Особенности реализации окислительного стресса в мультипотентных мезенхимальных стромальных клетках при различном содержании кислорода тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат наук Лобанова, Маргарита Вадимовна

• Лобанова, Маргарита Вадимовна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Лобанова, Маргарита Вадимовна

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Характеристика мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток

1.1.1. Локализация и тканевые (физиологические) ниши ММСК

1.1.2. Особенности ММСК, культивируемых при разном содержании О2

1.1.2.1. Жизнеспособность

1.1.2.2. Иммунофенотип и морфология

1.1.2.3. Пролиферация

1.1.2.4. Дифференцировка

1.1.2.5. Энергетический метаболизм

1.2. Влияние окислительного стресса на свойства ММСК

1.2.1. Моделирование окислительного стресса in vitro

1.2.2. Механизмы действия АФК

1.2.3. Антиоксидантная система защиты клетки

1.2.4. Механизмы поддержания устойчивости ММСК к окислительному стрессу

1.3. Роль HIF в функционировании ММСК, культивируемых при разном содержании О2

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Используемое оборудование, материалы и реактивы

2.2 Приготовление сред для культивирования ММСК

2.2.2 Приготовление ростовой среды

2.2.3 Приготовление среды для криоконсервации клеток

2.3 Получение и культивирование ММСК из жировой ткани человека

2.3.1 Получение первичных культур ММСК и их дальнейшее культивирование

2.3.2 Культивирование ММСК в условиях пониженного содержания кислорода

2.3.3 Криоконсервация культивируемых ММСК

2.4 Моделирование окислительного стресса с помощью перекиси водорода

2.5 Приготовление лизатов ММСК для оценки ферментативной активности

2.6 Характеристика ММСК из жировой ткани человека

2.6.1 Оценка жизнеспособности клеток

2.6.2 Функционирование прооксидантной системы клеток

2.6.2.1 Содержание в клетках активных форм кислорода

2.6.2.2 Содержание в ММСК ТБК-активных продуктов

2.6.3 Функционирование антиоксидантной системы ММСК

2.6.3.1 Определение активности каталазы

2.6.3.2 Определение активности супероксиддисмутазы

2.6.3.3 Определение активности глутатионпероксидазы 43 2.6.4 Оценка функционального состояния митохондрий ММСК

2.6.4.1 Выявление митохондрий и характеристика их трансмембранного потенциала

2.6.4.2 Оценка интенсивности дыхания ММСК

2.6.4.3 Определение уровня АТФ

2.7 Определение уровня экспрессии генов в ММСК

2.7.1 Выделение тотальной РНК, обратная транскрипция

2.7.2 Определение уровня экспрессии генов, ассоциированных с гипоксией

и окислительным стрессом

2.7.3 Определение уровня экспрессии генов Н1Р1а и НШЗа

2.8 Статистическая обработка результатов 47 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Характеристика ММСК при культивировании в условиях

различного содержания кислорода (20%, 5%, 1%)

3.1.1. Жизнеспособность

3.1.2. Активность прооксидантной системы

3.1.2.1. Содержание АФК

3.1.2.2. Содержание ТБК-активных продуктов

3.1.3. Функционирование антиоксидантной системы.

Активность каталазы, супероксиддисмутазы, глутатионпероксидазы

3.1.4. Функциональное состояние митохондрий ММСК

3.1.4.1 Характеристика трансмембранного потенциала

3.1.4.2 Интенсивность дыхания

3.1.4.3 Уровень АТФ

3.1.5. Экспрессия гипоксия-ассоциированных генов

3.2. Влияние на ММСК кратковременного изменения содержания кислорода

3.2.1. Жизнеспособность

3.2.2. Активность прооксидантной системы

3.2.2.1. Содержание АФК

3.2.2.2. Содержание ТБК-активных продуктов

3.2.3. Функционирование антиоксидантной системы.

Активность каталазы, супероксиддисмутазы, глутатионпероксидазы

3.2.4. Функциональное состояние митохондрий

3.2.4.1 Характеристика трансмембранного потенциала

3.2.4.2 Интенсивность дыхания

3.2.5. Экспрессия генов НШ-1а и НШ-За

3.2.6. Экспрессия гипоксия-ассоциированных генов 85 3.3. Влияние Н202 на ММСК

3.3.1. Жизнеспособность

3.3.2. Активность прооксидантной системы

3.3.2.1. Содержание АФК

3.3.2.2. Содержание ТБК-активных продуктов

3.3.3. Функционирование антиоксидантной системы.

Активность каталазы, супероксиддисмутазы, глутатионпероксидазы

3.3.4. Экспрессия генов, связанных с окислительным стрессом 93 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 96 ВЫВОДЫ 98 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

АФК - активные формы кислорода ГП - глутатионпероксидаза ДМСО - диметилсульфоксид МДА - малоновый диальдегид

ММСК - мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки

HCT - нитросиний тетразолий

ПНЖК - полиненасыщенные жирные кислоты

ПОЛ - перекисное окисление липидов

СОД - супероксиддисмутаза

ТБК - тиобарбитуровая кислота

ТХУ - трихлоруксусная кислота

ФМС - феназинметасульфат

ЦТК - цикл трикарбоновых кислот

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

ЭТС - эмбриональная телячья сыворотка

ЭТЦ - электрон-транспортная цепь

AC AN - аггрекан

АСТВ - бета-актин

Akt - протеинкиназа В

АР-1 - активирующий протеин-1

Bad - Вс1-2-ассоциированный агонист гибели клеток

Вах - Вс1-2-ассоциированный х белок

Вс1-2 - белок B-клеточной лимфомы-2

bFGF - фактор роста фибробластов основной

В2М- бета-2-микроглобулин

ВМР2 - костный морфогенетический белок

сАМР - циклический аденозинмонофосфат

CAT - каталаза

СССР - карбонилцианид-3-хлорфенилгидразон

CCND2 - циклин D2

CD - кластер дифференцировки

CDKN2C - ингибитор циклин-зависимой киназы 2С

CKS2 - регуляторная субъединица протеинкиназы

C0L2A - коллаген 2 типа альфа

DAPK3 - гибель-ассоциированная протеинкиназа

EN01 - енолаза 1 (альфа)

ERK - киназа, регулируемая внеклеточными сигналами FABP4 - белок, связывающий жирные кислоты 4 F1TC - флуоресцеинизотиоцианат

FOSB - гомолог онкогена В мышиной вирусной остеосаркомы

FOSL1 - FOS-подобный антиген

GAPDH - глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа

G-CSF - гранулоцит-колониестимулирующий фактор

GLUTI - глюкозный транспортер

G6PD - глюкозо-6-фосфатдегидрогеназа

GPI - глюкозо-6-фосфат-изомераза

GPX - глютатионпероксидаза

GR - глютатионредуктаза

H2DCFDA - 2'7'-дихлорфлуоресцеин диацетат

HGF - фактор роста гепатоцитов

HIF - гипоксия-индуцируемый фактор

HIF-la, HIF-2a, HIF-3a - ос-субъединицы транскрипционных факторов семейства HIF

HLA - человеческий лейкоцитарный антиген

HPRT1 - гипоксантинфосфорибозилтрансфераза

hTeRT - теломеразная обратная транскриптаза человека

IAP-2 - ингибитор апоптоза

IGF-1 - инсулиноподобный фактор роста-1

IGF-BP - белки, связывающие инсулиноподобный фактор роста

LD5, LDjs, LD50 - летальные дозы, вызывающие 5%, 15% и 50%-ную гибель клеток

LDHA - лактагдегидрогеназа

LEP - лептин

LPL - липопротеинлипаза

МАРК - митоген-активируемая протеинкиназа

МТЗ - металлотионеин

NF-кВ - ядерный фактор кВ

Nox - НАДФ*Н-оксидаза

Oct-4 - октамер-связывающий транскрипционный фактор 4 р53 - клеточный опухолевый антиген

p-Akt - фосфорилированная Akt

PBS - фосфатно-солевой буфер

PCNA - антиген ядер пролиферирующих клеток

PDGF - фактор роста тромбоцитов

PDK1 - фосфоинозитид-зависимая киназа

p-ERK - фосфорилированная ERK

PI3K - фосфоинозитид-3-киназа

PPARy - пероксисомальный рецептор активации пролиферации у PRX - пероксидаза

pVHL - подавляющий опухоль белок фон Хиппел-Линдау

REX-1 - цинк-пальцевый белок

ROS - активные формы кислорода

RPLP0 - рибосомный фосфопротеин РО

Runx2 - Runt-связанный транскрипционный фактор

SLC2A1 - глюкозный транспортер

SLC2A4 - глюкозный транспортер

TR - тиоредоксин редуктаза

VEGF - фактор роста эндотелия сосудов

VEGFR - рецептор VEGF

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности реализации окислительного стресса в мультипотентных мезенхимальных стромальных клетках при различном содержании кислорода»

ВВЕДЕНИЕ

Мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК) (Horwitz, Le Blanc, Dominici et al., 2005; Dominici, Le Blanc, Mueller et al., 2006) или мезенхимальные стволовые клетки (Caplan, 1991) вызывают интерес исследователей с момента их открытия А.Я. Фриденштейном как колониеобразующих единиц фибробластов (Фриденштейн, 1970; Fridenstein, Chailakhjan, Lalikina, 1976; Fridenstein, Gorskaja, Kalugina, 1976). Полученное в результате дальнейшего изучения детальное описание характеристик ММСК сделало их привлекательным объектом для клеточной терапии.

В ходе многочисленных работ было показано, что ММСК присутствуют в организме в качестве тканевого резерва, участвуя в физиологической и репаративной регенерации путем дифференцировки в различные типы клеток мезенхимального происхождения и выработки паракринных факторов, которые способствуют повышению выживаемости поврежденных клеток и активации резидентных предшественников (Makino, Fukuda, Miyoshi et al., 1999; Pittenger, Mackay, Beck et al., 1999; Colter, Sekiya, Prockop, 2001; Hoffman, Gzichos, Kaps et al., 2002; Jiang, Jahagirdar, Reinhardt, 2002; Pittenger, Martin, 2004; Xu, Zhang, Qian et al., 2004; Dazzi, Ramasamy, Glennie et al., 2006; Буравкова, Андреева, Григорьев, 2012; Wei, Yang, Han, 2013; Buravkova, Andreeva, Gogvadze et. al., 2014).

Костный мозг является первой тканью, в которой было показано существование клеток со свойствами ММСК (Fridenstein, Gorskaja, Kalugina, 1976). Однако по последним данным клетки со свойствами ММСК могут быть выделены практически из всех органов и тканей (Kolf, Cho, Tuan, 2007; Mafi, Hindocha, Май et al., 2011).

По-видимому, данные клетки локализуются в соединительной ткани, образующей строму органов и сопровождающей кровеносные сосуды (da Silva Meirelles, Chagastelles, Nardi, 2006). Наиболее перспективным источником ММСК для медицинских целей является жировая ткань, т.к. ее изъятие является малотравматичным, а последующее культивирование полученных малодифференцированных предшественников in vitro позволяет нарастить достаточное количество клеточного материала, сопоставимого по потенциям с клетками из костного мозга (Zuk, Zhu, Mizuno et al., 2001).

Показано, что ММСК являются перспективным инструментом, применимым в регенеративной медицине при лечении заболеваний, связанным с нарушением кровообращения, таких как инфаркт миокарда, инсульт, ишемия нижних конечностей (Al-KJialdi, Al-Sabti, Galipeau et al., 2003; Pittenger and Martin, 2004; hvase, Nagayaa, Fujii et al., 2005; Nakagami, Maeda, Morishita et al., 2005; Moon, Kim, Kim et al., 2006). Однако, эффективность применения клеточной терапии в данном случае зависит от устойчивости клеток к повреждающим

воздействиям, в том числе, окислителыюму стрессу, развитие которого наблюдается в очагах поражения. Так, установлено, что при инфаркте миокарда чрезмерная продукция активных форм кислорода (АФК) наблюдается как во время реперфузии ишемизированных участков (Ambrosio, Zweier, Duilio et al., 1993; Vanden Hoek, Becker, Shao et al., 2000), так и до нее (Becker, Vanden Hoek, Shao et al., 1999; Lu, Quinn, Sun, 2004).

Известно, что устойчивость клеток к окислителыюму стрессу определяется большим числом факторов, в том числе содержанием кислорода в среде при культивировании ш vitro (Theus, Wei, Cui et al., 2008; Peterson, Aly, Lerrnan et al., 2011).

Традиционно ММСК культивируют в СОг-инкубаторах, где уровень углекислого газа приближен к тканевому (5%), а содержание кислорода соответствует таковому в воздухе (20%), что многократно превышает значения in vivo. Несмотря на это такие условия обозначают как «нормоксические», а снижение содержания кислорода, в том числе до физиологических значений, называют «гипоксией». Высокие концентрации кислорода могут вызвать окислительный стресс с помощью продукции АФК, которые могут повреждать липиды, белки и ДНК, влияя на клеточный метаболизм (Wiseman, Halliwell, 1996). Снижение содержания кислорода в среде культивирования может снизить внутриклеточное образование и накопление АФК. Известно, что свойства клеток в условиях разного содержания кислорода будут различаться. Тем не менее, до сих пор нет единого мнения о том, какую концентрацию кислорода необходимо использовать при культивировании ММСК (Mohyeldin, Garzon-Muvdi, Quinones-Hinojosa, 2010; Beegle, Lakatos, Kalomoiris et al., 2015). Показано, что в условиях содержания О2, близких к физиологическим (4-7%) (Fehrer, Brunauer, Laschober et al., 2007; Pattappa, Heywood, de Bruijn et al., 2011), и при его значительном снижении (1%) клетки поддерживаются в менее коммитированном состоянии (Basciano, Nemos, Foliguet et al., 2011). Установлено, что в данном случае может иметь место регуляция экспрессии генов «стволовости» в том числе при действии гипоксия-индуцируемого фактора HIF (Covello, Kehler, Yu et al., 2006). В то же время культивирование при 1% О2 способствует поддержанию более высокой пролиферативной активности (Рылова, Буравкова, 2013).

Особого внимания требует изучение влияния содержания кислорода на функционирование ММСК в условиях окислительного стресса. Перспектива применения ММСК при лечении таких заболеваний как инфаркты и инсульты, сопровождающиеся ишемией и гипоксией, обусловливает необходимость проведения исследований, посвященных устойчивости ММСК к окислительному стрессу и оптимизации условий культивирования с целью повышения терапевтического потенциала данных клеток и их адаптивных возможностей.

Цель и задачи исследования

Цель работы: оценка показателей окислительного стресса и энергетического метаболизма в мультипотентных мезенхимальных стромальных клетках (ММСК) из жировой ткани человека при культивировании в среде с различным содержанием кислорода.

Задачи:

1. Исследование устойчивости ММСК к окислительному стрессу при различном содержании кислорода в среде культивирования.

2. Изучение про- и антиоксидантной активности ММСК при культивировании в условиях 20%, 5% и 1% Ог и его кратковременном изменении.

3. Исследование влияния парциального напряжения кислорода в среде культивирования на функциональное состояние митохондрий ММСК.

4. Анализ уровня экспрессии генов, ассоциированных с гипоксией, в ММСК при культивировании в среде с содержанием кислорода от 20% до 1%.

5. Определение динамики уровня экспрессии генов а-субъединиц транскрипционных факторов семейства HIF в ММСК при постоянном культивировании в среде с 20%, 5% и 1% кислорода и его кратковременном изменении.

Научная новизна

Получены новые данные, свидетельствующие о меньшей активности ферментов антиоксидантной защиты и концентрации ТБК-активных продуктов в культивируемых ММСК при 5% кислорода по сравнению с 20% и 1% Ог-

Впервые показано, что ММСК, постоянно культивируемые при повышенном (20%) и пониженном (1%) содержании кислорода более устойчивы к моделируемому окислительному стрессу (Н2О2) по сравнению с клетками, культивируемыми в условиях, близких к тканевым (5% 02).

Впервые продемонстрировано, что увеличение экспрессии гена HIF-la в ММСК происходит на ранних этапах снижения содержания 02, а продолжительность его зависит от степени выраженности гипоксии. Дальнейшее уменьшение содержания мРНК HIF-la сопровождается ростом экспрессии гена HIF-3a.

Получены новые данные, свидетельствующие о снижении количества потребляемого кислорода, трансмембранного потенциала митохондрий, синтеза АТФ, а также активации гликолиза в ММСК при понижении уровня 02, что сопровождается увеличением экспрессии генов переносчиков глюкозы SLC2A1, SLC2A4 и глюкозо-6-фосфат-изомеразы GPI.

Теоретическая и практическая значимость работы

Проведенное исследование позволило продемонстрировать влияние содержания кислорода в среде культивирования на редокс-статус ММСК, что имеет большое значение для развития фундаментальных и прикладных исследований в области регенеративной медицины.

Полученные в настоящей работе данные показали, что наименее повреждающее действие на культивируемые ММСК оказывает среда с содержанием кислорода 5%, при этом устойчивость к окислительному стрессу возрастает при культивировании в условиях 20% и 1% Ог.

Экспериментальные результаты вносят существенный вклад в понимание механизмов адаптации прогениторных клеток к гипоксии. ММСК быстро адаптируются к уменьшению содержания кислорода в среде: через 24 ч после снижения О2 наблюдается изменение экспрессии большинства генов, функционирующих в условиях гипоксии и участвующих в процессах пролиферации, гликолиза и апоптоза. Наиболее активно в ответ на снижение содержания кислорода изменяется экспрессия металлотионеина МТЗ.

Положении, выносимые на защиту

1. ММСК, культивируемые при повышенном (20%) и пониженном (1%) содержании кислорода испытывают слабый окислительный стресс, который сопровождается увеличением активности антиоксидантной системы ММСК, следствием чего является повышение устойчивости клеток к моделируемому окислительному стрессу.

2. В ММСК при 5% и 1% кислорода происходит снижение функциональной активности митохондрий, что проявляется в снижении уровня потребления кислорода, величины трансмембранного потенциала и продукции АТФ, клетки поддерживают нормальный метаболизм и жизнеспособность за счет увеличения вклада гликолиза.

3. В ММСК увеличение экспрессии гена HIF-la происходит только на ранних этапах снижения содержания СЬ, а его продолжительность зависит от степени выраженности воздействия. Дальнейшее уменьшение содержания мРНК HIF-la сопровождается ростом экспрессии гена HIF-3a.

Апробация работы

Основные результаты и положения диссертации доложены и обсуждены на XI, XII, XIII и XIV Конференциях молодых ученых, специалистов и студентов, посвященных Дню Космонавтики (Москва, 2012, 2013, 2014, 2015), III Съезде Общества клеточной биологии (Санкт-Петербург, 2012), 7th Fraunhofer Life Science Symposium associated with the 7th Annual Congress of the German Society for Stem Cell Research (GSZ) (Leipzig, Germany, 2012), VI

Всероссийском с международным участием Конгрессе молодых ученых-биологов «Симбиоз-Россия 2013» (Иркутск, 2013), XIV Конференции по космической биологии и авиакосмической медицине с международным участием, посвященной 50-летию создания ИМБП (Москва, 2013), V Всероссийской научно-практическая конференции «Стволовые клетки и регенеративная медицина» (Москва, 2013), 9th Fraunhofer Life Science Symposium (Leipzig, Germany, 2014), Tissue Engineering and Regenerative Medicine International Society EU (Genova, Italy, 2014).

По теме диссертации опубликовано 19 печатных работ, в том числе 7 статей в журналах из перечня ВАК РФ.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из глав: «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение», «Заключение», «Выводы» и «Список литературы». Текст диссертации изложен на 120 страницах машинописного текста, сопровождается 38 рисунками и 14 таблицами. Список литературы содержит 283 источника, из них 35 на русском и 248 на иностранном языке.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Характеристика мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток 1.1.1. Локализация и тканевые (физиологические) ниши ММСК

Мультипотентные мезенхимальные стромальные (стволовые) клетки (ММСК) представляют собой гетерогенную популяцию, содержащую в том числе и малодифференцированные прогениторы с высокой пролиферативной активностью, способные к длительному самоподдержанию, дифференцировке в несколько типов клеток и миграции в области повреждения тканей (Zuk, Zhu, Mizuno et al., 2001; Lee, Kim, Choi et al., 2004; Kolf, Cho, Tuan, 2007; Uccelli, Moretta, Pistoia, 2008; Nombela-Arrieta, Ritz, Silberstein, 2011; Kfoury, Scadden, 2015; Nikukar, Reid, Riehle et al., 2015).

В настоящее время ММСК выделены из целого ряда органов и тканей, таких как костный мозг, синовиальная жидкость, жировая ткань, скелетные мышцы, легкие, Вартоновское желе пупочного канатика, плацента, периферическая и пуповинная кровь, эндометрий, периодонтальные связки, пульпа зуба (Zuk, Zhu, Mizuno et al., 2001; Int Anker, Scherjon, Kleijburg-van der Keur et al., 2004; Fukuchi, Nakajima, Sugiyama et al., 2004; Романов, Даревская, Мерзликина и др., 2005; da Silva Meirelles, Chagastelles, Nardi, 2006; Serakinci, Keith, 2006; Буравкова, Гринаковская, Андреева и др., 2009; Carvalho, Wu, Yu et al., 2011; Rus Ciuca, Soritau, Susman ct al., 2011; Бородкина, Шатрова, Пуговкина и др., 2013). При этом между клетками из разных источников обнаружено удивительно малое количество различий (Kolf, Cho, Tuan, 2007). К наиболее перспективным источникам ММСК с точки зрения последующего клинического применения можно отнести костный мозг, жировую ткань и плаценту.

В организме популяции стволовых клеток функционируют в особых условиях микроокружения, для обозначения которого был предложен термин «ниша» (Schofield, 1978). Ниша не просто является физическим местом пребывания прогениторов, она имеет анатомические и функциональные характеристики и при взаимодействии со стволовой клеткой образует динамическую систему, где происходит интеграция сигналов, опосредующих сбалансированный ответ клетки на потребности организма (Watt, Hogan, 2000; Scadden, 2006; Терских, Васильев, Воротеляк, 2007; Kolf, Cho, Tuan, 2007; Калинина, Сысоева, Рубина и др., 2011; Ehninger, Trumpp, 2011).

Микроокружение стволовых стромальных клеток включает специфические молекулярные, клеточные и физиологические компоненты (рис. 1). К ним относят взаимодействия с другими клетками, внеклеточным матриксом и влияние растворимых биологически активных

медиаторов (Jones, Wagers, 2008; Kim, Han, Hwang et al., 2014). Несмотря на то, что мозаика составляющих ниш ММСК из разных депо может значительно различаться, наиболее характерным физическим фактором во всех случаях будет низкое парциальное давление кислорода (Буравкова, Гринаковская, Андреева и др., 2009; Mohyeldin, Garzon-Muvdi, Quinones-Hinojosa, 2010).

Адипоциты

Самообновление f

. ' ■ vvi ii-oonocmriDic

-■ сигналы

ММСК

Ангиогенез

vegf^T:

/

hif-1a стабилизация

t 4*'vegfr

-Рецепторы стероидных 1 гормонов

cAMP t ß-catervin

\ / Адипогенез

„ ^ с pdgfr

pdgf

содержание 02

Рис. 1. Микроокружение ММСК из жировой ткани in vivo согласно Kaewsuwan, Song, Kim et al. (2012).

В настоящее время появляется все больше данных, свидетельствующих о том, что содержание кислорода является важным фактором, контролирующим многие процессы в ходе жизнедеятельности ММСК (Rosova, Dao, Capoccia et al., 2008; Nemos, Basciano, Dalloul, 2012; Mathew, Rajendran, Gupta et al., 2013; Drela, Sarnowska, Siedlecka et al., 2014; Kang, Kim, Sung, 2014; Beegle, Lakatos, Kalomoiris, 2015). Данный факт ставит множество вопросов перед исследователями, работающими с ММСК в условиях in vitro.

1.1.2. Особенности ММСК, культивируемых при разном содержании О2

1.1.2.1. Жизнеспособность

Определяющие функциональные характеристики ММСК, такие как способность длительно поддерживать высокий пролиферативный потенциал, дифференцироваться в определенные типы клеток под действием дифференцировочных стимулов, оказывать иммуносупрессивный эффект и поддерживать гемопоэз, бьши описаны в ходе многочисленных экспериментов in vitro при культивировании клеток в стандартных «нормоксических» условиях СОг-инкубатора (20% 02, 75% N2, 5% С02) (Zuk, Zhu, Mizuno et al., 2001; Locke, Windsor, Dunbar, 2009). При этом оказалось, что снижение содержания кислорода до уровня, близкого к физиологическому в тканях, существенным образом модифицирует эти свойства (Csete, 2005; Буравкова, Андреева, Григорьев, 2012; Stubbs, Hsiao, Peshavariya et al., 2012; Kang, Kim, Sung, 2014).

Показано, что такой важный параметр как жизнеспособность, остается на высоком уровне при культивировании в разных по содержанию Ог условиях (Fehrer, Brunauer, Laschober et al., 2007; Буравкова, Гринаковская, Андреева и др., 2009; Mathew, Rajendran, Gupta, 2013). Более того, имеются данные, свидетельствующие о высокой устойчивости ММСК к условиям аноксии (Анохина, 2007; Рылова, Буравкова, 2014). Однако в некоторых исследованиях обнаружена активация процессов апоптоза в ММСК при изменении напряжения кислорода. Так, Chen, Zhu, Wang et al. (2014) отмечают, что при моделировании процессов гипоксии (<0,5% Ог, 6 ч) и реоксигенации (21% 02, 12 ч) наблюдался выход цитохрома с из митохондрий в цитозоль, снижение трансмембранного потенциала, отрицательная регуляция p-ERK, p-Akt и увеличение экспрессии Bcl-2, p-JUN и VEGF.

В ряде исследований по повышению эффективности клеточной терапии заболеваний, связанных с нарушением кровообращения, отмечается положительное влияние на жизнеспособность ММСК кратковременного гипоксического прекондиционирования (Leroux, Descamps, Tojais et al., 2010). В ходе экспериментов, проведенных на ММСК из костного мозга крыс при 10%-ном содержании фетальной телячьей сыворотки показано, что снижение содержания 02 в среде культивирования с 20% до 0,5% на 24-48 ч сопровождается стабилизацией HIF-la, увеличением продукции VEGF и активацией Akt (Chacko, Ahmed, Selvendiran et al., 2010). Известно, что транскрипционный фактор HIF-la может напрямую влиять на синтез VEGF (Taylor, 2008), который помимо индукции ангиогенеза активирует PI3K-путь, что вызывает фосфорилирование Akt, вследствие чего может поддерживаться высокий уровень жизнеспособности клеток (Pons, Huang, Arakawa-Hoyt et al., 2008; Stubbs, Hsiao, Peshavariya et al., 2012; Buravkova, Andreeva, Gogvadze et al., 2014).

1.1.2.2. Иммунофенотип и морфология

Несмотря на многочисленные попытки, до сих пор не было найдено специфического маркера, который позволил бы однозначно идентифицировать ММСК. Анализ принятого в настоящее время сочетания поверхностных молекул, наличие или отсутствие которых характеризует данный тип клеток (Dominici, Le Blanc, Mueller, 2006), не выявил зависимости от содержания кислорода в среде культивирования. Так, было показано, что при 20% и 5% Ог культуры ММСК из жировой ткани человека не различались по количеству клеток, несущих специфичные маркеры стромальных предшественников (CD9, CD54, CD71, CD90, CD 105, HLA-ABC, виментин), при этом в обоих случаях не были обнаружены клетки, экспрессирующие маркеры, характерные для эндотелия и гемапоэтических клеток-предшественников (CD31, CD34, CD62L, CD62E, CD62P, CD117(c-kit) и HLA-DR) (Буравкова, Гринаковская, Андреева, 2009). Не обнаружено различий в экспрессии CD90, CD73, CD54, CD 105, CD1 lb, CD34 и при культивировании аналогичных клеток в условиях 20%, 5% и 1% СЬ (Рылова, Андреева, Гогвадзе и др. 2012). В экспериментах Choi, Pingguan-Murphy, Wan Abas et al. (2014) при 21% и 2% О2 не различалось количество ММСК из жировой ткани человека, на поверхности которых присутствовали CD 105, CD90, CD73 и не были обнаружены CD45, CD34, CD19, CD14 и HLA-DRDPDQ.

В то же время выявлено, что культивирование при разном содержании кислорода приводит к значительным морфологическим изменениям ММСК. Наблюдения за клетками в условиях 20%, 5%, 3% и 1% О2 в течение 4 пассажей показали наличие высокой гетерогенности культуры при атмосферном содержании кислорода на ранних этапах, сменяющееся возрастанием количества крупных распластанных клеток и уменьшением доли фибробластоподобных ММСК. В условиях, наиболее приближенных к физиологическим (3-5% Ог), в культуре преобладали клетки классической веретеновидной формы (60-100 мкм), т.е. гетерогенность популяции снижалась и поддерживалась на протяжении всего исследования. При 1% Ог на ранних пассажах обнаруживались клетки небольшого размера (40-60 мкм), однако далее они стали заменяться на крупные и распластанные, характерные для культур при 20% Ог- Авторы связывают увеличение гетерогенности культуры, проявляющееся в появлении крупных распластанных клеток, с повреждающим действием завышенного и заниженного (по отношению к физиологическому) содержания О2 (Рылова, Буравкова, 2013).

1.1.2.3. Пролиферация

В настоящее время в связи с применением ММСК в клеточной терапии большое количество работ посвящено оптимизации наращивания клеточной массы в условиях in vitro. При этом большое внимание уделяется протоколам с использованием пониженного содержания кислорода, поскольку при их применении многими исследователями была отмечена активация пролиферации по сравнению с клетками при 20% Ог. Так, Fehrer, Brunauer, Laschober et al. (2007) зафиксировали значительное увеличение числа удвоений популяции ММСК из костного мозга при длительном культивировании (100 суток) в условиях 3% Ог. Choi, Pingguan-Murphy, Wan Abas et al. (2014) показали, что количество клеток при 2% Ог достоверно превышает таковое при атмосферном содержании кислорода, начиная с 7 суток культивирования. При этом авторы отметили снижение времени удвоения популяции при пониженном содержании 02 более, чем в 2 раза. В работе по исследованию пролиферации ММСК из жировой ткани при 5%, 3% и 1% 02 отмечалось, что в течение первого пассажа пролиферативная активность клеток не изменилась по сравнению с таковыми в 20% 02. Дальнейшее культивирование в течение второго пассажа активировало пролиферацию ММСК при 5%, 3%, 1% Ог и снижало в условиях 20% 02. При этом наблюдалось сокращение времени лаг-фазы кривой роста культуры при всех вариантах пониженного содержания кислорода. Далее во всех клетках наблюдалось постепенное снижение пролиферативной активности, максимально низким время удвоения популяции было при содержании Ог, наиболее близком к физиологическому (5%), тем не менее скорость деления клеток при 3% и 1% Ог превышала таковую в условиях 20% 02 более чем в 2 раза (Рылова, Буравкова, 2013). В обзоре Csete (2005) также отмечается, что практически все стволовые клетки пролиферируют быстрее в условиях пониженного (близкого к физиологическому), но не критического содержания Ог.

Стоит отметить, что в среде с 5% 02 не обнаружено увеличения активности теломеразы, вследствии чего авторы предполагают, что активация пролиферации при пониженном содержании кислорода не является результатом трансформации клеток. Было обнаружено увеличение уровня экспрессии генов, отвечающих за вступление клеток в клеточный цикл и позитивно регулирующих пролиферацию (FOSB, FOSL1, PCNA, CCND2, CKS2, CDKN2Q (Рылова, Буравкова, 2013). В исследовании Lee, Xia, Kim et al. (2009) отмечается, что увеличение интенсивности деления ММСК из жировой ткани при снижении содержания кислорода может быть опосредовано интенсификацией синтеза таких ростовых факторов, как VEGF и bFGF, находящихся под контролем HIF.

1.1.2.4. Дифференцировка

Способность к дифференцировке в различные типы клеток мезенхимального происхождения является одной из главных причин использования ММСК в регенеративной медицине. В ходе многочисленных экспериментов было показано, что содержание кислорода в среде культивирования, помимо воздействия на морфологию клеток и их пролиферацию, оказывает влияние и на этот параметр.

D'Ippolito, Diabira, Howard (2006) продемонстрировали эффект ингибирования дифференцировки ММСК в остеогенном направлении при 3% Ог по сравнению с клетками в условиях атмосферного содержания кислорода. При этом в условиях пониженного содержания кислорода была обнаружена положительная регуляция экспрессии таких маркеров «стволовости» как Oct-4, REX-1 и hTeRT, которая поддерживалась даже в дифференцировочной среде. Salim, Nacamuli, Morgan et al. (2004) не обнаружили различий в способности к остеогенной дифференцировке между клетками при 21% и 2% Ог, однако, отметили ее снижение при кислородном голодании (0,02% Ог). В этих условиях было выявлено уменьшение уровня экспрессии транскрипционного фактора Runx2, необходимого ММСК для дифференцировки в остеобласты (Komori, 2010). По-видимому, это было опосредовано снижением уровня экспрессии ВМР2, который действует как активатор Runx2 через Smad сигнальный путь. Xu, Liu, Qu et al. (2013) отмечают возможность действия пониженного содержания кислорода через положительную регуляцию сигнального пути Notch и последующее ингибирование активности Runx2. Другие авторы также отмечают снижение дифференцировки ММСК в остеогенном направлении при низком содержании Ог (Malladi, Xu, Chiou et al., 2006; Fehrer, Brunauer, Laschober et al., 2007; Iida, Takeda-Kawaguchi, Tezuka et al., 2010).

Fehrer, Brunauer, Laschober et al. (2007) отмечают, что наряду с подавлением остеогенеза при 3% Ог наблюдается снижение способности ММСК к адипогенной дифференцировке. При этом уменьшается уровень экспрессии таких маркеров адипогенеза как FABP4 и LPL. В другом исследовании аналогичные эффекты наблюдались при 2% Ог, а помимо FABP4 и LPL в ММСК снижалась экспрессия PPARy (Choi, Pingguan-Murphy, Wan Abas et al., 2014). Авторы также отмечают возможность подавления дифференцировки как в остео-, так и адипогенном направлении повышенной экспрессией HIF-la. Boyette, Creasey, Guzik et al. (2014) при обнаруженном подавлении адипогенеза в условиях 5% кислорода в свою очередь указывают на вероятность регуляции данного процесса через увеличение экспрессии HIF-la-зависимого гена DEC1{STRA13) и, как следствие, снижение уровня PPARy.

Что касается влияния пониженного содержания кислорода на дифференцировку в хондрогенном направлении, результаты экспериментов свидетельствуют о ее активации в ММСК по сравнению с клетками в условиях атмосферного содержания О2 (Wang, Fermor, Gimble et al., 2005; Xu, Malladi, Chiou et al., 2007). В недавних исследованиях Choi, Pingguan-Murphy, Wan Abas et al. (2014) также отметили повышенную скорость индуцированного хондрогенеза и экспрессию COL2A, SOX9 и ACAN в условиях 2% О2. Предполагается, что процесс протекания хондрогенеза находится в прямой зависимости от уровня экспрессии HIF (Malladi, Xu, Chiou et. al., 2007).

1.1.2.5. Энергетический метаболизм

Исследования, посвященные оценке энергетической составляющей метаболизма ММСК в условиях различного содержания кислорода, немногочисленны. Тем не менее, установлено увеличение экспрессии генов, ассоциированных с метаболизмом глюкозы {GLUTI, LDHA, PDK1), в ММСК из пуповины при культивировании в течение 72 ч в среде с содержанием кислорода 1,5%, 2,5%, 5% по сравнению с клетками в условиях 21% О2. При этом наиболее значимые изменения происходили в клетках при низком содержании кислорода. Анализ экспрессии гена G6PD в данном случае не выявил изменений по сравнению с клетками при атмосферном О2 (Lavrentieva, Majore, Kasper et al., 2010). Стоит отметить, что экспрессия множества генов, продукты которых участвуют в метаболизме глюкозы, при действии гипоксии регулируется HIF (Carmeliet, Dor, Herbert et al., 1998; Semenza, 2012).

При изучении действия пониженного содержания кислорода на ММСК и кардиомиоциты было установлено, что первые имеют значительно более высокую устойчивость к неблагоприятным условиям, поскольку способны к переключению метаболических путей на анаэробные и получению достаточного количества АТФ в процессе гликолиза (Das, Jahr, van Osch et al., 2010), что подтверждают и другие авторы (Papandreou, Cairns, Fontana et al., 2006; Dos Santos, Andrade, Boura et al., 2010; Folmes, Dzeja, Nelson et al., 2012). Как показано Deschepper, Oudina, David et al. (2011), при достаточном количестве глюкозы ММСК способны в течение длительного времени поддерживать жизнеспособность в условиях жесткой гипоксии. Метаболическую пластичность и значительный вклад гликолитических процессов в устойчивость клеток к условиям ишемии отмечают и Mylotte, Duffy, Murphy et al. (2008). В экспериментах этих авторов было показано, что наибольшую чувствительность ММСК демонстрируют к ингибированию гликолиза, при этом резко снижается жизнеспособность клеток.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Лобанова, Маргарита Вадимовна, 2015 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Андреев А.Ю., Кушнарева Ю.Е., Старков A.A. Метаболизм активных форм кислорода в митохондриях.// Биохимия. - 2005. - Т. 70. - Вып. 2. - С. 246-264.

2. Анохина Е.Б. Влияние пониженного содержания кислорода на культивируемые мезенхимальные стромальные клетки-предшественники костного мозга крыс : дис. ... канд. биол. наук : 03.00.13; 03.00.25 / Анохина Екатерина Борисовна. - М., 2007. - 161 с.

3. Анохина Е.Б., Буравкова Л.Б. Механизмы регуляции транскрипционного фактора HIF при гипоксии.// Биохимия. - 2010. - Т. 75. - Вып. 2. - С. 185-195.

4. Бородкина A.B., Шатрова А.Н., Пуговкина H.A. Различные защитные механизмы эмбриональных и тканеспецифичных стволовых клеток человека в условиях окислительного стресса.//Цитология. - 2013. - № 8. - С. 517-526.

5. Буравкова Л.Б., Андреева Е.Р., Григорьев А.И. Роль кислорода как физиологического фактора в проявлении функциональных свойств мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток человека.// Физиология человека. - 2012. - Т. 38. - № 4. - С. 121-130.

6. Буравкова Л.Б., Гринаковская О. С., Андреева Е. Р. и др. Характеристика мезенхимных стромальных клеток из липоаспирата человека, культивируемых при пониженном содержании кислорода.// Цитология. - 2009. - Т. 51. - № 1. - С. 5-11.

7. Буравкова Л.Б., Гринаковская О.С., Андреева Е.Р. и др. Модификация свойств мезенхимальных стромальных клеток из жировой ткани с помощью снижения содержания кислорода в среде культивирования./ Аутологичные стволовые клетки: экспериментальные исследования и перспективы клинического применения. Под редакцией В.А. Ткачука. - М.: Литтерра. - 2009. - С. 125-146.

8. Буравкова Л.Б., Рылова Ю.В., Гальчук C.B. и др. Особенности метаболизма и экспрессии генов ММСК из жировой ткани человека, культивируемых при различном содержании кислорода./ Стволовые клетки и регенеративная медицина. Под ред. В.А. Ткачука. - М.: МАКС Пресс. - 2011. - С. 113-130.

9. Бурова Е.Б., Люблинская О.Г., Шатрова А.Н., Бородкина A.B., Никольский H.H. Сравнительный анализ устойчивости к окислительному стрессу стволовых клеток эндометрия и фибробластов человека.// Цитология. - 2012. - Т. 54. - № 6. - С. 478-483.

10. Владимиров Ю.А. Свободнорадикальное окисление липидов и физические свойства липидного слоя биологических мембран.// Биофизика. - 1987. - Т. 32. - № 5. - С. 830-844.

11. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы в биологических системах.// Соросовский образовательный журнал. - 2000. - №12. - С. 13-19.

12. Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биомембранах./ Ю.А. Владимиров, А.И. Арчаков. - М.: Наука, 1972 - 252 с.

13. Гамалей И.А, Полозов Ю.С, Аксенов Н.Д и др. Клеточный цикл и образование активных форм кислорода в фибробластах грызунов.// Цитология. - 2001. - Т. 43. - N. 6. - С. 595601.

14. Гривенникова В. Г., Виноградов А. Д. Генерация активных форм кислорода митохондриями.// Успехи биологической химии. - 2013. - Т. 53. - С. 245-296

15. Гринаковская О.С. Влияние газовых смесей с различным содержанием кислорода на культивируемые эндотелиальные и мезенхимальные стромальные клетки человека : дис. ... канд. мед. наук : 14.00.32 / Гринаковская Ольга Сергеевна - М., 2007. - 154 с.

16. Донцов В.И., Крутько В.Н., Мрикаев Б.М. и др. Активные формы кислорода как система: значение в физиологии, патологии и естественном старении.// Информатика здоровья и долголетия. Труды ИСА РАН. - 2006. - Т. 19. - С. 50-69.

17. Дубинина Е.Е. Роль активных форм кислорода в качестве сигнальных молекул в метаболизме тканей при состояниях окислительного стресса.// Вопросы медицинской химии. - 2001. - Т. 47. - Вып. 6. - С. 561-581.

18. Жамбалова А.П., Гершович Ю.Г., Буравкова Л.Б. и др. Влияние пониженного содержания кислорода на дифференцировку мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток костного мозга человека in vitro.// Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. - 2009. - Т. 4. - № 3. - С. 47-51.

19. Золотухин П.В. Особенности окислительного статуса и регуляции транскриптома в процессе беременности : дис. ... канд. биол. наук : 03.03.01 / Золотухин Петр Владимирович. - Ростов-на-Дону, 2014. - 177 с.

20. Зоров Д.Б., Банникова С.Ю., Белоусов В.В. и др. Друзья или враги. Активные формы кислорода и азота// Биохимия. - 2005. - Т. 70. - № 2. - С. 265-272.

21. Калинина Н. И., Сысоева В. Ю., Рубина К. А. и др. Мезенхимальные стволовые клетки в процессах роста и репарации тканей.// Acta Naturae. - 2011. - Вып. 4. - Т. 3. - С. 32-39.

22. Кожевников Ю.Н. О перекисном окислении липидов в норме и патологии.// Вопросы мед. химии. - 1985. - №5. - С. 2-7.

23. Королюк М.А., Иванова Л.И., Майорова И.Г. Метод определения активности каталазы// Лаб. дело. - 1988. - № 1. - С. 16-19.

24. Кулинский В.И. Активированные формы кислорода и оксидативная модификация макромолекул: польза, вред и защита.// Соросовский образовательный журнал. - 1999. -№ 1. - С. 2-7.

25. Матюшин Б. Н., Логинов А. С., Ткачев В. Д. Определение супероксиддисмутазной активности в материале пункционной биопсии печени при ее хроническом поражении// Лаб. дело. -1991. - № 7. - С. 16-19.

26. Непряхина O.K. Изучение динамики митохондриального ретикулума при окислительном стрессе : автореф. дис. ... канд. биол. наук : 03.00.25-03 / Непряхина Ольга Константиновна. - М., 2009. - 23 с.

27. Романов Ю.А., Даревская А.Н., Мерзликина Н.В. и др. Мезенхимальные стволовые клетки костного мозга и жировой ткани человека: получение, характеристика, возможности дифференцировки.// Клет. Технол. Биол. Мед. - 2005. - № 3. - С. 158-164.

28. Рылова Ю.В., Андреева Е.Р., Гогвадзе В.Г. и др. Этопозид и гипоксия не активируют апоптоз мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток in vitro.// Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2012. - № 3. - С.148-151.

29. Рылова Ю.В., Буравкова Л.Б. Постоянное культивирование мультипотентых мезенхимных стромальных клеток при пониженном содержании кислорода.// Цитология. - 2013. - № 12.-С. 852-859.

30. Рылова Ю. В., Буравкова Л.Б. Устойчивость мультипотентных мезенхимных стромальных клеток жировой ткани к аноксии in vitro.// Цитология. - 2014. - Т. 56. - № 12.-С. 881-889. .

31. Терских В.В., Васильев А.В.1 Воротеляк Е.А. Ниши стволовых клеток.// Известия российской академии наук. Серия биологическая. - 2007. - № 3. - С. 261-272.

32. Ткачук В.А., Тюрин Кузьмин П.А., Белоусов В.В. и др. Пероксид водорода как новый вторичный посредник.// Биологические мембраны. - 2012. - Т. 29. - № 1-2. С. 21-37.

33. Фриденштейн А.Я., Чайлахян Р.К., Лалыкина К.С. О фибробластоподобных клетках в культурах кроветворной ткани морских свинок // Цитология. - 1970. - Т. 12. - № 9. - С, 1147-1155.

34. Хавинсон В.Х., Баринов В.А., Арутюнян A.B. и др. Свободнорадикальное окисление и старение./ В.Х. Хавинсон, В.А. Баринов, A.B. Арутюнян, В.В. Малинин. - СПб.: Наука, 2003.- 327 с.

35. Ченас Н.К., Ракаускене P.A., Кулис Ю.Ю. Соотношения между глутатионредуктазной и диафоразной активностью глутатионредуктазы из Sacharomyces Cerevisiae.// Биохимия. -1989. - Vol. 34. -№7. - P. 1090-1097.

36. Adams J.M., Difazio L.T., Rolandelli R.H. HIF-1: a key mediator in hypoxia.// Acta Physiol Hung. - 2009. - Vol. 96. - N. 1. - P. 19-28.

37. Al-Khaldi A., AI-Sabti H., Galipeau J. Therapeutic Angiogenesis Using Autologous Bone Marrow Stromal Cells: Improved Blood Flow in a Chronic Limb Ischemia Model.// Ann Thorac Surg. - 2003. - Vol. 75. - P. 204-209.

38. Almeida D.C., Donizetti-OIiveira C., Barbosa-Costa P. In Search of Mechanisms Associated with Mesenchymal Stem Cell-Based Therapies for Acute Kidney Injury.// Clin Biochem Rev. -2013.-Vol. 34. - N. 3. - P. 131-144.

39. Ambrosini G., Nath A.K., Sierra-Honigmann M. et al. Transcriptional Activation of the Human Leptin Gene in Response to Hypoxia. Involvement of hypoxia-inducible factor.// The Journal of Biological Chemistry. - 2002. - Vol. 277. - N. 37. - P. 34601-34609.

40. Ambrosio G., Zweier J.L., Duilio C. et al. Evidence that mitochondrial respiration is a source of potentially toxic oxygen free radicals in intact rabbit hearts subjected to ischemia and reflow.// J Biol Chem. - 1993. - Vol. 268. - N. 25. - P. 18532-18541.

41.Andrae U., Singh J., Ziegler-Skylakakis K. Pyrnvate and related alpha-ketoacids protect mammalian cells in culture against hydrogen-peroxide induced cytotoxicity.// Toxicol. Lett. -1985.-Vol. 28. P.93-98.

42. Atashi F., Modarressi A., Pepper M.S. The Role of Reactive Oxygen Species in Mesenchymal Stem Cell Adipogenic and Osteogenic Differentiation: A Review.// Stem Cells Dev. - 2015.

43. Balin A.K., Fisher A.J., Carter D.M. Oxygen modulates growth of human cells at physiologic partial pressures.// J. Exp. Med. - 1984. - Vol. 160. - P. 152-166.

Basciano L., Nemos C., Foliguet B. Long term culture of mesenchymal stem cells in hypoxia promotes a genetic program maintaining their undifferentiated and multipotent status.// BMC Cell Biology. -2011.-Vol. 12.-Art. 12.

44. Becker L.B., Vanden Hoek T.L., Shao Z.H. et al. Generation of superoxide in cardiomyocytes during ischemia before reperfusion.// Am J Physiol Heart Circ Physiol. - 1999. - Vol. 277. - P. 2240 - 2246.

45. Beegle J., Lakatos K., Kalomoiris S. et al. Hypoxic Preconditioning of Mesenchymal Stromal Cells Induces Metabolic Changes, Enhances Survival and Promotes Cell Retention in Vivo.// Stem Cells.-2015.

46. Bhuyan K.C., Bhuyan D.K. Regulation of hydrogen peroxide in eye tumors. Effects of 3-amino-l-H-l,2,4-triazole on catalase and glutathione peroxidase of rabbit eye.// Biochim. Biophys. Acta. - 1977. - Vol. 497. - P. 641-651.

47. Bigarella C.L., Liang R., Ghaffari S. Stem cells and the impact of ROS signaling.// Development. - 2014. - Vol. 141. -N. 22. - P. 4206-4218.

48. Bozhkov A.I., Klimova E.M., Nikitchenko Y.V. et al. Stem Cells Take Part in Regulation of Prooxidant Activity and Immunity at Liver Fibrosis.// American Journal of Biomedical and

Life Sciences. Special Issue: Mechanisms of Protection Against Oxidative Stress. - 2014. - Vol. 2. - P. 5-12.

49. Boyette L.B., Creasey O.A., Guzik L. et al. Human Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells Display Enhanced Clonogenicity but Impaired Differentiation With Hypoxic Preconditioning.// Stem Cells Transl Med. - 2014. - Vol. 3. - N. 2. - P. 241-254.

50. Buravkova L., Andreeva E., Gogvadze V. et al. Mesenchymal stem cells and hypoxia: where are we? // Mitochondrion. - 2014. - Vol. 19. - P. 105-112.

51. Buravkova L.B., Andreeva E.R., Rylova J.V. 02-influence on MMSCs metabolic and differentiation status./ Recent researches in modern medicine. - Cambrige: WSEAS Press. -2011.-P. 43-48.

52. Buschfort C.M., Muller R., Seeber S. et al. DNA excision repair profiles of normal and leukemic human lymphocytes: functional analysis at the single-cell level.// Cancer Res. - 1997. -Vol. 57. - P. 651-658.

53. Cadenas E. Biochemistry of oxygen toxicity.// Annu Rev Biochem. - 1989. - Vol. 58. - P. 79110.

54. Caplan A.I. Mesenchymal stem cells.// J Orthop Res. - 1991. - Vol. 9. - N. 5. - P. 641-650.

55. Caplan A.I., Dennis J.E. Mesenchymal stem cells as trophic mediators.//

56. Carmeliet P., Dor Y., Herbert J.M. et al. Role of HIF-lalpha in hypoxia-mediated apoptosis, cell proliferation and tumour angiogenesis.//Nature. - 1998. - Vol. 394. - P. 485-490.

57. Carriere A., Ebrahimian T.G., Dehez S. et al. Preconditioning by mitochondrial reactive oxygen species improves the proangiogenic potential of adipose-derived cells-based therapy.// Arterioscler Thromb Vase Biol. - 2009. - Vol. 29. - N. 7. - P. 1093-1099.

58. Carriere A., Fernandez Y., Rigoulet M. et al. Inhibition of preadipocyte proliferation by mitochondrial reactive oxygen species.// FEBS Lett. - 2003. - Vol. 550. - P. 163-167.

59. Carvalho P.P., Wu X., Yu G. et al. The effect of storage time on adipose-derived stem cell recovery from human lipoaspirates.// Cells Tissues Organs. - 2011. - Vol. 194. - N. 6. - P. 494500.

60. Cerutti P.A. Prooxidant states and tumor promotion.// Science. - 1985. - Vol. 227. P. 375-381.

61. Chacko S.M., Ahmed S., Selvendiran K. et al. Hypoxic preconditioning induces the expression of prosurvival and proangiogenic markers in mesenchymal stem cells.// Am J Physiol Cell Physiol. - 2010. - Vol. 299. -N. 6. - P. 1562-1570.

62. Chang W., Lee C.Y., Park J.H. et al. Survival of hypoxic human mesenchymal stem cells is enhanced by a positive feedback loop involving miR-210 and hypoxia-inducible factor 1.// J Vet Sei.-2013.-Vol. 14.-N. l.-P. 69-76.

63. Chang W., Song B., Moon J. et al. Anti-death strategies against oxidative stress in grafted mesenchymal stem cells.// Histol Histopathol. - 2013. - Vol. 28. - P. 1529-1536.

64. Cheeseman K. H., Slater T. F. // Brit. Med. Bull. - 1993. - Vol. 49. - P. 481-493.

65. Chen T.L., Zhu G.L., Wang J.A. et al. Apoptosis of bone marrow mesenchymal stem cells caused by hypoxia/reoxygenation via multiple pathways.// Int J Clin Exp Med. - 2014. - Vol. 7. -N. 12. - P. 4686-4697.

66. Chen Y.H., Teng X.M., Chen W.Q. et al. Timing of transplantation of autologous bone marrow derived mesenchymal stem cells for treating myocardial infarction.// Science China Life Sciences. - 2014. - Vol. 57. - N. 2. - P. 195-200.

67. Chen X., Zhong Z., Xu Z. et al. 2',7'-Dichlorodihydrofluorescein as a fluorescent probe for reactive oxygen species measurement: Forty years of application and controversy.// Free Radic Res. - 2010. - Vol. 44. - № 6. - P. 587-604.

68. Cheng W.H., Ho Y.S., Valentine B.A. et al. Cellular glutathione peroxidase is the mediator of body selenium to protect against paraquat lethality in transgenic mice.// J Nutr. - 1998. - Vol. 128. -№7. -P. 1070-1076.

69. Choi J.R., Pingguan-Murphy B., Wan Abas W.A. et al. Impact of low oxygen tension on sternness, proliferation and differentiation potential of human adipose-derived stem cells.// Biochemical and Biophysical Research Communications. - 2014. - Vol. 448. - P. 218-224.

70. Cohen G., Hochstein P. Glutathione peroxidase: the primary agent for the elimination of hydrogen peroxide in erythrocytes.//Biochemistry. - 1963. - Vol. 2. - P. 1420-1428.

71. Covello K.L., Kehler J., Yu H. et al. HIF-2alpha regulates Oct-4: effects of hypoxia on stem cell function, embryonic development, and tumor growth.// Genes Dev. - 2006. - Vol. 20. - N. 5. - P. 557-570.

72. Crisostomo P.R., Wang Y., Markel T.A. et al. Human mesenchymal stem cells stimulated by TNF-alpha, LPS, or hypoxia produce growth factors by an NF kappa B- but not JNK-dependent mechanism.//Am J Physiol Cell Physiol. - 2008. - Vol. 294. - P. 675-682.

73. Csete M. Oxygen in the Cultivation of Stem Cells.//Ann. N.Y. Acad. Sci. - 2005. - Vol. 1049. -P. 1-8.

74. Colter C.D., Sekiya I., Prockop D.J. Identification of a subpopulation of rapidly self-renewing and multipotential adult stem cells in colonies of human marrow stromal cells.// Proc Natl Acad Sci USA. - 2001. - Vol. 98. - N. 14. - P. 7841-7845.

75. Covello K.L., Kehler J., Yu H. et al. HIF-2alpha regulates Oct-4: effects of hypoxia on stem cell function, embryonic development, and tumor growth.// Genes Dev. - 2006. - Vol. 20. - P. 557-570.

76. Da Silva Meirelles L., Chagastelles P.C., Nardi, N.B. Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues.// Journal of Cell Science. - Vol. 119. - P. 2204-2213.

77. Datta S.R., Brunet A., Greenberg M.E. Cellular survival: a play in three Akts.// Genes Dev. -1999. - Vol. 13. - N. 22. - P. 2905-2927.

78. Dayem A.A., Choi H.Y., Kim J.H. et al. Role of Oxidative Stress in Stem, Cancer, and Cancer Stem Cells.// Cancers. - 2010. - Vol. 2. - P. 859-884.

79. Dazzi F.s Ramasamy R., Glennie S. et al. The role of mesenchymal stem cells in haemopoiesis.// Blood reviews. - 2006. - Vol. 20. - P. 161-171.

80. Demple B. Radical ideas: genetic responses to oxidative stress.// Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. - 1999. - Vol. 26. - P. 64-68.

81. Dernbach E., Urbich C., Brandes R.P. et al. Antioxidative stress-associated genes in circulating progenitor cells: evidence for enhanced resistance against oxidative stress.// Blood. - 2004. -Vol. 104.-N. 12.-P. 3591-3597.

82. Dery M.A., Michaud M.D., Richard D.E. Hypoxia-inducible factor 1, regulation by hypoxic and non-hypoxic activators.// Int. J. Biochem. Cell Biol. - 2005. - Vol. 37. - P. 535-540.

83. Deschepper M., Oudina K., David B. et al. Survival and function of mesenchymal stem cells (MSCs) depend on glucose to overcome exposure to long-term, severe and continuous hypoxia.// Journal of cellular and molecular medicine. - 2011. - Vol. 15. - P. 1505-1514.

84. Dimarino A.M., Caplan A.I., Bonfield T.L. Mesenchymal stem cells in tissue repair.// Front Immunol. - 2013. - Vol. 4. - P. 201.

85. Ding L., Liu Z., Zhu Z. et al. Biochemical characterization of selenium-containing catalytic antibody as a cytosolic glutathione peroxidase mimic.// Biochem J. - 1998. - Vol. 15. - N. 332. -P. 251-255.

86. D'lppolito G.D., Diabira S., Howard G.A. Low oxygen tension inhibits osteogenic differentiation and enhances sternness of human MIAMI cells.// Bone. - 2006. - Vol. 39. - P. 513-522.

87. Dobashi K., Pahan K., Chahal A. et al. Modulation of endogenous antioxidant enzymes by nitric oxide in rat C6 glial cells.// J Neurochem. - 1997. - Vol. 68. - P. 1896-1903.

88. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement.// Cytotherapy. - 2006. - Vol. 8. - N. 4. - P. 315-317.

89. Dong F., Caplan, A.I. Cell transplantation as an initiator of endogenous stem cell-based tissue repair.// Curr. Opin. Organ Transplant. - 2012. - Vol. 17, P. 670-674.

90. Dong Z., Wang J.Z., Yu F. et al. Apoptosis-resistance of hypoxic cells: multiple factors involved and a role for IAP-2.// Am J Pathol. - 2003. - Vol. 163. - P. 663-671.

91. Dos Santos F., Andrade P.Z., Boura J.S., et al. Ex vivo expansion of human mesenchymal stem cells: a more effective cell proliferation kinetics and metabolism under hypoxia.// J Cell Physiol. - 2010. - Vol. 223. - P. 27-35.

92. Drela K., Sarnowska A., Siedlecka P. et al. Low oxygen atmosphere facilitates proliferation and maintains undifferentiated state of umbilical cord mesenchymal stem cells in an hypoxia inducible factor-dependent manner.// Cytotherapy. - 2014. - Vol. 16. - N. 7. - P. 881-892.

93. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell function.// Physiol Rev. - 2002. -Vol. 82. - P. 47-95.

94. Ehninger A., Trumpp A. The bone marrow stem cell niche grows up: mesenchymal stem cells and macrophages move in.// J. Exp. Med. - Vol. 208. - N. 3. - P. 421-428.

95. Fehrer C., Brunauer R., Laschober G. et al. Reduced oxygen tension attenuates differentiation capacity of human mesenchymal stem cells and prolongs their lifespan.// Aging Cell. - 2007. -Vol. 6.-N. 6.-P. 745-757.

96. Finkel T. Oxidant signals and oxidative stress.// Curr Opin Cell Biol. - 2003. - Vol. 15. - N. 2. -P. 247-254.

97. Folmes C.D., Dzeja P.P., Nelson T.J. et al. Metabolic plasticity in stem cell homeostasis and differentiation.// Cell stem cell. - Vol. 11. - P. 596-606.

98. Folmes C.D., Nelson T.J., Martinez-Fernandez A. et al. Somatic oxidative bioenergetics transitions into pluripotency-dependent glycolysis to facilitate nuclear reprogramming.// Cell Metab. - 2011. - Vol. 14. - P. 264-271.

99. Forristal C.E., Wright K.L., Hanley N.A. et al. Hypoxia inducible factors regulate pluripotency and proliferation in human embryonic stem cells cultured at reduced oxygen tensions.// Reproduction. - 2010. - Vol. 139. -N. 1. - P. 85-97.

100. Friedenstein A.J., Chailakhjan R.K., Lalikina K.S. (1976). The development of fibroblast colonies in monolayer cultures of guinea-pig bone marrow and spleen cells.// Cell Tissue Kinet. - 1976. - Vol. 3. - N. 4. - P. 393-403.Friedenstein A.J., Gorskaja J.F., Kulagina N.N. Fibroblast precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs.// Exp Hematol. - 1976. - Vol. 4. - N. 5. - P. 267-274.

101. Fukai T; Ushio-Fukai M. Superoxide dismutases: role in redox signaling, vascular function, and diseases.// Antioxid. Redox Signaling. - 2011. - Vol. 15. - P. 1583-1606.

102. Fukuchi Y., Nakajima H., Sugiyama D. et al. Human placentaderived cells have mesenchymal stem/progenitor cell potential.// Stem Cells. - 2004. - Vol. 22. P. 649-658.

103. Gainsford T., Willson T.A., Metcalf D. et al. Leptin can induce proliferation, differentiation, and functional activation of hemopoietic cells.// Proc Natl Acad Sci USA. -1996. - Vol. 93. - N. 25. - P. 14564-14568.

104. Garrido A.M., Griendling K.K. NADPH oxidases and angiotensin II receptor signaling.// Mol Cell Endocrinol. - 2009. - Vol. - 302. N. 2. - P. 148-158.

105. Giile J.J.P., Joenje H. Biological consequences of oxygen toxicity.// Membrane Lipid Oxidation. Ed. C. Vigo-Pelfrey. - An introduction, in: C. Vigo-Pelfrey (Ed.). - Boca Raton, FL, CRC Press. - 1991. - Vol. III. - P. 1-32.

106. Greer S.N., Metcalf J.L., Wang Y. et al. The updated biology of hypoxia-inducible factor.// The EMBO Journal. - 2012. - Vol. 31. - N. 11. - P. 2448-2460.

107. Greijer A.E., Wal E. The role of hypoxia inducible factor 1 (HIF-1) in hypoxia induced apoptosis.//J Clin Pathol. - 2004. - Vol. 57.-N. 10.-P. 1009-1014.

108. Griendling K.K., Sorescu D., Ushio-Fukai M. NAD(P)H oxidase: role in cardiovascular biology and disease.// Circ Res. - 2000. - Vol. 86. - N. 5. - P. 494-501.

109. Guan Y., Hickey M.J., Borgstahl G.E. et al. Crystal structure of Y34F mutant human mitochondrial manganese superoxide dismutase and the functional role of tyrosine 34.// Biochemistry. - 1998. - Vol. 37. - P. 4722-4730.

110. Guzy R.D., Schumacker P.T. Oxygen sensing by mitochondria at complex III: the paradox of increased reactive oxygen species during hypoxia.// Exp. Physiol. - 2006. - Vol. 91. - № 5. - P. 807-819.

111. Iida K., Takeda-Kawaguchi T., Tezuka Y. et al. Hypoxia enhances colony formation and proliferation but inhibits differentiation of human dental pulp cells.// Arch. Oral Biology. -2010. - Vol. 55. - N. 9. - P. 648-654.

112. Ivan M., Kondo K., Yang H. et al. HIFa targeted for VHL-mediated destruction by proline hydroxylation: implications for 02 sensing.// Science. - 2001. - Vol. 292. - P. 464-468.

113. Iwasea T., Nagayaa N., Fujii T. et al. Comparison of angiogenic potency between mesenchymal stem cells and mononuclear cells in a rat model of hindlimb ischemia.// Cardiovascular Research. - 2005. - Vol. 66. - P. 543 - 551.

114. Halliwell B. Oxidative stress in cell culture: an under-appreciated problem?// FEBS Letters. 2003. - Vol. 540. - P. 3-6.

115. Halliwell B. Biochemistry of oxidative stress.// Biochemical Society Transactions. -2007. - Vol. 35. - P. 1147-1150.

116. Halliwell B., Gutteridge J. Free Radicals in Biology and Medicine./ B. Halliwell, J. Gutteridge. - Oxford: Oxford University Press. - 1999.

117. Hamanaka R.B., Chandel N.S. Mitochondrial reactive oxygen species regulate cellular signaling and dictate biological outcomes.// Trends Biochem Sci. - 2010. - Vol. 35. - N. 9. - P. 505-513.

118. Harman D. Aging: a theory based on free radical and radiation chemistry.// J. Gerontol. - 1956.-Vol. 11.-P. 298-300.

119. Havens C.G., Ho A., Yoshioka N. et al. Regulation of Late Gl/S Phase Transition and APCCdhl by Reactive Oxygen Species.// Mol Cell Biol. - 2006. - Vol. 26. - N. 12. - P. 47014711.

120. Havir E.A., McHale N.A. Enhanced-peroxidatic activity in specific catalase isozymes of tobacco, barley, and maize.// Plant Physiol. - 1989. - Vol. 91. - N. 3. - P. 812-815.

121. Hellwig-Burgel T., Stiehl D.P., Wagner A.E.et al. Review: Hypoxia-inducible factor-1 (HIF-1): A novel transcription factor in immune reactions.// J Interferon Cytokine Res. - 2005. -Vol. 25.-P. 297-310.

122. Hinshaw D.B., Burger J.M., Delius R.E. et al. Mechanism of protection of oxidant-injured endothelial cells by glutamine.// Surgery. - 1990. - Vol. 108. -N. 2. - P. 298-304.

123. Hofmann B., Hecht H.J., Flohe L. Peroxiredoxins.// Biol Chem. - 2002. - Vol. 383. - P. 347-364.

124. Holmquist-Mengelbier L., Fredlund E., Lofstedt T. et al. Recruitment of HIF-lalpha and HIF-2alpha to common target genes is differentially regulated in neuroblastoma: HIF-2alpha promotes an aggressive phenotype.// Cancer Cell. - 2006. - Vol. 10. - P. 413-423.

125. Holmstrom K.M., Finkel T. Cellular mechanisms and physiological consequences of redox-dependent signaling.//Nature reviews. - 2014. - Vol. 15. - P. 411-421.

126. Horwitz E.M., Le Blanc K., Dominici M. et al. Clarification of the nomenclature for MSC: The International Society for Cellular Therapy position statement.// Cytotherapy. - 2005. -Vol. 7.-N. 5.-P. 393-395.

127. Hoffmann A., Czichos S., Kaps C. et al. The T-box transcription factor Brachyury mediates cartilage development in mesenchymal stem cell line C3I-I10T1/2.// J Cell Sci. - 2002. -Vol. 115.-P. 769-781.

128. Hu Y., Fu L., Li S. Hif-la and Hif-2a differentially regulate Notch signaling through competitive interaction with the intracellular domain of Notch receptors in glioma stem cells.// Cancer Lett. - 2014. - Vol. 349. - N. 1. - P. 67-76.

129. Hu C.J., Iyer S., Sataur A. et al. Differential regulation of the transcriptional activities of hypoxia-inducible factor 1 alpha (HIF-lalpha) and HIF-2alpha in stem cells.// Mol Cell Biol. -2006. - Vol. 26. - P. 3514-3526.

130. Hu T., Ramachandrarao S.P., Siva S. et al. Reactive oxygen species production via NADPH oxidase mediates TGF beta-induced cytoskeletal alterations in endothelial cells.// Am J Physiol Renal Physiol. - 2005. - Vol. 289. - N. 4. - P. 816-825.

131. Hunt C., Sim J.E., Sullivan S.J. ct al. Genomic instability and catalase gene amplification induced by chronic exposure to oxidative stress.// Cancer Res. - 1998. - Vol. 58. -P. 3986-3992.

132. Imai H., Narashima K., Arai M. et al. Suppression of leukotriene formation in RBL-2H3 cells that overexpressed phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase.// J. Biol. Chem. -1998. - Vol. 273. - P. 1990-1997.

133. Int Anker P.S., Scherjon S.A., Kleijburg-van der Keur C. et al. Isolation of mesenchymal stem cells of fetal or maternal origin from human placenta.// Stem Cells. - 2004. -Vol. 22. -N. 7. - P. 1338-1345.

134. Jaakkola P., Mole D.R., Tian Y.M. et al. Targeting of HIF-a to the von Hippel-Lindau ubiquitylation complex by 02-regulated prolyl hydroxylation.// Science. - 2001. - Vol. 292. - P. 468-472.

135. Jiang Y., Jahagirdar B.N., Reinhardt R.L. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow.//Nature. - 2002. - Vol. 418. - N. 6893. - P. 41-49.

136. Jones D.A. The role of oxygen concentration in oxidative stress: hypoxic and hyperoxic models.// Oxidative Stress. Ed. H. Sies. - New York, Academic Press. - 1985. - P. 152-195.

137. Jones D.L., Wagers A.J. No place like home: anatomy and function of the stem cell niche.// Nat Rev Mol Cell Biol. - 2008. - Vol. 9. - P. 11-21.

138. Kaewsuwan S., Song S.Y., Kim J.H. et al. Mimicking the functional niche of adipose-derived stem cells for regenerative medicine.// Expert Opin Biol Ther. - 2012. - Vol. 12. - N. 12. - P. 1575-1588.

139. Kang S., Kim S.M., Sung J.H. Cellular and molecular stimulation of adipose-derived stem cells under hypoxia.// Cell Biol Int. - 2014. - Vol. 38. P. 553-562.

140. Keith B., Johnson R.S., Simon M.C. HIFla and HIF2a: sibling rivalry in hypoxic tumour growth and progression.// Nature Reviews Cancer. - 2012. - Vol. 12. - N. 1. - P. 9-22.

141. Kfoury Y., Scadden D.T. Mesenchymal Cell Contributions to the Stem Cell Niche.// Cell Stem Cell. - 2015. - Vol. 16. - N. 3. - P. 239-253.

142. Kiani A.A., Abdi J., Halabian R. Over expression of HIF-la in human mesenchymal stem cells increases their supportive functions for hematopoietic stem cells in an experimental co-culture model.//Hematology. - 2014. - Vol. 19. - N. 2. - P. 85-98.

143. Kim J.H., Park S.G., Song S.Y. et al. Reactive oxygen species-responsive miR-210 regulates proliferation and migration of adipose-derived stem cells via PTPN2.// Cell Death. -2013.-Vol. 4.-P. 588.

144. Kim J.H., Park S.H., Park S.G. et al. The pivotal role of reactive oxygen species generation in the hypoxia-induced stimulation of adipose-derived stem cells.// Stem Cells Dev. -2011.-Vol. 20.-P. 1753-1761.

145. Kim W.S., Han J., Hwang S. et al. An update on niche composition, signaling and functional regulation of the adipose-derived stem cells.// Expert Opin. Biol. Ther. - 2014. - Vol. 14.-N. 8.-P. 1-12.

146. Kim W.S., Park B.S., Kim H.K. et al. Evidence supporting antioxidant action of adipose-derived stem cells: protection of human dermal fibroblasts from oxidative stress.// J Dermatol Sci. - 2008. - Vol. 49. - P. 133-42.

147. Kim W.S., Park B.S., Park S.H. et al. Antiwrinkle effect of adipose-derived stem cell: activation of dermal fibroblast by secretory factors.// J Dermatol Sci. - 2009. - Vol. 53. - P. 96102.

148. Kim W.S., Park B.S., Sung J.H. The wound-healing and antioxidant effects of adipose-derived stem cells.// Expert Opin Biol Ther. - 2009. - Vol. 9. - P. 879-87.

149. Ko K.M., Godin D.V. Ferric ion-induced lipid peroxidation in erythrocyte membranes: effects of phytic acid and butylated hydroxytoluene// Mol. Cell. Biochem. - 1990. - Vol. 95. -№2. -P. 125-131.

150. Kobayashi C.I., Suda T. Regulation of reactive oxygen species in stem cells and cancer stem cells.// J. Cell. Physiol. - 2012. - Vol. 227. - P. 421-430.

151. Koh M.Y., Powis G. Passing the baton: the HIF switch.// Trends Biochem Sci. - 2012. -Vol. 37. -N. 9. - P. 364-372.

152. Koh M.Y., Spivak-Kroizman T.R., Powis G. HIF-1 regulation: Not so easy come, easy go.// Trends Biochem. Sci. - 2008. - Vol. 33. - № 11. - p. 526-534.

153. Kolf C.M., Cho E., Tuan R.S. Mesenchymal stromal cells. Biology of adult mesenchymal stem cells: regulation of niche, self-renewal and differentiation.// Arthritis Res Ther. - 2007. - Vol. 9. - N. 1. - P. 204-219.

154. Komori T. Regulation of bone development and extracellular matrix protein genes by RUNX2.// Cell Tissue Res. - 2010. - Vol. 339. - P. 189-195.

155. Krall J., Bagley A.C., Mullenbach G.T. et al. Superoxide mediates the toxicity of paraquat for cultured mammalian cells.// J. Biol. Chem. - 1988. - Vol. 263. - P. 1910-1914.

156. Lavrentieva A., Majore I., Kasper C. et al. Effects of hypoxic culture conditions on umbilical cord-derived human mesenchymal stem cells.// Cell Communication and Signaling. -2010. - Vol. 8. - P. 18-26.

157. Lee J.W., Bae S.H., Jeong J.W. et al. Hypoxia-inducible factor (HIF-1) alpha: its protein stability and biological functions.// Exp Mol Med. - 2004. - Vol. 36. - P. 1-12.

158. Lee S.H., Lee Y.J., Song C.H. et al. Role of FAK phosphorylation in hypoxia induced hMSCS migration: involvement of VEGF as well as MAPKS and eNOS pathways.// Am. J. Physiol. Cell Physiol. - 2010. - V. 298. - № 4. - P. 847-856.

159. Lee R.H., Kim B.C., Choi I.S. et al. Characterization and Expression Analysis of Mesenchymal Stem Cells from Human Bone Marrow and Adipose Tissue.// Cell Physiol Biochem. - 2004. - Vol. 14. - P.311-324.

160. Lee E.Y., Xia Y., Kim W. Hypoxia-enhanced wound-healing function of adipose-derived stem cells: Increase in stem cell proliferation and up-regulation of VEGF and bFGF.// Wound Rep Reg. - 2009. - Vol. 17. - P. 540-547.

161. Lendahl U., Lee K.L., Yang H. et al. Generating specificity and diversity in the transcriptional response to hypoxia.//Nat Rev Genet. - 2009. - Vol. 10. - P. 821-832.

162. Leroux L., Descamps B., Tojais N.F. et al. Hypoxia Preconditioned Mesenchymal Stem Cells Improve Vascular and Skeletal Muscle Fiber Regeneration After Ischemia Through a Wnt4-dependent Pathway.// Molecular Therapy. - 2010. - Vol. 18. - N. 8. - P. 1545-1552.

163. Li J.M., Shah A.M. Endothelial cell superoxide generation: regulation and relevance for cardiovascular pathophysiology.// Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. - 2004. - Vol. 287. -N. 5.-P. 1014-1030.

164. Liedias F., Rangel P., Hansberg W. Oxidation of catalase by singlet oxygen.// J. Biol. Chem. - 1998. - Vol. 273. - P. 10630-10637.

165. Liu S., Chen C., Yang T. et al. Albumin prevents reactive oxygen species-induced mitochondrial damage, autophagy, and apoptosis during serum starvation.// Apoptosis. - 2012. -Vol. 17. - P. 1156-1169.

166. Liu S., Huang J., Lee R.K. et al. Paracrine Factors from Human Placental Multipotent Mesenchymal Stromal Cells Protect Endothelium from Oxidative Injury via STAT3 and Manganese Superoxide Dismutase Activation.// Biology of reproduction. - 2010. - Vol. 82. - P. 905-913.

167. Loboda A., Jozkowicz A., Dulak J. HIF-1 versus HIF-2—is one more important than the other?// Vascul Pharmacol. - 2012. - Vol. 56. - N. 5-6. - P. 245-251.

168. Locke M., Windsor J., Dunbar P.R. Human adipose-derived stem cells: isolation, characterization and applications in surgery.// ANZ J Surg. - 2009. - Vol. 79. - P. 235-244.

169. Lord-Dufour S., Copland I.B., Levros L.C. et al. Evidence for transcriptional regulation of the glucose-6-phosphate transporter by HIF-1 alpha: Targeting G6PT with mumbaistatin analogs in hypoxic mesenchymal stromal cells.// Stem Cells. - 2009. - Vol. 27. - P. 489-497.

170. Lu L., Quinn M.T., Sun Y. Oxidative stress in the infarcted heart: role of de novo angiotensin II production.// Biochem Biophys Res Commun. - 2004. - Vol. 325. - N. 3. - P. 943-51.

171. Luo W., Hu H., Chang R. Pyruvate kinase M2 is a PHD3-stimulated coactivator for hypoxia-inducible factor 1.// Cell. - 2011. - Vol. 145. - N. 5. - P. 732-744.

172. Mafi P., Hindocha S., Mafi R. et al. Adult mesenchymal stem cells and cell surface characterization - a systematic review of the literature// The Open Orthopaedics Journal. -2011. - Vol. 5. - Suppl. 2. - P. 253-260.

173. Majima H., Oberley T.D., Furukawa K. et al. Prevention of mitochondrial injury by Mn-SOD reveals a primary mechanism for alkaline-induced cell death.// J. Biol. Chem. - 1998. -Vol.273. - P. 8217-8224.

174. Majumdar D., Bhonde R., Datta I. Influence of ischemic microenvironment on human Wharton's Jelly mesenchymal stromal cells.// Placenta. - 2013. - Vol. 34. - N. 8. - P. 642-649.

175. Makino S., Fukuda K., Miyoshi S. et al. Cardiomyocytes can be generated from marrow stromal cells in vitro.// J Clin Invest. - 1999. - Vol. 103. - N 5. - P. 697-705.

176. Makino Y., Kanopka A., Wilson W.J. et al. Inhibitory PAS domain protein (IPAS) is a hypoxia-inducible splicing variant of the hypoxia-inducible factor-3alpha locus.// J Biol Chem. - 2002. - Vol. 277. - N. 36. - P. 32405-32408.

177. Malladi P., Xu Y., Chiou M. et al. Effect of reduced oxygen tension on chondrogenesis and osteogenesis in adiposederived mesenchymal cells.// Am J Physiol Cell Physiol. - 2006. -Vol. 290.-P. 1139-1146.

178. Malladi P., Xu Y., Chiou M. et al. Hypoxia inducible factor-1 alpha deficiency affects chondrogenesis of adipose-derived adult stromal cells.// Tissue Eng. - 2007. - Vol. 13. - P. 1159-1171.

179. Mates J.M. Effects of antioxidant enzymes in the molecular control of reactive oxygen species toxicology.// Toxicology. - 2000. - Vol. 153. P. 83-104.

180. Mathew S.A., Rajendran S., Gupta P.K. et al. Modulation of physical environment makes placental mesenchymal stromal cells suitable for therapy.// Cell Biol Int. - 2013. - Vol. 37. -N. 11. P. 1197-1204.

181. McCord J.M. (1990). Is superoxide dismutase a stress protein?/ Stress protiens in inflammation. Edited by R. Burbon, C. Rice-Evans, D. Blake, C. Window. - London: Richalien. - 1990. - P. 125.

182. Meister A. Selective modification of glutathione metabolism.// Science. - 1983. - Vol. 220. - P. 472-477.

183. Michiels C., Raes M., Toussaint 0. et al. Importance of Se-glutathione peroxidase, catalase, and Cu/Zn-SOD for cell survival against oxidative stress.// Free Radic Biol Med. -1994.-Vol. 17.-P. 235-248.

184. Misra H.P. Reaction of copper-zinc superoxide dismutase with diethyldithiocarbamate.// J. Biol, Chem. - 1979. - Vol. 254. - P. 11623-11628.

185. Mohyeldin A., Garzon-Muvdi T., Quinones-Hinojosa A. Oxygen in stem cell biology: a critical component of the stem cell niche.// Cell stem cell. - 2010. - Vol. 7. - P. 150-161.

186. Moon M. H., Kim S. Y., Kim Y. J. et al. Human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells improve postnatal neovascularization in a mouse model of hindlimb ischemia.// Cell Physiol. Biochem. - 2006. - Vol. 17. - P. 279-290.

187. Morrison H., Jenstom B., Nordenskjold M. et al. Induction of DNA damage by menadione (2-methyl-l,4-naphthoquinone) in primary cultures of rat hepatocytes.// Biochem. Pharmacol. - 1984. - Vol. 33. - P. 1763-1769.

188. Murphy M.P. How mitochondria produce reactive oxygen species.// Biochem J. - 2009. -Vol.417.-N. l.-P. 1-13.

189. Myhrea O., Andersena J.M., Aarnesc H. et al. Evaluation of the probes 20,70-dichlorofluorescin diacetate, luminol, and lucigenin as indicators of reactive species formation.// Biochemical Pharmacology. - 2003. - Vol. 65. - P. 1575-1582.

190. Mylotte L.A., Duffy A.M., Murphy M. et al. Metabolic flexibility permits mesenchymal stem cell survival in an ischemic environment.// Stem Cells. - 2008. - Vol. 26. - P. 1325-1336.

191. Nakagami H., Maeda K., Morishita R. et al. Novel autologous cell therapy in ischemic limb disease through growth factor secretion by cultured adipose tissue-derived stromal cells.// Arteriosclerosis Thrombosis Vase Biol. - 2005. - Vol. 25. - P. 2542-2547.

192. Nemos C., Basciano L., Dalloul A. Biological effects and potential applications of mesenchymal stem cell culture under low oxygen pressure.// Pathol Biol. - 2012. - Vol. 60. - N. 3. P. 193-198.

193. Nicholls P. Contribution of catalase and glutathione peroxidase to red cell peroxide removal.// Biochim. Biophys. Acta. - 1972. - Vol. 279. - P. 306-309.

194. Nikukar H., Reid S., Riehle M.O. et al. Control of Mesenchymal Stem-Cell Fate by Engineering the Nanoenvironment.// Stem-Cell Nanoengineering. - 2015.

195. Nombela-Arrieta C., Ritz J., Silberstein L.E. The elusive nature and function of mesenchymal stem cells.//Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2011. - Vol. 12. - P. 126-131.

196. Ogasawara M.A., Zhang H. Redox Regulation and Its Emerging Roles in Stem Cells and Stem-Like Cancer Cells.// Antioxidants & Redox Signaling. - 2009. - Vol. 11. - N. 5. - P. 1107-1122.

197. Pacher P., Beckman J.S., Liaudet L. Nitric Oxide and Peroxynitrite in Health and Disease.// Physiol Rev. - 2007. - Vol. 87. - N. 1. - P. 315-424.

198. Pacher P., Schulz R., Liaudet L. et al. Nitrosative stress and pharmacological modulation of heart failure.// Trends Pharmacol Sei. - 2005. - Vol. 26. - N. 6. - P. 302-310.

199. Palomaki S., Pietila M., Laitinen S. et al. HIF-la is upregulated in human mesenchymal stem cells.// Stem Cells. - 2013. - Vol. 31. - P. 1902-1909.

200. Pan Q., Qin X., Ma S. et al. Myocardial Protective Effect of Extracellular Superoxide Dismutase Gene Modified Bone Marrow Mesenchymal Stromal Cells on Infarcted Mice Hearts.// Theranostics. - 2014. - Vol. 4. - N. 5. - P. 475-486.

201. Papandreou I., Cairns R.A., Fontana L. et al. HIF-1 mediates adaptation to hypoxia by actively downregulating mitochondrial oxygen consumption.// Cell metabolism. - 2006. - Vol. 3.-P. 187-197.

202. Park S.G., Kim J., Xia Y. et al. Generation of reactive oxygen species in adipose-derived stem cells: Friend or Foe?// Expert Opin Ther Targets. - 2011. - Vol. 15. - N. 11. - P. 1297-1306.

203. Patel S.A., Simon M.C. Biology of hypoxia-inducible factor-2alpha in development and disease.// Cell Death Differ. - 2008. - Vol. 15. - P. 628-634.

204. Pattappa G., Heywood H.K., de Bruijn J.D. et al. The metabolism of human mesenchymal stem cells during proliferation and differentiation.// J Cell Physiol. - 2011. - Vol. 226. -N. 10. - P. 2562-2570.

205. Pervaiz S., Taneja R., Ghaffari S. Oxidative stress regulation of stem and progenitor cells.// Antioxid Redox Signal. - 2009. - Vol. 11. - P. 2777-2789.

206. Peterson K.M., Aly A., Lerman A. et al. Improved survival of mesenchymal stromal cell after hypoxia preconditioning: role of oxidative stress.// Life Sei. - 2011. - V. 88. - P. 65-73.

207. Pick E., Keisari Y. A simple colorimetric method for the measurement of hydrogen peroxide produced by cells in culture.// J. Immunol. Methods. - 1980. - Vol. 38. - P. 161-170.

208. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells.// Science. - 1999. - Vol. 284. - N. 5411. - P. 143-147.

209. Pittenger M.F., Martin B.J. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics.// Circ Res. - 2004. - Vol. 95. - N. 1. - P. 9-20.

210. Pollina E.A., Brunet A. Epigenetic regulation of aging stem cells.// Oncogene. - 2011.-Vol. 30.-P. 3105-3126.

211. Pons J., Huang Y., Arakawa-Hoyt J. et al. VEGF improves survival of mesenchymal stem cells in infarcted hearts.// Biochem Biophys Res Commun. - 2008. - Vol. 376. P. 419-422.

212. Pugh C.W., Ratcliffe P.J. Regulation of angiogenesis by hypoxia: role of the HIF system.// Nat Med. - 2003. - Vol. 9. - N. 6. - P. 677-684.

213. Ratcliffe P.J. HIF-1 and HIF-2: working alone or together in hypoxia?// J Clin Invest. -2007. - Vol. 117. - N. 4. - P. 862-865.

214. Reeder B., Wilson M. The effects of pH on the mechanism of hydrogen peroxide and lipid hydroperoxide consumption by myoglobin: a role for the protonated ferryl species.// Free Radic Biol Med. - 2001. - Vol. 30. - N. 11. - P.1311-1318.

215. Rehman J., Traktuev D,, Li J. et al. Secretion of angiogenic and antiapoptotic factors by human adipose stromal cells.// Circulation. - 2004. - Vol. 109. - N. 10. - P. 1292-1298.

216. Poot M., Pierce R.C. Detection of apoptosis and changes in mitochondrial membrane potential with chloromethyl-X-rosamine.// Cytometry. - 1999. - Vol. 36. - N. 4. - P. 359-360.

217. Rosenkranz A.R., Schmaldienst S., Stuhlmeier K.M. et al. A microplate assay for the detection of oxidative products using 2',7'-dichlorofluorescin-diacetate.// J Immunol Methods. -1992.-Vol. 156.-P. 39 -45.

218. Rosova I., Dao A.M., Capoccia A.B. et al. Hypoxic Preconditioning Results in Increased Motility and Improved Therapeutic Potential of Human Mesenchymal Stem Cells.// Stem Cells. - 2008. - Vol. 26. - P. 2173-2182.

219. Rota C., Fann Y.C., Mason R.P. Phenoxyl free radical formation during the oxidation of the fluorescent dye 2',7'- dichlorofluorescein by horseradish peroxidase. Possible consequences for oxidative stress measurements.// J Biol Chem. - 1999. - Vol. 274. - P. 28161 - 28168.

220. Prise K.M., Davies S., Michael B.D. Cell killing and DNA damage in Chinese hamster V79 cells treated with hydrogen peroxide.// Int J Radiat Biol. - 1989. - Vol. 55. - N. 4. - P. 583592.

221. Rus Ciuca D., Soritau O., Susman S. et al. Isolation and characterization of chorionic mesenchymal stem cells from the placenta.// Rom J Morphol Embryol. - 2011. - Vol. 52. - N. 3. - P. 803-808.

222. Safran M., Kaelin W.G. HIF hydroxylation and the mammalian oxygen-sensing pathway.// J Clin Invest. - 2003. - Vol. 111. - N. 6. - P. 779-783.

223. Salim A., Nacamuli R.P., Morgan E.F. et al. Transient changes in oxygen tension inhibit osteogenic differentiation and Runx2 expression in osteoblasts.// J Biol Chem. - 2004. - Vol. 279.-P. 40007-40016.

224. Salmon A.B., Perez V.I., Bokov A. et al. Lack of methionine sulfoxide reductase A in mice increases sensitivity to oxidative stress but does not diminish life span.// FASEB J. -2009. - Vol. 23. - P. 3601-3608.

225. Saparov A., Chen C.W., Beckman S.A. et al. The role of antioxidation and immunomodulation in postnatal multipotent stem cell-mediated cardiac repair.// Int J Mol Sci. -2013. - Vol. 14. - N. 8. - P. 16258-16279.

226. Sarsour E.H., Kumar M.G., Chaudhuri L. Redox Control of the Cell Cycle in Health and Disease.// Antioxid Redox Signal. - 2009. - Vol. 11. - N. 12. - P. 2985-3011.

227. Scadden D. T. The stem-cell niche as an entity of action.// Nature. - 2006. - Vol. 441. -P.1075-1079.

228. Schofield R. The relationship between the spleen colony-forming cell and the haemopoietic stem cell.// Blood Cells. - 1978. - Vol. 4. - P. 7-25.

229. Schofield C.J., Ratcliffe P.J. Oxygen sensing by HIF hydroxylases.// Nat Rev Mol Cell Biol. -2004. - Vol. 5. - N. 5. - P. 343-354.

230. Schofield C.J., Ratcliffe P.J. Signalling hypoxia by HIF hydroxylases.// Biochem Biophys Res Commun. - 2005. - Vol. 338. - N. 1. - P. 617-626.

231. Schraufstatter I.U., Hinshaw D.B., Hyslop P.A. et al. Oxidant injury of cells. DNA strand-breaks activate polyadenosine diphosphate-ribose polymerase and lead to depletion of nicotinamide adenine dinucleotide.// J Clin Invest. - 1986. - Vol. 77. - N. 4. - P. 1312-1320.

232. Semenza G.L. HIF-1, 0(2), and the 3 PHDs: how animal cells signal hypoxia to the nucleus.// Cell. - 2001. - Vol. 107. - P. 1-3.

233. Semenza G.L. Hypoxia-inducible factors in physiology and medicine.// Cell. - 2012. -Vol. 148. - P. 399-408.

234. Semenza G.L., Wang G.L. A nuclear factor induced by hypoxia via de novo protein synthesis binds to the human erythropoietin gene enhancer at a site required for transcriptional activation.//Mol Cell Biol. - 1992. - Vol. 12. -N. 12. - P. 5447-5454.

235. Sena L.A., Chandel N.S. Physiological Roles of Mitochondrial Reactive Oxygen.// Molecular Cell. - 2012. - Vol. 48. - P. 158-167.

236. Seo S.J., Kang S.S., Cho G. et al. C/EBP alpha and C/EBP beta play similar roles in the transcription of the human Cu/Zn SOD gene.// Gene. -1997. - Vol. 203. - P. 11-15.

237. Serakinci N., Keith N.W. Therapeutic potential of adult stem cells.// Eur. J. Cancer. -2006.-Vol. 42.-P. 1243-1246.

238. Sies H. Oxidative stress. Introductory remarks.// Oxidative Stress. Ed. H. Sies. -London, Academic Press. - 1985. - P. 1-8.

239. Simsek T., Kocabas F., Zheng J. et al. The distinct metabolic profile of hematopoietic stem cells reflects their location in a hypoxic niche.// Cell Stem Cell. - 2010. - Vol. 7. - P. 380390.

240. Smiley S.T., Reers M., Mottola-Hartshorn C. et al. Intracellular heterogeneity in mitochondrial membrane potentials revealed by a J-aggregate-forming lipophilic cation JC-1.// Proc Natl Acad Sci USA. - 1991. - Vol. 88. - N. 9. - P. 3671-3675.

241. Sohni A., Verfaillie C.M. Mesenchymal stem cells migration homing and tracking.// Stem Cells Int. -2013.

242. Song S.Y., Chung H.M., Sung J.H. The pivotal role of VEGF in adipose-derived-stem-cell-mediated regeneration.//Expert Opin Biol Ther. - 2010. - Vol. 10. -N. 11. -P. 1529-1537.

243. Spitz D.R., Elwell J.H., Sun Y. et al. Oxygen toxicity in control and H202-resistant Chinese hamster fibroblast cell lines.// Arch. Biochem. Biophys. - 1990. - Vol. 279. - P. 249260.

244. Stubbs S.L., Hsiao S.T., Peshavariya H.M. et al. Hypoxic preconditioning enhances survival of human adipose-derived stem cells and conditions endothelial cells in vitro.// Stem Cells Dev. - 2012. - Vol. 21.-N. 11.-P. 1887-1896.

245. Suda T., Takubo K., Semenza G.L. Metabolic regulation of hematopoietic stem cells in the hypoxic niche.// Cell Stem Cell. - 2011. - Vol. 9. - P. 298-310.

246. Suzuki Y.J., Forman H.J., Sevanian A. Oxidants as stimulators of signal transduction.// Free Radic Biol Med. - 1997. - Vol. 22. - P. 269-285.

247. Takubo K., Nagamatsu G., Kobayashi C.I. et al. Regulation of glycolysis by Pdk functions as a metabolic checkpoint for cell cycle quiescence in hematopoietic stem cells.// Cell Stem Cell. - 2013. - Vol. 12. - P. 49-61.

248. Takebe G., Yarimizu J., Saito Y. et al. A comparative study on the hydroperoxide and thiol specificity of the glutathione peroxidase family and selenoprotein.// Journal of Biological Chemistry. - 2002. - Vol. 277. - P. 21254-21258.

249. Taylor C.T. Mitochondria and cellular oxygen sensing in the HIF pathway.// Biochem J. -2008.-Vol. 409.-P. 19-26.

250. Taylor W.G., Camalier R.F., Taylor M.J. A spectrophotometric assay for hydrogen peroxide in tissue culture medium.//TCA Manual. - 1979. - Vol. 5. - P. 1081-1086.

251. Teraishi F., Wu S. Identification of a Novel Synthetic Thiazolidin Compound Capable of Inducing c-Jun NH2-Terminal Kinase-Dependent Apoptosis in Human Colon Cancer Cells.// Cancer Res. - 2005. - Vol. 65. - N. 14. - P. 6380-6387.

252. Thannickal V.J., Fanburg B.L. Reactive oxygen species in cell signaling.// Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. - 2000. - Vol. 279. - N. 6. - P. 1005-1028.

253. Theus M.H., Wei L., Cui L. et al. In vitro hypoxic preconditioning of embryonic stem cells as a strategy of promoting cell survival and functional benefits after transplantation into the ischemic rat brain.// Exp Neurol. - 2008. - V. 210. - N. 2. - P. 656-670.

254. Toma C., Pittenger M.F., Cahill K.S. et al. Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart.// Circulation. - 2002. - Vol. 105. - P. 93-98.

255. Turrens J.F. Superoxide production by the mitochondrial respiratory chain.// Biosci Rep. - 1997. - Vol. 17. - N. 1. - P. 3-8.

256. Uccelli A., Moretta L., Pistoia V. Mesenchymal stem cells in health and disease.// Nat. Rev. Immunol. - 2008. - Vol. 8. - P. 726-736.

257. Ulker S., McMaster D., McKeown P.P. et al. Impaired activities of antioxidant enzymes elicit endothelial dysfunction in spontaneous hypertensive rats despite enhanced vascular nitric oxide generation.// Cardiovasc Res. - 2003. - Vol. 59. - P. 488-500.

258. Valle-Prieto A., Conget P.A. Human mesenchymal stem cells efficiently manage oxidative stress.//Stem Cells Dev. - 2010. - Vol. 19.-N. 12.-P. 1885-1893.

259. Vanden Hoek T., Becker L.B., Shao Z.H. et al. Preconditioning in cardiomyocytes protects by attenuating oxidant stress at reperfusion.// Circ Res. - 2000. - Vol. 86. - P. 541-548.

260. Wang B., Wood I.S., Trayhurn P. Hypoxia induces leptin gene expression and secretion in human preadipocytes: differential effects of hypoxia on adipokine expression by preadipocytes.//J Endocrinol. - 2008. - Vol. 198. -N. 1. - P. 127-134.

261. Wang D.W., Fermor B., Gimble J.M. et al. Influence of oxygen on the proliferation and metabolism of adipose derived adult stem cells.// J. Cell Physiol. - 2005. - Vol. 204. - N. 1. - P. 184-191.

262. Wang M.J., Crisostomo P.R., Herring C. et al. Human progenitor cells from bone marrow or adipose tissue produce VEGF, HGF, and IGF-I in response to TNF by a p38 MAPK-dependent mechanism.// Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. - 2006. - Vol. 291. -P. 880-884.

263. Wang Q.Y., Liu Z.S., Wang J. Glutathione peroxidase-1 is required for self-renewal of murine embryonic stem cells.// Biochem Biophys Res Commun. - 2014. - Vol. 448. - N. - 4. -P. 454-460.

264. Watt F.M., Hogan B.L. Out of Eden: stem cells and their niches.// Science. - 2000. -Vol. 287. - N. 5457. - P. 1427-1430.

265. Wei X., Yang X., Han Z. Mesenchymal stem cells: a new trend for cell therapy.// Acta Pharmacologica Sinica. - 2013. - Vol. 34. - P. 747-754.

266. Weidemann A., Johnson R.S. Biology of HIF-1 alpha.// Cell Death Differ. - 2008. - Vol. 15.-N. 4.-P. 621-627.

267. Wenger R.H. Cellular adaptation to hypoxia: 02-sensing protein hydroxylases, hypoxia-inducible transcription factors, and Ch-regulated gene expression.// The FASEB Journal. -2002.-Vol. 16.-P. 1151-1162.

268. Wenger R.H., Gassmann M. Oxygen(es) and the hypoxia-inducible factor-1.// Biol Chem. -1997. - Vol. 378. -N. 7. - P. 609-616.

269. White A.A., Crawford K.M., Patt C.S. et al. Activation of soluble guanylate cyclase from rat lung by incubation or by hydrogen peroxide.// J Biol Chem. - 1976. - Vol. 251. - N. 23.-P. 7304-7312.

270. Wijeratne S.K., Cuppett S.L., Schlegel V. Hydrogen Peroxide Induced Oxidative Stress Damage and Antioxidant Enzyme Response in Caco-2 Human Colon Cells.// J. Agric. Food Chem. - 2005. - Vol. 53. - P. 8768-8774.

271. Wiseman H, Halliwell B. Damage to DNA by reactive oxygen and nitrogen species: Role in inflammatory disease and progression to cancer.// Biochemical Journal. - 1996. - Vol. 313.-P. 17-29.

272. Xu N., Liu H., Qu F. et al. Hypoxia inhibits the differentiation of mesenchymal stem cells into osteoblasts by activation of Notch signaling.// Experimental and Molecular Pathology. - 2013. - Vol. 94. - P. 33-39.

273. Xu Y., Malladi P., Chiou M. et al. In vitro expansion of adipose-derived adult stromal cells in hypoxia enhances early chondrogenesis.// Tissue Eng. - 2007. - Vol. 13. P. 2981-2993.

274. Xu W., Zhang X., Qian H. Mesenchymal stem cells from adult human bone marrow differentiate into a cardiomyocyte phenotype in vitro.// Exp Biol Med. - 2004. - Vol. 229. - N. 7. P. 623-631.

275. Yamasaki M., Nomura T., Sato F. et al. Metallothionein is up-regulated under hypoxia and promotes the survival of human prostate cancer cells.// Oncol Rep. - 2007. - Vol. 18. - P. 1145-1153.

276. Yan H., Harding J.J. Glycation-induced inactivation and loss of antigenicity of catalase and superoxide dismutase.// Biochem J. - 1997. - Vol. 328. - P. 599-605.

277. Zelko I.N., Mariani T.J., Folz R.J. Superoxide dismutase multigene family: a comparison of the CuZn-SOD (SOD1), Mn-SOD (SOD2), and EC-SOD (SOD3) gene structures, evolution, and expression.// Free Radic. Biol. Med. - 2002. - Vol. 33. - P. 337-349.

278. Zhang J., Ju Z. Telomere, DNA damage, and oxidative stress in stem cell aging.// Birth Defects Res C Embryo Today. - 2010. - Vol. 90. - P. 297-307.

279. Zhang W., Su X., Gao Y. et al. Berberine Protects Mesenchymal Stem Cells against Hypoxia-Induced Apoptosis in Vitro.// Biol. Pharm. Bull. - 2009. - Vol. 32. - N. 8. - P. 13351342.

M20y /7

280. Zhou W., Choi M., Margineantu D. et al. HIFla induced switch from bivalent to exclusively glycolytic metabolism during ESC-to-EpiSC/hESC transition.// EMBO Journal. -Vol. 31.-N. 9.-P. 2103-2116.

281. Zhu H., Bannenberg G.L., Mold P. et al. Oxidation pathways for the intracellular probe 2',7'-dichlorofluorescin.// Arch Toxicol. - 1994. - Vol. 68. - P. 582-587.

282. Zimmerman R., Cerutti P.A. Active oxygen acts as a promoter of transformation in mouse embryo C3H/10T'/2/C18 fibroblasts.// Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. - 1984. - Vol. 81. -P. 2085-2087.

283. Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H. et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies.// Tissue Eng. - 2001. - Vol. 7. - N. 2. - P. 211-228.