Перестройки в геноме Mycoplasma gallisepticum тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Феоктистова, Евгения Сергеевна

• Феоктистова, Евгения Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Феоктистова, Евгения Сергеевна

1. СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

2. ВВЕДЕНИЕ.

3. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

3.1. Общая характеристика микоплазм.

3.2. Структура и организация генома микоплазм.

3.2.1. Повторяющиеся элементы в геномах микоплазм.

3.2.1.1. Характеристика семейства вариабельных генов vlhA в Ы. gallisepticum.

3.2.1.2. Типы повторяющихся элементов микоплазм.

3.2.2. Сравнительный анализ геномов микоплазм.

3.3. Системы репарации микоплазм.

3.3.1. Двуцепочечные повреждения ДНК.

3.3.2. Механизмы репарации двуцепочечных разрывов.

3.3.3. Рекомбинационная репарация.

3.3.4. SOS-ответ и прямая реактивация.

3.3.5. Репарация неспаренных нуклеотидов.

3.3.6. Эксцизионная репарация.

3.4. Механизмы возникновения геномных перестроек.

3.4.1. Типы рекомбинации.

3.4.2. Мобильные генетические элементы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Перестройки в геноме Mycoplasma gallisepticum»

На рубеже XX—ХХ1 веков стали активно анализироваться не только отдельные гены, но и полные геномы организмов. Сравнение последовательностей нуклеотидов целых геномов дало возможность поставить вопросы о минимальном числе генов, достаточном для жизнедеятельности клетки. Подсчет, проведенный с использованием разных предположений, дает оценку числа минимального набора в 250-350 генов. Микоплазмы привлекательный возможность представляют для собой класс объектов, поскольку просто чрезвычайно существует молекулярной биологии, наиболее полной характеристики организованной самореплицирующейся клетки. Число генов в геноме микоплазм (примерно 500) близко к минимальному набору самовоспроизводящейся клетки. Анализ полных геномов открывает перед нами тонкие детали устройства хромосомы. Например, выяснилось, что, большинство генов прокариот транскрибируется по направлению движения репликативной вилки. Кроме того, получила дальнейшее подтверждение гипотеза о возможности межвидового (горизонтального) переноса генов. Обнаруживаются новые факты, связанные не только с поиском и аннотированием ранее неизвестньгх генов, но и с различными перестройками хромосомы. В частности, при изучении порядка следования генов в разных организмах, пристальное выяснилось, изучение что порядок проблемы этот неконсервативен. Более данной показало, что на коротких расстояниях, как правило, порядок генов сохраняется, то есть более консервативным является ближний порядок генов, причем длина консервативных участков в большинстве случаев определяется размером оперона. Таким образом, геном представляет собой динамическую структуру, в которой происходит обмен частями, и единицей обмена чаще всего является оперон. При анализе границ консервативных участков было показано, что большинство этих перестроек связано с перемещениями мобильных элементов или является результатом гомологичной рекомбинации. Некоторые особенности строения генома остаются пока недоступны для понимания, поскольку непонятны механизмы их возникновения. В связи с этим возникают задачи, имеющие отношение не столько к структурному анализу генома, сколько к пониманию механизмов процессов, лежащих в основе формирования, поддержания и изменчивости этой структуры. На протяжении многих лет в нащей лаборатории изучали бактерию Mycoplasma gallisepticum. Интерес к представителю рода Mycoplasma связан с небольшим общим числом генов, что делает привлекательным использование микоплазм в качестве модели для изучения взаимосвязи генов на уровне экспрессии в целой клетке. При изучении Mycoplasma gallisepticum был обнаружен ряд особенностей в геномной организации. Было показано, что варианты штамма А5969 из разных коллекций могут значительно отличаться по размеру хромосомы. Кроме того, в геноме штамма А5969 была обнаружена особенность, а именно: число генов 16S рРНК уникальная (определенное по гибридизации) оказалось не равным числу генов 23S и 5S рРНК. Во всех исследованных до настоящего времени бактериях количество генов 16S, 23S и 5S одинаково. Дальнейшие исследования показали, что дополнительная копия 16S рРНК представляет собой не полноценный ген, а укороченную конию. Кроме того, два набора генов рРНК отличаются по организации: гены первого набора рибосомных Р1Ж собраны в «классический» для прокариот оперон с порядком генов 16S 23S 5S рРНК, во втором наборе ген 16S рРНК отделен от соседствующих генов 23S 5S рР1Ж на значительное расстояние. Все это говорит о том, что в процессе эволюции у М gallisepticum произошли крупные изменения в структуре хромосомы. Целью настоящей работы было изучение процессов, приводящих к крупным изменениям хромосомы. Для достижения этой цели анализировались перестройки генома М gallisepticum штамм А5969. В данной работе изучали структуру и организацию фрагментов ДНК, содержащих рибосомные РНК, и окружающие их участки, вовлеченные, но-видимому, в процессы, связанные с изменениями хромосомы. В связи с этим были поставлены следующие задачи: 1 картировать участки ДНК М. gallisepticum штамм А5969, содержащие расщепленный оперон рибосомных РНК и укороченный ген 16S рРЬЖ; 2 определить последовательность нуклеотидов этих участков, а также окружающих их областей хромосомы; 3 —изучить состав и расположение генов, а также особенности организации кластеров генов в картированных участках; 4 выяснить устройство длинного прямого повтора в М. gallisepticum штамм А5969.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Феоктистова, Евгения Сергеевна

7. ВЫВОДЫ

1. В геноме М. §аШ8ерНсит обнаружена перестройка, которая привела к расщеплению двух высококонсервативных локусов: одного из двух оперонов рибосомных РНК и кластера генов рибосомных белков Б10. В результате расщепления оперона рибосомных РНК ген 16Б рРНК отделился от генов 23858 рРНК. Гены т/А, гр/36, гря 13, гроА, гр1\1, отделившиеся от кластера 810, образовали новый кластер с генами ф,у16, гр1\9. Гены нового кластера составляют единый оперон.

2. В геноме штамма А5969 М. £а1ШерИсит обнаружен длинный прямой повтор, состоящий из двух одинаковых участков размером 15778 пар нуклеотидов (плечи повтора), разделенных 30-нуклеотидным спейсером. Спейсерный участок идентичен участку гена гр1К из кластера 810, расположенного в другом локусе генома. Каждое плечо содержит 15 полноценных рамок считывания. На конце каждого плеча расположен ген 168 рРНК, причем одно из них содержит полную кодирующую последовательность 168 рРНК, а другое заканчивается укороченным геном 168 рРНК.

3. Предложена модель, позволяющая объяснить расщепление оперона рРНК и кластера 810, а также модель возникновения длинного прямого повтора.

4. Определена организация кластера генов /ЛуА (тимидилат-синтетазы) в М. gallisepticum штамм А5969. Показано, что один из генов этого кластера кодирует составной полипептид — дигидрофолат-редуктазу-дезоксицитидилат-дезаминазу.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Феоктистова, Евгения Сергеевна, 2007 год

1. Борхсениус С.Н., Чернова O.A., Чернов В.М., Вонский М.С. Микоплазмы // Наука.-2002.-316с.

2. Razin S., Yogev D., Naot Y. Molecular Biology and Pathogenicity of Mycoplasmas // MMBR. 1998. - V. 62. - N. 4. - P. 1094-1156.

3. Neimark H.C., Lange C.S. Pulse-field electrophoresis indicates full-length mycoplasma chromosomes range widely in size // Nucleic Acids Res. 1990. -V. 18.-P. 5443-5448.

4. Mushegian A., Koonin E.V. A minimal gene set for cellular life derived by comparison of complete bacterial genomes // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1996. -V. 93.-P. 10268-10273.

5. Vasconcelos A.R., Ferreira H.B., Bizarro C.V., Bonatto S.L., Carvalho M.O., Pinto P.M., Almeida D.F., Almeida L.G.P., Almeida R., Alves-Filho L., Assun?ao

6. Himmelreich R., Plagens H., Hilbert H., Reiner B., Herrmann R. Comparative analysis of the genomes of the bacteria Mycoplasma pneumoniae and Mycoplasma genitalium II Nucleic Acids Research. 1997. - V. 25. - No. 4. - P. 701-712.

7. Marri P.R., Bannantine J.P., Golding G.B. Comparative genomics of metabolic pathways in Mycobacterium species: gene duplication, gene decay and lateral gene transfer // FEMS Microbiol Rev. 2006. - V. 30(6). - P. 906-25.

8. Conners S.B., Mongodin E.F., Johnson M.R., Montero C.I., Nelson K.E., Kelly R.M. Microbial biochemistry, physiology, and biotechnology of hyperthermophilic Thermotoga species // FEMS Microbiol Rev. 2006. - V. 30(6). - P. 872-905.

9. Gupta R.S., Griffiths E. Chlamydiae-specific proteins and indels: novel tools for studies // Trends Microbiol. 2006. - V. 13.

10. Koonin E.V. The origin of introns and their role in eukaryogenesis: a compromise solution to the introns-early versus introns-late debate? // Biol Direct. -2006.-V. 14.-P. 1-22.

11. Lozada-Chavez I., Janga S.C., Collado-Vides J. Bacterial regulatory networks are extremely flexible in evolution // Nucleic Acids Res. 2006. - V. 34(12). -P. 3434-45.

12. Chen B., Zhong D., Monteiro A. Comparative genomics and evolution of the HSP90 family of genes across all kingdoms of organisms // BMC Genomics. -2006.-V. 7(156).-P. 1-19.

13. Fraser C.M., Gocayne J.D., White O., Adams M.D., Clayton R.A., Fleischmann R.D., Bult C.J., Kerlavage A.R., Sutton G., Kelley J.M., Fritchman R.D., Weidman J.F., Small K.V., Sandusky M., Fuhrmann J., Nguyen D., Utterback T.R., Saudek

14. Minion F.C., Lefkowitz E.J., Madsen M.L., Cleary B.J., Swartzell S.M., Mahairas G.G. The genome sequence of Mycoplasma hyopneumoniae strain 232, the agent of swine mycoplasmosis // J Bacteriol. 2004. - V. 186(21). - P. 7123-7133.

15. Himmelreich R., Hilbert H., Plagens H., Pirkl E., Li B.C. Herrmann R. Complete sequence analysis of the genome of the bacterium Mycoplasma pneumoniae. II Nucleic Acids Res. 1996. - V. 24. - P. 4420-4449.

16. Rocha E.P., Blanchard A. Genomic repeats, genome plasticity and the dynamics of Mycoplasma evolution. // Nucleic Acids Res. 2002. - V. 30(9). - P.2031-42.

17. Jeffery N., Browning G.F., Noormohammadi A.H. Organization of the Mycoplasma synoviae WVU 1853T vlhA gene locus // Avian Pathol. -2006. -V. 35(1).- P. 53-57.

18. Allen J.L., Noormohammadi A.H., Browning G.F. The vlhA loci of Mycoplasma synoviae are confined to a restricted region of the genome. // Microbiology. -2005. -V. 151.-P. 935-40.

19. Chernov V.M., Gorshkov O.V., Chernova O.A., Baranova N.B., Akopian T.A., Trushin M.V. Variability of the Vaa cytoadhesin genes in clinical isolates of Mycoplasma hominis II New Microbiol. 2005. - V. 28(4). - P. 373-376.

20. Baseggio N., Glew M.D., Markham P.F., Whithear K.G., Browning G.F. Size and genomic location of the pMGA multigene family of Mycoplasma gallisepticum //Microbiology. 1996.-V. 142.-P. 1429-35.

21. Liu L., Payne D.M., van Santen V.L., Dybvig K., Panangala V.S. A protein (M9) associated with monoclonal antibody-mediated agglutination of Mycoplasma gallisepticum is a member of the pMGA family I I Infect Immun. 1998. -V. 66(11).-P. 5570-5.

22. Markham P.F., Glew M.D., Whithear K.G., Walker I.D. Molecular cloning of a member of the gene family that encodes pMGA, a hemagglutinin of Mycoplasma gallisepticum II Infect Immun. 1993. - V. 61(3). - P. 903-909.

23. Liu L., Panangala V.S., Dybvig K. Trinucleotide GAA repeats dictate pMGA gene expression in Mycoplasma gallisepticum by affecting spacing between flanking regions.//J. Bacterid.-2002.-V. 184(5).-P. 1335-1339.

24. Zheng J., Mcintosh M.A. Characterization of IS 1221 from Mycoplasma hyorhinis: expression of its putative transposase in Escherichia coli incorporates a ribosomal frameshift mechanism // Mol. Microbiol. 1995. - V. 16. - P. 669-685.

25. Frey J., Cheng X., Kuhnert P., Nicolet J. Identification and characterization of IS 1296 in Mycoplasma mycoides subsp. mycoides SC and presence in related mycoplasmas // Gene. 1995. - V. 160. - P. 95-100.

26. Calcutt M.J., Lewis M.S., Wise K.S. Molecular genetic analysis of ICEF, an integrative conjugal element that is present as a repetitive sequence in the chromosome of Mycoplasma fermentans PG18.1 I J.Bacteriol. 2002. - V. 184(24). -P. 6929-41.

27. Hochhut B., Waldor M. K. Site-specific integration of the conjugal Vibrio cholerae SXT element into prfC // Mol. Microbiol. 1999. - V. 32. - P. 99-110.

28. Glass J.I., Lefkowitz E.J., Glass J.S., Heiner C.R., Chen E.Y., Cassell G.H. The complete sequence of the mucosal pathogen Ureaplasma urealyticum II Nature. -2000. V. 407(6805). - P. 757-62.

29. Carvalho F.M., Fonseca M.M., De Medeiros S.B., Scortecci K.C., Blaha C.A.G., Agnez-Lima L.F. DNA repair in reduced genome: The mycoplasma model // Gene. -2005.-V. 360.-P. 111-119.

30. Hoeijmakers J.H. Genome maintenance mechanisms for preventing cancer // Nature. 2001. - V. 411. - P. 366-374.

31. Bidnenko V., Ehrlich S.D., Michel B. Replication fork collapse at replication terminator sequences // The EMBO Journal. 2002. - V. 21. - P. 3898-3907.

32. Cromie G.A., Connelly J.C., Leach D.R.F. Recombination at double-btrand breaks and DNA ends: conserved mechanisms from phage to humans // Molecular Cell. 2001. - V. 8. - P. 1163-1174.

33. Kuzminov A. Collapse and repair of replication forks in Escherichia coli // Mol Microbiol. 1995. - V. 16. - P. 373-384.

34. Kuzminov A. Single-strand interruptions in replicating chromosomes cause double-strand breaks // Proc Natl Acad Sci USA. 2001. - V. 98. - P. 8241-8246.

35. Seigneur M., Bidnenko V., Ehrlich S.D., Michel B. RuvAB acts at arrested replication forks // Cell. 1998. - V. 95. - P. 419-430.

36. Flores M.J., Bierne H., Ehrlich S.D. Michel B. Impairment of lagging strand synthesis triggers the formation of a RuvABC substrate at replication forks. // EMBO. -2001. V. 20. - P. 619-629.

37. Michel B. Replication fork arrest and DNA recombination // Trends Biochem Sci. 2000. - V. 25. - P. 173-178.

38. Michel B., Flores M.J., Viguera E., Grompone G., Seigneur M. Bidnenko V. Rescue of arrested replication forks by homologous recombination // Proc.Natl. Acad. Sci. USA.-2001.-V. 98.-P. 8181-8188.

39. Rothstein R., Michel B., Gangloff, S. Replication fork pausing and recombination or "gimme a break" // Genes Dev. 2000. - V. 14. - P. 1-10.

40. Michel B., Grompone G., Flores M.-J., Bidnenko V. Multiple pathways process stalled replication forks//PNAS.-2004.-V. 101(35).-P. 12783-12788.

41. Fiords M.J., Sanchez N., B. Michel. A fork-clearing role for UvrD // Molecular Microbiology. -2005. -V. 57(6). -P. 1664-1675.

42. Bowater R., Doherty A. J. Making ends meet: repairing breaks in bacterial DNA by non homologous end-joining // PLoS Genetics. 2006. - V. 2(2). - P. 00930099.

43. Pastwa E., Biasiak J. Non-homologous DNA end joining // Acta Biochim Pol. -2003.-V. 50(4).-P. 891-908.

44. Longhese M.P., Mantiero D., Clerici M. The cellular response to chromosome breakage // Molecular Microbiology. 2006. - V. 60(5). - P. 1099-1108.

45. Eisen J.A., Hanawalt P.C. A phylogenomic study of DNA repair genes, proteins, and processes // Mutat. Res. 1999. - V. 435. - P. 171- 213.

46. Fernandez S., Ayora S., Alonso J.C. Bacillus subtilis homologous recombination: genes and products // Res. Microbiol. 2000. - V. 151. - P. 481486.

47. Amundsen S.K., Smith G.R. Interchangeable parts of the Escherichia coli recombination machineiy // Cell. 2003. - V. 112. - P. 741-744.

48. Cox M.M. The nonmutagenic repair of broken replication forks via recombination // Mutat. Res. 2002. - V. 510. - P. 107-120.

49. Phillips R.J., Hickleton D.C., Boehmer P.E., Emmerson P.T. The RecB protein of Escherichia coli translocates along single-stranded DNA in the 3V to 5V direction: a proposed ratchet mechanism // Mol. Gen. Genet. 1997. - V. 254. -P. 319-329.

50. Ayora S., Carrasco B., Doncel E., Lurz R., Alonso J.C. Bacillus subtilis RecU protein cleaves Holliday junctions and anneals singlestranded DNA // Proc. Natl. Acad. Sei. U. S. A. 2004. - V. 101. - P. 452-457.

51. Dillingham M.S., Spies M., Kawalczykowski S.C. RecBCD enzyme is a bipolar DNA helicase // Nature. 2003. - V. 423. - P. 893-897.

52. O.Chow K.H., Courcelle J. RecO acts with RecF and RecR to protect and maintain replication forks blocked by UV-induced DNA damage in Escherichia coli II J. Biol. Chem. 2004. - V. 279. - P. 3492-3496.

53. Bork J.M., Cox M.M., Inman R.B. The RecOR proteins modulate RecA protein function at 5V ends of single-stranded DNA // EMBO J. 2001. - V. 20. - P. 73137322.

54. Labarere J., Barroso G. Lethal and mutation frequency responses of Spiroplasma citri cells to UV irradiation // Mutat. Res. 1989. - V. 210. - P. 135-141.

55. Schofield M.J., Hsieh P. DNA mismatch repair: molecular mechanisms and biological function // Annu. Rev. Microbiol. 2003. - V. 57. - P. 579-608.

56. Lindahl T. Keynote: past, present, and future aspects of base excision repair // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2001. - V. 68. - P. 17-30.

57. Wang D., Kreutzer D.A., Essigmann J.M. Mutagenicity and repair of oxidative DNA damage: insights from studies using defined lesions // Mutat. Res. 1998. -V. 400.-P. 99-115.

58. Kow Y.W. Repair of deaminated bases in DNA // Free Radic. Biol. Med. -2002.-V. 33.-P. 886-893.

59. Dillingham M.S., Soultanas P., Wiley P., Webb M.R., Wigley D.B. Defining the roles of individual residues in the single-stranded DNA binding site of PcrA helicase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2001. - V. 98. - P. 8381-8387.

60. Goodman M.F. Error-phone repair DNA polymerases in prokaryotes and eukaryote // Ann. Rev. Biochem. 2002. - V. 71. - P. 17-50.

61. KuninV., Ouzounis C. A. The balance of driving forces during genome evolution in prokaryotes //- Genome Res. 2003. - V. 13. - P. 1589-1594.

62. Slack A., Thornton P.C., Magner D.B., Rosenberg S.M., Hastings P.J. On the mechanism of gene amplification induced under stress in Escherichia coli. // PLoS Genetics. 2006. - V. 2(4). - P. 0385-0398.

63. Achaz G., Rocha E.P.C., Netter P., Coissac E. Origin and fate of repeats in bacteria //Nucleic Acids Research. 2002. - V. 30. - No. 13. - P. 2987-2994.

64. Kondrashov F.A., Rogozin I.B., Wolf Y.I., Koonin E.V. Selection in the evolution of gene duplications // Genome Biology. 2002. - V. 3(2). - P. 0008100089.

65. Rocha E.P.C, Cornet E., Michel B. Comparative and evolutionary analysis of the bacterial homologous recombination systems // PLoS Genet. 2005. - V. 1(2). -P. 0247-0259.

66. Bi X., Liu L.F. A replicational model for DNA recombination between direct repeats. // JMB. -1996. V. 256(5). - P. 849-58.

67. Lovett S.T. Encoded errors: mutations and rearrangements mediated by misalignment at repetitive DNA sequences // Molecular Microbiology. 2004. -V. 52(5).-P. 1243-1253.

68. Dianov G.L., Kuzminov A.V., Mazin A.V., Salganik R.I. Molecular mechanisms of deletion formation in Escherichia coli plasmids. I. Deletion formation medated by long direct repeats. // Mol Gen Genet. 1991. - V. 228. - P. 153-159.

69. Lovett S.T., Drapkin P.T., Sutera-Jr., V.A., Gluckman-Peskind T.J. A sister-strand exchange mechanism for reck-- independent deletion of repeated DNA sequences in Escherichia coli II Genetics. 1993. - V. 135. - P. 631-642.

70. Lovett S.T., Gluckman T.J., Simon P.J., Sutera- Jr.V.A., Drapkin P.T. Recombination between repeats in Escherichia coli by a recA- independent, proximity-sensitive mechanism // Mol Gen Genet. 1994. - V. 245. - P. 294-300.

71. Bi X., Liu L.F. rec^-independent and recAdependent intramolecular plasmid recombination. Differential homology requirement and distance effect // J Mol Biol. -1994.-V. 235.-P. 414-423.

72. Tillier E.R.M., Collins R.A. Genome rearrangement by replication-directed translocation // Nature genetics. 2000. - V. 26. - P. 195-197.

73. Eisen J.A., Heidelberg J.F., WhiteO., Salzberg S.L. Evidence for symmetric chromosomal inversions around the replication origin in bacteria // Genome Biol. -2000.-V. 1(6).-P. 00111-00119.

74. Sambrook J., Fritsch R.F., Maniatis T. Molecular cloning. A laboratory manual. Second edition. N.Y. Cold Spring Harbor Laboratory Press. - 1989.

75. Devereux J., Haeberli P., Smithies О. A comprehensive set of sequence analysis programs for the VAX //Nucl. Acids. Res. 1984. - V. 12. - P. 387-395.

76. Rost B. PHD: predicting one-dimensional protein structure by profile based neural networks // Methods Enzymol. 1996. - V. 266. - P. 525-539.

77. Bateman A., Birney E., Cerruti L., Durbin R., EtwillerL., Eddy S. R., GriffithsJones S., Howe K.L., Marshall M., Sonnhammer E.L.L. The Pfam Protein Families Database // Nucleic Acids Research. -2002. V. 30. - No. 1. - P. 276-280.

78. Bairoch A., Apweiler R. The SWISS-PROT protein sequence data bank and its supplement TrEMBL in 1999 // Nucleic Acids Research. 1999. - V. 27(1). - P. 4954.

79. Falquet L., Pagni M., Bucher Ph., Hulo N., Sigrist C.J.A., Hofmann K., Bairoch A. The PROSITE database, its status in 2002 // Nucleic Acids Research. 2002. -V. 30.-No. 1.

80. Razin S., Tully (eds.) Methods in Mycoplasmology // N.Y. Academic Press. -1983.-700 p.

81. Hayflick L. The tissue cultures and mycoplasmas // Tex. Rep. Biol. Med. -1965.-V. 23.-P. 285-303.

82. Cantor C.R. Smith C.L., Mathew M.K. Pulsed-field gel electrophoresis of very large DNA molecules. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 1988. - V. 17. -P. 287-304.

83. Скамров A.B., Бибилашвили Р.Ш. Идентификация штамма М. gallisepticum с помощью фингерпринтирования рестриктазных гидролизатов хромосомной ДНК // Мол. Биол. 1994. - Т. 28(6). - С. 1293-1298.

84. Hattori М., Sakai Y. Dideoxy sequencing method using denatured plasmid templates // Anal. Biochem. 1986. - V. 152. -P. 232-238.

85. Краев A.C. Простая схема клонирования в фаге М13 и секвенирования ДНК с терминаторами // Молекулярная биология. 1988. -Т. 22. - С. 11641196.

86. Скамров А.В, Бибилашвили Р.Ш. Физическая карта Mycoplasma gallisepticum штамм А5969 и определение положения на ней некоторых генов // Молекулярная биология. 1996. - Т. 30. - С. 585-594.

87. Skamrov A., Goldman М., Klasova J., Beabealashvilli R. // Mycoplasma gallisepticum 16S rRNA genes. // FEMS Microbial.Lett. 1995. - V. 128(3). -P. 321-325.

88. Scamrov,A., Beabealashvilli R. Mycoplasma gallisepticum strain S6 genome contains three regions hybridizing with 16 S rRNA and two regions hybridizing with 23 S and 5 S rRNA // FEBS Lett. 1991. - V. 291 (1). - P. 71-74.

89. Timofeeva A.V., Skiypina N.A. Background activity of reverse transcriptases // Biotechniques. -2001. V. 30. - P. 22-24.

90. Cordwell S., Basseal D., Pollack J., Humphery-Smith I. // Gene. 1997. -V. 195.-P. 113-120.

91. Jordan A., Aslund F., Pontis E., Reichard P., Holmgre, A. Characterization of Escherichia coli NrdH. A glutaredoxin-like protein with a thioredoxin-like activity profile // J. Biol. Chem. 1997. - V. 272. - P. 18044-18050.

92. Nordlund P., Eklund H. Structure and function of the Escherichia coli ribonucleotide reductase protein R2 //J. Mol. Biol. 1993. - V. 232. - P. 123-164.

93. Woese C.R., Maniloff J., Zablen L.B. Phylogenetic analysis of mycoplasmas // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1980 - V. 77. - P. 494-498.

94. Snel B., Bork P., Huynen M. Genome evolution: gene fusion versus gene fission // Trends Genet. 2000. - V. 16. - P. 9-11.

95. Galperin M., Koonin E., Who's your neighbor? New computational approaches for functional genomics // Nat. Biotechnol. 2000. - V. 18. - P. 609-613.

96. Cox K., Robertson D., Fites R. Mapping and expression of a Afunctional thymidilat synthase, dihydrofolate reductase gene from maize // Plant Mol. Biol. -1999.-V. 41.-P. 733-739.

97. Lathe W.C. Illrd, Snel B., Bork P. Gene context conservation of a higher order than operons // Trends. Biochem. Sci. 2000. - V. 25. - P. 474-479.

98. Che D., Li G., Mao F., Wu H., Xu Y. Detecting uber-operons in prokaryotic genomes// Nucleic Acids Research. 2006. - V. 34. - No. 8. - P. 2418-2427.

99. Gorton T.S., Goh M.S., Geary S.J. Physical mapping of the Mycoplasma gallisepticum S6 genome with localization of selected genes // J Bacteriol. 1995. -V. 177(1).-P. 259-63.