Участие транскрипционного фактора PREP1 в процессах адипогенной дифференцировки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Егоров, Александр Дмитриевич

• Егоров, Александр Дмитриевич
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Егоров, Александр Дмитриевич

ОГЛАВЛЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Жировая ткань

1.2. Транскрипционные факторы дифференцировки

1.3. Фактор транскрипции Prep 1

2. Методы и материалы исследования

3. Результаты и обсуждение

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Участие транскрипционного фактора PREP1 в процессах адипогенной дифференцировки»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность иследования и современное состояние проблемы

Ожирение, распространение которого по всему миру близко к эпидемическому, является одной из основных причин развития сахарного диабета второго типа и серьёзным фактором риска развития сердечнососудистых заболеваний, в частности ишемической болезни сердца [1]. Избыточное развитие жировой ткани выражается в гипертрофии (увеличенные размеры адипоцитов) и гиперплазии (увеличение количества адипоцитов), которые зависят от притока питательных веществ и от темпов дифференцировки адипоцитов [2]. Дифференцировка адипоцитов, также известная как адипогенез, является процессом превращения фибробластоподобных предшественников под действием адипогенных стимуляторов (в том числе инсулина и глюкокортикоидных гормонов) в терминально дифференцированные клетки и зависит от генетического фона.

Действие адипогенных стимуляторов приводит к активации транскрипционных факторов, опосредующих дифференцировку через регуляцию множества генов. Ядерный рецептор PPARy, занимая промоторы и энхансеры адипоцит-специфичных генов, играет ведущую роль в адипогенной программе [3]. Полногеномные исследования обнаружили, что в раннем адипогенезе совместно действует целый набор транскрипционных факторов [4]. Единственным репрессорным фактором из них является Pbxl, принадлежащий к семейству гомеодомен-содержащих факторов TALE. Известно, что гомеодомен-содержащие белки важны для раннего эмбриогенеза, однако роль этих белков во взрослом организме, например, в качестве регуляторов адипогенеза мало изучена. Однако, показано участие гомеодомен-содержащего транскрипционного фактора Pbx1 в адипогенной дифференцировке. Так, подавление экспрессии Pbxl в мезенхимных стромальных клетках из жировой ткани приводит к резкому увеличению после индукции адипогенеза доли дифференцирующихся клеток, в то время

как нокаутные по Pbx1 эмбриональные клетки мыши утрачивают способность дифференцироваться в адипоцитарном направлении [5].

Немаловажно, что Pbx1 не способен связываться с ДНК в отсутствие белков-партнеров, к которым относятся белки Prep и Meis. Основным партнером Pbx1 является Prep1 - один из его ближайших гомологов. Их совместная гетеродимеризация приводит к образованию комплексов с высокой аффинностью к последовательностям ДНК вида TGANTGACAG. Кроме этого, Prep1 способен функционировать, не связываясь со своими партнерами, в качестве самостоятельного транскрипционного фактора и имеет иную специфичность связывания.

Ранее было известно, что Prep1 необходим для развития организма: нокаутные по гену Prep1 мыши погибают еще до гаструляции [6], он участвует в контроле стабильности гематопоэтических стволовых и прогениторных клеток [7], вовлечен в процессы развития Т-клеток на эмбриональной и постнатальной стадиях [8], а также органогенез глаза [9]. Отсутствие Prep1 приводит к спонтанному опухолеобразованию [10]. Нас более всего заинтересовало обнаруженное участие Prep1 в регуляции метаболических процессов: он контролирует чувствительность скелетной мышечной ткани к инсулину [11], а также глюкорегуляторную функцию печени [12].

Эти сведения позволяют предполагать, что транскрипционный фактор

Prep1 способен оказывать влияние на такую важную для системного

метаболизма ткань, каковой является жировая ткань.. Так же как и скелетная

мышечная, жировая ткань является инсулин-чувствительной, а с печенью

жировую ткань сближают активный обмен жирных кислот и способность к

регуляции метаболизма. Участие Prep1 в процессе адипогенеза в жировой

ткани не была известна до начала наших исследований. Изучение роли белка

Prep1 в адипогенной дифференцировке дополнит научное знание деталями о

его влиянии на системную чувствительность к инсулину и участии в

4

развитии метаболических нарушений, что может расширить возможности прогнозирования наследственной предрасположенности к подобным патологическим состояниям.

Цель работы

Целью работы было выяснить участие Prep1 в процессе адипогенной дифференцировки.

Задачи исследования

Для выполнения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:

1. Оценить эффект, оказываемый Ргер1 на адипогенез.

2. Определить стадию дифференцировки, зависимую от фактора Prep1.

3. Определить сигнальные каскады адипогенеза, регулируемые фактором Prep1.

4. Исследовать изменения в экспрессии генов в зависимости от количества белка Ргер1 в клетке.

Научная новизна и практическая ценность работы

В настоящей работе впервые показано влияние транскрипционного фактора Prep1 на адипогенную дифференцировку. Изучение эффектов Prep1 проводилось путем искусственнго подавления экспрессии гена Prep1, которая приводила к увеличению дифференцировки преадипоцитов в адипоциты. Нами подробно рассмотрено влияние Prep1 на основные сигнальные пути адипогенеза: инсулин-зависимый, глюкокортикоидный и цАМФ-опосредованный пути индукции дифференцировки. Показано, что Prep1 вовлечен в адипогенез на самых ранних стадиях транскрипционной активации дифференцировки. Искусственное подавление Prep1 изменяет профиль экспрессии генов частично заменяя индукцию дифференцировочным коктейлем Транскрипционный фактор Prep1

безусловно представляет интерес в качестве новой мишени для поиска лекарственных средств.

Структура диссертации

Диссертационная работа изложена на 102 страницах и состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и обсуждения, выводов, заключения, списка сокращений и списка литературы, включающего 161 ссылку. Диссертация содержит 15 рисунков и 1 таблицу.

Апробация полученных результатов

Результаты диссертации были доложены на IV Всероссийской научной школе-конференции «Стволовые клетки и регенеративная медицина», 2011, Москва, Россия, на конференции Keystone Symposium Pathogenesis of Diabetes: Emerging Insights into Molecular Mechanisms, 2012, Санта Фе, Нью Мексико, США, на конференции Benzon Symposium: Adipose tissue in health and disease, 2012, Копенгаген, Дания.

Публикации по теме работы

По материалам работы опубликовано 3 статьи в журналах, индексирующихся Scopus и Web of Science.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Жировая ткань

1.1.1. Типы жировой ткани

Жировая ткань — это особый тип соединительной ткани. Она широко

представлена в организме человека и в норме составляет около 15-20% процентов массы тела у мужчин, 20-25% — у женщин [13]. При развитии различных патологий относительная масса жировой ткани может, как катастрофически уменьшаться (различные липодистрофии), так и многократно увеличиваться. Ожирение характеризуется увеличением массы жировой ткани и может непосредственно приводить к таким заболеваниям как метаболический синдром (синдром инсулинорезистентности) и инсулиннезависимый сахарный диабет (называемый сахарным диабетом 2-го типа).

У млекопитающих существует два вида жировой ткани — белая и бурая. Они различаются морфологически, функционально и по цвету. Основную массу этих двух видов жировой ткани составляют разные клетки: белые и бурые адипоциты.

Бурая жировая ткань представляет собой малую часть жировой ткани организма взрослого человека и сосредоточена в нескольких участках тела: в подмышечных впадинах, межлопаточной и надключичной областях. Темный цвет ткани обусловлен большей васкуляризацией и высоким содержанием цитохромов в митохондриях адипоцитов, количество митохондрий увеличено вследствие выполнения специфической функции. В бурых адипоцитах экспрессируется ген термогенина UCP1, белка разобщающего дыхательную цепь в митохондриях, что позволяет транспортируемым протонам входить в матрикс без синтеза АТФ. UCP1 увеличивает проницаемость внутренней митохондриальной мембраны для протонов, что приводит к уменьшению митохондриаьного градиента протонов и

способствует превращению энергии окисления субстрата в тепло. UCP1 активируется длинноцепочечными жирными кислотами, которые продуцируются в бурых адипоцитах под действием адренергической стимуляции посредством липолиза [14]. Бурые адипоциты также отличаются от белых по морфологии: клетки имеют меньший размер, ядро часто располагается в центре клетки (у белых — всегда эксцентрично), а триглицериды накапливаются во множестве маленьких липидных капель, поэтому эти клетки иногда называют многокапельными адипоцитами.

На протяжении долгого времени считалось, что у человека бурая жировая ткань представлена в основном в младенческом возрасте, тогда как во взрослом состоянии встречается сравнительно редко [15]. У мелких млекопитающих, особенно впадающих в зимнюю спячку, наоборот, взрослые

особи имеют бурая жировая ткань в достаточном объеме для защиты от

18

холода. Однако недавние исследования сочетавшие введение меченой 2-[ F]-

1 Я

фтордезоксиглюкозы (2-[ F]-fluoro-D-deoxy-D-glucose, ФДГ) с детекцией методами компьютерной томографии и позитронно-эмиссионной томографии показали, что взрослые люди тоже имеют обособленные участки бурой жировой ткани [16-18]. Также современные исследования показали, что отношение массы белой и бурой жировой ткани зависит от генетического фона, пола, возраста, питания и условий среды [19]. Эксперименты с захватом ФДГ, индуцированным холодом, выявили в четыре раза меньший уровень активности бурой жировой ткани у индивидов с избыточной массой и ожирением, по сравнению с индивидами с нормальной массой [16].

Белая жировая ткань является преобладающим видом жировой ткани у человека и других млекопитающих. Ее скопления располагаются под кожей (подкожная жировая ткань) и окружают внутренние органы (висцеральная жировая ткань). Белая жировая ткань начинает формироваться в позднепренатальном и раннепостнатальном периодах в качестве хранилища избытка получаемой вместе с пищей энергии, она сохраняет способность

увеличиваться в течение всей жизни, когда приход энергии в организме превышает расход [20]. Запасается белой жировой тканью энергия в форме триглицеридов. Специфические липазы отщепляют триглицериды от липопротеинов, после чего они накапливаются в крупной липидной капле белых адипоцитов. При необходимости происходит мобилизация запасенных жиров, гормон-активируемые липазы гидролизуют триглицериды и выделяющиеся жирные кислоты метаболизируются [21].

Возникновение избыточной массы тела и развитие ожирения связано с экспансией именно белой жировой ткани. Это увеличение происходит при нарастании объема адипоцитов (гипертрофии) и/или изменении их количества (гиперплазии) [22], сопровождающееся ожирением и инсулинорезистентностью. Гиперплазия адипоцитов чаще всего сопутствует наиболее тяжелым формам ожирения, развивающимся преимущественно в подростковом возрасте. При такой форме ожирения число адипоцитов может возрастать в 3-4 раза по сравнению с таковым у индивидов с нормальной массой тела [13].

Основной причиной ожирения является нарушение баланса между накоплением и потреблением энергии. Изменение скорости превращения преадипоцитов в адипоциты как таковое не способно коренным образом изменить этот баланс. Сходным образом, в корне несостоятельным подходом к лечению ожирения является изменение количества жировых клеток (путем липосакции), так как отсутствие адипоцитов приводит к эктопическому накоплению триглицеридов в других органах и приводит к еще более тяжелым последствиям [23]. Избыточный объем и эктопическая локализация жировой ткани приводит к нарушению не только её метаболической, но и секреторной функции, что сопровождается развитием осложнений метаболического синдрома: ишемической болезнью сердца, атеросклерозом, почечной недостаточностью, неалкогольной жировой болезнью печени. Изучение механизмов индукции патологического адипогенеза и

сопутствующих нарушений сигнализации жировой ткани представляет большой интерес для понимания путей адаптации метаболизма современного человека, а также имеет первостепенное значение для разработки эффективных способов профилактики и лечения метаболического синдрома.

Помимо своей первичной функции запасания энергии жировая ткань является важнейшим эндокринным органом. Недавние исследования показали, что жировая ткань выделяет различные вещества, влияющие на иммунный ответ, давление крови, ангиогенез, гемостаз и другие процессы [24]. Секретируемые ею гормоны, называемые также адипокинами, непосредственно регулируют метаболические процессы всех тканей организма. Двумя наиболее изученными адипокинами являются лептин и адипонектин.

Лептин вызывает чувство насыщения за счет способности регулировать синтез и высвобождение медиатора голода - нейропептида Y. Адипонектин стимулирует Р-окисление жирных кислот и поддерживает уровень глюкозы в кровотоке [25], а его высокомолекулярная форма улучшает регенерацию при сердечно-сосудистых заболеваниях [26]. Совместное действие двух этих гормонов имеет синергический эффект, выражающийся в значительном увеличении чувствительности к инсулину, показанном на модели липоатрофических мышей [27].

Сроки формирования функционирующей жировой ткани зависят от

вида. У грызунов белая жировая ткань возникает большей частью после

рождения, хотя уже на 16 день эмбрионального развития с помощью

чувствительных методов можно наблюдать экспрессию маркеров жировой

ткани в подкожной области [28], а подкожные клетки коммитированы к

адипогенезу [29]. В организме человека, напротив, наблюдается развитие

белого жира на 14-й неделе беременности, хотя точные сроки зависят от

размера плода. Кроме того, чем крупнее плод, тем раньше развиваются

адипоциты [30,31]. Пролиферация клеток-предшественников снижается в

10

конце беременности, и далее жировая ткань увеличивается в первую очередь за счет преддифференцированных клеток примерно до 10 лет, далее следует подростковый период, во время которого возрастает количество жировых клеток. Этот период определяет общее количество адипоцитов, которое индивид будет иметь на протяжении жизни, несмотря на то, что новые клетки будут образовываться и разрушаться [32]. Подобным образом обновляется около 10% адипоцитов человека в год. Для сравнения за день у мыши погибает и возникает вновь 0,6% адипоцитов [33,34].

1.1.2. Предшественники адипоцитов

Жировая ткань на треть состоит из адипоцитов, тогда как оставшиеся

две трети — это клетки кровеносных сосудов (ткань сильно васкуляризована), нервные волокна, фибробласты и собственно предшественники клеток жировой ткани на разных стадиях развития [35]. Предшественники белых адипоцитов присутствуют в жировой ткани на протяжении всей жизни.

Выделяют два основных этапа развития адипоцита. На первом этапе происходит превращение мезенхимной стромальной клетки (mesenchymal stromal cell, MSC) в предшественника жировой клетки (преадипоцит), а во втором, наиболее изученном, окончательное превращение в зрелую жировую клетку [36]. Как белые, так и бурые адипоциты происходят от мезенхимной стромальной клетки, однако они образуются из различных клеток-предшественников.

Существующие экспериментальные модели не позволяют с точностью идентифицировать предшественников жировой клетки - преадипоцитов. Как правило, во время исследований содержащая клетки-предшественники стромоваскулярная отделяется от зрелых жировых клеток посредством ферментативной обработки коллагеназой и последующего

центрифугирования на низких скоростях. Когда стромоваскулярная фракция культивируется ex vivo, то клетки крови, эндотелия и другие не фибробластоподобные клетки не прикрепляются к поверхности чашки. Прикрепившиеся клетки способны дифференцироваться под действием гормонального коктейля, включающего инсулин, глюкокортикоид, ингибитор фосфодиэстеразы. Подобная методика не позволяет выделить специфическую популяцию в составе стромоваскулярной фракции, которая непосредственно участвует в образовании зрелых адипоцитов in vivo и это послужило причиной множества исследований методами проточной цитометрии с использованием антител к различным поверхностным маркерам. Большинство из них показывают, что мезенхимные стволовые клетки имеющие маркеры CD34 и Sca-1 богаты предшественниками адипоцитов [37]. Более тщательный анализ поверхностных маркеров первичной культуры клеток, дифференцировавшихся in vitro в зрелые адипоциты, выявил наличие двух различных популяций: CD24+ (lin-:CD29+:CD34+:Sca-1+:CD24+) и CD24-. Однако, опыты по трансплантации липодистрофичным мышам обеих популяций меченых GFP показали, что лишь инъекции клеток CD24+ приводят к образованию жировой ткани, адипоциты которой имеют нормальную морфологию. Клетки CD24-, как и CD34-, не способны образовывать жировых отложений [38]. Высокой специфичностью экспрессии для преадипоцитов обладает ген Prefl (Dikl), который кодирует секретируемый белок Dlk1, член семейства EGF-подобных гомеотических белков, однако он не презентируется на поверхности клеток. Недавно было показано, что клетки-предшественники адипоцитов белой жировой ткани экспрессируют PDGFRa (CD140a), который также является маркером всех адипоцитов в белом жире [39]. Таким образом, существующая линия трансгенных мышей PDGFRa-Cre является лучшей из всех существующих на сегодняшний день для исследований клеток-предшественников жировой ткани, так как обладает высокой

специфичностью к преадипоцитам у взрослой мыши [40].

12

Происхождение бурых адипоцитов несколько иное (Timmons et al., 2007). Они образуются из Myf5+ клеток-предшественников скелетной мышечной ткани и мышечных тканей других типов. Дифференцировка предшественников в бурые адипоциты происходит под контролем транскрипционного кофактора PRDM16 [41].

Примечательно, что в подкожных отложениях белой жировой ткани часто находят многокапельные адипоциты, подобные бурым по морфологии и физиологии. Холодовая адаптация и стимуляция ß3-селективными адренергическими агонистами стимулируют PRDM16, что приводит к повышению в клетках экспрессии UCP1 и к образованию бежевых (буроподобных) адипоцитов [42].

1.1.3. Адипогенная дифференцировка

Белые и бурые адипоциты происходят от общего предшественника — мезенхимальной стволовой клетки (mesenchymal stem cell, MSC).

Выделяют два этапа развития адипоцита. В первом происходит преобразование мезенхимальной стволовой клетки в предшественника жировой клетки, а во втором, наиболее изученном, окончательное превращение в зрелую жировую клетку [36].

Несмотря на то, что мезенхимальные клетки интенсивно исследуются, сведений о прогениторных клетках жировой ткани не так много. На протяжении долгого времени постулировалось, что жировые клетки WAT и BAT развиваются от общего предшественника. Последние работы опровергают данную гипотезу.

Было показано, что клетка-предшественник скелетной мышечной ткани может дифференцироваться в клетки мышечной ткани других типов и бурые адипоциты, но не в белые адипоциты (схема на рис. 1). Дифференцировка Myf5+ предшественников в бурые адипоциты происходит под контролем

транскрипционного фактора PRDM16 [41,43]. Этот факт обуславливает серьёзные морфологические и функциональные различия белой и бурой жировых тканей.

Фенотип клеток-предшественников белой жировой ткани был выяснен при помощи проточной цитофлуориметрии (FACS). Анализ поверхностных маркеров клеток первичной культуры клеток, дифференцировавшихся in vitro до зрелых адипоцитов, выявил наличие двух различных популяций: одной CD24+ (lin-:CD29+:CD34+:Sca-1+:CD24+) и одной CD24-. Чтобы определить, какая из этих цитометрически отсортированных популяций обладает способностью к образованию жировой ткани in vivo, липодистрофичным мышам трансплантировали по 50000 клеток обеих популяций, меченных GFP. Показано, что инъекции клеток CD24+GFP+ приводили к образованию жировой ткани, адипоциты которой имели нормальную морфологию и продолжали экспрессировать GFP. Клетки CD24- и CD34- не образовывали жировой ткани [38].

Интересно, что буроподобные адипоциты иногда находят в WAT, особенно после хронического воздействия холода или ß-адренергической стимуляции [44] и эти клетки не происходят от Myf5+ предшественников [41]. Такие бурые адипоциты, определенно имеют иное происхождение, нежели бурые адипоциты BAT, их называют «буро-белыми» или «бежевыми» адипоцитами (''brite" or ''beige" adipocytes). Недавняя работа Шень Би и коллег, опубликованная в Cell Metabolism, показывает, что при нокдауне гипоталамического нейропептида Y и одновременной репрессии симпатической нервной системы повышается количество бежевых адипоцитов в WAT [45]. Возможность превращать белые адипоциты в бежевые может открыть новые перспективы для лечения ожирения.

MSC

мезенхимальная стволовая клетка

/

\

Предшественник белого адипоцита

Предшественник бурого адипоцита/ мышечной клетки

(Myf5*)

(CD24+ PPARv+)

?

Белый адипоцит

Буро-белый PRDM16 адипоцит

Бурый адипоцит

Мышечная клетка

PGC-1

CtBP

RIP140

Рисунок 1: Схема развития клеток белого и бурого жира из мезенхимальной стволовой клетки. По материалам [46] с изменениями

Изучение дифференцировки преадипоцитов in vivo является трудноосуществимой задачей. Как уже упоминалось, жировая ткань только на треть состоит из собственно жировых клеток. Оставшиеся две трети — это клетки кровеносных сосудов (жировая ткань сильно васкуляризована), нервные волокна, фибробласты и предшественники клеток жировой ткани на разных стадиях развития [35]. Сложность исследований in vivo представляют отделение фибробластоподобных предшественников жировых клеток (прогениторные клетки, преадипоциты) от фибробластов и наблюдение за преадипоцитами находящимися на близких стадиях дифференцировки (невозможность синхронизации in vivo).

Имеются свои проблемы и в изучении первичных культур выделенных из жировой ткани преадипоцитов. Во-первых, это выделение фракции преадипоцитов от всего многообразия прикрепляющихся к пластику фибробластоподобных клеток. Во-вторых, необходимость наличия достаточного количества жировой ткани для выделения преадипоцитов, так как основные модельные животные имеют небольшие запасы жировой ткани.

К тому же первичные культуры имеют ограничения на время культивирования.

По причинам озвученным ранее дифференцировка преадипоцитов изучается главным образом посредством in vitro моделей адипогенеза, и большая часть имеющихся верифицируемых данных была получена именно с использованием таких систем. Как и в других случаях, использование клеточных линий имеет свои достоинства и недостатки. Так, полученная клонированием клеточная линия представляет собой гомогенную популяцию, состоящую из клеток находящихся на одной стадии дифференцировки. Это, в первую очередь, позволяет получить определенный ответ на воздействие. В то же время, клетки могут многократно пассироваться и культивироваться в течение долгого времени, что дает практически неограниченный источник преадипоцитов для исследования.

Линии предшественников жировых клеток подразделяются на мультипотентные фибробласты и унипотентные преадипоциты. Мультипотентные фибробласты (CHEF/18, RCJ3.1, 10T1/2, 1246, Balb/c 3T3, NIH 3T3 и 3T3-Swiss albino) сохраняют способность к дифференцировке в различные типы клеток. Унипотентные преадипоциты (3T3-F422A, 1246, Ob1771, TA1, 30A5, SGBS и 3T3-L1), которые уже прошли первые стадии дифференцировки, сохраняют способность к пролиферации и могут как терминально дифференцироваться, так и оставаться в недифференцированном состоянии. Именно линии унипотентных прогениторных клеток общепризнаны идеальной моделью для исследования молекулярных процессов перехода преадипоцитов в адипоциты. Самыми широко используемыми линиями являются 3T3-F422A и 3T3-L1, полученные субклонированием клеток 3T3 из дезагрегированных эмбрионов мышей Swiss [47]. Дифференцированные 3T3-L1 в культуре обладают большинством ультраструктурных характеристик адипоцитов жировой ткани животных

[48]. При инъекции преадипоцитов 3T3-L1 у мышей формируются участки нормальной жировой ткани [49].

Конфлюентные преадипоциты 3T3-L1 дифференцируются синхронно в присутствии определенного адипогенного коктейля в среде культивации. Максимальная степень дифференцировки достигается при воздействии смеси инсулина, глюкокортикоида, агента повышающего уровень внутриклеточного цАМФ и фетальной бычьей сыворотки [50]. Инсулин действует через инсулиновый рецептор и рецептор инсулин-подобного фактора роста 1 (insulin-like growth factor 1, IGF-1), который экспрессирован на поверхности преадипоцитов. IGF-1 может заменять инсулин в адипогенных коктейлях [51]. Дексаметазон (Dex), синтетичский глюкокортикоид, традиционно используется для стимуляции сигнального пути рецептора глюкокортикоидов. Изобутилметилксантин (IBMX, иногда MIX), ингибитор цАМФ-фосфодиэстеразы, используется для повышения концентрации цАМФ внутри клетки и активации цАМФ-зависимых протеинкиназ. Такой адипогенный коктейль часто называют аббревиатурой MDI.

Примерно через 24 часа после индукции MDI преадипоциты проходят постконфлюентный митоз. Ко 2-му дню дифференцировки клетки завершают деление и входят в специфическую фазу блокировки роста, называемую GD [52]. Предполагается, что митоз необходим для того, чтобы освободить ДНК для связывания транскрипционных факторов с регуляторными элементами генов экспрессирующихся в зрелых адипоцитах [53]. После вступления в GD клетки считаются дифференцированными. К 3-му дню в клетках уже экспрессируются поздние маркеры дифференцировки: липогенные и липолитические ферменты и другие белки. Позже клетки принимают округлую форму, и начинается формирование липидных капель. Окончательно адипоциты диференцируются к 5-7 дням от индукции.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Егоров, Александр Дмитриевич, 2017 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Pi-Sunyer X. The Medical Risks of Obesity // Postgrad. Med. 2009. Vol. 121, № 6. P. 21-33.

2. Jo J. et al. Hypertrophy and/or Hyperplasia: Dynamics of Adipose Tissue Growth // PLoS Comput. Biol. / ed. Papin J.A. 2009. Vol. 5, № 3. P. e1000324.

3. Tontonoz P., Spiegelman B.M. Fat and beyond: the diverse biology of PPARgamma. // Annu. Rev. Biochem. 2008. Vol. 77. P. 289-312.

4. Siersb^k R. et al. Transcription factor cooperativity in early adipogenic hotspots and super-enhancers // Cell Rep. The Authors, 2014. Vol. 7, № 5. P.

1443-1455.

5. Monteiro M.C. et al. PBX1: a novel stage-specific regulator of adipocyte development. // Stem Cells. 2011. Vol. 29, № 11. P. 1837-1848.

6. Fernandez-Diaz L.C. et al. The absence of Prep1 causes p53-dependent apoptosis of mouse pluripotent epiblast cells // Development. 2010. Vol. 137, № 20. P. 3393-3403.

7. Di Rosa P. et al. The homeodomain transcription factor Prep1 (pKnox1) is required for hematopoietic stem and progenitor cell activity // Dev. Biol. 2007. Vol. 311, № 2. P. 324-334.

8. Penkov D. et al. Involvement of Prep1 in the T-Cell Receptor T-Lymphocytic Potential of Hematopoietic Precursors // Mol. Cell. Biol. 2005. Vol. 25, № 24. P. 10768-10781.

9. Rowan S. et al. Precise temporal control of the eye regulatory gene Pax6 via enhancer-binding site affinity. // Genes Dev. 2010. Vol. 24, № 10. P. 980985.

10. Longobardi E. et al. Prep1 (pKnox1)-deficiency leads to spontaneous tumor

development in mice and accelerates EmuMyc lymphomagenesis: a tumor suppressor role for Prep1. // Mol. Oncol. 2010. Vol. 4, № 2. P. 126-134.

11. Oriente F. et al. Prep1 deficiency induces protection from diabetes and increased insulin sensitivity through a p160-mediated mechanism. // Mol. Cell. Biol. 2008. Vol. 28, № 18. P. 5634-5645.

12. Oriente F. et al. Prep1 controls insulin glucoregulatory function in liver by transcriptional targeting of SHP1 tyrosine phosphatase. // Diabetes. 2011. Vol. 60, № 1. P. 138-147.

13. Быков. Цитология и общая гистология. СПб: СОДИС, 2000.

14. Cannon B., Nedergaard J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. // Physiol. Rev. 2004. Vol. 84, № 1. P. 277-359.

15. Lean M.E. et al. Brown adipose tissue in patients with phaeochromocytoma. // Int. J. Obes. 1986. Vol. 10, № 3. P. 219-227.

16. van Marken Lichtenbelt W.D. et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. // N. Engl. J. Med. 2009. Vol. 360, № 15. P. 1500-1508.

17. Cypess A.M. et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. // N. Engl. J. Med. 2009. Vol. 360, № 15. P. 1509-1517.

18. Virtanen K.A. et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. // N. Engl. J. Med. 2009. Vol. 360, № 15. P. 1518-1525.

19. Frontini A., Cinti S. Distribution and development of brown adipocytes in the murine and human adipose organ. // Cell Metab. 2010. Vol. 11, № 4. P. 253256.

20. Rosen E.D., Spiegelman B.M. Adipocytes as regulators of energy balance and glucose homeostasis. // Nature. 2006. Vol. 444, № 7121. P. 847-853.

21. Lafontan M. Advances in adipose tissue metabolism // Int. J. Obes. 2008.

Vol. 32. P. S39-S51.

22. Hirsch J., Batchelor B. Adipose tissue cellularity in human obesity. // Clin. Endocrinol. Metab. 1976. Vol. 5, № 2. P. 299-311.

23. Rosen E.D., MacDougald O.A. Adipocyte differentiation from the inside out. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2006. Vol. 7, № 12. P. 885-896.

24. Trayhurn P. Endocrine and signalling role of adipose tissue: new perspectives on fat. // Acta Physiol. Scand. 2005. Vol. 184, № 4. P. 285-293.

25. Diez J.J., Iglesias P. The role of the novel adipocyte-derived hormone adiponectin in human disease. // Eur. J. Endocrinol. 2003. Vol. 148, № 3. P. 293-300.

26. Denzel M.S. et al. T-cadherin is critical for adiponectin-mediated cardioprotection in mice. // J. Clin. Invest. 2010. Vol. 120, № 12. P. 43424352.

27. Yamauchi T. et al. The fat-derived hormone adiponectin reverses insulin resistance associated with both lipoatrophy and obesity. // Nat. Med. 2001. Vol. 7, № 8. P. 941-946.

28. Birsoy K. et al. Analysis of gene networks in white adipose tissue development reveals a role for ETS2 in adipogenesis // Development. 2011. Vol. 138, № 21. P. 4709-4719.

29. Wojciechowicz K. et al. Development of the mouse dermal adipose layer occurs independently of subcutaneous adipose tissue and is marked by restricted early expression of FABP4. // PLoS One / ed. Schneider M.R. 2013. Vol. 8, № 3. P. e59811.

30. Poissonnet C.M., Burdi A.R., Bookstein F.L. Growth and development of human adipose tissue during early gestation. // Early Hum. Dev. 1983. Vol. 8, № 1. P. 1-11.

31. Poissonnet C.M., Burdi A.R., Garn S.M. The chronology of adipose tissue appearance and distribution in the human fetus. // Early Hum. Dev. 1984. Vol. 10, № 1-2. P. 1-11.

32. Knittle J.L. et al. The growth of adipose tissue in children and adolescents. Cross-sectional and longitudinal studies of adipose cell number and size. // J. Clin. Invest. 1979. Vol. 63, № 2. P. 239-246.

33. Spalding K.L. et al. Dynamics of fat cell turnover in humans. // Nature. 2008. Vol. 453, № 7196. P. 783-787.

34. Rigamonti A. et al. Rapid cellular turnover in adipose tissue. // PLoS One / ed. Gimble J. 2011. Vol. 6, № 3. P. e17637.

35. Geloen A., Roy P.E., Bukowiecki L.J. Regression of white adipose tissue in diabetic rats. // Am. J. Physiol. 1989. Vol. 257, № 4 Pt 1. P. E547-53.

36. Löffler G., Hauner H. Adipose tissue development: the role of precursor cells and adipogenic factors. Part II: The regulation of the adipogenic conversion by hormones and serum factors. // Klin. Wochenschr. 1987. Vol. 65, № 17. P. 812-817.

37. Cawthorn W.P., Scheller E.L., MacDougald O.A. Adipose tissue stem cells meet preadipocyte commitment: going back to the future. // J. Lipid Res. 2012. Vol. 53, № 2. P. 227-246.

38. Rodeheffer M.S., Birsoy K., Friedman J.M. Identification of White Adipocyte Progenitor Cells In Vivo // Cell. 2008. Vol. 135, № 2. P. 240-249.

39. Berry R., Rodeheffer M.S. Characterization of the adipocyte cellular lineage in vivo. // Nat. Cell Biol. 2013. Vol. 15, № 3. P. 302-308.

40. Jeffery E. et al. Characterization of Cre recombinase models for the study of adipose tissue. // Adipocyte. 2014. Vol. 3, № 3. P. 206-211.

41. Seale P. et al. PRDM16 controls a brown fat/skeletal muscle switch. //

89

Nature. 2008. Vol. 454, № 7207. P. 961-967.

42. Seale P. et al. Prdm16 determines the thermogenic program of subcutaneous white adipose tissue in mice // J. Clin. Invest. 2011. Vol. 121, № 1. P. 96105.

43. Timmons J.A. et al. Myogenic gene expression signature establishes that brown and white adipocytes originate from distinct cell lineages. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007. Vol. 104, № 11. P. 4401-4406.

44. Guerra C. et al. Emergence of brown adipocytes in white fat in mice is under genetic control. Effects on body weight and adiposity. // J. Clin. Invest. 1998. Vol. 102, № 2. P. 412-420.

45. Chao P.-T. et al. Knockdown of NPY expression in the dorsomedial hypothalamus promotes development of brown adipocytes and prevents diet-induced obesity. // Cell Metab. 2011. Vol. 13, № 5. P. 573-583.

46. Park K.W., Halperin D.S., Tontonoz P. Before they were fat: adipocyte progenitors. // Cell Metab. 2008. Vol. 8, № 6. P. 454-457.

47. Green H., Kehinde O. An established preadipose cell line and its differentiation in culture // Cell. 1974. Vol. 1. P. 113-116.

48. Novikoff A.B. et al. Organelle relationships in cultured 3T3-L1 preadipocytes. // J. Cell Biol. 1980. Vol. 87, № 1. P. 180-196.

49. Green H., Kehinde O. Formation of normally differentiated subcutaneous fat pads by an established preadipose cell line // J. Cell. Physiol. 1979. Vol. 101, № 1. P. 169-171.

50. Student A.K., Hsu R.Y., Lane M.D. Induction of fatty acid synthetase synthesis in differentiating 3T3-L1 preadipocytes. // J. Biol. Chem. 1980. Vol. 255, № 10. P. 4745-4750.

51. Smith P.J. et al. Insulin-like growth factor-I is an essential regulator of the

90

differentiation of 3T3-L1 adipocytes. // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 19. P. 9402-9408.

52. Scott R.E. et al. Coupling of growth arrest and differentiation at a distinct state in the G1 phase of the cell cycle: GD. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1982. Vol. 79, № 3. P. 845-849.

53. Cornelius P., MacDougald O.A., Lane M.D. Regulation of adipocyte development. // Annu. Rev. Nutr. 1994. Vol. 14, № 1. P. 99-129.

54. Distel R.J. et al. Nucleoprotein complexes that regulate gene expression in adipocyte differentiation: direct participation of c-fos. // Cell. 1987. Vol. 49, № 6. P. 835-844.

55. Mcknight S.L., Lane M.D. Is CCAAT/enhancer-binding protein a central regulator of energy metabolism? // Genes Dev. 1989. P. 2021-2024.

56. Morrison R.F., Farmer S.R. Hormonal and Transcriptional Control of Adipocyte Differentiation // J. Nutr. 2000. P. 3116-3121.

57. Chawla A. et al. Peroxisome proliferator-activated receptor (PPAR) gamma: adipose-predominant expression and induction early in adipocyte differentiation. // Endocrinology. 1994. Vol. 135, № 2. P. 798-800.

58. Tontonoz P. et al. mPPAR gamma 2: tissue-specific regulator of an adipocyte enhancer. // Genes Dev. 1994. Vol. 8, № 10. P. 1224-1234.

59. Yokoyama C. et al. SREBP-1, a basic-helix-loop-helix-leucine zipper protein that controls transcription of the low density lipoprotein receptor gene. // Cell. 1993. Vol. 75, № 1. P. 187-197.

60. Tontonoz P. et al. ADD1: a novel helix-loop-helix transcription factor associated with adipocyte determination and differentiation. // Mol. Cell. Biol. 1993. Vol. 13, № 8. P. 4753-4759.

61. Hess J., Angel P., Schorpp-Kistner M. AP-1 subunits: quarrel and harmony

91

among siblings. // J. Cell Sci. 2004. Vol. 117, № Pt 25. P. 5965-5973.

62. Stephens J.M., Butts M.D., Pekala P.H. Regulation of transcription factor mRNA accumulation during 3T3-L1 preadipocyte differentiation by tumour necrosis factor-alpha. // J. Mol. Endocrinol. 1992. Vol. 9, № 1. P. 61-72.

63. Stephens J.M. et al. Regulation of transcription factor mRNA accumulation during 3T3-L1 preadipocyte differentiation by antagonists of adipogenesis. // Mol. Cell. Biochem. Vol. 123, № 1-2. P. 63-71.

64. White U.A., Stephens J.M. Transcriptional factors that promote formation of white adipose tissue // Mol. Cell. Endocrinol. 2010. Vol. 318, № 1-2. P. 1014.

65. Moitra J. et al. Life without white fat: a transgenic mouse. // Genes Dev. 1998. Vol. 12, № 20. P. 3168-3181.

66. Wang N.D. et al. Impaired energy homeostasis in C/EBP alpha knockout mice. // Science. 1995. Vol. 269, № 5227. P. 1108-1112.

67. Tanaka T. et al. Defective adipocyte differentiation in mice lacking the C/EBPbeta and/or C/EBPdelta gene. // EMBO J. 1997. Vol. 16, № 24. P. 7432-7443.

68. Cao Z., Umek R.M., McKnight S.L. Regulated expression of three C/EBP isoforms during adipose conversion of 3T3-L1 cells. // Genes Dev. 1991. Vol. 5, № 9. P. 1538-1552.

69. Tang Q.-Q., Otto T.C., Lane M.D. Mitotic clonal expansion: a synchronous process required for adipogenesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 2003. Vol. 100, № 1. P. 44-49.

70. Park B.-H., Qiang L., Farmer S.R. Phosphorylation of C/EBPbeta at a consensus extracellular signal-regulated kinase/glycogen synthase kinase 3 site is required for the induction of adiponectin gene expression during the

differentiation of mouse fibroblasts into adipocytes. // Mol. Cell. Biol. American Society for Microbiology (ASM), 2004. Vol. 24, № 19. P. 86718680.

71. Yeh W.C. et al. Cascade regulation of terminal adipocyte differentiation by three members of the C/EBP family of leucine zipper proteins. // Genes Dev. 1995. Vol. 9, № 2. P. 168-181.

72. El-Jack A.K. et al. Reconstitution of insulin-sensitive glucose transport in fibroblasts requires expression of both PPARgamma and C/EBPalpha. // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, № 12. P. 7946-7951.

73. Hamm J.K., Park B.H., Farmer S.R. A role for C/EBPbeta in regulating peroxisome proliferator-activated receptor gamma activity during adipogenesis in 3T3-L1 preadipocytes. // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276, №

21. P. 18464-18471.

74. Ntambi J.M., Young-Cheul K. Adipocyte differentiation and gene expression. // J. Nutr. 2000. Vol. 130, № 12. P. 3122S-3126S.

75. Linhart H.G. et al. C/EBPalpha is required for differentiation of white, but not brown, adipose tissue. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2001. Vol. 98, №

22. P. 12532-12537.

76. Rosen E.D. The transcriptional basis of adipocyte development // Prostaglandins, Leukot. Essent. Fat. Acids. 2005. Vol. 73, № 1. P. 31-34.

77. Kliewer S.A. et al. Convergence of 9-cis retinoic acid and peroxisome proliferator signalling pathways through heterodimer formation of their receptors // Nature. 1992. Vol. 358, № 6389. P. 771-774.

78. Lehrke M., Lazar M.A. The Many Faces of PPARy // Cell. 2005. Vol. 123, № 6. P. 993-999.

79. Barak Y. et al. PPAR gamma is required for placental, cardiac, and adipose

tissue development. // Mol. Cell. 1999. Vol. 4, № 4. P. 585-595.

80. Rosen E.D. et al. C/EBPalpha induces adipogenesis through PPARgamma: a unified pathway. // Genes Dev. 2002. Vol. 16, № 1. P. 22-26.

81. Lehmann J.M. et al. Peroxisome proliferator-activated receptors alpha and gamma are activated by indomethacin and other non-steroidal antiinflammatory drugs. // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, № 6. P. 3406-3410.

82. Adams M. et al. Transcriptional activation by peroxisome proliferator-activated receptor gamma is inhibited by phosphorylation at a consensus mitogen-activated protein kinase site. // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, № 8. P. 5128-5132.

83. van Beekum O., Fleskens V., Kalkhoven E. Posttranslational modifications of PPAR-gamma: fine-tuning the metabolic master regulator. // Obesity (Silver Spring). 2009. Vol. 17, № 2. P. 213-219.

84. Geiss-Friedlander R., Melchior F. Concepts in sumoylation: a decade on. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2007. Vol. 8, № 12. P. 947-956.

85. Yang X.-J., Gregoire S. A Recurrent Phospho-Sumoyl Switch in Transcriptional Repression and Beyond // Mol. Cell. 2006. Vol. 23, № 6. P. 779-786.

86. Hietakangas V. et al. PDSM, a motif for phosphorylation-dependent SUMO modification // Proc. Natl. Acad. Sci. 2006. Vol. 103, № 1. P. 45-50.

87. Choi J.H. et al. Anti-diabetic drugs inhibit obesity-linked phosphorylation of PPARy by Cdk5 // Nature. 2010. Vol. 466, № 7305. P. 451-456.

88. Liao W. et al. Suppression of PPAR-gamma attenuates insulin-stimulated glucose uptake by affecting both GLUT1 and GLUT4 in 3T3-L1 adipocytes. // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2007. Vol. 293, № 1. P. E219-27.

89. Picard F. et al. Sirt1 promotes fat mobilization in white adipocytes by

94

repressing PPAR-gamma. // Nature. 2004. Vol. 429, № 6993. P. 771-776.

90. Eberle D. et al. SREBP transcription factors: master regulators of lipid homeostasis. // Biochimie. 2004. Vol. 86, № 11. P. 839-848.

91. Shimano H. et al. Elevated levels of SREBP-2 and cholesterol synthesis in livers of mice homozygous for a targeted disruption of the SREBP-1 gene. // J. Clin. Invest. 1997. Vol. 100, № 8. P. 2115-2124.

92. Yahagi N. et al. Absence of sterol regulatory element-binding protein-1 (SREBP-1) ameliorates fatty livers but not obesity or insulin resistance in Lep(ob)/Lep(ob) mice. // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 22. P. 1935319357.

93. Kim J.B., Spiegelman B.M. ADD1/SREBP1 promotes adipocyte differentiation and gene expression linked to fatty acid metabolism. // Genes Dev. 1996. Vol. 10, № 9. P. 1096-1107.

94. Kim J.B. et al. ADD1/SREBP1 activates PPARgamma through the production of endogenous ligand. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1998. Vol. 95, № 8. P. 4333-4337.

95. Shimano H. Sterol regulatory element-binding proteins (SREBPs): transcriptional regulators of lipid synthetic genes. // Prog. Lipid Res. 2001. Vol. 40, № 6. P. 439-452.

96. Nakae J. et al. The forkhead transcription factor Foxo1 regulates adipocyte differentiation. // Dev. Cell. 2003. Vol. 4, № 1. P. 119-129.

97. Zhang X. et al. Phosphorylation of serine 256 suppresses transactivation by FKHR (FOXO1) by multiple mechanisms. Direct and indirect effects on nuclear/cytoplasmic shuttling and DNA binding. // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 47. P. 45276-45284.

98. Fukuoka M. et al. Negative regulation of forkhead transcription factor AFX

(Foxo4) by CBP-induced acetylation. // Int. J. Mol. Med. 2003. Vol. 12, № 4. P. 503-508.

99. Matsuzaki H. et al. Acetylation of Foxo1 alters its DNA-binding ability and sensitivity to phosphorylation. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. Vol. 102, № 32. P. 11278-11283.

100. Van Der Heide L.P., Hoekman M.F.M., Smidt M.P. The ins and outs of FoxO shuttling: mechanisms of FoxO translocation and transcriptional regulation. // Biochem. J. 2004. Vol. 380, № Pt 2. P. 297-309.

101. Jing E., Gesta S., Kahn C.R. SIRT2 Regulates Adipocyte Differentiation through FoxO1 Acetylation/Deacetylation // Cell Metab. 2007. № August. P. 105-114.

102. Chen Z. et al. Krox20 stimulates adipogenesis via C/EBPbeta-dependent and -independent mechanisms. // Cell Metab. Elsevier, 2005. Vol. 1, № 2. P. 93106.

103. Birsoy K., Chen Z., Friedman J. Transcriptional regulation of adipogenesis by KLF4. // Cell Metab. NIH Public Access, 2008. Vol. 7, № 4. P. 339-347.

104. Oishi Y. et al. Krüppel-like transcription factor KLF5 is a key regulator of adipocyte differentiation // Cell Metab. 2005. Vol. 1, № 1. P. 27-39.

105. Christy R.J. et al. CCAAT/enhancer binding protein gene promoter: binding of nuclear factors during differentiation of 3T3-L1 preadipocytes. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1991. Vol. 88, № 6. P. 2593-2597.

106. Zhang J.-W. et al. Dominant-negative C/EBP disrupts mitotic clonal expansion and differentiation of 3T3-L1 preadipocytes. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2004. Vol. 101, № 1. P. 43-47.

107. Blüher M. et al. Adipose tissue selective insulin receptor knockout protects against obesity and obesity-related glucose intolerance. // Dev. Cell. 2002.

Vol. 3, № 1. P. 25-38.

108. Tseng Y.-H. et al. Differential roles of insulin receptor substrates in brown adipocyte differentiation. // Mol. Cell. Biol. 2004. Vol. 24, № 5. P. 19181929.

109. Miki H. et al. Essential role of insulin receptor substrate 1 (IRS-1) and IRS-2 in adipocyte differentiation. // Mol. Cell. Biol. 2001. Vol. 21, № 7. P. 25212532.

110. Garofalo R.S. et al. Severe diabetes, age-dependent loss of adipose tissue, and mild growth deficiency in mice lacking Akt2/PKBp // J. Clin. Invest. 2003. Vol. 112, № 2. P. 197-208.

111. George S. et al. A family with severe insulin resistance and diabetes due to a mutation in AKT2. // Science. 2004. Vol. 304, № 5675. P. 1325-1328.

112. Wolfrum C. et al. Role of Foxa-2 in adipocyte metabolism and differentiation. // J. Clin. Invest. 2003. Vol. 112, № 3. P. 345-356.

113. Pantoja C., Huff J.T., Yamamoto K.R. Glucocorticoid Signaling Defines a Novel Commitment State during Adipogenesis // Mol. Biol. Cell. 2008. Vol. 19, № October. P. 4032-4041.

114. Lefterova M.I. et al. PPAR and C/EBP factors orchestrate adipocyte biology via adjacent binding on a genome-wide scale // Genes Dev. 2008. Vol. 22, № 21. P. 2941-2952.

115. Madsen M.S. et al. Peroxisome Proliferator-Activated Receptor and C/EBP Synergistically Activate Key Metabolic Adipocyte Genes by Assisted Loading // Mol. Cell. Biol. 2014. Vol. 34, № 6. P. 939-954.

116. Biddie S. et al. Transcription factor AP1 potentiates chromatin accessibility and glucocorticoid receptor binding // Mol. Cell. 2011.

117. Gr0ntved L. et al. C/EBP maintains chromatin accessibility in liver and

97

facilitates glucocorticoid receptor recruitment to steroid response elements // EMBO. 2013.

118. Heinz S. et al. Simple combinations of lineage-determining transcription factors prime cis-regulatory elements required for macrophage and B cell identities // Mol. Cell. 2010.

119. Hurtado A. et al. FOXA1 is a key determinant of estrogen receptor function and endocrine response // Nature. 2011.

120. Nielsen R. et al. Genome-wide profiling of PPARgamma:RXR and RNA polymerase II occupancy reveals temporal activation of distinct metabolic pathways and changes in RXR dimer composition during adipogenesis. // Genes Dev. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2008. Vol. 22, № 21. P. 2953-2967.

121. Siersb^k R. et al. Transcription factor cooperativity in early adipogenic hotspots and super-enhancers. // Cell Rep. 2014. Vol. 7, № 5. P. 1443-1455.

122. Berthelsen J. et al. Prep1, a novel functional partner of Pbx proteins. // EMBO J. 1998. Vol. 17, № 5. P. 1423-1433.

123. Ferretti E. et al. Hoxb1 enhancer and control of rhombomere 4 expression: complex interplay between PREP1-PBX1-HOXB1 binding sites. // Mol. Cell. Biol. 2005. Vol. 25, № 19. P. 8541-8552.

124. McGinnis W. et al. Molecular cloning and chromosome mapping of a mouse DNA sequence homologous to homeotic genes of Drosophila. // Cell. 1984. Vol. 38, № 3. P. 675-680.

125. Scott M.P., Weiner A.J. Structural relationships among genes that control development: sequence homology between the Antennapedia, Ultrabithorax, and fushi tarazu loci of Drosophila. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1984. Vol. 81, № 13. P. 4115-4119.

126. Gehring W.J. et al. Homeodomain-DNA recognition. // Cell. 1994. Vol. 78, № 2. P. 211-223.

127. Schofield P.N. et al. Patterns, puzzles and paradigms: the riddle of the homeobox // Trends Neurosci. Academic Press, 1987. Vol. 10, № 1. P. 3-6.

128. Mann R.S. The specificity of homeotic gene function. // Bioessays. 1995. Vol. 17, № 10. P. 855-863.

129. Mann R.S., Affolter M. Hox proteins meet more partners. // Curr. Opin. Genet. Dev. 1998. Vol. 8, № 4. P. 423-429.

130. Mann R.S., Chan S.K. Extra specificity from extradenticle: the partnership between HOX and PBX/EXD homeodomain proteins. // Trends Genet. 1996. Vol. 12, № 7. P. 258-262.

131. Burglin T.R. Analysis of TALE superclass homeobox genes (MEIS, PBC, KNOX, Iroquois, TGIF) reveals a novel domain conserved between plants and animals. // Nucleic Acids Res. 1997. Vol. 25, № 21. P. 4173-4180.

132. Moens C.B., Selleri L. Hox cofactors in vertebrate development. // Dev. Biol. 2006. Vol. 291, № 2. P. 193-206.

133. Berthelsen J., Vandekerkhove J., Blasi F. Purification and characterization of UEF3, a novel factor involved in the regulation of the urokinase and other AP-1 controlled promoters. // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 7. P. 38223830.

134. Blasi F., Verde P. Urokinase-dependent cell surface proteolysis and cancer. // Semin. Cancer Biol. 1990. Vol. 1, № 2. P. 117-126.

135. Besser D. et al. Signal transduction and the uPA/uPAR system. // Fibrinolysis. 1996. Vol. 10. P. 215-237.

136. Crippa M.P. Urokinase-type plasminogen activator. // Int. J. Biochem. Cell

Biol. 2007. Vol. 39, № 4. P. 690-694.

99

137. R0rth P. et al. Transcription factor PEA3 participates in the induction of urokinase plasminogen activator transcription in murine keratinocytes stimulated with epidermal growth factor or phorbol-ester. // Nucleic Acids Res. 1990. Vol. 18, № 17. P. 5009-5017.

138. Nerlov C. et al. Essential AP-1 and PEA3 binding elements in the human urokinase enhancer display cell type-specific activity. // Oncogene. 1991. Vol. 6, № 9. P. 1583-1592.

139. Stacey K.J. et al. Regulation of urokinase-type plasminogen activator gene transcription by macrophage colony-stimulating factor. // Mol. Cell. Biol. 1995. Vol. 15, № 6. P. 3430-3441.

140. De Cesare D. et al. Heterodimerization of c-Jun with ATF-2 and c-Fos is required for positive and negative regulation of the human urokinase enhancer. // Oncogene. 1995. Vol. 11, № 2. P. 365-376.

141. Nerlov C. et al. A regulatory element that mediates co-operation between a PEA3-AP-1 element and an AP-1 site is required for phorbol ester induction of urokinase enhancer activity in HepG2 hepatoma cells. // EMBO J. 1992. Vol. 11, № 12. P. 4573-4582.

142. Chen H. et al. Cloning of a novel homeobox-containing gene, PKNOX1, and mapping to human chromosome 21q22.3. // Genomics. 1997. Vol. 41, № 2. P. 193-200.

143. Chang C.P. et al. Pbx proteins display hexapeptide-dependent cooperative DNA binding with a subset of Hox proteins. // Genes Dev. 1995. Vol. 9, № 6. P. 663-674.

144. Chang C.P. et al. Pbx modulation of Hox homeodomain amino-terminal arms establishes different DNA-binding specificities across the Hox locus. // Mol. Cell. Biol. 1996. Vol. 16, № 4. P. 1734-1745.

145. Johnson F.B., Parker E., Krasnow M.A. Extradenticle protein is a selective cofactor for the Drosophila homeotics: role of the homeodomain and YPWM amino acid motif in the interaction. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1995. Vol. 92, № 3. P. 739-743.

146. Knoepfler P.S. et al. Meisl and pKnoxl bind DNA cooperatively with Pbxl utilizing an interaction surface disrupted in oncoprotein E2a-Pbx1. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1997. Vol. 94, № 26. P. 14553-14558.

147. Berthelsen J. et al. The novel homeoprotein Prep1 modulates Pbx-Hox protein cooperativity. // EMBO J. 1998. Vol. 17, № 5. P. 1434-1445.

148. Ferretti E. et al. The PBX-regulating protein PREP1 is present in different PBX-complexed forms in mouse. // Mech. Dev. 1999. Vol. 83, № 1-2. P. 53-64.

149. Favier D., Gonda T.J. Detection of proteins that bind to the leucine zipper motif of c-Myb. // Oncogene. 1994. Vol. 9, № 1. P. 305-311.

150. Fan M. et al. Suppression of mitochondrial respiration through recruitment of p160 myb binding protein to PGC-1alpha: modulation by p38 MAPK. // Genes Dev. 2004. Vol. 18, № 3. P. 278-289.

151. Keough R. et al. Molecular cloning and chromosomal mapping of the human homologue of MYB binding protein (P160) 1A (MYBBP1A) to 17p13.3. // Genomics. 1999. Vol. 62, № 3. P. 483-489.

152. Tavner F.J. et al. Molecular cloning reveals that the p160 Myb-binding protein is a novel, predominantly nucleolar protein which may play a role in transactivation by Myb. // Mol. Cell. Biol. 1998. Vol. 18, № 2. P. 989-1002.

153. Diaz V.M. et al. p160 Myb-binding protein interacts with Prep1 and inhibits its transcriptional activity. // Mol. Cell. Biol. 2007. Vol. 27, № 22. P. 79817990.

154. Akerblad P. et al. Early B-cell factor (O/E-1) is a promoter of adipogenesis and involved in control of genes important for terminal adipocyte differentiation. // Mol. Cell. Biol. 2002. Vol. 22, № 22. P. 8015-8025.

155. Li B., Dewey C.N. RSEM: accurate transcript quantification from RNA-Seq data with or without a reference genome // BMC Bioinformatics. 2011. Vol. 12, № 1. P. 323.

156. Anders S., Huber W. Differential expression analysis for sequence count data // Genome Biol. 2010. Vol. 11, № 10. P. R106.

157. Eden E. et al. GOrilla: a tool for discovery and visualization of enriched GO terms in ranked gene lists // BMC Bioinforma. 2009 101. BioMed Central, 2009. Vol. 30, № 11. P. 530-536.

158. Tang W. et al. White fat progenitor cells reside in the adipose vasculature. // Science. 2008. Vol. 322, № 5901. P. 583-586.

159. Boucher J., Tseng Y.-H., Kahn C.R. Insulin and insulin-like growth factor-1 receptors act as ligand-specific amplitude modulators of a common pathway regulating gene transcription. // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285, № 22. P. 17235-17245.

160. Wang Y. et al. Pref-1, a preadipocyte secreted factor that inhibits adipogenesis. // J. Nutr. 2006. Vol. 136, № 12. P. 2953-2956.

161. Lachmann A. et al. ChEA: transcription factor regulation inferred from integrating genome-wide ChIP-X experiments. // Bioinformatics. 2010. Vol. 26, № 19. P. 2438-2444.