Создание эффективных векторных систем для трансформации насекомых на модели комнатной мухи Musca domestica тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.23, кандидат биологических наук Косоруков, Вячеслав Станиславович

• Косоруков, Вячеслав Станиславович
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Косоруков, Вячеслав Станиславович

I. ВВЕДЕНИЕ

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Состояние исследований в области трансформации насекомых

2.2. Мобильные элементы как генные вектора для трансформации насекомых

2.2.1. FB-элементы

2.2.2. Ретропозоны (LINE-элементы)

2.2.3. Ретротранспозоны

2.2.4. Транспозоны

2.2.5. Мобильные элементы группы hAT

2.2.6. Мобильный элемент Hermes

2.3. Методы трансгенеза, разработанные применительно к DrosophilalQ

2.3.1. Особенности генетических конструкций и маркерных генов

2.3.2. Плазмида-помощник

2.3.3. Методы введения ДНК в эмбрионы

2.3.4. Определение интеграции трансгена

2.4. Организмы, трансформированные с использованием мобильных элементов

2.4.1. Drosophila melanogaster

2.4.2. Плодовая муха Ceratitis capitata

2.4.3. Aedes aegypti, комар-преносчик желтой лихорадки

2.5. Биология Musca domestica

2.6. Утилизация отходов при помощи синантропных мух

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1. Среды и штаммы бактерий

3.1.1. Среды для выращивания Е. coli

3.1.2. Среда для культивирования Musca domestica

3.1.3. Плазмиды, использованные в работе

3.2. Выделение геномной ДНК из личинок и имаго Musca domestica фенол-хлороформным методом

3.3. Выделение геномной ДНК из личинок и имаго Musca domestica методом солевой экстракции

3.4. Трансформация клеток E.coli

3.5. Выделение плазмидной ДНК из E.coli

3.6. Очистка векторной ДНК для микроинъекции

3.7. Методика микроинъекции векторной ДНК в эмбрионы Musca domestica

3.8. Кальций-фосфатная трансфекция культуры эмбриональных клеток

Drosophila

3.9. Методика микроинъекции векторной ДНК в эмбрионы Musca domestica в эксперименте по измерению эффективности мобильного элемента Hermes

3.10. Выделение тотальной ДНК из эмбрионов в эксперименте по измерению эффективности мобильного элемента Hermes

IV. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

4.1. Определение эффективности транспозиции мобильного элемента

Hermes в эмбрионах Musca domestica

4.2. Создание вектора pHerm[NeoR] для трансформации М. domestica

4.3. Создание вектора pHerm[NeoR, GFP]

4.4. Получение трансгенных М. domestica методом микроинъецирования конструкций pHerm[NeoR] и pHerm[NeoR, GFP] в эмбрионы

4.5. Исследование экспрессии гена EGFP в трансгенных особях комнатной мухи, трансформированных конструкцией pHerm[NeoR, GFP].

4.6. Наследование трансгенов Herm[NeoR] и Herrn[NeoR, GFP]

4.7. Создание конструкций pMercury и pMercury[GFP],

Конструирование вектор-кассеты pMercury

4.7.1. Клонирование промотора hsp82 из Drosophila pseudoobscura

4.7.2. Конструирование векторов pMercury и pMercury [EGFP]

4.8. Получение трансгенных М. domestica методом микроинъецирования конструкции pMercury [EGFP]

4.9. Исследование экспрессии гена EGFP в трансгенных особях комнатной мухи, трансформированных конструкцией pMercury[EGFP]

V. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

VI. ВЫВОДЫ.

VII. ПРАКТИЧЕСКОЕ ПРИМЕНЕНИЕ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Создание эффективных векторных систем для трансформации насекомых на модели комнатной мухи Musca domestica»

Создание трансгенных организмов имеет большое значение для фундаментальных исследований и практических целей. В последние десять лет эта область биологических исследований претерпевает особенно бурный подъем.

Получение биологически активных веществ с использованием трансгенных насекомых представляет одно из наиболее привлекательных применений таких технологий на практике. Кроме того, для насекомых эту технологию можно применять для влияния на природные популяции насекомых-вредителей и переносчиков заболеваний. Примером такого использования технологии может служить получение трансгенных линий Ceratitis capitata - вредителя плодоовощных культур в северной и центральной Америке (Loukeris et al1995).

Разработка технологии генетической трансформации насекомых для нужд медицины и сельского хозяйства является важной неразрешенной проблемой в энтомологии. Эта технология продвинет вперед исследования по молекулярной генетике насекомых, исследования новых стратегий управления популяциями вредителей и уменьшения зависимости от инсектицидов химического происхождения. Кроме того, технология генной трансформации расширит область применения и эффективность современных стратегий биологического контроля методом облегчения разумных генных модификаций полезных насекомых и членистоногих. Несмотря на интерес к этой технологии и значительные усилия, потраченные на его разработку, был достигнут только незначительный прогресс.

Объектом исследований данной диссертации является разработка эффективного метода трансформации и селекции трансгенных потомков у М domestica как одного из наиболее перспективных в плане биотехнологии вида насекомых.

Состояние изученности М. domestica как объекта для трансформации очень незначительно. Нами не было обнаружено никаких литературных данных о получении трансгенных комнатных мух в какой-либо лаборатории мира. Поэтому основной материал, использованный при подготовке к исследованиям, относится к трансформации плодовой мушки D. melanogaster, т.к. этот популярный объект очень хорошо изучен и его организация сходна с М. domestica (Spradling, 1986). Кроме того, для D. melanogaster разработаны эффективные системы трансформации, что послужило основой для разработки системы трансформации М. domestica.

Известно, что векторные системы трансформации, используемые для D. melanogaster, невозможно использовать для других видов насекомых. Однако, мы предположили, что мобильные генетические элементы, выделенные из генома собственно М. domestica, должны достаточно эффективно работать в составе интегративных векторов. Исходя из этого предположения нами была начата работа по получению систем векторов на основе мобильного элемента Hermes, выделенного из генома комнатной мухи.

Перед нами стояла задача получения трансгенных особей комнатной мухи М. domestica, которая в настоящее время становится объектом производственного культивирования. Предпосылкой удачного осуществления этих исследований было клонирование мобильного элемента Hermes из Musca domestica (Warren et al., 1994; O'Brochta et al., 1996). Этот мобильный элемент был успешно опробован в качестве вектора на D. melanogaster и, следовательно, может использоваться на широком круге хозяев (O'Brochta et al., 1996).

Одной из причин повышенного интереса к комнатной мухе как к биотехнологическому объекту является развитая технология культивирования больших количеств личинок на отходах сельскохозяйственного производства. Данная технология позволяет получать большие объемы биомассы при достаточно небольших затратах (Колтыпин, Ерофеева., 1977).

Целью настоящего исследования было изучение эффективности использования мобильного элемента Hermes для получения трансгенных насекомых, в частности, вида комнатной мухи Musca domestica и получение опытных линий трансгенных мух с использованием этой технологии.

С учетом вышеизложенного, перед нами были поставлены следующие задачи:

1. Изучить эффективность транспозиции мобильного элемента Hermes в эмбрионах Musca domestica.

2. Изучить возможность использования для трансформации Musca domestica различных маркерных генов.

3. Разработать и создать вектор, несущий одновременно маркерный и структурный гены, и определить эффективность экспрессии структурного гена.

4. Создать оптимальную векторную систему, способную эффективно трансформировать Musca domestica.

5. Получить трансгенные линии Musca domestica с разработанными конструкциями.

Заключение диссертации по теме «Биотехнология», Косоруков, Вячеслав Станиславович

VI. выводы.

1. Впервые показана возможность трансформации насекомых недрозофилиной группы путем использования различных генетических векторов на основе мобильного элемента Hermes из Musca domestica. Коинъецирование вектора-мишени вместе с вектором-помощником, содержащим ген транспозазы, приводит к значительному увеличению количества эксцизий, обусловленных активностью транспозазы мобильного элемента Hermes.

2. Показано, что активность транспозазы эндогенных вариантов мобильного элемента Hermes в использованной лабораторной линии Musca domestica по крайней мере на порядок меньше, чем при введении внешнего источника транспозазы на векторе-помощнике.

3. Показана возможность использования доминантных маркерных генов для селекции трансформантов М. domestica: бактериальный ген устойчивости к антибиотику неомицину пеог и ген зеленого флуоресцентного белка EGFP. Оба маркера позволяют значительно повысить эффективность селекции трансгенных особей, однако, не обеспечивают полного разделения трансгенных от нетрансгенных. Впервые получены трансгенные линии комнатной мухи с генами neo и EGFP.

4. Клонирован и апробирован новый промотор белка теплового шока hsp82 D. pseudoobscura, позволяющий экспрессировать белки на значительно более высоком уровне, чем в классической системе экспрессии, основанной на промоторе hsp70 D. melanogaster, что было показано на примере экспрессии гена "зеленого белка" EGFP.

VII. ПРАКТИЧЕСКОЕ ПРИМЕНЕНИЕ.

Использование созданной в данной работе технологии возможно в нескольких областях.

Как и в случае с D melanogaster трансформирование комнатной мухи можно использовать для проведения генетических, молекулярных и других экспериментов, расширяющих наши знания в этих областях науки.

Также интересно использование технологии трансгенеза комнатной мухи в практической сфере производства биологических субстанций и манипуляции природными популяциями.

Например, теоретически возможна экспрессия какого-либо белка в клетках личинок под контролем сильного промотора. В этом случае белок должен накапливаться в клетках личинок, и после переработки биомассы его можно будет выделить. Однако, по нашему мнению, возможны определенные трудности. Например, белок, попадающий в цитоплазму клеток, будет подвергаться воздействию существующего ферментного окружения, что может привести к изменениям в его функциональной активности или разрушению. С другой стороны, биологически активный белок может сам с большой вероятностью влиять на работу клеточной системы и, соответственно, на выживаемость организма в целом.

Еще одной проблемой в использовании комнатной мухи для получения биологически активных веществ могут быть трудности в выделении искомого продукта из биомассы личинок. Это объясняется двумя фактами. Во-первых, биомасса личинок содержит количество различных белков, в десятки раз превышающее таковое, например, для плазмы крови или молока. При выделении продукта всегда будет проблематично избавиться от фона "похожих" по биохимическим характеристикам белков комнатной мухи. Так, например, при иммунологическом окрашивании форезной пластины с нанесенным лизатом трансгенной по инсулину человека личинке, кроме инсулина виден еще большой пул различных более тяжелых неспецифичных белков. Во-вторых, биомасса из насекомых в значительной степени высокоаллергенна для человека при попадании на слизистые оболочки и введении в организм. Эти две проблемы не позволяют использовать личинок для получения биологически активных белков для дальнейшего внутреннего или ограниченного внешнего использования из-за больших затрат на выделение продукта.

Другой яркой возможностью использования технологии трансгенеза является контроль над природными популяциями вредных насекомых. Примером может служить технология стерильности насекомых (sterile insect technique, SIT) (Carrey, 1991).

Кроме того, активность мобильного элемента Hermes не является строго специфичной по отношению к виду М. domestica, и разработанная нами генетическая система может быть свободно перенесена на практически любой другой вид насекомых. Это позволяет нам в случае производственной необходимости в достаточно короткие сроки получить трансгенные линии насекомых необходимого для практики вида.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Косоруков, Вячеслав Станиславович, 2001 год

1. Бедин Д.П., Александров Ю.П., Завадская Н.П., Влияние состава рациона на плодовитость комнатной мухи. В кн.: "Переработка свиного навоза личинками сапрофагов". //Новосибирск, 1976, с. 4653.

2. Гвоздев В. А., Кайданов J1. 3. Геномная изменчивость, обусловленная транспозициями мобильных элементов, и приспособленность особей. // Журн. общ. биологии, 1986, т. 47, № 1, с. 51-68.

3. Георгиев П.Г., Симонова О.Б., Герасимова Т.И. Новый тип нестабильности генома у Drosophila melanogaster. II Генетика, 1988, Т. 24, С. 867-877.

4. Гловер Д.М. ред., Клонирование ДНК. Методы. // Москва, Изд. "Мир", 1988.

5. Евгеньев М. Б., Зеленцова У. С., Шостак Н. П., Лезин Г. Т., Великодворская В. В., Полуэктова Е. В. Мобильные элементы и видообразование. // Молекулярная биология, 1998, т. 32, с. 184-192.

6. Колтыпин Ю.А., Ерофеева Т.В. Утилизация навоза при помощи личинок синантропных мух. Обзорная информация. // Москва, ВНИИТЭИСХ ВАСХНИЛ, 1977.

7. Ратнер В.А., Васильева Л.А. Индукция транспозиций и эксцизий мобильных генетических элементов Drosophila в изогенизирующих скрещиваниях // Генетика, 1996, т. 32, с. 933-944.

8. Усачева И.Г., Поляков A.A. Эпизоотические и гигиенические аспекты уборки навоза и обеззараживания сточных вод на крупных промышленных фермах. //Москва, ВНИИТЭИСХ, 1972, с. 3-71

9. Хесин Р. Б. Непостоянство генома. // Москва, Наука, 1984.

10. Ю.Эрнст Л.К., Колтыпин Ю.А. Охрана внешней среды от заражения бесподстилочным навозом и пути его использования в народном хозяйстве. // Бюллетень научных работ ВИЖ, 1973, в. 44, с. 4-15

11. П.Эрнст JI.K., Колтыпин Ю.А., Сухова М.Н., Ерофеева Т.В. Разработать и внедрить высокоэффективную технологию систем удаления, обезвреживания, переработки, хранения жидкого навоза. // Дубровицы, ВИЖ, 1975, с. 169.

12. Aarts, M.G.M., Dirkse W.G., Steikema W.J., Pereira A. Transposon tagging of a male sterility in Arabidopsis. // Nature, 1993, v.363, p. 715717.

13. Amsterdam A., Hopkins N. The Aequorea victoria green fluorescent protein can be used as a reporter in live zebrafish embryos.// Dev. Biol., 1995, v,171,p. 123-9.

14. Anthony W.B. Nutritional Value of Cattle Waste for cattle. // Federation Proceedings, 1997, v.33, п. 8, p. 1939-1941.

15. Arkhipova I.R., Lyubomirskaya N.V., Ilyin Y.V. Drosophila retrotransposons. //Austin, R.G.Landes company, 1995.

16. Arkhipova I.R., Mazo A. M., Cherkasova V.A., Gorelova T.V., Schuppe N.G., Ilyin Y.V. The steps of reverse transcription of Drosophila mobiledispersed genetic elements and U3-R-U5 structure of their LTRs. // Cell, 1986, v.44, p. 555-563.

17. Ashburner M. Drosophila. A laboratory handbook. // New York, Cold Spring Harbor, 1989.

18. Atkinson P.W., Warren W.D., O'Brochta D.A. The hobo transposoble element of Drosophila can be cross-mobilized in houseflies and excises. // PNAS USA, 1993, v.90, p. 9693-9697.

19. Atkinson P.W., O'Brochta D.A. Transposable element interactions in insects: crossmobilization of hobo and Hermes. // Insect Mol. Biol., 1999, v.8(3), p. 359-68.

20. Atkinson P.W., Pinkerton A.C., O'Brochta D.A. Genetic transformation systems in insects. // Annu. Rev. Entomol., 2001, v.46, p. 317-46.

21. Avancini R.M.P., Walden K.K.O., Robertson H.M. The genomes of most animals have multiple members of the Tel family of transposable elements. // Genetica, 1996, v.98, p. 131-140

22. Baldarelli R.M., Lengyel J.A. Transient expression of DNA after ballistic introduction into Drosophila embryos. //Nucl. Acids Res., 1990, v. 18, p. 5903-4.

23. Baulcombe D.C., Chapman S, Santa Cruz S. Jellyfish green fluorescent protein as a reporter for virus infections. // Plant J., 1995, v.7, p. 1045-1053

24. Bender W., Spierer P., Hogness D.S. Chromosomal walking and jumping to isolate DNA from the Ace and rosy loci and the bithorax complex in Drosophila melanogaster. II J. Mol. Biol., 1983, v. 168, p. 17.

25. Benyajati C., Spoerel N., Haymerle H., Ashburner M. The messenger RNA for alcohol dehydrogenase in Drosophila melanogaster differs in its 5' end in different developmental stages. // Cell, 1983, v.33, p. 125.

26. Berg D.E., Howe M. Mobile DNA. // Washington D.C., American Society for Microbiology, 1989.

27. Berghammer A .J., Klingler M., Wimmer E.A. A universal marker for transgenic insects. //Nature, 1999, v.402(6760), p. 370-1.

28. Biemont C. Population genetics of transposable elements. A Drosophila point of view. // Genetica, 1992, v.86, p. 197-212.

29. Biemont C., Aouar A., Arnault C. Genome reshuffling of the copia element in an inbred line of Drosophila melanogaster. II Nature, 1987, v.329, p.742-744.

30. Biemont C., Tsitrone A., Vieira C., Hoogland C. Transposable element distribution in Drosophila. // Genetics, 1997, v. 147, p. 1997-1999.

31. Biemont C., Vieira C., Hoogland C., Cizeron G., Loevenbruck C., Arnault C., Carante J.P. Maintenance of transposable element copy number in natural populations of Drosophila melanogaster and Drosophila simulans. //Genetica, 1997, v. 100, p. 161-166.

32. Blackman R.K., Gelbart W.M. The transposable element hobo of D. melanogaster. II In Mobile DNA, ed. D. Berg, M. Howe, pp.523-9; Washington, DC, American Society for Microbiology, 1989.

33. Blackman R.K., Koehler M.M., Grimaila R., Gelbart W.M. Identification of a fully-functional hobo transposable element and its use for germ-line transformation of Drosophila. II EMBO J., 1989b, v.8(l), p. 211-7.

34. Bonner J.J., Parks C., Parker-Thornburg J., Mortin M.A., Pelham H.R. The use of promoter fusions in Drosophila genetics: isolation of mutations affecting the heat shock response. // Cell, 1984, v.37(3), p.979-91.

35. Bucheton A. I transposable elements and I-R hybrid dysgenesis in Drosophila. // Trends Genet., 1990, v.6, p. 16-21.

36. Bucheton A. The relationship between the flamenco gene and gypsy in Drosophila: how to tame a retrovirus. // Trends Genet., 1995, v.l 1, p. 349353.

37. Caballero A., Keightley P.D. A pleiotropic nonadditive model of variation in quantitative traits. // Genetics, 1994, v. 138, p. 883-900.

38. Carey J.R. Establishment of the Mediterranean fruit fly in California. // Science, 1991, v.253, p. 1369.

39. Chaboissier M.C., Bucheton A., Finnegan D.J. Copy number control of a transposable element, the / factor, a LINE-like element in Drosophila. // PNAS USA, 1998, v.95, p. 1 1781-11785.

40. Chalfie M., Tu Y, Euskirchen G, Ward W.W., Prasher D.C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression. // Science, 1994, v.263, p.802-805.

41. Charles worth B. Transposable elements in natural populations with a mixture of selected and neutral insertion sites. // Genet. Res., 1991, v.57. p. 127-134.

42. Charlesworth B., Langley C.H., Sniegowski P.D. Transposable element distribution in Drosophila. // Genetics, 1997, v. 147, p. 1993-1995.

43. Chomczynsky P., Sacchi N. Single-srep method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. // Anal. Biochem., 1987, v.2, p. 156-159.

44. Clark A.G., Wang L., Hullberg T. P-element induced variation within and between Drosophial species. // Genetics, 1995, v. 139, p. 337-348.

45. Coates C. J., Jasinskiene N., Miyashiro L., James A. A. Mariner transposition and transformation of the yellow fever masquito, Aedes aegupti. //PNAS USA, 1998, v.95,p. 3748-3751.

46. Coates C.J., Johnson K.N., Perkins H.D., Howels A.J. The hermit transposable elemnt of the Australian sheep blowfly, Lucilia cuprina, belongs to the hAt family of transposable elements. // Genetica, 1996.

47. Coates C.J., Howels A.J., O'Brochta A.O., Athkinson P.W. The 5' regulatory region from the D. pseudoobscura hsp82 gene results in a high level of reporter gene expression in Lucilia cuprina embryos. // Gene, 1996b, v.175, p. 199-201.

48. Contursi C., Minchiotti G., Di Nocera. Identification of sequences which regulate the expression of Drosophila melanogaster Doc elements. // J. Biol. Chem., 1995, v.270, p. 26570-26576.

49. Cormack B.P., Valdivia R.H., Falkow S. FACS-optimized mutants of the green fluorescent protein (GFP).// Gene., 1996, v. 173, p.33-8.

50. Current Protocols in molecular biology, ed. Ausdel F.M., Brent R., et al. // Greene Publishing Associates and Wiley-Interscience, 1987.

51. DeVault J.D., Hughes K.J., Johnson O.A., Narang S.K. Gene transfer into corn carworm (Helicoverpa zea) embrios. // Genomic Res., 1996, v.6(7), p.571-576

52. Emori Y., Shiba T, Kanaya S., Inouye S., Yuki S. The nucleotide sequences of copia and copia-related RNA in Drosophila virus-like particles. //Nature, 1985, v.315, p. 773-776.

53. Engels W.R. P elements in Drosophila melanogaster. II Mobile DNA / Eds. Berg D. E., Howe M. Washington D.C.: American Society for Microbiology, 1989, p. 437-484.

54. Finnegan D.J. Transposable elements. // The Genome of Drosophila melanogaster / Eds. Lindsley D.L., Zimm G.G. San Diego: Academic Press, 1992, p. 1096-1107.

55. Flach J., Bossie M., Vogel J., Corbett A., Jinks T., Willins D.A., Silver P.A. A yeast RNA-binding protein shuttles between the nucleus and the cytoplasm.// Mol. Cell Biol., 1994, v,14(12), p. 8399-407.

56. Franz G., Louceris T.G., Dialektaki G., Thompson C.R.L., Savakis C. Mobile Minos element from Drosophila hydei encode a two-exon transposase with similarity to the paired DNA. // PNAS USA, 1994, v.91, p. 4746-4750.

57. Franz G., Savakis C. Minos, a new transposable element from D. hydei, is a member of Tel-like family of transposons. // Nucleic Acids Res., 1991, v.19, p. 4003-4010.

58. Galbraith D.W, Lambert GM, Grebenok RJ, Sheen J. Flow cytometric analysis of transgene expression in higher plants: green-fluorescent protein.// Methods Cell Biol., 1995, v.50, p.1-12

59. Garfinkel D., Boeke J., Fink G. Ty element transposition: reverse transcriptase and virus-like particles. // Cell, 1985, v.42, p. 507-517.

60. Gehring W.J., White R.A., Perrimon N. Differentiation markers in the Drosophila ovary. // J. Embryol. Exp. Morphol., 1984, v.84, p. 275-86.

61. Georgiev P.G., Kiselev S.L., Simonova O.B., Gerasimova T.I. A novel transposition system in Drosophila melanogaster depending on the Stalker mobile genetic element. // EMBO J, 1990, v.9, p. 2037-2034.

62. Glover D.M. DNA cloning. Volume I and II. A practical approach. 11IRL Press, Oxford, Washington DC., 1984.

63. Goldberg D.A. Isolation and partial characterization of the Drosophila alcohol dehydrogenase gene. // PNAS USA, 1980, v.11, p. 5794.

64. Gorelova T., Resnick N., Schuppe N. G. Retrotransposon transposition intermediates are encapsidated into virus-like particles. // FEBS Lett., 1989, v.244,p. 307-310.

65. Haas J., Parle E.C., Seed B. Codon usage limitation in the expression of HIV-1 envelope glycoprotein.//Curr. Biol., 1996, v.6(3), p. 315-24.

66. Handler A.M., Gomez S.P. The hobo transposable element excises and has related elementes in tephritid species. // Genetics, 1996, v. 143, p. 1339-1347.

67. Handler A.M., Gomez S.P. The hobo transposable element has transposase-dependent and independent excision activity in drosophilid insects. //Mol. Gen. Genet., 1995, 247, 399-408.

68. Handler A.M., McCombs S.D., Fraser M.J., Saul S.H. The lepidopteran transposon vector, piggyBac, mediates germ-line transformation in the Mediterranean fruit fly. // PNAS USA, 1998, v.95, p. 7520-7525.

69. Handler A.M., O'Brochta D.A. Prospects for gene transformation in insects. // Annu Rev. Entomol., 1991, v.36, p. 159-83.

70. Handler A.M., Harrell R.A. 2nd. Germline transformation of Drosophila melanogaster with the piggyBac transposon vector. // Insect Mol. Biol., 1999, v. 8(4), p. 449-57.

71. Handler A.M., McCombs S.D. The piggyBac transposon mediates germline transformation in the Oriental fruit fly and closely related elements exist in its genome. // Insect Mol. Biol., 2000, v.9(6), p. 605-12

72. Hazelrigg T, Levis R, Rubin G.M. Transformation of white locus DNA in drosophila: dosage compensation, zeste interaction, and position effects. // Cell, 1984, v.36(2), p. 469-81.

73. Hazelrigg T, Petersen S. An unusual genomic position effect on Drosophila white gene expression: pairing dependence, interactions with zeste, and molecular analysis of revertants. // Genetics, 1992, v. 130(1), p. 125-38.

74. Heselhoff J., Amos B. GFP in plants. //Trends Genet., 1995, v.ll, p. 328329

75. Jasinskiene N, Coates C.J., James A.A. Structure of hermes integrations in the germline of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti. // Insect Mol. Biol., 2000, v.9(l), p. 11-18.

76. Jasinskiene N., Coates C.J., Benedict M.Q., Cornel A.J., Rafferty C.S., James A.A., Collins F.H. Stable transformation of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti, with the Hermes element from the housefly. 11 PNAS USA, 1998, v.95, p. 3743-3747.

77. Jorgensen R.A., Rothstein S.J., Reznikoff W.S. A restriction enzyme cleavage map of Tn5 and location of a region encoding neomycin resistance. //Mol. Gen. Genet., 1979, v. 177(1), p. 65-72.

78. Kain S.R. Adams M, Kondepudi A, Yang T., Ward W, Kitts P. Green fluorescent protein as a reporter of gene expression and protein localization. // BioTechniques, 1995, v. 19, 650-655.

79. Kaufman P., Rio D. Drosophila P-element transposase is a transcriptional repressor in vitro. //PNAS USA, 1991, v.88, p. 2613-2617.

80. Kim A., Terzian C., Santamaria P., Pelisson A., Purdqhomme N., Bucheton A. Retroviruses in invertebrates: the gypsy retrotransposon is apparently an infectious retrovirus of Drosophila melanogaster. II PNAS USA, 1994, v.91, p. 1285-1289.

81. Klemenz R, Weber U, Gehring W.J. The white gene as a marker in a new P-element vector for gene transfer in Drosophila. // Nucleic Acids Res., 1987, v,15(10), p. 3947-59.

82. Laski F., Rio D., Rubin G. Tissue specificity of Drosophila P element transposition is regulated at the level of mRNA splicing. // Cell, 1986, v.44, p. 7-19.

83. Leopold R.A., Rojas R.R., Atkinson P.W. Post pupariation cold storage of three species of flies: increasing chilling tolerance by acclimation and recurrent recovery periods. // Cryobiology, 1998, v.36(3), p. 213-24.

84. Lo DC. Neurotrophic factors and synaptic plasticity.//Neuron, 1995, v,15(5), p.979-81.

85. Louis C., Savakis C., Kafatos F.C. in Frutflies: Proceedings of the Second International Symposium, A.P. Economopoulos, Ed. Elsevier, Amsterdam, 1987, p. 47-57.

86. Loukeris T.G., Livadaras I., Area B., Zabalou S., Savakis C. Gene transfer into the Medfly, Ceratitis capitata, with a Drosopphila hydei transposable element. // Science, 1995, v.270, p. 2002-2005.

87. Lozovskaya E.R. et al. Germline transformation of Drosophila virilis mediated by the transposable element hobo. // Genetics, 1996, v. 142( 1), p. 173-177.

88. Luan D., Korman M., Jakubczak J., Eickbush T. Reverse transcription of R2Bm RNA is primed by a nick at the chromosomal target site: a mechanism for non-LTR retrotransposition. // Cell, 1993, v.72, p. 595-605.

89. Lubomirskaya N.V., Arkhipova I.R., Il'in Y. V., Kim A.I. Molecular analysis of the gypsy (mdg4) retrotransposon in two Drosophila melanogaster strains differing by genetic instability. // Mol. Gen. Genet., 1990, v.223, p. 305-309.

90. Marshall J. Molloy R, Moss G.W., Howe J.R., Hughes T.E. The jellyfish green fluorescent protein: a new tool for studying ion channel expression and function. //Neuron, 1995, v.14, p. 211-215

91. Maruyama K., Hartl D.L. Evolution of the transposable element mariner in Drosophila species. // Genetics, 1991, v. 128(2), p. 319-29.

92. Maruyama K., Hartl D.L. Interspecific transfer of the transposable element mariner between Drosophila and Zaprionus. // J. Mol. Evol., 1989, v.8, p. 997-1004.

93. Mialhe E., Laughinghouse A., Miller L. Biolistic for gene transferto mosquito embryos. // Proceedings of the International Symposium on

94. Management of Insect Pests: Nuclear and related molecular and genetic techniques, 1992, p. 18-19.

95. Miller K., Tedesco T.A., Bonow R. Mellman W.J. Galactokinase: evidence for a new racial polymorphism. // Science, 1972, v. 178(57), p. 176-8.

96. Miller L.H., Sakai R.K., Romans P., Gwadz R.W., Kantoff P., Coon H.G. Stable integration of bacterial gene in mocquito Anopheles gambiae. // Science, 1987, v.237, p. 779-781.

97. Miller W.J., McDonald J.F., Pinslcer W. Molecular domestication of mobile elements. // Genetica, 1997, v. 100, p. 261-270.

98. Milne C. Sperm-mediated hohey bee transformation. // Insect Molecular Science, ed. J.m. Crampton & P. Eggleston, 1992, p. 251. London: Academic press.

99. Moreira L.A., Edwards M.J., Adhami F., Jasinskiene N., James A.A., Jacobs-Lorena M. Robust gut-specific gene expression in transgenic Aedes aegypti mosquitoes. // PNAS U.S.A., 2000, v.97(20), p. 10895-8.

100. Mullins M.C., Rio D.C., Rubin G.M. cis-acting DNA sequence requirements for P-element transposition. // Genes Dev., 1989, v. 3(5), p. 729-38.

101. O'Brochta D.A., Atkinson P.W. Transposable elements and gene transformation in non-drosophilid insects. // Insect Biochem. Mol. Biol. 1996a, v. 26, p.739-753.

102. O'Brochta D.A., Warren W.D., Saville K.J., Atkinson P.W. Hermes, a functional non-drosophilid insect Gene vector from Musca domestica. // Genetics, 1996c, v.142, p. 907-914.

103. O'Brochta D.A., Warren W.D., Saville K.J., Atkinson P.W. Interplasmid transposition of Drosophila hobo elementes in non-drosophilid insects. // Mol. Gen. Genet., 1994, v.244, p. 9-14.

104. O'Brochta D.A., Atkinson P.W., Lehane M.J. Transformation of Stomoxys calcitrans with a Hermes gene vector. // Insect Mol. Biol., 2000, v.9(5), p. 531-8.

105. O'Brochta D.A., Atkinson P.W. Building the better bug. // Sci. Am., 1998, v.279(6), p. 90-95.

106. O'Hare K., Rubin G.M. Structures of P transposable elements and their sites of insertion and excision in the Drosophila melanogaster genome. // Cell, 1983, v.34,p. 25-35.

107. Olson K.R. et al. Analysis of MAP 4 function in living cells using green fluorescent protein (GFP) chimeras.// J. Cell. Biochem., 1995, v. 130, p. 639-650.

108. Peterson P.W., Yoder J.I.Ac-induced instability at the Xanthophylic locus of tomato. // Genetics, 1993, v. 134, p. 931-942.

109. Pines J. GFP in mammalian cells. // Trends Genet., 1995, v.l 1, p.326-327

110. Pinkerton A.C., Michel K., O'Brochta D.A., Atkinson P.W. Green fluorescent protein as a genetic marker in transgenic Aedes aegypti. .// Insect Mol. Biol., 2000, v.9(l), p. 1-10.

111. Pinkerton A.C., O'Brochta D.A., Atkinson P.W. Mobility of hATtransposable elements in the Old World bollworm, Helicoverpa armigera. // Insect Mol. Biol., 1996, v.5(4), p. 223-227.

112. Pinkerton A.C., Whyard S, Mende H.A., Coates C.J., O'Brochta D.A., Atkinson P.W. The Queensland fruit fly, Bactrocera tryoni, contains multiple members of the hAT family of transposable elements. // Insect Mol. Biol., 1999, v.8(4), p. 423-34.

113. Pirrotta V., Steller H., Bozzetti M.P. Multiple upstream regulatory elements control the expression of the Drosophila white gene // EMBO J., 1985, v.4(13A), p. 3501-8.

114. Pirrotta V.Transfection and chromosomal trans-interaction effects. // Biochim. Biophys. Acta., 1999, v. 1424(1), p. Ml-8.

115. Pirrotta V.Vectors for P-mediated transformation in Drosophila. // Vectors: A survery of molecular cloning vectors , ed. R.L. Rodriguez and D.T. Denhart, p. 437-56. Stoneham, MA: Butterworths, 1988.

116. Pirrotta V., Steller H. P transposons controlled by the heat shock promoter. //Mol. Cell. Biol., 1986, v.6(5), p. 1640-9.

117. Prasher D.C., Eckenrode V.K., Ward W.W., Prendergast F.G., Cormier M.J. Primary structure of the Aequorea victoria green-fluorescent protein.// Gene, 1992, v.l 11(2), p.229-33.

118. Rio D.C. Regulation of Drosophila P element transposition. // Trends Genet., 1991, v.7, p. 282-287.

119. Rio D.C., Rubin G.M. Identification and purification of a Drosophila protein that binds to the terminal 31-base-pair inverted repeats of the P transposable element. // PNAS USA, 1988, v.85(23), p. 8929-33.

120. Rio D.C., Rubin G.M. Transformation of cultured Drosophila melanogaster cells with a dominant selectable marker. // Mol. Cell Biol., 1985, v.5(8), p.1833-8.

121. Robertson H.M. The mariner element is widespread in insects. // Nature, 1993, v.362, p. 241-245.

122. Robertson H.M., MacLeod E.G. Five major subfamilies of mariner transposable elementes in insects. // Insect Mol. Biol., 1993, v.2, p. 125139.

123. Rubin G.M., Spradling A.C. Genetic transformation of Drosophila with trasposable element vectors. // Science, 1982, v.218, pp. 348-353.

124. Rubin G.M., Spradling A.C. Vectors for P element-mediated gene transfer in Drosophila. // Nucl. Acids Res., 1983, v.l 1, p. 6341-50.

125. Sarkar A, Coates C.J., Whyard S, Willhoeft U, Atkinson P.W., O'Brochta D.A. The Hermes element from Musca domestica can transpose in four families of cyclorrhaphan flies. // Genetica, 1997a, v.99(l), p. 1529.

126. Sarkar A, Yardley K, Atkinson P.W., James A.A., O'Brochta D.A. Transposition of the Hermes element in embryos of the vector mosquito, Aedes aegypti. // Insect Biochem. Mol. Biol., 1997b, v.27(5), p. 359-63.

127. Saville K.J., Warren W.D., Atkinson P.W., O'Brochta D.A. TIntegration specificity of the hobo element of Drosofila melanogaster is dependent on sequences flanking the integration site.// Genetica, 1999, v.105(2), p. 133-147.

128. Scholnick S.B., Morgan B.A., Hirsh J. The cloned dopa decarboxylase gene is developmentally regulated when reintegrated into the Drosophila genome. // Cell, 1983, v.34(l), p. 37-45.

129. Sherman A., Dawson A., Mather C., Gilhooley H,. Ying Li, Mithel R., Finnegan D., Sang H. Transposition of the Drosofila element mariner into the chicen germ line.//Nature Biotech., 1998, v. 16, p. 1050-1053.

130. Shiba T., Saigo K. Retrovirus-like particles containing RNA homologous to the transposable element copia in Drosophila melanogaster. II Nature, 1983, v.302, p. 119-124.

131. Siebel C., Admont A., Rio D. Soma-specific expression and cloning of PSI, a negative regulator of P-element pre-mRNA splicing.// Genes Dev., 1995, v.9, p. 269-283

132. Spradling A.C. P-element-mediated transformation, A practical approach. // 1986, Oxford.

133. Spradling A.C., Rubin G.M. The effect of chromosomal position on the expression of the Drosophila xanthine dehydrogenase gene. // Cell. 1983, v.34, p. 47-57.

134. Spradling A.C., Rubin G.M. Transposition of cloned P elements into Drosophila germ line chromosomes. // Science, 1982, v.218, p. 341.

135. Steller H., Pirrotta V. Transposable P vector that confers selectable G418 resistance to Drosorphila larvae. // EMBO, 1985a, V.4, p. 167-71.

136. Steller H., Pirrotta V. Fate of DNA injected into early Drosophila embryos.//Dev. Biol., 1985b, v.109(1), p. 54-62.

137. Tamura T., Thibert C., Rover C., Kanda T., Abraham E., Kamba M., Komoto N., Thomas J.L., Mauchamp B., Chavancy G., Shirk P., Fraser M., Prudhomme J.C., Couble P., Toshiki T., Chantal T., Corinne R.,

138. Tanda S., Mullor J., Corces V.The Drosophila torn retrotransposon encodes an envelope protein. //Mol. Cell. Biol., 1994, v. 14, p. 5392-5401.

139. Thibault S.T., Liu H.T., Vann N., Miller T.A. Precise excision and transposition of piggyBac in pink bollworm embrios.// Insect Mol. Biol., 1999, v.8(l), p.l 19-123.

140. Walker V.K. Gene transfer in insects.// Adv. Cell Cult., 1989, v.7, p.87-124.

141. Wang S., Hazelrigg T. Implications for bed mRNA localization from spatial distribution of exu protein in Drosophila oogenesis. // Nature, 1994, v. 369,p.400-403.

142. Warren W.D., Atkinson P.W., O'Brochta D.A. The Hermes transposable element from the house fly, Musca domestica, is a short inverted repeat-type element of the hobo, Ac, and Tam3 (hAT) element family. // Genet. Res., 1994, v.64, p.87-97.

143. White L.D., Coates C.J., Atkinson P.W., O'Brochta D.A. An eye color gene for the detection of transgenic non-drosophilid insects. // Insect Biochem. Mol. Biol., 1996, v.26(7), p.641-644.

144. Yoshioka K., Honma H., Zushi M., Kondo S., Togashi S. Virus-like particle formation of Drosophila copia through autocatalytic processing. // EMBO J., 1990, v.9, p. 535-541.

145. Yoshioka K., Kanda H., Akiba H., Enoki M., Shiba T. Identification of an unusual structure in the Drosophila melanogaster transposable element copia:114evidence for copia transposition through an RNA intermediate. // Gene, 1991 v.103, p. 179-184.

146. Zachar Z., Bingham P.M. Suppressible insertion-induced mutations in Drosophila. //Prog. Nucleic Acid Res. Mof. Biol., 1989; v.36, p. 87-98.