Структура и РНК-связывающие свойства бактериального регулятора экспрессии генов-белка Hfq тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Васильева, Юлия Михайловна

• Васильева, Юлия Михайловна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Васильева, Юлия Михайловна

Список сокращений

Введение

1. Обзор литературы. Регуляторная роль белка Hfq в жизнедеятельности бактериальных клеток

1.1. Образование комплексов белка Hfq с некоторыми мРНК как фактор регуляции трансляции

1.2. Участие белка Hfq в регуляции трансляции rpoS мРНК малыми нетранслируемыми РНК£. coli

1.3. Hfq - белок, неспецифически связывающийся с РНК

1.4. Роль Hfq в метаболизме поли(А)

1.5. Участие Hfq в формировании бактериального нуклеоида

1.6. Белок Hfq - Sm-подобный белок бактерий

1.7. Пространственные структуры белка Hfq и его гомологов 25 Заключение

2. Материалы

2.1. Химические реактивы и ферменты

2.2. Растворы

2.3. Питательные среды

2.4. Бактериальные штаммы

2.5. Плазмиды

3. Методы

3.1. Методы генной инженерии

3.1.1. Выделение хромосомной ДНК Е. coli

3.1.2. Выделение плазмидной ДНК Е. coli

3.1.3. Очистка плазмидной ДНК равновесным центрифугированием в градиенте CsCl

3.1.4. Получение компетентных клеток Е. coli

3.1.5. Трансформация компетентных клеток плазмидной

3.1.6. Получение штамма-суперпродуцента белка Hfq

Е. coli

3.1.7. Получение штамма-суперпродуцента белка Hfq

P. aeruginosa

3.1.8. Получение штаммов, продуцирующих селенометиониновые производные белков EcoHfq и PaeHfq

3.1.9. Получение конструкций для транскрипции in vitro

OxyS, RprA, RyhB и DsrA РНК

3.2. Методы работы с белками

3.2.1. Выделение и очистка рекомбинантного белка EcoHfq

3.2.2. Выделение и очистка рекомбинантного белка PaeHfq

3.2.3. Гель-электрофорез белков в ПААГ в присутствии

3.3. Анализ гомогенности и оценка молекулярных весов полученных препаратов EcoHfq и PaeHfq

3.3.1. Проведение гель-фильтрационной хроматографии препарата белка EcoHfq

3.3.2. Проведение аналитического ультрацентрифугирования в шлирен-системе препаратов белков EcoHfq и PaeHfq

3.4. Методы работы с РНК и РНК-белковыми комплексами

3.4.1. Т7 транскрипция in vitro OxyS, DsrA, RprA и RyhB

3.4.2. Гель-электрофорез РНК в ПААГ в присутствии 8 М мочевины

3.4.3. Получение и очистка равномерно Р-меченных

DsrA, RprA и RyhB РНК

3.4.4. Определение кажущихся констант диссоциации РНК-белковых комплексов

3.4.5. Метод гель-шифта

3.5. Кристаллизация белка PaeHfq

3.6. Сбор дифракционных данных 53 4. Результаты и их обсуждение

4.1. Получение штаммов-суперпродуцентов белков Hfq Е. coli и P. aeruginosa

4.2. Выделение гомогенных растворимых препаратов белков EcoHfq и PaeHfq из штаммов-суперпродуцентов

4.3. Проверка гомогенности полученных белковых препаратов

4.4. Получение регуляторных DsrA, RprA, RyhB и OxyS РНК

Е. coli

4.5. Исследование РНК-связывающих свойств белков Hfq

Е. coli и P. aeruginosa

4.6. Кристаллизация белка Hfq P. aeruginosa

4.7. Сбор дифракционных данных 70 Выводы 72 Список цитируемой литературы

Список сокращений бис-трис - (бис-(2-гидроксиэтил)-иминотрис-(гидроксиметил)-метан) БСА - бычий сывороточный альбумин ДМСО - диметилсульфоксид ед. - единица

ПААГ - полиакриламидный гель ПЭГ - полиэтиленгликоль мяРНК - малая ядерная РЖ

Трис-НС1 - трис(гидроксиметил)аминометан гидрохлорид ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота EcoHfq - белок Hfq Е. coli

HEPES - Ы-2-гидроксиэтилпиперазин-Ы'-2-этансульфоновая кислота

MES - (2-[М-морфолино]этансульфоновая кислота)

MW - молекулярный вес

PaeHfq - белок Hfq P. aeruginosa

PMSF - фосфометилсульфонилфлуорид

SDS - до деци л сульфат натрия

SeMet - селенометионин

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структура и РНК-связывающие свойства бактериального регулятора экспрессии генов-белка Hfq»

Изучение регуляции экспрессии генов является одной из наиболее важных задач молекулярной биологии. Осуществление контроля экспрессии генов происходит как на уровне транскрипции, так и на уровне трансляции и представляет собой достаточно сложную систему взаимодействий многих молекул. Для детального понимания механизмов этого процесса необходимо знание структурной организации различных его компонентов.

Белок Hfq является одним из ключевых регуляторов экспрессии бактериальных генов. Он контролирует трансляцию многих клеточных мРНК. Hfq взаимодействует с данными мРНК и меняет их вторичную структуру, а также связывается с различными нетранслируемыми малыми регуляторными РНК. Механизм взаимодействия белка Hfq с РНК пока ещё не известен. Данный белок является высококонсервативным среди бактерий, его гомологи найдены также у архей и эукариот. На сегодняшний день определены пространственные структуры нескольких эукариотических и архейных гомологов Hfq, а также недавно решены структуры двух бактериальных белков Hfq. Данная диссертация посвящена разработке методов выделения белков Hfq бактерий Escherichia coli и Pseudomonas aeruginosa, изучению их РНК-связывающих свойств, а также кристаллизации белка Hfq для структурных исследований.

Полученные штаммы-суперпродуценты белков Hfq Е. coli и P. aeruginosa используются для препаративного выделения данных белков. Ауксотрофные по метионину штаммы-суперпродуценты белков Hfq Е. coli и P. aeruginosa используются для препаративного выделения тяжелоатомных производных данных белков, у которых атомы серы в метиониновых остатках заменены атомами селена. Разработанные для данных белков методики выделения из биомассы полученных штаммов позволяют быстро получать высокоочищенные препараты нативных и модифицированных белков Hfq Е. coli и P. aeruginosa в больших количествах.

Полученные специальные конструкции с клонированными под контроль Т7-промоторов измененными генами регуляторных OxyS, DsrA, RprA и RyhB РНК Е. coli позволяют синтезировать in vitro данные РНК в препаративных количествах с минимальными затратами ресурсов. Получены комплексы белков Hfq Е. coli и P. aeruginosa с регуляторными DsrA, RprA и RyhB РНК. Исследована стабильность данных комплексов, и измерены константы их диссоциации в разных солевых условиях.

Проведен поиск условий кристаллизации и получены кристаллы Hfq P. aeruginosa, получены тяжелоатомные производные кристаллов данного белка. Нативные кристаллы и их тяжелоатомные производные использованы для сбора кристаллографических данных и определения пространственной структуры белка Hfq P. aeruginosa с разрешением 1.6 А.

Полученные штаммы-суперпродуценты, разработанные методики выделений и выделенные нами препараты белков Hfq Е. coli и P. aeruginosa, а также конструкция для транскрипции in vitro малой регуляторной OxyS РЬПС, связывающейся с белком Hfq, используются для функциональных исследований в Институте молекулярной генетики (Вена, Австрия).

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Васильева, Юлия Михайловна

Выводы

1. Клонированы гены белков Hfq Escherichia coli и Pseudomonas aeruginosa, получены суперпродуценты данных белков, и разработана методика их выделения.

2. Установлено, что в растворе при 20°С данные белки существуют в виде гексамеров с константами седиментации 4.1 S для белка Hfq Е. coli и 3.5 S для белка Hfq P. aeruginosa.

3. Клонированы гены регуляторных DsrA, RprA, RyhB и OxyS РНК Е. coli, исследовано связывание некоторых РНК с белком Hfq, найдены условия для получения стабильных комплексов этих РНК с белками Hfq Е. coli и P. aeruginosa.

4. Получены кристаллы белка Hfq P. aeruginosa, и собраны дифракционные данные с этих кристаллов, позволившие построить карту электронной плотности и пространственную модель этого белка с разрешением 1.6 А.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Васильева, Юлия Михайловна, 2004 год

1. Васильева Ю. М., Гарбер М. Б. 2002. Регуляторная роль белка Hfq в жизнедеятельности бактериальных клеток. Молекулярная биология (Москва), 36(6), 1-9.

2. Васильева Ю. М., Рузанов М. В., Зелинская Н. В., Моль И., Блези У., Гарбер М. Б. 2002. Клонирование гена hfq Escherichia coli, выделение и кристаллизация белка Hfq бактериального регулятора экспрессии генов. Биохимия (Москва), 67(11), 1566-1571.

3. Altuvia S., Zhang A., Argaman L., Tiwari A., Storz G. 1998. The Escherichia coli OxyS regulatory RNA represses fhlA translation by blocking ribosome binding. EMBO J., 17(20), 6069-6075.

4. Argaman L., Altuvia S. 2000. JhlA repression by OxyS RNA: kissing complex formation at two sites results in a stable antisense-target RNA complex. J. Mol. Biol., 300, 11011112.

5. Argaman L., Hershberg R., Vogel J., Bejerano G., Wagner E. G. H., Margalit H., Altuvia S. 2001. Novel small RNA-encoding genes in the intergenic regions of Escherichia coli. Curr. Biol., 11, 941-950.

6. Arluison V., Derremaux P., Allemand F., Folichon M., Hajnsdorf E., Regnier P. 2002. Structural modelling of the Sm-like protein Hfq from Escherichia coli. J. Mol. Biol., 320, 705-712.

7. Bachman M. A., Swanson M. S. 2001. RpoS co-operates with other factors to induce Legionella pneumophila virulence in the stationary phase. Mol. Microbiol., 40(5), 1201-1214.

8. Badger J. L., Miller V. L. 1995. Role of RpoS in survival of Yersinia enterocolitica to a variety of environmental stresses. J. Bacteriol., 177, 5370-5373.

9. Barrera I., Schuppli D., Sogo J. M., Weber H. 1993. Different mechanisms of recognition of bacteriophage QP plus and minus strand RNAs by QP replicase. J. Mol. Biol., 232,512-521.

10. Basrga S. J., Steitz J. A. 1993. The diverse world of small ribonucleoproteins. In The RNA World, R. F. Gesteland and J. F. Atkins, eds. (Cold Spring Harbor, Ney York: Cold Spring Harbor Laboratory Press), 359-381.

11. Boeck R., Lapeyre В., Brown C.E., Sachs A.B. 1998. Capped mRNA degradation intermediates accumulate in the yeast spb8-2 mutant. Mol. Cell. Biol., 18, 5062-5072.

12. Bouveret E., Rigaut G., Shevchenko A., Wilm M., Seraphin B. 2000. An Sm-like protein complex that participates in mRNA degradation. EMBOJ., 19,1661-1671.

13. Branlant C., Krol A., Ebel J.P., Lazar E., Haendler В., Jacob M. 1982. U2 RNA shares a structural domain with Ul, U4 and U5 RNAs. EMBOJ., 1, 1259-1265.

14. Brescia С. C., Mikulecky P. J., Feig A. L., Sledjeski D. D. 2003. Identification of the Hfq-binding site on the DsrA RNA: Hfq binds without altering DsrA secondary structure. RNA, 9, 33-43.

15. Brinkmann U., Mattes R. E., Buckel P. 1989. High-level expression of recombinant genes in Escherichia coli is dependent of the avaliability of the dnaY gene product. Gene (Amst.), 85, 109-114.

16. Brown L., Elliott T. 1996. Efficient translation of the RpoS sigma factor in Salmonella typhimurium requires host factor I, an RNA-binding protein encoded by the hfq gene. J. Bacteriol, 178(13), 3763-3770.

17. Brown L., Elliott T. 1997. Mutations that increase expression of the rpoS gene and decrease its dependence on hfq function in Salmonella typhimurium. J. Bacteriol., 179, 656-662.

18. Burgess B. R., Richardson J. P. RNA passes through the hole of the protein hexamer in the complex with the Escherichia coli Rho factor. J. Biol. Chem., 276(6), 4182-41-89.

19. Cam K., Rome G., Krisch H.M., Bouche J.-P. 1996. RNase E processing of essential cell division genes mRNA in Escherichia coli. Nucl. Acids Res., 24(15), 3065-3070

20. Cao G. J., Sarkar N. 1992. Poly(A) RNA in Escherichia coli: nucleotide sequence at the junction of the Ipp transcript and the polyadenylate moiety. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 7546-7550.

21. Carpousis A. J., Vanzo N. F., Raynal L. C. 1999. mRNA degradation. A tale of poly(A) and multiprotein machines. Trends Genet., 15(1), 24-28.

22. Chen L.-H., Emory S. A., Bricker A. L., Bouvet P., Belasco J. G. 1991. Structure and function of a bacterial mRNA stabilizer: analysis of the 5' untranslated region of ompA mRNA. J. Bacteriol., 173(15), 4578-4586.

23. Chen Y.-J., Yu X., Egelman E. H. 2002. The hexameric ring structure of the Escherichia coli RuvB branch migration protein. J. Mol. Biol., 319,587-591.

24. Collins В. M., Harrop S. J., Kornfeld G. D., Dawes I. W., Curmi P. M., Mabbutt В. C. 2001. Crystal structure of a heptameric Sm-like protein complex from archaea: implications for the structure and evolution of snRNPs. J. Mol. Biol., 309(4), 915-923.

25. Cristofari G., Darlix J. L. 2002. The ubiquitous nature of RNA chaperone proteins. Prog. Nucl. Acids Res. Mol. Biol., 72,223-268.

26. Cunning C., Brown L., Elliott T. 1998. Promoter substitution and deletion analysis of upstream region required for rpoS translational regulation. J. Bacteriol., 180(17), 45644570.

27. Czeizel A., Hamula J. 1989. A hungarian study of Werdning-Hoffmann disease. J. Med. Genet., 26(12), 761-763.

28. Dahlberg J. E., Lund E. 1991. How does Ш * П make U6? Science, 254, 1462-1463.

29. Donahue W. F., Jarrell K. A. 2002. A BLAST from the past: ancient origin of human Sm proteins. Mol. Cell, 9, 7-8.

30. Doublie S. 1997. Preparation of selenomethionyl proteins for phase determination. Methods Enzimol., 276, 523-530.

31. Dreufus M., Regnier P. 2002. The poly(A) tail of mRNAs: bodyguard in Eukaryotes, scavenger in Bacteria. Cell, 111, 611-613.

32. Edmonds М. 2002. A history of poly A sequences: from formation to factors of function. Prog. Nucl. Acid Res. Mol. Biol., 71, 285-389.

33. Fang F. C., Libby S. J., Buchmeier N. A., Loewen P. C., Switala J., Harwood J.,

34. GuineyD. G. 1992. The alternative sigma factor katF (rpoS) regulates Salmonella virulence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89,11978-11982.

35. Feng Y., Cohen S. N. 2000. Unpaired terminal nucleotides and 5' monophosphorilation govern 3' polyadenilation by Escherichia coli poly(A) polymerase I. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97(12), 6415-6420.

36. Feng Y., Huang H., Liao J., Cohen S.N. 2001. Escherichia coli poly(A)-binding proteins that interact with components of degradosomes or impede RNA decay mediated by polynucleotide phosphorylase and RNase E. J. Biol. Chem., 276(34), 31651-31656.

37. Fischer U., Liihrmann R. 1990. An essential signalling role for the ITI3G cap in the transport of U1 snRNP to the nucleus. Science, 249, 786-790.

38. Folichon M., Arluison V., Pellegrini O., Huntzinger E., Regnier F., Hajnsdorf E. 2003. The poly(A) binding protein Hfq protects RNA from RNase E and exoribonucleolytic degradation. Nucl. Acids Res., 31(24), 7302-7310.

39. Franze de Fernandez M. Т., Eoyang L., August J. T. 1968. Factor fraction required for the synthesis of bacteriophage Qp-RNA. Nature, 219, 588-590.

40. Franze de Fernandez M. Т., Hayward W. S., August J. T. 1972. Bacterial proteins required for replication of phage Qp ribonucleic acid. Purification and properties of host factor I, a ribonucleic acid-binding protein. J. Biol. Chem., 247, 824-831.

41. Friesen W. J., Dreyfuss G. 2000. Specific sequences of the Sm and Sm-like (Lsm) proteins mediate their interaction with the spinal muscular atrophy disease gene product (SMN). J. Biol. Chem., 275(34), 26370-26375.

42. Geissmann T. A., Touati D. 2004. Hfq, a new chaperoning role: binding to messenger RNA determinates access for small RNA regulator. EMBOJ., 23, 396-405.

43. Gerbi S. A., Lange Т. S. 2002. All small nuclear RNAs (snRNAs) of the U4/U6.U5. tri-snRNP localize to nucleoli; identification of the nucleolar localization element of U6 snRNA. Mol Biol. Cell, 13,3123-3137.

44. Gibson Т. H. 1984. Ph. D. Thesis, University of Cambridge.

45. Gottschalk A., Nuebauer G., Banroques J., Mann M., Liihrmann R., Fabrizio P. 1999. Identification by mass spectrometry and functional analysis of novel proteins of the yeast U4/U6U5. tri-snRNP. EMBOJ., 18(16), 4535-4548.

46. Hajnsdorf E., Regnier P. 2000. Host factor Hfq of Escherichia coli stimulates elongation ofpoly(A) tails by poly(A) polymerase I. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 97, 1501-1505.

47. Hales L. M., Shuman H. A. 1999. The Legionella pneumophila rpoS gene is required for growth within Acantamoeba castellanii. J. Bacteriol., 181, 887-893.

48. Hall Т. M. T. 2002. Poly(A) tail synthesis and regulation: recent structural insights. Curr. Opin. Struct. Biol., 12, 82-88.

49. Hamm J., Darzynkiewicy E., Tahara S., Mattaj I. W. 1990. The trimethylguanosine cap structure of U1 snRNA is a component of a bipartite nuclear signal. Cell, 62, 569-577.

50. Hatfield L., Beelman C. A., Stevens A., Parker R. 1996. Mutations in trans-acting factors affecting mRNA decapping in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol., 16, 5830-5838.

51. He W., Parker R. 2000. Functions of Lsm proteins in mRNA degradation and splicing. Curr. Opin. Cell Biol, 12(3), 346-350.

52. He W., Parker R. 2001. The yeast cytoplasmic Lsml/Patlp complex protects mRNA 3' termini from partial degradation. Genetics, 158(4), 1445-1455.

53. Hengge-Aronis R. 1993. Survival of hunger and stress: the role of RpoS in early stationary phase gene regulation in Escherichia coli. Cell, 72,165-168.

54. Hengge-Aronis R. 1996. Back to log phase: sigma S as a global regulator in the osmotic control of gene expression in Escherichia coli. Mol. Microbiol., 21, 887-893.

55. Hengge-Aronis R. 2002. Signal transduction and regulatory mechanisms involved in control of the sigma(S) (RpoS) subunit of RNA polymerase. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 66(3), 373-395.

56. Hermann H., Fabrizio P., Raker V. A., Foulaki K., Hornig H., Brahms H., Luhrmann R. 1995. snRNP Sm proteins share two evolutionary conserved sequence motifs which are involved in Sm protein-protein interactions. EMBOJ., 14, 2076-2088.

57. Hershberg R., Altuvia S., Margalit H. 2003. A survey of small RNA-encoding genes in Escherichia coli. Nucl. Acids Res., 31(7), 1813-1820.

58. Herschlag D. 1995. RNA chaperones and the RNA folding problem. J. Biol. Chem., 270(36), 20871-20874.

59. Herschlag D., Khosla M., Tsuchihashi Z., Karpel R. 1994. An RNA chaperone activity of non-specific RNA binding proteins in hammerhead ribozyme catalysis. EMBO J., 13(16), 2913-2924.

60. Ishihama A. 1999. Modulation of the nucleoid, the transcription apparatus, and the translation machinery in bacteria for stationary phase survival. Gen. Cells, 4, 135-143.

61. Jorgensen F., Bally M., Chapon-Herve V., Michel G., Lazdunski A., Williams P., Stewart G. S. A. B. 1999. RpoS-dependent stress tolerance in Pseudomonas aeruginosa. Microbiology, 145, 835-844.

62. Kabsch W. 2001. Integration, scaling, space-group assignment and post refinement. XDS. In International Tables for Crystallography (eds. Rossmann, M.G. & Arnold, E.) F. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers.

63. Kajitani M., Ishihama A. 1991. Identification and sequence determination of the host factor gene for bacteriophage Qp. Nucl. Acids Res., 19,1063-1066.

64. Kajitani М., Kato A., Wada A., Inokuchi Y., Ishihama A. 1994. Regulation of the Escherichia coli hfq gene encoding the host factor for phage Qp. J. Bacteriol., 176(2), 531-534.

65. Kambach C., Walke S., Young R., Avis J. M., de la Fortelle E., Raker V. A., Luhrmann R., Li J., Nagai K. 1999. Crystal structures of two Sm protein complexes and their implications for the assembly of the spliceosomal snRNPs. Cell, 96, 375-387.

66. Kaminski P. A., Elmerich C. 1998. The control of Azorhizobium caulinodans nifA expression by oxygen, ammonia and by the HF-I-like protein, NrfA. Mol. Microbiol., 28(3), 603-613.

67. Karpel R. L., Miller N. S., Fresco J. R. 1982. Mechanistic studies of ribonucleic acid renaturation by a helix-destabilizing protein. Biochemistry, 21(9), 2102-2108.

68. Klauck E., Bohringer J., Hengge-Aronis R. 1997. The LysR-like regulator LeuO in Escherichia coli is involved in the translational regulation of rpoS by affecting the expression of the small regulatory DsrA-RNA. Mol. Microbiol., 25(3), 559-569.

69. Klein R. J., Misulovin Z., Eddy S. R. 2002. Noncoding RNA genes identified in AT-rich hyperthermophiles. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99(11), 7542-7547.

70. Kufel J., Allmang C., Verdone L., Beggs J. D., Tollervey D. 2002. Lsm proteins are required for normal processing of pre-tRNA and their efficient association with La-homologous protein Lhplp. Mol. Cell. Biol, 22(14), 5248-5256.

71. Laemmli U. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.С

72. Lange R., Hengge-Aronis R. 1994. The cellular concentration of the a subunit of RNA polymerase in Escherichia coli is controlled at the levels of transcription, translation, and protein stability. Genes Dev., 8,1600-1612.

73. Le Derout J., Folichon M., Briani F., Deho G., Regnier F., Hajnsdorf E. 2003. Hfq affects the length and the frequency of short oligo(A) tails at the 3' end of Escherichia coli rpsO mRNAs. Nucl. Acids Res., 31(14), 4017-4023.

74. Lease R. A., Belfort M. 2000-a. Riboregulation by DsrA RNA: trans-actions for global economy. Mol Microbiol., 38(4), 667-672.

75. Lease R. A., Belfort M. 2000-b. A trans-acting RNA as a control switch in Escherichia coli: DsrA modulates function by forming alternative structures. Proc. Nad. Acad. Sci. USA, 97, 9919-9924.

76. Lease R. A., Cusick M. E., Belfort M. 1998. Riboregulation in Escherichia coli: DsrA RNA acts by RNA:RNA interactions at multiple loci. Proc. Nad. Acad. Sci. USA, 95, 12456-12461.

77. Lerner M. R., Steitz J. A. 1979. Antibodies to small nuclear RNAs complexed with proteins are produced by patients with systemic lupus erythemathosus. Proc. Nad. Acad. Sci. USA, 76(11), 5495-5499.

78. Loewen P. C., Hengge-Aronis R. 1994. The role of the sigma factor os (KatF) in bacterial global regulation. Annu. Rev. Microbiol., 48, 53-80.

79. Lorsch J. R. 2002. RNA chaperones exist and DEAD box proteins get a life. Cell, 109, 797-800.

80. Majdalani N. Chen S., Murrow J., John K. St., Gottesman S. 2001. Regulation of RpoS by a novel small RNA: the characterization of RprA. Mol. Microbiol., 39(5), 1382-1394.

81. Majdalani N., Hernandez D., Gottesman S. 2002. Regulation and mode of action of the second small RNA activator of RpoS translation, RprA. Mol. Microbiol., 46(3), 813826.

82. Marmur J. 1961. A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from micro-organisms. J. Mol. Biol., 3, 208-218.

83. Masse E., Gottesmann S. 2002. A small RNA regulates the expression of genes involved in iron metabolism in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99(7), 4620-4625.

84. Masse E., Escorcia F. E., Gottesmann S. 2003. Coupled degradation of a small regulatory RNA and its mRNA targets in Escherichia coli. Genes Dev., 17(19), 23512355.

85. Masse E., Gottesmann S. 2003. Regulatory roles for small RNAs in bacteria. Curr. Opin. Microbiol., 6, 120-124.

86. Mattaj I. W. 1986. Cap trimethylation of U snRNA is cytoplasmic and dependent on U snRNP protein binding. Cell, 46, 905-911.х

87. Mattaj I. W., Tollervey D., Seraphin B. 1993. Small nuclear RNAs in messenger RNA and ribosomal RNA processing. FASEB J., 7,47-53.

88. Mattioli M., Reichlin M. 1971. Characterization of a soluble nuclear ribonucleoprotein antigen reactive with SLE sera. J. Immunol., 107(5), 1281-1290.

89. Mayer O., Waldsich C., Grossberger R., Schroder R. 2001. Folding of the td pre-RNA with the help of the RNA chaperone StpA. Biochem. Soc. Trans., 30(6), 1175-1180.

90. Mayes A. E., Verdone L., Legrain P., Beggs J. D. 1999. Characterization of Sm-like proteins in yeast and their association with U6 snRNA. EMBOJ., 18(15), 4321-4331.

91. McDowall K.J., Kaberdin V. R., Wu S.-W., Cohen S.N., Lin-Chao S. 1995. Site-specific RNase E cleavage of oligonucleotides and inhibition by stem-loops. Nature (London), 374(6519), 287-290.

92. Merrell D. S., Tischler A. D., Lee S. H., Camilli A. 2000. Vibrio cholerae requires rpoS for efficient intestinal colonization. Infect. Immunity., 68(12), 6691-6696.

93. Mohr S., Stryker J. M., Lambowitz A. M. 2002. A DEAD-box protein functions as an ATP-dependent RNA chaperone in group I intron splicing. Cell, 109, 769-779.

94. Moll I., Afonyushkin Т., Vytvytska O., Kaberdin V. R., Blasi U. 2003. Coincident Hfq binding and RNase E cleavage sites on mRNA and small regulatory RNAs. RNA, 9(11), 1308-1314.

95. Moll I., Leitsch D., Steinhauser Т., Blasi U. 2003. RNA chaperone activity of the SmГlike Hfq protein. EMBO Rep., 4(3), 284-289.

96. Moller Т., Franch Т., Hojrup P., Keene D. R., Bachinger H. P., Brennan R. G., Valentin-Hansen P. 2002a. Hfq: a bacterial Sm-like protein that mediates RNA-RNA interaction. Mol. Cell, 9, 23-30.

97. Moller Т., Franch Т., Udesen С., Gerdes К., Valentin-Hansen P. 2002b. Spot 42 RNA mediates discoordinate expression of the E. coli galactose operon. Genes Dev., 16, 1696-1706.

98. Mueller E. G. 2002. Chips off the old block. Nature Struct. Biol., 9(5), 320-322.

99. Muffler A., Fischer D., Hengge-Aronis R. 1996. The RNA-binding protein HF-I, known as a host factor for phage QP RNA replication, is essential for rpoS translation in Escherichia coli. Genes Dev., 10, 1143-1151.

100. Muhlrad D., Decker C. J., Parker R. 1994. Deadenylation of the unstable mRNA encoded by the yeast MFA2 gene leads to decapping followed by 5'>3' digestion of the transcript. Genes Dev., 8, 855-866.

101. Muhlrad D., Decker C. J., Parker R. 1995. Turnover mechanisms of the stable yeast PGK1 mRNA. Mol. Cell. Biol., 15, 2145-2156.

102. Mura C., Cascio D., Sawaya M. R., Eisenberg D. S. 2001. The crystal structure of a heptameric archaeal Sm protein: implications for the eukaryotic snRNP core. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98(10), 5532-5537.г

103. Mura C., Philips M., Kozhukhovsky A., Eisenberg D. 2003. Structure and assembly of an augmented Sm-like archaeal protein 14-mer. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 100(8), 4539-4544.

104. Murzin A. G. 1993. OB (oligonucleotide/oligosaccharide binding)-fold common structural and functional solution for non-homologous sequences. EMBO J., 12, 861867.

105. Nagai К., Muto Y., Krummel D. А. P., Kambach С., Ignjatovic Т., Walke S., Kuglstatter A. 2001. Structure and assembly of the spliceosomal snRNPs. Biochem. Soc. Transactions, 29(2), 15-26.

106. Nogueira Т., Springer M. 2000. Post-transcriptional control by global regulators of gene expression in bacteria. Curr. Opin. Microbiol., 3,154-158.

107. O'Hara E. В., Chekanova J. A., Ingle C. A., Kushner Z. R., Peters E., Kushner S. R. 1995. Polyadenylylation helps regulate mRNA decay in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 1807-1811.

108. Pannone В. K., Kim S. D., Noe D. A., Wolin S. L. 2001. Multiple functional interaction between components of the Lsm2-Lsm8 complex, U6 snRNA, and the yeast La protein. Genetics, 158(1), 187-196.

109. Pannone B.K., Wolin S.L. 2000. Sm-like proteins wring the neck of mRNA. Curr. Biol., 10, R478-R481.

110. Pannone В. K., Xue D., Wolin S. L. 1998. A role for the yeast La protein in U6 snRNP assembly: evidence that the La protein is a molecular chaperone for RNA polymerase IIIVtranscripts. EMBOJ., 17(24), 7442-7453.

111. Pellizzoni L., Kataoka N., Charroux В., Dreyfuss G. 1998. A novel function for SMN, the spinal muscular atrophy disease gene product, in pre-mRNA splicing. Cell, 95, 615624.

112. Pellizzoni L., Yong J., Dreyfuss G. 2002. Essential role for the SMN complex in the specificity of snRNP assembly. Science, 298, 1775-1779.

113. Plessel G., Liihrmann R., Kastner В. 1997. Electron microscopy of assembly intermediates of the snRNP core: morphological similarities between the RNA-free (E.F.G) protein heteromer and the intact snRNP core. J. Mol. Biol., 265, 87-94.

114. Pontius B. W., Berg P. 1992. Rapid assembly and disassembly of complementary DNA strands through an equilibrium intermediate state mediated by Al hnRNP protein. J. Biol. Chem., 267(20), 13815-13818.

115. Raker V. A., Hartmuth K., Kastner В., Liihrmann R. 1999. Spliceosomal U snRNP core assembly: Sm proteins assemble onto an Sm site RNA nonanucleotide in a specific and thermodynamically stable manner. Mol. Cell. Biol., 19, 6554-6565.

116. Repoila F., Majdalani N., Gottesman S. 2003. Small non-coding RNAs, co-ordinators of adaptation processes in Escherichia coli: the RpoS paradigm. Mol. Microbiol., 48(4), 855-861.

117. Repoila F., Gottesman S. 2001. Signal transduction cascade for regulation of RpoS: temperature regulation of DsrA. J. Bacteriol., 183(13), 4012-4023.

118. Repoila F., Gottesman S. 2003. Temperature sensing by the dsrA promoter. J. Bacteriol., 185(22), 6609-6614.

119. Rivas E., Klein R. J., Jones T. A., Eddy S. R. 2001. Computational identification of noncoding RNAs in is. coli by comparative genomics. Curr. Biol., 11, 1369-1373.

120. Robertson G. Т., Roop II R. M. 1999. The Brucella abortus host factor I (HF-I) protein contributes to stress resistance during stationary phase and is a major determinant of virulence in mice. Mol. Microbiol., 34(4), 690-700.

121. Rosenbaum V., Klahn Т., Lundberg U., Holmgren E., von Gabain A., Riesner D. 1993. Co-existing structures of an mRNA stability determinant. The 5' region of the Escherichia coli and Serratia marcescens ompA mRNA. J. Mol. Biol., 229(3), 656-670.

122. Ruiz N., Silhavy T. J. 2003. Constitutive activation of the Escherichia coli Pho regulon upregulates rpoS translation in an Hfq-dependent fashion. J. Bacterol., 185(20), 5984-5992.

123. Salgado-Garrido J., Bragado-Nilsson E., Kandels-Lewis S., Seraphin B. 1999. Sm and Sm-like protein assemble in two related complexes of deep evolutionary origin. EMBO J., 18(12), 3451-3462.

124. Sauter C., Basquin J., Suck D. 2003. Sm-like proteins in Eubacteria: the crystal structure of the Hfq protein from Escherichia coli. Nucl. Acids Res., 31(14), 4091-4098.

125. Schlax P. J., Worhunsky D.J. 2003. Translational repression mechanisms in prokaryotes. Mol. Microbiol., 48(5), 1157-1169.

126. Schumacher M. A., Pearson R. F., Moller Т., Valentin-Hansen P., Brennan R. G. 2002. Structures of the pleiotropic translational regulator Hfq and an Hfq-RNA complex: a bacterial Sm-like protein. EMBOJ., 21(13), 3546-3556.

127. Schuppli D., Miranda G., Tsui H.-C.T., Winkler M. E., Sogo J.M., Weber H. 1997. Altered 3'-terminal RNA structure in phage QP adapted to host factor-less Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 10239-10242.

128. Schuppli D., Georgijevic J., Weber H. 2000. Synergism of mutations in bacteriophage QP RNA affecting host factor dependence of QP replicase. J. Mol. Biol, 295, 149-154.

129. Senear A. W., Steitz J. A. 1976. Site-specific interaction of Qbeta host factor and ribosomal protein SI with Qbeta and R17 bacteriophage RNAs. J. Biol Chem., 251(7), 1902-1912.

130. Seraphin В. 1995. Sm and Sm-like proteins belong to a large family: identification of proteins of the U 6 as well as the Ul, U2, U4 and U5 snRNPs. EMBOJ., 14,2089-2098.

131. Seto A. G., Zaug A. J., Sobel S. G., Wolin S. L., Cech T. R. 1999. Saccharomyces cerevisiae telomerase is an Sm small nuclear ribonucleoprotein particle. Nature, 401, 177-180.

132. Sledjeski D. D., Gottesman S. 1995. A small RNA act as antisilencer of the H-NS-silenced rcsA gene of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 2003-2007.

133. Sledjeski D. D., Gottesman S. 1996. The small RNA, DsrA, is essential for the low temperature expression of RpoS during exponential growth in Escherichia coli. EMBO J., 15(15), 3993-4000.

134. Sledjeski D. D., Gupta A., Gottesman S. 1996. The small RNA, DsrA, is essential for the low temperature expression of RpoS during exponential growth in Escherichia coli. EMBOJ., 15(15), 3993-4000.

135. Sledjeski D. D., Whitman C., Zhang A. 2001. Hfq is necessary for regulation by the untranslated RNA DsrA. J. Bacteriol., 183(6), 1997-2005.

136. Small P., Blankenhorn D., Welty D., Zinser E., Slonczewski J. L. 1994. Acid and base resistance in Escherichia coli and Shigella flexneri: role of rpoS and growth pH. J. Bacteriol., 176, 1729-1737.

137. Sonnleitner E., Hagens S., Rosenau F., Wilhelm S., Habel A., Jager K.-E, Blasi U. 2003. Reduced virulence of a hfq mutant of Pseudomonas aeruginosa Ol. Microbial Pathogenesis, 35,217-228.

138. Sonnleitner E., Moll I., Blasi U. 2002. Functional replacement of the Escherichia coli hfq gene by the homologue of Pseudomonas aeruginosa. Microbiology, 148, 883-891.

139. Stark H., Dube P., Luhrmann R., Kastner B. 2001. Arrangement of RNA and proteins in the spliceosomal Ul small nuclear ribonucleoprotein particle. Nature, 409, 539-541.

140. Stevens S. W., Ryan D. E., Ge H. Y., Moore R. E., Young M. K., Lee T. D., Abelson J. 2002. Composition and functional characterization of the yeast spliceosomal penta-snRNP. Mol. Cell, 9, 31-44.

141. Su Q., Schuppli D., Tsui H.-C. Т., Winkler M. E., Weber H. 1997. Strongly reduced Qp replication, but normal phage MS2 replication in an Escherichia coli K12 mutant with inactivated Qp host factor (hfq) gene. Virology, 227, 211-214.

142. Suh S. J., Silo-Suh L., Woods D. E., Hassett D. J., West S.E., Ohman D. E. 1999. Effect of rpoS mutation on the stress response and expression of virulence factors in Pseudomonas aeruginosa. J. Bacteriol., 181, 3890-3897.

143. Sun X., Zhulin I., Wartell. 2002. Predicted structure and phyletic distribution of the RNA-binding protein Hfq. Nucl. Acids Res., 30(17), 3662-3671.

144. Takada A., Wachi M., Kaidow A., Takamura M., Nagai K. 1997. DNA binding properties of the hfq gene product of Escherichia coli. Biochem. Biophys. Res. Com., 236, 576-579.

145. Takada A., Wachi M., Nagai K. 1999. Negative regulatory role of the Escherichia coli hfq gene in cell division. Biochem. Biophys. Res. Com., 266, 579-583.

146. Talukder A. A., Hiraga S., Ishihama A. 2000. Two types of localization of the DNA-binding proteins within the Escherichia coli nucleoid. Gen. Cells, 5, 613-626.

147. Talukder A. A., Ishihama A. 1999. Twelve species of the nucleoid-associated protein from Escherichia coli. J. Biol. Chem., 274, 33105-33113.

148. Talukder A. A., Iwata A., Nishimura A., Ueda S., Ishihama A. 1999. Growth phase-dependent variation in protein composition of the Escherichia coli nucleoid. J. Bacteriol., 181(20), 6361-6370.

149. Tarun S., He W., Mayes A. E., Lenneretz P., Beggs J. D., Parker R. 2000. Yeast Sm-like proteins function in mRNA decapping and decay. Nature, 404, 515-518.

150. Thompson J. D., Higgins D. G., Gibson T.J. 1994. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice. Nucl. Acids Res., 22, 46734680.

151. Thore S., Mayer C., Sauter C., Weeks S., Suck D. 2003. Crystal structures of the Pyrococcus abyssi Sm core and its complex with RNA. J. Biol. Chem., 278, 1239-1247.

152. Того I., Basquin J., Teo-Dreher H., Suck D. 2002. Archaeal Sm proteins from heptameric and hexameric complexes: crystal structures of the Sml and Sm2 proteins from the hyperthermophile Archaeoglobus fulgidis. J. Mol. Biol., 320, 129-142.

153. Того I., Thore S., Mayer C., Basquin J., Seraphin В., Suck D. 2001. RNA binding in an Sm core domain: X-ray structure and functional analysis of an archaeal Sm proteinVcomplex. EMBOJ., 20(9), 2293-2303.

154. Tsui H.-C.T., Feng G., Winkler M. E. 1997. Negative regulation of mutS and mutH repair gene expression by the Hfq and RpoS global regulators of Escherichia coli K-12. J. Bacteriol., 179, 7476-7487.

155. Tsui Н.-С. Т., Leung Н.-С. Е., Winkler М. Е. 1994. Characterization of broadly pleiotropic phenotypes caused by an hfq insertion mutation in Escherichia coli K-12. Mol. Microbiol., 13, 35-49.

156. Tsui Н.-С. Т., Winkler M. E. 1994. Transcriptional patterns of the mutL-miaA superoperon of Escherichia coli K-12 suggest a model for posttranscriptional regulation. Biochimie, 16,1168-1177.

157. Ueno H., Yonesaki T. 2002. Role of Escherichia coli Hfq in late-gene silencing of bacteriophage T4 dmd mutant. Genes Genet. Syst., 11, 301-308.

158. Urlaub H., Raker V. A., Kostka S., Luhrmann R. 2001. Sm protein-Sm site RNA interactions within the inner ring of the spliceosomal snRNP core structure. EMBO J., 20, 187-196.

159. Vassilieva I., Nikulin A., Blasi U., Moll I., Garber M. B. 2003. Crystallization of Hfq protein — a bacterial gene expression regulator. Acta Cryst., D59, 1061-1063.

160. Vecerek В., Moll I., Afonyushkin Т., Kaberdin V., Blasi U. 2003. Interaction of the RNA chaperone Hfq with mRNAs: direct and indirect roles of Hfq in iron methabolism of Escherichia coli. Mol. Microbiol., 50(3),897-909.

161. Vidal V. P. I., Verdone L., Mayes A. E., Beggs J. D. 1999. Characterization of U6 snRNA-protein interactions. RNA, 5, 1470-1481.

162. Vivas E. I., Goodrich-Blair H. 2001. Xenorhabdus nematophilus as a model for host-bacterium interactions: rpoS is necessary for mutualism with nematodes. J. Bacteriol., 183(16), 4687-4693.

163. Vytvytska О., Moll I., Kaberdin V. R., von Gabain A., Blasi U. 2000. Hfq (HF-I) stimulates ompA mRNA decay by interfering with ribosome binding. Genes Dev., 14, 1109-1118.

164. Wachi M., Takada A., Nagai K. 1999. Overproduction of the outer-membrane proteins FepA and FhuE responsible for iron transport in Escherichia coli hfq::cat mutant. Biochem. Biophys. Res. Com., 264, 525-529.

165. Waldsich C., Grossberger R., Schroder R. 2002. RNA chaperone StpA loosens interactions of the tertiary structure in the td group I intron in vivo. Gems Dev., 16(17), 2300-2312.

166. Ward J. E., Lutkenhaus J. 1985. Overproduction of FtsZ induces minicell formation in Escherichia coli. Cell, 42, 941-949.

167. Wassarman К. M., Repoila F., Rosenow C., Storz G. 2001. Identification of novel small RNAs using comparative genomics and microarrays. Genes Dev., 15, 1637-1651.

168. Wassarman К. M., Zhang A., Storz G. 1999. Small RNAs in Escherichia coli. Trends Microbiol., 7(1), 37-45.

169. Webb C., Moreno M., Wilmes-Riesenberg M., Curtiss III R., Foster J. W. 1999. Effects of DksA and ClpP protease on sigma S production and virulence in Salmonella typhimurium. Mol. Microbiol., 34(1), 112-123.

170. Will C. L., Liihrmann R. 2001. Spliceosomal UsnRNP biogenesis, structure and function. Curr. Opin. Cell Biol., 13, 290-301.

171. Worhunsky D. J., Godek K., Litsch S., Schlax P. J. 2003. Interactions of the non-coding RNA DsrA and RpoS mRNA with the 30 S ribosomal subunit. J. Biol. Chem., 278(18), 15815-15824.

172. Yanisch-Perron С., Vieira J., Messing J. 1985. Improved M13 phage cloning vectors and host strains: nucleotide sequences of the M13mpl8 and pUC19 vectors. Gene, 33, 103-119.

173. Zhang A., Altuvia S., Tiwari A., Argaman L., Henhhe-Aronis R., Storz G. 1998. The OxyS regulatory RNA represses rpoS translation and binds the Hfq (HF-I) protein. EMBOJ., 17, 6061-6068.

174. Zhang A., Wassarman К. M., Ortega J., Steven A.C., Storz G. 2002. The Sm-like Hfq protein increases OxyS RNA interaction with target mRNAs. Mol. Cell, 9,11-22.

175. Zhang A., Wassarman К. M., Rosenow C., Tjaden В. C., Storz G., Gottesman S. 2003. Global analysis of small RNA and mRNA targets of Hfq. Mol. Microbiol., 50(4), 1111-1124.

176. Zieve G. W., Sauterer R. A. 1990. Cell biology of the snRNP particles. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 25, 1-46.