Роль нарушений энергетического метаболизма в механизмах дестабилизации кальциевого гомеостаза нейронов при гиперстимуляции глутаматных рецепторов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат физико-математических наук Михайлова, Мария Михайловна

• Михайлова, Мария Михайловна
• кандидат физико-математических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Михайлова, Мария Михайловна

Введение

Обзор литературы

Цели и задачи исследования

Материалы и методы исследования

Результаты

Обсуждение результатов

Выводы

Благодарности

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Михайлова, Мария Михайловна

Выводы.

1. В молодых гранулярных нейронах мозжечка ингибирование гликолиза путем замены глюкозы на 2-деокси-0-глюкозу (глюкозная депривация), вызывает медленно развивающуюся митохондриальную деполяризацию (МД), которая устойчива к

9+ удалению наружного Са и блокаде глутамат-активируемых каналов. На основании этих данных сделано заключение, что наблюдаемая МД не является следствием выделения эндогенного глутамата из нейронов или глиальных клеток.

2. МД, вызываемая глюкозной депривацией, подавляется олигомицином и предотвращается добавлением в безглюкозную среду пирувата. Следовательно, МД обусловлена АДФ-зависимым усилением потока протонов через митохондриальную АТФ-синтазу на фоне ослабления дыхания.

3. Блокада митохондриального синтеза АТФ олигомицином не ускоряет развития отсроченной кальциевой дизрегуляции (ОКД) и сильной МД, возникающих при глутаматном воздействии, а также не усиливает падения внутриклеточного АТФ, вызванного глутаматом. На основании этих данных сделано заключение, что в молодых нейронах нормального функционирования гликолиза достаточно для противодействия клетки нарушениям кальциевого гомеостаза при глутаматном воздействии.

4. В условиях глюкозной депривации в молодых нейронах значительно ускоряется развитие ОКД и сильной МД в ответ на глутаматное воздействие: МД и ОКД возникают в первые минуты Глу воздействия, как это происходит в зрелых клетках.

5. Антиоксидант МпТВАР и блокатор NO-синтазы L-NAME не оказывают заметного влияния на индуцированные глутаматом изменения [Са ]i и митохондриального потенциала в молодых нейронах, лишенных глюкозы. Следовательно, эффекты глюкозной депривации (ускорение развития ОКД и сильной

МД во время Глу воздействия) не могут быть объяснены гиперпродукцией реактивных форм кислорода и N0- во время глутаматного воздействия.

6. Замена Са2+ на антагонист митохондриальной поры - ионы Sr2* - не предотвращает быстрого развития вторичной МД, вызванной Глу воздействием в безглюкозной среде. На основании этих данных сделано заключение, что ускорение развития ОКД и сильной МД во время Глу воздействия не может быть объяснено ускорением открывания митохондриальной поры вследствие быстрого падения АТФ во время глюкозной депривации.

7. Ингибирование Ка+/Са2+-обменника с помощью замены ионов Na+ на ионы Li+ в безглюкозном растворе резко уменьшает число нейронов, в которых в ответ на 15-мин глутаматное воздействие возникает ОКД и сильная МД. Следовательно, в условиях глюкозной депривации реверсия Ыа+/Са2+-обмена во время глутаматного воздействия вносит существенный вклад в нарушение кальциевого гомеостаза, вызываемое глутаматом.

8. Добавление пирувата в безглюкозную среду резко уменьшает или полностью устраняет ускорение развития ОКД и сильной МД во время глутаматного воздействия. Пируват не способен сильно увеличить уровень АТФ при действии глутамата в безглюкозной среде.

9. Сопоставление влияния пирувата на вызванные глутаматом изменения кальциевого гомеостаза и внутриклеточного АТФ в безглюкозной среде позволяет заключить, что защитный эффект пирувата обусловлен его способностью поддерживать генерацию митохондриального потенциала, необходимого как для электрофоретического захвата Са2+ митохондриями, так и для синтеза АТФ.

Благодарности.

Автор сердечно благодарит своего руководителя Бориса Израилевича Ходорова за чуткое руководство, терпение и понимание, без которых выполнение этой работы было бы невозможно.

Автор благодарен руководителю Всеволоду Григорьевичу Пинелису за руководство, внимание, проявленное к выполнению работы, за ценные советы и помощь в постановке экспериментов.

Отдельное большое спасибо преподавателям Московского Физико-технического института за полученные знания, а также за то, что они научили думать.

Автор очень благодарен Александру Михайловичу Сурину за помощь в освоении методов исследований, за возможность в любое время обсудить данные и за ценные замечания.

Также хотелось бы поблагодарить коллектив лаборатории мембранологии Научного Центра Здоровья Детей РАМН за помощь в постановке экспериментов и постоянную поддержку.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Михайлова, Мария Михайловна, 2007 год

1. Ашмарина А.П., Стукалова П.В., Ещенко Н.Д., Изд. С.-Петербургского университета, 328 е., 1999.

2. Болдырев АА (2001) Окислительный стресс и мозг. Соросовский образовательный журнал 7(4): 21-28.

3. Большаков АП, Михайлова ММ, Пинелис ВГ, Ходоров БИ (2005) Влияние глутаматного воздействия на митохондриальный рН в кортикальных нейронах. Тезисы докладов конференции "Нейрохимия: фундаментальные и прикладные аспекты", ст. 135.

4. Вабниц АВ, Сенилова ЯЕ, Колесникова ТВ, Сурин AM, Пинелис ВГ, Ходоров БИ (2006) Отсроченная Са2+ диерегуляция в молодых нейронах мозжечка при гиперстимуляции глутаматных рецепторов. Роль NMDA каналов. Биологические мембраны 23(4): 311-319.

5. Виноградов АД (1999) Митохондриальная АТР-синтезирующая машина: пятнадцать лет спустя. Биохимия, 64(11): 1443-1456.

6. Евтодиенко ЮВ, Азарашвили ТС, Теплова ВВ, Одинокова ИВ, Сарис Н-Э (2000) Регуляция ионами кальция окислительного фосфорилирования во внутренней мембране митохондрий печени крысы. Биохимия, 65(9): 1210-1214.

7. Лейкин ЮН и Виноградов АД (1971) Взаимоотношение процессов окислительного фосфорилирования и транспорта ионов Са в митохондриях. Укр. Биохим. Журнал 43: 88-97.

8. Ленинджер А. Биохимия, Изд. "Мир", 1976.

9. Холмухамедов ЭЛ, Теплова ВВ, Чухлова ЭЛ (1991) Возбудимость внутренней мембраны митохондрий. Обратимый Si* -индуцированныи выход Sr2"1" из митохондрий. Биол. Мембр. 8(6): 612-620.

10. Abad MF, DiBenedetto G, Magalhaes PJ, Filippin L, Pozzan T (2004) Mitochondrial pH monitored by a new engineered green fluorescent protein mutant. J. Biol. Chem. 279(12): 11521-11529.

11. Adamec E, Didier M, Nixon RA (1998) Developmental regulation of the recovery process following glutamate-induced calcium rise in rodent primary neuronal cultures. Dev. Brain Res. 108(1-2): 101-110.

12. Agranoff BW (1999) Basic Neurochemistry

13. Alano CC, Beutner G, Dirksen RT, Gross RA, Sheu SS (2002) Mitochondrial permeability transition and calcium dynamics in striatal neurons upon intense NMDA receptor activation. J. Neurochem. 80(3): 531-538.

14. Almeida A, Bolanos JP, Medina JM (1999) Nitric oxide mediates glutamate-induced mitochondrial depolarization in rat cortical neurons. Brain Res. 816:580-586.

15. Almeida A and Bolanos JP (2001) A transient inhibition of mitochondrial ATP synthesis by nitric oxide synthase activation triggered apoptosis in primary cortical neurons. J. Neurochem. 77:676-690.

16. Ames A (2000) CNS energy metabolism as related to function. Brain research rev. 34: 42-68.

17. Ankarcrona M, Dypbukt JM, Orrenius S, and Nicotera P (1996) Calcineurin and mitochondrial function in glutamate-induced neuronal cell death. FEBS Lett. 394: 321324.

18. Bano D, Young KW, Guerin CJ, LeFeuvre R, Rothwell N, Naldini L, Rizzuto R, Carafoli E, Nicotera P (2005): Cleavage of the plasma membrane Na+/Ca2+ exchanger in excitotoxicity. Cell 120:275-285.

19. Bernardi P, Vassanelli S, Veronese P, Colonna R, Szabo I, Zoratti M (1992) Modulation of the mitochondrial permeability transition pore. Effect of protons and divalent cations. J. Biol. Chem. 267(5): 2934-2939.

20. Bernardi P (1999) Mitochondrial transport of cations: channels, exchangers, and permeability transition. Physiol. Rev. 79(4): 1127-1155.

21. Blaustein MP, Lederer WJ (1999) Sodium/Calcium exchange: its physiological implications. Physiol. Rev. 79(3): 763-854.

22. Brookes PS, Yoon Y, Robotham JL, Anders MW, Sheu S-S (2004) Calcium, ATP and ROS: a mitochondrial love-hate triangle. AJP-Cell Physiol. 287: 817-833.

23. Brustovetsky N and Dubinsky J (2000a) Dual responses of CNS mitochondria to elevated calcium. J. Neurosci. 20(1): 103-113.

24. Brustovetsky N and Dubinsky J (20006) Limitations of Cyclosporin A inhibition of the permeability transition in CNS mitochondria. J. Neurosci. 20(22): 8229-8237.

25. Budd SL and Nicholls DG (1996) Mitochondria, calcium regulation, and acute glutamate excitotoxicity in cultured cerebellar granule cells. J. Neurochem. 67: 22822291.

26. Castilho RF, Hansson 0, Ward MW, Budd SL, Nicholls DG (1998) Mitochondrial control of acute glutamate excitotoxicity in cultured cerebellar granule cells. J. Neurosci. 18(24): 10277-10286.

27. Castilho RF, Ward MW, Nicholls DG (1999) Oxidative stress, mitochondrial function, and acute glutamate excitotoxicity in cultured cerebellar granule cells. J. Neurochem. 72(4): 1394-1401.

28. Chalmers S and Nicholls DG (2003) The relationship between free and total calcium concentrations in the matrix of liver and brain mitochondria. J. Biol. Chem. 278(21): 19062-19070.

29. Chi MM, Pusateri ME, Carter JG, Norris BJ, McDougal DB Jr, Lowry OH (1987) Enzymatic assays for 2-deoxyglucose and 2-deoxyglucose 6-phosphate. Anal. Biochem. 161(2): 508-513.

30. Chinopoulos C, Gerencser A, Doczi J, Fiskum G, Adam-Vizi V (2004) Inhibition of glutamate-induced delayed calcium deregulation by 2-APB and La in cultured cortical neurons. J. Neurochem. 91:471-483.

31. Choi DW (1988) Glutamate neurotoxicity and diseases of the nervous system. Neuron 1(8): 623-634.

32. Choi DW and Rothman SM (1990) The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic-ischemic neuronal death. Annu. Rev. Neurosci. 13:171-182.

33. Crompton M (1999) The mitochondrial permeability transition pore and its role in cell death. Biochem. J. 341:233-249.

34. Czyz A, Baranauskas G, Kiedrowski L (2002) Instrumental role of Na+ in NMDA excitotoxicity in glucose-deprived and depolarized cerebellar granule cells. J. Neurochem. 81: 379-389.

35. Czyz A and Kiedrowski L. (2002) In depolarized and glucose-deprived neurons, Na+ influx reverses plasmalemmal K+-dependent and K+-independent Na+/Ca2+ exchangers and contributes to NMDA excitotoxicity. J. Neurochem. 83:1321-1328.

36. Danbolt NC (2001) Glutamate uptake. Prog. Neurobiol. 65: 1-105.

37. Danysz W and Parsons CG (1998) Glycine and N-methyl-D-aspartat receptors: physiological significance and possible therapeutic applications. Pharm. Rev. 50 (4): 597-664.

38. Deitmer JW (2000) Glial strategy for metabolic shuttling and neuronal function. BioEssays 22: 747-752.

39. Delgado-Esteban M, Almeida A, Bolanos JP (2000) D-Glucose prevents glutathione oxidation and mitochondrial damage after glutamate receptor stimulation in rat cortical primary neurons. J. Neurochem. 75: 1618-1624.

40. Desagher S, Glowinsky J, Premont J (1997) Pyruvate protects neurons against hydrogen peroxide-induced toxicity. J. Neurosci. 17: 9060-9067

41. Dipolo R, Beauge L (2006) Sodium/Calcium exchanger: influence of metabolic regulation on ion carrier interactions. Physiol. Rev. 86: 155-203.

42. Dringen R, Hamprecht В (1993) Inhibition by 2-deoxyglucose and 1,5-gluconolactone of glycogen mobilization in astroglia-rich primary cultures. J Neurochem. 60(4): 1498504.

43. Duchen MR and Biscoe TJ (1992) Mitochondrial function in type I cells isolated from rabbit arterial chemoreceptors. J.Physiol. 450:13-31.

44. Duchen MR (2004) Mitochondria in health and disease: perspectives on a new mitochondrial biology. Mol. Asp. Med. 25: 365-451.

45. Dugan LL, Sensi SL, Canzoniero LM, Handran SD, Rothman SM, Lin TS, Goldberg MP, Choi DW (1995) Mitochondrial production of reactive oxygen species in cortical neurons following exposure to N-methyl-D-aspartate. J. Neurosci. 15(10): 6377-6388.

46. Eirmel S and Shramm M (1994) The quantity of calcium that appears to induce neuronal death. J.Neurochem. 62:1223-1226

47. Eimerl S and Schramm M (1995) Resuscitation of brain neurons in the presence of Ca after toxic NMDA-receptor activity. J. Neurochem. 65: 739-743.

48. Erecinska M, Deas J, Silver IA (1995) The effect of pH on glycolysis and phosphofructokinase activity in cultured cells and synaptosomes. J. Neurochem. 65: 2765-2772.

49. Erecinska M, Nelson D, Silver IA (1996) Metabolic and energetic properties of isolated nerve ending particles (synaptosomes). Biochim. Biophys. Acta 1277: 13-34.

50. Filippin L, Magalhaes PJ, DiBenedetto G, Colella M, Pozzan T (2003) Stable interactions between mitochondria and endoplasmic reticulum allow rapid accumulation of calcium in a subpopulation of mitochondria. J. Biol. Chem. 278(40): 39224-39234.

51. Fontaine E, Eriksson O, Ichas F, Bernardi P (1998) Regulation of the permeability transition pore in skeletal muscle mitochondria. Modulation By electron flow through the respiratory chain complex i. J. Biol. Chem. 273(20): 12662-12668.

52. Hagen T, Lagace CJ, Modica-Napolitano JS, Aprille JR(2003) Permeability transition in rat liver mitochondria is modulated by the ATP-Mg/Pi carrier. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 285:274-281.

53. Hansson MJ, Mansson R, Mattiasson G, Ohlsson J, Karlsson J, Keep MF and Elmer E (2004) Brain-derived respiring mitochondria exhibit homogeneous, complete and cyclosporine-sensitive permeability transition. J. Neurochem. 89: 715-729.

54. Hardingham GE, Fukunaga Y, Bading H (2002) Extrasynaptic NMDARs oppose synaptic NMDARs by triggering CREB shut-off and cell death pathways. Nat. Neurosci. 5(5): 405-414.

55. Hartley DM, Kurth MC, Bjerkness L, Weiss JH, and Choi DW (1993) Glutamate receptor-induced 45Ca2+ accumulation in cortical cell culture correlates with subsequent neuronal degeneration. J. Neurosci. 13(5): 1993-2000.

56. Hermans AN, Glitsch HG, Verdonck F (1997) Activation of the Na+/K+ pump current by intra- and extracellular Li ions in single guinea-pig cardiac cells. Biochim. Biophys. Acta. 1330(1): 83-93.

57. Hoyt KR, Arden SR, Aizenman E, Reynolds IJ (1998) Reverse Na+/Ca2+ exchange contributes to glutamate-induced intracellular Ca2+ concentration increases in cultured rat forebrain neurons. Mol. Pharmacol. 53: 742-749.

58. Hunter DR, Haworth RA and Southard JH (1976) Relationship between configuration, function, and permeability in calcium-treated mitochondria. J. Biol. Chem. 251(16): 5069-5077.

59. Ichas F and Mazat JP (1998) From calcium signaling to cell death: two conformations for the mitochondrial permeability transition pore. Switching from low- to high-conductance state. Biochim Biophys Acta 1366: 33-50

60. Jouaville LS, Pinton P, Bastianutto C, Rutter GA and Rizzuto R (1999) Regulation of mitochondrial ATP synthesis by calcium: evidence for a long-term metabolic priming. PNAS 96(24): 13807-13812.

61. Karkanias NB, Parke RL (1999) Subtype-specific effects of lithium on glutamate receptor function. J. Neurophysiol. 81: 1506-1512.

62. Keelan J, Vergun 0, Duchen MR (1999) Excitotoxic mitochondrial depolarization requires both calcium and nitric oxide in rat hippocampal neurons. J. Phys. 520(3): 797813.

63. Khodorov B, Pinelis V, Vergun 0, Storozhevykh T, Vinskaya N (1996) Mitochondrial deenergization underlies neuronal calcium overload following a prolonged glutamate challenge. FEBS Lett. 397:230-234.

64. Khodorov BI (2004) Glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis and mitochondrial dysfunction in mammalian central neurons. Prog Biophys. Mol. Biol. 86: 279-351.

65. Kiedrowski L, Wroblewski JT, Costa E (1994) Intracellular sodium concentration in cultured cerebellar granule cells challenged with glutamate. Mol. Farmacol. 45:10501054.

66. Kiedrowki L and Costa E (1995) Glutamate-induced destabilization of intracellular calcium concentration homeostasis in cultured cerebellar granule cells: role of mitochondria in calcium buffering. Mol. Pharmacol. 47(1): 140-147

67. Kiedrowski L (1999) N-methyl-D-aspartate excitotoxicity: relationships among plasma membrane potential, Na(+)/Ca(2+) exchange, mitochondrial Ca(2+) overload, and cytoplasmic concentrations of Ca(2+), H(+), and K(+). Mol. Pharmacol. 56(3): 619632.

68. Klingenberg M and Rottenberg H (1977) Relation between the gradient of the ATP/ADP ratio and the membrane potential across the mitochondrial membrane. Eur. J. Biochem. 73:125-130.

69. Koch RA and Barish ME (1994) Perturbation of intracellular calcium and hydrogen ion regulation in cultured mouse hippocampal neurons by reduction of the sodium ion concentration gradient. J. Neurosci 14(5): 2585-2593.

70. Kristian T, Gertsch J, Bates ТЕ, Siesjo BK (2000) Characteristics of the calcium-triggered mitochondrial permeability transition in nonsynaptic brain mitochondria: effect of cyclosporin A and ubiquinone O. J. Neurochem. 74(5): 1999-2009.

71. Kristian T, Bernardi P, Siesjo BK (2001) Acidosis promotes the permeability transition in energized mitochondria: implications for reperfusion injury. J. Neurotrauma 18(10): 1059-1074.

72. Kristian T, Weatherby TM, Bates ТЕ, Fiskum G (2002) Heterogeneity of the calcium-induced permeability transition in isolated non-synaptic brain mitochondria. J. Neurochem. 83(6): 1297-1308.

73. Kristian T (2004) Metabolic stages, mitochondria and calcium in hypoxic/ischemic brain damage. Cell Cal. 36:221-233.

74. Kushnareva YE, Wiley SE, Ward MW, Andreev AY, Murphy AN (2005) Excitotoxic injury to mitochondria isolated from cultured neurons. J. Biol. Chem. 280(32): 2889428902.

75. Lee J-Y, Kim Y-H and Koh J-Y (2001) Protection by pyruvate against transient forebrain ischemia in rats. J. Neurosci. 21: RC 171.

76. Limbrick DD, Sombati Jr.S, DeLorenzo RJ (2003) Calcium influx constitutes the ionic basis for maintenance of glutamate-induced extended neuronal depolarization associated with hippocampal neuronal death. Cell Calcium 33: 69-81.

77. Lin MT and Beal MF (2006) Mitochondrial dysfunction and oxidative stress in neurodegenerative diseases. Nature 443: 787-795.

78. Lipton P (1999) Ischemic cell death in brain neurons. Physiol. Rev. 79(4): 1431-1568.

79. Marcaida G, Minana MD, Grisolia S, Felipo V (1995) Lack of correlation between glutamate-induced depletion of ATP and neuronal death in primary cultures of cerebellum. Brain.Res. 695(2): 146-150.

80. Marks JD, Bindokas VP, Zhang XM (2000) Maturation of vulnerability to excitotoxicity: intracellular mechanisms in cultured postnatal hippocampal neurons. Brain. Res. Dev. Brain Res. 124:101-116

81. Mattson MP, Guthrie PB, Kater SB (1989) A role for Na+-dependent Ca2+ extrusion in protection against neuronal excitotoxicity. FASEB J. 3: 2519-2526

82. Mattson MP, Zhang Y, Bose S (1993) Growth factors prevent mitochondrial dysfunction, loss of calcium homeostasis, and cell injury, but not ATP depletion in hippocampalneurons deprived of glucose. Exp. Neurol. 121(1): 1-13.

83. Maus M, Marin P, Glowinski J and Premont J (1999) Pyruvate and lactate protect striatal neurons against N-methyl-D-aspartat-induced neurotoxocoty. Europ. J. Neurosci. 11:3215-3224.

84. McCormack JG, Halestrap AP, Denton RM (1990) Role of calcium ions in regulation of mammalian intramitochondrial metabolism. Physiol. Rev. 70(2): 391-425.

85. Moncada S, Erusalimsky JD (2002) Does nitric oxide modulate mitochondrial energy generation and apoptpsis? Nat Rev Mol Cell Biol. 3(3): 214-220.

86. Nakamoto RK (1999) Molecular features of energy coupling in the F0Fi ATP synthase. News Physiol. Sci. 14:40-46.

87. Nicholls DJ and Budd SL (2000) Mitochondria and neuronal survival. Physiol. Rev. 80: 315-360.