Восстановление кислорода в электрон-транспортной цепи хлоропластов высших растений: роль ферредоксина и мембраносвязанных переносчиков электронов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Козулева, Марина Алексеевна

• Козулева, Марина Алексеевна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Козулева, Марина Алексеевна

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. ОРГАНИЗАЦИЯ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ ЭЛЕКТРОН-ТРАНСПОРТНОЙ ЦЕПИ ВЫСШИХ РАСТЕНИЙ

1.1.1. Общие представления о фотосинтезе

1.1.2. Общий план строения

1.1.3. Фотосистема

1.1.4. Переносчики электрон-транспортной цепи между двумя фотосистемами

1.1.5. Фотосистема

1.1.6. Ферредоксин и Ферредоксин-НАДФ+ оксидоредуктаза

1.2. ВОССТАНОВЛЕНИЕ КИСЛОРОДА В ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ ЭЛЕКТРОН-ТРАНСПОРТНОЙ ЦЕПИ

1.2.1. Реакция Мелера, или восстановление кислорода компонентами фотосинтетической электрон-транспортной цепи

1.2.2. Свойства супероксидного анион-радикала и перекиси водорода

1.2.3. Пути восстановления кислорода компонентами фотосинтетической электрон-транспортной цепи

1.2.3.1. Восстановление кислорода мембранными компонентами цепи

1.2.3.2. Восстановление кислорода стромальными компонентами хлоропласта

1.2.4. Детоксикация активных форм кислорода, образованных в хлоропластах

1.2.4.1. Антиоксидантные системы стромы

1.2.4.2. Антиоксидантные системы тилакоидной мембраны

1.2.5. Значение восстановления кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. ВОССТАНОВЛЕНИЕ КИСЛОРОДА В ПРИСУТСТВИИ

ФЕРРЕДОКСИНА

3.1.1. Окислительно-восстановительные превращения ферредоксина при освещении суспензии тилакоидов в его присутствии

3.1.2. Определение общей скорости электронного транспорта

3.1.2.1. Определение с помощью измерения кислородного обмена

3.1.2.2. Определение с помощью измерения параметров флуоресценции хлорофилла

3.1.3. Восстановление кислорода в суспензии тилакоидов в присутствии одного ферредоксина

3.1.3.1. Влияние концентрации ферредоксина

3.1.3.2. Влияние интенсивности света

3.1.3.3. Влияние качества света

3.1.4. Восстановление кислорода в суспензии тилакоидов в присутствии ферредоксина и НАДФ

3.1.4.1. Окислительно-восстановительные превращения ферредоксина в присутствии НАДФ+

3.1.4.2. Влияние интенсивности света

3.1.4.3. Влияние НАДФ+

3.1.5. Роль ферредоксина в восстановлении кислорода.

3.2. ВНУТРИТИЛАКОИДНОЕ ОБРАЗОВАНИЕ ПЕРЕКИСИ ВОДОРОДА В ИЗОЛИРОВАННЫХ ТИЛАКОИДАХ

3.2.1. Определение насыщающей концентрации цитохрома С

3.2.2. Образование Н2О2 при освещении суспензии тилакоидов в присутствии цитохрома С

3.2.3. Влияние стэкинга тилакоидных мембран на образование

Н2О2 в тилакоидах

3.2.4. Оценка образования Н2О2 в люмене

3.2.5. Количественная оценка потока электронов, участвующих во внутритилакоидном образовании Н2О2 в присутствии цитохрома С

3.2.6. Возможные механизмы образования Н2О2 внутри мембраны тилакоида

3.3. ОБРАЗОВАНИЕ СУПЕРОКСИДНОГО АНИОН-РАДИКАЛА

В ТИЛАКОИДНОЙ МЕМБРАНЕ

3.3.1. Накопление нитроксильного радикала при окислении циклических гидроксиламинов

3.3.2. Эффект супероксиддисмутазы на накопление нитроксильного радикала

3.3.3. Влияние концентрации циклических гидроксиламинов на накопление нитроксильного радикала

3.3.4. Влияние циклических гидроксиламинов на перенос электрона в электрон-транспортной цепи тилакоидов

3.3.5. Влияние анаэробных условий

3.3.6. Сравнение окисления двух различающихся липофильностью циклических гидроксиламинов в суспензии тилакоидов

3.3.7. Возможные места образования супероксида и их реакции в тилакоидной мембране

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Восстановление кислорода в электрон-транспортной цепи хлоропластов высших растений: роль ферредоксина и мембраносвязанных переносчиков электронов»

Актуальность проблемы. Восстановление кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи (ФЭТЦ) высших растений, или реакция Мелера, - неизбежный в современной кислородной атмосфере процесс. Этот процесс приводит к образованию активных форм кислорода, супероксидного анион-радикала, 0{~, и перекиси водорода, Н2О2, которые могут повреждать клеточные структуры. С другой стороны, перенос электронов от компонентов ФЭТЦ к кислороду может защищать цепь от фотоингибирования, приводить в отсутствие других акцепторов к созданию на тилакоидной мембране протонного градиента, обеспечивающего дополнительный синтез АТФ, а образующиеся супероксид и перекись водорода являются сигнальными молекулами, способными информировать клеточные системы регуляции о состоянии ФЭТЦ в конкретных условиях окружающей среды.

Несмотря на долгую историю изучения, до сих пор нет полного представления о том, какие компоненты ФЭТЦ непосредственно восстанавливают кислород. Как основное место восстановления кислорода традиционно рассматривается акцепторная сторона фотосистемы 1. На основании косвенных свидетельств было предположено, что восстановителями кислорода могут быть погруженные в мембрану компоненты этой фотосистемы: А1 (филлохинон) или железосерный кластер Рх- Помимо переносчиков фотосистемы 1 восстановление кислорода в мембране может осуществляться пластосемихиноном. Расположение в мембране потенциальных восстановителей О2 позволяет предполагать, что супероксидный анион-радикал, а также перекись водорода, могут образовываться внутри мембраны тилакоида. Однако в литературе отсутствуют прямые данные о генерации в мембране этих молекул.

Скорость восстановления кислорода в хлоропластах, как правило, выше, чем в изолированных тилакоидах. Это может объясняться участием стромальных компонентов хлоропластов в восстановлении кислорода. Один из таких компонентов, расположенный в строме переносчик ФЭТЦ, ферредоксин (Фд), часто рассматривается как основной восстановитель кислорода в хлоропластах. Такое представление основано на том, что добавка Фд к изолированным тилакоидам приводит к увеличению скорости восстановления кислорода. Однако константа скорости окисления кислородом восстановленного Фд (Фдвосет) мала, и восстановление кислорода в присутствии Фд может осуществляться, вероятно, не только им, но и другими компонентами ФЭТЦ. В литературе отсутствуют данные о вкладе Фд в восстановление кислорода в хлоропластах.

Цель и задачи работы. Цель работы заключалась в выяснении механизмов и участников восстановления кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи хлоропластов высших растений. Были поставлены следующие задачи:

1. установить вклад ферредоксина в восстановление кислорода в отсутствие и присутствии НАДФ+;

2. исследовать образование перекиси водорода в тилакоидах;

3. выяснить возможность генерации супероксидного анион-радикала внутри мембраны тилакоида.

Научная новизна работы. Впервые экспериментально определена степень участия ферредоксина в восстановлении кислорода в ФЭТЦ. Показано, что вклад ферредоксина составляет 40-70% от общего восстановления кислорода в отсутствие НАДФ+ и 1-10% в его присутствии. Не зависимое от ферредоксина восстановление кислорода обусловлено переносом электрона к кислороду от мембранных компонентов ФЭТЦ. Найдено, что, когда восстановление кислорода происходит за счет мембранных компонентов, часть супероксидных анион-радикалов и перекиси водорода образуется внутри тилакоидной мембраны, что является принципиально новым результатом.

Практическая значимость работы. Полученные в диссертационной работе данные позволяют по-новому представить функционирование ФЭТЦ высших растений в кислородной атмосфере, что важно для понимания механизмов устойчивости растений к окислительному стрессу.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Козулева, Марина Алексеевна

выводы

1) Установлена возможность образования на свету супероксидных анион-радикалов в мембране изолированных тилакоидов. Такие супероксиды могут составлять 25—40% от общего количества супероксидов, генерируемых в фотосинтетической электрон-транспортной цепи при восстановлении молекул кислорода.

2) Обнаружено, что перекись водорода может образовываться внутри тилакоидной мембраны. При высокой интенсивности света 30-50% электронов, поступающих в электрон-транспортную цепь при окислении воды, участвуют в образовании перекиси водорода внутри мембраны.

3) В опытах с изолированными тилакоидами показано, что соотношение путей восстановления кислорода ферредоксином и мембранными компонентами фотосинтетической электрон-транспортной цепи зависит от интенсивности света и присутствия НАДФ+.

4) Найдено, что вклад ферредоксина в восстановление кислорода в фотосинтетической электрон-транспортной цепи высших растений составляет 40-70% в отсутствие и 1—10% в присутствии НАДФ+.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Доказательство возможности восстановления кислорода и, как следствие, образования супероксидного анион-радикала и перекиси водорода в разных фазах хлоропластов — в строме и внутри тилакоидной мембраны — позволяет более детально рассмотреть роль О2' и Н2О2 в клетке. Так, именно Ог*-, образованные в мембране при восстановлении кислорода в тилакоидах, могут инициировать перекисное окисление липидов мембран. Результаты, которые показывают образование в мембране не только 0{ , но и Н2О2, можно рассматривать как свидетельство эффективной детоксикации Ог'- там же в мембране. Поскольку дисмутация супероксидов в мембране затруднена, Н2О2, скорее всего, образуется в термодинамически выгодной реакции с пластогидрохиноном. Такой путь детоксикации супероксидов может быть универсальным для всех биологических мембран, содержащих хиноны.

Как показано в работе, соотношение образования активных форм кислорода в строме и мембране зависит от интенсивности света и наличия окисленных пиридиннуклеотидов. В присутствии НАДФ+ практически все восстановление О2 осуществляется мембранными компонентами, т.е. in vivo в хлоропластах при достаточном количестве окисленного НАДФ+ образование Ог"- в строме мало. Эксперименты в отсутствие НАДФ+ моделируют ситуацию ш vivo, когда при различных стрессах, приводящих, например, к закрытию устьиц, возникает дефицит окисленного НАДФ+, что должно приводить к увеличению восстановления кислорода ферредоксином в строме. По данным литературы включение той или иной регуляторной системы зависит от места появления первичной сигнальной молекулы, и возможность образования сигнальных молекул, Ог и Н2О2, в разных фазах хлоропластов указывает на наличие еще одного механизма регуляции фотосинтеза. Изменение места образования Ог*- и Н2О2 может активировать разные сигнальные пути и быть основой информирования различных клеточных систем регуляции о состоянии электрон-транспортной цепи хлоропластов в изменяющихся условиях среды.

Таким образом, полученные в работе данные показывают новые механизмы генерации активных форм кислорода в растениях, что расширяет представления о роли супероксида и перекиси водорода как деструктивных, так и сигнальных молекул.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Козулева, Марина Алексеевна, 2011 год

1. Afanas'ev IB (1989) Superoxide Ion: Chemistry and Biological Implications. CRC Press Inc, Boca Raton

2. Alboresi A, Ballottari M, Hienerwadel R, Giacometti GM, Morosinotto T (2009) Antenna complexes protect Photosystem I from Photoinhibition. BMC Plant Biol, vol 9, 71

3. Allen JF, Hall DO (1973) Superoxide reduction as a mechanism of ascorbate-stimulated oxygen-uptake by isolated chloroplasts. Biochem Biophys Res Commun, vol 52, pp 856 862

4. Allen JF (1975) A two-step mechanism for photosynthetic reduction of oxygen by ferredoxin. Biophys Res Commun, vol 1, pp 36 — 43

5. Allen JF (1975) Oxygen reduction and optimum production of ATP in photosynthesis. Nature, vol 256, pp 599 600

6. Allen JF (1977) Superoxide and photosynthetic reduction of oxygen. In: Superoxide and Superoxide Dismutase (eds: Michelson AM, McCord JM, Fridovich I), Acadaemic Press, New-York, pp 417 436

7. Allen JF, Bennett J, Steinback KE, Arntzen CJ (1981) Chloroplast protein phosphorylation couples plastoquinone redox state to distribution of excitation energy between photosystems. Nature, vol 291, pp 25 29

8. Allen JF, Pfannschmidt T (2000) Balancing the two photosystems: photosynthetic electron transfer governs transcription of reaction centre genes in chloroplasts. Phil Trans R SocLondB, vol 355, pp 1351 1359

9. Amunts A, Drory O, Nelson N (2007) The structure of a plant photosystem I supercomplex at 3.4 A resolution. Nature, vol 447, pp 58 63

10. Ananyev GM, Renger G, Wacker U, Klimov V (1994) The photoproduction of superoxide radicals and the superoxide dismutase activity of photosystem II. The possible involvement of cytochrome ¿559. Photosynth Res, vol 41, pp 327 338

11. Anderson JM (1975) The molecular organization of chloroplast thylakoids. Biochim Biophys Acta, vol 416, pp 191 235

12. Anderson JM, Boardman NK (1966) Fractionation of the photochemical systems of photosynthesis I. Chlorophyll contents and photochemical activities of particles isolated from spinach chloroplasts. Biochim Biophys Acta, vol 112, pp 403 421

13. Arnon DI (1988) The discovery of ferredoxin: the photosynthetic path. Trends Biochem Sci, vol 13, pp 30 33

14. Aryan AP, Wallace W (1985) Reversible inactivation of wheat leaf nitrate reductase by NADH, involving superoxide ions generated by the oxidation of thiols and FAD.

15. Biochim Biophys Acta, vol 827, pp 215 220

16. Asada (1996) Radical production and scavenging in the chloroplasts. In: Photosynthesis and the environment (ed: Baker NR), Kluwer Academic Publisher, Dordrecht, pp 128-150

17. Asada K (1999) The water-water cycle in chloroplasts: Scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, vol 50, pp 601 639

18. Asada K (2000) The water-water cycle as alternative photon and electron sinks. Philos Trans R Soc LondB Biol Sci, vol 355, pp 1419 1431

19. Asada K, Kiso K, Yoshikawa K (1974) Univalent reduction of molecular oxygen by spinach chloroplasts on illumination. J Biol Chem, vol 249, pp 2175- 2181

20. Asada K, Takahashi M (1987) Production and scavenging of active oxygen in photosynthesis. In: Photoinhibition (ed: Kyle DJ, Osmond CB, Arntzen CJ), Elsevier, Amsterdam, pp 227 287

21. Asada K, Yoshikawa K, Takahashi M, Maeda Y, Enmanji K (1975) Superoxide dismutase from a blue-green alga, Plectoneme boryanum. J Biol Chem, vol 250, pp 2801 — 2807

22. Badger MR, von Caemmerer S, Ruuska S, Nakano H (2000) Electron flow to oxygen in higher plants and algae: rates and control of direct photoreduction (Mehler reaction) and rubisco oxygenase. Philos Trans R Soc Lond Biol, vol 355, pp 1433 1446

23. Baniulis D, Yamashita E, Zhang H, Hasan SS, Cramer WA (2008) Structure-function of the cytochrome b(f complex. Photochem Photobiol, vol 84, 6, pp 1349 1358

24. Barber J, De las Rivas J (1993) A functionalmodel for the role of cytochrome 6559 in the protection against donor and acceptor side photoinhibition. Proc Natl Acad Sci USA, vol 90, pp 10942 10946

25. Barber J (2004) Towards a full understanding of water splitting in photosynthesis. Int J Photoenergy, vol 6, pp 43 51

26. Barber J (2008) Photosynthetic generation of oxygen. Phil Trans R Soc B, vol 363, pp 2665-2674

27. Batie CJ, Kamin H (1984) Ferredoxin:NADP+ oxidoreductase. Equilibria in binary and ternary complexes with NADP+ and ferredoxin. J Biol Chem, vol 259, pp 8832 -8839

28. Bellafiore S, Barneche F, Peltier G, Rochaix JD (2005) State transitions and light adaptation require chloroplast thylakoid protein kinase STN7. Nature, vol 433, pp 892 — 895

29. Ben Shem A, Frolow F, Nelson N (2003) Crystal structure of plant photosystem I. Nature, vol 426, pp 630 635

30. Ben-Hayyim G, Gromet-Elhanan Z, Avron M (1969) A specific and sensitive method for the determination of NADPH. Analytical Biochemistry, vol 28, pp 6 — 12

31. Bennoun P (1994) Chlororespiration revisited: mitochondrial-plastid interactions in Chlamydomonas. Biochim Biophys Acta, vol 1186, pp 59 66

32. Bielski BHJ, Cabelli DE, Arudi RL, Ross AB (1985) Reactivity of H02/ 02" radicals in aqueous solution. J Phys Chem Ref Data, vol 14, pp 1041 1101

33. Bohme H (1978) Quantitative determination of ferredoxin, ferredoxin-NADP+ reductase and plastocyanin in spinach chloroplasts. Eur JBiochem, vol 83, pp 137 141

34. Bonaventura C, Myers J (1969) Fluorescence and oxygen evolution from Chlorellapyrertoidosa. Biochim Biophys Acta, vol 189, pp 366 — 383

35. Bowyer JR, Camilleri P (1985) Spin-trap study of the reactions of ferredoxin with reduced oxygen species in pea chloroplasts. Biochim Biophys Acta, vol 808, pp 235 242

36. Bray RC, Cockle SA, Fielden EM, Roberts PB, Rotilio G, Calabrese L (1974) Reduction and inactivation of superoxide dismutase by hydrogen peroxide. Biochem J, vol 139, pp 43-48

37. Brettel K (1997) Electron transfer and arrangement of the redox cofactors in photosystem I. Biochim Biophys Acta, vol 1318, pp 322- 373

38. Brettel K, Leibl W (2001) Electron transfer in photosystem I. Biochim Biophys Acta, vol 1507, pp 100 114

39. Brudvig GW (2008) Water oxidation chemistry of photosystem II. Philos Trans R Soc LondB Biol Sci, vol 363, pp 1211 1219

40. Brune D, Kim S (1993) Predicting protein diffusion coefficients. Proc Natl Acad Sci USA, vol 90, pp 3835 3839

41. Bruschi M, Guerlesquin F (1988) Structure, function and evolution of bacterial ferredoxins. FEMS Microbiol Rev, vol 4, pp 155-175

42. Buchanan B, Arnon D (1970) Ferredoxins: chemistry and function in photosynthesis, nitrogen fixation, and fermentative metabolism. Adv Enzymol, vol 23, pp 418 -422

43. Bushnell GW, Louie GV, Brayer GD (1990) High-resolution three-dimensional structure of horse heart cytochrome C. JMol Biol, vol 214, pp 585 595

44. Byczkowsky JZ, Gessener T, (1988) Biological role of superoxide ion-radical. Int JBiochem, vol 20, pp 569 580

45. Carol P, Kuntz M (2001) A plastid terminal oxidase comes to light: implications for carotenoids biosynthesis and respiration. Trends Plant Sci, vol 6, pp 31—36.

46. Cammack R, Rao KK, Bargeron CP, Hutson KG, Andrew PW, Rogers LJ (1977) Midpoint redox potentials of plant and algal ferredoxins. Biochem J, vol 168, pp 205 209

47. Canvin DT, Berry JA, Badger MR, Fock H, Osmond CB (1980) Oxygen exchange in leaves in the light. Plant Physiol, vol 66, pp 302 — 307

48. Carrillo N, Ceccarelli EA (2003) Open questions in ferredoxin-NADP+ reductase catalytic mechanism. Eur J Biochem, vol 270, pp 1900 1915

49. Casano LM, Zapata KM, Martin M, Sabater B (2000) Chlororespiration and poising of cyclic electron transport. Plastoquinone as electron transporter between thylakoid NADH dehydrogenase and peroxidase. J Biol Chem, vol 275, pp 942 948

50. Casano LM, Martín M, Sabater В (2001) Hydrogen peroxide mediates the induction of chloroplastic Ndh complex under photooxidative stress in barley. Plant Physiol, vol 125, pp 1450 1458

51. Chamorovsky SK, Cherepanov DA, Chamorovsky CS, Semenov AY (2007) Correlation of electron transfer rate in photosynthetic reaction centers with intraprotein dielectric properties. Biochim Biophys Acta, vol 1767, pp 441 — 448

52. Cheniae GM, Martin IF (1970) Sites of function of manganese within photosystem II. Biochim Biophys Acta, vol 197, pp 219 239

53. Chevion M, Narok T, Glaser G, Mager J (1982) The chemistry of favism-inducing compounds. The properties of isouramil and divicine and their reaction with glutathione. Eur J Biochem, vol 127, pp 405 409

54. Ciurli S, Musiani F (2005) High potential iron-sulfur proteins and their role as soluble electron carriers in bacterial photosynthesis: tale of a discovery. Photosynth Res, vol 85, pp 115-131

55. Cleland RE, Bendall DS (1992) Photosystem I cyclic electron transport: measurement of ferredoxin-plastoquinone reductase activity. Photosynth Res, vol 34, pp 409 — 418

56. Cleland RE, Grace SC (1999) Voltametric detection of superoxide production by photosystem II. FEBS Lett, vol 457,pp 348 352

57. Cox RP, Bendall DS (1972) The effects on cytochrome 6559HP and р$4в of treatments that inhibit oxygen evolution by chloroplasts. Biochim Biophys Acta, vol 283, pp 124-135

58. Cramer WA, Theg SM, Widger WR (1986) On the structure and function of cytochrome 6559. Photosynth Res, vol 10, pp 393 403

59. Cramer WA, Savikhin S, Yan J, Yamashita E (2010) The enigmatic chlorophyll a molecule in the cytochrome b<f complex. In: The Chloroplast Advances in Photosynthesis and Respiration (ed: Rebeiz CA et al), vol 31, Springer, pp 89 94

60. Croce R, Mozzo M, Morosinotto T, Romeo A, Hienerwadel R, Bassi R (2007) Singlet and triplet state transitions of carotenoids in the antenna complexes of higher-plant Photosystem I. Biochemistry, vol 46, pp 3846 3855

61. Dashdoij N, Zhang H, Kim H, Yan J, Cramer WA, Savikhin S (2005) The single chlorophyll a molecule in the cytochrome b(f complex: unusual optical properties protect the complex against singlet oxygen. Biophys J, vol 88, pp 4178 — 4187

62. Díaz-Quintana A, Leibl W, Bottin H, Setif P (1998) Electron transfer in Photosystem I reaction centers follows a linear pathway in which iron— sulfur cluster Fb is the immediate electron donor to soluble ferredoxin. Biochemistry, vol 37, pp 3429 3439

63. Dikalov SI, Dikalova AE, Mason RP (2002) Noninvasive diagnostic tool for inflammation-induced oxidative stress using electron spin resonance spectroscopy and an extracellular cyclic hydroxylamine. Arch Biochem Biophys, vol 402, pp 218 226

64. Dikalov SI, Kirilyuk IA, Voinov M, Grigor'ev IA (2011) EPR detection ofcellular and mitochondrial superoxide using cyclic hydroxylamines. Free Rad Res, vol 45, pp 417-430

65. Döring GH, Stiehl HH, Witt HT (1967) A second chlorophyll reaction in the electron chain of photosynthesis — registration by the repetitive excitation technique. Z Naturforsch, vol 22, pp 639 644

66. Duyens LNM (1956) The flattering of the absorption spectrum of suspensions, as compared to that of solutions. Biochim Blophys Acta, vol 19, pp 1 — 12

67. Elstner EF (1982) Oxygen activation and oxygen toxicity. Ann Rev Plant Physiol, vol 33, pp 73 96

68. Emerson R, Arnold W (1932) The photochemical reaction in photosynthesis. J Gen Phys, vol 16, pp 191 205

69. Emerson R, Chalmers R, Cederstrand C (1957) Some factors influencing the longwave limit of photosynthesis. Proc Nat Acad Sei USA, vol 234, pp 381 389

70. Fall er P, Pascal A, Rutherford AW (2001) ß-carotene redox reaction in photosystem II: electron transfer pathway. Biochemistry, vol 40, pp 6431 — 6440

71. Ferreira KN, Iverson TM, Maghlaoui K, Barber J, Iwata S (2004) Architecture of the photosynthetic oxygen-evolving center. Science, vol 303, pp 1831 — 1838

72. Fork DC, Heber UW (1968) Studies on electron-transport reactions of photosynthesis in plastome mutants of Oenothera. Plant Physiol, vol 43, pp 606 612

73. Forti G, Grabas PMG (1985) Two sites of interaction of ferredoxin with thylakoids. FEBS Lett, vol 186, pp 149 152

74. Foyer CH, Halliwell B (1976) The presence of glutathione and glutathione reductase in chloroplasts: a proposed role in ascorbic acid metabolism. Planta, vol 133, pp 21-25

75. Foyer CH, Rowell J, Walker D (1983) Measurement of the ascorbate content of spinach leaf protoplasts and chloroplasts during illumination. Planta, vol 157, pp 239 244

76. Foyer CH, Noctor G (2009) Redox regulation in photosynthetic organisms: signaling, acclimation, and practical implications. Antioxid Redox Signal, vol 11, pp 861 -905

77. Fridovich I (1983) Superoxide radical: an endogenous toxicant. Rev Pharmacol Toxicol, vol 23, pp 239 257

78. Fromme P, Jordan P, Krauß N (2001) Structure of photosystem I. Biochim Biophys Acta, vol 1507, pp 5 31

79. Fujiwara K, Kumata H, Kando N, Sakuma E, Aihara M, Morita Y, Miyakawa T (2006) Flow injection analysis to measure the production ability of superoxide with chemiluminescence detection in natural waters. IntJEnvironm Anal Chem, vol 86, pp 337 — 346

80. Fukuyama K (2004) Structure and function of plant-type ferredoxins. Photosynth Res, vol 81, pp 289 301

81. Furbank RT, Badger MR, Osmond CB (1982) Photosynthetic oxygen exchange in isolated cells and chloroplasts of C3 plants. Plant Physiol, vol 70, pp 927 931

82. Furbank R, Badger M (1983) Oxygen exchange associated with electron transport and photophosphorilation in spinach thylakoids. Biochem Biophis Acta, vol 723, pp 400 409

83. Galvez-Valdivieso G, Mullineaux P (2010) The role of reactive oxygen species in signalling from chloroplasts to the nucleus. Physiol Plant, vol 138, pp 430 — 439

84. Gebicki JM (2006) The role of proteins in biological damage induced by oxidative stress. In: Protein oxidation and disease (ed: Pietzsch J), Research Signpost, Kerala, pp 7 38

85. Gebicki JM, Bielski BHJ (1981) Comparasion of the capacities of the perhydroxyl and superoxide radicals to initiate chain oxidation of linoleic acid. JAmer Chem Soc, vol 103, pp 7020 7027

86. Genty B, Briantais JM, Baker NR (1989) The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochim Biophys Acta, vol 990, pp 87 92

87. Gobets G, van Grondelle R (2001) Energy transfer and trapping in photosystem I. Biochim Biophys Acta, vol 1507, pp 80 99

88. Goetze DC, Carpentier R (1994) Ferredoxin-NADP+ reductase is the site of oxygen reduction in pseudocyclic electron transport. Can J Bot, vol 72, pp 256 260

89. Green MR, Hill HAO (1984) Chemistry of dioxygen. Meth Enzymol, vol 105, pp 3-22

90. Grinberg AV, Hannemann F, Schiffler B, Müller J, Heinemann U, Bernhardt R (2000) Adrenodoxin: structure, stability, and electron transfer properties. Proteins, vol 40, pp 590-612

91. Greenstock CL, Miller RW (1975) Oxidation of Tiron by superoxide anion: Kinetics of reaction in aqueous solution and in chloroplasts. Biochim Biophys Acta, vol 396, ppll-16

92. Gruszka J, Pawlak A, Kruk J (2008) Tocochromanols, plastoquinol and other biological prenyllipids as singlet oxygen quenchers—determination of singlet oxygen quenching rate constants and oxidation products, Free Radio Biol Med, vol 45, pp 920 928

93. Grzyb J, Gagos M, Gruszecki WI, Bojko M, Strzalka K (2008) Interaction of ferredoxin:NADP+ oxidoreductase with model membranes. Biochim Biophys Acta, vol 1778, pp 133 -142

94. Grzyb J, Malec P, Rumak I, Garstka M, Strzalka K (2008) Two isoforms of ferredoxin:NADP(+) oxidoreductase from wheat leaves: purification and initial biochemical characterization, Photosynth Res, vol 96, pp 99 — 112

95. Guergova-Kuras M, Boudreaux B, Joliot A, Joliot P, Redding K (2001) Evidence for two active branches for electron transfer in photosystem I. Proc Natl Acad Sei USA, vol 98, pp 4437-4442

96. Guskov A, Kern J, Gabdulkhakov A, Broser M, Zouni A, Saenger W (2009) Cyanobacterial photosystem II at 2.9-Ä resolution and the role of quinones, lipids, channels and chloride. Nat Struct Mol Biol, vol 16, pp 334 342

97. Guskov A, Gabdulkhakov A, Broser M, Glöckner C, Hellmich J, Kern J, Frank J, Müh F, Saenger W, Zouni A (2010) Recent progress in the crystallographic studies of Photosystem II. Chem Phys Chem, vol 11, pp 1160 1171

98. Gus'kova RA, Ivanov II, Kol'tover VK (1984) Permeability of bilayer lipid membranes for superoxide radicals. Biochem Biophys Acta, vol 778, pp 579 — 585

99. Haldrup A, Simpson JD, Scheller H V (2000) Downregulation of the PSI-F subunit of Photosystem I in Arabidopsis thaliana. The PSI-F subunit is essential for photoautotrophic growth and antenna function. J Biol Chem, vol 275, pp31211-31218

100. Halliwell B, Gutteridge JMC (1985) Free radicals in biology and medicine. Claredon Press, Oxford, pp 1 259

101. Halliwell B, Gutteridge JMC (1986) Oxygen free radicals and iron in relation to biology and medicine: some problems and concepts. Arch Biochem Biophys, vol 246, pp 501 -514

102. Hankamer B, Barber J, Boekema EJ (1997) Structure and membrane organisation of PSII in green plants. Annu Rev Plant Phys Mol Biol, vol 48, pp 641 671

103. Hanke G, Kimata-ArigaY,Taniguchi I, HaseT (2004) A postgenomic characterization of Arabidopsis ferredoxins. Plant Physiol, vol 134, pp 255 264

104. Hanke G, Okutani S, Satomi Y, Takao T, Suzuki A, Hase T (2005) Multiple isoproteins of FNR in Arabidopsis: evidence for different contributions to chloroplast function and nitrogen assimilation. Plant Cell Environ, vol 28, pp 1146 1157

105. Hanke GT, Satomi Y, Shinmura K, Takao T, Hase T (2011) A screen for potential ferredoxin electron transfer partners uncovers new, redox dependent interactions. Biochim

106. Biophys Acta, vol 1814, pp 366 374

107. Harbour JR, Bolton JR (1975) Superoxide formation in spinach chloroplasts: Electron spin resonance detection by spin trapping. Biochem Biophys Res Commun, vol 64, pp 803 807

108. Hastings G, Hoshina S, Webber AN, Blankenship RE (1995) Universality of energy and electron transfer processes in photosystem I. Biochemistry, vol 34, pp 15512 — 15522

109. Hauska G, Hurt E, Gabellini N, Lockau W (1983) Comparatative aspects of quinol-cytochrome c/plastocyanin oxidoreductases. Biochim Biophys Acta, vol 726, pp 97 -133

110. Heber UW, French CS (1968) Effects of oxygen on the electron transport chain of photosynthesis. Planta, vol 79, pp 99 112

111. Heber U, Kork MR, Boardman NK (1979) Photoreactions of cytochrome 6559 and cyclic electron flow in photosystem II of intact chloroplasts. Biochim Biophys Acta, vol 546, pp 292-306

112. Heyno E, Gross CM, Laureau C, Culcasi M, Pietri S, Krieger-Liszkay A (2009) Plastid alternative oxidase (PTOX) promotes oxidative stress when overexpressed in tobacco. J Biol Chem, vol 284, pp 31174 31180

113. Hideg E, Spetea C, Vass I (1994) Singlet oxygen production in thylakoid membranes during photoinhibition as detected by EPR spectroscopy. Photosynth Res, vol 39, pp 191 -199

114. Hideg E, Spetea C, Vass I (1995) Superoxide radicals are not the main promoters of acceptor-side-induced photoinhibitory damage in spinach thylakoids. Photosynth Res, vol 46, pp 399-407

115. Horecker BL, Kornberg A (1948) The extinction coefficients of the reduced band of pyridine nucleotides. J Biol Chem, vol 175, pp 385 390

116. Hormann H, Neubauer C, Schreiber U (1994) On the relationship between chlorophyll fluorescence quenching and the quantum yield of electron transport in isolated thylakoids. Photosynth Res, vol 40, pp 93-106

117. Horton P, Ruban AV, Walters RG (1996) Regulation of light harvesting in green plants. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, vol 47, pp 655 684

118. Hosein B, Palmer G (1983) The kinetics and mechanism of oxidation of reduced spinach ferredoxin by molecular oxygen and its reduced products. Biochim Biophys Acta, vol 723, pp 383 390

119. Hosier J, Yocum C (1985) Evidence for two cyclic photophosphorylation reactions concurrent with ferredoxin — catalyzed non-cyclic electron transport. Biochimbiophys Acta, vol 808, pp 21 31

120. Hundal T, Forsmark-Andree P, Ernster L, Andersson B (1995) Antioxidant activity of reduced plastoquinone in chloroplast thylakoid membranes. Arch Biochem Biophys, vol 324, pp 117 122

121. Ihnatowicz A, Pesaresi P, Leister D (2007) The E subunit of photosystem I is not essential for linear electron flow and photoautotrophic growth. Planta, vol 226, pp 889 895

122. Inoue S, Ejima K, Iwai E, Hayashi H, Appel J, Tyystjarvi E, Murata N, Nishiyama Y (2011) Protection by a-tocopherol of the repair of photosystem II during photoinhibition in Synechocystis sp. PCC 6803. Biochim Biophys Acta, vol 1807, pp 236 -241

123. Ivanov B, Khorobrykh S (2003) Participation of photosynthetic electron transport in production and scavenging of reactive oxygen species. Antioxid Redox Signal, vol 5, pp 43 -53

124. Jeanjean R, Latifi A, Matthijs HCP, Havaux M (2008) The PsaE subunit of photosysteml prevents light-induced formation of reduced oxygen species in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Biochim Biophys Acta, vol 1777, pp 308 316

125. Jennings RC, Garlaschi FM, Gerola PD, Forti G (1979) Partition zone penetration by chymotrypsin, and the localization of the chloroplast flavoprotein and photosystem II. Biochim Biophys Acta, vol 546, pp 207 — 19

126. Jensen PE, Bassi R, Boekema EJ, Dekker JP, Jansson S, Leister D, Robinson C, Scheller HV (2007) Structure, function and regulation of plant photosystem I. Biochim Biophys Acta, vol 1767, pp 335 352

127. Johnson GN (2005) Cyclic electron transport in C-3 plants: fact or artefact? J Exp Bot, vol 56, pp 407-416

128. Joliot P, Joliot A (1999) In vivo analysis of the electron transfer within photosystem I: are the two phylloquinones involved? Biochemistry, vol 38, pp 11130 11136

129. Joliot P, Joliot A (2002) Cyclic electron transfer in plant leaf. Proc Natl Acad Sci USA, vol 99, pp 10209 10214

130. Kaiser W (1979) Reversible inhibition of the Calvin cycle and activation of oxidative pentose phosphate cycle in isolated intact chloroplasts by hydrogen peroxide. Planta, vol 145, pp 377 382

131. Kaminskaya O, Shuvalov YA, Renger G (2007) Evidence for a novel quinone-binding site in the photosystem II (PS II) complex that regulates the redox potential of cytochrome 6559. Biochemistry, vol 46, pp 1091 1105

132. Karapetyan NV, Holzwarth AR, Rogner M (1999) The photosystem I trimer of cyanobacteria: molecular organization, excitation dynamics and physiological significance.

133. FEBSLett, vol 460, pp 395 400

134. Ke B, Hansen KE, Beinert H (1973) Oxidation-reduction potentials of bound iron-sulfur proteins of photosystem II. Proc Nat Acad Sci USA, vol 70, pp 2941 2945

135. Ke B, Sugahara K, Shaw ER (1975) Further purification of "triton subchloroplast fraction 1. Biochim Biophys Acta, vol 408, pp 12 25

136. Ke B (2001) Photosynthesis: photobiochemistry and photobiophysics (ed: Govindjee). Advances in Photosynthesis, vol 10, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht

137. Keyer K, Gort AS, Imlay JA (1995) Superoxide and the production of oxidative DNA damage. JBacteriol, vol 177, pp 6782 6790

138. Khorobrykh S A, Ivanov BN (2002) Oxygen reduction in a plastoquinone pool of isolated pea thylakoids. Photosynth Res, vol 71, pp 209 219

139. Khorobrykh SA, Mubarakshina MM, Ivanov BN (2004) Photosystem I is not solely responsible for oxygen reduction in isolated thylakoids. Biochim Biophys Acta, vol 1657, pp 164-167

140. Kiddle G, Pastori GM, Bernard S, Pignocchi C, Antoniw J, Verrier PJ, Foyer CH (2003) Effects of leaf ascorbate on defense and photosynthesis gene expression in Arabidopsis thaliana. AntioxidRedox Signal, vol 5, pp 23 32

141. Kieselbach T, Hagman A, Andersson B, Schroder WP (1998) The thylakoid lumen of chloroplasts. J Biol Chem, vol 273, pp 6710 — 6716

142. Kim H, Dashdoij N, Zhang H, Yan J, Cramer WA, Savikhin S (2005) An anomalous distance dependence of intra-protein chlorophyll-carotenoid triplet energy transfer. Biophys J, vol 89, pp 28 30

143. Kimata Y, Hase T (1989) Localization of ferredoxin isoproteins in mesophyll and bundle sheath cells in maize leaf. Plant Physiol, vol 89, pp 1193 1197

144. Kimata-Ariga Y, Matsumura T, Kada S, Fujimoto H, Fujita Y, Endo T, Mano J, Sato F, Hase T (2000) Differential electron flow around photosystem I by two C(4)-photosynthetic-cell-specific Ferredoxins. EMBO J, vol 19, pp 5041 5050

145. Kok B, Forbush B, McGloin M (1970) Coooperation of charges in photosynthetic O2 evolution. I. A linear four step mechanism, Photochem Photobiol, vol 11, pp 457 475

146. Kono Y, Fridovich I (1982) Superoxide radical inhibits catalase. J Biol Chem, vol 257, pp 5751 -5754

147. Kow YW, Erbes DL, Gibbs M (1982) Chloroplast respiration. A means of supplying oxidized pyridine nucleotide for dark chloroplastic metabolism. Plant Physiol, vol 69, pp 442 447

148. Krapp AR, Carrillo N (1995) Functional complementation of the mvrA mutation of Escherichia coli by plant ferredoxin-NADP+ oxidoreductase. Arch Biochem Biophys, vol 317, pp 215-221

149. Kruk J, Strzalka K (1999) Dark reoxidation of the plastoquinone-pool is mediated by the low-potential form of cytochrome 6559 in spinach thylakoids. Photosynth Res, vol 62,pp 273-279

150. Kruk J, Strzalka K (2001) Redox changes of cytochrome ¿559 in the presence of plastoquinones. J Biol Chem, vol 276, pp 86 — 91

151. Kruk J, Jemiola-Rzeminska M, Burda K, Schmid GH, Strzalka K (2003) Scavenging of superoxide generated in photosystem I by plastoquinol and other prenyllipids in thylakoid membranes. Biochemistry, vol 42, pp 8501 — 8505

152. Ksenzenko M, Konstantinov AA, Khomutov GB, Tikhonov AN, Ruuge EK (1983) Effect of electron transfer inhibitors on superoxide generation in the cytochrome bc\ site of the mitochondrial respiratory chain. FEBS Lett, vol 155, pp 19 — 24

153. Kurisu G, Kusunoki M, Katoh E, Yamazaki T, Teshima K, Onda Y, Kimata-ArigaY, Hase T (2001) Structure of the electron transfer complex between ferredoxin and ferredoxin-NADP+ reductase. Nat Struct Biol, vol 8, pp 117 121

154. Kurisu G, Zhang H, Smith JL and Cramer WA (2003) Structure of the cytochrome b(f complex of oxygenic photosynthesis: tuning the cavity. Science 7, vol 302, pp 1009-1014

155. Lichtenthaler HK (1987) Chlorophylls and caratenoids: pigments of photosyntheic biomembranes. Meth Enzymol, vol 148, pp 350 382

156. Lindahl M, Yang D-H, Andersson B (1995) Regulatory proteolysis of the major light-harvesting chlorophyll a/b protein of photosystem II by a light-induced membrane-associated enzymic system. Eur J Biochem, vol 231, pp 503 509

157. Mahalingam R, Fedoroff N (2003) Stress response, cell death and signaling: the many faces of reactive oxygen species. Physiol Plantarum, vol 119, pp 56 68

158. Mansfield RW, Evans MCW (1985) Optical difference spectrum of the electron acceptor A0 in photosystem I. FEBS Lett, vol 190, pp 237 241

159. Mano J, Takahashi M, Asada K (1987) Oxygen evolution from hydrogen peroxide in photosystem II: flash-induced catalytic activity of water-oxidizing photosystem II membranes. Biochemistry, vol 26, pp 2495 2501

160. Mano J, Hideg E, Asada K (2004) Ascorbate in thylakoid lumen functions as an alternative electron donor to photosystem II and photosystem I. Arch Biochem Biophys, vol 429, pp 71 80

161. McCauley S, Melis A (1986) Quantitation of plastoquinone photoreduction in spinach chloroplasts. Photosyn Res, vol 8, pp 3 16

162. Mehler AC (1951) Studies on reactions of illuminated chloroplasts. I. Mechanism of the reduction of oxygen and other Hill reagents. Arch Biochem Biophys, vol 33, pp 65 77

163. Melis A, Brown JS (1980) Stoichiometry of system I and system II reaction centers and of plastoquinone in different photosynthetic membranes. Proc Natl Acad Sci USA, vol 77, pp 4712-4716

164. Meyer J (2001) Ferredoxins of the third kind. FEBS Lett, vol 509, pp 1 5

165. Misra HP, Fridovich I (1971) The generation of superoxide radical during the autoxidation of ferredoxins. J Biol Chern, vol 246, 6886 6890

166. Mittler R, Vanderauwera S, Gollery M, van Breusegem F (2004) Reactive oxygen network of plants. Trends Plant Sci, vol 9, pp 490 498

167. Miyake C, Cao WH, Asada K (1993) Purification and molecular properties of the thylakoid-bound ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol, vol 34, pp 881 -889

168. Miyake C, Schreiber U, Hormann H, Sano S, Asada K (1998) The FAD-enzyme monodehydroascorbate radical reductase mediates photoproduction of superoxide radicals in spinach thylakoid membranes. Plant Cell Physiol, vol 39, pp 821 829

169. Montrichard F, Alkhalfioui F, Yano H, Vensel WH, Hurkman WJ, Buchanan BB (2009) Thioredoxin targets in plants: The first 30 years. JProteomics, vol 72, pp 452 474

170. Morais F, Kuhn K, Stewart DH, Barber J, Brudvig GW, Nixon PJ (2001) Photosynthetic water oxidation in cytochrome 6559 mutants containing a disrupted heme-binding pocket. J Biol Chem, vol 276, pp 31986 31993

171. Morales R, Charon M-H, Kachalova G, Serre L, Medina M, Gomez-Moreno C, Frey M (2000) A redox-dependent interaction between two electron-transfer partners involved in photosynthesis. EMBO Rep, vol 1, pp 271 276

172. Mortenson LE, Valentine RC, Carnahan JE (1962) An electron transport factor from Clostridium pasteurianum. Biochem Biophys Res Commun, vol 4, pp 448 52

173. Mubarakshina MM, Ivanov BN (2010) The production and scavenging of reactive oxygen species in the plastoquinone pool of chloroplast thylakoid membranes. Physiol Plant, vol 140, pp 103-110

174. Mubarakshina MM, Ivanov BN, Naydov IA, Hillier W, Badger MR, Krieger-Lizkay A (2010) Production and diffusion of chloroplastic H2O2 and its implication to signaling. J Exp Bot, vol 61, pp 3577 3587

175. Muller F, Crofts AR, Kramer DM (2002) Multiple Q-cycle bypass reactions at the Q0 site of the cytochrome be \ complex. Biochemistry, vol 41, pp 7866 7874

176. Mullineaux PM, Karpinski S, Baker NR (2006) Spatial dependence for hydrogen-peroxide-directed signaling in light-stressed plants. Plant Physiol, vol 141, pp 346 350

177. Mulo P (2011) Chloroplast-targeted ferredoxin-NADP+ oxidoreductase (FNR): Structure, function and location. Biochim Biophys Acta, doi: 10.1016/j.bbabio.2010.10.001

178. Munne-Bosch S, Alegre L (2002) The function of tocopherols and tocotrienols in plants. Crit Rev Plant Sci, vol 21, pp 31 57

179. Munne-Bosch S, Alegre L (2002) Interplay between ascorbic acid and lipophilic antioxidant defences in chloroplasts of water-stressed Arabidopsis plants. FEBS Lett, vol 524, pp 145 148

180. Munner-Bosch S, Falk J (2004) New insights into the function of tocopherols in plants. Planta, vol 218, pp 323 — 326

181. Munne-Bosch S, Penuelas J (2003) Photo- and antioxidative protection, and a role for salicylic acid during drought and recovery in field-grown Phillyrea angustifolia plants. Planta, vol 217, pp 758 766

182. Neumann J, Drechsler Z (1984) Photoreduction of ferredoxin with various electron donors: Support for the Z scheme of photosynthetic electron transport. Proc Natl AcadSci USA, vol 81, pp 2070 2074

183. Nowicka B, Kruk J (2010) Occurrence, biosynthesis and function of isoprenoid quinones. Biochim Biophys Acta, vol 1797, pp 1587 1605

184. Osmond CB, Grace SC (1995) Perspective on photoinhibition and photorespiration in the field: quintessential inefficiencies of the light and dark reactions of photosynthesis? J Exp Bot, vol 46, pp 1351-1362

185. Palatnik JF, Valle EM, Carrillo N (1997) Oxidative stress causes ferredoxin NADP(+) reductase solubilization from the thylakoid membranes in methyl viologen treated plants. Plant Physiol, vol 115, pp 1721 1727

186. Park Y-I, Chow WS, Osmond CB, Anderson JM (1996) Electron transport to oxygen mitigates against the photoinactivation of Photosystem II in vivo. Photosynth Res, vol 50, pp 23 32

187. Patterson CO, Meyers J (1973) Photosynthetic production of hydrogen peroxide by Anacystis nidulans. Plant Physiol, vol 51, pp 104 109

188. Perez-Torres E, Bravo LA, Corcuera LJ, Johnson JN (2007) Is electron transport to oxygen an important mechanism in photoprotection? Contrasting responses from Antarctic vascular plants. Physiol Plant, vol 130, pp 185 194

189. Pfannschmidt T, Nilsson A, Allen JF (1999) Photosynthetic control of chloroplast gene expression. Nature, vol 397, pp 625 628

190. Polm M, Brettel K (1998) Secondary pair charge recombination in photosystem I under strongly reducing conditions: temperature dependence and suggested mechanism. Biophys J, vol 74, pp 3173 3181

191. Portis AR, McCarty RE (1977) Quantitative relationships between phosphorylation, electron flow, and internal hydrogen ion concentrations in spinach chloroplasts. J Biol Chem, vol 251, pp 1610-1617

192. Pospisil P (2009) Production of reactive oxygen species by photosystem II. Biochim Biophys Acta, vol 1787, pp 1151 1160

193. Ptushenko VV, Cherepanov DA, Krishtalik LI, Semenov AY (2008) Semi-continuum electrostatic calculations of redox potentials in photosystem I. Photosynth Res, vol97, pp 55 74

194. Radmer R, Ollinger O (1980) Light-driven uptake of oxygen, carbon dioxide, and bicarbonate by the green alga Scenedesmus. Plant Physiol, vol 65, pp 723 — 729

195. Robinson J (1988) Does O2 photoreduction occur within chloroplasts in vivo? Physiol plant, vol 72, pp 666 680

196. Robinson J, Gibbs M (1982) Hydrogen Peroxide synthesis in isolated spinach chloroplast lamellae. Plant Physiol, vol 70, pp 1249 1254

197. Rodacka A, Serafín E, Puchala M (2010) Efficiency of superoxide anions in the inactivation of selected dehydrogenases. Rad Phys Chem, vol 79, pp 960 — 965

198. Roose JL, Wegener KM, Pakrasi HB (2007) The extrinsic proteins of Photosystem II. Photosynth Res, vol 92, pp 369 387

199. Rochaix JD (2011) Regulation of photosynthetic electron transport. Biochim BiophysActa, vol 1807, pp 375 383

200. Scheller H (1996) In vitro cyclic electron transport in barley thylakoids follows two independent pathways. Plant Physiol, vol 110, pp 187 194

201. Schmidt H, Heinz E (1990) Involvement of ferredoxin in desaturation of lipid-bound oleate in chloroplasts. Plant Physiol, vol 94, pp 214 220

202. Setif P, Brettel K (1993) Forward electron transfer from phylloquinone Ai to iron-sulfur centers in spinach photosystem I. Biochemistry, vol 32, pp 7846 7854

203. Setif P (2001) Ferredoxin and flavodoxin reduction by photosystem I. Biochim BiophysActa, vol 1507, pp 161 179

204. Shelaev IV, Gostev FE, Mamedov MD, Sarkisov OM, Nadtochenko VA, Shuvalov VA, Semenov AY (2010) Femtosecond primary charge separation in Synechocystis sp. PCC 6803 photosystem I. Biochim Biophys Acta, vol 1797, pp 1410 1420

205. Smirnoff N (2000) Ascorbate biosynthesis and function in photoprotection. Phil Trans R Soc LondB, vol 355, pp 1455 1464

206. Snyrychova I, Pospisil P, Naus J (2006) Reaction pathways involved in the production of hydroxyl radicals in thylakoid membrane: EPR spin-trapping study. Photochem Photobiol Sci, vol 5, pp 472 476

207. Streb P, Feierabend J, Bligny R (1997) Resistance to photoinhibition of photosystem II and catalase and antioxidative protection in high mountain plants. Plant Cell Environ, vol 20, pp 1030 1040

208. Steiger HM, Beck E (1981) Formation of hydrogen peroxide and oxygen dependence of photosynthetic CO2 assimilation by intact chloroplasts. Plant Cell Physiol, vol 22, pp 561 576

209. Stroebel D, Choquet Y, Popot J-L, Picot D (2003) An atypical haem in the cytochrome b(f complex. Nature, vol 426, pp 413-418

210. Swartz HM, Timmins GS (2000) The metabolism of nitroxides in cells and tissues. In: Toxicology of the human environment: the critical role of free radicals (ed: Rhodes С J), Taylor and Francis, London, pp 91 111

211. Symonyan MA, Nalbandyan RM (1979) Generation of superoxide radicals in alkaline solutions of hydrogen peroxide and the effect of superoxide dismutase on this system. Biochim Biophys Acta, vol 583, pp 279 286

212. Tagawa K, Arnon DI (1962) Ferredoxins as electron carriers in photosynthesis and in the biological production and consumption of hydrogen gas. Nature, vol 195, pp 537 -543

213. Takahashi M, Asada К (1983) Superoxide anion permeability of phospholipid membranes and chloroplast thylakoids. Arch Biochem Biophys, vol 226, pp 558 566

214. Takahashi M, Asada К (1988) Superoxide production in aprotic interior of chloroplast thylakoids. Arch Biochem Biophys, vol 267, pp 714 722

215. Tanaka K, Otsubo T, Kondo N (1982) Participation of hydrogen peroxide in the inactivation of Calvin cycle SH-enzymes in SO -fumigated spinach leaves. Plant Cell Physiol, vol 23, pp 1009-1018

216. Telfer A, Cammack R, Evans MCW (1970) Hydrogen peroxide as the product of autoxidation of ferredoxin: Reduced either chemically or by illuminated chloroplasts. FEBS Lett, \ol 10, pp 21-24

217. Thornber JP (1975) Chlorophyll-proteins: Light-harvesting and reaction center components of plants. Ann Rev Plant Physiol, vol 28, pp 127-158

218. Tracewell С A, Brudvig GW (2003) Two redox active |3-carotene molecules in photosystem II. Biochemistry, vol 42, pp 9127 9136

219. Trebst A, Depka B, Hollander-Czytko H (2002) A specific role for tocopherol and of chemical singlet oxygen quenchers in the maintenance of photosystem II structure and function in Chlamydomonas reinhardtii. FEBS Lett, vol 516, pp 156 — 160

220. Vargas MA, Maurino SG, Maldonado JM (1987) Flavin-mediated photoinactivation of spinach leaf nitrate reductase involving superoxide radical and activating effect of hydrogen peroxide. J Photochem Photobiol B: Biology, vol 1, pp 195 — 201

221. Vasil'ev S, Brudvig GW, Bruce D (2003) The X-ray structure of photosystem II reveals a novel electron transport pathway between P680, cytochrome 6559 and the energyquenching cation, ChlZ+. FEBS Lett, vol 543, ppl59 63

222. Vorst O, van Dam F, Weisbeek P, Smeekens S (1993) Light-regulated expression of the Arabidopsis thaliana ferredoxin A gene involves bothtranscriptional and post-transcriptional processes. Plant J, vol 3, pp 793 803

223. Walling C (1975) Fenton's reaction revisited. Acc Chem Res, vol 8, pp 125 131

224. Whitmarsh J, Pakrasi HB (1996) Form and function of cytochrome 6559. In: Oxygenic Photosynthesis: The Light Reactions (ed: Ort DR, Yocum CF), Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp 249 264

225. Widger WR, Cramer WA, Hermodson M, Herrmann RG (1985) Evidence for a hetero-oligomeric structure of the chloroplast cytochrome 6-559. FEBS Lett, vol 191, pp 186 -90

226. Yamashita E, Zhang H, Cramer WA (2007) Structure of the cytochrome b(f complex: quinone analogue inhibitors as ligands of heme cn. JMol Biol, vol 370, pp 39 52

227. Yi X, McChargue M, Laborde S, Frankel LK, Bricker TM (2005) The manganese-stabilizing protein is required for photosystem II assembly/stability and photoautotrophy in higher plants. J Biol Chem, vol 280, ppl6170 — 16174

228. Yruela I, Miota F, Torrado E, Seibert M, Picorel R (2003) Cytochrome 6559 content in isolated photosystem II reaction center preparations. Eur JBiochem, vol 270, pp 2268-2273

229. Zhu G, Bohnert HJ, Jensen RG, Wildner GF (1998) Formation of the tight-binding inhibitor, 3-ketoarabinitol-l, 5-bisphosphate by ribulose-1, 5-bisphosphate carboxylase/oxygenase is 02-dependent. Photosynth Res, vol 55, pp 67 74

230. Ziem-Hanck U, Heber U (1980) Oxygen requirement of photosynthetic CO2 assimilation. Biochem Biophys Acta, vol 591, pp 266 274

231. Аверьянов A.A., Лапикова В.П. (1988) Генерация кислородных радикалов фенольными соединениями. В: Кислородные радикалы в химии, биологии и медицине, «Рижский Медицинский Институт», Рига, с. 203 — 222

232. Зитте П., Вайлер Э.В., Кадерайт Й.В., Брезински А., Кернер К. (2008) Ботаника. Физиология растений, т. 2 (ред: Чуб В.В.), «Академия», Москва

233. Иванов Б.Н., Поваляева Т.В. (1979) Псевдоциклический транспорт электронов при фотовосстановлении НАДФ+ изолированными хлоропластами гороха. Физиология Растений, т. 26, с. 276 — 282

234. Иванов Б.Н., Редько Т.П., Шмелева В. Л., Мухин E.H. (1980) Участие ферредоксина в псевдоциклическом электронном транспорте в изолированных хлоропластах гороха. Биохимия, т. 45, с. 1425 — 1432

235. Иванов Б.Н. (2008) Кооперация фотосистемы 1 и пула пластохинона в восстановлении кислорода в хлоропластах высших растений. Биохимия, т. 73, с. 137 — 144

236. Клейтон Р. (1984) Фотосинтез. Физические механизмы и химические модели (ред: Борисов А.Ю.), «Мир», Москва

237. Кочубей С.М. (2001) Организация фотосинтетического аппарата высших растений (ред: Моргун В.В.), «Альтерпрес», Киев

238. Кувыкин И.В., Вершубский A.B., Птушенко В.В., Тихонов А.Н. (2008) Кислород как альтернативный акцептор в фотосинтетической цепи электронного транспорта Сз-растений. Биохимия, т. 73, с. 1329 1344

239. Мерзляк МН (1989) Активированный кислород и окислительные процессы в мембранах растительной клетки. Итоги Науки и Техн., ВИНИТИ, сер. Физиология Растений, т. 6, с. 1-168

240. Мухин E.H., Акулова Е.А., Гинс В.К. (1973) Методы выделения и исследования белков компонентов фотосинтетического аппарата (ред: В.Б. Евстигнеев). Пущино: АН СССР, с. 20 - 32

241. Редько Т.П., Шмелева В.Л., Иванов Б.Н., Мухин E.H. (1982) Соотношение между нециклическим и псевдоциклическим транспортом электронов в хлоропластах гороха в зависимости от концентрации ферредоксина. Биохимия, т. 47, с. 1695 1699

242. Чаморовский К.С., Чаморовский С.К., Семенов А.Ю. (2005) Диэлектрические и фотоэлектрические свойства фотосинтетических реакционных центров. Биофизика, т. 70, с. 315 — 322

243. Шмелева В.Л., Иванов Б.Н., Битюкова Л.В. (1979) Светозависимое поглощение кислорода изолированными хлоропластами гороха при фотовосстановлении НАДФ+. Биохимия, т. 44, с. 911 — 916

244. Шувалов В.А., Красновский A.A. (1975) Изучение фотовосстановления кислорода хлоропластами методом хемшпоминесценции люминола и хлорофилла. Биофизика, т. 40, с. 358 366

245. Шувалов В.А., Красновский A.A. (1981) Фотохимический перенос электрона в реакционных центрах фотосинтеза. Биофизика, т. 26, с. 544 556