Пурпурные несерные бактерии в двухстадийном процессе получения водорода из органических отходов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат биологических наук Текучева, Дарья Николаевна

• Текучева, Дарья Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Текучева, Дарья Николаевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. ПОЛУЧЕНИЕ ВОДОРОДА БИОЛОГИЧЕСКИМ ПУТЕМ

1.1. Одностадийные биологические методы получения водорода

1.2. Возможные схемы интеграции биологических процессов для получения водорода и электрического тока

1.2.1. Получение водорода различными биологическими путями и его преобразование в электрический ток ферментным электродом ]

1.2.2. Совмещение брожения и МТЭ с выделением водорода на обеих стадиях

1.2.3. Интеграция фотоавтотрофного накопления биомассы и ее двухстадийного разложения ^ д

1.2.4. Совмещение фотосинтетического накопления и темнового сбраживания углеводов микроводорослями и фотогетеророфного выделения водорода из продуктов брожения

1.2.5. Интегрированные системы для повышения эффективности улавливания энергии света 2/

1.2.6. Интеграция процессов получения водорода за счет фотоферментации и гетеротрофного брожения

ГЛАВА 2. КОМПОНЕНТЫ ДВУХСТАДИЙНОЙ СИСТЕМЫ ПОЛУЧЕНИЯ ВОДОРОДА ЗА СЧЕТ ГЕТЕРОТРОФНОГО БРОЖЕНИЯ И ФОТОФЕРМЕНТАЦИИ И СПОСОБЫ ИХ ОБЪЕДИНЕНИЯ

2.1. Гетеротрофные бактерии как компонент двухстадийной системы

2.1.1. Метаболические пути и эффективность получения водорода с помощью гетеротрофных бактерий

2.1.2. Использование различных субстратов и органических сточных вод (органических отходов) для получения водорода

2.2. Пурпурные несерные бактерии как компонент двухстадийной системы

2.2.1. Фотосинтетический аппарат ПНСБ

2.2.2.Нитрогеназный комплекс, гидрогеназы и выделение водорода ПНСБ

2.2.3. Получение водорода с помощью ПНСБ

2.2.4. Получение бактериохлорофилла а из биомассы ПНСБ

2.2.5. Иммобилизация как путь оптимизации выделения водорода пурпурными несерными бактериями $$

2.,3. Способы объединения процессов получения водорода за счет фототрофного и

гетеротрофного брожения

2.3.1. Совместные (смешанные) культуры для получения водорода

2.3.2. Постадийное культивирование

2.3.3. Одновременное культивирование в разделенных объемах

ГЛАВА 3. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1. Объекты исследований и питательные среды

3.1.1. Анаэробный клостридиальный консорциум

3.1.2. Пурпурные несерные бактерии

3.1.3. Подготовка ферментационной жидкости (ФЖ) в качестве среды для ПНСБ

3.2. Выделение водорода суспензиями пурпурных бактерий в кратковременных и продолжительных экспериментах

3.2.1. Кратковременные эксперименты

3.2.2. Продолжительные эксперименты

3.3. Выращивание биомассы ПНСБ богатой бактериолорофиллом а

3.4. Выделение водорода иммобилизованными пурпурными бактериями

3.4.1. Матрица для иммобилизации и ее активация

3.4.2. Конструкция фотобиореакторов для иммобилизованных культур (имм-ФБР), процедура иммобилизации и условия культивирования

3.4.3. Оценка колонизации матриц в процессе работы ФБР

3.5. Выделение водорода в совмещенном двухстадийном реакторе

3.6. Методы биохимических анализов

3.7. Прочие методы

3.8. Методы расчетов и характеристика используемых величин 60 РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

ГЛАВА 4. ВЛИЯНИЕ ПОТЕНЦИАЛЬНЫХ КОМПОНЕНТОВ ФЖ НА РОСТ И ВЫДЕЛЕНИЕ

ВОДОРОДА ПНСБ

4.1. Влияние органических кислот

4.1.1. Влияние органических кислот и их концентраций

4.1.2. Особенности потребления органических кислот из их смеси

4.2. Влияние прочих возможных продуктов брожения (спирты, ацетон, Н2, С02)

4.3. Влияние ингибиторов метаногенеза и фосфатов

4.4. Влияние источников азота, оптимальных для темновой ферментации

ГЛАВА 5. ПРОДУКТЫ ТЕМНОВОЙ ФЕРМЕНТАЦИИ КАК СУБСТРАТЫ ДЛЯ РОСТА И ВЫДЕЛЕНИЯ ВОДОРОДА СУСПЕНЗИЯМИ ПНСБ

5.1. Использование продуктов темновой ферментации картофеля

5.1.1. Выделение водорода при разведении ФЖ

5.1.2. Доля потребления и эффективность преобразования органических кислот в водород $$

5.2. Использование отходов спиртовой промышленности (барды)

5.2.1. Выделение водорода и накопление бактериохлорофилла а при разбавлении ферментированной барды, влияние неорганических добавок

5.2.2. Масштабирование процесса с целью получения водорода

5.2.3. Получение биомассы ПНСБ, богатой Бхл а, в фотогетеротрофных условиях без получения водорода

5.2.4. Сравнительная характеристика методов очистки ферментированной барды с помощью ПНСБ

ГЛАВА 6. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ИММОБИЛИЗОВАНЫХ КУЛЬТУР ПНСБ ДЛЯ ВЫДЕЛЕНИЯ ВОДОРОДА ИЗ ФЖ

6.1. Иммобилизация пурпурных бактерий

6.2. Характеристики выделения водорода иммобилизованной культурой МойоЬааег $р1шего1(1е$ вЬ при использовании синтетической среды

6.3. Использование ферментационных жидкостей и барды в проточном реакторе с иммобилизованной культурой ЯЬа. ъркаегоЬЛез СЬ ЮЗ

6.3.1. Использование крахмальных ФЖ ¡03

6.3.2. Использование картофельной ФЖ 7

6.3.3. Использование барды ¡д^

6.4. Способы улучшения очистки ФЖ от органических кислот

6.5. Эффективность выделения водорода с применением суспензий или иммобилизованных культур пурпурных бактерий в двухстадийной системе

ГЛАВА 7. ИЗУЧЕНИЕ СОВМЕЩЕНИЯ ДВУХ СТАДИЙ ИНТЕГРИРОВАННОГО ПРОЦЕССА ЧЕРЕЗ МЕМБРАНУ ,

7.1. Создание совмещенного двухстадийного реактора

7.2 Диффузия веществ через диализную мембрану в совмещенном биореакторе

7.3. Выделение водорода темновым анаэробным консорциумом

5

7.4. Выделение водорода и потребление органических кислот из искусственных сред в

световом реакторе

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

ПРИЛОЖЕНИЕ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СОКРАЩЕНИЯ

Бф- ферментировнная барда БХл а - бактериохлорофилл а

Имм-ФБР - фотобиореактор с иммобилизованной культурой

МТЭ - микробный топливный эллемент

ПНСБ - пурпурные несерные бактерии

ПГБ - поли-(3-гидроксибутират

СВ - сухой вес

ФБР - фотобиореактор

ФЖ - ферментационная жидкость

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пурпурные несерные бактерии в двухстадийном процессе получения водорода из органических отходов»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы работы. Исчерпание традиционных ископаемых источников энергии и загрязнение окружающей среды продуктами их сгорания - важные проблемы современного общества. Одним из перспективных альтернативных носителей энергии является молекулярный водород. Получение водорода возможно разными способами, но биологический метод является самым экологически безопасным (проходит при атмосферном давлении и температурам близким к комнатной). Кроме того, если в качестве субстратов использовать органические отходы, то одновременно с получением водорода возможна и их очистка. Молекулярный водород способны выделять многие бактерии, однако практическое значение могут иметь только те из них, которые обладают высокими удельными скоростями процесса. Наибольшие скорости выделения Н2 характерны для пурпурных несерных бактерий (ПНСБ), выделяющих водород в фотогетеротрофных условиях при недостатке азота, и гетеротрофные анаэробные бактерии, выделяющие водород при брожении (Цыганков, 2007; Redwood et al., 2009; Keskin et al., 2011). Гетеротрофные анаэробные бактерии способны использовать широкий спектр органических соединений для роста и выделения водорода, но при этом неизбежно происходит выделение других продуктов, в частности, органических кислот, из-за чего максимальный теоретический выход водорода достигает лишь 4 моль/моль гексозы. ПНСБ за счет энергии света способны выделять водород из простых органических субстратов, например, органических кислот. Полнота их преобразования в водород может достигать 90% от теоретического предела 12 моль/моль гексозы.

Таким образом, два самых перспективных биологических процесса получения водорода имеют свои недостатки, но их объединение в единый процесс (использование продуктов брожения гетеротрофных анаэробных бактерий для светозависимого выделения водорода пурпурными бактериями) позволило бы получить водород с полным разложением органических соединений.

Степень разработанности проблемы:

К 2007 году (начало наших исследований) имелись лишь отдельные публикации, посвященные выделению водорода двухстадийной интегрированной системой на основе гетеротрофного брожения и светозависимого выделения водорода пурпурными бактериями. К настоящему времени количество публикаций резко возросло. Показано, что использование продуктов ферментации для светозависимого выделения водорода

пурпурными бактериями не всегда эффективно. Поэтому необходимо выявить основные факторы, снижающие выход водорода ПНСБ и найти пути их устранения. Кроме того, исследования темновых процессов брожения и получения водорода пурпурными бактериями, использующими продукты ферментации, проводились раздельно. Мало внимания уделялось способу интеграции двух процессов в единую систему, что приводило к большим энерго- и трудозатратам при обработке ферментационных жидкостей (ФЖ). Создание технологий/реакторов для интеграции двух процессов в литературе практически не описано.

Опубликовано много работ, посвященных изучению и применению иммобилизованных культур микроорганизмов в промышленности. Известно, что при иммобилизации повышается устойчивость бактерий к неблагоприятным факторам. Показано, что иммобилизация пурпурных несерных бактерий приводит к увеличению скоростей выделения водорода (Тзудапкоу, 2001, 2003; Кеэкт & а!., 2011; 11уаг, 2012). Поэтому применение иммобилизованных культур ПНСБ в непрерывном процессе выделения водорода из ФЖ обосновано. В то же время для практического использования необходимо подобрать дешевую, стабильную и прозрачную матрицу.

Целью данной работы стало исследование суспензионных и иммобилизованных культур пурпурных несерных бактерий во второй стадии интегрированной системы получения водорода с использованием синтетических питательных сред, модельных органических отходов (картофельных и крахмальных ферментационных жидкостей) и реального отхода спиртовой промышленности - барды.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

• Оценить толерантность пурпурных несерных бактерий к высоким концентрациям потенциальных продуктов и компонентов сред темновой ферментации.

• Разработать комплексный подход, позволяющий получать водород с максимальным выходом, основанный на имеющейся информации о составе ферментационных жидкостей и свойствах пурпурных несерных бактерий.

• Изучить возможность использования барды для получения водорода пурпурными несерными бактериями.

• Подобрать новую дешевую матрицу и отработать простую методику иммобилизации пурпурных несерных бактерий с последующим изучением непрерывного выделения водорода в фотобиореакторе.

• Разработать и испытать новый тип реактора, в котором обе стадии двухстадийной системы пространственно объединены.

Научная новизна. Определены допустимые концентрации ацетата, пропионата, бутирата, изобутирата, метанола, этанола, бутанола, а также цинка и меди в ферментационных жидкостях для роста и выделения водорода Rba. capsulatus BIO. Впервые обнаружено, что из смеси органических кислот первыми потребляются органические кислоты с 2-3 атомами углерода. Впервые исследовано применение ферментированных органических субстратов (в том числе барды) в фотобиореакторе с иммобилизованной культурой в непрерывном режиме.

Практическая значимость. Показана перспективность применения суспензионных и иммобилизованных культур ПНСБ во второй стадии интегрированной системы получения водорода с использованием органических отходов. Результаты проведенных исследований, могут стать основой для создания технического задания на дальнейшие опытно-конструкторские работы. Установлено, что спиртовая барда является перспективным субстратом для двухстадийной системы получения водорода с одновременной ее очисткой. Оценена эффективность преобразования субстратов в водород и доля их потребления из модельных и реальных органических отходов для выделения водорода, и предложены методы улучшения их очистки. Для иммобилизации ПНСБ впервые применена стеклоткань, и отработан дешевый и практичный метод иммобилизации, обеспечивающий длительное выделение водорода. Обнаружено, что максимальные скорости выделения водорода при наиболее полной утилизации органических кислот возможны лишь в узком диапазоне концентраций субстратов.

Апробация результатов исследования. Результаты работы были представлены на Молодежной школе-конференции с международным участием «Возобновляемые источники энергии» (Москва, 2008), Международной конференции «Преобразование энергии света при фотосинтезе» (Пущино, 2008), Международной конференции «Молекулярная/нано-фотохимия, фотокатализ и преобразование солнечной энергии» (Каир, Египет, 2008), 13-м международном симпозиуме по фототрофным прокариотам (Монреаль, Канада, 2009), Симпозиуме с международным участием «Современные проблемы физиологии, экологии и биотехнологии микроорганизмов» (Москва, 2009), 14-й международной школе-конференции молодых ученых «Биология - наука 21 века» (Пущино, 2010), 9-й международной конференции по гидрогеназам (Упсала, Швеция, 2010), а также отмечены на конкурсе молодых ученых У.М.Н.И.К. - 2009.

Работа была проведена в рамках темы «Микроорганизмы и их ферменты как катализаторы в новых энергоемких технологиях и водородной энергетике» (Номер госрегистрации: 01200902137). Частично работа поддерживалась грантами РФФИ (08-08-12196-офи, 11-04-01383), Программой РАН «Химические аспекты энергетики», Научно-техническим проектом от Национальной Лаборатории Возобновляемых Источников Энергии (Колорадо, США) АБА-0-99178-01.

Публикации по теме работы. В рецензируемых изданиях, рекомендованных ВАК РФ, опубликованы 3 статьи по материалам диссертации и 2 обзорных статьи. Опубликовано 7 тезисов докладов на российских и международных конференциях.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Текучева, Дарья Николаевна

выводы

1. Показана перспективность применения пурпурных несерных бактерий в интегрированных системах получения водорода с одновременной очисткой органических отходов.

2. Разработан комплексный подход для повышения выхода водорода за счет пурпурных несерных бактерий во второй стадии интегрированной системы, перерабатывающей крахмал, картофель и барду. Он включает определение максимально допустимых концентраций компонентов ферментационных жидкостей, их разведение, дополнение макроэлементами, увеличение буферной ёмкости, снижение светолимитирования.

3. Впервые для иммобилизации пурпурных несерных бактерий применена стеклоткань. Выделение водорода в фотобиореакторе было стабильным в непрерывном режиме.

4. Впервые показано, что ферментированная барда может быть использована пурпурными несерными бактериями для выделения водорода с выходом 12 л/л и эффективностью преобразования органических кислот в водород до 65%.

5. Впервые обнаружено, что в синтетических средах и в реальных ферментационных жидкостях как суспензионные, так и иммобилизованные культуры используют в первую очередь С2-С3 кислоты.

6. Разработан и изготовлен макет нового типа реактора, в котором обе стадии интегрированного процесса объединены. Проведены испытания первой и второй стадии интегрированного процесса раздельно.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Интерес к двухстадийным системам получения водорода из дешевого сырья или отходов, содержащих органические соединения, резко возрос в последнее время. К моменту начала наших исследований в 2007 году этому направлению были посвящены отдельные публикации. Основные вопросы, которые возникают в связи с двухстадийными системами -это выбор бактериальных культур, субстратов, способа обработки ФЖ (при последовательном культивировании), оптимальных условий среды, благоприятных для обеих стадий, и способа интегрирования процессов. Способы их решения описаны в литературном обзоре.

Использование разных органических субстратов чистыми культурами ПНСБ с использованием синтетических сред изучалось очень подробно (Кондратьева, 1996). Перспектива применения ПНСБ в двухстадийных системах получения водорода дала новый толчок исследованиям. Особенность этих исследований заключается в том, что для роста и выделения водорода ПНСБ должны использовать продукты темнового брожения (ФЖ). ФЖ более сложны по составу, чем синтетические среды, так как содержат не только органические кислоты и спирты (обычные продукты темновой ферментации), но и компоненты сред для 1-й стадии, вещества, содержащиеся в исходном природном субстрате, а в некоторых случаях специально добавленные ингибиторы метаногенеза или рН-стабилизирующие агенты. Во многих случаях полный анализ состава ФЖ даже не производится. Исследование влияния указанных выше соединений необходимо как для прогнозирования возможности использования тех или иных ФЖ, так и для объяснения получаемых результатов. Для изучения влияния компонентов ФЖ в данной работе использовались два экспериментальных подхода: иследование роста и выделения водорода ПНСБ в долговременных экспериментах и исследование текущего выделения водорода в кратковременных экспериментах. Долговременные эксперименты в большинстве случаев проводились с культурами, выращенными в условиях дерепрессии нитрогеназы, что позволяло судить об их способности к выделению водорода. Эти эксперименты более точно отражают поведение культуры и особенно выделение водорода в условиях периодического культивирования в ФБР, хотя при этом используются значительно меньшие объемы культуры. Кратковременные эксперименты позволяют получать информацию в течение нескольких часов. В том случае, если концентрация добавляемого соединения высока и оно быстро не поглощается культурой, эффект может быть экстраполирован и на длительные эксперименты по выделению водорода в ФБР в непрерывном режиме. Используя оба подхода, мы предварительно выяснили ингибирующие концентрации органических кислот и фосфатов, а также устойчивость ПНСБ к ингибиторам метаногенеза, что было полезно при проведении экспериментов с реальными продуктами темновой ферментации (ФЖ).

При изучении выделения водорода ПНСБ изначально использовались синтетические среды с единственной органической кислотой (или их смесью), затем - продукты темновой ферментации простого органического соединения (крахмал), далее - продукты ферментации крахмалсодержащего растительного сырья, и наконец - промышленные отходы производства спирта. Эксперименты проводились как с суспензионными в периодическом режиме, так и с иммобилизованными культурами в непрерывном режиме. Полученные результаты оценивались комплексно с точки зрения разных параметров процесса: скорости выделения водорода; эффективности преобразования органических кислот в водород на стадии фотоферментации; доли потребления органических кислот (степени очистки); молярного выхода водорода в расчете на исходный субстрат; приведенного выхода водорода (в расчете на исходную неразбавленную ФЖ); эффективности выделения водорода в двухстадийном процессе; выхода БХл а\ устойчивости и продолжительности непрерывного процесса в имм-ФБР.

Анализ полученных данных позволяет сделать вывод об основных факторах, имеющих значение при использовании ФЖ для получения водорода на второй стадии интегрированного процесса.

Первый фактор - суммарная концентрация органических кислот. Определены концентрации, лимитирующие скорость выделения водорода иммобилизованной культурой в непрерывных условиях. Для синтетических сред и картофельной ФЖ лимитирующие (то есть ненасыщающие) концентрации органических кислот составляли около 6-7 мМ в данных условиях работы ФБР. Выяснение лимитирующих концентраций существенно при выборе режима реактора: обеспечение максимальных скоростей выделения водорода или максимальной очистки ФЖ от органических кислот. Достичь одновременно и того, и другого можно лишь в узком диапазоне концентраций субстрата.

Определение ингибирующих концентраций имеет еще большее значение, поскольку продукты темновой ферментации содержат обычно высокие концентрации органических кислот. Использованная в данной работе картофельная ФЖЗ содержала 468 мМ органических кислот, а крахмальная ФЖ2 - 250 мМ (табл. 2, раздел 6.2). По нашим данным для синтетических сред и картофельной ФЖ в суспензионных культурах ингибирующие концентрации органических кислот составляют около 80 мМ. Чтобы избежать ингибирующего эффекта высоких концентраций органических кислот, общепринятым является разбавление ФЖ (Redwood et al., 2009, табл. 3, глава 2.3.2.). Однако разбавление имеет и некоторые негативные последствия (обсуждаются ниже), а также увеличивает объем ФЖ для переработки. В качестве альтернативы можно предложить поиск новых штаммов ПНСБ, более устойчивых к органическим кислотам. Недавно в лаборатории такие штаммы были выделены и успешно применены в двухстадийной системе (Khusnutdinova et al., in press).

Влияние других продуктов темновой ферментации (например, спиртов) на фотовыделение водорода было также неизвестно. Проведенные нами исследования показывают, что этанол и метанол снижали скорость выделения водорода на 50% при концентрации 1,3 и 1,8 М соответственно (раздел 4.2). При этом концентрации этанола в неразбавленных ФЖ по литературным данным составляли от 20 до 370 мМ (Guo et al., 2008; Liu et al., 2009; Ozgur et al., 2010; Lo et al., 2011) и могли быть уменьшены путем снижения рН при темновой ферментации (Kim et al., 2004b; Hawkers et al., 2007; Yokoyama et al., 2007). Следовательно, ингибирующее влияние этанола на стадии фотоферментации Rba. capsulatus можно считать маловероятным.

Второй фактор - суммарная концентрация азотсодержащих веществ, которые могут быть использованы ПНСБ. В случае синтетических сред эта концентрация известна (раздел 2.2.3) и легко регулируется. В случае ФЖ в состав могут входить ионы аммония и другие азотсодержащие вещества, которые сложно анализировать. При этом трудно предсказать, будут ли они усваиваться ПНСБ и ингибировать выделение водорода, поэтому вопрос решается эмпирически. Высокая концентрация азотсодержащих веществ в ФЖ может прежде всего ингибировать выделение Н2 (выключая нитрогеназу) в непрерывном процессе, как было показано для имм-ФБР при концентрации аммония 2 мМ. В периодическом процессе высокая концентрация азотсодержащих веществ обуславливает рост бактерий в начальный момент времени без выделения водорода и достижение высокой концентрации клеток ПНСБ в последующей фазе, что, как правило, приводит к самозатенению культуры в ФБР и подавлению выделения водорода, что также отмечалось в других работах (Zhu et al., 1999). Этот эффект был показан нами для картофельной ФЖ, где как разбавление ФЖ от 10% до 2,5%), так и уменьшение толщины слоя культуры до 5 мм в ФБР увеличивало выход водорода (раздел 5.1.1.).

В представленном исследовании для уменьшения концентрации азотсодержащих веществ также применяли разбавление. Однако нужно иметь в виду, что, при разбавлении ФЖ, соотношение C/N не изменяется. Следовательно, если C/N понижено в исходной ФЖ (то есть содержание азотсодержащих веществ относительно избыточно), нужно искать способы его изменения. Поэтому в литературе были предложены другие более сложные подходы борьбы с лимитированием культуры соединениями азота: использование смешанного культивирования ПНСБ и темновых гетеротрофных бактерий (Zhu et al., 2001), включение ПНСБ в агар, использование ион-селективных матриц для иммобилизации (Zhu et al., 1999) и мутантных штаммов устойчивых к NH4+(Зинченко и др., 1991; Zinchenko et al., 1997, Yagi et al., 1994; Zhu et al., 2002; Laguna et al., 2010). Также есть рекомендации по удалению аммиака барботированием после подкисления ФЖ (Argun, Kargi, 2010b) или электросепарацией (Redwood, Macaskie, 2007). Все перечисленные методы усложняют процесс, и возможность их применения на практике требует дальнейшего изучения.

Известны также примеры ФЖ с очень высоким соотношением C/N, в частности наблюдался недостаток азота в сточных водах некоторых производств. В этом случае использование ФЖ возможно лишь для уже выросших или иммобилизованных культур, когда фаза роста не требуется. В других случаях возникает необходимость добавления соединений азота в ФЖ (Kim et al., 2001; Lo et al., 2008; Chen et al., 2010).

Использование метода разбавления ФЖ перед фотоферментацией имеет и негативные последствия. Прежде всего, разбавление может привести к возникновению дефицита каких-либо микро- или макроэлементов. В ряде исследований показано, что во второй стадии 2-стадийной системы хороший эффект дает добавление солей молибдена и ЭДТА (Yokoi et al., 2001; Ozgur et al., 2010a, b; Ozminci, Kargi, 2010). Однако в наших исследованиях добавление смеси микроэлементов (включающих молибден и ЭДТА) не оказывало положительного эффекта (данные 5.1.1.). Вероятно, это связано с внесением смеси микроэлементов в среду при темновом брожении.

Критическими компонентами среды в нашем случае оказались магний, и в меньшей степени железо (разделы 5.1.1. и 6.3.1.). Другие ФЖ также дополнялись солями магния перед применением для ПНСБ (Lo et al., 2008; Argun, Kargi, 2010; Ozminchi, Kargi, 2010; Ozgur et al., 2010). Очевидно, что набор таких добавок определяется составом исходного субстрата, среды для темновой ферментации и необходимой степенью ее разбавления. Положительный эффект добавления фосфатов в наших экспериментах связан с их буферным эффектом, то есть необходимостью поддержания допустимых значений рН для ПНСБ. В перспективе желательно использовать другие буферные системы, не являющиеся потенциальными загрязнителями биоценозов.

В настоящем исследовании предварительное разбавление картофельной ФЖ до 5 % в плоском реакторе, а барды до 20 % позволило получить высокие приведенные выходы водорода: до 40 л/л (раздел 5.1.1) в первом случае и до 12,0 л/л во втором (раздел 5.2.1.). Кроме того, вследствие разбавления и увеличения объемов ФЖ возрастает нагрузка на ФБР, тем более, что скорости темнового брожения значительно превышают скорости фотоферментации, и, следовательно, производительность первой стадии оказывается выше, чем второй. Увеличение объемов ФБР крайне нежелательно и технологически сложно, поскольку для светозависимых процессов очень важным показателем является отношение поверхности реактора к его объему.

Процедуру разбавления также следует минимизировать, имея в виду перспективу масштабирования процесса, чтобы не увеличивать объемы сточных вод и расход пресной воды. Поэтому важно, чтобы процесс был более устойчивым к высоким концентрациям органических кислот. Считается, что иммобилизация повышает устойчивость ПНСБ к разным факторам среды (Miutsu et al., 1985; Zhu et al., 1999; Zhang et al., 2008; Liu et al., 2011). В наших экспериментах добавление к суспензии клеток 80 мМ ацетата (или др. кислот и их смеси) уже вызывало некоторый ингибирующий эффект (табл. 4, раздел 4.1.1.). В случае имм-ФБР содержание 80 мМ ацетат на входе (на выходе - не менее 70 мМ) не снижало скорости выделения Н2 (табл. 1, раздел 6.2.). В экспериментах с имм-ФБР, по-видимому, улучшенное снабжение светом при достаточно высокой концентрации биомассы (15 мкг БХл а! см матрицы в начале культивирования) обусловило более высокую скорость продолжительного выделения водорода при использовании 5 % картофельной ФЖ в имм-ФБР, а именно около 3,5 л/ л/ день по сравнению с максимальной скоростью 0,2 - 0,45 л/ л/ день в периодической суспензионной культуре. Эффективность применения иммобилизованных культур ПНСБ для получения водорода неоднократно подтверждена в литературе (Tsygankov, 2001, 2004; Keskin et al., 2011). Однако для ее практического применения необходимо использовать дешевую матрицу, обработанную простым способом, и быструю процедуру иммобилизации. Всем этим требованиям удовлетворяет стеклоткань, предложенный способ ее активации и схема иммобилизации. В используемом режиме выделение водорода с высокой скоростью начиналось уже через 9 дней после начала эксперимента (рис. 2, раздел 3.4.2). После кратковременного (1-2 дня) снижения скорости выделения водорода (при испытании неоптимальных сред), процесс быстро восстанавливался, если среда заменялась на стандартную. В целом время непрерывной работы реактора достигало 3 месяца.

Проведенные исследования продемонстрировали высокую эффективность применения ПНСБ на второй стадии переработки органического крахмалсодержащего сырья (картофель). Фотоферментация обеспечивает молярный выход водорода до 4,9 моль/ моль гексозы (в расчете на исходный субстрат). Таким образом, существенно повышается общий молярный выход водорода интегрированного процесса до 5,6 моль/ моль гексозы. Аналогичные результаты были получены в случае применения ПНСБ для утилизации отходов спиртовой промышленности (переработка барды). Выход водорода при темновом сбраживании составлял 1,2 л/ л барды и увеличился до 3,2 л/ л после стадии фотоферментации (табл 6., раздел 6.5)

Производство биоводорода может быть рентабельным только при использовании органических отходов в качестве субстратов и их одновременной очистки (Redwod et al., 2009). Важность переработки отходов спиртовой промышленности описана в разделе 2.1.2. Для улучшения очистки барды и увеличения выхода водорода был предложен этап предварительного темнового сбраживания, которое обеспечивает гидролиз остаточных Сахаров до органических кислот с частичным использованием азотсодержащих соединений. В этом случае приведенный выход водорода увеличивается с 2,0 л/ л (только фотоферментация) до 13,6 л/ л (1,6 - темновая ферментация) + 12,0 л/ л (фотоферментация)) (табл. 6, раздел 6.5). Использование сброженной барды также эффективно для получения биомассы ПНСБ богатой БХл а, с целью последующего применения пигментов в фотодинамической терапии рака (раздел 5.2.3.).

Выясненные особенности потребления ПНСБ органических кислот из их смесей позволяют предположить, что в случае насыщающей (избыточной) суммарной концентрации доля потребления бутирата (изобутирата) будет минимальной, так как именно С4 органические кислоты потребляются в последнюю очередь (по крайней мере Rba. capsulatus В10, а также другими штаммами, позднее проверенными в лаборатории (Khusnutdinova et al., in press)). Эта особенность, видимо, обуславливает пониженный выход водорода от теоретически возможного, так как исходя из стехиометрических соотношений наибольший молярный выход водорода (10 моль/ моль орг. кислоты) может быть достигнут при использовании бутирата.

Таким образом, разработанный и использованный нами подход позволил подобрать режим, обеспечивающий высокий выход водорода и/или достаточно полную очистку ФЖ от органических кислот при использовании и синтетических сред, и картофельных или крахмальных ФЖ, и сброженной барды как суспензионной, так и непрерывной иммобилизованной культурами ПНСБ. Этот подход, заключающийся в анализе состава ФЖ, учитывающий физиологические особенности конкретного штамма и использующий ФБР с высоким отношением поверхности к объему, можно рекомендовать и при подборе условий для максимального выделения водорода в других исследованиях.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Текучева, Дарья Николаевна, 2012 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Абрамов С.М. Микробная конверсия целлюлозосодержащих отходов в электроэнергию с помощью гидрогеназного электрода, интегрированного в среду ферментации. Дисс. канд. биол. наук, Москва, 2011.

2. Бойченко В.А., Сатина Л.Я., Литвин Ф.Ф. Эффективность фотообразования водорода водорослями и цианобактериями. // Физиология растений, 1989;36:239-248.

3. Винаров А.Ю., Ковальский Ю.В., Заикина А.И. Промышленная биотехнология переработки отходов спиртовых заводов. 2004. http://www.ecologylife.ru/utilizatsiya-2004/1508.html#more-1508.

4. Ельцова З.А., Васильева Л.Г., Цыганков A.A. Выделение водорода рекомбинантными штаммами Rhodobacter sphaeroides с модифицированным фотосинтетическим аппаратом. //Прикл. биохимия и микробиология, 2010;46:532-537.

5. Зинченко В.В., Коптева A.B., Белавина Н.В., Шестаков C.B. Исследование различного типа мутантов Rhodobacter sphaeroides с дерепрессированной нитрогеназой. // Генетика, 1991;27:991-999.

6. Кондратьева E.H. Фототрофные прокариоты. М.: Изд-во МГУ, 1996, С. 312.

7. Кондратьева E.H., Гоготов И.Н. Молекулярный водород в метаболизме микроорганизмов. М.: Наука, 1981. С. 344.

8. Лауринавичене Т.В., Васильева Л.Г., Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Пурпурная несерная бактерия Rhodobacter sphaeroides, выделенная из почвы рисового поля южного Вьетнама. //Микробиология, 1988; 57:810-815.

9. Любимов В.И., Львов Н.П., Христин Б.И. Модификация микродиффузионного метода определения аммония. // Прикл Биохимия Микробиология, 1968;4:120-121.

10. Миронов А.Ф., Грин М.А., Ципровский А.Г., Сегеневич A.B., Дзарданов Д.В., Головин К.В., Цыганков A.A., Шим Я.К. Новые фотосенсибилизаторы бактериохлоринового ряда для фото динамической терапии рака. // Биоорган Химия, 2003;29:214-221.

11. Ненайденко Г.Н., Журба О.С., Шереверов В.Д. Послеспиртовая барда в качестве органического удобрения. // Ликероводочное производство и виноделие, 2008;7:12-15.

12. Нетрусов А.И., Карякин A.A., Тепляков В.В., Шалыгин М.Г., Воронин О.Г., Абрамов С.М., Садраддинова Э.Р., Митрофанова Т.И., Шестаков А.И. Основы технологии микробиологической конверсии органических целлюлозосодержащих отходов в

электроэнергию через промежуточное образование биоводорода. // Катализ в промышленности, 2010;5:78-84.

13. Определитель бактерий Берджи. В 2-х т. / Хоулт Дж., Криг Н., Снит П., Стейли Дж., Уильяме С. М.: Мир, 1997. С. 432.

14. Патрушева Е.В., Федоров A.C., Белера В.В., Минкевич И.Г., Цыганков A.A. Синтез бактериохлорофилла а пурпурной несерной бактерией Rhodobacter capsulatus.H Прикл. Биохимия Микробиология, 2007;43:208-214.

15. Садраддинова Э.Р. Микробная переработка целлюлозосодержащего органического сырья в водород. Дисс. канд. биол. наук, Москва, 2010.

16. Федоров A.C. Регуляция нитрогеназной активности. Дисс. канд. биол. наук, Пущино, 2002.

17. Хансон Р., Филлипс Г. Химический состав бактериальной клетки. / Герхард П. и др. Методы общей бактериологии. М.: Наука, 1981. С. 344.

18. Цыганков A.A. Управляемое культивирование пурпурных бактерий в изучении метаболизма водорода и азотфиксации. Дисс. докт. биол. наук, Пущино, 1998.

19. Цыганков A.A. Получение водорода биологическим путем. // Рос Хим Ж, 2006;1:26-33

20. Цыганков A.A. Азотфиксирующие цианобактерии - продуценты водорода (обзор). // Прикл Биохимия Микробиология, 2007;43:279-288.

21. Цыганков A.A., ФедоровА.С., Талипова И.В., Лауринавичене Т.В., Мияке Дж., Гоготов И.Н. Использование иммобилизованных фототрофных микроорганизмов для очистки сточных вод с одновременным получением водорода. // Прикл Биохимия Микробиология, 1998; 34:398-402.

22. Цыганков A.A., Хуснутдинова А.Н. Метаболизм водорода пурпурных бактерий и его возможная практическая значимость. Труды Института микробиологии им. Виноградского, 2010;16:287-321.

23. Цыганков A.A., Якунин А.Ф., Гоготов И.Н. Гидрогеназная активность у Rhodopseudomonas capsulata при росте на органических средах. // Микробиология, 1982;51:533-537.

24. Якунин А.Ф., Цыганков A.A., Гоготов И.Н. Соотношение двух форм нитрогеназы и эффект ее выключения в клетках Rhodopseudomonas capsulata, выросших в условиях лимитирования по аммонию. // Докл АН СССР, 1985;281:482-485.

25. Ackrell B.A.C., Johnson M.K., Gunsalus R.P., Cecchini G. Structure and function of succinate dehydrogenase and fumarate reductase. // Muller F. (Ed.) Chemistry and biochemistry of flavoproteins. / Boca Raton, FL: CRC Press, 1992. - pp. 229-297.

26. Akkerman I., Janssen M., Rocha J., Wijffels R.H. Photobiological hydrogen production: photochemical efficiency and bioreactor design. // Int J Hydrogen Energ, 2002;27:1195-1208. Alalayah W.M., Kalil M.S., Kadhum A.A.H., Jahim J.M., Jaapar S.Z.S., Alauj N.M. Bio-hydrogen production using a two-stage fermentation process. // Pak J Biol Sci, 2009;12:1462-1467.

27. Antal T.K., Krendeleva T.E., Pashchenko V.Z., Rubin, A.B., Stensjo. K., Tyystjarvi E., Ramakrishna S., Los D.A., Carpentier R., Nishihara H., Allakhverdiev S.I. Photosynthetic hydrogen production: mechanisms and approaches. // State of the art and progress in production of biohydrogen Levin D. (Ed.) / The Netherlands: Kluwer academic publishers, 2012.-pp.25-54.

28. Argun H., Kargi F. Photo-fermentative hydrogen gas production from dark fermentation effluent of ground wheat solution: Effects of light source and light intensity. // Int J Hydrogen Energ, 2010a;35:1595-1603.

29. Argun H., Kargi F. Effects of light source, intensity and lighting regime on bio-hydrogen production from ground wheat starch by combined dark and photo-fermentations. // Int J Hydrogen Energ, 2010b;35:1604-1612.

30. Argun H., Kargi F. Bio-hydrogen production from ground wheat starch by continuous combined fermentation using annular-hybrid bioreactor. // Int J Hydrogen Energ, 2010c;35:6170-6178.

31. Argun H., Kargi F., Kapdan I.K. Light fermentation of dark fermentation effluent for biohydrogen production by different Rhodobacter species at different volatile fatty acid (VFA) concentrations. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:7405-7412.

32. Argun H., Kargi F., Kaplan I.K. Effects of the substrate and cell concentration on biohydrogen production from ground wheat by combined dark and photo-fermentation. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:6181-6189.

33. Arik T., Gunduz U., Yucel M., Turker L., Sediroglu V., Erolu I. Photoproduction of hydrogen by Rhodobacter sphaeroides OU 001. //11th World Hydrogen Energy Conf, T.N. Viroglu, C.J. Winter, J.P. Baselt, G. Kreysa (Eds). Stuttgart, Frankfurt, Germany, 1996. -pp.2417-2426.

34. Asada Y., Kawamura S., Ho K.K. Hydrogenase from the unicellular cyanobacterium Microcystis aeruginosa. II Phytochemistry, 1987;26:637-640.

35. Asada Y., Miyake M., Tomizuka N. Hydrogenase and mediated hydrogen metabolism in some cyanobacteria. // Photosynth Res, 1992;34:128.

36. Asada Y., Miyake J. Photobiological hydrogen production. // J Biosci Bioeng, 1999; 88:1-6.

37. Asada Y., Tokumoto M., Aihara Y., Oku M., Ishimi K., Wakayama T., Miyake J., Tomiyama M., Kohno H. Hydrogen production by co-cultures of Lactobacillus and a photosynthetic bacterium, Rhodobacter sphaeroides RV. // Int J Hydrogen Energ, 2006; 31:1509-1513.

38. Backer L„ Devlemnick S., Willaert R., Baeon G. Reaction and diffusion in a gel membrane reactor containing immobilized cells. // Biotech Bioeng, 1992; 40:322-328.

39. Barbosa M.J., Rocha J.M.S, Tramper J., Wijffeles R.H. Acetate as carbon source for hydrogen production by photosynthetic bacteria. // J Biotechnol, 2001;85:25-33.

40. Basak N., Das D. The prospect of purple non-sulfsr (PNS) photosynthetic bacteria for hydrogen production: the present state of the art. // World J Microbiol Biotechnol, 2007;23:31-42.

41. Basak N., Das D. Photofermentative hydrogen production using purple non-sulfur bacteria Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl in an annular photobioreactor: A case study. // Biomass Bioenerg, 2009;33:911-919.

42. Batyrova K.A., Tsygankov A.A., Kosourov S.N. Sustained hydrogen photoproducrion by phosphorus-deprived Chlamydomonas reinhardtii cultures. // Int J Hydrogen Energ, 2012, in press.

43. Belokopytov B.F., Laurinavichius K.S., Laurinavichene T.V., Ghirardi M.L., Seibert M., Tsygankov A. A. Towards the integration of dark- and photo-fermentative waste treatment. 2. Optimization of starch-dependent fermentative hydrogen production. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:3324-3332.

44. Benemann B J. Hydrogen biotechnology: progress and prospects. // Nature Biotechnology, 1996;14:1101-1103.

45. Benemann J.R., Weare N.M. Hydrogen evolution by nitrogen-fixing Anabaena cylindrical cultures. // Science, 1974; 184:174-175.

46. Bolton J.R. Solar photoproduction of hydrogen. // Sol Energy, 1996;57:37-50.

47. Borodin V.B., Rao K.K., Hall D.O. Manifestation of behavioural and physiological functions of Synechococcus sp. Miami BG 043511 in a photobioreactor. // Mar Biol, 2002;140:455-463.

48. Bott M., Thauer R. K. Proton transportation coupled to the oxidation of carbon monoxide to C02 and H2 in Metanosarcina barkeri. II Eur J Biochem, 1989;179:469-472.

49. Brenner K., You L.C., Arnold F.H. Engineering microbial consortia: a new frontier in synthetic biology. // Trends Biotechnol, 2008;26:483-489. Brouers M., Collard F., Jeanfils J., Loudeche R. Long term stabilization of hydrogen by immobilized adapted Scenedesmus cells. // Hall D.O. et al. (Eds.) Photochemical, photoelectrochemical and photobiological processes. I Dordrecht: Reidel Pul., 1983. -pp.170-178.

50. Call D.F., Wagner R.C., Logan B.E. Hydrogen production by Geobacter species and a mixed consortium in a microbial electrolysis cell. // Appl Environ Microb, 2009;75:7579-7587.

51. Chaumont D. Biotechnology of algal biomass production: a review of systems for outdoor mass culture. // J Appl Phycol, 1993;78:593-604.

52. Chen W.M., Chang J.S., Chiu C.H., Chang S.C., Chen W.C., Jiang C.M. Caldimonas taiwanensis sp. nov., an amylase producing bacterium isolated from a hot spring. // Syst Appl Microbiol, 2005;28:415-420.

53. Chen, C.Y., Lee, C.M., Chang, J.S. Hydrogen production by indigenous photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas palustris WP3-5 using optical fiber-illuminating photobioreactors. // Biochem Engineer J, 2006;32:33-42.

54. Chen C.Y., Yang M.H., Yeh K.L., Liu C.H., Chang J.S. Biohydrogen production using sequential two-stage dark and photo fermentation processes. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:4755-4762.

55. Chen C.Y., Yeh K.L., Lo Y.C., Wang H.M., Chang J.S. Engineering strategies for the enhanced photo-H2 production using effluents of dark fermentation processes as substrate. // Int J Hydrogen Energ, 2010;35:13356-13364.

56. Cho Y.K., Donohue T.J., Tejedor I., Anderson M.A., McMahon K.D., Noguera D.R. Development of a solar-powered microbial fuel cell. // J Appl Microbiol, 2008;104:640-650.

57. Cassidy M.B., Lee H., Trevors J.T. Environmental application of immobilized microbial cells: A rewiew. // J Ind Microbiol, 1996;16:79-101.

58. Clayton R.K. Spectroscopic analysis of bacteriochlorophylls in vitro and in vivo. // Photochem Photobiol, 1966;5:669-677.

59. Costerton J.W., Lewandowski Z., Caldwell D.E., Korber D.R., Lappin-Scott H.M. Microbial biofilms. // Ann Rev Microbiol, 1995;49:711-745.

60. Cournac L., Guedeney G., Peltier G., Vignais P. Sustained photoevolution of molecular hydrogen in a mutant of Synechocystis sp. strain PCC 6803 deficient in the type INADPH-dehydrogenase complex. // J Bacteriol, 2004;186: 1737-1746.

61. Das D, Verziroglu T.N. Hydrogen production by biological processes: a survey of literature. // Int J Hydrogen Energ, 2001;26:13-28.

62. Dasgupta C. N. Gilbert J.J., Lindblad P., Heidorn T., Borgvang S.A., Skjanes K., Das D. Recent trends on the development of photobiological processes and photobioreactors for the improvement of hydrogen production, // Int J Hydrogen Energ, 2010;35:10218-10238.

63. Ding J.L.B., Ren N.Q., Xing D.F., Guo W.Q., Xu J.F., Xie, G. Hydrogen production from glucose by co-culture of Clostridium butyricum and immobilized Rhodopseudomonas faecalis RLD-53. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:3647-3652.

64. Dierstein R., Drews G. Control of composition and activity of photosynthetic apparatus of Rhodopseudomonas capsulate grown in ammonia-limited continuous culture. // Arch Microbiol, 1975;106:227-235.

65. Drews G., Golecki J.R. Structure, molecular organization, and biosynthesis of membranes of purple bacteria. // Anoxigenic photosynthetic bacteria. Blankenship R.E., Madigan M.T., Bauer C.E. (Eds.) / The Netherlands: Kluwer academic publishers, 1995. - pp.231-275.

66. Dunn S. Hydrogen futures: Toward a sustainable energy system. // Int J Hydrogen Energ, 2002;27:235-264.

67. Eroglu I., Asian K., Gunduz U., Yucel M, Turker L. Substrate consumption rates for hydrogen production by Rhodobacter sphaeroides in a column photobioreactor. // J Biotech, 1999; 70:103-113.

68. Eroglu E., Eroglu I., Gunduz U., Turker L., Yucel M. Biological hydrogen production from olive mill wastewater with two stage processes. // Int J Hydrogen Energ, 2006;31:1527-1535.

69. Eroglu E., Gunduz U., Yucel M., Turker L., Eroglu I. Photobiological hydrogen production by using olive mill wastewater as a sole substrate source. // Int J Hydrogen Energ, 2004;29:163-171.

70. Eroglu I., Tabanoglu A., Gunduz U., Yucel M. Hydrogen production by Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl in a flat plate solar bioreactor. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:531-541.

71. Fang H.H.P., Liu H., Zhang T. Phototrophic hydrogen production from acetate and butyrate in wastewater. // Int J Hydrogen Energ, 2005;30:785-793.

72. Fang H.H.P., Zhu H.G., Zhang T. Phototrophic hydrogen production from glucose by pure and co-cultures of Clostridium butyricum and Rhodobacter sphaeroides. II Int J Hydrogen Energ, 2006;31:2223-2230.

73. Fascetti E, DAddario E, Todini O, Robertiello A. Photosynthetic hydrogen evolution with volatile organic acids derived from the fermentation of source selected municipal solid wastes. // Int J Hydrogen Energy, 1998;23:753-60.

74. Fedorov A.S., Tsygankov A.A., Rao K.K., Hall D.O. Hydrogen photoproduction by Rhodobacter sphaeroides immobilized on polyurethane foam. // Biotechnol Lett, 1998;20:1007-1009.

75. Fissler, J., Kohring, G.W., Giffhorn, F. Enhanced hydrogen production from aromatic acids by immobilized cells of Rhodopseudomonas palustris. II Appl Microbiol Biotechnol, 1995;44:43-46.

76. Franchi E., Tosi C., Scolla G., Penna D.G., Rodriguez F., Pedroni M.P. Metabolically engineered Rhodobacter sphaeroides RV strains for improved biohydrogen photoproduction combined with disposal of food wastes. // Marine Biotechnol, 2004;6:52-56.

77. Francou N., Vignais P. Hydrogen production by Rhodopseudomonas capsulata cells entrapped in carragenan beads. // Biotechnol Lett, 1984;6:639-644.

78. Fuji T., Tarusawa M., Miyanaga M., Kiyota S., Watanabe T., Yabuki M. Hydrogen production from alcohols, malate and mixed electron donors by Rhodopseudomonas sp. № 7. // Agric Biol Chem, 1987;51:1-7.

79. Gaffron H., Rubin J. Fermentative and photochemical production of hydrogen in algae. // J Gen Physiol, 1942;26:219-240.

80. Geelhoed J.S., Stams A.J._Electricity-assisted biological hydrogen production from acetate by Geobacter sulfurreducens. II Environ Sci Technol, 2011;45:815-820.

81. Golomysova A., Gomelsky M., Ivanov P.S. Flux balance analysis of photoheterotrophic growth of purple nonsulfur bacteria relevant to biohydrogen production. // Int J Hydrogen Energ, 2010;35:12751-12760.

82. Gomez X., Fernandez C., Fierro J., Sanchez M.E., Escapa A., Moran A. Hydrogen production: Two stage processes for waste degradation. // Biores Technol, 2011;102:8621-8627.

83. Gosse J.L., Engel B.J., Rey F.E., Hardwood C.S., Scriven L.E., Flickinger M.C. Hydrogen Production by photoreactive nanoporous latex coatings of nongrowing Rhodopseudomonas palustris CGA009. // Biotechnol Progr, 2007;23:124-130.

84. Guo X.M., Trably E., Latrille E., Carrere H., Steyer J.P. Hydrogen production from agricultural waste by dark fermentation: A review. // Int J Hydrogen Energ, 2010;35:10660-10673.

85. Guo C.L., Zhu X., Liao Q., Wang Y.Z., Chen R., Lee D.J. Enchancement of photo-hydrogen production in a biofilm photobioreactor using optical fiber with additional rough surface. // Biores Technol, 2011;102:8507-8513.

86. Hageman R.Y, Burris R.H. Nitrogenase and nitrogenase reductase associate and dissociate with each catalytic cycle. // Proc Natl Acad Sci USA, 1978;75:2699-2702

87. Hall D.O., Rao K.K. Immobilized photosynthetic membranes and cells for the production of fuels and chemicals. // Chinica Oggi, 1989;7:41-47.

88. Hall D.O., Rao K.K. Immobilized photosynthetic membranes and cells for the production of fuels and chemicals. // Adv Exp Med Biol, 1988;238:225-245.

89. Hallenbeck P.C. Immobilized microorganisms for hydrogen and ammonia production. // Enzyme Microb Technol, 1983;5:171-180.

90. Hallenbeck P. C. Fundamentals of the fermentative production of hydrogen. // Water Sei Technol, 2005;52:21-29.

91. Hallenbeck P. C. Fermentative hydrogen production: Principles, progress, and prognosis. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:7379-7389.

92. Han S.K., Shin H.S. Biohydrogen production by anaerobic fermentation of food waste. // Int J Hydrogen Energ, 2004;29:569-577.

93. Hanter C.N. Genetic manipulation of the antenna complexes of purple bacteria. // Anoxigenic photosynthetic bacteria. Blankenship R.E., Madigan M.T., Bauer C.E. (Eds.) / The Netherlands: Kluwer academic publishers, 1995. -pp.473-501.

94. Hawkes F.R., Dinsdale R., Hawkes D.L., Hussy I. Sustainable fermentative biohydrogen: challenges for process optimization. // Int J Hydrogen Energ, 2002;27:1339-1347.

95. Hawkes F.R., Hussy I., Kyazze G., Dinsdale R., Hawkes D.L. Continuous dark fermentative hydrogen production by mesophilic microflora: principles and progress. // Int J Hydrogen Energ, 2007;32:172-184.

96. He D.L., Bultel Y., Magnin J.P., Roux C., Willison J.C. Hydrogen photosynthesis by Rhodobacter capsulatus and its coupling to a PEM fuel cell. // J Power Sources, 2005;141:19-23.

97. He D.L., Bultel Y., Magnin J.P., Willison J.C. Kinetic analisis of photosynthetic growth and photohydrogen production of two strains of Rhodobacter capsulatus. // Enzyme Microbial Technol, 2006;38:253-259.

98. Hillmer P., Gest H. H2 metabolism in the photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas capsulata: H2 production by growing cultures. // J Bacteriol, 1977;129:724-731.

99. Hiraishi A., Kitamura A. Differences in phototrophic growth on high phosphate concentrations among Rhodopseudomonas species. // J Ferment Technol, 1984;62:293-296.

100. Hustede E., Steinbüchel A., Schlegel H.G. Relationship between the photoproduction and the accumulation of PHB in nonsulfur purple bacteria. // Appl Microbiol Biotechnol, 1993;39:87-93.

101. Ike A., Kawaguchi H., Hirata K., Miyamoto K. Hydrogen photoproduction from starch in algal biomass. // Miyake J, Matsunaga T, San Pietro A (Eds). Biohydrogen II: an approach to environmentally acceptable technology. // UK, Oxford: Pergamon Press, 2001. - pp 53-61.

102. Ivanovskii R.N., Krasilnikova E.N., Berg I.A. The mechanism of acetate assimilation in thé purple nonsulfur bacterium Rhodospirillum rubrum lacking isocitrate lyase. // Microbiology, 1997;66:621-626.

103. Jarrell K.F., Saulnier M., Ley A. Inhibition of methanogenesis in pure cultures by ammonia, fatty acids, and heavy metals, and protection against heavy metal toxicity by sewage sludge.

' //Can J Microbiol, 1987;33:551-554.

104. Jen C.J., Chou C.H., Hsu P.C., Yu S.J., Chen W.E., Lay J.J., Huang C.C., Wen F.S. Flow-FISH analysis and isolation of clostridial strains in an anaerobic semi-solid bio-hydrogen producing system by hydrogenase gene target. // Appl Microbiol Biotechnol, 2007;74:1126-1134.

105. Jeon B.S., Um Y.S., Lee S.M., Lee S.Y., Kim H.J., Kim Y.H, Gu B.G., San B.I. Performance analysis of a proton exchange membrane fuel cell (PEMFC) integrated with a trickling bed bioreactor for biological high-rate hydrogen production. // Energy Fuels, 2008;22:83-86.

106. Jeong T.Y., Cha G.C., Yoo I.K., Kim D.J. Hydrogen production from waste activated sludge by using separation membrane acid fermentation reactor and photosynthetic reactor. // Int J Hydrogen Energ, 2007;32:525-530.

107. Joshi H.M., Tabia F.R. A global two component signal transduction system that integrates the control of photosynthesis, carbon dioxide assimilation, and nitrogen fixation. // PNAS, 1996;93:14515-14520.

108. Kaji M., Taniguchi Y., Matsushita O., Katayama S., Miyata S., Morita S., Okabe A. The hydA gene encoding the H-2-evolving hydrogenase of Clostridium perfringens\ molecular characterization and expression of the gene. // FEMS Microbiol Lett, 1999;181:329-336.

109. Kapdan I.K., Kargi F. Bio-hydrogen production from waste materials. // Enzyme Microbial Technol, 2006;38:569-582.

110. Kapdan I.K., Kargi F, Oztekin R., Argun H. Bio-hydrogen production from acid hydrolyzed wheat starch by photo-fermentation using different Rhodobacter sp. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:2201-2207.

111. Kars G., Gunduz U. Towards a super H2 producer: Improvements in photofermentative biohydrogen production by genetic manipulations. // Int J Hydrogen Energ, 2010;35:6646-6656.

112. Kars G., Gunduz U., Rakhely G., Yucel M., Eroglu I., Kovacs K.L. Improved hydrogen production by uptake hydrogenase deficient mutant strain of Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl. // Int J Hydrogen Energ, 2008; 33;3056-3060.

113. Kars G., Gunduz U., Yucel M., Rakhely G., Kovacs K.L., Eroglu I. Evaluation of hydrogen production by Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl and its hupSL deficient mutant using acetate and malate as carbon sources. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:2184-2190.

114. Kars G, Gunduz U, Yucel M, Turker L, Eroglu I. Hydrogen production and transcriptional analysis of nifD, nifK and hupS genes in Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl grown in media

with different concentrations of molybdenum and iron. // Int J Hydrogen Energy, 2006;31:1536-1544.

115. Kataoka N., Miya A., Kiriyama K. Studies on hydrogen production by continuous culture system of hydrogen-producing anaerobic bacteria. // Water Sci Technol, 1997;36:41-47.

116. Kawaguchi H., Hashimoto K., Hirata K., Miyamoto K. H2 production from algal biomass by a mixed culture of Rhodobium marinum A-501 and Lactobacillus amylovorus. II J Biosci Bioeng, 2001;91:277-282.

117. Kengen S.W.M., Stams A.J.M., deVos W.M. Sugar metabolism of hyperthermophiles. // FEMS Microbiol Rev, 1996;18:119-137.

118. Kerby L., Ludden P.W., Roberts G.P. Carbon monoxide dependent growth of Rhodospirillum rubrum.il J Bacteriol, 1995;177:2241-2244.

119. Keskin T., Abo-Hashesh M., Hallenbeck P.C. Photofermentative hydrogen production from wastes. // Biores Technol, 2011;102:8557-8568.

120. Khusnutdinova A.N., Khristova A.P., Ovchenkova E.P., Laurinavichene T.V., Liu J., Tsygankov A. A. New tolerant strains of purple nonsulfur bacteria for hydrogen production in a two-stage integrated system. In press.

121. Kim M.S., Baek J.S., Lee J.K. Comparison of H2 accumulation by Rhodobacter sphaeroides KD 131 and its uptake hydrogenase and PHB synthase deficient mutant. // Int J Hydrogen Energ, 2006a;31:121-127.

122. Kim M.S., Baek J.S., Yun Y.S., Sim S.J., Park S., Kim S.C. Hydrogen production from Chlamydomonas reinhardtii biomass using a two-step conversion process: Anaerobic conversion and photosynthetic fermentation. // Int J Hydrogen Energ, 2006b;31:812-816..

123. Kim M.S., Lee T.J., Yoon Y.S., Lee I.G., Moon K.W. Hydrogen production from food processing wastewater and sewage sludge by anaerobic dark fermentation combined with photo-fermentation. // Miyake J., Matsunaga T., San Pietro A. (Eds.) Biohydrogen II: an approach to environmentally acceptable technology. / The Netherlands, Amsterdam: Pergamon Press, 2001. - pp. 263-272.

124. Kim N.J., Lee J.K., Lee C.J. Pigment reduction to improve photosynthetic productivity of Rhodobacter sphaeroides. II. J Gen Microbiol, 2004a; 1629:607-616.

125. Kim S.H., Han S.K., Shin H.S. Feasibility of biohydrogen production by anaerobic co-digestion of food waste and sewage sludge. // Int J Hydrogen Energ, 2004b;29:1607-1616.

126. Klein G., Klipp W., Jahn A., Steinborn B., Oelze J. The relationship of biomass, polysaccharide and H2 formation in the wild-type and nifA/nifB mutants of Rhodobacter capsulatus. //Arch Microbiol, 1991;155:477-482.

127. Koku H., Eroglu I., Gunduz U., Yucel M., Turker L. Aspects of the metabolism of hydrogen production by Rhodobacter sphaeroiodes. II Int J Hydrogen Energ, 2002;27:1315-1329.

128. Koku H, Eroglu I., Gunduz U., Yucel M., Turker L. Kinetics of biological hydrogen production by the photosynthetic bacterium Rhodobacter. sphaeroides O.U.OOl. // Int J Hydrogen Energ, 2003;28:381-388.

129. Kosourov, S.N., Seibert M. Hydrogen photoproduction by nutrient-deprived Chlamydomonas reinhardtii cells immobilized within thin alginate films under aerobic and anaerobic conditions. Biotechnol Bioeng, 2009;102:50-58.

130. Kovarova-Kovar K., Egli T. Growth kinetics of suspended microbial cells: from single-substrate-controlled growth to mixed-substrate kinetics. Microbiol Mol Biol Rev, 1998;62:646-666.

131. Krzywonos M., Cibis E., Miskiewicz T., Ryznar-Luty A. Utilization and biodégradation of starch stillage (distillery wastewater). // Electronic Journal of Biotechnology, 2009; 12. httD://www.scielo.cl/scielo.php?script=sci arttext&pid=S0717-34582009000100006#.

132. Kyazze G., Martinez-Perez N., Dinsdale R., Premier G.C., Hawkes F.R., Guwy A.J., Hawkers D.L. Influence of substrate concentration on the stability and yield of continuous biohydrogen production. // Biotech Bioeng, 2006;93:971-979.

133. Lalaurette E., Thammannagowda S., Mohagheghi A., Maness P.C., Logan B.E. Hydrogen production from cellulose in a two-stage process combining fermentation and electrohydrogenesis. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:6201-6210.

134. Laurinavichene T., Fedorov A., Ghirardi M.L., Seibert M., Tsygankov A.A. Demonstration of sustained hydrogen photoproduction by immobilized, sulfur-deprived Chlamydomonas reinhardtii cells. // Int J Hydrogen Energ, 2006;31:659-667.

135. Lee C.M., Chen P.C., Wang C.C., Tung Y.C. Photohydrogen production using purple nonsulfur bacteria with hydrogen fermentation reactor effluent. // Int J Hydrogen Energ, 2002;27:1309-1313.

136. Lee J.Z., Klaus D.M., Maness P.C., Spear J.R. The effect of butyrate concentrations on hydrogen production via photofermentation for use in a Martian habitat resource recovery process. // Int J Hydrogen Energ, 2007;32:3301-3307.

137. Lee S.Y. Bacterial polyhydroxyalkanoates. // Biotechnol Bioeng, 1996;49:1-14.

138. Levin D. B., Pitt L., Love M. Biohydrogen production: prospects and limitations to practical application. // Int J Hydrogen Energ, 2004;29:173-185.

139. Levin D.B. Re: Biohydrogen production: prospects and limitations to practical application -erratum. // Int J Hydrogen Energ, 2004;29:1425-1426.

140. Laguna, R., Joshi, G.S., Dangel, A.W., Amanda, K., Luther, A.K., Tabita, F.R. Integrative control of carbon, nitrogen, hydrogen, and sulfur metabolism: the central role of the Calvin-Benson-Bassham cycle. // Recent Advances in Phototrophic Prokaryotes. Hallenbeck P.C. (Ed.) / Germany: Springer Science+Business Media, 2010. - pp. 265-271

141. Li C.L., Fang H.H.P. Fermentative hydrogen production from wastewater and solid wastes by mixed cultures. // Crit Rev Env Sci Tec, 2007;37:1-39.

142. Li X., Wang Y.H., Zhang S.L., Chu J., Zhang M., Huang M.Z., Zhuang Y.P. Enhancement of phototrophic hydrogen production by Rhodobacter sphaeroides ZX-5 using a novel strategy -shaking and extra-light supplementation approach. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:9677-9685.

143. Liu J.G., Bukatin V.E., Tsygankov A.A. Light energy conversion into H2 by Anabaena variabilis mutant PK84 dense cultures exposed to nitrogen limitations. // Int J Hydrogen Energ, 2006;31:1591-1596.

144. Liu H., Grot S., Logan B.E. Electrochemically assisted microbial production of hydrogen from acetate. // Environ. Sci Technol, 2005;39:4317-4320.

145. Liu B.F., Ren N.Q., Xie G.J., Ding J., Guo W.Q., Xing D.F._Enhanced bio-hydrogen production by the combination of dark- and photo-fermentation in batch culture. // Biores Technol, 2010;101:5325-5329.

146. Liu B.F., Ren N.Q., Xing D.F., Ding J., Zheng G.X., Guo W.Q., Xu J.F., Xie G.J. Hydrogen production by immobilized R. faecalis RLD-53 using soluble metabolites from ethanol fermentation bacteria E. harbinense B49. // Biores Technol, 2009;100:2719-2723.

147. Liu G., Shen J. Effects of culture medium and medium conditions on hydrogen production from starch using anaerobic bacteria. // J Biosci Bioeng, 2004;98:251-256.

148. Liu X., Zhu Y., Yang S.T. Construction and characterization of ack deleted mutant of Clostridium tyrobutyricum for enhanced butyric acid and hydrogen production. // Biotechnol Prog, 2006;22:1265-75.

149. Liu B.F., Xie G.J., Guo W.Q., Ding J., RenN.Q. Optimization of photo-hydrogen production by immobilized Rhodopseudomonasfaecalis RLD-53. //Natural Resour, 2011, 2:1-7

150. Lo Y.C., Chen S.D., Chen C.Y., Huang T.I., Lin C.Y., Chang J.S. Combining enzymatic hydrolysis and dark-photo fermentation processes for hydrogen production from starch feedstock: A feasibility study. // Int J Hydrogen Energ, 2008; 33:5224-5233.

151. Lo Y.C., Chen S.Y., Lee C.M., Chang J.S. Photo fermentative hydrogen production using dominant components (acetate, lactate, and butyrate) in dark fermentation effluents. // Int J Hydrogen Energ, 2011;36:14059-14068.

152. Logan B.E., Call D., Cheng S., Hamelers H.V., Sleutels T.H., Jeremiasse A.W., Rozendal R.A. Microbial electrolysis cells for high yield hydrogen gas production from organic matter. // Environ Sci Technol, 2008;42:8630-8640.

153. Lu L., Ren N.Q., Xing D., Logan B.E. Hydrogen production with effluent from an ethanol-H2-coproducing fermentation reactor using a single-chamber microbial electrolysis cell. // Biosens and Bioelectron, 2009;24:3055-3060.

154. Lu L., D. Xing, T. Xie, N. Ren, B.E. Logan. Hydrogen production from proteins via electrohydrogenesis in microbial electrolysis cells. // Biosens and Bioelectron, 2010;25:2690-2695.

155. Luo G., Karakashev, D., Xie, L., Zhou, Q., Angelidaki, I. Long-term effect of inoculum pretreatment on fermentative hydrogen production by repeated batch cultivations: Homoacetogenesis and methanogenesis as competitors to hydrogen production. // Biotechnol Bioeng, 2011;108:1816-1827.

156. Mallick N. Biotechnological potential of immobilized algae for wastewater N, P and metal removal: A review. // BioMetals, 2002;15:377-390.

157. Maeda I, Daba M, Hirose H, Nagao H, Idehara H, Miura Y, Yagi K, Mizoguchi T. Repression of nitrogenase by ethanol in nitrogen-deprived cultures of Rhodovulum sulfidophilum. FEMS Microb Lett, 1999;171:121-126.

158. McEvan A.G. Photosynthetic electron transport and anaerobic metabolism in purple non-sulfur bacteria. // Antonie Leeuwenhoek, 1994;66:11-164.

159. McKinlay J.B., Harwood C.S. Photobiological production of hydrogen gas as a biofuel. // Curr Opin Biotechnol, 2010;21:244-251.

160. Melis A., Melnicki R. Integrated Biological Hydrogen Production. // Int J Hydrogen Energ. 2006;31:1563-1573.

161. Melis A., Zhang L.P., Forestier M., Ghirardi M.L., Seibert M. Sustained photobiological hydrogen gas production upon reversible inactivation of oxygen evolution in the green alga Chlamydomonas reinhardtii. II Plant Physiol, 2000;122:127-135.

162. Melnicki M.R., Bianchi L., Philippis R.D., Melis A. Hydrogen production during stationary phase in purple photosynthetic bacteria. // Int J Hydrogen Energy, 2008;33:6525-34.

163. Mignot L., Junter G.A., Labbe M. A new type of immobilized-cell photobioreactor with internal illumination by optical fibers. // Biotech Techniques, 1989;3:299-304.

164. Miura Y., Ohta S., Mano M., Miyamoto K. Isolation and characterization of a unicellular marine green alga exhibiting high activity in dark hydrogen production. // Agric Biol Chem, 1986;50:2837-2844.

165. Miura Y., Saitoh C., Matsuoka S., Miyamoto K. Stably sustained hydrogen production with high molar yield through a combination of a marine green alga and a photosynthetic bacterium. // Biosci Biotech Biochem, 1992;56:751-754.

166. Miura Y., Akano T., Fukatsu K., Miyasaka H., Mizoguchi T., Yagi K., Maeda I., Ikuta Y., Matsumoto H. Stably sustained hydrogen production by biophotolysis in natural day/night cycle. //Energ Convers Manage, 1997;38:S533-S537.

167. Mitsui A., Matsunaga T., Ikemoto H., Renuka B. R. Organic and inorganic waste treatment and simultaneous photoproduction of hydrogen by immobilized photosynthetic bacteria. // Develop Industr Microbiol, 1985;26:209-222.

168. Miyake J., Mao X.Y., Kawamura S. Photoproduction of hydrogen from glucose by a co-culture of a photosynethic bacterium and Clostridium butyricum. II J Ferment Technol, 1984;62:531-535. No 6

169. Miyake J., Miyake M., Asada Y. Biotechnological hydrogen production: research for efficient light conversion. // J Biotechnol, 1999; 70:89-101.

170. Miyake J., Tomizuka N., Kamibayashi A. Prolonged photohydrogen production by Rhodospirillum rubrum. IIJ Ferment Technol, 1982;60:199-203.

171. Mohan S.Y., Srikanth S., Dinakar P., Sarma P.N. Photo-biological hydrogen production by the adopted mixed culture: Data enveloping analysis. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:559-569.

172. Morimoto K., Kimura T., Sakka K., Ohmiya K. Overexpression of a hydrogenase gene in Clostridium paraputrificum to enhance hydrogen gas production. // FEMS Microbiol Lett, 2005;246:229-34.

173. Mussgnug J.H., Klassen V., Schluter A., Kruse O. Microalgae as substrates for fermentative biogas production in a combined biorefinery concept. // J Biotechnol, 2010;150:51-56.

174. Nakada E., Nishikata S.,Asada Y., Miyake J. Photosynthetic bacterial hydrogen production combined with a fuel cell. // Int J Hydrogen Energ, 1999;24:1053-1057.

175. Nath K., Das D. Improvement of fermentative hydrogen production: various approaches. // Appl Microbiol Biotechnol, 2004;65: 520-529.

176. Nath K., Kumar A., Das D. Hydrogen production by Rhodobacter sphaeroides strain O.U. 001 using spent media of Enterobacter cloacae DM11. // Appl Microbiol Biotechnol, 2005;68:533-541.

177. Nath K., Muthukumar M., Kumar A., Das D. Kinetics of two stage fermentation process for the production of hydrogen. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:1195-1203.

178. Netrusov A., Sadraddinova E., Abramov S., Shestakov A., Shalygin M., Teplyakov V. Membrane-assisted separation of microbial gaseous fuels from renewable sources. // Desalin Water Treat, 2010; 14:252 - 257.

179. Neu T.R. Significance of bacterial surface-active compounds in interaction of bacteria with interfaces. // Microbiol Rev, 1996;60:151-166.

180. Obeid J., Magnin J.P., Flaus J.M. Adrot O., Willison J.C., Zlatev R. Modelling of hydrogen production in batch cultures of the photosynthetic bacterium Rhodobacter capsulatus. II Int J Hydrogen Energ, 2009;34:180-185.

181. Odom J.M., Peck H.D.J. Hydrogease, electron-transfer proteins, and energy coupling in the sulfate-reducing bacteria Desulfovibrio. II Annu Rev Microbiol, 1984;38:551-592.

182. Odom J.M., Wall J. Photoproduction of hydrogen from cellulose by anaerobic bacterial co-culture. // Appl Env Microbiol, 1983;45:1300-1305.

183. Ogbonna J.C., Soejima T., Tanaka H. An integrated solar and artificial light system for internal illumination of photobioreactors. // J Biotechnol, 1999;70:289-297.

184. Oh S.E., Ginkel S., Logan B.E. The relative effectiveness of pH control and heat treatment for enhancing biohydrogen gas production. // Environ Sci Technol, 2003;37:5186-5190.

185. Oh Y.K., Seol E.H., Kim,M.S., Park S. Photoproduction of hydrogen from acetate by a chemoheterotrophic bacterium Rhodopseudomonas palustris P4. Int J Hydrogen Energ, 2004;29:1115-1121.

186. Ormerod J.G., Gest H. Symposium on metabolism of inorganic compounds. IV. Hydrogen photosynthesis and alternative metabolic pathways in photosynthetic bacteria. // Bacteriology Rev, 1962;26:51-66.

187. Ormerod J.G.,Ormerod S.K., Gest H. Light-dependent utilization of organic compounds photoproduction of molecular hydrogen by photosynthetic bacteria: relationship with nitrogen metabolism. // Arch Biochem Biophys, 1961;64:449-463.

188. Otsuki T., Uchiyama S., Fujiki K., Fukunaga S. Hydrogen production by a floating type bioreactor. // Zaborsky O.R. (Ed). Biohydrogen. / New York: Plenum Press, 1998. - pp. 151156.

189. Ozgur E., Afsar N., deVrije T., Yucel M., Gunduz U., Claassen P.A.M., Eroglu I. Potential use of thermophilic dark fermentation effluents in photofermentative hydrogen production by Rhodobacter capsulatus. IIJ Clean Prod, 2010a;18:S23-S28

190. Ozgur E., Mars A.E., Peksel B., Louwerse A., Yucel M., Gunduz U., Claassen P.A.M., Eroglu I. Biohydrogen production from beet molasses by sequential dark and photofermentation. // Int J Hydrogen Energ, 2010b;35: 511-517.

191. Ozgur E., Uyar B., Ozturk Y., Yucel M., Gunduz U., Eroglu I. Biohydrogen production by Rhodobacter capsulatus on acetate fluctuating temperatures. // Resour Conserv Recy, 2010c;54:310-314.

192. Ozmihci S., Kargi,F. Comparison of different mixed cultures for bio-hydrogen production from ground wheat starch by combined dark and light fermentation. // J Ind Microbiol Biotechnol, 2010;37:341-347.

193. Ozturk Y., Yucel M., Daldal F., Mandacl S., Gunduz U., Turker L., Erolu I. Hydrogen production by using Rhodobacter capsulatus mutants with genetically modified electron transfer chains. // Int J Hydrogen Energ, 2006;61:1545-1552.

194. Pantazopoulous P.E., Madigan M.T. Primary alcohols and di-alcohols as growth substrates for the purple nonsulfur bacterium Rhodobacter capsulatus. II Can J Microbiol, 2000;46:1166-1170.

195. Pellerin N.B., Gest H. Diagnostic features of the photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas sphaeroides. II Curr Microbiol, 1983;9:339-44.

196. Penfold D.W., Sargent F., Macaskie L.E. Inactivation of the Escherichia coli K-12 twin-arginine translocation system promotes increased hydrogen production. // FEMS Microbiol Lett, 2006;262:135-7.

197. Planchard A., Mignot L., Jouenne T., Junter G.A. Photoprduction of molecular hydrogen by Rhodospirillum rubrum immobilized in composite agar/microus membrane structures. // Appl Microbiol Biotechnol, 1989;31:49-54.

198. Postgate J. Nitrogen fixation. New studies in biology. London, UK: Edward Arnold Publishers LTD, 1987. P. 73.

199. Rakhely G., Kovacs A.T., Maroti G., Fodor B.D., Csanadi G., Latinovics D., Kovacs K.L. Cyanobacterial-type, heteropentameric, NAD+-reducing NiFe hydrogenase in the purple sulfur photosynthetic bacterium Thiocapsa roseopersicina. II Appl Environ Microb, 2004;70:722-728.

200. Rakhely G., Laurinavichene T.V., Tsygankov A.A., Kovacs K.L. The role of Hox hydrogenase in the H2 metabolism of Thiocapsa roseopersicina. II BBA-Bioenergetics, 2007;1767:671-676.

201. Redwood M.D., Macaskie L.E. A two-stage, two-organism process for biohydrogen from glucose. // Int J Hydrogen Energ, 2006;31:1514-1521.

202. Redwood M.D., Macaskie L.E. Method and apparatus for hydrogen production. British patent application № 0705583.3, UK

203. Redwood M.D., Paterson-Beedle M., Macaskie L.E. Integrating dark and light bio-hydrogen production strategies: towards the hydrogen economy. // Rev Environ Sci Biotechnol, 2009;8:140-185.

204. Rees D.C., Akif T.F., Haynes C.A., Walton M.Y., Andrade S.^Einsle O., Howard J.B. Structural basis of biological nitrogen fixation. // Philos Transact A Math Phys Eng Sci, 2005;363:971-984.

205. Ren N.Q., Guo W.Q., Wang X.J., Xiang W.S., Liu B.F., Wang X.Z., Ding J., Chen Z.B. Effects of different pre-treatment methods on fermentation types and dominant bacteria for hydrogen production. // Int J Hydrogen Energ, 2008a;33:4318 - 4324.

206. Ren N.Q., Liu B.F, Ding J., Guo W.Q., Cao G.L., Xie G.J. The effect of butyrate concentration on photo-hydrogen production from acetate by Rhodopseudomonas faecalis RLD-53. // Int J Hydrogen Energ, 2008b;33:5981-5985.

207. Ren, N.; Wang, A.; Cao, G.; Xu, J. & Gao, L. 2009. Bioconversion of lignocellulosic biomass to hydrogen: Potential and challenges. Biotechnology Advances, 2009;27: 10511060.

208. Rocha J.S., Barbosa M.J., Wijffels R.H. Hydrogen production by photoheterotrophic bacteria: culture media, yields and efficiencies. // J. Miyake, T. Matsunaga, A. San Pietro (Eds). Biohydrogen II: an approach to environmentally acceptable technology. / The Netherlands, Amstardam: Pergamon Press, 2001. - pp. 3-32.

209. Romm J. The hype about hydrogen. Washington, DC: Island Press, 2005. P. 272.

210. Sapra R., Bagramyan K., Adams M.W.W. A simple energy conservation system: a proton reduction coupled to proton translocation. // P Natl Acad Sci USA, 2003;100:7545-7550.

211. Sasaki K. Hydrogen and 5-aminolevulinic acid production by photosynthetic bacteria. // Zaborsky O.R. (Ed). Biohydrogen. / New York: Plenum Press, 1998. - pp. 151-156.

212. Sasikala K., Ramana C.V., Rao P.R. Environmental regulation for optimal biomass yield and photoproduction of hydrogen by Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl. // Int J Hydrogen Energ, 1991;16:597-601.

213. Sasikala K., Ramana C.V., Rao P.R. Regulation of simultaneous hydrogen photoprodution during growth by pH and glutamate in Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl. // Int J Hydrogen

Energ, 1995;20:123-126.

214. Sasikala K., Ramana C.V., Rao P.R. Nitrogen fixation by Rhodopseudomonas palustris OU 11 with aromatic compounds as carbon source/electron donors. // FEMS Microbiol Lett, 1994 122:75-78.

215. Sasikala K., Ramana C.V., Rao P.R., Kovaks K.L. Anoxygenic phototrophic bacteria: physiology and advances in hydrogen production technology. // Adv Appl Microbiol, 1993;38:211-295.

216. Sauter M., Boehm R., Boeck A. Mutational analysis of the operon (hyc) determining hydrogenase formation in Escherichia coli. II Mol Microbiol, 1992; 6:1523-1532.

217. Schmehl M., Jahn A., Vilsendorf M., Hennecke S., Masepohl B., Schuppler M., Marxer M., Oelze J., Klipp W. Identification of a new class of nitrogen fixation genes in Rhodohacter capsulatus: a putative membrane complex involved in electron transport to nitrogenase. Mol Gen Genetics, 1993;241:602-615.

218. Schwarz C., Poss Z., Hoffmann D., Appel J. Hydrogenases and hydrogen metabolism in photosynthetic prokaryotes. // Hallenbeck P.C. (Ed). Recent advances in phototrophic prokaryotes. / Germany, Heidelberg: Springer Science Business Media LLC, 2010. - pp. 305-348.

219. Seifert K., Waligorska M., Laniecki M. Hydrogen generation in photobiological process from diary wastewater. // Int J Hydrogen Energ, 2010a; 35:9624-9629.

220. Seifert K., Waligorska M., Laniecki M. Brewery wastewaters in photobiological hydrogen generation in presence of Rhodohacter sphaeroides O.U.OOl. // Int J Hydrogen Energ, 2010b;35: 4085^1091.

221. Serebryakova L.T., Tsygankov A.A. Two-stage for hydrogen production by immobilized cyanobacterium Gloeocapsa alpicola CALU 743. // Biotechnol Progr, 2007; 23:1106-1110.

222. Shastik E.S., Vokhmyanina D.V., Zorin N.A., Voronin O.G., Karyakin A.A., Tsygankov A.A. Demonstration of hydrogenase electrode operation in a bioreactor. // Enzyme Microb Tech, 2011;49:453-458.

223. Shi X.Y., Yu H.Q. Hydrogen production from propionate by Rhodopseudomonas capsulate. //Appl Biochem Biotechnol, 2005;117:143-154.

224. Shi X-Y, Yu H-Q. Continuous production of hydrogen from mixed volatile fatty acids with Rhodopseudomonas capsulata. II Int J Hydrogen Energ, 2006;31:1641-1647.

225. Smith G.D., Lambert G.R. An outdoor biophotolytic system using the cyanobacterium Anabaena cylindrica B629. // Biotechnol Boieng, 1981; 23:213-220.

226. Su H.B., Cheng J., Zhou J.H., Song W., Cen K. Improving hydrogen production from cassava starch by combination of dark and photo fermentation. // Int J Hydrogen Energ, 2009a;34:1780-1786.

227. Su H.B., Cheng J., Zhou J.H., Song W., Cen K. Combination of dark and photo-fermentation to enhance hydrogen production and energy conversion efficiency. // Int J Hydrogen Energ, 2009b;34:8846-8853.

228. Suda S., Kumazawa S., Mitsui A. Change in the H2 photoproduction capability in a synchronously grown aerobic nitrogen-fixing cyanobacterium, Synechococcus sp. Miami BG 043511. // Arch Microbiol, 1992; 158:1 -4.

229. Sung H.Y., Young J.Y. Effect of pH on the molecular weight of poly-3-hydroxybutyric acid produced by Alcaligenes sp. //Biotechnol Lett, 1995; 17:389-394.

230. Takabatake H., Suzuki K., Ko I.B., Noike T. Characteristics of anaerobic ammonia removal by mixed culture of hydrogen producing photosynthetic bacteria. // Biores Technol, 2004;95:151-158.

231. Tao Y., Chen Y., Wu Y., He Y., Zhou Z. Hydrogen yield from a two-step process of dark and photo-fermentation of sucrose. // Int J Hydrogen Energ, 2007; 32:200-206.

232. Tao Y., He Y., Wu Y., Liu F., Li X., Zong W., Zhou Z. Characteristic of a new photosynthetic bacterial strain for hydrogen production and its application in wastewater treatment. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:963-973.

233. Teplyakov V.V., Gassanova L.G, Modigell M., Netrusov A.I. Lab-scale bioreactor integrated with active membrane system for hydrogen production: experience and prospects. // Int J Hydrogen Energ, 2002;27:1149-1155.

234. Tian, X., Liao, Q., Liu, W., Wang, Y.Z., Zhu, X., Li, J., Wang, H. Photohydrogen production rate of PVA-boric acid gel granule containing immobilized photosynthetic bacteria cells. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:4708-4717.

235. Tramm W.S., Weng M., Hartmeyer W., Modigell M. Phobiological hydrogen production using immobilized Rhodobacteria: biofilm formation and loop reactor. In Proc. 9th European Bioenergy conference, 24-27 june, Copenhagen Denmark, 1996.

236. Troshina O., Serebryakova L., Sheremetieva M., Lindblad P. Production of H2by the unicellular cyanobacterium Gloeocapsa alpicola CALU 743 during fermentation. // Int J Hydrogen Energ, 2002;27:1283-1289.

237. Tsygankov, A.A. Hydrogen photoproduction by purple bacteria: immobilized vs. suspension cultures. // J. Miyake, T. Matsunaga, A. San Pietro. (Eds). Biohydrogen II: an approach to environmentally acceptable technology. / The Netherlands, Amsterdam: Pergamon Press, 2001.-pp. 229-243.

238. Tsygankov A.A. Hydrogen production by suspension and immobilized cultures of phototrophic microorganism. Technological aspects. // Miake J., Igarashi Y., Rogner M. (Eds). Biohydrogen III. / UK, Oxford: Elsevier, 2004 - pp.57-71.

239. Tsygankov A.A., Hirata Y., Asada Y., Miyake J. Immobilization of the purple non-sulfur bacterium Rhodobacter sphaeroides on glass surfaces. // Biotechnol Tech, 1993; 7:283-286.

240. Tsygankov A.A., Fedorov A.S., Laurinavichene T.V., Gogotov I.N., Rao K.K., Hall D.O. Actual and potential rates of hydrogen photoproduction by continuous culture of the purple nonsulphur bacteria Rhodobacter capsulatus. II Appl Microbiol Biotechnol, 1998;49:102-107.

241. Tsygankov A.A., Hirata Y., Asada Y., Miyake J., Miyake J. Photobioreactor with photosynthetic bacteria immobilized in porous glass for hydrogen production. // J Ferment Bioeng, 1994;77:575-578.

242. Tsygankov A.A., Kosourov S.N., Tolstygina I.V., Ghirardi M.L., Seibert M. Hydrogen production by sulfur-deprived Chlamydomonas reinhardtii under photoautotrophic conditions. II Int J Hydrogen Energ, 2006;31:1574-1584.

243. Tsygankov A.A., Laurinavichene T.V. Influence of the degree and mode of light limitation on growth characteristics of the Rhodobacter capsulatus continuous culture. // Biotechnol Bioeng, 1996;51:605-612.

244. Tsygankov. T. Laurinavichene, I. Gogotov, Y. Asada, J. Miyake. Swiching over from light illumination to ammonium limitation of chemostat cultures of Rhodobacter capsulatus grown in different types of photobioreactors. // J Marine Biotechnol 1996;4:43-46

245. Turker L., Gumus S., Tapan A. Biohydrogen production: molecular aspects. // J Sci Ind Res India, 2008;67:994-1016.

246. Uyar B., Eroglu I., Yucel M., Gunduz U. Photofermentative hydrogen production from volatile fatty acids present in dark fermentation effluents. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:4517-4523.

247. Uyar B., Kars G., Yucel M., Gunduz U., Eroglu I. Hydrogen production via photofermentations. // State of the art and progress in production of biohydrogen. Levin D. (Ed.) / The Netherlands: Kluwer academic publishers, 2012. - pp.54 - 78.

248. Uyar B., Schumacher M., Gebicki J., Modigell M. Photoproduction of hydrogen by Rhodobacter capsulatus from thermophilic fermentation effluent. // Bioprocess Biosys Eng, 2009;32:603-606.

249. Vasilyeva L., Miyake M., Khatipov E., Wakayama T., Sekine M., Hara M., Nakada E., Asada Y., Miyake J. Enhanced hydrogen production by a mutant of Rhodobacter sphaeroides having an altered light-harvesting system. IIJ Biosci Bioeng, 1999;87:619-624.

250. Vatsala T.M., Raj S.M., Manimaran A. A pilot-scale study of biohydrogen production from distillery effluent using defined bacterial co-culture. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:5404-5415.

251. Vavilin Y.A., Rytow S.V., Lokshina L.Y. Modelling hydrogen partial pressure change as a result of competition between the butyric and propionic groups of acidogenic bacteria. // Biores Technol, 1995;54:171-177.

252. Vemuri G. N., Altman E., Sangurdekar D.P., Khodursky A.B., Eiteman M. Overflow metabolism in Escherichia coli during steady-state growth: transcriptional regulation and effect of the redox ratio. Appl Environ Microbiol, 2006;72:3653-61.

253. Vermeglio A., Joliot P. The photosynthetic apparatus of Rhodobacter sphaeroides. // Trends Microbiol, 1999;7:435-440.

254. Vignais P.M., Colbeau A., Willison J.C., Jouanneau Y. Hydrogenase, nitrogenase, and hydrogen metabolism in the photosynthetic bacteria. // Adv Microb Phisiol, 1985;26:155-234.

255. Wagner R.C., Regan J.M., Oh S.E., Zuo Y., Logan B.E. Hydrogen and methane production from swine wastewater using microbial electrolysis cells. // Water Res, 2009;43:1480-1488.

256. Wang J., Wan W. Factors influencing fermentative hydrogen production: A review. // Int J Hydrogen Energ, 2009;34:799-811.

257. Whang L.M., Lin C.A., Liu I.C., Wu C.W., Cheng H.H. Metabolic and energetic aspects of biohydrogen production of Clostridium tyrobutyricum: The effects of hydraulic retention time and peptone addition. // Biores Technol, 2011; 102:8378-8383.

258. Winter C. Into the hydrogen energy economy-milestones. Int J Hydrogen Energ, 2005;30:681-685.

259. Wu S.Y., Hung C.N., Lin C.N., Chen H.W., Lee A.S., Chang J.S. Fermentative hydrogen production and bacterial community structure in high-rate anaerobic bioreactors containing silicone-immobilized and self-flocculated sludge. // Biotechnol Bioengin, 2006;93:934-946.

260. Xie G.J., Feng L.B., Ren N.Q., Ding J., Liu C., Xing D.F., Qian G.W., Ren H.Y. Control strategies for hydrogen production through co-culture of Ethanoligenens harbinense B49 and immobilized Rhodopseudomonas faecalis RLD-53. // Int J Hydrogen Energ, 2010;35:1929-1935.

261. Xu P., Qan X.M., Wang Y.X., Xu Y.B. Modelling for waste water treatment by Rhodopseudomonas palustris Y6 immobilized on fiber in a columnar bioreactor. // Appl Microbiol Biotechnol, 1996;44:676-682.

262. Yagi K., Maeda I., Idehara K., Miura Y., Akano T., Fukatu K., Ikuta Y., Nakamura H.K. Removal of inhibition by ammonium ion in nitrogenase-dependent hydrogen evolution of a marine photosynthetic bacterium, Rhodopseudomonas sp. strain W-ls. // Appl Biochem Biotechnol, 1994;45-46:429-436.

263. Yang H., Shao P., Lu T., Shen J. Continuous bio-hydrogen production from citric acid wastewater via facultative anaerobic bacteria. // Int J Hydrogen Energ., 2006;31:1306-1313.

264. Yokoyama H., Moriya N., Ohmori H., Waki M., Ogino A., Tanaka Y. Community analysis of hydrogen-producing extreme thermophilic anaerobic microflora enriched from cow manure with five substrates. // Appl Microbiol Biotechnol, 2007;77:213-222.

265. Yokoi H., Maki R., Hirose J., Hayashi S. Microbial production of hydrogen from starch manufacturing wastes. // Biomass Bioener, 2002;22:389-395.

266. Yokoi H., Mori S., Hirose J., Hayashi S., Takasaki Y. H2 production from starch by mixed culture of Clostridium butyricum and Rhodobacter sp. M-19. // Biotechnol Lett, 1998;20:895-899.

267. Yokoi H., Saitsu A., Uchida H., Hirose J., Hayashi S., Takasaki Y. Microbial hydrogen production from sweet potato starch residue. // J Biosci Bioeng, 2001;91:58-63.

268. Yoshida A., Nishimura T., Kawaguchi H., Inui M., Yukawa H. Enhanced hydrogen production from formic acid by formate hydrogen lyase overexpressing Escherichia coli strains. // Appl Environ Microbiol, 2005;71:6762-6768.

269. Yoshida A., Nishimura T., Kawaguchi H., Inui M., Yukawa H.. Enhanced hydrogen production from glucose using ldh- and frd-inactivated Escherichia coli strains. // Appl Microbiol Biotechnol, 2006;73:67-72.

270. Yu H., Zhu Z., Hu W., Zhang H. Hydrogen production from rice winery wastewater in an upflow anaerobic reactor by using mixed anaerobic cultures. // Int. J Hydrogen Energ, 2002;27:1359- 1365.

271. Yucel M., Zabut B.M., Eroglu I., Turker L. Kinetic analysis of light induced proton dissociation and association of bacteriorhodopsin in purple membrane fragments under continuous illumination. // J Membrane Sci, 1995;104:65-72.

272. Zhang Z.P., Show K.Y., Tay J.H., Liang D.T., Lee D.J. Biohydrogen production with anaerobic fluidized bed reactors—A comparison of biofilm-based and granule-based systems. // Int J Hydrogen Energ, 2008;33:1559 - 1564.

273. Zheng X.J., Yu H.Q. Biological hydrogen production by enriched anaerobic cultures in the presence of copper and zinc. // J Environ Sci Health A Toxic Hazard Subst Environ Eng, 2004;39:89-101.

274. Zinchenko V.V., Babykin M., Glaser V., Mekhedov S., Shestakov S.V. Mutation in ntrC gene leading to the derepression of nitrogenase synthesis in Rhodobacter sphaeroides. II FEMS Microbiol Lett, 1997;147:57-61

275. Zhu H., Wakayama T., Asada Y., Miyake J. Hydrogen production by four cultures with participation by anoxygenic photosynthetic bacterium and anaerobic bacterium in the presence of NH4+. // Int J Hydrogen Energ, 2001 ;26:1149-1154.

276. Zhu H., Ueda S., Asada Y., Miyake J. Hydrogen production as a novel process of wastewater treatment - studies on tofu wastewater with entrapped R. sphaeroides and mutagenesis. // Int J Hydrogen Energ, 2002;27:1349-1357.

277. Zhu H., Wakayama T., Asada Y., Miyake J. Hydrogenproduction by four cultures with participation by anoxygenic photosynthetic bacterium and anaerobic bacterium in the presence of NH4+. // Int J Hydrogen Energ, 2001 ;26:1149-1154.

278. Zhu R., Wang D., Zhang Y., Li J. Hydrogen production by draTGB hupL double mutant of Rhodospirillum rubrum under different light conditions. // Chin Sci Bull, 2006;51:2611-

279. Zurrer H., Bachofen R. Hydrogen production by the photosynthetic bacterium, Rhodospirillum rubrum. //Appl Environ Microbiol, 1979; 37:789-793.

280. Zurrer H., Bachofen R. Aspects of growth and hydrogen production of the photosynthetic bacterium Rhodospirillum rubrum in continuous culture. // Biomass, 1982;2:165-174.

2618.