Особенности фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L. in vivo и in vitro тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Костина, Вера Михайловна

• Костина, Вера Михайловна
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Костина, Вера Михайловна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Фенольные соединения высших растений

1.1.1. Структура фенольных соединений.

1.1.2. Биосинтез фенольных соединений.

1.1.3. Функции фенольных соединений.

1.2. Образование и локализация фенольных соединений в тканях высших растений in vivo и in vitro

1.2.1. Образование фенольных соединений в растениях.

1.2.2. Культуры ш vitro и их способность к синтезу фенольных соединений.

1.2.3. Локализация фенольных соединений в клетках и тканях высших растений.

1.3. Рододендроны и их способность к синтезу фенольных соединений

1.3.1. Ботаническое описание растений рода Rhododendron L.

1.3.2. Образование фенольных соединений в растениях рода Rhododrendrou L.

1.3.3. Образование фенольных соединений в каллусных тканях и растениях-регенерантах рододендронов, культивируемых в условиях in vitro.

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.1. Объекты исследования

2.1.1. Растения рощу Rhododendron L.>.

2.1.2. Каллусные культуры рододендронов и условия их культивирования.

2.1.3. Растения-регенеранты рододендронов и условия их культивирования.

2.2. Методы исследования

2.2.1. Определение оводненности растительных тканей.

2.2.2. Определение содержания хлорофилла.

2.2.3. Определение содержания фенольных соединений.

2.2.4. Определение активности £-фепилаланинаммиак-лиазы.

2.2.5. Определение локализации фенольных соединений.

2.2.6. Определение состава фенольных соединений методом высокоэффективной жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии.

2.2.7. Статистическая обработка результатов.

ГЛАВА 3: РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ 3.1. Образование и локализация фенольных соединений в растениях рода Rhododendron L.

3.1.1. Морфология, рост и содержание хлорофилла в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

3.1.2. Образование фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

3.1.3. Активность L-фенилаланинаммиак-лиазы и ее изменение в процессе вегетации рододендронов.

3.1.4. Локализация фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

3.2. Каллусные культуры рододендронов и образование в них фенольных соединений

3.2.1. Морфофизиологические характеристики каллусных культур рододендронов.

3.2.2. Динамнка роста и образование фенольных соединений в каллусных культурах рододендронов.

3.2.3. Изменения в образовании фенольных соединений при культивировании каллусных культур рододендронов.

3.2.4. Активность L-фенилаланинаммиак-лиазы в каллусных культурах рододендронов и ее изменения в процессе культивирования.

3.2.5. Локализация фенольных соединений в каллусных культурах рододендронов.

3.3. Образование и локализация фенольных соединений в растениях-регенерантах рододендронов в условиях in vitro

3.3.1. Особенности роста микропобегов рододендронов и содержание в них хлорофилла.

3.3.2. Образование фенольных соединений в растениях-регенерантах рододендронов.

3.3.3. Активность £-фенилаланинаммиак-лиазы в микропобегах рододендронов.

3.3.4. Локализация фенольных соединений в микропобегах рододендронов.

3.4. Состав фенольного комплекса рододендронов in vivo и in vitro

3.4.1. Состав фенольного комплекса листьев рододендронов.

3.4.2. Состав фенольного комплекса растений-регенерантов рододендронов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L. in vivo и in vitro»

Фепольные соединения являются одними из ггаиболее распространенных в тканях высших растений представителями вторичного метаболизма. Они участвуют в основных процессах жизнедеятельности растительных клеток: фотосинтезе, дыхании, формировании клеточных стенок, а также защите от действия стрессовых факторов биотического и абиотического происхождения (Запрометов, 1993. 1996).

Наряду с этим, растительные полифенолы находят широкое практическое применение. Благодаря высокой биологической активности они успешно используются в пищевой и легкой промышленности, а также в медицине и фармакологии в качестве веществ, обладающих капилляроукрепляющей, нейрорегуляторной, биостатической, иммуномодулирующен и противоопухолевой активностью (Барабой,^ 1984; Куркин и др., 2003, 2004; Weinreb et al., 2008; Antonio, Druse, 2008).

В последнее время внимание исследователей обращено на растения рода Rhododendron L., характеризующиеся высокой способность к образованию вторичных веществ, главным образом, фенольной природы (Комисаренко и др., 1973; Дурмишидзе и др., 1981; Кемертелидзе и др., 2007). Наряду с их типичными представителями (кверцетином, мирицетином, оксибензойпой, оксикоричной и хлорогеновой кислотами), в тканях рододендронов были обнаружены редкие, специфичные продукты вторичного метаболизма, такие как дафнетоксип, таксифолин, родояпонин, маттеуцинол, азалеин, успешно используемые в терапии нейродегеративных и онкологических заболеваний (Белоусов, 1995; Кемертелидзе, 2007; Chosson et. al., 1998; Willcox et al., 2004; Prakash et al., 2007).

В литературе не раз сообщалось, что многие лекарственные растения в условиях in vitro сохраняют способность к синтезу вторичных веществ. В связи с этим большое практическое значение приобретает инициация из них каллусных культур, а также культур тканей и органов, как возможных источников биологически активных соединений (Zaprometov, 1989; Носов, 1991). Рядом авторов сообщалось о способности клеточных культур рододендронов к образованию терпеноидов и алкалоидов, однако сведения об их фенольном метаболизме практически отсутствуют.

В связи с этим целью настоящей работы являлось изучение особенностей фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L., а также инициированных из них каллусных культур и растений-регенерантов. Были поставлены следующие задачи:

1. Изучить особенности образования фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

2. Выяснить локализацию фенольных соединений в различных органах рододендронов и ее изменение в процессе вегетации.

3. Получить каллуспые культуры рододендронов и изучить особенности образования и локализации в них фенольных соединений.

4. Исследовать образование и локализацию фенольных соединений в растениях-регенерантах рододендронов, культивируемых in vitro.

5. Изучить состав фенольных соединений рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Костина, Вера Михайловна

выводы

1. Рододендроны относятся к фенолнакапливающим растениям, у которых в большинстве случаев содержание полифенолов выше в листьях однолетних побегов по сравнению со стеблями.

2. Характер накопления фенольных соединений в тканях однолетних побегов рододендронов меняется в процессе вегетации. Период активного роста и развития растений характеризуется высоким уровнем фенилпропаноидов и мономерных форм флаванов, тогда как завершающие этапы - накоплением флавонолов и проантоцианидинов.

3. Введение тканей рододендронов в культуру in vitro сопровождается значительным снижением способности каллусных культур к синтезу полифенолов, а уровень их накопления может определять жизнеспособность клеток.

4. Растепия-регенеранты, полученные методом клонального микроразмножения и культивируемые в условиях in vitro, сохраняют способность к синтезу полифенолов, постепенно увеличивающуюся в процессе культивирования.

5. В тканях интактных растений не отмечается взаимосвязь между активностью £-фенилаланинаммиак-лиазы и уровнем накопления фенольных соединений, тогда как в каллусных культурах и растениях-регенерантах она может служить критерием оценки их биосин ге гической способности.

6. В тканях рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов локализация фенольных соединений отмечается, преимущественно в эпидерме, зоне проводящих пучков, а также в специализированных секреторных структурах протодермального происхождения, таких как железистые и бахромчатые волоски, трихомы, железки.

7. Доминирующими компонентами фенольного комплекса листьев однолетних побегов рододендронов являются флавоноиды, представленные, главным образом, флавонол-гликозидами, а также моно-, ди- и тримерами проантоцианидинов. Введение в культуру in vitro сопровождается снижением доли флавоноидов в фенольном комплексе растений-регенерантов на фоне увеличения уровня фенилпропаноидов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Несмотря на значительное число публикаций, посвященных изучению метаболизма фенольных соединений и их роли в жизнедеятельности растительных клеток, до сих пор остается ряд вопросов, связанных с особенностями их образования и локализации in vivo и in vitro. В связи с этим удобным объектом исследования являются растения рода Rhododendron L., относящиеся к фенол накапливающим культурам, широко используемым в качестве фармакологически ценного сырья.

Первостепенной задачей являлось изучение динамики накопления полифенолов в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов в процессе вегетации. Было выяснено, что наибольшей биосиитетической способностью в отношении образования основных компонентов фенольного комплекса (флавонолы, флаваны, проантоцианидины) обладают листья. При этом период активного роста и развития растений (май-июль) характеризуется высоким уровнем фенилпропаноидов и мономерных форм флаванов, тогда как завершающие этапы (октябрь) — накоплением флавонолов и проантоцианидинов. Изменение баланса полифенолов может быть связано с их функциональной ролью в онтогенезе растений (Запрометов, 1996). Так, на ранних стадиях вегетационного периода они, как правило, выступают в качестве агентов защиты от неблагоприятного воздействия УФ-излучения, тогда как на завершающих этапах — могут выполнять структурную и энергетическую и криопротекторную функции (Запрометов, 1993, 1996; Chalker-Scott, 1990; Swiderski et al., 2004).

Следует отметить, что в тканях рододендронов высокий уровень накопления фенольных соединений не связан с активностью ключевого фермента их биосинтеза - /,-фенилаланинаммиак-лиазы. Определяющим фактором в данном случае может выступать как каталитический потенциал самого фермента, так и количество доступного £-фенилаланина - основного субстрата в биоситезе полифенолов (Сергейчик, 1987; Запрометов, 1993). Введение рододендронов в культуру in vitro сопровождается значительным снижением биоснтетической способности каллусных тканей к образованию фенольных соединений. Кроме того, уровень их накопления оказывает большое влияние на жизнеспособность клеток (Ванюшин и др., 2004; Загоскина и др., 20076). Так, длительное культивирование каллусов Rh. ledebourii приводило к значительному угнетению их роста и последующей гибели (к 27 пассажу), тогда как культура Rh. japonicum сохраняла свою жизнеспособность. Полученные данные позволяют предположить, что во втором случае, по-видимому, произошел отбор клеток с низкой способностью к синтезу полифенолов, что подтверждается и результатами биохимических исследований.

Растения-регенеранты, полученные методом клонального микроразмножепия и культивируемые в условиях in vitro, сохраняют способность к синтезу различных соединений фенольной природы, однако их содержание в большинстве случаев ниже, чем в тканях интактных растений. По мере роста накопление полифеполов увеличивается, что может быть следствием активации метаболических процессов, связанных с изменением уровня дифференциации, и более эффективным развитием растительных клеток и тканей (Бутенко, 1986, Запрометов, 1993, 1996).

Изучение активности L-фенилаланпнаммиак-лиазы в каллусных культурах и растениях-регеперантах показало, что в данном случае она может служить критерием оценки их способности к синтезу полифенолов, о чем сообщалось и другими авторами (Загоскина и др., 1990; Boudet 2000; Pina, Errea, 2008).

В тканях рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов локализация фенольных соединений отмечается, преимущественно в эпидерме, зоне проводящих пучков, а также в специализированных секреторных структурах протодермального происхождения, таких как железистые и бахромчатые волоски, трихомы, железки. Подобный характер распределения полифенолов обусловлен их участием в защите растений от неблагоприятных воздействий биотического и абиотического происхождения, о чем неоднократно сообщалось в литературе (Васильев, 1977; Белоусов и др., 2000; Casati, Walbon, 2003; Bidel et al., 2007).

Исследование состава фенольного комплекса листьев однолетних побегов рододендронов показало, что основными его компонентами являлись флавоноиды, представленные, главным образом, флавонол-гликозидами, а также моно-, ди- и тримерами проантоцианидинов. Наряду с широко распространенными полифенолами были обнаружены редкие видоспецифичные соединения, такие как таксифолин, дафнетоксин и др.

Введение в культуру in vitro сопровождалось снижением доли флавоноидов в фенольном комплексе растений-регенерантов на фоне увеличения уровня фенилпропаноидов. Кроме того, в ряде случаев отмечалось образование новых соединений, не характерных для итактных растений.

Таким образом, полученные данные свидетельствуют о существенных различиях в фенольном метаболизме растений рода Rhododendron L. in vivo и in vitro.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Костина, Вера Михайловна, 2009 год

1. Адрианоеа Ю. Е. Хлорофилл и продуктивность. М.: Наука. 2000.

2. Александрова М. С. Рододендроны природной флоры СССР. М. 1975. 112 с.

3. Александрова М. С. Рододендроны. М.: Фитоп. 2001. 191 с.

4. Барабой В. А. Растительные фенолы и здоровье человека. М.: Наука. 1984. 160 с.

5. Белоусов М. В. Фармакогностическое исследование растений семейства Вересковые флоры Сибири и Дальнего Востока // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к. фарм. п. Уфа. 1995. 26 с.

6. Белоусов И. В., Басова Е. В., Юсу бое М. С., Березовская Т. П., Покровский Л. М., Ткачев А. В. Эфирные масла некоторых видов рода Rhododendron L. // Химия растительного сырья. 2000. №3. С. 45-64

7. Блажей А., Шушый Л. Фенольные соединения растительного происхождения. М.: Мир. 1977. 150 с.

8. Бутенко Р. Г. Клеточные технологии для получения экономочески важных веществ растительного происхождения / Культура клеток растений и биотехнология. М.: Наука. 1986. С. 3

9. Ванюшин Б. Ф., Александрушкина Н. И., Замятина В. А. Фенольные соединения в системе регуляции апоптоза, клеточной дифференцировки, роста и развития растений // Сб. тез. VI Симпозиума по фенольным соединениям. М. 2004. С. 17-18

10. Волыиец А. П., Прохорчик Р. А. Ароматические соединения -продукты и регуляторы фотосинтеза. Минск: Наука и техника. 1983. 157 с.

11. Врищ Д. Л., Родионова Т. В. Особенности развития Rhododendron brachicarpum D. Don (Rh. fauriei Franch.) в природе и в условиях культуры // Вестник ДВО РАН. 2004. №4. С. 78-83

12. Гертнере Д. X. Физиолог! 1ческие особенности разного возраста вечнозеленых рододендронов // Автореф. дис. па соиск. уч. ст. к. б. н. Рига. 1974. 29 с.

13. Гончарик Н. И. Состав и содержание фенольных соединений в вегетативных и генеративных органах яровой пшеницы // Тез. док. VI симпозиума по фепольным соединениям. 2004. С. 24

14. Дубравина Г. А., Зайцева С. М., Загоскина Н. В. Изменения в образовании и локализации фенольных соединений при дифференциации тканей тисса ягодного и тисса канадского в условиях in vitro Н Физиология растений. 2005. Т. 52. №5. С. 755-762

15. Загоскина Н. В. Особенности метаболизма фенольных соединений гетеротрофных и фотомиксотрофных каллусных культур чайного растения (Camellia sinensis L.) // Автореф. дис. на сопск. уч. ст. д.б.н. Москва. 1997. 50 с.

16. Загоскина Н. В., Усик Т. В., Запрометов М. Н. Культура ткани чайного растения: активность L-фенилаланинаммиак-лиазы (ФАЛ), образование фенольных соединений и сезонная вариабильность // Физиология растений. 1990. Т. 37. №3. С. 511-517

17. Загоскина Н. В., Елкин В. В., Любавина О. В., Запрометов М. Н. Лигнин чайного растения и инициированных из него каллусных культур // Физиология растений. 1993. Т. 40. №3. С. 465-469

18. Загоскина Н. В., Фернандо С., Федосеева В. Г., Запрометов М. Н. К вопросу о способности диплоидных и полиплоидных сортов чайных растений к образованию фенольных соединений // Сельскохозяйственная биотехнология. 1994. №5. С. 117-119

19. Загоскина Н. В., Дубравииа Г. А., Запрметов М. Н. Особенности формирования хлоропластов и накопление фенольных слединений в фотомиксотрофных каллусных культурах чайного растения // Физиология растений. 2000. Т. 47. №4. С. 537-543

20. Загоскина Н. В., Дубравина Г. А., Алявина А. К., Гончарук Е. А. Влияние ультрафиолетовой радиации (УФ-Б) на образование и локализацию фенольных соединений в каллусных культурах чайного растения // Физиология растений. 2003. Т. 50. №2. С. 302-308

21. Загоскина Н. В., Олениченко Н. А., Чо/соу Ю., Живухина Е. А. Способность различных сортов пшеницы (Triticum aestivum L.) к образованию фенольных соединении // Прикладная биохимия и микробиология. 2005. Т. 41. №1. С. 113-116

22. Загоскина Н. В., Гончарук Е. А., Алявина А. К. Изменение в образовании фенольных соединений при действии кадмия накаллусные культуры, инициированные из различных органов чайного растения // Физиология растений. 2007а. Т. 54. №2. С. 267-274

23. Загоскина Н. В., Зайцева С. М., Александрова М. С. Изменение в образовании фенольных соединений при введении клеток тисса ягодного и тисса канадского в культуру in vitro II Биотехнология. 20076. №1. С. 29-34

24. Зайцева С. М. Образование и локализация фенольных соединений в растениях тисса (Taxus baccata L., Taxus cuspidate Marsh) и в инициированных из них каллусных культурах // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к.б.н. Москва. 2007. 22 с.

25. Запрометов М. И. Основы биохимии фенольных соединений. М.: Высшая школа. 1974. 214 с.

26. Запрометов М. Н. Фенольные соединения растений: биосинтез, превращения и функции // Новые направления в физиологии растений. М.: Наука. 1985. С. 143-162

27. Запрометов М. Н. Фенольные соединения растений и их биогенез. М.: ВИНИТИ. 1988. 188 с.

28. Запрометов М. Н. Фенольные соединения. М.: Наука. 1993. 271 с.

29. Запрометов М. Н. Фенольные соединения и их роль в жизни растений // LVI Тимирязевские чтения. М.: Наука. 1996. 45 с.

30. Запрометов М. II. Загоскина Н. В., Стрекова В. Ю., Субботина Г. А. Локализация пероксидазы и лигнина в тканях чайного растения и в полученных из них каллусных культурах // Физиология растений. 1982. Т. 29. №2. С. 302-310

31. Запрометов М Н., Загоскина Н. В. Еще об одном доказательстве участия хлоропластов в биосинтезе фенольных соединений // Физиология растений. 1987. Т. 34. В. 1. С. 165-172

32. Запрометов М. Н., Николаева Т. Н. Способность изолированных хлоропластов из листьев фасоли осуществлять биосинтез фенольных соединении // Физиология растений. 2003. Т. 50. №5. С. 699-702

33. Кемертелидзе Э. П., Шалашвили К. Г., Корсантия Б. М., Нижарадзе Н. О., Чипашвили Н. Ш. Фенольные соединения листьев Rhododendron ungernii и их терапевтическое действие // Химико-фармацевтический журнал. 2007. Т. 41. №1. С. 10-13

34. Комиссаренко Н. Ф., Левашов И. Г., Шнякина Т. П. Фенольные соединения Rhododendron dahuricum II Химия природ, соедин. 1973. №5. С. 665

35. Кондратович Р. Я. Рододендроны в Латвийской ССР. Рига: Зииатне. 1981.331 с.

36. Кондратович Р. Я. Биологические особенности рододендронов в Латвийской ССР // Автореф. дне. на соиск. уч. ст. д.б.н. Москва. 1982. 60 с.

37. Кумандина М. Н. Рододендрон даурский (Rh. dauricum L.) в Горном Алтае: анатомо-морфологические и эколого-физиологические аспекты // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к.б.н. Томск. 2002.

38. Кунах В. А. Изменчивость растительного генома в процессе дифференцировки и каллусообразования in vitro II Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 919-929

39. Куперман Ф. М. Морфология растений. М.:Наука. 1977. 180 с.

40. Куркин В. А. Фенилпропаноиды как биологически активные соединения и стандартные вещества растений // VI симпозиум по фенольным соединениям. Москва. 2004. С. 100

41. Куркин В. А., Акимова Н. Л., Авдеева Е. В., Еэ/сков В. Н. Иммунная система и иммунокорректоры. Самара: СамГМУ. 2003. 176 с.

42. Лобакова Е. С., Дубравина Г. А., Загоскина Н. В. Особенности образования фенольных соединений в апогеотропных корняхсаговниковых растений // Физиология растений. 2004. Т. 51. №4. С. 541-548

43. ЛотоваЛ. И. Морфология и анатомия всших растений. М.: Эдиториал УРСС. 2000. 526 с.

44. Лукнер М. Вторичный метаболизм у микроорганизмов, растений и животных. М.: Мир. 1979. 548 с.

45. Маракаев О. А., Смирнова Н. А., Загоскина Н. В. Техногенный стресс и его влияние на древесные растения // Экология. 2006. Т. 37. С. 373-377

46. Маргиа У. В. Взаимосвязь биосинтеза флавоноидов с первичным метаболизмом растений. М.: ВИНИТИ. 1990. 175 с.

47. Мокроносов А. Т. Онтогенетический аспект фотсинтеза. М.: Наука. 1981. 250 с.

48. Мокроносов А. Т., Гаврилеико В, Ф., Жигалова Т. В. Фотосинтез. Физиолого-экологические и биохимические аспекты. М.: Академия. 2006. 446 с.

49. Носов А. М. Регуляция синтеза вторичных соединений в культуре клеток растений // Биология культивируемых клеток и биотехнология растений // Под ред. Р. Г. Бутенко. М.: Наука. 1991. С. 5-12

50. Оленине!iko Н. А., Загоскина Н. В. Ответная реакция озимой пшеницы на действие низких температур: образование фенольных соединений и активность L-фенилаланинаммиак-лпазы // Прикладная биохимия и микробиология. 2005. Т. 41. №6. С. 681-685

51. Оразова М. X., Соловченко А. Е., Лобакова Е. С. Влияние фенольных соединений саговников на развитие микромицетов // Тез. док. VI симпозиума по фенольным соединениям. 2004. С. 64

52. Пачулия К. Г. Биологические и анатомо-морфологические особенности некоторых интрдуцированных и дикорастущих рододендронов Абхазии // Авгореф. дис. на сонск. уч. ст. к.б.н. Сухуми. 1960. 23 с.

53. Плотников М. Б., Тюкавкина Н. А., Плотникова Т. М. Лекарственные препараты па основе диквертина. Томск: изд-во Томск. Ун-та. 2005. 228 с.

54. Полякова Л. В., Ершова Э. А. Изменчивость фенольных соединений у некоторых травянистых и древесных растений от межпопуляционного до внутрииндивидуалыюго (эндогенного) уровня // Химия растительного сырья. 2000. №1. С. 121-129

55. Приступа Н. А., Петрова Р. К., Шаламберидзе Т. X. Гистохимическое выявление полифенолов в растительном материале // Цитология. 1970. Т. 42. С. 403-408

56. Семенюк Н. Б. Эколого-биологические особенности рододендрона Ледебура и перспективы введения его в культуру Западной Сибири // Автореф. дис. на соиск. уч.ст. к.б.н. Томск. 1982.

57. Сергейчик А. А. Фенилаланпнаммиак-лиаза и фенилпропаноидный метаболизм // Физиология и биохимия культ. Раст. 1987. Т. 19. №3. С. 211-220

58. Серегин И. ВИванов В. Б. Физиологические аспекты токсического действия кадмия и свинца на высшие растения // Физиология растений. 2001. Т. 48. С. 606-630

59. Собчак Р. О., Григорьев Ю.С. Биоиндикационное значение флуоресценции хлорофилла некоторых древесно-кустарниковых растений в зимний период // Сибирский экологический журнал. 2007. Т. 14. № 1.С. 53-60

60. Соловченко А. Е., Мерзляк М. Н. Экранирование видимого и УФ излучения как механизм фотозащиты у растений // Физиология растений. 2008. Т.55. №6. С. 803-822

61. Стасова В. В., Полякова Г. Г., Шеин ИВ., Пашенова И. В. Лигнификация флоэмы ствола сосны обыкновенной при формированиизащитной реакции на поранен не и грибную инфекцию // Тез. док. VI симпозиума по фенольным соединениям. 2004. С. 86

62. Стрекова В. Ю., Субботина Г. А. О возможных причинах нарушения процесса лигнификации в культуре тканей чайного растения // Физиология растений. 1980. Т. 25. Вып. 6. С. 1192

63. Субботина Г. А. Способ фиксации растительных тканей с высоким содержанием фенольных соединений // Сельскохозяйственная биология. 1997. №5. С. 117-119

64. Тахтаджан А. П. Основы эволюционной морфологии покрытосеменных. М.: JI. 1964. 263 с.

65. Фуксман И. Л., Новицкая Л. Л., Рощин В. И. Фенольные соединения хвойных в условиях стресса // Тез. док. VI симпозиума по фенольным соединениям. 2004. С. 91

66. Чиков В. PI. Эволюция представлений о связи фотосинтеза с продуктивностью растений // Физиология растений. 2008. Т. 55. №1. С. 140-154

67. Чередниченко М. Ю. Трансформация картофеля и табака генами дефензинов и ингибитора протеиназ BW-la. // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к.б.н. Москва. 2006.

68. Шлык А. А. Определение хлорофиллов и каротиноидов в экстрактах в экстрактах зеленых листьев // Биохимические методы в физиологии растений. М.: Наука. 1971. С. 154

69. Шипилова С. В., Запрометов М. Н. Фенилаланинаммиак-лиаза и образование катехинов в чайном растении // Физиология растений. 1977. Т. 24. №4. С. 803-809

70. Эсау К. Анатомия растений. М. 1970. 564 с.

71. Abdul Jaleel С., Lakshmanan G., Gomathinayagam M., Panneerselvam R. Triadimefon induced salt stress tolerance in Withania somnifera and itsrelationship to antioxidant defense system // South African J. Bot. 2008. V. 74.1. 1. P. 126-132

72. Almeida R., Goncalves S., Romano A. In vitro micropropagation of endangered Rhododendron ponticum L. subsp baeticum (Boissier and Reuter) Handel-Mazzetti // Biodiver. Conserv. 2005. V. 14. I. 5. P. 10591069

73. Anderson W. C. A revised tissue culture medium for shoot multiplication of rhododendron // J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1984. V. 109. P. 343-347

74. Antonio A. M., Druse M. J. Antioxidants prevent ethanol-associated apoptosis in fetal rhombencephalic neurons // Brain Research. 2008. V. 1204. P. 16-23

75. Bieza K., Lois R. An Arabidopsis mutant tolerant to lethal ultraviolet-B levels shows constitutively elevated accumulation of flavonoids and other phenolics // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 1105-1115

76. Blokhina O., Virolainen E., Fagerstedt K. Antioxidants, oxydative damage and oxygen deprivation stress: a review // An. Bot. 2003. V. 91. P. 179-194

77. Boerjan IV., Ralph J., Baucher M. Lignin biosynthesis // Annu. Rev. Plant Biol. 2003. V. 54. P. 519-546

78. Boudet A. Lignins and lignification: Selected issues // Plant Physiol. Biochem. 2000. V. 38. P. 81-96

79. Brisson L., Vacha W., Ibrahim R. Localization of partially methylated flavonol glucosides in Chrysosplenium americanum. II. Immunofluorescence // Plant Science. 1986. V. 44.1. 3. P. 175-181

80. Camm E., Towers G. Phenylalanine Ammonia lyase // Phytochem. 1973. V. 12. P. 961-973

81. Casati P., Walbon V. Gene expression profiling in response to ultraviolet radiation in maiz genotypes with varying flavonoid content // Plant Physiol. 2003. V. 132. 1. 4. P. 1739-1754

82. Cao YH, Chu ОС, Ye JN. Chromatographic and electrophoretic methods for pharmaceutically active compounds in Rhododendron dauricum II J. Chromat. B-anal. Tech. Biomed. Life Sci. 2004. V. 812. P. 231-240*

83. Chalker-Scott L. Relationship between endogenous phenolic compounds of Rhododendron tissue and cold hardiness development // Diss. Abs. Int. 1990. V. 50.1. 5. P. 17-23

84. Chalker-Scott L. Enviromental significance of anocyanins in plant stress responses//Phytochcm. Phytobiol. 1999. V. 70.1. 1. P. 1-9

85. Chitra D., Padamaja G. Shoot regeneration via direct organogenesis from in vitro derived leaves of mulberry using thidiazuron and 6-benzylaminopurine // Scien. Hort. 2005. V. 106.1. 4. P. 593-602

86. Chosson E., Chaboud A., Cliulia A., Raynaud J. A phloracetophenone glucoside from Rhododendron ferrugineum II Phytochem. 1998. V. 47. I. 1. P. 87-88

87. Das В., Padma S., Srinivas K., Yadav J. Lignans, biflavones and taxoids from Himalayan Taxus baccata II Phytochem. 1995. V. 38.1. 3. P. 715-717

88. Deluc L., Barrieu F. Characterization of a grapevine R2R3-MYB transcription factor that regulates the phenylpropanoid pathway // Plant Physiol. Prev. 2006. V. 140. P. 499-511

89. Dixit V., Pandey V., Shyam R. Differential antioxidative responses to cadmium in roots and leaves of pea (Pisum sativum L. cv. Azad.) // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 1101-1109

90. Dixon R., Xie D., Sharma S. Proanthocyanidins a final frontier in flavonoid research? //New Phytologist. 2005. V. 165. P. 9-28

91. Droebner K., Ehrhardt C, Poetter A. , Ludwig S. and Planz O. CYSTUS052, a polyphenol-rich plant extract, exerts anti-influenza virus activity in mice // Antiviral Research. 2007. V. 76, I. LP. 1-10

92. Edwards R., Dixon D., Walbot V. Plant glutathione S-transferases ezymes with multiple function in sickness and in health // Trends in Plant Science. 2000. V. 5. P. 193-198

93. Evans D., Knigths В., Math V., Ritchie A. /?-diketones in Rhododendron waxes // Phytochem. 1975. V. 14. Г. 11. P. 2447-2451

94. Fan C., Zhao IV, Ding В., Oin G. Constituents from the leaves of Rhododendron latoiicheae II Fitoterapia. 2001. V. 72. Г. 4. P. 449-452

95. Ferguson L. Role of plant polyphenols in genomic stability // Mut. Research. 2001. V. 475. I. 1-2. P. 89-111

96. Ferreira R., Fornazier R., Vitoria A. Changes in antioxidant enzyme activities in soybean under cadmium stress // J. Plant Nutr. 2002. V. 25. P. 327-342

97. Gaetke L., Chow C. Copper toxicity, oxidative stress, and antioxidant nutrients//Toxicology. 2003. V. 189. I. 1-2. P. 147-163

98. Gage Т., Wendei S. Quantitative determination of certain flavonol-3-glycosides//Analit. Chem. 1950. V. 22. P. 708-711

99. Galis /., Kakiuchi Y., Simek P., Wabiko H. Agrobacterium tumefaciens AK-6b gene modulates phenolic compound metabolism in tobacco // Phytochem. 2004. V. 65,1. 2. P. 169-179

100. Gross G. Hydrolysable tannins // Method in plant biochemistry / Eds. Dey P., Harborne J. 1993. V. 9. P. 25-43

101. Grzegorczyk /., Matkowski A., Wysokinska II. Antioxidant activiti of extract from in vitro cultures of Salvia officinalis L. // Food Chem. 2007. V. 104.1. 2. P. 536-541

102. Hano C., Addi M. Differential accumulation of monolignol-derived compounds in elicited flax (Linum usitatissimum) cell suspension cultures // Planta. 2006. V. 223. I. 5. P. 975-989

103. Harborne J., Williams C. Leaf survey of flavonoids and simple phenols in the genus Rhododendron II Phytochem. 1971. V. 10. I. 11. P. 2727-2744

104. Harborne J. Plant phenolics // Secondary plant prodacts / Eds. Bell E. A., Charlwood В. V. Berline, Heidelberg, New York. Springer-Verlag. 1980. P. 329-402

105. Harborne J. Arsenal for survival — secondary plant products // Taxon. 2000. V. 49. I. 3. P. 435-449

106. Harris G., Antoine V., Chan M., Nevidomskyte D., Koniger M. Sesonal changes in photosynthesis, protein composition and mineral content in Rhododendron leaves // Plant Science. 2006. V. 170. I. 2. P. 314-325

107. Herrman K. The sikimate pathway: early steps in biosynthesis of aromatic compounds 11 The Plant Cell. 1995. V. 7. P. 907-919

108. Ho LK., Li WN. Quercetin 5,4'-dimetil ether from Rhododendron ellipticum II Phytochem. 1995. V. 39.1. 2. P. 463-464

109. Hoff A. Zur Behaarung und Systematik der Gattung Rhododendron. Bremen: DRG Jahrbuch. 1953. S. 42-55

110. Janas К., Cvikrova M., Palagiewicz A., Eder J. Alteration in phenylpropanoid content in soybean roots at low temperature // Plant Science. 2002. V. 163. I. 2. P. 369-373

111. Kandasamy D., Prasad N. Colonization by Rhizobia of the seed and roots of legumes in relation to exudation of phenolics // Soil Biol. Biochem. 1979. V. И. 1. 1. P. 73-75

112. Katoh Т., Tasuya M., Kagamimiri S., Kozuka H., Kawano S. Effects of air pollution on tannin biosynthesis and predation damage in Cryptomeria japonicum II Phytochem. 1989. V. 28. P. 439-445

113. Keinanen M., Julkunen-Tiitto R. High-performance liquid chromatographic determination of flavonoids in Betula pendida and Betula pubescens leaves // J. Chromatography A. 1998. V. 793.1. 2. P. 370-377

114. Kitamura S., Shikazono N., Tanaka A. TRANSPARENT TESTA 19 in involved in the accumulation of both anthocyanidins and proanthocyanidins in Arabidopsis // Plant Journal. 2004. V. 37. P. 104-114

115. Klocke J., Ни MY., Chiu SF., Kubo I. Grayanoid diteipene from Rhododendron moUell Phytochem. 1991. V. 30.1. 6. P. 1797-1800

116. Knaggs A. The biosynthesis of sikimate metabolism // Nat. Prod. Rep. 2003.V. 20. P. 119-136

117. Kawamura F., Ohira Т., Kikuchi Y. Constituents from the roots of Taxus cuspidate II J. Wood Science. 2004. V. 50.1. 6. P. 548-551

118. Khan R., Shawl A., Tantray M., A/am M. New coumarin glycosides from Rhododendron iepidotum II Fitoterapia. 2008. V. 79.1. 3. P. 232-233

119. Ksouri R., Megdiche W., Debez A., Falleh H., Grignon C., Abdelly C. Salinity effects on polyphenol content and antioxidant activities in leaves ofthe halophyte Cakile maritime // Plant Phys. Biochem. 2007. V. 45,1. 3-4. P. 244-249

120. Li Z., Asfenito M., Rea P., Walbot V., Dixon R. Vacuolar uptake of the phytoalexin medicarpin by the glutathione conjugate pump 11 Phytocem. 1997. V. 45. P. 689-693

121. Lin L., Kuo Y., Chou C. Immunomodulatory proanthocyanidins from Ecdysanthera utilis II J. Natur. Prod. 2002. V. 65. P. 505-508

122. Longo L., Scardino A., Vasapollo G., Blanco F. Anthocyanins from Eugenia myrtifolia Sims. II Innov. Food Science and Emerg. Technol. 2007. V. 8.1. 3. P. 329-332

123. Mansfield J., Curus P., Zak D., Pregitzer K. Genotypic variation for condensed tannin production in trembling aspen (Populus tremuloides, Salicaceae) under elevated C02 and in high- and low-fertility soil // Amer. J. Bot. 1999. V. 86. P. 1154-1159

124. Maries M., Ray //., Gruber M. New perspectives on proanthocyanidin biochemistry and molecular regulation // Phytochem. 2003. V. 64. P. 367383

125. Molgaard P., Ravn H Evolutionary aspects of caffeoyl ester distribution in dicotyledons // Phytochem. 1988. V. 27.1. 8. P. 2411-2421

126. Moreno P., Heijden R. Elicitor-metiated induction of isochrismate synthase and accumulation of 2,3-dihydroxy benzoic acid in Catharanthus roseum cell suspension and shoot cultures // Plant Cell Resp. 1994. V. 14. I. 1-2. P. 188-191

127. Muller L., Goodman C., Silady R., Walbot V. AN-9, a petunia glutation S-transferase required for anthocyanin sequestration, is a flavonoid-bindhig protein // Plant Physiol. 2000. V. 123. P. 1561-1570

128. Oh son L., Veit M., Weissenbock G., Bornman J. Differential flavonoid response to enhanced UV-B radiation in Brassica napus II Phytochem. 1998. V. 49.1. 4. P. 1021-1028

129. Ossipov V., Salminen ./., Ossipova S., Haukioja E., Pihlaja K. Gallic acid and hydrolysable tannins are formed in birch leaves from an intermediate compound of the shikimate pathway // Biochem. Syst. Ecol. 2003. V. 31. I. 1. P. 3-16

130. Pellati F., Benvenuti S., Margo L., Melegari M., Soragni F. Analysis of phenolic compounds and radical scavenging activity of Echinacea spp. // J. Pharmac. Biomed. An. 2004. V. 35,1. 2. P. 289-301

131. Philips D. Flavonoids: plant signals to soil microbes // Phenolic metabolism in plant. N.Y.: Plenum press. 1992. P. 201-231

132. Pina AErrea P. Differential induction of phenylalanine ammonia-lyase gene expression in response to in vitro callus unions Primus spp. // J. Plant Physiol. 2008. V. 165. I. 5. P. 705-714

133. Рора V., Dumitru M., Volf L, Anghel N. Lignin and polyphenol as allelochemicals // Ind. Crop Prod. 2008. V. 27. I. 2. P. 144-149

134. Pourcel L. Routaboul J-M., Cheynier V., Lepiniec L., Debeaujon I. Flavonoid oxidation in plants: from biochemical properties to physiological functions 11 Trends Plant Sci. 2007. V. 12.1. I. P. 29-36

135. Prakash D., Upadhyay G., Singh В., Dhakarey R., Kumar S., Singh K. Free-radical scavenging activities of Himalayan rhododendrons // Cur. Science. 2007. V. 92. P. 526-531.

136. Ramassamy C. Emerging role of polyphenolic compounds in the treatment of neurodegenerative diseases: A review of their intracellular targets // Eur. J. Pharmacol. 2006. V. 545.1. 1. P. 51-64

137. Ravanel P., Tissut M., Douce R. Uncoupling activities of chalcones and dihydrochalcones on isolation mitochondria from potato tubers and bean hypocotyls // Phytochem. 1982. V. 21. P. 28-45

138. Riihinen K., Jaakola Kdrenlampi S., Hohtola A. Organ-specific distribution of phenolic compounds in bilberry (Vaccinium myrtUlus) and 'north blue' blueberry (Vaccinium corymbosum x V. angustifolium) // Food Chem. 2008. V. 1 10. I. 1. P. 156-160

139. Riseman A., Clieniiareddy S. Genotypic variation in the micropropagation of Sri Lankan Exacum hybrids // J. Amer. Soc. Horticul. Science. 2004. V. 129. I. 5. P. 698-703

140. Robberecht R., Caldwell M. Protective mechanism and acclimation to solar ultiaviolet-B radiation in Oenotheria stricta // Plant Cell Environ. 1983. V. 6. P. 477

141. Rodrigues L., Oliveira J. Hystology of embryogenic responses in soybean anther culture // Plant cell, tissue and organ culture. 2005. V. 80. I. 5. P. 129-137

142. Salminen J., Ossipov V., Loponen J., Haukioja E., Pihlaja K. Characterization of hydrolysable tannins from leaves Betula pubescens by means of high-performance liquid chromatography — mass spectrometry // J. Chrom. 1999. V. 564. P. 283-291

143. Samecka-Cymerman A., Kempers A. Bioindication of heavy metals in town Wrolcaw (Poland) with evergreen plants // Atmos. Enviromental. 1999. V. 33.1. 3. P. 419-430

144. Sandalio L., Dalurzo N., Gomez M. Cadmium-induced changes in growth and oxidative metabolism of Pea plants // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 2115-2126

145. Santos-Gomes P., Seabra R., Andrade P., Fernandes-Ferreira M. Determination of phenolic antioxidant compounds produced by calli and cellsuspension of sage {Salvia officinalis L.) // J. Plant Physiol. 2003. V. 160. I. 9. P. 1025-1032

146. Sasaki Y., Imanishi H„ Ohta Т. // Agr. and Biol. Chem. 1988. V. 52. P. 2423-2428

147. Saslowsky D., Warek U., Winkel B. Nucelar localization of flavonoid enzymes in Arabidopsis /I J. Biol. Chem. 2005. V. 280. I. 25. P. 2373523740

148. Scalbevt A., Monties В., Favre JM. Polifenols of Quercus robus: Adult tree and in vitro grown calli and shoots // Phytochem. 1988. V. 27. I.11. P. 3483-3488

149. Scalbert A. Antimicrobial properties of tannins // Phytochemistry. 1991. V. 30. P. 3875-3883

150. Sclmiid P. Bartschcrer H., Feucht W. Ultrastructural localization of polyphenols in the sieve tubes of Prunus avium L. by ferric chloride // Scien. Horticul. 1984. V. 22. 1. 1-2. P. 105-111

151. Schofield P., Mabugua D,, Pell A. Analysis of condensed tannins: a review // An. Feed Science and Technol. 2001. V. 91. P. 21-40

152. Sengupta G., Palit P. Characterization of lignified secondary phloem fiber-deficient mutant of jute {Corchorus capsularis) // Ann. Bot. 2004. V. 93.1. 2. P. 211-220

153. Shirley B. Flavonoid biosynthesis: "new" function for an "old" pathway // Tr. Plant Science. 1996. V. 1. P. 377-382

154. Soukupova J., Cvikrova M, Albrechtova J., Rock В., Eder J. Histochemical and biochemical approaches to the study of phenoliccompounds and peroxidases in needles of Norway spruce (Picea abies) // New Phytol. 2000. V. 146. P. 403-414

155. Spencer P., Towers G. Specificity of signal compounds detected by Agrobacterium tumefaciens II Phytochem. 1988. V. 27.1. 9. P. 2781-2785

156. Stafford H. Proanthocyanidins and the lignin connection // Phytochem. 1988. V. 27. P. 1-6

157. Stafford H. Pathway to proanthocyanidins (condensed tannins), flavan-3-ols and unsubstituted flavans // Flavonoid metabolism / Eds. Boca Raton. USA: CRC Press. 1990. P. 63-99

158. Stafford A. Natural products and metabolites from plants and tissue cultures // Plant cell and tissue culture / Eds. Stafford A., Warren G., Milton K. Open Univ. Press. 1991. P. 124-162

159. Strack D., Mock H. Hydroxycinnamic acids and lignins // Methods in plant biochemistry / Eds. Dey P., Harborne J. 1993. V. 9. P. 45-97

160. Swaroop A., Gupta A., Sinha A. Simulation determination of quercetin, rutin and coumaric acid in flowers of Rhododendron arboretum by HPTLC // Chromatographia. 2005. V. 62. I. 11-12. P. 649-652

161. Swiderski A., Muras P., Koloczek H. Flavonoid composition in frost-resistant Rhododendron cultivar grown in Poland // Sci. Hort. 2004. V. 100. I. 1-4. P. 139-151

162. Tadhani M, Pate/ V., Subhash R. In vitro antioxidant activities of Stevia rebaudiana leaves and callus // J. Food Compos. Analysis. 2007. V. 20.1. 3-4. P. 323-329

163. Takahashi H., Hirata S., Minami H., Fukuyama Y. Triterpene and flavanon glycoside from Rhododendron simsii II Phytochem. 2001. V. 56. I. 8. P. 875-879

164. Tanner G., Francki K., Abrahams S., Watson J., Larkin P., Ashton A. Proanthocyanidins biosynthesis in plant // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 31647-31656

165. Tomsone S., Gertnere D. In vitro shoot regeneration from flower and leaf explants in Rhododendron 11 Biol. Plantarum. 2003. V. 46. I. 3. P. 463465

166. Valero-Aracama C., Zobayed S., Roy S., Kubota C., Kozai T. Photoautotrophic micropropagation of Rhododendron 11 Press in Biotechnol. 2001. V. 18. P. 385-390

167. Van Веек T. Chemical analysis of Ginkgo biloba leaves and extracts //J. Chromatography A. 2002. V. 967,1. 1. P. 21-55

168. Weinreb O., Amit Т., Youdim M. The application of proteomics for studying the neurorescue activity of the polyphenol (-)-epigallocatechin-3-gallate //Arch. Biochem. Biophys. 2008. V. 476.1. 2. P. 152-160

169. Willcox J., Ash S., Catignani G. Antioxidants and prevention of chronic disease // Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2004. V. 44. P. 275-298

170. Wright C., Coleman D. Responses of soil microbial biomass, nematode tropic group, N-mineralization and litter decomposition to disturbance event in the southern Appalachians // Soil Biol. Biochem. 2002. V. 27. LLP. 79-84

171. Winkel-Shirley B. Evidence for enzyme complex in the phenylpropanoid and flavonoid pathways // Phys. Plantarum. 1999. V. 107. P. 142-149

172. Winkel-Shirley В. Flavonoid biosynthesis. A colorful model for genetics, biochemistry, cell biology and biotechnology // Plant Physiology. 2001. V. 126. P. 485-493

173. Yang S., Fang Y., Chend Y. Lignans, flavonoids and phenolic derivaties from Taxus mairei // J. Chen. Chem. Soc. 1999. V. 46. P. 811-818

174. Yanqun Z., Yuan L., Schvartz C, Langlade L., Fan L. Accumulation of Pb, Cd, Cu and Zn in plants and hyperaccumulator chois in lanping lead-zing mine area, China // Enviromental. Int. 2004. V. 30.1. 4. P. 567-576

175. Zaprometov M, The formation of phenolic compounds in plant cell and tissue cultures and the possibility of its regulation // Adv. Cell Cult. 1989. V. 7. P. 201-260

176. Zhang Y., Xiao H. Antagonistic effect of cadmium-induced chromosomal aberration and micronuclei in root cell of Hordeum vulgare // Mutant. Res. 1998. V. 420. P. 1-6

177. Zhao H., Zou O. Protective effects of exogenous antioxidants and phenolic compounds on photosynthesis of' wheat leaves under high irradiance and oxidative stress // Photosynthetica. 2002. V. 40. I. 4. P. 523527

178. Zhao P., Тапака Т., Hirabayashi К., Zhang YJ., Yang CR., Kouno I. Caffeoyl arbutin and related compounds from the buds of Vaccinium dunalianum II Phytochem. 2008. V. 69.1. 18. P. 3087-3094

179. Zobel A., Kuras M. Cytoplasmic and apoplastic location of phenolic compounds in the covering tissue of the Brassica napus radicle between embryogenesis and germination // Ann. Bot. 1989. V. 64.1. 2. P. 149-157