Участие пула пластохинона в восстановлении кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи высших растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Мубаракшина, Мария Мансуровна

• Мубаракшина, Мария Мансуровна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Мубаракшина, Мария Мансуровна

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общие представления о процессе фотосинтеза растений

1.1.1. Организация фотосинтетической электрон-транспортной цепи высших растений

1.1.2. Мембранный комплекс фотосистемы

1.1.3. Мембранный комплекс фотосистемы

1.1.4. Переносчики фотосинтетической электрон-транспортной цепи хлоропластов

1.1.5. Пластохиноны - подвижные переносчики электронов фотосинтетической электрон-транспортной цепи

1.2. Кислород и активные формы кислорода

1.2.1. Синглетный кислород

1.2.2. Супероксидный анион-радикал

1.2.3. Пероксид водорода

1.2.4. Гидроксильный радикал

1.2.5. Липидные пероксиды

1.3. Образование активных форм кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи высших растений

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Выделение тилакоидов

2.2. Измерение скорости выделения или поглощения кислорода в суспензии тилакоидов

2.3. Измерение флуоресценции хлорофилла тилакоидов

2.4. Измерение восстановления цитохрома С в тилакоидах

2.5. Измерение изменений окислительно-восстановительного состояния цитохрома/в тилакоидах

2.6. Измерение окисления пула пластохинона после выключения света

2.7. Освещение

2.8. Измерение концентрации хлорофилла

2.9. Создание анаэробных условий

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Характеристика восстановления кислорода в пуле пластохинона в присутствии ДНФ-ИНТ, ингибитора окисления пластогидрохинона Ь<//цитохромным комплексом

3.2. Внутритилакоидное образование пероксида водорода при функционировании полной фотосинтетической электрон-транспортной цепи и его количественная оценка

3.2.1. Образование пероксида водорода внутри тилакоидной мембраны

3.2.2. Возможные причины образования пероксида водорода в присутствии цитохрома С

3.2.3. Влияние интенсивности света на количество электронов, участвующих в образовании пероксида водорода внутри тилакоидной мембраны

3.3. Участие пула пластохинона в восстановлении кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи

3.3.1. Влияние интенсивности света на скорости поглощения кислорода при функционировании полной фотосинтетической электрон-транспортной цепи и при ингибировании физиологического пути окисления пула пластохинона

3.3.2. Влияние интенсивности света на участие пула пластохинона в восстановлении кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи

3.4. Окисление пула пластохинона после выключения света

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Участие пула пластохинона в восстановлении кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи высших растений»

Актуальность проблемы. Проблема восстановления кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи (ФЭТЦ) хлоропластов высших растений и водорослей возникла после открытия этого явления Мелером (МеЫег, 1951). По мере выяснения состава переносчиков ФЭТЦ и ее структуры становилось все более очевидным, что перенос электронов, поступивших в ФЭТЦ от воды, на кислород - явление неизбежное в кислородной атмосфере Земли: часть переносчиков ФЭТЦ обладают достаточно низкими окислительно-восстановительными потенциалами, чтобы восстановить молекулу 02. За эти годы не раз менялись представления об основной роли, которую этот процесс может играть в хлоропластах. В результате восстановления 02 продуцируются активные формы кислорода (АФК), такие как супероксидный анион-радикал, 02'~, и пероксид водорода, Н202, которые могут играть деструктивную роль. Считается, что в результате переноса электронов на кислород поддерживается электронный транспорт, ведущий к аккумуляции протонов в люмене тилакоидов, обеспечивающей как синтез АТФ, не сопряженный с восстановлением НАДФ+, так и стимуляцию процессов, ведущих к диссипации энергии в антенне (виолаксантиновый цикл); а также происходит окисление переносчиков ФЭТЦ, предотвращающее фотоингибирование и обеспечивающее протекание циклического электронного транспорта вокруг Фотосистемы 1 (ФС1). В последние годы основное внимание уделяется возможной сигнальной функции этого процесса, когда АФК, образующиеся в ФЭТЦ, передают информацию о состоянии ФЭТЦ системам регуляции.

Возможно, что каждая из выше перечисленных функций важна в тех или иных условиях жизни растений. Однако если до сих пор нет общепринятого мнения о реальной важности этих функций, то, прежде всего, потому, что остается неизвестным механизм самого процесса. Довольно рано сложилось представление, что основными восстановителями кислорода в ФЭТЦ выступают компоненты акцепторной части ФС1, которые имеют самые низкие окислительно-восстановительные потенциалы среди переносчиков ФЭТЦ. Существенную роль в восстановлении кислорода приписывали растворимому железо-серному акцептору — ферредоксину, пока не было выяснено, что константа скорости его окисления кислородом невелика. Предполагалось, что восстановление кислорода с образованием АФК происходит и на акцепторной стороне Фотосистемы 2 (ФС2). Одним из вероятных кандидатов является восстановленная молекула феофитина, первичного акцептора электрона в ФС2 (Клеваник с соавт., 1977). Время жизни этого состояния мало при ненасыщенном фотосинтезе, около 200 пс (Shuvalov et al., 1980; Nuijs et al., 1986). Однако, при восстановлении пластохинона (ПХ) происходит накопление анион-радикала феофитин", который может окисляться кислородом (Klimov et al., 1985). Тем не менее, было выяснено, что восстановление кислорода в ФС2 невелико (окислительно-восстановительные потенциалы однократно-восстановленных терминальных акцепторов in situ выше (Petrouleas, Diner, 1987), чем окислительно-восстановительный потенциал пары ОгЮг') и возрастает только при нарушении целостности тилакоидной мембраны (Хоробрых с соавт., 2002). Возможность восстановления кислорода в пуле пластохинона не отрицалась, но отсутствие экспериментальных данных долгое время не позволяло оценить вклад этого переносчика в восстановление кислорода в ФЭТЦ. С другой стороны, весьма близкий к ПХ компонент электрон-транспортной цепи митохондрий, убихинон, уже давно рассматривали как главный продуцент АФК в этих органеллах. Первые убедительные данные о восстановлении кислорода в пуле пластохинона тилакоидов были получены в нашей лаборатории

Khorobrykh, Ivanov, 2002). Были исследованы pH-зависимости этого процесса. Показано, что происходит одноэлектронное восстановление молекул 02 и что непосредственным восстановителем служит пластосемихинон, ПХ,. Однако, многие вопросы остались невыясненными. В какие реакции может вступать супероксид, возникший в пуле пластохинона? Какой вклад в общее восстановление кислорода в ФЭТЦ может вносить пул пластохинона в разных условиях функционирования ФЭТЦ? Как влияет участие пула пластохинона в восстановлении кислорода на функционирование других компонентов ФЭТЦ? Знание механизма участия пула пластохинона в восстановлении кислорода имеет наибольшее значение для понимания хронологически последней из приписываемых этому процессу функций, а именно, продукции АФК как сигнальных молекул. Предположено, что пул пластохинона является частью механизма поддержания баланса между накоплением и детоксикацией АФК (Maciejewskau et al., 2002). В настоящее время известно (Allen, 2002), что окислительно-восстановительное состояние этого пула инициирует целый ряд регуляторных процессов в клетках растений, в частности, активирует работу как хлоропластных, так и ядерных генов. Было высказано предположение, что АФК, образующиеся в пуле пластохинона, могут служить сигналом о состоянии ФЭТЦ системам экспрессии генов (Ivanov, Khorobrykh, 2003).

Цель и задачи работы. Цель работы заключалась в установлении механизма участия пула пластохинона в восстановлении кислорода в ФЭТЦ. Для достижения этой цели в ходе выполнения диссертационной работы решались следующие задачи:

1. Исследовать характеристики восстановления кислорода в пуле пластохинона при ингибировании переноса электронов от пула пластохинона к ФС1;

2. Установить вклад пула пластохинона в восстановление кислорода в ФЭТЦ;

3. Выяснить участие пула пластохинона в образовании конечного продукта восстановления кислорода в тилакоидах, Н202;

4. Исследовать характеристики окисления пула пластохинона в условиях восстановления кислорода в ФЭТЦ.

Научная новизна работы. Впервые был оценен вклад пула пластохинона в общее восстановление кислорода в ФЭТЦ. Было показано, что участие пула пластохинона в восстановлении кислорода зависит от интенсивности света и при высокой интенсивности света составляет 50-70 % от общего восстановления кислорода в ФЭТЦ. Новым результатом, полученным в ходе выполнения работы, является доказательство того, что образование пероксида водорода в ходе восстановления кислорода частично происходит внутри тилакоидной мембраны. При этом с увеличением интенсивности света относительный вклад внутритилакоидного образования пероксида водорода в суммарное образование Н202 увеличивается. Как результат обобщения полученных экспериментальных данных предложена модифицированная схема функционирования ФЭТЦ, которая включает реакции переноса электрона с участием молекул кислорода и супероксида.

Практическая значимость работы. Полученные в диссертационной работе данные позволяют по-новому представить функционирование ФЭТЦ высших растений в кислородной атмосфере, что весьма важно для понимания механизмов устойчивости растений к окислительному стрессу.

Исследование участия пула пластохинона в восстановлении кислорода позволяет лучше понять антиоксидантные функции хинонов в растительных тканях. Учитывая, что АФК выступают как универсальные сигнальные молекулы в клетках в условиях стресса, от которых напрямую зависит функционирование ФЭТЦ, детальное знание механизмов образования АФК в ФЭТЦ важно для направленного конструирования генома растений, более устойчивых к изменениям окружающей среды.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Мубаракшина, Мария Мансуровна

ВЫВОДЫ

1. При восстановлении кислорода в условиях ингибирования переноса электронов от пула пластохинона к Фотосистеме 1 не все образующиеся супероксиды выходят из мембраны: количество супероксидных радикалов, регистрируемых в среде, составляет 10% при рН 6,5 и 40% при рН 7,8 от количества супероксидов, возникающих в процессе восстановления молекул 02.

2. При восстановлении кислорода в условиях функционирования полной электрон-транспортной цепи тилакоидов часть молекул пероксида водорода образуется внутри тилакоидов. Доля потока электронов, участвующих в образовании пероксида водорода внутри тилакоидов, в общем переносе электронов в фотосинтетической электрон-транспортной цепи к кислороду растет с увеличением интенсивности света, достигая 60 % при высокой интенсивности света.

3. Основная часть пероксида водорода, возникающего внутри тилакоидов, образуется внутри тилакоидной мембраны; при высокой интенсивности света в образовании Н202 внутри мембраны принимает участие не менее 40 % потока электронов к кислороду в условиях, когда кислород - единственный электронный акцептор. Образование пероксида водорода в люмене тилакоидов незначительно по сравнению с образованием пероксида водорода в тилакоидах; доля электронов, участвующих в этом образовании, составляет не более 10 % от общего переноса электронов в фотосинтетической электрон-транспортной цепи к кислороду.

4. При низкой интенсивности света участие пула пластохинона в восстановлении кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи невелико, но возрастает с увеличением интенсивности света до 50% при рН 5,0 и до 60-70% при рН 6,5 и 7,8.

5. После прекращения освещения тилакоидов наблюдается двухфазная кинетика появления окисленных молекул ПХ. При этом после освещения светом высокой интенсивности во время первой быстрой фазы появляется 44 % молекул ПХ от общего числа молекул ПХ в пуле пластохинона, а после освещения тилакоидов светом низкой интенсивности - 26 %. Величина быстрой фазы коррелирует со скоростью восстановления кислорода на свету. Сделан вывод о том, что эта фаза наблюдается в результате окисления молекул ПХН2 супероксидами, накопившимися в мембране на свету.

6. Предложена модель восстановления кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи, отличительной чертой которой является кооперативное участие в этом восстановлении Фотосистемы 1 и пула пластохинона, восстановленные молекулы которого (ПХН2) восстанавливают супероксидные анион-радикалы, генерируемые как в Фотосистеме 1, так и в пуле пластохинона, с образованием пероксида водорода внутри тилакоидной мембраны.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Схема восстановления кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи

На основе полученных данных нами предложена схема функционирования ФЭТЦ, в которой имеется два участка восстановления 02 до , акцепторная сторона ФС1 и пул пластохинона (рис. 21). от на на $ ц* Л 4* » * Ж poh,+oi" vqhj^jp^

PQHj+C^f \

•i-1

2PQH [ t*

PQHj-PQ

Pc —Pc-HX),

Рис. 21. Схема восстановления кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи при низкой (А) и высокой (Б) интенсивностях света.

Мы считаем, что основными восстановителями 02 до 02*~ являются акцепторы ФС1. В работах Asada с соавт. (1974, 1988, 2004) приводятся данные, свидетельствующие в пользу того, что восстановление кислорода на этом участке и, соответственно, образование супероксида происходит внутри мембраны. Наше главное предположение состоит в том, что образующиеся внутри мембраны супероксиды восстанавливаются молекулами пластогидрохинона.

Схема на рис. 21 учитывает описанные выше наши экспериментальные результаты, а именно: при увеличении интенсивности действующего света 1) увеличивается восстановление кислорода в ФЭТЦ (рис. 12, 13, 14); 2) большее число образующихся супероксидов остается внутри тилакоидов (рис. 12); 3) увеличивается вклад пластохинона в общее восстановление кислорода в ФЭТЦ (рис. 14); 4) возрастает восстановление кислорода в ФС 1 (рис. 14); 5) возрастает доля электронов, участвующих в образовании пероксида водорода внутри мембраны (Таблица 5); 6) возрастает вклад быстрой фазы в общее окисление пула пластохинона после освещения (рис. 19).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Мубаракшина, Мария Мансуровна, 2006 год

1. Ананьев Г.М., Климов В.В. (1988) Фотообразование связанной перекиси водорода на донорной стороне фотосистемы 2. ДАН СССР, т. 298, с. 1007-1011.

2. Афанасьев И.Б. (1979) Анион-радикал кислорода 02* в химических и биохимических процессах. Успехи химии, т. 48, с. 977-1014.

3. Афанасьев И.Б. (1984) Свободные радикалы и процессы жизнедеятельности. В кн. Кислородные радикалы в химии и биологии. Наука и техника, Минск, с. 19-29.

4. Бекина P.M., Лебедева А.Ф., Шувалов В.А. (1976) Нечувствительное к диурону восстановление кислорода в фотосистеме 2 в присутствии кремниевомолибденовой кислоты. ДАН СССР, т. 231, С. 739-742.

5. Владимиров Ю.А., Азизова O.A., Деев А.И., Козлов A.B., Осипов А.Н., Рощупкин Д.И. (1991) В кн: Свободные радикалы в живых системах, с. 251.

6. Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. (1972) Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, с. 1-252.

7. Денисов Е.Т. (1971) Константы скорости гемолитических жидкофазных реакций. Изд. Наука, с. 128-171.

8. Застрижная О.М., Хоробрых A.A., Христин М.С., Климов В.В. (1997) Фотообразование пероксида водорода на акцепторной стороне ФС II. Биохимия, т. 62, с. 419-425.

9. Иванов Б.Н., Поваляева Т.В. (1979) Псевдоциклический транспорт электронов при фотовосстановлении НАДФ1 изолированными хлоропластами гороха. Физиол. Растений, т. 26, с. 276-282.

10. Иванов Б.Н. (1998) Восстановление кислорода в хлоропластах и аскорбатный цикл. Биохимия, т. 63, с. 165-170.

11. Иванов Б.Н., Редько Т.П., Шмелева B.JL, Мухин E.H. (1980) Участие ферредоксина в псевдоциклическом электронном транспорте в изолированных хлоропластах гороха. Биохимия, т. 45, с. 1425-1432.

12. Иванов И.И. (1981) Миграция свободного радикала в реакциях окисления мембранных липидов и процессах трансмембранного переноса ионов и электрона. Науч. докл. высш.шк., Биол. н., т. 5, с. 16-24.

13. Клеваник A.B., Климов В.В., Шувалов В.А., Красновский A.A. (1977) Фотовосстановление феофитина в световой реакции ФС2 высших растений. Докл АН, т. 236, с. 241-244.

14. Красновский A.A., мл. (1986) Синглетный кислород в фотосинтезирующих организмах. Ж. Всес. Химич. О-ва, т. 31, с. 562-567.

15. Красновский A.A., мл. (1988) Механизм образования и роль синглетного кислорода в фотобиологических процессах. В кн. Молекулярные механизмы биологического действия оптического излучения. М.: Наука, с. 23-41.

16. Мерзляк М.Н. (1989) Активированный кислород и окислительные процессы в мембранах растительной клетки. Итоги Науки и Техн., ВИНИТИ, сер. Физиология Растений, т. 6, с. 1-168.

17. Мерзляк М.Н., Соболев A.C. Роль супероксидных анион-радикалов и синглетного кислорода в патологии мембран. Итоги Науки и Техн., ВИНИТИ, сер. Биофизика, 5,118-165.

18. Мецлер Д. (1980) Биохимия. М.: Мир, т. 3, с. 460.

19. Михайлик О.М., Шевченко А.И., Островская JI.K. (1988) Образование супероксидных анион-радикалов хлоропластами: норма и патология. В сб. Кислородные радикалы в химии, биологии и медицине. Мед. Ин-т, Рига, с. 253-272.

20. Редько Т.П., Шмелева В.Л., Иванов Б.Н., Мухин E.H. (1982) Биохимия, т. 47, с. 1695-1699.

21. Ременников В.Г.и Самуилов В.Д. (1980) Взаимодействие компонентов фотосинтетической цепи переноса электронов Phodospirillum rubrum с кислородом. ДАН СССР, т. 52, с. 491-494.

22. Своллоу А. (1976) Радиационная химия. М.: Атомиздат, с. 278.

23. Хоробрых С.А., Хоробрых A.A., Климов В.В., Иванов Б.Н. (2002) Фотопоглощение кислорода в препаратах фотосистемы 2 при повреждении водоокисляющего комплекса. Биохимия, т. 67, с. 823-829.

24. Шалыго Н.В. (2001) Порфириногенез растений: механизмы индукции, регуляция и генерация фотодинамических процессов. Автореф. дисс. д-ра биол. наук: 03.00.02; 03.00.04, Институт фотобиологии HAH Беларуси, Минск, с. 42.

25. Шувалов В.А., Климов В.В., Красновский A.A. (1976) Исследование первичных фотопроцессов в легких фрагментах хлоропластов. Молекуляр. биология, т. 10, стр. 326-339.

26. Шувалов В.А., Красновский A.A. (1975) Изучение фотовосстановления кислорода хлоропластами методом хемилюминесценции люминола и хлорофилла. Биофизика, т. 40, с. 358366.

27. Шувалов В.А., Красновский A.A. (1981) Фотохимический перенос электрона в реакционных центрах фотосинтеза. Биофизика, т. 26, с. 544556.

28. Adam W., Baader W.J., Cilento G. (1986) Enols of aldehydes in peroxidase promoted generation of excited triplet species. Biochem. Biophys. Acta, vol. 881, p. 330-336.

29. Allen J.F. (1977) In: Superoxide and Superoxide Dismutase (Michelson A.M., McCord J.M., Fridovich I., eds), Academic Press, New-York, p. 417-436.

30. Allen J. (2002) Plastoquinone redox control of chloroplast thylakoids protein phosphorylation and distribution of excitation energy between photosystems. Photosyn. Res., vol. 73, p. 139-148.

31. Allen J.F., Hall D.O. (1973) Superoxide reduction as a mechanism of ascorbate stimulated oxygen uptake by isolated chloroplasts. Biochem. Biophys. Res. Commun., vol. 52, p. 856-862.

32. Allen J.F, Pfannschmidt T. (2000) Phil. Trans. Roy. Soc. London. B., vol. 355,p. 1351-1359.

33. Amesz J. (1973) Biochim. Biophys.

34. Ananyev G., Renger G., Wacker U., Klimov V. (1994) The photoproduction of superoxide radicals and the superoxide dismutase activity of photosystem II. The possible involvement of cytochrome b559. Photosynth. Res., vol. 41, p. 327-338.

35. Anderson J.M. (1975) The molecular organization of chloroplast thylakoids. Biochim. Biophys. Acta, vol. 416, p. 191-235.

36. Anderson J.M., Boardman N.K. (1966) Fractionation of the photochemical systems of photosynthesis. Ibid., vol. 112, p. 403-421.

37. Anderson I.M., Waldron J.C., Thorne S.W. (1978) Chlorophyll-protein complexes of spinach and barley thylakoids. FEBS lett., vol. 92(2), p. 227-233.

38. Andreasson L.-E., Vanngard T. (1988) Electron transport in photosystem I and II. Ann. Rev. Plant, Physiol. Plant. Mol. Biol., vol. 39, p. 379-411.

39. Aryan A.P. and Wallace W. (1985) Biochem. Biophys. Acta, vol. 827, p. 215-220.

40. Asada K. (1980) Formation and scavenging of superoxide in chloroplasts, with relation to injury by sulfur dioxide. In: Studies on the Effects of Air Pollutants and Mechanisms of Phototoxicity, Res. Rep. natl. Inst. Environ. Studies (Japan), p. 165-180.

41. Asada K (1988) Superoxide Dismutase. In: Metalloproteins (Otsuka S, Yamanaka T, eds), Elsevier, Amsterdam, c. 91.

42. Asada K. (1994) Production and action of active oxygen species in photosynthesis tissues. In: Causes of Photooxidative Stress and Amelioration of Defense systems in Plants (Edited by Christine H. Foyer and Philip M. Mullineaux), CRC Press, p. 78-104.

43. Asada K. (1999) The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygen and dissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., vol. 50, p. 601-639.

44. Asada K. (2000) The water-water cycle as alternative photon and electron sinks. Philosophical Transactions Biol. Sciences, London, vol. 355, p. 14191431.

45. Asada K., Kanematsu S. (1976) Agric. Biol. Chem., vol. 40, p. 1891-1892.

46. Asada K., Kiso K., Yoshikawa K. (1974) Univalent reduction of molecular oxygen by spinach chloroplasts on illumination. J. Biol.Chem., vol. 249, p. 2175-2181.

47. Asada K. and Nakano Y. (1978) Affinity for oxygen in photoreduction of molecular oxygen and scavenging of hydrogen peroxide in spinach chloroplasts. Photochem. Photobiol., 28, 917-920.

48. Asada K., Takahashi M. (1971) in Photosynthesis and Photorespiration (Hatch M.D., Osmond C.B., Slatyer R.O., eds.), Wiley, New York NY, p. 387393.

49. Asada K., Takahashi M. (1987) Production and scavenging of active oxygen in photosynthesis. In: Photoinhibition (Kyle, D.J., Osmond, C.B., and Arntzen, C.J., eds), Elsevier, Amsterdam, p. 227-287.

50. Asada K., Yoshikawa K., Takahashi M., Maeda Y., Enmanji K. (1975) Superoxide dismutase from a blue-green alga, Plectoneme boryanum. J.Biol.Chem., vol. 250, p. 2801-2807.

51. Aust S.D., Morehouse L.A., Thomas C.E. (1985) Role of metals in oxygen radical reactions. J. Free Rad. Biol. Med., vol. 1, p. 3-25.

52. Badger M.R. (1985) Photosynthetic oxygen exchange. Ann. Rev. Plant Physiol., vol. 36, p. 27-53.

53. Barber J. (1987) Photosynthetic reaction centers: a common link. Trends Biochem. Sci., vol. 12(3), p. 321-326.

54. Barber J., Andersson B. (1992) Too much of a good thing: light can be good and bad for photosynthesis. Trends Biochem. Sci., vol. 17, p. 61-66.

55. Barber J., Chapman D.J., Telfer A. (1987) Characterization of a PS II reaction centre isolated from the chloroplasts of Pisuin sativum. FEBS lett., vol. 220(1), p. 67-73.

56. Bassi R., Simpson D. (1987) The organization of photosystem II chlorophyll-protein. Ed. J. Biggins. Netherlands: Martinus Nljhoff. Publ., vol. 2, p. 81-88.

57. Bassi R., Simpson D. (1987) Chlorophyll-protein complexes of barley photosystem I. Eur. J. Biochem., vol. 163(1), p. 221-230.

58. Bast A., Haenen G.R.M. (1986) Cytocrome P-450 and glutathione: What is the significance of their interactionship in lipid peroxidation. Trends Biochem. Sci., vol. 9, p. 510-513.

59. Bennet J., Shaw E.K., Bakr S. (1987) Phosphorylation of thylakoid proteins and synthetic peptide analogs. FEBS lett., vol. 210(1), p. 22-26.

60. Borg D.C., Fajer J., Felton R.H., Dolphin D. (1970) The 7i-cation radical of chlorophyll a. Proc. Nat. Acad. Sci. US, vol. 67, p. 813-820.

61. Boveris A, Cadenas F. (1982) Production of superoxide radicals and hydrogen peroxide in mitochondria. In: Superoxide and Superoxide Dismutase (ed. Oberly L.), CRS Press, Boca Raton, p. 15-30.

62. Breton J. (1982) The 696 nm fluorescence (F 695) of chloroplasts at low temperature is emitted from the primary acceptor of photosystem II. FEBS lett., vol. 147(1), p. 16-20.

63. Bricher T.M., Pakrasi H.B., Sherman L.A. (1985) Characterization of a spinach photosystem II core preparation isolated by a simplified method. Arch. Biochem. Biophys., vol. 237(1), p. 170-176.

64. Bushnell G.W., Louie G.V., Brayer G.D. (1990) High-resolution three-dimensional structure of horse heart cytochrome c. J. Mol. Biol., vol. 214, p. 585-595.

65. Byczkowsky J.Z., Gessener T. (1988) Biological role of superoxide ion-radical. Int. J. Biochem., vol. 20, p. 569-580.

66. Camm E.L., Green B.R. (1983) Relationship between the two minor chlorophyll-« protein complexes and the photosystem II reaction center. Biochim. Biophys. Acta, vol. 724(1), p. 291-293.

67. Canvin D.T., Berry J.A., Badger M.R., Fock H., Osmond C.B. (1980) Oxygen exchange in leaves in the light. Plant Physiol., vol. 66, p. 302-307.

68. Chapman D.J., Barber J. (1989) Properties and stability of the isolated photosystem two reaction center. Physiol. Plant, vol. 76(3), p. 142-151.

69. Cheniae G.M., Martin I.F. (1970) Sites of function of manganese within photosystem II. Biochim. Biophys. Acta, vol. 197, p. 219-239.

70. Chevion M., Narok T., Glaser G., Mager J. (1982) Eur. J. Biochem., vol. 127, p. 405-409.

71. Chitnis P.R., Xu Q., 1995; Chitnis V.P., Nechushtai R. (1995) Function and organization of photosystem I polypeptides. Photosynth. Res., vol. 44(1), p. 2340.

72. Chow W.S. (1984) The extent to which the spatial separation between Photosystems I and II associated with granal formation limits noncyclic electron flow in isolated lettuce chloroplasts. Arch. Biochem. Biophys., vol. 232, p. 162171.

73. Cleland R.E., Grace S.C. (1999) Voltammetric detection of superoxide production by photosystem II. FEBS Lett., vol. 457, p. 348-352.

74. Cohen G. (1987) The Fenton reaction. In: Hanbook of Methods for Oxygen Radical Research (Greenwald R.A. ed.), CRS Press Inc., Boca Raton, c. 55-64.

75. Coleman W.J., Govindjee, Gutowsky H.S. (1987) Involvement Ca2+ and CI" binding to the oxygen evolving complex of photosystem II. Progress in photosynthesis research, vol. 1, p. 629-632.

76. Crystall B., Booth P.J., Klug D.R. (1989) Resolution of a long lived fluorescence component D1/D2/ cytochrome b-559 reaction centers. FEBS lett., vol. 249(1), p. 75-78.

77. Czapski G. (1971) Radiation chemistry of oxygenated aqueous solution. Rev. Phys. Chem., vol. 22, p. 171-208.

78. Danielius R.V., Satoh K., Van Kan P.J.M. (1987) The primary reaction in the photosystem II Dl/D2-cytochrom ¿-559 complex. FEBS lett., vol. 213 (2), p. 241-244.

79. De Vitry C., Wollman F.-A., Delapilaire P. (1984) Function of the photosystem II reaction center in Chlamydomonas reinhardtii. Biochim. Biophys. Acta, vol. 767(3), p. 415-422.

80. Döring G.H., Stiehl H.H., Witt H.T. (1967) A second chlorophyll reaction in the electron chain of photosynthesis registration by the repetitive excitation technique. Ibid. Bd. 22b., p. 639-644.

81. Elstner E.F. (1982) Oxygen activation and oxygen toxicity. Ann. Rev. Plant Physiol., vol. 33, p. 73-96.

82. Elstner E.F., Frommeyer D. (1978) Production of hydrogen peroxide by photosystem II of spinach chloroplast lamellae. FEBS. Lett., vol. 86, p. 143-146.

83. Elstner E.F., Kramer R. (1973) Role of the superoxide free radical ion in photosynthetic ascorbate oxidation and ascorbate-mediated photophosphorylation. Biochim. Biophys. Acta, vol. 314, p. 340-350.

84. Elstner E.F., Wildner G.F., Heupel A. (1976) Arch. Biochem. Biophys., vol. 173, p. 623-630.

85. Emerson R., Arnold W. (1932) The photochemical reaction in photosynthesis. J. Gen. Phys., vol. 16, p. 191-205.

86. Emerson R., Chalmers R., Cederstrand C. (1957) Some factors influencing the long-wave limit of photosynthesis. Proc. Nat. Acad. Sci. US, vol. 234, p. 381-389.

87. Farrington J.A., Ebert M., Land E.J., Flatcher K. (1973) Biochem. Biophys. Acta, vol. 314, p. 372-381.

88. Fee J.A., Valentine J.S. (1977) Chemical and physical properties of superoxide. In Superoxide and superoxide dismutases. London, Academic press, p. 19-60.

89. Foote C.S. (1976) in Free Radicals in Biology, Academic Press, New York NY, vol. II (Pryor W.A., ed.) p. 85-133.

90. Foote C.S. (1979) in Singlet Oxygen (Wassermann H.H. and Murray R.W., eds.), Academic Press, New York NY, p. 139-171.

91. Foyer C., Lelandais M. (1996) A comparison of the relative rates of transport of ascorbate and glucose across the thylakoid, chloroplast and plasmolemma membranes of pea leaf mesophyll cells. J. Plant Physiol., vol. 148, p. 391-398.

92. Foyer C., Rowell J., Walker D. (1983) Measurement of ascorbate content of spinach leaf protoplasts during illumination. Planta, vol. 157, p. 239-244.

93. Fridovich I. (1983) Superoxide radical: an endogenous toxicant, rev. Pharmacol. Toxicol., vol. 23, p. 239-257.

94. Fucci L., Oliver C.N., Coon M.J., Stadtman (1983) Proc. Natl. Acad. Sci., vol. 80, p. 1521-1525.

95. Furbank R.T., Badger M.R. (1983) Oxygen exchange associated with electron transport and photophosphorylation in spinach thylakoids. Biochim. Biophys. Acta, vol. 723, p. 400-409.

96. Gebicki J.M., Bielski B.H.J. (1981) Comparison of the capacities of the perhydroxyl and superoxide radicals to initiate chain oxidation of linoleic acid. J. Amer. Chem. Soc., vol. 103, p. 7020-7027.

97. Goetze D.C., Carpentier R. (1994) Ferredoxin-NADP+ reductase is the site of oxygen reduction in pseudocyclic electron transport. Can. J. Bot., vol. 72, p. 256-260.

98. Golbeck J.H. (1992) Structure and function of photosystem I. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., vol. 43, p. 293-324.

99. Golbeck J.H., Mehari T., Parrett K.G., Ikegami I. (1988) Reconstitution of the photosystem I complex from P700 and Fx-containing reaction center core protein and the Fa/Fb protein. FEBS lett., vol. 240(1), p. 9-14.

100. Golbeck J.H., Radmer R. (1984) Is the rate oxygen uptake by reduced ferredoxin sufficient to account for photosystem I-mediated O2 reduction? Adv. Photosynth. Res. The Hague.M.NiJhoff/Dr. W. JunkPubl., vol. 1, p. 561-564.

101. Gounaris K., Barber J. (1985) Isolation and characterization of photosystem II reaction center lipoprotein complex. FEBS lett., vol. 188(2), p. 68-72.

102. Green M.R., Hill H.A.O. (1984) Methods in Enzymology, vol. 105, p. 3-22. Gus'kova R.A., Ivanov I.I., Kol'tover V.K. (1984) Permeability of bilayer lipid membranes for superoxide radicals. Biochem. Biophys. Acta, vol. 778, p. 579-585.

103. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. (1984) Oxygen toxicity, oxygen radicals, transition metals and disease. Biochem. J., vol. 219, p. 1-14.

104. Halliwell B., Gutteridge J.M.C.(1985) Free Radicals in Biology and Medicine. Claredon Press, Oxford, p. 1-259.

105. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. (1986) Arch. Biochem. Biophys., vol. 246, p. 501-514.

106. Hauska G., Hurt E., Gabellini N., Lockau W. (1983) Comparative aspects of quinol-cytochrome c/plastocyanin oxidoreductases. Biochim. Biophys. Acta, vol. 726, p. 97-133.

107. Herrmann R.G., Alt j., Schiller B. (1984) Nucleotide sequence of the gene for apocytochrome b-559 on the spinach plastid chromosome. FEBS lett., vol. 176(2), p. 239-344.

108. Hiyama T., Ke B. (1971) A new photosynthetic pigment P430: Its possible role as the primary electron acceptor of photosystem I. Proc. Nat. Acad. Sci. US, vol. 68, p. 1010-1013.

109. Hormann H., Neubauer C., Asada K., Schreiber U. (1993) Intact chloroplasts display pH optimum of 02-reduction in the absence of methyl viologen: Indirect evidence for a regulatory role of superoxide protonation. Photosynth. Res., vol. 37, p. 69-80.

110. Hosein B., Palmer G. (1983) The kinetics and mechanism of reaction of reduced ferredoxin by molecular oxygen and its reduced products. Biochem. Biophys. Acta, vol. 723, p. 383-390.

111. Jennings R.C., Garlaschi F.M., GerolaP.D., Forti G. (1979) Partition zone penetration by chymotrypsin, and the localization of the chloroplast flavoprotein and Photosystem II. Biochim. Biophys. Acta, vol. 546, p. 207-219.

112. Jennings R.C., Garlaschi F.M., Gerola P.D. (1983) A study on the lateral distribution of the plastoquinone pool with respect to photosystem II in stackedand unstacked spinach chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta, vol. 722, p. 144149.

113. Jones D.P. (1985) The role of oxygen concentration in oxidative stress: hypoxic and hyperoxic models. In: Oxidative Stress (ed. Sies H.), Academic Press, New-York, p. 151-195.

114. Kaiser W. (1979) Reversible inhibition of the Calvin cycle and activation of oxidative pentose phosphate cycle in isolated intact chloroplasts by hydrogen peroxide. Planta, vol. 145, p. 377-382.

115. Kano Y., Fridovich I. (1982) Superoxide radical inhibits catalase. J. Biol. Chem., vol. 257, p. 5751-5754.

116. Kanofsky J.R. (1983) J. Am. Chem. Soc., vol. 108, p. 2977-2979.

117. Ke B., Hansen K.E., Beinert H. (1973) Oxidation-reduction potentials of bound iron-sulfur proteins of photosystem II. Proc. Nat. Acad. Sci. US., vol. 70, p. 2941-2945.

118. Ke B., SugaharaK., Shaw E.R. (1975) Further purification of "triton subchloroplast fraction 1". Ibid., vol. 408, p. 12-25.

119. Khan A.U., Gebauer P., Hager L.P. (1983) Chloroperoxidase generation of singlet 'Ag molecular oxygen observed by spectroscopy in the 1 to 1.6 |j.m region. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 80, p. 5195-5197.

120. Khorobrykh S.A., Ivanov B.N. (2002) Oxygen reduction in a plastoquinone pool of isolated pea thylakoids. Photosyn. Res., vol. 71, p. 209-219.

121. Khorobrykh S., Mubarakshina M., Ivanov B. (2004) Biochim. Biophys. Acta, vol. 1657, p. 164-167.

122. Klimov VV, Ananyev GM, Zastrizhnaya OM, Wydrzynski T, Renger G (1993) Photoproduction of hydrogen peroxide in photosystem II membrane fragments. A comparison of four signals. Photosynth. Res., vol. 38, p. 409-416.

123. Klimov V.V., Shuvalov V.A., Heber U. (1985) Photoreduction of pheophytin as a result of electron donation from the water-splitting system to photosystem II reaction centers. BBA, vol. 809, p. 345-350.

124. Knaff D.B., Malkin R. (1973) The oxidation-reduction potentials of electron carriers in chloroplast photosystem I fragments. Arch. Biochem. Biophys., vol. 159, p. 555-562.

125. Knaff D.B., Malkin R. (1978) The primary reaction of chloroplast photosystem II. Curr. Top. Bioenerg., vol. 7, p. 139-172.

126. Kobayashi K., Tagawa S., Sano S., Asada K. (1995) A direct demonstration of the catalytic action of monodehydroascorbate reductase by pulse radiolysis. J. Biol. Chem., vol. 270, p. 27551-27554.

127. Kochubey S.M, Sytnik S.k., Shadchina T.M. (1983) Two chloroplast pigment-protein which may belong to photosystem II reaction center. Photosynthetica, vol. 17(3), p. 450-453.

128. Kok B. (1956) On the reversible absorption change at 705 nm in photosynthetic organisms. Biochim. Biophys. Acta, vol. 22, p. 399-401.

129. Kramer, D.M., and Crofts, A.R. (1994) Biochim. Biophys. Acta, vol. 1184, p.193-201.

130. Maciejewska U., Polkowska-Kowalczyk L., Swiezewska E., Szkopinska A. (2002) Acta Biochim. Pol., vol. 49, p. 775-780.

131. Mano J., Hideg E, Asada K. (2004) Arch. Biochem. Biophys., vol. 429, p. 71 -80.

132. Matheson I.B.C., Etheridge R.D., Kratowich N.R. and Lee J. (1975) Photochem. Photobiol., vol. 21, p. 165-171.

133. McCauley S., Melis A. (1986) Quantitation of plastoquinone photoreduction in spinach chloroplasts, Photosyn. Res., vol. 8, p. 3-16.

134. Mehler A.C. (1951) Studies on reactions of illuminated chloroplasts. I. Mechanism of the reduction of oxygen and other Hill reagents. Arch. Biochem. Biophys., vol. 33, p. 65-77.

135. Mehler A.H., Brown A.H. (1952) Studies on reactivities of illuminated chloroplasts. III. Simultaneous photoproduction of and consumption of oxygen studied with oxygen isotopes. Arch. Biochem. Biophys., vol. 38, p. 365-370.

136. Melis A. and Brown J.S. (1980) Stoichiometry of system I and system II reaction centers and of plastoquinone in different photosynthetic membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, vol. 77, p. 4712-4716.

137. Mikami B., Ida S. (1986) Plant Cell Physiol., vol. 27, p. 1013-1021.

138. Mitchell P. (1968) Chemiosmotic coupling and energy transduction. Bodmia; Cornwall: Glynn, p. 111.

139. Miyake C., Schreiber U., Hormann H., Sano S., Asada K. (1998) The FADenzyme monodehydroascorbate radical reductase mediates photoproduction of superoxide radical in spinach thylakoids membranes. Plant Cell Physiol., vol. 39, p. 821-829.

140. Muhlethaler K. (1971) The ultrastructure of plastids. Structure and function of chloroplasts. Ed. M. Gibbs., N.Y.: Springer, p. 7-43.

141. Mullet J.E., Burke J.J., Arntzen C.J. (1980) Chlorophyll-proteins of photosystem I. Plant Physiol., vol. 65(5), p. 814-822.

142. Nakano M., Takayama K., Shimizu Y., Tsuji Y., Inaba H., Migita T. (1976) J. Am. Chem. Soc., vol. 98, p. 1974-1975.

143. Nakatani H.Y. (1983) Correlation of the low temperature 695 nm fluorescence emission with reaction center of PS II (CP 47). Ed. Y. Ionone. -Tokyo. Acad. Press., p. 49-54.

144. Nanba O., Satoh K. (1987) Isolation of a photosystem II reaction center consisting of D1 and D2 polypeptides and cytochrome ¿-559. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, vol. 84(1), p. 209-212.

145. Nelson N., Nelson H., Racker E. (1972) Photochem. Photobiol., vol. 16, p. 481-489.

146. Noctor G., Foyer C.H. (1998) Ascorbate and glutathione: Keeping active oxygen under control. Ann. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol., vol. 49, p. 249-279.

147. Nuijs A.M., Van Gorkom H.J., Plifter J.J., Duysens L.N. (1986) Primary charge separation and excitation of chlorophyll a in photosystem II particles from spinach as studied by picosecond absorbance differential spectroscopy. BBA, vol. 848, p. 167-175.

148. Pericval M.P., Dodge A.D. (1983) Plant Sci. Lett., vol. 29, p. 255-264. Petrouleas, Diner. (1987) BBA, p. 126-137.

149. Rabinovitch H.D., Fridovich I. (1983) Superoxide radical superoxide dismutases and oxygen toxicity in plants. Photochem. Photobiol., vol. 37, p. 679-690.

150. Rich P.R. (1985) Mechanisms of quinol oxidation in photosynthesis. Photosynth. Res., vol. 6, p. 335-348.

151. Robinson J.M. (1988) Does 02 photoreduction occur within chloroplasts in vivo? Physiol. Plant, vol. 88, p. 666-680.

152. Rodgers M.A.J, and Snowden P.T. (1982) J. Am. Chem. Soc, vol. 104, p. 5541-5543.

153. Rose P.A. (2001) Free radicals in biology and medicine. Student paper, vol. 77, p. 222-223.

154. Rutherford A.W., Krieger-Liszkay A. (2001) Herbicide-induced oxidative stress in photosystem II. Trends in Biochem. Sciences, vol. 26 (11), p. 648-653.

155. Sano S., Miyake C., Mikami B., Asada K. (1995) Molecular characterization of monodehydroascorbate radical reductase from cucumber highly expressed in Escherichia coli. J. Biol. Chem., vol. 270, p. 21354-21361.

156. Satoh K. (1985) Protein-pigments and photosystem II reaction center. Photochem. Photobiol., vol. 42(6), p. 845-853.

157. Satoh K., Nakatani H.Y., Steinback K.E. (1983) Polypeptide composition of a photosystem II core complex. Biochim. Biophys. Acta, vol. 724(1), p. 142150.

158. Schreiber U., Reising H., Neubauer C. (1991) Contrasting pH optima of light-driven O2- and H202-reduction in spinach chloroplasts as measured via chlorophyll fluorescence. Z. Naturforsch., vol. 46, p. 173-181.

159. Schubert W.D., Klukas O., Saenger W., Witt H.T., Fromme P., Kraub N. (1998) A common ancestor for oxygenic and anoxygenic photosynthetic systems. J. Mol. Biol., vol. 280(2), p. 297-314.

160. Setif P., Mathis P. (1980) The oxidation-reduction potentials of P700 in chloroplast lamellae and subchloroplast particles. Arch. Biochem. Biophys., vol. 204, p. 477-485.

161. Shibata H., Ochiai H., Kawashima T., Okamoto T., Inamura I. (1986) Biochim Biophys. Acta, vol. 852, p. 175-182.

162. Shimizu N., Kobayashi K., Hayashi K. (1984) The reaction of superoxide radical with catalase. J. Biol. Chem., vol. 259, p. 4414-4418.

163. Shuvalov V.A., Klimov V.V., Dolan E., Parson W.W., Ke B. (1980) Nanosecond fluorescence and absorbance changes in photosystem II at low redox potential. FEBS Lett., vol. 118, p. 279-282.

164. Stadtman E.R. (1986) TIBS, vol. 11, p. 11-12.

165. Suzuki R., Fujita Y. (1977) Plant Cell Physiol., vol. 18, p. 625-631.

166. Takahama U. (1979) Plant Cell Physiol., vol. 20, p. 213-218.

167. Takahama U, Nishimura M. (1975) Plant Cell Physiol, vol. 16, p. 737748.

168. Takahama U, Nishimura M. (1976) Plant Cell Physiol, vol. 18, p. 111118.

169. Takahashi M, AsadaK. (1982) J. Biochem, vol. 91, p. 889-896.

170. Takahashi M, Asada K. (1983) Superoxide anion permeability of phospholipid membranes and chloroplast thylakoids. Arch. Biochem. Biophys, vol. 226, p. 558-566.

171. Takahashi M, Asada K. (1988) Superoxide production in aprotic interior of chloroplast thylakoids. Arch. Biochem. Biophys, vol. 267, p. 714-722.

172. Tang X.-S, Satoh K. (1984) Characterization of 47-kilodalton chlorophyll-binding polypeptide (CP-47) isolated from a photosystem II core complex. Plant and Cell Physiol, vol. 25(6), p. 935-945.

173. Tang X.-S, Satoh K. (1985) The oxygen-evolving photosystem II core complex. FEBS lett, vol. 179(1), p. 60-64.

174. Thornber J.P. (1975) Chlorophyll-proteins: Light-harvesting and reaction center components of plants. Ann. Rev. Plant. Physiol, vol. 28, p. 127-158.

175. Thornber J.P, Albert R.S, Hunter F.A. (1977) The organization of chlorophyll in the plant photosynthetic unit. Brookhaven Symp. Biol, vol. 28, p. 132-148.

176. Turconi S, Weber N, Schweitzer G, Stromann H, Holzwarth A.R. (1994) Energy transfer and charge separation kinetics in photosystem I. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1187(1), p. 124-134.

177. Vladimirov Yu. A. (1986) Free Radicals, aging and degenerative diseases. Allan R. Liss, Inc., p. 141-195.

178. Webber A.N., Packman L., Chapman D.J. (1989) A fifth chloroplast-encoded polypeptide is present in the photosystem II reaction centre complex. FEBS lett., vol. 242(2), p. 259-262.

179. Wefers H. (1987) Singlet oxygen in biological systems. Bioelectrochem. Bioenerg., vol. 18, p. 91-104.

180. Wildner C.F. (1981) The effect of oxygen on ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase and oxygenase. Ber. Dtsch. Bot. Ges., vol. 94, p. 151-160.

181. Witt H.T., Rumberg B., Jung W. (1969) Evidence for the coupling of electron transfer, field changes proton translocation and phosphorylation in photosynthesis. Progress in photosynthesis researches. Ed. H. Metzner. Tubingen, p. 1361-1373.

182. Wollman F.A., Minai L., Nechushtai R. (1999) The biosynthesis and assembly of photosynthetic proteins in thylakoid membranes. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1411(1), p. 21-85.

183. Yamada Y., Itoh N., Satoh K. (1985) A versatile chromatographic procedure for purifying PS II reaction center complex from digitionin extracts of spinach thylakoids. Plant and Cell Physiol., vol. 26(7), p. 1263-1285.

184. Yamada Y., Tang X.-S., Itoh S., Satoh K. (1987) Purification and properties of an oxygen-evolving photosystem II reaction center complex from spinach. Biochim. Biophys. Acta, vol. 891(1), p. 129-137.

185. Yamamoto H.Y., Vernon L.P. (1969) Characterization of a partially purified photosynthetic reaction center from spinach chloroplasts. Biochemistry, vol. 8, p. 4131-4137.

186. Yamashita T., Butler W.L. (1969) Plant Physiol., vol. 44, p. 1342-1346.

187. Youngman R.J. (1984) TIBS, vol. 9, c. 280-283.