Действие повреждающих факторов на функциональные характеристики фотосистемы 2 растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Хоробрых, Андрей Альфредович

• Хоробрых, Андрей Альфредович
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Хоробрых, Андрей Альфредович

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Структурно-функциональная организация фотоситемы 2.

1.1.1. Белки водоокисляющего комплекса фотосистемы 2.

1.1.2. Транспорт электрона в фотосистеме 2.

1.1.3. Водоокисляющий комплекс фотосистемы 2.

1.1.4. Цитохром Ь599.

1.1.5. "Неорганическое ядро" водокисляющего комплекса.

Марганец.

Кальций.

Ионы хлора.

Ион бикарбоната,.

1.2. Действие экстремальных температур на фотосинтетический аппарат растений.

1.2.1. Действие замораживания на фотосинтез.

1.2.2. Действие повышенных температур на фотосинтез.

1.3. Действие света высокой интенсивности на фотосинтетический аппарат растений.

1.3.1. "Акцепторный" тип фотоингибирования.

1.3.2. "Донорный" тип фотоингибирования.

1.3.3. Деградация белка Д1.

1.4. Влияние рН среды на фотосистему 2.

1.4. Активные формы кислорода и их действие на биологические субстраты.

1.5.1. Синглетный кислород.

1.5.2. Супероксид-анион радикал.

1.5.3. Пероксид водорода и гидроксильный радикал.

1.6. Образование Н2О2 в фотосистеме 2.

ЭСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 2 ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1. Выделение тилакоидов и субхлоропластных препаратов ФС2.

2.2. Получение безмарганцевых препаратов ФС2.

2.3. Удаление бикарбоната из образцов.

2.4 Температурная обработка образцов.

2.5. Условия фотоинактивации субхлоропластных препаратов ФС2.

2.6. Обработка тилакоидных мембран гидразином.

2.7. Измерение концентрации хлорофилла.

2.8. Измерение скорости фотосинтетического образования и поглощения кислорода.

2.9. Измерение фотоиндуцированных изменений выхода флуоресценции хлорофилла.

2.10. Определение скорости фотообразования пероксида водорода.

2.11. Определение низкопотенциальной и высокопотенциальной форм цитохроиа Ь559.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Изучение последовательного действия двух стрессовых факторов: отрицательной температуры и света высокой интенсивности - на изменения функциональных характеристик субхлоропластных препаратов ФС2.

3.1.1. Изменение функциональных характеристик ФС после замораживания-оттаивания субхлоропластных препаратов ФС2.

Фотоиндуцированные изменения выхода флуоресценции хлорофилла ФС2.

Фотовыделение кислорода, каталазная активность, содержание функционального марганца.

Фотообразование перекиси водорода.

3.1.2. Фотоингибирование препаратов ФС2, предобработанных отрицательной температурой.

3.2. Влияние рН среды на функциональную активность ФС 2.

3.2.1. Влияние щелочных рН на поглощение кислорода и

I фотообразование перекиси водорода в фотосистеме 2.

3.3. Протектирующая роль бикарбоната при действии повреждающих факторов на ФС2.

3.3.1. Влияние бикарбоната на термоинактивацию кислородвыделяющей функции тилакоидов.

3.3.2. Влияние ионов бикарбоната на переход высокопотенциальной формы цитохрома Ь559 в низкопотенциальную при понижении рН среды.

3.3.3. Влияние ионов бикарбоната на устойчивость ВОК в тилакоидных мембранах, обработанных гидразином.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Действие повреждающих факторов на функциональные характеристики фотосистемы 2 растений»

Один из уникальных процессов в биологии - фотосинтетическое окисление воды и выделение молекулярного кислорода - осуществляется в пигмент-белковом комплексе фотосистемы 2 (ФС2) растений и цианобактерий. Пигмент-белковый комплекс ФС2 можно условно разделить на два основных блока: фотохимический реакционный центр (РЦ), где происходит превращение энергии света в энергию разделенных зарядов, и водоокисляющий комплекс (ВОК), где осуществляется процесс разложения воды до молекулярного кислорода. РЦ, состоящий из белков Д1, Д2 и цитохрома Ь559 (Cyt Ь559), содержит димер хлорофилла а (Р680), 2 молекулы феофитина (Pheo), пластохиноновые акцепторы электрона Qa и Qb. В донорной части ФС2, обращенной в люмен тилакоида, располагается ВОК, включающий 4 атома Мп и три водорастворимых белка с мол. м. 17, 23 и 33 кДа. Для процесса окисления воды большое значение имеют ионы

CaiT, СГ , а также НСОз" , функционирующего как на акцепторной, между Qa и Qb, так и на донорной стороне ФС2.

В результате поглощения света пигментами ФС2 и переноса энергии синглетного возбуждения на молекулу Р680 запускается первичная световая реакция разделения зарядов между Р680 и Pheo (за время около 3 икс), приводящая к образованию первичной ион-радикальной пары

Р680 Pheo*.

Стабилизация зарядов, предотвращающая рекомбинацию зарядов в ион-радикальной паре, достигается за счет быстрого окисления Pheo" (250-550 пкс) пластохиноном QA и быстрым (40-280 не) восстановлением Р680+ редокс активным тирозиновым остатком (TyrZ). Рекомбинация заряда между TyrZ+ и Qa" предотвращается дальнейшими электронтранспортными событиями. TyrZ+ окисляет марганец-со держащий ВОК. Различные окислительно-восстановительные состояния ВОК обозначаются как Sn. После накопления четырех окислительных эквивалентов происходит четырехэлектронное окисление двух молекул воды, приводящее к выделению одной молекулы Ог

Было показано, что по сравнению с другими структурными единицами фотосинтетической мембраны, ФС2 (и в особенности ВОК) растений обладает более высокой чувствительностью к стрессовым факторам, таким как: отрицательная и повышенная температура, свет высокой интенсивности, изменения рН среды. Это вероятно связано с тем, что для окисления воды в ФС2 требуется формирование катион-радикала Р680+ - самого сильного биологического окислителя (потенциал пары Р680+/Р680 составляет около +1,12 В по отношению к нормальному водородному электроду).

Изучение действия повреждающих факторов дает не только информацию о изменениях, пределах устойчивости и возможности восстановления фотосинтетического аппарата растений, но также позволяет использовать повреждающий фактор в качестве инструмента для исследования такого уникального процесса как фотосинтетическое окисление воды и выделение молекулярного кислорода, происходящего в ФС2.

Таким образом, изучение действия повреждающих факторов на ФС2 позволяет получить важную информацию о структурно-функциональной организации самой фотосистемы и поэтому представляет интерес как с практической, так и с теоретической точки зрения.

В связи с этим, целью настоящей работы было исследование изменений функциональных характеристик ФС2 растений, вызванные действием повреждающих факторов, и были определены следующие основные задачи:

1. Исследование последовательного действия двух стрессовых факторов: отрицательной температуры и света высокой интенсивности - на изменения функциональных характеристик субхлоропластных препаратов ФС2.

2. Изучение изменения функциональных характеристик ФС2 при переходе в область кислых и щелочных рН среды.

3. Исследование влияния бикарбоната на термоинактивацию ФС2 в тилакоидных мембранах в зависимости от рН среды.

4. Изучение влияния ионов бикарбоната на переход высокопотенциальной формы цитохрома Ь559 в низкопотенциальную при понижении рН среды.

5. Влияние бикарбоната на стабильность водоокисляющего комплекса в обработанных гидразином препаратах ФС2.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Хоробрых, Андрей Альфредович

ВЫВОДЫ

1. Показано, что инкубация субхлоропластных препаратов фотосистемы 2 (ФС2) гороха при отрицательной температуре (-10 °С), нарушающая электронный транспорт на донорной стороне ФС2, приводит к освобождению марганца из водоокисляющего комплекса (ВОК) и увеличению скорости фотообразования Н202.

2. Показано, что чувствительность препаратов ФС2 к фотоингибированию значительно (в 8-10 раз) повышается в результате предобработки отрицательной температурой и понижается при последующем добавлении экзогенных доноров электрона, что свидетельствует о связи фотоингибирования в этих условиях с фотонакоплением долгоживущих состояний окисленных доноров электрона ФС2 (Р680+ или TyrZ+). Обнаружено протектирующее действие экзогенного гистидина (1-5 мМ) в этих условиях, проявляющееся только в присутствии ионов марганца.

3. Показано, что разрушение ВОК фотосистемы 2 с помощью обработки субхлоропластных препаратов ФС2 высокомолярным Трис-HCl буфером или повышения рН среды до рН 8,5-9,0 приводит к 3 - 5-кратному увеличению скорости фотопоглощения 02 и фотообразования Н202. Установлено, что фотопоглощение кислорода в препаратах ФС2 с нарушенной структурой ВОК происходит с участием компонентов как акцепторной, так и донорной стороны ФС2.

4. Показано, что скорость термоинактивации (40 °С) кислородвыделяющей функции тилакоидов более чем в 3 раза увеличивается при переходе от рН 7,0 к рН 5,0. Обнаружено протектирующее действие ионов бикарбоната (2 мМ) при термоинактивации тилакоидов при низком рН среды, что свидетельствует о необходимости ионов бикарбоната для стабилизации ВОК.

5. Обнаружено, что бикарбонат препятствует переходу высокопотенциальной формы цитохрома Ь559 в препаратах ФС2 в его низкопотенциальную форму, индуцируемому понижением рН среды до рН 5,0. Поскольку этот протектирующий эффект бикарбоната проявляется только в 02-выделяющих препаратах ФС2, предполагается, что связывание бикарбоната с Мп-содержагцим ВОК важно для поддержания цитохрома Ь559 в его высокопотенциальной форме.

6. Показано, что обработка тилакоидов шпината с помощью гидразина (10 мМ, 90 мин), вызывающая переход ВОК в низшие (Si, S2, S-з) S-состояния вследствие восстановления марганцевого кластера, приводит к усилению стабилизирующего эффекта бикарбоната на кислородвыделяющую функцию, тогда как возврат системы окисления воды в исходные (So, Si) S-состояния с помощью освещения сопровождается уменьшением этого эффекта бикарбоната. Эти данные свидетельствуют о зависимости связывания бикарбоната с ВОК от окислительно-восстановительного состояния марганцевого кластера.

Ананьев Г.М., Климов В.В. (1988) Фотообразование связанной перекиси водорода в субхлоропластных препаратах фотосистемы 2. Докл. АН СССР, 298, 1007-1011

Ананьев Г.М. и Климов В.В. (1989) Взаимодействие системы люминол-пероксидаза с марганцем водоокисляющего комплекса. Биохимия т.54, 1386-1393

Ананьев Г. М. (1991) Методы измерения и СОг-газообмена. В кн.

Экспериментальная экология» Москва: Наука. Бекина P.M., Лебедева А.Ф., Шувалов В.А. (1976) Нечувствительное к диурону восстановление кислорода в фотосистеме 2 в присутствии кремниевомолибденовой кислоты. ДАН СССР, 231, 739-742 Дубинин А.В., Герасименко Л.М., Венецкая С.Л., Гусев М.В. (1990) Отсутствие роста цианобактерий Microcoleus Chtonoplastes вчистой культуре. Микробиология т.61, вып. 1, 57-63 Застрижная О.М., Хоробрых А.А., Христин М.С., Климов В.В. (1997) Фотообразование пероксида водорода на акцепторной стороне ФС 2. Биохимия, 62, 419-425 Карапетян Н.В., Климов В.В. и Красновский А.А. (1973) Переменная флуоресценция дигитониновых фрагментов хлоропластов. Докл. АН СССР т.211, 729-732

Карпилов Ю.С. и Любимов В.Ю. (1971) Светозависимое окисление органических кислот хлоропластами кукурузы. ДАН СССР, т.237, N.5, 1244 Климов В.В., Аллахвердиев С.И., Деметер Ш., Красновский А.А. (1979) Действие обратимой экстракции марганца на световые реакции препаратов фотосистемы 2. Докл. АН СССР, 249, 227-230. Климов В.В., Аллахвердиев С.И., Шувалов В.А. и Красновский А.А. (1982)

Доклады Академии Наук СССР 263, 1001-1005 Козлов Ю.Н., Казакова А.А. и Климов В.В. (1997) Изменение окислительно-восстановительного потенциала и каталазной активности ионов Мп2+ при образовании Mn-бикарбонатных комплексов. Биологические мембраны т. 14, N.1,93-97

Любимов В.Ю. (1985) Ингибиторный анализ синтеза гликолата в листьях Сз и С4 растений. Физиология и биохимия культ, растений, т. 17, N.1, 62

Любимов В.Ю и Застрижная О.М. (1992) Роль перекиси водорода в фотодыхании

С4 растений. Физиология растений, т.39, вып.4, 701-710 Мерзляк М.Н. (1989) Активированный кислород и окислительные процессы в мембранах растительной клетки. Итоги Науки и Техн., ВИНИТИ, сер. Физиология Растений, т. 6, 1-168 Самыгин Г.А. (1994) Причины повреждений клеток растений внеклеточным льдом. Физиология растений, т. 41, N.4, 614-625 Шувалов В.А. и Красновский А.А. (1976) Изучение фотовосстановления кислорода в фотосистеме 2 в присутствие кремневомолибденовой кислоты. ДАН СССР т. 231, N.3, 739-742 Akerlund Н.-Е., Jansson С. and Andersson В. (1982) Reconstitution of photosynthetic water splitting in inside-out thylakoid vesicles and identification of a participating polypeptide. Biochim. Biophys. Acta v.681, N.l, 1-10 Allakhverdiev S., Yruela I., Picorel R., Klimov V.(1997) Bicarbonate is an essential constituent of the water-oxidizing complex of photosystem II. Proc.Natl.Acad. Sci. USA 94, 5050-5054

Allen J.F. (1977) In: Superoxide and Superoxide Dismutase (Michelson A.M., McCord

J.M., Fridovich I., eds), Acadaemic Press, New-York, 417-436 Ananyev G., Wydrzynski Т., Renger G. and Klimov V. (1992) Transient peroxide formation by the manganese-containing redoxactive donor side of photosystem II upon inhibition of O2 evolution with lauroylcholine chloride. Biochim. Biophys. Acta v. 1100, 303-311

Ananyev G., Renger G., Wacker V., Klimov V. (1994) The Photoproduction of Superoxide Radicals and the Superoxide Dismutase Activity of Photosystem 2. The Possible Involvement of Cytochrome b559. Photosynthesis Research, v.41, 327-338

Andersson В., Critchley C., Ryrie I.J., Jansson C., Larsson C. and Anderson J. M. (1984) Modification of the chloride requirement for photosynthetic O2 evolution. The role of the 23 kDa polypeptide. FEBS Lett 168, 113-117 Armond P. A., Schreiber U. and Bjorkman O. (1978) Photosynthetic acclimation to temperature in the desert shrub, Larrea divaricata U. Light harvesting efficiency and electron transport. PI. Physiol. 61, 411-415

Armond P. A., Bjorkman O. and Stacholin L. A. (1980) Dissocoation of supramolecular complexes in chloroplast membranes. A manifestation of heat damage to the photosynthetic apparatus. Biochim. Biophys. Acta 601, 433-442 Arnon D.I. (1949) Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenol oxidase in Beta vulgaris. Plant Physiol, v.24, 1-24 Arnon D.I. and Tang G. M.-S. (1988) Cytochrome b559 and proton conduudtance in oxygenic photosynthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA v. 85, 9524-9528 Aro E.-M., Virgin I. and Andersson B. (1993) Photoinhibition of photosystem 2: inactivation, protein damage and turnover. Biochim. Biophys. Acta 1143, 113-134 Asada K., Takahashi M. (1971) in Photosynthesis and Photorespiration (Hatch M.D.,

Osmond C.B., Slatyer R.O., eds.) Wiley, New York NY, 387-393 Asada K., Kiso K., Yoshikawa K. (1974) Univalent reduction of molecular oxygen by spinach chloroplasts on illumination. J. Biol.Chem. 249, 2175-2181 Asada K., Yoshikawa K., Takahashi M., Maeda Y., Enmanji K. (1975) Superoxide dismutase from a blue-green alga, Plectoneme boryanum. J.Biol.Chem. 250, 2801-2807

Asada K. (1980) Formation and scavenging of superoxide in chloroplasts, with relation to injury by sulfur dioxide. In: Studies on the Effects of Air Pollutants and Mechanisms of Phytotoxicity. Res. Rep. natl. Inst. Environ. Studies (Japan), 165-180

Asada K., and Takahashi M. (1987) in Photoinhibition (Kyle, D.J., Osmond, C.B. and

Arntzen, C.J., eds.) Elsevier, Amsterdam, 227-287 Asada K. (1994) Production and action of active oxygen species in photosynthesis tissues. In: Causes of Photooxidative Stress and Amelioration of Defense systems in Plants (Edited by Christine H. Foyer and Philip M. Mullineaux), CRC Press, 78-104

Barber J. (1982) Influence of surface charges on thylakoid structure and function. A.

Rev. Plant. Physiol. 33, 261-295 Barber J. (1992) The isolated photosystem two reaction center reveals details of the molecular processes of photoinhibition. Photosynthetica 27 (1-2), 63-80 Barber J. and De Las Rivas J. (1993) A functional model for the role of cytochrome b559 in the protection against donor and acceptor side photoinhibition. Proc. Natl. Sci. USAv. 90, 10942-10946

Berry J. A. and Fork D. C. (1977) Effects of growth temperature on the thermal stability of the photosynthetic apparatus of Artiplex lentiformis (Torr.) Wats. PI. Physiol. 59, 873-878

Berthold D.A., Babcock G.T. and Yocum C.F. (1981) A highly resolved, oxygen-evolving photosystem II preparation from spinach thylakoid membranes. FEBS Lett, v.134, 231-234

Bielski BH, Arudi RL, Sutherland MW. (1983) A study of the reactivity of H02/02with unsaturated fatty acids. J Biol Chem. 258(8), 4759-4761 Bilger H.-W., Schreiber U. and Lange O. (1984) Determination of leaf heat resistance: comparative investigation of chlorophyll fluorescence changes and tissue necrosis methods. Oecologia 63, 156-262 Boussac A, Zimmermann JL, Rutherford AW. (1989) EPR signals from modified charge accumulation states of the oxygen evolving enzyme in Ca2+-deficient photosystem II. Biochemistry 28(23), 8984-8989 Boussac A., Zimmermann J.-L., Rutherford A.W. and Lavergne J. (1990) Histidine oxidation in the oxygen-evolving photosystem II enzyme. Nature v.347, 303-306 Bowes JM, Crofts AR. (1980) Binary oscillations in the rate of reoxidation of the primary acceptor of photosystem II. Biochim Biophys Acta 590(3), 373-384 Bowes JM, Crofts AR. (1981) Effect of 2,5-dibromo-3-methyl-6-isopropyl-p-benzoquinone on the secondary electron acceptor В of photosystem II. Arch Biochem Biophys. 209(2), 682-686 Bradley R.L., Long K.M. and Frasch W.D. (1991) The involvement of photosystem IIgenerated H202 in photoinhibition. FEBS Lett, v.286, N.1,2, 209-213 Brand I. and Becker D.W. (1984) Evidence for direct roles of calcium in photosynthesis. J. Bioenerg. Biomem. v. 16, 405-409 Briantais J-M., Vernotte G., Lavergne J., Arntzen G.J. (1977) Indentification of S2 as the sensitive state to alkaline photoinactivation of photosystem 2 in chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta v.461, 61-74 Bricker Т. M. (1990) The structure and function of Cpa-1 and Cpa-2 in Photosystem II.

Photosynth. Res. 24, 1-13 Bricker T.M. (1992) Oxygen evolution in the absence of the 33-kilodalton manganesestabilizing peptide. Biochemistry v.31, 4623-4628. Chen G.X., Blubaugh D.J., Homann P.H., Golbeck J.H. and Cheniae G.M. (1995) Superoxide Contributes to the Rapid Inactivation of Specific Secondary Donors of the Photosystem II Reaction Center during Photodamage of Manganese-Depleted Photosystem II Membranes. Biochemistry (34), 2317-2332 Cheniae G.M. and Martin I.F. (1978) Studies on the mechanism of Tris-induced inactivation of oxygen evolution. Biochim. Biophys. Acta v.502, 321-324 Conjeaud H. and Mathis P. (1980) The effects of pH on the reductions kinetics of P-680 in Tris-treated chloroplasts. Biochim Biophys Acta 590(3), 353-359 Crofts J.and Horton P. (1991) Dissipation of excitation energy by photosystem II particles at low pH. Biochem. Biophys. Acta, 1058, 187-193 Damoder R. and Dismukes G. C. (1984) pH Dependence of the Multiline Manganese EPR Signal for the 'S2' State in PSII Particles: Absence of Proton Release during the Si —> S2 Electron Transfer Step of the Oxygen Evolving System. FEBS Letters, 174-157

Damoder R, Klimov VV, Dismukes GC. (1986) The effect of CI- depletion and X-reconstitution on the oxygen-evolution rate, the yield of the multiline manganese EPR signal and EPR signal II in the isolated Photosystem-П complex. Biochim Biophys Acta 848(3), 378-391 De Las Rivas J., Andersson В., Barber J. (1992) Two sites of primary degradation of the Dl- protein induced by acceptor or donor side photo-inhibition in photosystem II core complexes. FEBS Lett. 301, 246-252 De Las Rivas J. Telfer A. and Barber J (1993) Two coupled P-carotene molecules protect P680 from photodamage in isolated photosystem 2 reaction centres. Biochim. Biophys. Acta 1142, 155-164 Debus R.J. Feher G. and Okamura M.Y. (1986) Iron-depleted reaction centers from Phodopseudomonas sphaeroides R-26.1: characterization and reconstitution with Fe2+, Mn2+, Co2+, Ni2+, Cu2+, and Zn2+. Biochemistry v.25, 2276-2287 Debus R. J., Barry B. A., Sithole J., Babckok G. Т., Mclnthosh L. (1988a) Directed mutagenesis indicates that the donor to P680 in photosystem II is tyrosine-161 of the Dl polypeptide. Biochemistry 27, 9071-9074 Debus R.J., Barry B.A., Babcock G.T. and Mcintosh L. (1988b) Site-directed mutagenesis identifies a tyrosine radical involved in the photosynthetic oxygen evolving system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA v.85, 427-430 Debus R.J. (1992) The manganese and calcium ions of photosynthetic oxygen evolution. Biochim. Biophys. Acta v.1102, 269-353

Deisenhofer J. and Michel U. (1989) Nobel lecture. The photosynthetic reaction centre from the purple bacterium Rhodopseudomonas viridis. EMBO J. 8, 2149-2170 Dekker J.P., van Gorcom H.J., Wensink J. and Ouwehand L. (1984) Absorbance difference spectra of the successive redox states of the oxygen-evolving apparatus of photosynthesis. Biochim. Biophys. Acta v.767, 1-9 Demeter S., Janda Т., Kovacs L., Mende D. and Wiessner W. (1995) Biochim. Biophys. Acta 1229, 166-167

Diner B. A. and Petroleas V. (1990) Formation by NO of nitrosyl adducts of redox components of the photosystem II reaction center: II. Evidence that bicarbonate/C02 binds to the acceptor side non-heme iron. Biochim. Biophys. Acta 1015, 141-149

Dismukes C. and Siderer Y. (1980) EPR spectroscopic observation of a manganese center associated with water oxidation in spinach chloroplasts. FEBS Lett. 121, 78-80

Dismukes G. C., Klimov V. V., Baranov S. V., Kozlov Yu. N., Dasgupta J., Tryrshkin A. (2001) The Origin of Atmospheric Oxygen on Earth: The Innovation of Oxygenic Photosynthesis. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 98(5), 2170-2175 Durrant R.J., Giorgy L.B., Barber J., Klug D.R., Porter G. (1990) Characterisation of Triplet States in Isolated Photosystem II Reaction Centers: Oxygen Quenching as a Mechanism for Photodamage. Biochim.Biophys.Acta v. 1017, N.l, 167-175 El-Shintinawy F and Govindjee (1990) Bicarbonate effects in leaf discs from spinach.

Photosynth. Res. 24, 189-200 Elstner E.F. (1982) Oxygen activation and oxygen toxicity. Ann. Rev. Plant Physiol. 33, 73-96

Enami I., Kamino K., Shen J.-R., Satoh Ka. and Katoh S. (1989) Isolation and characterization of Photosystem II complexes which lack light-harvesting chlorophyll a/b proteins but retain three extrinsic proteins related to oxygen evolution from spinach. Biochim. Biophys. Acta 977, 33-39 Enami I., Kaneko M., Kitamura N., Koike H., Sonoike K., Inoue Y. and Katoh S. (1991) Total immobilization of the extrinsic 33 kDa protein in spinach Photosystem II membrane preparations. Protein stoichiometry and stabilization of oxygen evolution. Biocnim. Biophys. Acta 1060, 224-232 Fork D. C. and Satoh K. (1986) The control by state transitions of the distribution excitation energy in photosynthesis. A. Rev. PI. Physiol. 37, 335-361

Franzen L.-G., Hansson Ц. and Andersson L.-E. (1985) The role of the extrinsic subunits in photosystem II as revealed by EPR. Biochim. Biophys. Acta v.808, 171-179

Fridovich I. (1983) Superoxide radical: an endogenous toxicant, rev. Pharmacol. Toxicol. 23, 239-257

Fucci L, Oliver CN, Coon MJ, Stadtman ER. (1983) Inactivation of key metabolic enzymes by mixed-function oxidation reactions: possible implication in protein turnover and ageing. Proc Natl Acad Sci U S A 80(6), 1521-1525 Gebicki J.M., Bielski B.H.J. (1981) Comparasion of the capacities of the perhydroxyl and superoxide radicals to initiate chain oxidation of linoleic acid. J. Amer. Chem. Soc. 103, 7020-7027

Ghanotakis D. F., Topper J. N. and Yocum C. F. (1984a) Structural organization of the oxidizing side of photosystem II-exogenous reductants reduce and destroy the Mn-complex in photosystem II membranes depleted of the 17 and 23 kDa polypeptides. Biochim. Biophys. Acta 764, 524-531 Ghanotakis C.F., Topper J.N., Babcock G.T. and Yocum C.F. (1984b) Water soluble 17 and 23 kDa polypeptides restore oxygen evolution activity by creating a high-affinity binding site for Ca on the oxidizing side of photosystem II. FEBS Lett. v.170, 169-173

Ghanotakis D.F., Babcock G.T., Yocum C.F. (1984c) Calcium Reconstitutes High Rates of Oxygen Evolution in Polipeptide Deplited Photosystem II Preparation. FEBS Lett, v.167, 127-130 Golden S.S., Brussian B. and Haselkron R. (1986) Expression of a family of psb A genes encoding a photosystem II polypeptide in the cyanobacterium Anacystis nidulans R2. The EMBO J., 2789-2798 Gounaris K., Brain A. R. R., Quinn P. J. and Williams W. P. (1984) Structural reorganisation of chloroplast thylakoid membranes in response to heat stress. Biochim. Biophys. Acta 766, 198-208 Green M.R., Hill H.A.O. (1984) Methods in Enzymology, 105, 3-22 Greenberg B.M., Gaba V., Canaani O., Malkin S., Mattoo A.K., Edelman M. (1989) Separate photosensitizer mediate degradation of the 32-kDa photosystem II reaction center protein in the visible and UV spectral regions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86, 6617-6620

Guiles R.D., Yachandra V.K., McDermott A.E., Cole J.L., Dexheimer S.L., Britt R.D., Sauer K. and Klein M.P. (1990) The S0 state of photosystem II induced by hydroxylamine: differences between the structure of the manganese complex in the So and Si states determined by X-ray absorption spectroscopy. Biochemistry v.29, 486-496

Halliwell В., Gutteridge J.M.C.(1984) Oxygen toxicity, oxygen radicals, transition metals and disease. Biochem. J. 219, 1-14 Halliwell В., Gutteridge J.M.C.(1985) Free Radicals in Biology and Medicine. Claredon Press, Oxford, 1-259

Heber U., Tyankova L. and Santarius K. A. (1973) Effects of freezing in biological membranes in vivo and in vitro. Biochim. Biophys. Acta 291, 23-37 Hideg E., Spetea C. and Vass I. (1994) Singlet oxygen production in thylakoid membranes during photoinhibition as detected by EPR spectroscopy. Photosynth. Res. 39, 191-199

Hincha D. K. (1986) Sucrose influx and mechanical damage by osmotic stress to thylakoid membranes during an in vivo freeze-thaw cycle. Biochim. Biophys. Acta 861, 152-158

Hincha D. K., Heber U. and Schmitt J. (1987) Stress resistance of thylakoids: Mechanical freezing damage and effects of frost hardening. In Progress in Photosynthesis Res. (Ed. J. Biggins) v.4, 107-110 Hoganson CW, Babcock GT. (1992) Protein-tyrosyl radical interactions in photosystem II studied by electron spin resonance and electron nuclear double resonance spectroscopy: comparison with ribonucleotide reductase and in vitro tyrosine. Biochemistry 31(47), 11874-11880 Homann P.H. (1988) Structural effects of СГ and other anions on the water oxidizing complex of chloroplast photosystem II. Plant Physiol, v.88, 194-199 Hulsebosch R.J., Allakhverdiev S.I., Klimov V.V., Picorel R., Hoff A.J. (1998) Effect of bicarbonate on the S2 multiline EPR signal of the oxygen-evolving complex in photosystem II membrane fragments. FEBS Lett. 424, 146-148 Jansen M. A. K., Depka В., Trebst A. and Edelman M. (1993) Engagement of specific sites in the plastoquinone niche regulates degradation of the D1 protein in photosystem 2. J. Biol. Chem. 268, 21246-21252

Jegerschold С., Virgin I. and Styring S. (1990) Light-Dependent Degradation of the Dl Protein in Photosystem II Is Accelerated after Inhibition of the Water Splitting Reaction. Biochemistry v.29, 6179-6186 Joliot P., Joliot A., Boughes B. and Barbieri G. (1971) Studies of system II photocenters by comparative measurements of luminescence, fluorescence and oxygen emission. Photochem. Photobiol. v. 14, 287-305 Kanofsky JR, Axelrod B. (1986) Singlet oxygen production by soybean lipoxygenase isozymes. J Biol Chem. 261(3), 1099-1104 Kanofsky JR. (1986a) Catalysis of singlet oxygen production in the reaction of hydrogen peroxide and hypochlorous acid by l,4-diazabicyclo[2.2.2]octane (DABCO). Biochem Biophys Res Commun. 134(2), 777-782 Kanofsky JR. (1986b) Singlet oxygen production by bleomycin. A comparison with heme-containing compounds. J Biol Chem. 261(29), 13546-13550 Katoh S. and San Pierro A (1967) Ascorbate-supported NADP photoreduction by heated euglena chloroplasts. Arch. Biochem. Biophys. 122, 144-152 Khan A.U., Gebauer P., Hager L.P. (1983) Chloroperoxidase generation of singlet 'Ag molecular oxygen observed by spectroscopy in the 1 to 1.6 pm region. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A 80, 5195-5197 Kirilovsky D., Ducruet J. M. and Etienne A.-L. (1990) Primary events occuring in photoinhibition in Synechocystis 6714 wild-type and an atrazine-resistant mutant. Biochim. Biophys. Acta 1020, 87-93 Klimov V.V. and Krasnovsky A.A. (1981) Pheophytin as the primary acceptor in photosystem II reaction centers. Photosynthetica v. 15, 592-602 Klimov V.V., Allakhverdiev S.I., Shuvalov V.A., Krasnovsky A.A. (1982) Effect of extraction and re-addition of manganese on light reactions of photosystem II preparations. FEBS Lett. 148, 307-312 Klimov V.V., Shafiev M.A., and Allakhverdiev S.I. (1990) Photoinactivation of the Reactivation Capacity of Photosystem II in Pea Subchloroplast Particles after a Complete Removal of Manganese. Photosynth. Res. 23, 59-65 Klimov V.V., Ananyev G.M., Zastrizhnaya O.M., Wydrzynski T. and Renger G. (1993) Photoproduction of Hydrogen Peroxide in Photosystem II Particles. Photos. Res. v.38, 409-416

Klimov V.V., Allakhverdiev S.I., Feyziev Ya.M., Baranov S.V.(1995a) Bicarbonate requirement for the donor side of photosystem II. FEBS Lett. 363, 251-255

Klimov V., Allakhverdiev S.I., Baranov S.V., Feyziev Ya.M.(1995b) Effects of bicarbonate and formate on the donor side of photosystem II. Photosynth.Res. 46, 219-225

Klimov V.V., Hulsebosch R.J., Allakhverdiev S.I., Wincencjusz H., van Gorkom H.J., Hoff A.J. (1997a) Bicarbonate may be required for ligation of manganese in the oxygen-evolving complex of photosystem II. Biochemistry 36, 16277-16281 Klimov V.V., Baranov S.V. and Allakhverdiev S.I. (1997b) Bicarbonate protects the donor side of photosystem II against photoinhibition and thermoinactivation. FEBS Lett. 418(3), 243-246

Klimov V.V. and Baranov S.V. (2001) Bicarbonate requirement for the water-oxidizing complex of photosystem II. Biochim. Biophys. Acta 1503, 187-196 Koivuniemi A., Swiezewska E., Aro E.-M., Styring S. and Andersson B. (1993) Reduced content of the quinone acceptor QA in photosystem 2 complexes isolated from thylakoid membranes after prolonged photoinhibition under anaerobic conditions. FEBS Lett. 327, 343-346 Krause G. H. and Santarius K. A. (1975) Relative thermostability of the chloroplast envelope. Planta 127, 285-299 Krause G. H., Klosson R. J. and Troster U. (1982) On the mechanism of freezing injury and cold acclimation of spinach leaves. In Plant Cold Hardiness and Freezing Stress (Ed. P. H. Li and A. Sakai) New York: Academ. Press, 55-75 Krause G. H. and Behrend U. (1986) ApH-dependent chlorophyll fluorescence quenching indicating a mechanism of protection against photoinhibition of chloroplasts. FEBS Lett. 200, 298-302 Krause G. H. and Laasch G. (1987) Energy-dependent chlorophyll fluorescence quenching in chloroplasts correlated with quantum yield of photosynthesis. Z. Naturforsch 42C, 581-584 Kuwabara T, Murata N. (1979) Purification and characterization of 33 kilodalton protein of spinach chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta 581(2), 228-236 Kuwabara Т., Murata N (1983) Quantitative analysis of the inactivation of photosynthetic oxygen evolution and the release of polypeptides and manganese in the photosystem II particles of spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol. 24, 741-747 Kyle D. J., Ohad I. and Arntzen C. J. (1984) Membrane protein damage and repair; selective loss of a quinone protein function in chloroplast membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 4070-4074

Linberg U., Henrysson Т., Rochester С. P., Ekerlund H.-E. and Andersson B. (1986) The presence of low-molecular-weight polipeptides 5 kDa hydrophilic polypeptide. Biochim. Biophys. Actav.849, 112-120 Long S. P., Humphries S. and Falkowski P. G. (1994) Photoinhibition of photosynthesis in nature. Ann. Rev. PI. Physiol. 45, 633-662 Macpherson A. N., Telfer A., Barber J. and Truscott T. G. (1993) Direct detection of singlet oxygen from isolated PSII reaction centres. Biochim. Biophys. Acta 1143, 301-309

Mano J., Takahashi M.A., Asada K. (1987) Oxygen Evolution from Hydrogen Peroxide in Photosystem II: Flash-Induced Catalatic Activity of Water-Oxidizing Photosystem II Membranes. Biochemistry v.26, N.9, 2495-2501 Mehler A.C. (1951) Studies on reactions of illuminated chloroplasts. I. Mechanism of the reduction of oxygen and other Hill reagents. Arch. Biochem. Biophys. 33, 65-77

Meltz J.G., Wong J. and Bishop N.I. (1980) Changes in electrophoretic mobility of a chloroplast membrane polypeptyde, associated with the loss of the oxidizing side of photosystem II in low fluorescent mutants of Scenedesmus. FEBS Lett. v.114, 61-66

Mende D. and Wiessner W. (1985) Bicarbonate in vivo requirement of Photosystem II in the green alga Chlamydomonas stellata. J. Plant. Physiol. 118, 259-266 Messinger J., Waker U. and Renger G. (1991) Unusual low reactivity of water oxidase in redox state S3 toward exogenous reductants. Analysis of the NH2OH- and NH2NH2-induced modifications of flash induced oxygen evolution in isolated spinach thylakoids. Biochemistry v.30, 7852-7862 Messinger J., Seaton G., Wydrzynski., Wacker U and Renger G. (1997) S.3 state of the water oxidase in photosystem II. Biochemistry 36, 6862-6873 Mishra N. P., Mishra R.K. and Singhal G. S. (1993) J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 19, 19-24

Mishra N. P. and Ghanotakis D. F. (1994) Exposure of a Photosystem II complex to chemically generated singlet oxygen results in Dl fragments similar to the ones observed during aerobic photoinhibition Biochim. Biophys. Acta 1187, 296-300 Miyake Ch. and Asada K. (1994) Plant Cell Physiol. 35 (4), 539-549 Miyao M. and Murata N. (1984a) Calcium ions can be substituted for the 24-kDa polypeptide in photosynthetic oxygen evolution. FEBS Lett. 168, 118-120

Miyao M. and Murata N. (1984b) Role of the 33 kDa polypeptide in preserving Mn in the photosynthetic oxygen-evolving system and its replacement by chloride ions. FEBS Lett. 170, 350-354 Miyao M. (1994) Involvement of active oxygen species in degradation of the D1 protein under strong illumination in isolated subcomplexes of photosystem II. Biochemistry 33(32), 9722-9730 Miyao M, Ikeuchi M, Yamamoto N, Ono T. (1995) Specific degradation of the D1 protein of photosystem II by treatment with hydrogen peroxide in darkness: implications for the mechanism of degradation of the D1 protein under illumination. Biochemistry 34(31), 10019-10026 Mizusawa N, Miyao M. and Yamashita T. (1997) Restoration of the high-potential form of cytochrome b559 by electron transport reactions through photosystem II in Tris-trated photosystem II membranes. Biochim. Biophys. Acta 1318, 145-158 Nagano T, Fridovich I. (1985) Does the aerobic xanthine oxidase reaction generate singlet oxygen? Photochem Photobiol. 41(1), 33-37 Nakano M., Takayama K., Shimizu Y., Tsuji Y., Inaba H., Migita T. (1976) J. Am.

Chem. Soc. 98, 1974-1975 Nakatani HY. (1984) Photosynthetic oxygen evolution does not require the participation of polypeptides of 16 and 24 kilodaltons. Biochem Biophys Res Commun. 120(1), 299-304

Ohad I., Kyle D. J. and Arntzen C. J. (1984) Membrane protein damage and repair, removal and replacement of inactivated 32 kDa polypeptide in chloroplast membranes. J. Cell Biol. 99, 481-485 Ohad I., Keren N., Zer H., Gong H„ Мог Т. S„ Gal A., Tal S. and Domovich Y. (1994) Light induced degradation of the photochemical reaction center II-Д1 protein in vivo: An integrative approach. In Photoinhibition of Photosynthesis from Molecular Mechanisms to the Field. (Ed. Baker, N. P. and Bowyer, J. R.) Bios. Scientific Publishers, Oxford, 161-177 Okamura M. Y., Satoh K., Isaacson R. A. and Feher G. (1987) Evidence of the primary charge separation in the Д1/Д2 complex of photosystem 2 from spinach; EPR of the triplet state. In Progress in Photosynth. Res. (Ed. Biggins, J.) v.l, 379-381 Ono T. and Inoue Y. (1984) Ca2+-dependent restoration of 02-evolving activity in CaCb-washed PS II particles depleted of 33, 24 and 16 kDa proteins. FEBS Lett. 168,281-286

Ono T.-A., Noguchi Т., Inoue Y., Kusunoki M., Matsushita T. and Oyanagi H. (1992) X-ray detection of the period-four cycling of the manganese cluster in photosynthetic water oxidizing enzyme. Science 258, 1335-1337 Plijter j.j., Albers S.E., Barends J., Vos M.N., van Gorkom H.J. (1988) Oxygen release may limit the rate of photosynthetic electron transport; the use of the weacly polarized oxygen electrode. Biochim. Biophys. Acta v.935, N.3, 388-391 Prasil O., Adir N. and Ohad I. (1992) in The Photosystems: Structure, Function and

Molecular Biology (Barber J. ed), Elsevier, Amsterdam, 295-348 Renger G. (1992) Energy transfer and trapping in photosystem II. -In: Topics in photosynthesis, the photosystems: structure, functions and molecular biology, (ed.: Barber J.), Elsevier, Amsterdam, 45-99 Riggs P.J., Mei R., Yocum C.F. and Penner-Hahn J.E. (1992) J. Am. Chem. Soc. 118, 2387-2399

Robinson H. H. and Crofts A. R. (1983) FEBS Lett 153, 221-226

Rochaix J.-D. and Erickson J. (1988) Function and assembly of photosystem II: genetic and molecular analysis. Trends Biochem. Sci. v. 13, 56-59 Sandusky P.O. and Yocum C.F.(1988) Hadrogen perxide oxidation catalyzed by chloride-depleted thylakoid membranes. Biochim. Biophys. Acta v.936, N.2, 149-156

Santarius K. A. (1975) Sites of heat sensitivity in chloroplasts and differential inactivation of cyclic and noncyclic photophosphorylation by heating. J. Therm. Biol. 1, 101-107

Sauer K., Yachandra V.K., Britt R.D. and Klein M.P. (1992) The photosynthetic water oxidation complex studied by EPR and X-ray absorption spectroscopy. -In: Manganese Redox Enzymes Ed.: V. Pecoraro, VHS Publishers, Inc. N. Y., 141-176 Saygin O. and Witt H.T. (1984) On the change of the charges in the four photoinduced oxidation steps of the water-splitting enzyme photo-induced oxidation steps of the water-splitting enzyme system. FEBS Lett. v. 176, 83-87 Sayre RT, Homann PH. (1979) A light-dependent oxygen consumption induced by photosystem II of isolated chloroplasts. Arch Biochem Biophys. 196(2), 525-533 Schroder W. P. and Akerlund H.-E. (1990) in Current Research in Photosynthesis (Baltscheffsky M. ed) Kluwer, Dordrecht, v.l, 901-904

Seemann J. R., Downton W. J. S. and Berry J. A. (1986) Temperature and leaf osmotic potential as factors in the acclimation of photosynthesis to high temperature in desert plants. PI. Physiol. 80, 926-930 Setlik I., Allakhverdiev S. I., Nedbal L., Setlikova E. and Klimov V. V. (1990) Three types of photosystem 2 photoinactivation. I. Damaging processes on the acceptor side. Photosynth. Res. 23, 39-48 Sharp RR, Yocum CF. (1981) Factors influencing hydroxylamine inactivation of photosynthetic water oxidation. Biochim Biophys Acta 635(1), 90-104 Shen J.-R., Satoh Ka. and Katoh S. (1988a) Calcium content of oxygen-evolving Photosystem II preparations from higher plants. Effects of NaCl treatment. Biochem. Biophys. Acta 933, 358-364 Shen J.-R., Satoh Ka. and Katoh S. (1988b) Isolation of an oxygen-evolving Photosystem II preparation containing only one tightly bound calcium atom from a chlorophyll b-deficient mutant of rice. Biochem. Biophys. Acta 936, 386-394 Shen J.-R., Terashima I., Kato Shen J.-R., Terashima I., Katoh S. (1990) Cause for Dark, Chilling-Induced Inactivation of Photosynthetic Oxygen-Evolving System in Cucumber Leaves.// Plant Physiol, v.93, N.4, 1354-1357 Shipton C.A. and Barber J. (1994) In vivo and in vitro photoinhibition reactions generate similar degradation fragments of D1 and D2 photosystem-II reaction-centre proteins. European Journal Biochemistry 220, 801-808 Shuvalov VA. (1994) Composition and function of cytochrome b559 in reaction centers of photosystem II of green plants. J Bioenerg Biomembr. 26(6), 619-626 Sivaraja M., Tso J. and Dismukes G.C. (1989) A calcium-specific site influences the structure and activity of the manganese cluster responsible for the water oxidation. Biochemistry v.28, 9459-9464 Stemler A and Govindjee (1973) Bicarbonate ion as a critical factor in photosynthetic oxygen evolution. Plant. Physiol. 52, 119-123 Stewart D. H. and Brudvig G. W. (1998) Cytochrome b559 of photosystem II. Biochim.

Biophys. Acta 1367, 63-87 Styring S., Virgin I., Ehrenberg A. and Andersson B. (1990) Strong light photoinhibition of electron transport in photosystem 2. Impairment of the function of the first quinone acceptor Qa- Biochim. Biophys. Acta 1015, 269-278

Sundby С. (1990) Bicarbonate effects on photo-inhibition. Including an explanation for the sensitivity to photo-inhibition under anaerobic conditions. FEBS Lett. 274(1-2), 77-81

Takahama U., Nishimura M. (1975) Plant Cell Physiol. 16, 737-748 Takahama U (1979) Plant Cell Physiol. 20, 213-218

Tamura N and Cheniae G. (1987) Photoactivation of the water-oxidizing complex in PSII membranes depleted of Mn and extrinsic proteins. Biochemical and kinetic characterization. 890, 217-278 Tanaka S, Kawata Y, Wada K, Hamaguchi K. (1989) Extrinsic 33-kilodalton protein of spinach oxygen-evolving complexes: kinetic studies of folding and disulfide reduction. Biochemistry 28(18), 7188-7193 Taylor M.A. Packer J.C.L. and Bowyer J.R. (1988) Processing of the Dl polypeptide of the photosystem II reaction center and photoactivation of a low fluorescence mutant (LF-1) of Scenedesmus obliquus. FEBS Lett, v.237, 229-233 Telfer A., Barber J. and Evans M. (1988) Oxidation-reduction potential dependence of reaction centre triplet formation in the isolated D1/D2 cytochrome b559 photosystem 2 complex. FEBS Lett. 232, 209-213 Telfer A., De Las Rivas J., Barber J. (1991) (3-carotene within the Isolated Photosystem II Reaction Centre: Photooxidation and Irreversible Bleaching of this Chromophore by oxidised P680. Biochim.Biophys. Acta v. 1060, N.l, 106-114 Telfer A., Bishop S. M., Phillips D. and Barber J (1994a) The isolated photosynthetic reaction of PSII as a sensitiser for the formation of singlet oxygen; detection and quantum yield determination using a chemical trapping technique. J. Biol. Chem. 269,13244-13253

Telfer A., Dhami S., Bishop S. M., Phillips D. and Barber J (1994b) P- carotene quenches singlet oxygen formed by isolated photosystem 2 reaction centers. Biochemistry 33, 14469-14474 Theg S. and Homann P.H. (1982) Light-, pH- and uncoupler-dependent association of chloride with chloroplast thylakoids. Biochim. Biophys. Acta v.679, p.221-234. Theg S., Jursinic P.M. and Homann P.H. (1984) Studies on the mechanism of chloride action on photosynthetic water oxidation. Biochim. Biophys. Acta v.766, 636-646 Thompson L. K., Miller A.-F., Buser C. A., De Paula J. C. and Brudvig G. W. (1989) Characterization of the multiple forms of cytochrome b559 in photosystem II Biochemestry 28, 8048-8056

Trebst A. and Depka B. (1985) The architecture of photosystem II in plant photosynthesis. Which peptide subunits carry the reaction center of photosystem II. -In: Antennas and reaction centers in photosynthetic bacteria. Ed. Michel-Beyerle M. E. Springer-Verlag, Berlin, 216-224 Trebst A., Depka В., Kraft B. and Johanningmeier U. (1988) The QB site modulates the conformation of the photosystem 2reaction centre polypeptides. Photosynth. Res. 18, 163-177

Trisl H.-W., Breton J., Depres J. and Leibl W. (1987) Primery electrogenic reaction of photosystem II as probed by the light-gradient method. Biochem. Biophys. Acta. v.893,N.3, 305-319

Tso J., Sivaraja M. and Dismukes G.C. (1991) Calcium limits substrate accessibility or reactivity at the manganese cluster in the photosynthetic water oxidation. Biochemistry v.30, 4734-4739 Van Gorkom HJ, Pulles MP, Haveman J, Den Haan GA. (1976) Primary reactions of photosystem II at low рН. I. Prompt and delayed fluorescence. Biochim Biophys Acta 423(2), 217-226

Vass I., Styring S., Hundal Т., Koivuniemi A., Aro E.-M. and Andersson B. (1992) The reversible and irreversible intermediates during photoinhibition of photosystem 2 -stable reduced Qa species promote chlorophyll triplet formation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89, 1408-1412 Velthuys В. Кок B. (1978) Photosynthetic Oxygen Evolution from Hydrogen

Peroxide.// Biochim. Biophys Acta, v.502, 211-221 Waggoner С. M. and Yocum C. F. (1987) in Progress in Photosynth. Res. (Biggins, J., ed) 1,685-688

Warburg O. and Krippahl G. Hill-Reaktionen. (1958) Z Naturfrsch, 13b, 509-514 Wang W-Q., Chapman D.J., Barber J. (1992) Effect of Cold Treatment on the Binding Stability of Photosystem 2 Extrinsic Proteins and an Associated Increase in Susceptibility to Photoinhibi- tion.// Plant Physiol, v.99, N.l, 21-25 Weis E. (1982) Influence of light on the heat sensitivity of the photosynthetic apparatus in isolated spinach chloroplasts. PI. Physiol. 70, 1530-1534 Weis E. and Berry J. A. (1987) Quantum efficiency of photosystem 2 in relation to energy dependent of chlorophyll fluorescence. Biochim. Biophys. Acta 894, 198-209

Widger WR, Cramer WA, Hermodson M, Meyer D, Gullifor M. (1984) Protein Purification and partial amino acid sequence of the chloroplast cytochrome b-559. Biochimica et Biophysica Acta 1367, 63-87 Wincencjusz H., Allakhverdiev S., Klimov V., H.J. van Gorkom. (1996) Bicarbonate-reversible formate inhibition at the donor side of Photosystem II. Biochim. Biophys. Acta. v. 1273, P. 1-3 Wydrzynski T and Govindjee (1975) A new site of bicarbonate effect in Photosystem II on photosynthesis: Evidence from chlorophyll fluorescence transitions in spinach chloroplasts. Biochim Bio-physActa 387, 403-408 Wydrzynski Т., Angstrom J., Vanngard Т. H2O2 Formation by Photosystem II. (1989)

Biochim. Biophys. Acta., v.973, N.l, 23-28 Yachandra VK, DeRose VJ, Latimer MJ, Mukerji I, Sauer K, Klein MP. (1993) Where plants make oxygen: a structural model for the photosynthetic oxygen-evolving manganese cluster. Science 260(5108), 675-679 Yamashita T, Butler WL. (1969) Photooxidation by photosystem II of tris-washed chloroplasts. Plant Physiol. 44(9), 1342-1346 Yocum C.F. (1992) The calcium and chloride requirements for photosystem II. -In:

Manganese Redox Enzymes. Ed.: V. Pecoraro, VHS Publishers, Inc. N. Y., 71-84 Yordanov I. T. and Weis E. (1984) The influence of leafe-agin on the heat-sensitivity and heat-hardening of the photosynthetic apparatus in Phaseolis vulgaris. Z. Planzenphysiol. 113, 383-393 Youngman R.J. (1984) TIBS. 9, 280-283

Youvan D.C., Bylia E.J., Alberti M. et al. (1984) Nucleotide and deduced polypeptide sequences of the photosynthetic reaction center, Pg7o antenna, and flanking polypeptides from Rsp. capsulata. Cell Biol, v.37, 939-957 Yruela I., Allakhverdiev, Ibarra J.V., Klimov V.V. (1998) Bicarbonate binding to the water-oxidizing complex in the photosystem II. A Fourier transform infrared spectroscopy study. FEBS Lett. 425, 396-400 Zheng M, Dismukes GC. (1996) Orbital Configuration of the Valence Electrons, Ligand Field Symmetry, and Manganese Oxidation States of the Photosynthetic Water Oxidizing Complex: Analysis of the S(2) State Multiline EPR Signals. Inorg Chem. 35(11), 3307-3319

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Изучение действия повреждающих факторов дает не только информацию о изменениях, пределах устойчивости и возможности восстановления фотосинтетического аппарата растений, но также позволяет использовать повреждающий фактор в качестве инструмента для исследования такого уникального процесса как фотосинтетическое окисление воды и выделение молекулярного кислорода, происходящего в ФС2.

В результате проведенных исследований было обнаружено, что повреждение донорной стороны ФС2 в результате замораживания/оттаивания мембранных препаратов ФС2 растений, приводит к освобождению Мп из ВОК и увеличению скорости фотообразования Н2О2. При изучении механизма фотоинактивации замороженных-оттаянных препаратов ФС2, характеризующихся повышенной чувствительностью к свету, было обнаружено протектирующее действие экзогенного гистидина (1-5 мМ), проявляющееся только в присутствии ионов Мп2+.

Впервые получены данные, свидетельствующие о том, что разрушение водоокисляющего комплекса ФС2 как с помощью щелочных рН, так и с помощью 1 М Трис-HCl буфера, приводит к стимулированию фотопоглощения кислорода, которое обусловлено как восстановлением кислорода на акцепторной стороне, так и реакциями на донорной стороне ФС2. Показано, что процесс фотопоглощения кислорода на донорной стороне ФС2 инициируется нарушением донирования электронов от воды к реакционному центру ФС2 и, вероятно, обусловлен взаимодействием Ог с радикалами органических молекул, образующихся при их окислении с помощью Р680+ или TyrZ+.

Исследование скорости термоинактивации тилакоидов, основанное на регистрации фотосинтетического выделения кислорода при изменении содержания бикарбоната в тилакоидных мембранах, достигаемого как с помощью удаления НСОз'/СОг, так и с помощью изменения рН среды с последующим добавлением бикарбоната показало, что бикарбонат оказывает значительное стабилизирующее влияние на устойчивость ВОК в тилакоидных мембранах. Эти данные показывают, что эффект бикарбоната на термоинактивацию ВОК проявляется и тилакоидных мембранах, обладающих более нативной структурой, чем субхлоропластные мембраны ФС2; выявлен стабилизирующий эффект бикарбоната на водоокисляющий комплекс при низких значениях рН среды.

Обнаружено, что бикарбонат препятствует переходу высокопотенциальной формы цитохрома Ь559 в препаратах ФС2 в его низкопотенциальную форму, индуцируемому понижением рН среды до рН 5,0. Предполагается, что этот протектирующий эффект бикарбоната обусловлен связыванием бикарбоната с Mn-содержащим ВОК.

Получены данные, показывающие, что переход ВОК в низшие (S.b S2, S.3) S-состояния, вызванный обработкой тилакоидов 10 мМ гидразином, усиливает стабилизирующий эффект бикарбоната на кислородвыделяющую функцию, а возврат системы окисления воды в исходные (So, Si) S-состояния с помощью освещения сопровождается уменьшением этого эффекта, могут свидетельствовать о том, что бикарбонат может иметь существенную структурно-функциональную роль в Мп кластере и что связывание бикарбоната с ВОК зависит от окислительно-восстановительного состояния марганцевого кластера.