Роль посттрансляционных модификаций в регуляции активностей протеасом при генотоксическом стрессе в клетках К562 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Моисеева, Татьяна Николаевна

• Моисеева, Татьяна Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Моисеева, Татьяна Николаевна

1. Введение.

1.1. Актуальность проблемы.

1.2. Цели и задачи исследования.

1.3. Основные положения, выносимые на защиту.

1.4. Научная новизна полученных результатов.

1.5. Теоретическое и практическое значение работы.

1.6. Публикации.

1.7. Апробация работы.

1.8. Финансовая поддержка работы.

1.9. Структура и объем работы.

2. Обзор литературы.

2.1. Протеасома.

2.2. 26Б протеасома.

2.3. 20Б протеасома.

2.3.1. Гетерогенность популяции 20Э протеасом.

2.4. Регуляторные комплексы.

2.4.1. 19Б регуляторная частица (РА700).

2.4.2. 118 регулятор протеасом (РА28).

2.4.3. Регулятор протеасом РА200 (В1ш10).

2.4.4. Регулятор протеасом Р131.

2.5. Локализация протеасом в клетке.

2.5.1. Протеасомы в ядре.

2.6. Протеолитические активности протеасом.

2.7. Убиквитин-зависимый протеолиз.

2.8. Убиквитин-независимый протеолиз.

2.9. Ингибиторы протеолитических активностей протеасом.

2.10. Эндорибонуклеазная активность протеасом.

2.11. Посттрансляционные модификации протеасом.

2.11.1. Фосфорилирование.

2.11.2. Ацетилирование.

2.11.3. О-гликозилирование.

2.11.4. Окисление серосодержащих аминокислот.

2.11.5. Моноубиквитинилирование.

2.11.6. Другие модификации субъединиц протеасом.

2.12. Влияние физиологического состояния клетки на субъединичный состав протеасом.

3. Материалы и методы.

3.1. Культивирование клеток К562.

3.2. Выделение цитоплазматических протеасом.

3.3. Выделение ядерных протеасом.

3.4. Двумерный электрофорез белков.

3.4.1. Изоэлектрическое фокусирование (ИЭФ).

3.4.2. Электрофоретическое разделение белков по молекулярным массам в денатурирующих условиях.

3.5. Вестерн-блоттинг.

3.5.1. Перенос белков из геля на мембрану PVDF.

3.5.2. Иммуноблоттинг с антителами к субъединицам протеасом.

3.5.3. Отмывка мембран от антител для повторного окрашивания.

3.6. Масс-спектрометрический анализ белков.

3.7. Убиквитинилирование белков in vitro.

3.8. Измерение пептидазных активностей протеасом.

3.9. Приготовление клеточного экстракта.

4. Результаты.

4.1. Индукция повреждения ДНК в клетках К562 доксорубицином приводит к повышению химотрипсиноподобной и каспазоподобной активностей протеасом.

4.2. Индукция повреждения ДНК в клетках К562 доксорубицином приводит к изменению спектра посттрансляционных модификаций субъединиц протеасом.

4.3. В клетках К562 присутствуют утяжелённые изоформы субъединиц а5, аб и а7.

4.4. Убиквитинилирование протеасом in vitro приводит к подавлению их пептидазных активностей.

5. Обсузвдение.

5.1. Активация пептидазных активностей протеасом при индукции повреждений ДНК доксорубицином.

5.2. Посттрансляционные модификации субъединиц протеасом при индукции повреждений ДНК в клетках К562 доксорубицином.

5.2.1. Фосфорилирование.

5.2.2. Убиквитинилирование.

5.3. Субпопуляции ядерных и цитоплазматических протеасом отличаются набором посттрансляционных модификаций.

5.4. Регуляция способности протеасом к расщеплению белков убиквитинилированием.

6. Выводы.

Список сокращений.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль посттрансляционных модификаций в регуляции активностей протеасом при генотоксическом стрессе в клетках К562»

1.1. Актуальность проблемы.

Регуляторы протеолитических активностей протеасом получили широкое применение в медицине в качестве противоопухолевых препаратов. Для лечения онкологических заболеваний используются различные ингибиторы протеасом: бортезомиб, эпоксимицин, лактацистин, салиноспорамиды, сиринголин и другие (Moore et al., 2008). Данные препараты способны специфически подавлять одну или несколько пептидазных активностей протеасом, изменяя спектр расщепляемых ими белковых субстратов. Однако в природе протеолитические активности протеасом также подвергаются тонкому регулированию при различных изменениях физиологического состояния клетки или стрессовых воздействиях. В этих случаях изменяется как субъединичный состав протеасом, так и спектр их посттрансляционных модификаций.

Наиболее известным примером протеасомы с изменённым субъединичным составом является иммунопротеасома, в которой каталитические субъединицы ßl, ß2 и ß5 заменены их индуцибельными аналогами ßli, ß2i и ß5i, соответственно. Содержание в клетке таких протеасом увеличивается под воздействием гамма-интерферона. Пептидазные активности иммунопротеасомы существенно отличаются от таковых для обычной протеасомы, что приводит к более эффективному образованию пептидов для представления на молекулах главного комплекса гистосовместимости класса 1 (Tanaka and Kasahara, 1998). Кроме того, недавно появились данные о существовании тканеспецифичной субъединицы ß5t, экспрессирующейся исключительно в тимоцитах. При включении такого белка вместо субъединицы ß5 трипсиноподобная активность протеасом существенно снижается, что позволяет говорить о специфической регуляции пептидазных активностей через изменение субъединичного состава протеасом (Murata et al., 2008).

Другим важнейшим способом регуляции активностей белков являются различные посттрансляционные модификации. Большое количество протеомных исследований протеасом привело к выявлению множества сайтов фосфорилирования субъединиц 20S протеасом и 19S регуляторных комплексов (Claverol et al., 2002; Beausoleil et al., 2004; Rush et al., 2005; Wang et al., 2007). Кроме того, были обнаружены такие модификации компонентов протеасом как ацетилирование субъединиц по лизинам (Choudhary et al., 2009) и N-концам (Claverol et al., 2002), гликозилирование (Zachara and Hart, 2004), 4-гидрокси-2-ноненил-алкилирование (Bulteau et al., 2001), миристилирование (Kimura et al., 2003) и окисление серосодержащих аминокислот (Schmidt et al., 2006). Спектр модификаций изменялся при нейродегенеративных заболеваниях (Diaz-Hernandez et al., 2003; Gillardon et al., 2007), закупорке/реперфузии коронарных сосудов y крыс (Bulteau et al., 2001), возрастной атрофии мышц (Husom et al., 2004) и старении сетчатки у человека (Ethen et al., 2007), что может говорить о специфической регуляции функций протеасом с помощью посттрансляционных модификаций. Кроме того, дефосфорилирование субъединиц протеасом аЗ и а7 приводило к снижению двух пептидазных активностей протеасом (Mason et al., 1996), а фосфорилирование 20S протеасом из кардиомиоцитов грызунов киназой РКА или ингибирование фосфатазы РР2А усиливало их протеолитическую активность, причём мишенями данных ферментов оказывались как а-, так и Р-субъединицы протеасом (Zong et al., 2006; Lu et al., 2008), что тоже свидетельствует в пользу гипотезы об участии фосфорилирования в регуляции каталитических активностей протеасом. Влияние ацетилирования субъединиц протеасом на их способность к расщеплению белков было косвенно показано при изучении протеасом из штамма дрожжей, делеционного по гену одной из N-ацетилтрансфераз. Такие протеолитические комплексы обладали пониженной химотрипсиноподобной активностью, что может говорить о необходимости ацетилирования субъединиц для правильного функционирования протеасом (Kimura et al.,

2000). Однако N-ацетилирование не влияло на протеолитическую активность 26 S протеасом дрожжей в присутствии АТФ (Kimura et al., 2003), что позволило предположить влияние данной модификации на присоединение регуляторных комплексов к 20S протеасоме.

Кроме перечисленных выше модификаций, субъединицы протеасом также могут подвергаться убиквитинилированию. Существует только две публикации о наличии на протеасомных субъединицах сайтов убиквитинилирования (Denis et al., 2007; Meierhofer et al., 2008). Данные модификации были обнаружены в результате скрининга широкого спектра убиквитинилированных белков, и их функции совершенно не исследованы. Между тем, убиквитинилирование способно не только направлять белки на расщепление по убиквитин-зависимому механизму (Glickman and Ciechanover, 2002), но и регулировать каталитические активности некоторых белков (Bienko et al., 2010), а также их внутриклеточную локализацию (Chen and Mallampalli, 2009) и белок-белковые взаимодействия (Mosesson and Yarden, 2006). Моноубиквитинилирование играет ключевую роль в регуляции таких процессов как эндоцитоз, репарация, передача сигнала и другие. Не исключено, что подобные модификации субъединиц протеасом могут иметь важное физиологическое значение для регуляции внутриклеточного протеолиза, поэтому представляется необходимым тщательное изучение роли убиквитинилирования субъединиц протеасом в регуляции их способности к расщеплению белковых субстратов и других функций в клетке.

ДНК-повреждающий агент доксорубицин является противораковым препаратом антрациклиновой группы, широко применяемым при лечении различных онкологических заболеваний. Главным недостатком доксорубицина является кардиотоксичность, механизм которой до конца не исследован (Minotti et al., 2004). Исследования показали, что ингибирование протеасом специфически подавляет сигнал о повреждениях ДНК в кардиомиоцитах (Lyu et al., 2007), что говорит о возможном участии протеасом в проявлении кардиотоксичности доксорубицина. В связи с этим изучение воздействия доксорубицина на активности и посттрансляционные модификации протеасом представляет практическую ценность для возможного предотвращения данного побочного действия препарата.

Известно, что под действием доксорубицина происходит активация убиквитин-протеасомной системы расщепления белков на нескольких уровнях (Liu et al., 2008). В частности, повышаются пептидазные активности протеасом. Однако механизм регуляции данных активностей при действии на клетки доксорубицина остаётся неизученным. Исходя из этого, представляет интерес исследование изменения спектра посттрансляционных модификаций субъединиц протеасом при повреждении ДНК доксорубицином и возможной связи этого изменения с регуляцией каталитических активностей протеасом.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Моисеева, Татьяна Николаевна

6. Выводы:

1. Субъединицы а5, аб и а7 подвергаются фосфорилированию и убиквитинилированию в клетках К562, а субъединица pi убиквитинилируется. Спектр фосфорилирования и убиквитинилирования субъединиц протеасом различается в ядре и цитоплазме.

2. При индукции генотоксического стресса в клетках К562 за счёт обработки доксорубицином спектр фосфорилирования и убиквитинилирования субъединиц 20S протеасом существенно изменяется.

3. Индукция генотоксического стресса в клетках К562 приводит к активации химотрипсиноподобной и каспазоподобной активностей протеасом.

4. Убиквитинилирование протеасом in vitro приводит к подавлению химотрипсиноподобной и каспазоподобной активностей протеасом.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Моисеева, Татьяна Николаевна, 2010 год

1. Абрамова Е.Б., Шарова Н.П., Карпов B.JL Протеасома: разрушать чтобы жить // Молек. Биол. - 2002. - т. 36. - N 5. - с. 761-776.

2. Ahn K., Erlander M., Leturcq D., Peterson P.A., Fruh K., Yang Y. In vivo characterization of the proteasome regulator PA28 // J Biol Chem. 1996. - Vol. 271.-N30.-p. 18237-18242.

3. Akopian T.N., Kisselev A.F., Goldberg A.L. Processive degradation of proteins and other catalytic properties of the proteasome from Thermoplasma acidophilum // J Biol Chem. 1997. - Vol. 272. - N 3. - p. 1791-1798.

4. Alvarez-Castelao B., Castaño J.G. Mechanism of direct degradation of IkappaBalpha by 20S proteasome // FEBS Lett. 2005. - Vol. 579. - N 21. - p. 4797-4802.

5. Andersen K.M., Hofmann K., Hartmann-Petersen R. Ubiquitin-binding proteins: similar, but different // Essays Biochem. 2005. - Vol. 41. - p. 49-67.

6. Arabi A., Rustum C., Hallberg E., Wright A.P. Accumulation of c-Myc and proteasomes at the nucleoli of cells containing elevated c-Myc protein levels // J Cell Sci. 2003. -Vol. 116.-p. 1707-1717.

7. Bach I., Ostendorf H.P. Orchestrating nuclear functions: ubiquitin sets the rhythm // TiBS. 2003. - Vol. 28. - N 4. - p. 189-195.

8. Baugh J.M., Viktorova E.G., Pilipenko E.V. Proteasomes can degrade a significant proportion of cellular proteins independent of ubiquitination // J Mol Biol. 2009. - Vol. 386. - N 3. - p. 814-827.

9. Baumeister W., Lupas A. The proteasome // Curr Opin Struct Biol. 1997. -Vol.7. - N 3. - p. 273-278.

10. Beausoleil S.A., Jedrychowski M., Schwartz D., Elias J.E., Villen J., Li J., Cohn M.A., Cantley L.C., Gygi S.P. Large-scale characterization of HeLa cell nuclear phosphoproteins // Proc Natl Acad Sci USA.- 2004. Vol. 101. - N 33. -p. 12130-12135.

11. Benaroudj N., Goldberg A.L. PAN, the proteasome-activating nucleotidase from archaebacteria, is a protein-unfolding molecular chaperone // Nat Cell Biol. -2000. Vol. 2. - N 11. - p. 833-839.

12. Benedict C.M., Clawson G.A. Nuclear multicatalytic proteinase subunit RRC3 is important for growth regulation in hepatocytes // Biochemistry. 1996. -Vol. 35.-N36.-p. 11612-11621.

13. Bienko M., Green C.M., Sabbioneda S., Crosetto N., Matic I., Hibbert R.G., Begovic T., Niimi A., Mann M., Lehmann A.R., Dikic I. Regulation of translesion synthesis DNA polymerase eta by monoubiquitination // Mol Cell. 2010. - Vol. 37.-N3.-p. 396-407.

14. Boelens W.C., Croes Y., de Jong W.W. Interaction between alphaB-crystallin and the human 20S proteasomal subunit C8/alpha7 // Biochim Biophys Acta. 2001. - Vol. 1544. - N 1-2. - p. 311-319.

15. Brannigan J.A., Dodson G., Duggleby H.J., Moody P.C., Smith J.L., Tomchick D.R., Murzin A.G. A protein catalytic framework with an N-terminal nucleophile is capable of self-activation // Nature. 1995. - Vol. 378. - N 6555. - p. 4164-4119.

16. Braun B., Glickman M., Kraft R., Dahlmann B., Kloetzel P.-M., Finley D., Schmidt M. The base of the proteasome regulatory particle exhibits chaperone-like activity // Nature Cell Biol. 1999. - N 1. - p. 221-226.

17. Bulteau A.L., Lundberg K.C., Humphries K.M., Sadek H.A., Szweda P.A., Friguet B., Szweda L.I. Oxidative modification and inactivation of the proteasome during coronary occlusion/reperfusion // J Biol Chem. 2001. - Vol. 276. - N 32. -p. 30057-30063.

18. Cerutti P., Ghosh R., Oya Y., Amstad P. The role of the cellular antioxidant defense in oxidant carcinogenesis // Environ Health Perspect. 1994. - Vol. 102 Suppl 10.-p. 123-129.

19. Chen B.B., Mallampalli R.K. Masking of a nuclear signal motif by monoubiquitination leads to mislocalization and degradation of the regulatory enzyme cytidylyltransferase // Mol Cell Biol. 2009. - Vol. 29. - N 11. - p. 30623075.

20. Choudhary C., Kumar C., Gnad F., Nielsen M.L., Rehman M., Walther T.C., Olsen J.V., Mann M. Lysine acetylation targets protein complexes and co-regulates major cellular functions // Science. 2009. - Vol. 325. - N 5942. - p. 834-840.

21. Ciechanover A. The ubiquitin-proteasome pathway: on protein death and cell life // EMBO J. 1998. - Vol. 17. -N24. - p. 7151-7160.

22. Ciechanover A., Brundin P. The ubiquitin proteasome system in neurodegenerative diseases: sometimes the chicken, sometimes the egg // Neuron. -2003. Vol. 40. - p. 427-446.

23. Claverol S., Burlet-Schiltz O., Girbal-Neuhauser E., Gairin J.E., Monsarrat B. Mapping and structural dissection of human- 20 S proteasome using proteomic approaches // Mol Cell Proteomics. 2002. - Vol. 1. - N 8. - p. 567-578.

24. Dahlmann B., Ruppert T., Kuehn L., Merforth S., Kloetzel P.-M. Different proteasome subtypes in a single tissue exhibit different enzymatic properties // J Mol Biol. 2000. - Vol. 303. - N 5. - p. 643-653.

25. Davies K.J. Protein damage and degradation by oxygen radicals. I. General aspects // J Biol Chem. 1987. - Vol. 262. - N 20. - p. 9895-9901.

26. De M., Jayarapu K., Elenich L. Monaco J.J., Colbert R.A., Griffin T.A. Beta 2 subunit propeptides influence cooperative proteasome assembly // J Biol Chem. -2003. Vol. 278. - N 8. - p. 6153-6159.

27. Denis N.J., Vasilescu J., Lambert J.P., Smith J.C., Figeys D. Tryptic digestion of ubiquitin standards reveals an improved strategy for identifyingubiquitinated proteins by mass spectrometry // Proteomics. 2007. - Vol. 7.-N6. -p. 868-874.

28. Dephoure N., Zhou C., Villen J., Beausoleil S.A., Bakalarski C.E., Elledge S J., Gygi S.P. A quantitative atlas of mitotic phosphorylation // Proc Natl Acad SciU S A. 2008. - Vol. 105.-N31.-p. 10762-10767.

29. Deveraux Q., Jensen C., Rechsteiner M. Molecular cloning and expression of a 26 S protease subunit enriched in dileucine repeats // J Biol Chem. 1995. -Vol. 270. - N 40. - p. 23726-23729.

30. Diaz-Hernandez M., Hernandez F., Martin-Aparicio E., Gomez-Ramos P., Moran M.A., Castano J.G., Ferrer I., Avila J., Lucas J.J. Neuronal induction of the immunoproteasome in Huntington's disease // J Neurosci. 2003. - Vol. 23. - N 37. -p. 11653-11661.

31. Drews O., Zong C., Ping P. Exploring proteasome complexes by proteomic approaches // Proteomics. 2007. - Vol. 7. - N 7. - p. 1047-1058.

32. Enenkel C., Lehmann A., Kloetzel P.-M. Subcellular distribution of proteasomes implicates a major location of protein degradation in the nuclear envelope-ER network in yeast // EMBO J. 1998. - Vol. 17. - N 21. - p. 61446154.

33. Ethen C.M., Hussong S.A., Reilly C., Feng X., Olsen T.W., Ferrington D.A. Transformation of the proteasome with age-related macular degeneration // FEBS Lett. 2007. - Vol. 581. - N 5. - p. 885-890.

34. Evdonin A.L., Kulichkova V.A., Volkova I.P., Ermolaeva Yu.D., Nikol'skii N.N., Konstantinova I.M., Medvedeva N.D. Transcription factor STAT1 is bound to proteasomes in A-431 cells // Dokl Biochem. 2000. - Vol. 374. - N 1-6. - p. 208-209.

35. Fabunmi R.P., Wigley W.C., Thomas P.J., DeMartino G.N. Interferon gamma regulates accumulation of the proteasome activator PA28 and immunoproteasomes at nuclear PML bodies // J Cell Sci. 2001. - Vol. 114. - p. 29-36.

36. Fehlker M., Wendler P., Lehmann A., Enenkel C. Blm3 is part of nascent proteasomes and is involved in a late stage of nuclear proteasome assembly // EMBO Rep. 2003. Vol. 4. - N 10. - p. 959-63.

37. Fernandez-Murray P., Pardo P.S., Zelada A.M., Passeron S. In vivo and in vitro phosphorylation of Candida albicans 20S proteasome // Arch Biochem Biophys. 2002. - Vol. 404. - N 1. - p. 116-125.

38. Gauci S., Helbig A.O., Slijper M., Krijgsveld J., Heck A.J., Mohammed S. Lys-N and trypsin cover complementary parts of the phosphoproteome in a refined SCX-based approach // Anal Chem. 2009. - Vol. 81. - N 11. - p. 4493-4501.

39. Gerards W.L., de Jong W.W., Boelens W., Bloemendal H. Structure and assembly of the 20S proteasome // Cell Mol Life Sci. 1998. - Vol. 54. - N 3. - p. 253-262.

40. Gewirtz D.A. A critical evaluation of the mechanisms of action proposed for the antitumor effects of the anthracycline antibiotics adriamycin and daunorubicin // Biochem Pharmacol. 1999. - Vol. 57. - N 7. - p. 727-741.

41. Glickman M.H., Ciechanover A. The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway: destruction for the sake of construction // Physiol Rev. 2002. - Vol. 82. -N2.-p. 373-428.

42. Glickman M.H., Rubin D.M., Fried,V.A., Finley D. The regulatory particle of the Saccharomyces cerevisiae proteasome // Mol Cell Biol. 1998. - Vol. 18. -N6.-p. 3149-3162.

43. Gomes A.V., Zong C., Edmondson R.D., Li X., Stefani E., Zhang J., Jones R.C., Thyparambil S., Wang G.W., Qiao X., Bardag-Gorce F., Ping P. Mapping the murine cardiac 26S proteasome complexes // Circ Res. 2006. - Vol. 99. - N 4. -p. 362-371.

44. Griffin T.A., Nandi D., Cruz M., Fehling H.J., Kaer L.V., Monaco J.J., Colbert R.A. Immunoproteasome assembly: cooperative incorporation of interferon gamma (IFN-gamma)-inducible subunits // J Exp Med. 1998. - Vol. 187. -N 1. - p. 97-104.

45. Groettrup M., Standera S., Stohwasser R., Kloetzel P.M. The subunits MECL-1 and LMP2 are mutually required for incorporation into the 20S proteasome // Proc Natl Acad Sci USA.- 1997. Vol. 94 - N 17. - p. 8970-8975.

46. Groll M., Bajorek M., Kohler A., Moroder L., Rubin D., Huber R., Glickman M., Finley D. A gated channel into the proteasome core particle // Nat Struct Biol. 2000. - Vol. 7. - p. 1062-1067.

47. Groll M., Ditzel L., Lowe J., Stock D., Bochtler M., Bartunik H.D., Huber R. Structure of 20S proteasome from yeast at 2.4A resolution // Nature. 1997. - N 386.-p. 463-471.

48. Grune T., Reinheckel T., Davies K.J. Degradation of oxidized proteins in mammalian cells // FASEB J. 1997. - Vol. 11. - N 7. - p. 526-534.

49. Hamazaki J., Iemura S., Natsume T., Yashiroda H., Tanaka K., Murata S. A novel proteasome interacting protein recruits the deubiquitinating enzyme UCH37 to 26S proteasomes // EMBO J. 2006. - Vol. 25. - N 19. - p. 4524-4536.

50. Harries J.R. Release of a macromolecular protein component from human erythrocyte ghosts // Biochem. Biophys. Acta. 1968. - N 150. - p. 534-537.

51. Haupt Y., Maya R., Kazaz A., Oren M. Mdm2 promotes the rapid degradation of p53 // Nature. 1997. - Vol. 387. - N 6630. - p. 296-299.

52. Hendil K., Khan S., Tanaka K. Simultaneous binding of PA28 and PA700 activators to- 20 S proteasomes // Biochem J. 1998, Vol. 332. - p. 749-754.

53. Herrmann J., Ciechanover A., Lerman O., Lerman A. The ubiquitin-proteasome system in cardiovascular diseases a hypothesis extended // Cardiovascular Res. - 2004. - Vol. 61.-p. 11-12.

54. Hicke L. Protein regulation by monoubiquitin // Nat Rev Mol Cell Biol. -2001. Vol. 2. - N 3. - p. 195-201.

55. Higashitsuji H., Liu Y., Mayer R.J., Fujita J. The oncoprotein gankyrin negatively regulates both p53 and RB by enhancing proteasomal degradation // Cell Cycle. 2005. - Vol. 4. - N 10. - p. 1335-1337.

56. Hirano Y., Hendil K.B., Yashiroda H., Iemura S., Nagane R., Hioki Y., Natsume T., Tanaka K., Murata S. A heterodimeric complex that promotes the assembly of mammalian 20S proteasomes // Nature. 2005. - Vol. 437. - N 7063. -p. 1381-1385.

57. Hirsch C., Ploegh H.L. Intracellular targeting of the proteasome // Trends Cell Biol. 2000. - Vol. 10. - N 7. - p. 268-272.

58. Hobler S.C., Williams A., Fischer D., Wang J.J., Sun X., Fischer J.E., Monaco J.J., Hasselgren P.O. Activity and expression of the 20S proteasome are increased in skeletal muscle during sepsis // Am J Physiol. 1999. - Vol. 277. - N 2. - p. R434-440.

59. Horiguchi R., Dohra H., Tokumoto T. Comparative proteome analysis of changes in the 26S proteasome during oocyte maturation in goldfish // Proteomics. 2006. - Vol. 6. - N 14. - p. 4- 195-202.

60. Hu M., Li P., Song L., Jeffrey P.D., Chenova T.A., Wilkinson K.D., Cohen R.E., Shi Y. Structure and mechanisms of the proteasome-associateddeubiquitinating enzyme USP14 // EMBO J. 2005. - Vol. 24. - N 21. - p. 37473756.

61. Huang T.T., D'Andrea A.D. Regulation of DNA repair by ubiquitylation // Nat Rev Mol Cell Biol. 2006. - Vol. 7. - N 5. - p. 323-334.

62. Humbard M.A., Stevens S.M. Jr, Maupin-Furlow J.A. Posttranslational modification of the 20S proteasomal proteins of the archaeon Haloferax volcanii // J Bacteriol. 2006. - Vol. 188. - N 21. - p. 7521-7530.

63. Husnjak K., Elsasser S., Zhang N., Chen X., Randies L., Shi Y., Hofmann K., Walters K.J., Finley D., Dikic I. Proteasome subunit Rpnl3 is a novel ubiquitin receptor // Nature. 2008. - Vol. 453. - N 7- 194. - p. 481-488.

64. Husom A.D., Peters E.A., Kolling E.A., Fugere N.A., Thompson L.V., Ferrington D.A. Altered proteasome function and subunit composition in aged muscle // Arch Biochem Biophys. 2004. - Vol. 421. - N 1. - p. 67-76.

65. Iwafune Y., Kawasaki H., Hirano H. Electrophoretic analysis of phosphorylation of the yeast 20S proteasome // Electrophoresis. 2002. - Vol. 23. -N2.-p. 329-338.

66. Iwafune Y., Kawasaki H., Hirano H. Identification of three phosphorylation sites in the alpha7 subunit of the yeast 20S proteasome in vivo using mass spectrometry // Arch Biochem Biophys. 2004. - Vol. 431. - N 1. - p. 9-15.

67. Johnson L.N. The regulation of protein phosphorylation // Biochem Soc Trans. 2009. - Vol. 37. - Pt 4. - p. 627-641.

68. Jergensen L., Hendil K.B. Proteasome subunit zeta, a putative ribonuclease, is also found as a free monomer // Mol Biol Rep. 1999. 26. - N 1-2. - p. 119-123

69. Kang Y., Vossler R.A., Diaz-Martinez L.A., Winter N.S., Clarke D.J., Walters K.J. UBL/UBA ubiquitin receptor proteins bind a common tetraubiquitin chain // J Mol Biol. 2006. - Vol. 356. - N 4. - p. 1027-1035.

70. Kimura Y., Saeki Y., Yokosawa H., Polevoda B., Sherman F., Hirano H. N-Terminal modifications of the 19S regulatory particle subunits of the yeast proteasome // Arch Biochem Biophys. 2003. - Vol. 409. - N 2. - p. 341-348.

71. Kimura Y., Takaoka M., Tanaka S., Sassa H., Tanaka K., Polevoda B., Sherman F., Hirano H. N. N alpha)-acetylation and proteolytic activity of the yeast- 20 S proteasome // J Biol Chem. - 2000. - Vol. 275. - N 7. - p. 4635-4639.

72. Kinyamu H.K., Archer T.K. Proteasome activity modulates chromatin modifications and RNA polymerase II phosphorylation to enhance glucocorticoid receptor-mediated transcription // Mol Cell Biol. 2007. Vol. 27. N 13. p. 48914904.

73. Kisselev A., Akopian T., Woo K. M., Goldberg A. The Sizes of Peptides Generated from Protein by Mammalian 26 and 20S Proteasomes // J Biol Chem. -1999. Vol. 274. - p. 3363-3371.

74. Kisselev A., Songyang Z., Goldberg A.Why does threonine, and not serine, function as the active site nucleophile in proteasomes? // J Biol Chem. 2000. -Vol. 275. - N- 20. - p. 14831-14837.

75. Knowlton J., Johnston S., Whitby F., Realini C., Zhang Z., Rechsteiner M., Hill C. p. Structure of the proteasome activator REGalpha PA28alpha // Nature. -1997.-Vol.390.-p. 639-643.

76. Kopp F., Dahlmann B., Hendil K.B. Evidence indicating that the human proteasome is a complex dimmer // J Mol Biol. 1993. - Vol. 229. - N 1. - p. 1419.

77. Kopp F., Hendil K.B., Dahlmann B., Kristensen P., Sobek A.,.Uerkvitz W. Subunit arrangement in the human 20S proteasome // Proc Natl Acad Sci U S A. -1997. Vol. 94. - N 7. - p. 2939-2944.

78. Koulich E., Li X., DeMartino G.N. Relative structural and functional roles of multiple deubiquitylating proteins associated with mammalian 26S proteasome // Mol Biol Cell. 2008. - Vol. - 19. - N 3. - p. 1072-1082.

79. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. - N 227. - p. 680-685.

80. Lai Z., Ferry K.V., Diamond M.A., Wee K.E., Kim Y.B., Ma J., Yang T.,

81. Benfield P.A., Copeland R.A., Auger K.R. Human mdm2 mediates multiple mono-ubiquitination of p53 by a mechanism requiring enzyme isomerization // J Biol Chem. 2001. - Vol. 276. - N 33. - p. 31357-13167.

82. Lam Y.A., Lawson T.G., Velayutham M., Zweier J.L., Pickart C.M. A proteasomal ATPase subunit recognizes the polyubiquitin degradation signal // Nature. 2002. - Vol. 416. - N 6882. - p. 763-767.

83. Laporte D., Salin B., Daignan-Fornier B., Sagot I. Reversible cytoplasmic localization of the proteasome in quiescent yeast cells // J Cell Biol. 2008. - Vol. 181.-N5.-p. 737-745.

84. Lee C., Schwartz M.P., Prakash S., Iwakura M., Matouschek A. ATP-dependent proteases degrade their substrates by processively unraveling them from the degradation signal // Mol Cell. 2001. - Vol. 7. - N 3. - p. 627-637.

85. Li M., Brooks C.L., Wu-Baer F., Chen D., Baer R., Gu W. Mono- versus polyubiquitination: differential control of p53 fate by Mdm2 // Science. 2003. -Vol. 302. - N 5652. - p. 1972-1975.

86. Liu C.W., Corboy M.J., DeMartino G.N., Thomas P.J. Endoproteolytic activity of the proteasome // Science. 2003. - Vol. 299. - N 5605. - p. 408-411.

87. Lowe J., Stock D., Jap B., Zwickl P., Baumeister W., Huber R. Crystal structure of the 20S proteasome from the archaeon T. acidophilum at 3.4 A resolution // Science. 1995. - Vol. 268. - N 5210. - p. 533-539Lu et al.,- 2008.

88. Lucero P., Penalver E., Vela L., Lagunas R. Monoubiquitination is sufficient to signal internalization of the maltose transporter in Saccharomyces cerevisiae // J Bacteriol. 2000. - Vol. 182. - N 1. - p. 241-243.

89. Ludemann R., Lerea K.M., Etlinger J.D. Copurification of casein kinase II with- 20 S proteasomes and phosphorylation of a 30-kDa proteasome subunit // J Biol Chem. 1993. - Vol. 268. - N 23. - p. 17413-17417.

90. Marchenko N.D., Moll U.M. The role of ubiquitination in the direct mitochondrial death program of p53 // Cell Cycle. 2007. - Vol. 6. - N 14. - p. 1718-1723.

91. Marchenko N.D., Zaika A., Moll U.M. Death signal-induced localization of p53 protein to mitochondria. A potential role in apoptotic signaling // J Biol Chem. 2000. - Vol. 275. - N 21. - p. 16202-16212.

92. Marques A.J., Glanemann C., Ramos P.C., Dohmen R.J. The C-terminal extension of the beta7 subunit and activator complexes stabilize nascent- 20 S proteasomes and promote their maturation // J Biol Chem. 2007. - Vol. 282. - N 48. - p. 34869-34876.

93. Mason G.G., Hendil K.B., Rivett A.J. Phosphorylation of proteasomes in mammalian cells. Identification of two phosphorylated subunits and the effect of phosphorylation on activity // Eur J Biochem. 1996. - Vol. 238. - N 2. - p. 453462.

94. Maupin-Furlow J.A., Humbard M.A., Kirkland P.A., Li W., Reuter C.J., Wright A.J., Zhou G. Proteasomes from structure to function: perspectives from Archaea // Curr Top Dev Biol. 2006. - N 75. - p. 125-169.

95. Meierhofer D., Wang X., Huang L., Kaiser P. Quantitative analysis of global ubiquitination in HeLa cells by mass spectrometry // J Proteome Res. 2008. - Vol. 7. - N 10. - p. 4566-4576.

96. Messick T.E., Greenberg R.A. The ubiquitin landscape at DNA doublestrand breaks // J Cell Biol. 2009. - Vol. 187. - N 3. - p. 319-326.

97. Minami Y., Kawasaki H., Minami M., Tanahashi N., Tanaka K., Yahara I. A Critical Role for the Proteasome Activator PA28 in the Hsp90-dependent Protein Refolding // J Biol Chem. 2000. - N 275. - p. 9055-9061.

98. Minotti G., Menna P., Salvatorelli E., Cairo G., Gianni L. Anthracyclines: molecular advances and pharmacologic developments in antitumor activity and cardiotoxicity // Pharmacol Rev. 2004. - Vol. 56. - N 2. - p. 185-229.

99. Moore B.S., Eustaquio A.S., McGlinchey R.P. Advances in and applications of proteasome inhibitors // Curr Opin Chem Biol. 2008. - Vol. 12. - N 4. - p. 434440.

100. Mosesson Y., Yarden Y. Monoubiquitylation: a recurrent theme in membrane protein transport // Isr Med Assoc J. 2006. - Vol. 8. - N 4. - p. 233237.

101. Murata S., Takahama Y., Tanaka K. Thymoproteasome: probable role in generating positively selecting peptides // Curr Opin Immunol. 2008. - Vol. - 20. - N2. - p. 192-196.

102. Mykles D.L. Biochemical properties of insect and crustacean proteasomes // Mol Biol Rep. 1997. Vol. 24. - N 1-2. - p. 133-138.

103. Nakatsu F., Sakuma M., Matsuo Y., Arase H., Yamasaki S., Nakamura N., Saito T., Ohno H. A Di-leucine signal in the ubiquitin moiety. Possible involvement in ubiquitination-mediated endocytosis // J Biol Chem. 2000. - Vol. 275.-N34.-p. 26213-26219.

104. Ng D.T.W., Spear E.D., Walter P. The unfolded protein response regulates multiple aspects of secretory and membrane protein biogenesis and endoplasmic reticulum quality control // J Cell Biol. 2000. - Vol. 150. - p. 77-88.

105. Orlowski M., Wilk S. Ubiquitin-independent proteolytic functions of the proteasome // Arch Biochem Biophys. 2003. - Vol. 415. - N 1. - p. 1-5.

106. Ortega J., Heymann J.B., Kajava A.V., Ustrell V., Rechsteiner M., Steven A.C. The axial channel of the 20S proteasome opens upon binding of the PA200 activator // J Mol Biol. 2005. - Vol. 346. - N 5. - p. 1221-1227.

107. Osmulski P., Gaczynska M. Nanoenzymology of the 20S proteasome: proteasomal actions are controlled by the allosteric transition // Biochemistry. -2002. Vol. 41 - p. 7047-7053.

108. Pereira M.E., Wilk S. Phosphorylation of the multicatalytic proteinase complex from bovine pituitaries by a copurifying cAMP-dependent protein kinase // Arch Biochem Biophys. 1990. - Vol. 283. - N 1. - p. 68-74.

109. Peters J.M., Franke W.W., Kleinschmidt J.A. Distinct 19 S and 20 S subcomplexes of the 26 S proteasome and their distribution in the nucleus and the cytoplasm // J Biol Chem. 1994. Vol. 269. - N 10. - p. 7709-7718.

110. Petit F., Jarrousse A. -S., Boissonnet G., Dadet M. -H., Buri J., Briand Y., Schmid H-P. Proteasome prosome associated endonuclease activity // Mol Biol Rep. 1997a.-Vol. 24.-p. 113-117.

111. Petit F., Jarrousse A. -S., Dahlmann B., Sobek A., Hendil K.B., Buri J., Briand Y., Schmid H. -P. Involvement of proteasomal subunits zeta and iota in RNA degradation // Biochem J. 1997b. - Vol. 326 - p. 93-98.

112. Pham A.D., Sauer F. Ubiquitin-activating/conjugating activity of TAFII250, a mediator of activation of gene expression in Drosophila // Science. 2000. - Vol. 289. - N 5488. - p. 2357-2360.

113. Plafker S.M., Plafker K.S., Weissman A.M., Macara I.G. Ubiquitin charging of human class III ubiquitin-conjugating enzymes triggers their nuclear import // J Cell Biol. 2004. - Vol. 167. - N 4. - p. 649-659.

114. Polevoda B., Sherman F. Nalpha -terminal acetylation of eukaryotic proteins // J Biol Chem. 2000. - Vol. 275. - N 47. - p. 36479-36482.

115. Pouch M., Petit F., Buri J., Briand Y., Schmid H. -P. Identification and initial characterization of a specific proteasome prosome associated RNase activity // J Biol. Chem. 1995. - Vol. 270. - p. 22023-22028.

116. Rabl J., Smith D.M., Yu Y., Chang S.C., Goldberg A.L., Cheng Y. Mechanism of gate opening in the 20S proteasome by the proteasomal ATPases // Mol Cell. 2008. - Vol. 30. - N 3. - p. 360-368.

117. Ramos P.C., Marques A.J., London M.K., Dohmen R.J. Role of C-terminal extensions of subunits beta2 and beta7 in assembly and activity of eukaryotic proteasomes // J Biol Chem. 2004. - Vol. 279. - N 14. - p. 14323-14330.

118. Rape M., Jentsch S. Productive RUPture: activation of transcription factors by proteasomal processing // Biochim Biophys Acta. 2004. - Vol. 1695. - N 1-3. -p. 209-213.

119. Realini C., Jensen C.C., Zhang Z., Johnston S.C., Knowlton J.R., Hill C.P., Rechsteiner M. Characterization of recombinant REGalpha, REGbeta, and REGgamma proteasome activators // J Biol Chem. 1997. - Vol. 272. - N 41. - p. 25483-25492.

120. Rechsteiner M., Hill C.P. Mobilizing the proteolytic machine: cell biological roles of proteasome activators and inhibitors // Trends Cell Biol. 2005. - Vol. 15. -Nl.-p. 27-33.

121. Rechsteiner M., Rogers S.W. PEST sequences and regulation by proteolysis // Trends Biochem Sci. 1996. - Vol. 21. - N 7. - p. 267-271.

122. Reits E.A., Benham A.M., Plougastel B., Neefjes J., Trowsdale J. Dynamics of proteasome distribution in living cells // EMBO J. 1997. - Vol. 16. - N- 20. - p. 6087-6094.

123. Reyes-Turcu F.E., Wilkinson K.D. Polyubiquitin binding and disassembly by deubiquitinating enzymes // Chem Rev. 2009. - Vol. 109. - N 4. - p. 14951508.

124. Rivett A.J., Palmer A., Knecht E. Electron microscopic localization of the multicatalytic proteinase complex in rat liver and in cultured cells // J Histochem Cytochem.- 1992.- Vol. 40.-N8.-p. 1165-1172.

125. Robzyk K., Recht J., Osley M.A. Rad6-dependent ubiquitination of histone H2B in yeast // Science. 2000. - Vol. 287. - N 5452. - p. 501-504.

126. Rockel T., von Mikecz A. Proteasome-dependent processing of nuclear proteins is correlated with their subnuclear localization // Dino J Struct Biol. -2002. Vol. 140. - N 1-3. - p. 189-199.

127. Rockel T.D., Stuhlmann D., von Mikecz A. Proteasomes degrade proteins in focal subdomains of the human cell nucleus // J Cell Sei. 2005. - Vol. 118. - p. 5231-5242.

128. Rosenberg-Hasson Y., Bercovich Z., Ciechanover A., Kahana C. Degradation of ornithine decarboxylase in mammalian cells is ATP dependent but ubiquitin independent // Eur J Biochem. 1989. - Vol. 185. - N 2. - p. 469-474.

129. Rosenzweig R., Glickman M.H. Chaperone-driven proteasome assembly // Biochem Soc Trans. 2008. - Vol. 36. - Pt 5. - p. 807-812.

130. Rush J., Moritz A., Lee K.A., Guo A., Goss V.L., Spek E.J., Zhang H., Zha X.M., Polakiewicz R.D., Comb M.J. Immunoaffinity profiling of tyrosine phosphorylation in cancer cells // Nat Biotechnol. 2005. - Vol. 23. - N 1. - p. 94101.

131. Russell S.J., Steger K.A., Johnston S.A. Subcellular localization, stoichiometry, and protein levels of 26 S proteasome subunits in yeast // J Biol Chem. 1999. - Vol. 274. - N 31. - p. 2- 1943-1952.

132. Sadre-Bazzaz K., Whitby F.G., Robinson H., Formosa T., Hill C.P. Structure of a BlmlO complex reveals common mechanisms for proteasome binding and gate opening // Mol Cell. 2010. - Vol. 37. - N 5. - p. 728-735.

133. Scheffner M. Moving protein heads for breakdown // Nature. 1999. - Vol. 398.-N6723.-p. 103-104.

134. Schmidt F., Dahlmann B., Hustoft H.K., Koehler C.J., Strozynski M., Kloß A., Zimny-Arndt U., Jungblut P.R., Thiede B. Quantitative proteome analysis of the 20S proteasome of apoptotic Jurkat T cells // Amino Acids. 2010. Ahead of print.

135. Schmidt M., Haas W., Crosas B., Santamaria P.G., Gygi S.P., Walz T., Finley D. The HEAT repeat protein BlmlO regulates the yeast proteasome by capping the core particle // Nat Struct Mol Biol. -2005. Vol. 12. - N 4. - p. 294303.

136. Schwartz A.L., Ciechanover A., Brandt R.A., Geuze HJ. Immunoelectron microscopic localization of ubiquitin in hepatoma cells // EMBO J. 1988. - Vol. 7.-N10.-p. 2961-2966.

137. Sdek P., Ying H., Chang D.L., Qiu W., Zheng H., Touitou R., Allday M.J., Xiao Z.X. MDM2 promotes proteasome-dependent ubiquitin-independent degradation of retinoblastoma protein // Mol Cell. 2005. - Vol. - 20. - N 5. - p. 699-708.

138. Sears R.C. The life cycle of C-myc: from synthesis to degradation // Cell Cycle. 2004. - Vol. 3. - N 9. - p. 1133-1137.

139. Sharon M., Taverner T., Ambroggio X.I., Deshaies R.J., Robinson C.V. Structural organization of the 19S proteasome lid: insights from MS of intact complexes // PLoS Biol. 2006. - Vol. 4. - N 8. - p. e267.

140. Smalle J., Vierstra D. The ubiquitin 26S proteasome proteolytic pathway // Annu Rev Plant Biol. 2004. - Vol. 55. - p. 555-590.

141. Smith D.M., Kafri G., Cheng Y., Ng D., Walz T., Goldberg A.L. ATP binding to PAN or the 26S ATPases causes association with the 20S proteasome, gate opening, and translocation of unfolded proteins // Mol Cell. 2005. - Vol. -20.-N5.-p. 687-698.

142. Sumegi M., Hunyadi-Gulyas E., Medzihradszky K.F., Udvardy A. 26S proteasome subunits are O-linked N-acetylglucosamine-modified in Drosophilamelanogaster // Biochem Biophys Res Commun. 2003. - Vol. 312. - N 4. - p. 1284-1289.

143. Takeda K., Yanagida M. Regulation of nuclear proteasome by Rhp6/Ubc2 through ubiquitination and destruction of the sensor and anchor Cut8 // Cell. -2005. Vol. 122. - N 3. - p. 393-405.

144. Tanaka K. The proteasome: overview of structure and functions. Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci. 2009. - Vol. 85. - N 1. - p. 12-36.

145. Tanaka K., Kasahara M. The MHC class I ligand-generating system: roles of immunoproteasomes and the interferon-gamma-inducible proteasome activator PA28 // Immunol Rev. 1998. - Vol. 163. - p. 161-176.

146. To W., Wang C. Identification and characterization of an activated 20S proteasome in Trypanosoma brucei // FEBS Lett. 1997. - Vol. 404. - p. 253-262.

147. Tokumoto M., Horiguchi R., Nagahama Y., Tokumoto T. Identification of the Xenopus 20S proteasome alpha4 subunit which is modified in the meiotic cell cycle // Gene. 1999. - Vol. 239. - N 2. - p. 301-308.

148. Tsukahara T., Tanaka K., Ogawa T., Ishiura S., Funabiki R., Sugita H. RNA degrading activity is tightly associated with the multicatalytic proteinase, ingensin //FEBSLett. 1989.-Vol. 255.-Nl.-p. 179-183.

149. Ullrich O., Grune T. Proteasomal degradation of oxidatively damaged endogenous histones in K562 human leukemic cells // Free Radic Biol Med. -2001. Vol. 31. - N 7. - p. 887-893.

150. Umeda M., Manabe Y., Uchimiya H. Phosphorylation of the C2 subunit of the proteasome in rice (Oryza sativa L.) // FEBS Lett. 1997. - Vol. 403. - N 3. - p. 313-137.

151. Ustrell V., Hoffman L., Pratt G., Rechsteiner M. PA200, a nuclear proteasome activator involved in DNA repair // EMBO J. 2002. - N 21. - p. 35163525.

152. Wakata Y., Tokumoto M., Horiguchi R., Ishikawa K., Nagahama Y., Tokumoto T. Identification of alpha-type subunits of the Xenopus 20 S proteasome and analysis of their changes during the meiotic cell cycle // BMC Biochem. -2004. Vol. 5.-Nl.-p. 18.

153. Wang H.R., Kania M., Baumeister W., Nederlof P.M. Import of human and Thermoplasma 20S proteasomes into nuclei of HeLa cells requires functional NLS sequences // Eur J Cell Biol. 1997. - Vol. 73. - N 2. - p. 105-113.

154. Wang X., Chen C.F., Baker P.R., Chen P.L., Kaiser P., Huang L. Mass spectrometric characterization of the affinity-purified human 26S proteasome complex//Biochemistry. -2007. Vol. 46. -N 11. - p. 3553-3565.

155. Weissman A.M. Regulating protein degradation by ubiquitination // Immunol Today. 1997. Vol. 18. N 4. - p. 189-198.

156. Wells L., Vosseller K., Cole R.N., Cronshaw J.M., Matunis M.J., Hart G.W. Mapping sites of O-GlcNAc modification using affinity tags for serine and threonine post-translational modifications // Mol Cell Proteomics. 2002. - Vol. 1. -N10.-p. 791-804.

157. Whitby F.G., Masters E.I., Kramer L., Knowlton J.R., Yao Y., Wang C.C., Hill CP. Structural basis for the activation of 20S proteasomes by 1 IS regulators // Nature. 2000. -Vol. 408. - N 6808. - p. 115-120.

158. Wigley W.C., Fabunmi R.P., Lee M.G., Marino C.R., Muallem S., DeMartino G.N., Thomas P.J. Dynamic association of proteasomal machinery with the centrosome // J Cell Biol. 1999. - Vol. 145. - N 3. - p. 481-490.

159. Wilkinson C.R., Wallace M., Morphew M., Perry P., Allshire R., Javerzat J.P., Mcintosh J.R., Gordon C. Localization of the 26S proteasome during mitosis and meiosis in fission yeast // EMBO J. 1998. - Vol. 17. - N 22. - p. 6465-6476.

160. Yao Y., Huang L., Krutchinsky A., Wong M. -L., Standing K.G., Burlingame A. L., Wang C.C. Structural and functional characterizations of the proteasome-activating protein PA26 from Trypanosoma brucei // J Biol Chem. -1999. Vol. 274 - p. 33921 - 33930.

161. Yi P., Feng Q., Amazit L., Lonard D.M., Tsai S.Y., Tsai M.J., O'Malley B.W. Atypical protein kinase C regulates dual pathways for degradation of the oncogenic coactivator SRC-3/AIB1 // Mol Cell. 2008. - Vol. 29. - N 4. - p. 465476.

162. Yin H., Gui Y., Du G., Frohman M.A., Zheng X.L. Dependence of phospholipase D1 multi-monoubiquitination on its enzymatic activity and palmitoylation // J. Biol. Chem. 2010. - Vol. 285. - N 18. - p. 13580-13588.

163. Zachara N.E., Hart G.W. O-GlcNAc modification: a nutritional sensor that modulates proteasome function // Trends Cell Biol. 2004. - Vol. 14. - N 5. - p. 218-221.

164. Zaiss D.M., Standera S., Kloetzel P.M., Sijts A.J. PI31 is a modulator of proteasome formation and antigen processing // Proc Natl Acad Sci USA.- 2002. Vol. 99. - N 22. - p. 14344-14349.

165. Zhang D., Chen T., Ziv I., Rosenzweig R., Matiuhin Y. Bronner V., Glickman M.H., Fushman D. Together, RpnlO and Dsk2 can serve as a polyubiquitin chain-length sensor // Mol Cell. 2009. - Vol. 36. - N 6. - p. 10181033.

166. Zhang F., Su K., Yang X., Bowe D.B., Paterson A.J., Kudlow J.E. O-GlcNAc modification is an endogenous inhibitor of the proteasome // Cell. 2003. -Vol. 115.-N6. -p. 715-725.

167. Zhang Z., Clawson A., Realini C., Jensen C., Knowlton J.R., Hill C.P., Rechsteiner M. Identification of an activation region in the proteasome activator REGalpha // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998. - Vol. 95. - p. 2807-2811.

168. Zhang Z., Torii N., Furusaka A., Malayaman N., Hu Z., Liang T.J. Structural and functional characterization of interaction between hepatitis B virus X protein and the proteasome complex // J Biol Chem. 2000. - Vol. 275. - N 20. - p. 1515715165.

169. Zhang Z., Zhang R. Proteasome activator PA28 gamma regulates p53 by enhancing its MDM2-mediated degradation // EMBO J. 2008. - Vol. 27. - N 6. -p. 852-864.

170. Zong C., Gomes A.V., Drews O., Li X., Young G.W., Berhane B., Qiao X., French S.W., Bardag-Gorce F., Ping P. Regulation of murine cardiac 20S proteasomes: role of associating partners // Circ Res. 2006. - Vol. 99. - N 4. - p.372.380.