5S pPHK-белковый комплекс THERMUS THERMOPHILUS: участки связывания белков L5 и L18 на 5S pPHK и пространственная структура комплекса белка L5 со специфическим фрагментом PHK тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Передерина, Анна Анатольевна

• Передерина, Анна Анатольевна
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Передерина, Анна Анатольевна

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. Взаимодействия рибосомных белков с рРНК.

1. Структура рибосомных РНК.

1.1. 16S и 23SpPHK.

1.2. 5S рРНК.

2. Структурная организация рибосомных белков.

3. Взаимодействия в рРНК-белковых комплексах.

3.1. Пространственная структура комплекса белка L11 со специфическим фрагментом 23S рРНК.

3.2. Пространственная структура комплекса белка TL5 со специфическим фрагментом 5S рРНК.

3.3. Пространственная структура комплекса белка S со специфическим фрагментом 16S рРНК.

3.4. Пространственная структура комплекса белка S со специфическим фрагментом 16S рРНК.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

1. Материалы.

1.1. Методы.

2.1. Методы генной инженерии.

1.1.1. Полимеразная цепная реакция.

1.1.2. Электрофорез в агарозном геле.

1.1.3. Очистка фрагментов ДНК.

1.1.4. Выделение плазмидной ДНК из небольших объемов культуры.

1.1.5. Выделение и очистка плазмидной ДНК из больших объемов культуры.

1.1.6. Лигирование ДНК.

1.1.7. Приготовление компетентных клеток.„.

1.1.8. Трансформация компетентных клеток.

1.1.9. Суперэкспрессия генов tthrpl5 и tthrpll в клетках Escherichia coli.

1.2. Экспериментальные процедуры, используемые при работе с белками.

1.2.1. Электрофорез в ПААГ/SDS.

1.2.2. Методика выделения белков L5 и L из штаммов суперпродуцентов.

1.2.3. Выделение белка L5 из рибосом Thermus thermophilus.

1.2.4. Спектроскопические исследования белков.

1.2.5. Двумерный электрофорез в полиакриламидном геле.

1.3. Экспериментальные процедуры при работе с РНК.

1.3.1. Электрофорез в денатурирующих условиях.

1.3.2. Электрофорез в неденатурирующих условиях.

1.3.3. Выделение 5S рРНК из рибосом Е. coli.

1.3.4. Мечение 5S рРНК по З'-концу.

1.3.5. Ограниченный гидролиз РНКазой А изолированной

5S рРНК и в комплексе с белками L5 и L18.

1.3.6. Транскрипция РНК in vitro.

1.3.7. Выделение 34 н. фрагмента 5S рРНК из транскрипционной смеси.

1.4. Кристаллизация белка L5 Т. thermophilus и

РНК-белковых комплексов.

1.5. Подготовка кристаллов комплекса к сбору дифракционных данных.

1.6. Получение тяжелоатомных производных кристаллов комплекса L5-PHK.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.!.

1. Экспрессия генов белков L5 и L18 Т. thermophilus в клетках Е. coli.

1.1. Приготовление экспрессирующего вектора для гена белка L5 Т. thermophilus.

1.2. Выращивание клеток штаммов-суперпродуцентов.

2. Выделение рекомбинантных белков

L5 иЬ18 Т. thermophilus.

3. Физико-химические характеристики белков L5 и L18 Т. thermophilics.

4. Изучение РНК-связывающих свойств белков L5 и L18 Т. thermophilus.

4.1. Определение участков58 рРНК, защищаемых белками

L5 и L18 от гидролиза РНКазой А.

4.2. Фрагмент 5S рРНК Е. coli, специфически взаимодействующий с белком L5 Т. thermophilus.

5. Кристаллизация белка L5 Т. thermophilus и его комплекса с РНК.

6. Получение тяжелоатомных производных.

7. Сбор дифракционных данных и определение начального набора фаз.

8. Структура комплекса белка L5 Т. thermophilus с фрагментом

5S рРНК Е. coli при разрешении 2.5 А.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «5S pPHK-белковый комплекс THERMUS THERMOPHILUS: участки связывания белков L5 и L18 на 5S pPHK и пространственная структура комплекса белка L5 со специфическим фрагментом PHK»

Структурные исследования изолированных рибосомных компонентов параллельно с исследованиями интактных рибосомных субчастиц проводили интенсивно во многих лабораториях в течение последних двух десятилетий. В Институте белка РАН в сотрудничестве с лабораториями А. Лильяса и Т. Харда, Швеция, а также с лабораторией Б. Эресмана, Франция, были определены структуры десяти рибосомных белков из термофильной бактерии Thermus thermophilus (Nikonov et al., 1998; Helgstrand et al, 1999; Allard et al., 2000; Hard et al., 2000). Структуры этих белков были использованы при построении молекулярных моделей рибосомных субчастиц на основе карт электронной плотности, полученных в последние годы группами А. Йонат (Harms et al., 2001), В. Рамакришнана (Wimberly et al., 2000) и Т. Стейтца (Ban et al2000). В настоящее время, благодаря появлению кристаллографических структур рибосомных субчастиц с разрешением 3.0 А (для бактериальной 30S субчастицы из Т. thermophilus), 3.1 А (для бактериальной 50S субчастицы из Deinococcus radiodurans) и 2.4 А (для архейной 50S субчастицы из Haloarcula marismortui), стали известны структуры всех рибосомных РНК и большинства рибосомных белков. Однако, нельзя считать, что структурные исследования рибосом закончены, и в этой области не осталось белых пятен. Например, хотя структура архейной 50S субчастицы и определена с атомарным разрешением, но структуры четырех рибосомных белков не видны на карте электронной плотности этой субчастицы (в том числе, отсутствует структура белка L1, определенная ранее как для бактериального (Nikonov et al., 1996), так и для архейного белка (Nevskaya et al., 2000)). Более 10 рибосомных белков бактериальной 50S субчастицы вообще не имеют гомологов в археях, а структуры гомологичных бактериальным рибосомных белков архей не могут быть прямо применены для построения моделей бактериальной рибосомы из-за низкой степени гомологии. Разрешение, с которым была определена структура бактериальной 50S субчастицы, позволило определить только координаты Са атомов полипептидной цепи. Таким образом, детали взаимодействия рибосомных белков с рРНК в большой рибосомной субчастице бактерий остаются еще мало изученными. Актуальность определения структур бактериальных рибосомных белков диктуется необходимостью построения детальной модели бактериальной рибосомы, которая является мишенью для действия многих антибиотиков. Карта электронной плотности 70S рибосомы Т. thermophilics с разрешением 7.8 А, опубликованная в 1999 году (Cate et al., 1999), в настоящее время улучшена до разрешения 5.5 A (Yusupov М. et al., 2001). На данном этапе знание структур рибосомных белков Т. thermophilics и участков связывания этих белков на рибосомных РНК чрезвычайно важно для построения детальных моделей бактериальной рибосомы.

Очень интересным и перспективным объектом для изучения РНК-белковых взаимодействий в рибосоме является 5S рРНК-белковый комплекс. Специфический комплекс 5S рРНК и нескольких рибосомных белков представляет собой структурный домен большой рибосомной субчастицы. В прошлом предпринимались попытки кристаллизации как полного 5S рРНК-белкового комплекса (Erdmann et al., 1993), так и изолированной 5S рРНК (Morikawa et al., 1982; Lorenz et al., 1991), но полученные кристаллы оказались непригодны для рентгеноструктурного анализа. В связи с этим, сложилась тенденция к изучению структур отдельных фрагментов 5S рРНК и их комплексов с белками. В результате многолетних исследований были определены структуры: спирали I и IV 5S рРНК Т. flavus (Betzel et al., 1994; Perbandt et al., 1998), спираль II 5S pPHK Xenopus laevis (Xiong and Sundaralingam, 2000), спираль III 5S рРНК X oocyte (Huber et al., 2001), стабильного фрагмента (спирали I, IV и V и петли А и Е) и изолированной петли Е 5S рРНК Escherichia coli (Correll et al., 1997; Dallas and Moore, 1997). Что касается комплексов фрагментов 5S рРНК с белками, то здесь основные результаты связаны с белком L25, поскольку только для этого белка удалось получить фрагмент 5S рРНК, взаимодействующий с белком. Кристаллы комплекса белка L25 с фрагментом 5S рРНК Е. coli были получены около 20 лет назад (Abdel-meguid et al., 1983), однако эти кристаллы оказались непригодны для рентгеноструктурных исследований. Лишь совсем недавно удалось получить качественные кристаллы комплекса L25-PHK и определить структуру данного комплекса с разрешением 1.8 A (Lu and Steitz, 2000).

Известно, что РНК-белковые комплексы из экстремофилов обладают большей стабильностью по сравнению с их аналогами из мезофилов, и поэтому более удобны для изучения и кристаллизации. По этой причине в качестве объекта исследований нами был выбран 5S рРНК-белковый комплекс из экстремального термофила Т. thermophilics.

Целью настоящей работы являлось исследование взаимодействий рибосомных белков L5 и L18 Т. thermophilus с 5S рРНК.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

-получение штаммов-суперпродуцентов для рибосомных белков L5 и L18 Т. thermophilus и разработка методов выделения данных белков.

-идентификация участков связывания белков L5 и L18 Т. thermophilus на 5S рРНК.

- получение фрагмента 5S рРНК, специфически связывающего белок L5.

- кристаллизация комплекса белка L5 со специфическим фрагментом 5S рРНК.

- поиск тяжелоатомных производных кристаллов для решения проблемы фаз и определения структуры комплекса.

Ранее в нашей группе были идентифицированы два 5S рРНК-связывающих белка из Т. thermophilus TL4 и TL5 (Gongadze et al., 1993). Было установлено, что белок TL4 является гомологом 5S рРНК-связывающего рибосомного белка L5 Е. coli (Gongadze et al., 1996), а белок TL5 - гомолог L25 Е. coli (Gryaznova et al., 1996). 5S рРНК-связывающий белок, гомологичный белку L18 Е. coli, не удавалось обнаружить среди рибосомных белков Т. thermophilus.

В данной работе были получены штаммы-суперпродуценты для рибосомных белков L5 и L18 Т. thermophilus. Для этих рекомбинантных белков были разработаны методики получения высокочищенных препаратов. Полученные белки: L5 Т. thermophilus (TthL5) и LI8 Т. thermophilus (TthL18) - были сравнены по подвижности в двумерном гель-электрофорезе с рибосомными белками 50S субчастицы Т. thermophilus. Установлено, что подвижность белка TthL5 соответствует подвижности рибосомного белка TL4, а подвижность белка TthL18 подвижности рибосомного белка TL18. Таким образом, после проведения данной работы удалось показать, что 5S рРНК-связывающий белок L18 Т. thermophilus соответстует белку TL18 в рибосомах Т. thermophilus.

Одним из традиционных подходов для поиска сайта связывания белка на РНК является метод сравнительного ферментативного гидролиза РНК в изолированном виде и в комплексе с белком. Используя данный подход было показано, что белок TthL18 защищает район спирали II (U65-C68), а белок TthL5 -район петли С (С36-С43) 5S рРНК от гидролиза РНКазой А. На основании полученных данных был сконструирован и синтезирован транскрипцией in vitro фрагмент РНК длинной 34 нуклеотида (н.), включающий спираль III и петлю С 5S рРНК. Было показано, что этот фрагмент РНК специфически связывает белок TthL5.

Был проведен поиск условий кристаллизации и получены кристаллы белка TthL5 в изолированном состоянии и в комплексе с 34 н. фрагментом 5S рРНК. Показано, что присутствие KF в кристаллизационном растворе существенно улучшает качество кристаллов комплекса. Получены кристаллы комплекса 34 н. фрагмента 5S рРНК с белком TthL5, содержащим селенометионин вместо метионина. Данные кристаллы отражали рентгеновские лучи с разрешением до 2.5 А и были использованы для определения структуры комплекса. Структура комплекса TthL5-PHK была определена совместно с группой структурных исследований рибосомных белков С. В. Никонова (Институт белка РАН, Пущино).

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Взаимодействия рибосомных белков с рРНК

Специфическое взаимодействие нуклеиновых кислот с белками лежит в основе многих процессов в клетке. В зависимости от функций известно несколько типов РНК: транспортные РНК (тРНК), информационные РНК (иРНК), рибосомные РНК (рРНК), рибозимы, малые ядерные РНК и малые цитоплазматические РНК. Были обнаружены также РНК-содержащие вирусы. Белки, специфически взаимодействуя с РЖ, стабилизируют ее структуру, упаковывают или принимают участие в транспорте РНК. Анализ первичных структур РНК-связывающих белков позволил выявить для них характерные РНК-связывающие мотивы: рибонуклеопротеиновый (РНП, ribonucleoprotein fold), двуцепочечный РНК-связывающий мотив (Double-Stranded RNA-binding Motif - DSRM), олигонуклеотид/олигасахарид связывающий мотив (oligonucleotide/oligosaccaride-fold - OB fold) и некоторые другие мотивы (см. обзор Burd and Dreifiiss, 1994). Однако, вопрос как происходит взаимодействие между белками и РНК в пространстве на атомарном уровне оставался открытым. Только сейчас с определением структур рибосомных субчастиц и отдельных рРНК-белковых комплексов, появилась первая детальная информация о том, как белки узнают и связываются со специфическими участками РНК.

Структурные особенности ДНК и РНК

Структурная организация молекул РНК гораздо более вариабельна, чем молекул ДНК. Чем же отличаются РНК и ДНК?

В РНК углеводный компонент представлен D-рибозой, а в ДНК - 2-дезокси-D-рибозой. На свойствах фосфодиэфирных связей сильно сказывается наличие или отсутствие ОН-группы при С2'-атоме рибозы. ДНК содержит следующие гетероциклические основания: аденин, гуанин, тимин и цитозин. В РНК вместо тимина содержится урацил. Кроме того, в РНК доля минорных оснований значительно больше, чем в ДНК.

Молекулы большинства природных РНК построены из одной полирибонуклеотидной цепи. Принцип организации одноцепочечных РНК -самокомплиментарная упаковка. Основной элемент их вторичной структуры -сравнительно короткие двойные спирали, сочлененные однотяжевыми сегментами. Молекула ДНК представляет собой правильную спираль, образованную двумя полинуклеотидными цепями. В зависимости от внешних условий двойная спираль ДНК может принимать А-форму или В-форму. Переход двойной спирали ДНК из В- в А-форму связан в первую очередь с изменением конформации углеводного остатка.

В двойной спирали РНК возможна только одна - СЗ'-эндо-конформация остатка рибозы. Поэтому двуспиральные РНК существуют только в А-форме, которая в основных чертах подобна А-форме ДНК. А-форма двойной спирали имеет более глубокий и узкий большой желобок и широкий и плоский малый желобок, по сравнению с В-формой.

Основания в большом желобке спирали РНК недоступны белку для формирования водородных связей с ними, за исключением оснований на концах спирали. Однако, двойные спирали РНК имеют дефекты в виде неспаренных нуклеотидных остатков, неканонических пар и внутренних петель. Эти особенности спиральных участков РНК расширяют большой желобок, что делает возможным образование водородных связей между белком и основаниями РНК со стороны большого желобка. Широкий и плоский малый желобок легко доступен для взаимодействия с белком. Геометрия и расположение оснований или углеводного компонента, доступных со стороны большого или малого желобка, определяют специфическое взаимодействие многих белков с РНК. Специфичность взаимодействия зависит как от глубины и ширины желобка, так и от последовательности оснований. Кроме того, многие РНК-связывающие белки могут узнавать участки РНК (например: выпетливания), в которых основания могут быть доступны для образования с ними водородных связей или стекинг взаимодействий.

Белки могут взаимодействовать с РНК любым из элементов своей вторичной структуры (а-спираль, (3-тяж или петля). Взаимодействие может осуществляться посредством двух достаточно плоских участков белка и РНК. Может так же происходить «проникновение» структурного элемента белка (а-спираль, [3-тяж или петля) в РНК. Некоторые из РНК-связывающих белков используют карманы, построенные из Р-тяжей, в которые «помещаются» нуклеотидные остатки петель РНК. Таким образом, структурные особенности РНК приводят к большему разнообразию РНК-белковых контактов.

Одним из интереснейших объектов для изучения РНК-белковых взаимодействий является рибосома и ее компоненты. Прокариотическая рибосома состоит из двух высокомолекулярных рРНК (16S и 23 S), одной низкомолекулярной рРНК (5S), более 50 рибосомных белков и представляет собой сложный РНК-белковый комплекс.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Передерина, Анна Анатольевна

выводы

1. Получены штаммы-суперпродуценты Escherichia coli для рибосомных белков L5 и L18 Thermus thermophilus и разработаны процедуры выделения данных белков в препаративных количествах.

2. Показано, что рибосомный белок L18 Thermus thermophilus защищает от гидролиза РНКазой А район спирали II (U65-C68) на молекуле 5S рРНК и что этот район РНК необходим для формирования сайта связывания белка L18.

3. Показано, что рибосомный белок L5 Thermus thermophilus защищает от гидролиза РНКазой А район петли С (С36-С43) на молекуле 5S рРНК и образует специфический комплекс с фрагментом 5S рРНК Escherichia coli (C28-G56), содержащим спираль III и петлю С. Полученные данные свидетельствуют о том, что петля С является сайтом связывания белка L5 на 5S рРНК.

4. Получены кристаллы белка L5 Thermus thermophilus, отражающие рентгеновские лучи с разрешением до 3.0 А.

5. Получены кристаллы комплекса фрагмента 5S рРНК Escherichia coli с нативным белком L5 Thermus thermophilus и с этим же белком, но содержащим селенометионин вместо метионина. Кристаллы комплекса L5-PHK отражали рентгеновские лучи с разрешением до 2.5 А.

6. Получены наборы дифракционных данных и определена (при непосредственном участии диссертанта) структура комплекса L5-PHK. Показано, что белок L5 Thermus thermophilus взаимодействует с нуклеотидами, расположенными в 5S рРНК на вершине петли С, что подтверждает данные биохимических экспериментов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Передерина, Анна Анатольевна, 2002 год

1. Мещеряков В. (2001) 5S рРНК-белковый комплекс Thermus thermophilus. Исследование структуры белка TL5 и его взаимодействия с РНК. Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук, Пущино.

2. Мещеряков В.А., Грязнова О.И., Давыдова Н.Л., Мудрик Е.С., Передерина А.А., Василенко К.С., Гонгадзе Г.М., Гарбер М.Б. (1997) РНК-связывающие свойства необычного рибосомного белка TL5 из Thermus thermophilus. Биохимия, 62, 629-634.

3. Седельникова С. (1991) Рибосомные белки Thermus thermophilus. Выделение, физико-химические свойства и кристаллизация. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук, Пущино.

4. Устав М.Б., Ремме Я.Л., Линд А.Я., Виллемс Р.Л.-Э. (1979) Новый эффективный метод иммобилизации нуклеиновых кислот и нуклеотидов на агарозе. Биоорган, химия, 5, 365-369.

5. Abdel-Meguid Sh., Moore P., Steitz Т. (1983) Crystallization of a ribonuclease-resistant fragment of Escherichia coli 5S ribosomal RNA and its complex with protein L25. J. Mol. Biol., 171, 207-215.

6. Adamski F.M., Atkins J.F., Gesteland R.F. (1996) Ribosomal protein L9 interactions with 23 S rRNA: the use of a translational bypass assay to study the effect of amino acid substitutions. J. Mol. Biol., 261, 357-371.

7. Agafonov D.E., Kolb V.A., Spirin A.S. (1997) Proteins on ribosome surface: measurements of protein exposure by hot tritium bombardment technique. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 12892-12897.

8. Agalarov S., Prasad G.S., Funke P.M., Stout C.D., Williamson J.R. (2000) Structure of the SI5, S6, S18-rRNA complex: assembly of the 30S ribosome central domain. Science, 288, 107-112.

9. Allard P., Rak A., Wimberly В., demons W. Jr., Kalinin A., Helgstrand M., Garber M., Ramakrishnan V., Hard T. (2000) Another piece of the ribosome: solution structure of S16 and its location in the 30S subunit. Structure, 8, 875-882.

10. Ban N., Nissen P., Hansen J., Moore P.B., Steitz T. (2000) The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 A resolution. Science, 289, 905-920.

11. Batey R.T., Willamson J.R. (1996) Interaction of the Bacillus stearothermophilus ribosomal protein S15 with 16S rRNA: II. Specificity determinants of RNA-protein recognition. J. Mol. Biol., 261, 550-567.

12. Berglund, H., Rak, A., Serganov, A., Garber, M., Hard, T. (1997) Solution structure of the ribosomal RNA binding protein SI5 from Thermus thermophilus. Nat. Struct. Biol., 4, 20-23.

13. Betzel Ch., Lorenz S., Furste J., Bald R., Zhang M., Schneider Th., Wilson K., Erdmann V. (1994) Crystal structure of domain A of Thermus flavus 5S rRNA and the contribution of water molecules to its structure. FEBS Lett., 351, 159-164.

14. Blanchard S.C., Puglisi J.D., (2001) Solution structure of the loop A of 23S rRNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 3720-3725.

15. Bogdanov A., Dontsova 0., Dokudovskaya S., Lavrik I. (1995) Structure and function of 5S rRNA in the ribosome. Biochem. Cell Biol., 73, 869-876.

16. Brimacombe R., Maly P., Zwieb C. (1983) The structure of ribosomal RNA and its organization relative to ribosomal protein. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 28, 1-48.

17. Brosius J., Palmer M., Kennedy P.J., Noller H.F. (1978) Complete nucleotide sequence of a 16S ribosomal RNAgene from E. coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 75, 4801-4805.

18. Brosius J., Dull T.J., Noller H.F. (1980) Complete nucleotide sequence of a 23S ribosomal RNA gene from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 77, 201-204.

19. Brownlee G., Sanger F., Barell B. (1967) Nucleotide sequence of 5S ribosomal RNA from E. coli. Nature, 215, 735-736.

20. Bruenger E., Kowalak J.A., Kuchino Y., McCloskey J.A., Mizushima H., Stetter K.O., Crain P.F. (1993) 5S rRNA modification in the hyperthermophilic archaea Sulfolobus sulfataricus and Pyrodictum occultum. FASEB Journal, 7, 196-200.

21. Burd, C.G., Dreifuss, G. (1994). Conserved structures and diversity of functions of RNA-binding proteins. Science, 265, 615-620.

22. Bycroft M., Grunert S., Murzin A.G., Proctor M., St Johnston D. (1995) NMR solution structure of a dsRNA binding domain from Drosophila staufen protein reveals homology to the N-terminal domain of ribosomal protein S5. EMBO J., 14, 3563-3571.

23. Carbon P. Ehresmann C., Ehresmann В., Ebel J.P. (1978) The sequence of E. coli ribosomal 16S RNAdetermined by new rapid gel methods. FEBS Lett., 94, 152-156.

24. Cate J.H., Gooding A.R., Podell E., Zhou K., Golden B.L., Kundrot C.E., Cech T.R., Doudna J.A. (1996) Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing. Science, 273, 1678-1685.

25. Cate J.H., Yusupov M.M., Yusupova G.Zh., Earnest T.N., Noller H.F. (1999) X-ray crystal structure of 70S ribosome functional complexes. Science, 285, 2095-2104.

26. Christiansen J., Douthwait S., Christensen A., Garrett R. (1985) Does unpaired adenosine-66 from helix II of Escherichia coli 5S RNA bind to protein LI 8? EMBO J., 4, 1019-1024.

27. Clemons, W. M., Davies, C., White, S. W., Ramakrishnan, V. (1998) Conformational variability of the N-terminal helix in the structure of ribosomal protein SI 5. Structure, 6,429-438.

28. Conn G.L., Draper D.E., Lattman E.E., Gittis A.G. (1999) Crystal structure of a conserved ribosomal protein-RNA complex. Science, 284, 1171-1174.

29. Correll С. C., Wool I. G., Munishkin A. (1999) The two faces of the Escherichia coli 23 S rRNA sarcin/ricin domain: the structure at 1.11 A resolution. J. Mol. Biol., 292, 275287.

30. Correll C.C., Munishkin A, Chan Y-L, Ren Z., Wool I. G., Steitz T. A. (1998) Crystal structure of the ribosomal RNA domain essential for binding elongation factors. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 95, 13436-13441.

31. Correll C„ Freeborn В., Moore P., Steitz Th. (1997) Metals, motifs, and recognition in the crystal structure of a 5S rRNA domain. Cell, 91, 705-712.

32. Culver G.M., Cate J.H., Yusupova G.Z., Yusupov M.M., Noller H.F. (1999) Identification of an RNA-protein bridge spanning the ribosomal subunit interface. Science, 285,2133-2136.

33. Dallas A., Moore P. (1997) The loop E loop D region of Escherichia coli 5S rRNA: the solution structure reveals an unusual loop that may be important for binding ribosomal proteins. Structure, 5, 1639-1653.

34. Davanloo P., Rosenberg A.H., Dunn J.J., Studier F.W. (1984) Cloning and expression of the gene for bacteriophage T7 RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A, 81, 2035-2039. ,

35. Davies D., Segal D. (1971) Protein crystallization: microtechniques involving vapor diffusion. Methods Enzymol, 22, 266-269.

36. Davies C., Ramakrishnan V., White S.W. (1996b) Structural evidence for specific S8-RNA and S8-protein interactions within the 30S ribosomal subunit: ribosomal protein S8 from Bacillus stearothermophilus at 1.9 A resolution. Structure, 4, 1093-1104.

37. Davies, C., White, S. W., Ramakrishnan, V. (1996a) The crystal structure of ribosomal protein L14 reveals an important organizational component of the translational apparatus. Structure, 4, 55-66.

38. Dohme F., Nierhaus K.H. (1976) Role of 5S RNA in assembly and function of the 50S subunit from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. US A, 73, 2221-2225.

39. Dokudovskaya S., Dontsova O., Shpanchenko O., Bogdanov A., Brimacombe R. (1996) Loop IV of 5 S ribosomal RNA has contacts both to domain II and to domain V of the 23S RNA. RNA, 2, 146-152.

40. Donly B.C. and Mackie G.A. (1988) Affinities of ribosomal protein S20 and C-terminal deletion mutants for 16S rRNA and S20 mRNA. Nucleic Acids Res., 16, 9971010.

41. Dontsova O., Tishkov V., Dokudovskaya S., Bogdanov A., Doring Т., Rinke-Appel J., Thamm S., Greuer В., Brimacombe R. (1994) Stem loop IV of 5S rRNA lies close to the peptidyltransferase center. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91, 4125-4129.

42. Double S. (1997) Preparation of selenomethionyl proteins for phase determination. Methods Enzymol., 276, 523-529/

43. Douthwait S., Garrett R., Wagner R., Feunteun J. (1979) A ribonuclease-resistant region of 5S RNA and its relation to the RNA binding sites of proteins LI8 and L25. Nucl. Acids Res., 6, 2453-2470.

44. Douthwait S., Garrett R. (1981) Secondary structure of prokariotic 5S RNA: a study with ribonucleases. Biochemistry, 20, 7301-7307.

45. Douthwait S., Christensen A., Garrett R. (1982) Binding sites of ribosomal proteins on prokariotic acids: a study with ribonuclease. Biochemistry, 21, 2313-2320.

46. Draper, D.E. (1995). Protein-RNA recognition. Annu. Rev. Biochem. 64: 593-620.

47. Draper D.E. (1996) Ribosomal RNA: structure, evolution, processing and function in protein biosynthesis. Eds. Zimmermann R.A., Dahlberg A.E. Florida: CRC Press., 171-198.

48. Dube S.K. (1973) Recognition of tRNA by the ribosome. A possible role of 5S RNA. FEBSLett., 36, 39-42.

49. Erdmann V., Fahnestock S., Higo K., Nomura M. (1971) Role of 5S RNA in the functions of 50S ribosomal subunit. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 68, 2932-2936.

50. Frank J., Radermacher M., Wagenknecht Т., Verschoor A. (1988) Methods for studying ribosome structure by electron microscopy and computer image processing. Methods Enzymol. 164, 3-35.

51. Fox G., Woese C. (1975) 5S RNA secondary structure. Nature, 256, 505-507.

52. Fourmy D., Recht M. I., Blanchard S. C., Puglisi J. D. (1996) Structure of the a site of Escherichia coli 16S ribosomal RNA complexed with an fminoglycoside antibiotic. Science, 274, 1367-1371.

53. Fourmy D, Yoshizawa S, Puglisi J.D. (1998) Paromomycin binding induces a local conformational change in the A-site of 16S rRNA. J. Mol. Biol., 277(2), 333-345.

54. Funari S., Rapp G., Perbandt M., Dierks K., Vallazza M., Betzel Ch., Erdmann V.A., Svergun D.I. (2000) Structure of free Thermus flavus 5S rRNA at 1.3 nm resolution from synchrotron X-ray solution scattering. J. Biol. Chem., 275, 31283-31288.

55. Gabashvili I., Agrawal R., Spahn C., Grassucci R., Svergun D., Frank J., Penczek P. (2000) Solution structure of the E. coli 70S ribosome at 11.5A resolution. Cell, 100, 537-549.

56. Garrett R., Noller H. (1979) Structures of complexes of 5S RNA with ribosomal proteins L5, LI 8 and L25 from E. coli: identifications of kethoxal-reactive sites on the 5S RNA. J. Mol. Biol., 132, 637-648.

57. Gewirth D., Moore P. (1988) Exploration of the LI 8 binding site on 5S RNA by deletion mutagenesis. Nucl. Acids Res., 16, 10717-10732.

58. Gogia Z.V., Venyaminov S.Yu.l Bushuev V.N., Serdyuk I.N., Lim V.I., Spirin A.S. (1979) Compact globular structure of protein S15 from Escherichia coli. . FEBS Lett., 105, 63-69.

59. Golden B.L., Hoffman D.W., Ramakrishnan V., White S.W. (1997) Ribosomal protein SI7: characterization of the three-dimensional structure by 1H and 15N NMR. Biochemistry, 32,12812-12820.

60. Golden, B. L., Ramakrishnan, V., White, S. W. (1993) Ribosomal protein L6: structural evidence of gene duplication from a primitive RNA-binding protein. EMBO J., 12, 4901-4908.

61. Gongadze G., Kashparov I., Lorenz S., Schroeder W., Erdmann V., Liljas A., Garber M. (1996) 5S rRNA binding ribosomal proteins from Thermus thermophilus: identification and some structural properties. FEBS Lett., 386, 260-262.

62. Gongadze G., Tishchenko S., Sedelnikova S., Garber M. (1993) Ribosomal proteins, TL4 and TL5, from Thermus thermophilus form hybrid complex with 5S ribosomal RNA from different microorganisms. FEBS Lett., 330, 46-48.

63. Goringer H.U., Bertram S., Wagner R. (1984) The effect of tRNA binding on the structure of 5S RNA in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 259, 491-496.

64. Green R. and Noller H.F. (1997) Ribosomes and translation. Annu. Rev. Biochem., 66,619-116.

65. Gryaznova O., Davydova N., Gongadze G., Jonsson В., Garber M., Liljas A. (1996) A ribosomal protein from Thermus thermophilus is homologous to a general shock protein. Biochimie, 78, 915-919.

66. Gutel R.R. (1996) Comparative sequence analysis and the structure of 16S and 23 S rRNA in Ribosomal RNA: structure, evolution, processing and function in protein biosynthesis. Eds. Zimmermann R.A., Dahlberg A.E. Boca Raton, Florida, CRC Press, 111128.

67. Hard Т., Rak A., Allard P., Kloo L., Garber M. (2000) The solution structure of ribosomal protein L36 from Thermus thermophilus reveals a zinc-ribbon-like fold. J. Mol Biol, 296, 169-180.

68. Hardy S.J., Kurland C.G., Voynow P., Mora G.I. (1969) Purification of the 30S ribosomal proteins of E. coli. Biochemistry, 8, 2897-2905.

69. Harms J., Schluenzen F., Zarivach R, Bashan A., Gat S., Agmon I., Bartels H., Franceschi F., Yonath A. (2001) High resolution structure of the large ribosomal subunit from a mesophilic eubacterium. Cell, 107, 679-688.

70. Helgstrand M., Rak A.V., Allard P., Davydova N., Garber M.B., Hard T. (1999) Solution structure of the ribosomal protein S19 from Thermus thermophilus. J. Mol. Biol., 292, 1071-1081.

71. Hoffman, D. W., Davies, C., Gerchman, S. E., Kycia, J. H., Porter, S. J., White, S. W., Ramakrishnan, V. (1994) Crystal structure of prokaryotic ribosomal protein L9: A bi-lobed RNA-binding protein. EMBO J., 13, 205-212.

72. Home J., Erdmann V. (1972) Isolation and characterisation of 5S RNA-protein complexes from Bacillus stearothermophilus and Escherichia coli ribosomes. Mol. Gen. Genet., 119, 337-344.

73. Hosaka, H., Nakagawa, A., Tanaka, I., Harada, N., Sano, K., Kimura, M., Yao, M., Wakatsuki, S. (1997) Ribosomal protein S7: A new RNA-binding motif with structural similarities to a DNA architectural factor. Structure, 5, 1199-1208.

74. Huber P.W., Rife J.P., Moore P.B. (2001) The structure of helix III Xenopus oocyte 5S rRNA: An RNA stem cooting a two-nucleotide bulge. J. Mol. Biol., 312, 823-832.

75. Jaenicke L. (1974) A rapid micromethod for the determination of nitrogen and phosphate in biological material. Anal. Biochem., 61, 623-627.

76. Kaltschmidt E. and Wittmann H.G. (1970) Ribosomal proteins. XII. Number of proteins in small and large ribosomal subunits of E. coli as determined by two-dimensional gel electroforesis. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 61, 1276-1282.

77. Kalurachchi K., Nikonowicz E. P. (1998) NMR structure determination of the binding site for ribosomal protein S8 from Escherichia coli 16S rRNA. J. Mol. Biol., 280, 639-654.

78. Kharrat A., Macias M.J., Gibson T.J., Nilges M., Pastore A. (1995) Structure of the dsRNA binding domain of E. coli RNase III. EMBO J., 14, 3572-3584

79. M., Steitz T. A. (2000) Structure of E. coli ribosomal protein L25 complexed with a 5S rRNA fragment at 1.8 A resolution. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 97, 20232028.

80. Madjar, J.J., Michel, S., Cozzone, A.J., Reboud, J.-P. (1979). A method to identify individual proteins in four different two-dimensional gel electrophoresis systems: application to E.coli ribosomal proteins. Analytical Biochemistry, 92, 174-182.

81. Mao, H., Willamson, J. R. (1999) Local folding coupled to RNA binding in the yeast ribosomal protein L30. J. Mol. Biol., 292, 345-359.

82. Matadeen R., Patwardhan A., Gowen В., Orlova E. V., Pape Т., Cuff M., Mueller F.,

83. Brimacombe R., van Heel M. (1999) The Escherichia coli large ribosomal subunit at 7.5 A resolution. Structure Fold. Des., 7., 1575-1583.

84. McPherson A., (1977) Current approaches to molecular crystallization. Eur. J. Biochem., 189, 1-23.

85. Mizushima S., Nomura M. (1970) Assembly mapping of 30S ribosomal proteins from E. coli. Nature, 226(252), 1214

86. Moore P.B. (1996) Ribosomal RNA: Structure, Evolution, Processing, and Function in Protein Biosynthesis./ Eds Zimmermann R. A. and Dahlberg A. E. CRC Press, Boca Raton, New York, London, Tokyo. 199-236.

87. Morikawa K., Kawakami M., Takemura Sh. (1982) Crystallization and preliminary X-ray diffraction study of 5S rRNA from Thermus thermophilus HB8. FEBS Lett., 145, 194-196.

88. Morosyuk S.V., Cunningham P.R., Santalucia Jr.J. (2001) Structure and function of the conserved 690 haipin in Escherichia coli 16S rRNA. II NMR solution structure J. Mol. Biol., 307, 167-211.

89. Murzin, A.G. (1993). OB (oligonucleotide/oligosaccaride binding") fold common structural and functional solution for nonhomologous sequences. EMBO J. 12, 861-867.

90. Nagai, K., Oubridge, C., Ito, N., Avis, J., Evans, P.R. (1995). The RNP domain: a sequence specific RNA-binding domain involved in processing and transport of RNA. Trends. Biochem. Sci. 20: 235-240.

91. Nakashima Т., Yao M., Kawamura S., Iwasaki K., Kimura M., Tanaka I. (2001) Ribosomal protein L5 has a highly twisted concave surface arid flexible arms responsible for rRNA binding. RNA, 1, 692-701.

92. Nevskaya N., Tishchenko S., Fedorov R., Al-Karadaghi S., Liljas A., Kraft A., Piendl W., Garber M. and Nikonov S. (2000) Archaeal ribosomal protein LI: the structure provides new insights into RNA binding of the LI protein family. Structure, 8, 363-371.

93. Nierhaus K., Dohme F. (1979) Total reconstitution of 50S subunits from Escherichia coli ribosomes. Methods Enzymol., LIX, 443-449.

94. Nikonov S., Nevskaya N., Fedorov R., Khairullina A., Tishchenko S., Nikulin A., Garber M. (1998) Structural studies of ribosomal proteins. Biol. Chem., 379, 795-805.

95. Nikulin A., Serganov A., Ennifar E., Tishchenko S., Nevskaya N., Shepard W., Portier C., Garber M., Ehresmann В., Ehresmann Ch., Nikonov S., Dumas Ph. (2000) Crystal structure of the S15-rRNA complex. Nature Struct. Biol., 7, 273-277.

96. Nissen P., Ippolito J.A., Ban N., Moore P.B., Steitz T.A. (2001) RNA tertiary interactions in the large ribosomal subunit: the A-minor motif. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 4899-4903.

97. Nomura M., Held W.A. (1974) Ribosomes. Eds. Nomura M., Tissieres A., Lengyel P. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 193-224.

98. Nowotny V., Nierhaus K.H. (1988) Assemble of the 30S subunit from Escherichia coli ribosomes occurs via two assemble domains wich are initiated by S4 and S7. Biochemistry, 27, 7051-7055.

99. Oesterberg R., Sjoberg В., Garrett R. (1976) Molecular model for 5S RNA. A small-angle X-ray scattering study of native, denatured and aggregated 5S RNA from Escherichia coli ribosomes. Eur. J. Biochem., 68, 481-487.

100. Orengo, C.A. and Thornton, J.M. (1993). Alpha plus beta folds revisited: some favored motifs. Structure, 1, 105-120.

101. Orr J.W., Hagerman P.J. & Williamson J.R. (1998) Protein and Mg2+-induced conformational changes in the S15 binding site of 16S ribosomal RNA. J. Mol. Biol., 275, 453-464.

102. Peattie D., Douthwait S., Garrett R., Noller H. (1981) A "bulged" double helix in a RNA-protein contact site. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 78, 7331-7335.

103. Perbandt M., Nolte A., Lorenz S., Bald R., Betzel Ch., Erdmann V.A. (1998) Crystal structure of domain E of Thermus flavus 5S rRNA: a helical RNA structure including a hairpin loop. FEBSLett., 429, 211-215.

104. Pieler Т., Erdmann V. (1982) Three-dimensional structural model of eubacterial 5S RNA that has functional implication. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79, 4599-4603.

105. Pronk S.E., Hofstra H., Groendijk H., Kingma J., Swate M.B.A., Dorner F., Drenth., Hoi W.G.J., Witholt B. (1985) Heat-labile enterotoxin of Escherichia coli. Characterization of different crystal forms. J. Biol. Chem., 260, 13580-13584.

106. Provencher S.W., Glockner J. (1981). Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism. Biochemistry, 20, 33-37.

107. Puglisi E. V., Green R., Noller H. F., Puglisi J. D. (1997) Structure of a conserved RNA component of the peptidyl transferase centre. Nat. Struct. Biol., 4, 775-778.

108. Raibaud S., Lebars I., Guillier M., Chiaruttini C., Bontems F., Rak A., Garber M., Allemand F., Springer M., Darbel F. NMR structure of bacterial ribosomal protein L20 implications for ribosome assembly and translational control. In press.

109. Ramakrishnan, V., White, S. W. (1992) The structure of ribosomal protein S5reveals sites of interaction with 16S rRNA. Nature, 358, 768-771.

110. Ramakrishnan V., White S.W. (1998) Ribosomal protein structures: insights into the architecture, machinery and evolution of the ribosome. TIBS, 23, 208-212.

111. Rife J. P., Moore P. B. (1998) The Structure of a methylated tetraloop in 16S ribosomal RNA. Structure, 6, 747-756.

112. Ryan P.C., Lu M., Draper D.E. (1991) Recognition of the highly conserved GTPase center of 23 S ribosomal RNA by ribosomal protein LI 1 and the antibiotic thiostrepton. J. Mol. Biol., 221, 1257-1268.

113. Sambrook, J., Fritsch, E.F., Maniatis, T. (1989). Molecular cloning: A laboratory manual. Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press.

114. Sedelnikova, S.E., Agalarov, S.Ch., Garber, M.B., Yusupov, M.M. (1987). Proteins of the Thermus thermophilus ribosomes. Purification of several individual proteins and cristallisation of protein TL7. FEBS Lett., 220, 227-230.

115. Sedman J., Maimets Т., Ustav M., Villems R. (1981) The interaction of 5S RNA and its large fragment with ribosomal proteins. FEBS Lett., 136, 251-258.

116. Selivanova O.M., Gongadze G.M, Gudkov A.T., Vasiliev V.D. (1986) Structure of protein-deficient 50S ribosomal subunits. FEBS Lett., 197, 79-83.

117. Serdyuk I.N., Zaccai G., Spirin A.S. (1978) Globular conformation of some ribosomal proteins in solution. FEBS Lett., 94, 349-352.

118. Shpanchenko O.V., Zvereva M.I., Dontsova O.A., Nierhaus K.H., Bogdanov A.A. (1996) 5S rRNA sugar-phosphate backbone protection in complexes with specific ribosomal proteins. FEBS Lett., 394, 71-75.

119. Schmidt F.J., Thompson J., Lee K., Dijk J., Cundliffe E. (1981) The binding site for ribosomal protein Lll within 23 S ribosomal RNA of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 256(23), 12301-12305.

120. Spierer P., Bogdanov A., Zimmermann R. (1978a) Parameters for the interaction of ribosomal proteins L5, LI8, and L25 with 5S RNA from Escherichia coli. Biochemistry, 17, 5394-5398.

121. Stachelin Т., Maglott D., Monro R.E. (1969) On the catalytic center of peptidyl transferase: A part of the 50S ribosome structure. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 34, 39-48.

122. Stahl D.A., Luehrsen K.R., Woese C.R., Pace N.R. (1981) An unusual 5S rRNA from Sulfolobus acidocaldarius, and its implications for a general 5S rRNA structure. Nucleic. Acids Res., 9, 6129-6137.

123. Stern S., Powers Т., Changchien L.M., Noller H.F. (1989) RNA-protein interactions in 30S ribosomal subunits: folding and function of 16S rRNA. Science, 244, 783-790.

124. Stoffler G. and Wittmann H.G. (1977) Primary structure and three-dimensional arrangement of proteins within the Escherichia coli ribosome. In: Molecular mechanisms of protein biosynthesis./ Eds. Weissbach H., Pestka S., N.Y. Acad. Press, 117-202.

125. Stoldt M., Wohnert J., Gorlach M., Brown L.R. (1998) The NMR structure of Escherichia coli ribosomal protein L25 shows homology to general stress proteins and glutaminyl-tRNA synthetases. EMBO J., 17, 6377-6384.

126. Stoldt M., Wohnert J., Ohlenschlager 0., Gorlach M., Brown L. R. (1999) The NMR structure of the 5S rRNA E-domain-protein L25 complex shows preformed and induced recognition. EMBO J., 18, 6508-6521.

127. Studier F.W., Rosenberg A.H., Dunn JJ. and Dubendorff J.W. (1990) Use of T7 polymerase to direct cloned genes. Methods Enzymol., 185, 60-89.

128. Studier F.W. (1991) Use of bacteriophage T7 lysozyme to improve an inducible T7 expression system. J. Mol. Biol., 219(1), 37-44.

129. Szewczak, A.A., Moore, P.B., Chan, Y.L., Wool, I.G. (1993). The conformation of the sarcin/ricin loop from 28S ribosomal RNA. Pros. Natl. Acad. Sci. USA. 90, 95819585.

130. Szymanski M., Specht Т., Barciszewska M.Z., Barciszewski J., Erdmann V.A. (1998) 5S rRNA Data Bank. Nucleic. Acids Res., 26 (1), 156-159.

131. Szymanski M., Barciszewska M.Z., Barciszewski J., Erdmann V.A. (2000) 5S ribosomal RNA database Y2K. Nucleic. Acids Res., 28 (1), 166-167.

132. Thompson J., Cundliffe E., Stark M. (1979) Binding of thiostrepton to a complex of 23S rRNA with ribosomal protein Lll. Eur. J. Biochem., 98(1), 261-265.

133. Uma K, Nikonowicz EP, Kaluarachchi K, Wu H, Wower IK, Zimmermann RA (1995) Structural characterization of Escherichia coli ribosomal protein S8 and its binding site in 16S ribosomal RNA. Nucleic Acids Symp., 33, 8-10.

134. Ungewickell E., Garrett R., Ehresmann C., Stiegler P., Fellner P. (1975) An investigation of the 16S RNA binding sites of ribosomal proteins S4, S8, S15 and S20 from Escherichia coli. Eur. J. Biochem., 51(1), 165-180.

135. Varani G. (1997) RNA-protein recognition during RNA maturation and development. Nucleic Acids Symp., 36, 36-38.

136. Vasiliev V.D., Selivanova O.M., Koteliansky V.E. (1978) Specific selfpacking of the ribosomal 16S RNA .FEBS Lett., 95, 273-276.

137. Vasiliev V.D., Zalite O.M. (1980) Specific compact selfpacking of the ribosomal 23S RNA. FEBS Lett., 95, 273-276.

138. Vassylyev, D. G., Shirouzu, M., Wada, Т., Yokoyama, S: The crystal structure of the bacteria-specific L17 ribosomal protein from Thermus thermophilus. In press.

139. Vysotskaya V.S., Shcherbakov D.V. and Garber M.B. (1997) Sequencing and analysis of the spc operon of Thermus thermophilus. Gene, 193, 23-30.

140. Wahl M.C., Bourenkov G.B., Bartunik H.D., Huber R. (1999) Flexibility, conformational diversity and two dimerization modes in complexes of ribosomal protein L12. EMBOJ., 19, 174-186.

141. Westhof E., Romby P., Romaniuk P.J., Ebel J.P., Ehresmann Ch., Ehresmann B. (1989) Computer modeling from solution data of spinach chloroplast and of Xenopus laevis somatic and oocyte 5S rRNAs. J.Mol.Biol., 207, 417-431.

142. White S. A., Nilges M., Huang A., Brunger А. Т., Moore, P. B. (1992) NMR analysis of helix I from the 5S RNA of Escherichia coli. Biochemistry, 31, 1610-1621.

143. Wilson K.S., Appelt K., Badger J., Tanaka I., White S.W. (1986) Crystal structure of a prokaryotic ribosomal protein. Proc Natl Acad Sci USA, 83, 7251-7255.

144. Wimberly В., Brodersen D., Clemons W., Morgan-Warren R., Carter A., Vonrhein C., Hartsch Т., Ramakrishnan V. (2000) Structure of the 30S ribosomal subunit. Nature, 407, 327-339.

145. Wimberly B.T., Guymon R., McCutcheon J. P., White S. W., Ramakrishnan V. (1999) A detailed view of a ribosomal active site: the structure of the Lll-RNA complex. Cell, 97, 491-502.

146. Wimberly В., Varani G., Tinoco Ig. Jr. (1993) The conformation of loop E of eukaryotic 5S ribosomal RNA. Biochemistry, 32, 1078-1087.

147. Wimberly В. Т., White S. W., Ramakrishnan V. (1997) The Structure of Ribosomal Protein S7 at 1.9A Resolution Reveals a Beta- Hairpin Motif that Binds Double-Stranded Nucleic Acids. Structure, 5, 1187-1198.

148. Wittmann H.G. (1982) Components of bacterial ribosomes. Ann. Rev. Biochem., 51, 155-183.

149. Wittmann H.G., Littlechild J.A., Wittmann-Liebold B. (1980) Structure of ribosomal proteins. In: Ribosomes: structure, function, and genetics./ Eds. Chambliss G., Craven G.R., Davis K., Kahan L., Nomura M., Baltimore, University Park Press., 51-88.

150. Wlodaver, A., Hodson K.O. (1975). Crystallization and crystal data of monellin. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 72, 398-399.

151. Woestenenk E.A., Gongadze G.M., Shcherbakov D.V., Rak A.V., Garber M.B., Hard Т., Berglund H. (2002) The solution structure of ribosomal protein LI 8 from Thermus thermophilus reveals a conserved RNA-binding fold. Biochem. J., 363, 553-561.

152. Worbs M., Huber R. and Wahl M. (2000) Crystal structure of ribosomal protein L4 shows RNA-binding sites for ribosome incorporation and feedback control of the S10 operon. EMBOJ., 19, 807-818.

153. Wower I., Brimacombe R. (1983) The localization of multiple sites on 16S RNA which are cross-linked to proteins S7 and S8 in Escherichia coli 30S ribosomal subunits by treatment with 2-iminothiolane. Nucleic Acids Res., 11(5), 1419-1437., '

154. Wower I., Kowaleski M.P., Sears L.E., Zimmermann R.A. (1992) Mutagenesis of ribosomal protein S8 from Escherichia coli: defects in regulation of the spc operon. J. Bacteriol., 174, 1213-1221.

155. Xing, Y., Draper E. (1995). Stabilization of a ribosomal RNA tertiary structure by ribosomal protein LI 1 .J. Mol. Biol. 249, 319-331.

156. Xing Y., Draper D.E. (1996) Cooperative interactions of RNA and thiostrepton antibiotic with two domains of ribosomal protein LI 1. Biochemistry, 35, 1581-1588.

157. Xing Y., Guha Thakurta D., Draper D.E. (1997) The RNA binding domain of ribosomal protein Lll is structurally similar to homeodomains. Nat. Struct. Biol., 4(1), 24-7.

158. Xiong Y., Sundaralingam M. (2000) Two crystal forms of helix II of Xenopus laevis 5S rRNA with a cytosine bulge. RNA, 6, 1316-1324.

159. Yusupov M.M., Yusupova G.Z., Baucom A., Lieberman K., Earnest T.N., Cate J.H., Noller H.F. (2001) Crystal structure of the ribosome at 5.5. A resolution. Science, 292, 883896.

160. Zagorska L., Jan van Duin, Noller H.F., Pace В., Johnson K.D., Pace N.R. (1984) The conserved 5S rRNA complement to tRNA is not required for translation of natural mRNA. J. Biol Chem., 259, 2798-2802.

161. Zimmermann R.A. (1974) Ribosomes. Eds. Nomura M., Tissieres A., Lengyel P. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 225-269.

162. Zimmermann, J., Erdmann, V.A. (1978). Identification of E. coli and B.stearothermophilus ribosomal protein binding sites on E.coli 5S RNA. Molecular and General Genetics, 160, 247-257.1. БЛАГОДАРНОСТИ

163. В первую очередь хочу выразить свою безмерную благодарность родным и близким (двум мамам, мужу и сыну) за поддержку, понимание и всевозможную помощь в моей работе.

164. Выражаю свою искреннюю благодарность своим научным руководителям Георгию Михайловичу Гонгадзе и Станиславу Владимировичу Никонову за бесценную помощь, поддержку и советы при выполнении данной работы.

165. Особенно хочу поблагодарить Марину Борисовну Гарбер за внимание, помощь, исключительно ценные советы, сделанные в процессе подготовки этой работы, а так же за неоценимую моральную поддержку.

166. Благодарю Кима Хаймовича Ленских за синтез С .-гидразид валина.

167. Хотелось бы также искренне поблагодарить Ф. Дюма и М. Яо за бесценную помощь в сборе данных с кристаллов на синхротронах в Гренобле и Хариме.

168. Благодарна Людмиле Петровне Волынкиной, Олегу Никонову и Виктору Ивановичу Кудряшову за помощь в оформлении работы.

169. РОССИЙСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННА^ БИБЛИОТЕКА