gamma subdivision. // Syst. Appl. Microbiol. 1985b. V.6. P.25-33.

360.Wölk C.P. Heterocysts. // In: The biology of cyanobacteria. Carr N.G. and Whitton B.A. Oxford, London.: Blackwell Sei. Edinburgh. 1982. P.359-386.

361.Woodley P., Buck M., and Kennedy C. Identification of sequences important for recognition of vnf genes by the vnfA transcriptional activator in Azotobacter vinelandii. II FEMS Microbiol. Lett. 1996. V.135. P.213-221.

362.Wu L.F. and Mandrand M.A. Microbial hydrogenases - primary structure, classification, signatures and phylogeiiy. 11 FEMS Microbiol. Revs. 1993. V.104. P.243-270.

363.Wu, Y., Chen, B., and Qiu, Z. Stiidies on nitrogenase, hydrogen-uptake hydrogenase, and the mechanism of hydrogen evolution in photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas sphaeroides growing fermentatively in darkness. // Weishengwuxue Tongbao. 1991. V.18. P.71-74.

364.Yakunin A.F., Gogotov I.N. Formation of two forms of nitrogenase and effects of its switch-off by ammonia in purple bacteria. // Microbiol. Sci. 1988. V.5. P.78-81.

365.Yoch D.C. Manganese, an essential trace element for N2 fixation by Rhodospirillum rubrum and Rhodopseudomonas capsulata. II J. Bacterid. 1979. V.140. P.987-993.

366.Zhang Y.P., Bums R.H., Ludden P.W., and Roberts G.P. Postradiational regulation of nitrogenase activity by anaerobiosis and ammonium in Azospirillum brasilense. II J. Bacteridl. 1993. V.175. P.6781-6788.

367.Zhang Y.P., Burns R.H., Ludden P.W., and Roberts G.P. Comparison studies of dinitrogenase reductase ADP-ribosyl transferase dinitrogenase reductase activating glycohydrolase regulatory systems in Rhodospirillum rubrum and Azospirillum brasilense. II J. Bacteriol. 1995a. V.177. P.2354-2359.

368.Zhang Y.P., Cummings A.D., Burns R.H., Ludden P.W., and Roberts G.P. Effect of an ntrBC mutation on the posttranslational regulation of nitrogenase activity in Rhodospirillum rubrum. // J. Bacteriol. 1995b. V.177. P.5322-5326.

369.Zhang Y.P., Burns R.H., Ludden P.W., and Roberts G.P. Presence of a 2nd mechanism for the posttranslational regulation of nitrogenase activity in Azospirillum brasilense in response to ammonium. // J. Bacteriol. 1996. V.178. P.2948-2953.

370.Zhang Y.P., Grunwald S.K., Lies D.P., Halbleib C., Ma Y., Roberts G.P., Burris R.H., and Ludden P.W. Posttranslational regulation of nitrogenase activity by reversible ADP-rybosilation; how are the regulatory enzymes GRAT and DRAG regulated?. // Ih: Nitrogen fixation: fundamentals and applications. Tikhonovich I.A. et al., eds. Dordrecht.: Kluwer Acad. Publ. 1995c. P.177-182.

371.Zinchenko V. Babykin M., Glazer V., Smirnova V., Abdullaev Z., Popov A. and Shestakov S. Role of the ritrB and ntrC genes of Rhodobacter sphaeroides in the regulatin of nitrogen and carbon metabolism. I I In: Nitrogen fixation: Fundamentals and applications. Proc. 10th Int. Congr. on Nitr. Fix.,

St. Petersburg, Russia, May, 28- June, 3, 1995 Tikhonovich et al., eds. 1995. Dordrecht, Kluwer Acad. Publ. P.243

372.Zinoni F., Robson R.M., and Robson R.L. Organization of potential alternative nitrogenase genes from Clostridium pasteurianum. H Biochim. Biophys. Acta. 1993. V.1174. P.83-86.

373.Zorin N.A. Redox properties and active centre of phototrophic bacteria hydrogenases. // Biochimie. 1986. V.68. P.97-101.

374.Zorin N.A., Lissolo T., Colbeau A., and Vignais P.M. Increased hydrogen photoproduction by Rhodobacter capsulatus strains deficient in uptake hydrogenase. // J. Mar. Biotechnol. 1996. V.4. P.28-33.

375.Zorin N.A., Medina M., Pusheva M.A., Gogotov I.N., and Cammack R. Hydrogenase from the thermophilic bacterium Thermococcus stetteri -isolation and characterization of EPR-detectable redox centers. // FEMS Microbiol. Lett. 1996. V.142. P.71-76.

376.Zuber, H. and Cogdell, R.J. Structure and organization of purple bacterial antenna complexes. // In: Anoxygenic photosynthetic bacteria. Blankenship, R.E., Madigan, M.T., and Bauer, C.E., eds. Dordrecht:Kluwer Acad. Publ. 1995. P.315-348.

377.Zumft W.F. and Castillo F. Regulatory properties of the nitrogenase from Rhodopseudomonaspalustris. II Arch. Microbiol. 1978. V.117. P.53-57.

378.Zurrer H. and Bachofen R. Hydrogen production by the photosynthetic bacterium Rhodospirillum rubrum. II Appl. Environ. Microbiol. 1979. V.37. P.789-793.

379.Zurrer H. and Bachofen R. Aspects of growth and hydrogen production of the photosynthetic bacterium Rhodospirillum rubrum in continuous culture. // Biomass. 1982. V.2. P.165-174.

380.Zurrer H. and Bachofen R. Production of molecular hydrogen with immobilized cells of Rhodospirillum rubrum. II Appl. Microbiol, and Biotechnol. 1985. V.23. P.15-20.