Определение морфологии и химического состава биологических тканей и клеток методами времяпролетной масс-спектрометрии вторичных ионов (TOF-SIMS): TOF-SIMS тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 01.04.17, кандидат наук Гулин, Александр Андреевич

• Гулин, Александр Андреевич
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Гулин, Александр Андреевич

Оглавление

Оглавление

Введение

Глава 1. Литературный обзор

1.1. Физические основы метода. Ионизация

1.1.1. Каскад соударений

1.1.2. Кластерные ионные источники

1.1.3. Матричный эффект

1.2. Устройство TOF-SIMS масс-спектрометра

1.2.1. Источник первичных ионов

1.2.2. Настройка параметров ионной пушки

1.2.3. Времяпролетный масс-анализатор

1.2.4. Компенсация заряда

1.2.5. Профилирование по глубине

1.3. Получение и обработка ионных изображений

1.3.1. Инструментальная реализация

1.3.2. Статический предел SIMS

1.3.3. Пространственное разрешение и время анализа

1.4. Возможности метода при анализе различных классов органических соединений

1.5. Сравнение TOF-SIMS с другими методами масс-спектрометрии

1.5. Приготовление образцов

1.5.1. Криофиксация

1.5.2. Лиофилизация

1.5.3. Замораживание-травление

1.5.4. Анализ в замороженном состоянии

1.5.5. Замораживание-скалывание

1.5.6. Сравнение различных методов

1.6. Анализ модельных систем

1.7. Анализ тканей

1.8. Анализ бактерий и их сообществ

1.9. Анализ культур клеток

1.10. Усиление выхода вторичных ионов

1.10.1. Постионизация

1.10.2. Нанесение матрицы

1.10.3. Напыление металлов

1.10.4. Нанесение наночастиц

Глава 2. Экспериментальные методы

2.1. Времяпролетная масс-спектрометрия вторичных ионов

2.1.1. Жидкометаллическая ионная пушка

2.1.2. Дополнительная пушка для травления

2.1.3. Электронная пушка

2.1.4. Времяпролетный масс-анализатор и детектор

2.1.5. Вакуумная система

2.2. Пробоподготовка биологических и модельныхобразцов

2.2.1. Культивирование и химическая фиксация клеток глиобластомы

2.2.2. Химическая фиксация седалищных нервов травяной лягушки Rana temporaria43

2.2.3. Криофиксация и секционирование ооцитов мыши

2.2.4. Приготовление упорядоченных липидных пленок методом Ленгмюра-Блоджетт

2.2.5. Приготовление неупорядоченных липидных пленок

2.3. Синтез наночастиц

2.3.1. Au тип 1

2.3.2. Au тип II

2.3.3. Ag тип 1

2.3.4. Ag тип II

2.3.6. Pb

2.3.7. Au/TiO2

2.3.8. SiO2 и Au/SiO2 (наночастицы типа ядро-оболочка)

2.3.9. Приготовление модельного образца

Глава 3. Оценка параметров метода и его применимости для анализа биологических образцов

3.1. Оценка эффективности ионизации первичных ионов. Подбор оптимальных настроек для различных типовых сценариев работы. Оценка погрешностей метода

3.1.1. Оценка эффективности ионизации первичных ионов

3.1.2. Оценка погрешностей измерений выхода вторичных ионов

3.1.3. Фрагментация молекулярных ионов

3.2. Оценка влияния различных факторов на выход вторичных ионов. Количественный анализ

3.2.1. Оценка влияния параметров компенсации заряда

3.2.2. Влияние подложки на выход вторичных ионов

3.2.3. Усиление сигнала различными наночастицами

3.2.4. Построение концентрационной зависимости для модельных систем

3.2.5. Оценка изменений липидного состава в миелиновых мембранах, вызванных добавлением АТФ. Сравнительный количественный анализ

Глава 4. Определение морфологии и химического состава биологических тканей и клеток

4.1. Визуализация распределения вторичных ионов в реальных биологических образцах. 3D-анализ

4.1.1. Процедура ионного травления

4.1.2. Визуализация распределения цисплатина в клетках глиобластомы

4.1.3. Визуализация распределения серебра в клетках цианобактерий ЛпаЪавпа sp PCC 7120

4.1.4. Исследование распределения A2E и окисленных форм A2E в липофусциновых гранулах

4.2. Разработка метода визуализации морфологии и состава одиночных клеток на примере GV-ооцитов млекопитающих

4.2.1. Протокол метода

4.2.2. Оптическая микроскопия ооцитов

4.2.3. Рельеф полученных препаратов и оценка его влияния на выход вторичных ионов

4.2.4. Сопоставление химического состава и структур ооцитов

4.2.5. Полезное пространственное разрешение

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

Список используемых сокращений

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Определение морфологии и химического состава биологических тканей и клеток методами времяпролетной масс-спектрометрии вторичных ионов (TOF-SIMS): TOF-SIMS»

Введение

Актуальность темы исследования. Разработка метода масс-спектрометрии, позволяющего определять молекулярный состав и локализацию биохимических компонент в биологических объектах, предоставляет возможность получить новые фундаментальные знания о живой природе. Внедрение и использование такого метода актуально для исследований в области прикладной медицины как для изучения патогенеза, так и в диагностике социально значимых заболеваний: таких как онкологические, нейродегенеративные и различные наследственные заболевания. Для решения подобных задач перспективным является метод времяпролетной масс-спектрометрии вторичных ионов (TOF-SIMS) - чувствительный аналитический метод для исследования поверхности. Достоинство TOF-SIMS состоит в возможности проведения экспресс-анализа широкого ряда органических молекул при субмикронном (до 80 нм) пространственном разрешении на исследуемой поверхности. Кроме этого, метод теоретически обеспечивает разрешение по глубине анализа до 10 нм (зависит от свойств исследуемого объекта). Сочетание таких характеристик позволяет определять состав и распределение биологических молекул в отдельных органеллах клетки, получать 3D изображение распределения химического состава объекта. Таким образом, TOF-SIMS можно использовать как своеобразный масс-спектрометрический микроскоп для получения 2D и 3D ионных изображений.

Поскольку выход вторичных ионов пропорционален площади фокуса, то улучшение пространственного разрешения приводит к сужению диапазона эффективно детектируемых ионов. Иными словами для получения оптимальных результатов необходимо найти баланс между разрешением и исследуемым диапазоном масс. Кроме этого, выход вторичных ионов существенно зависит от типа используемых первичных ионов (масса, заряд, энергия иона). Важным ограничением метода TOF-SIMS, как и других методов, использующих бомбардировку частицами, является необходимость использования методик подготовки образца, характерных для проведения анализа в вакууме. Реализации потенциальных возможностей TOF-SIMS должно предшествовать решение проблем, связанных с особенностями биологических клеток и мягких тканей. Существенное значение здесь имеют: цель исследования, пробоподготовка образца и выбор параметров его бомбардировки. Вследствие небольшого разрешения метода по глубине (~ 10 нм) TOF-SIMS позволяет исследовать только наружную поверхность объекта. Поэтому актуальность данной диссертации определяется тем, что в работе разрабатываются методы 2D и 3D картирования биохимического состава клетки/ткани в

сочетании с визуализацией морфологии методами зондовой оптической и электронной микроскопии. Также на модельных и реальных биологических объектах демонстрируются возможности TOF-SIMS в морфобиохимическом анализе с использованием в качестве источника ионизации кластеров висмута и ионов атомарного висмута. Кроме этого, в диссертации развиваются ранее известные и предлагаются новые методы подготовки биологических образцов для TOF-SIMS анализа.

Цели и задачи исследования. Работа направлена на решение фундаментальной междисциплинарной проблемы химической физики, биологии и аналитической химии -проблемы визуализации биологических клеток/тканей и 2D и 3D картирования биохимического состава клетки/ткани. Для достижения данной цели были решены следующие задачи:

1. Определение эффективности ионизации и выхода вторичных ионов при бомбардировке первичными ионами кластеров Bi3+, ионами Bi3++ и одноатомными ионами Bi+ биологических объектов различных типов (липидные пленки, клетки глиобластомы, цианобактерии, седалищные нервы лягушки Rana temporaria). Определение эффективного латерального пространственного разрешения при масс-спектрометрическом картировании биологического образца этими ионами.

2. Разработка метода усиления выхода целевого сигнала вторичных ионов для модельных объектов - неупорядоченных липидных пленок.

3. Разработка методов 2D и 3D визуализации целевых ионов в модельных объектах таких как неупорядоченные липидные пленки и липидные пленки Ленгмюра-Блоджетт, а также в биологических системах - липофусциновые гранулы сетчатки глаза, седалищные нервы лягушки Rana temporaria, цианобактерии Anabaena, в раковых клетках глиобластомы, ооцитах млекопитающих на стадии зародышевого пузырька (GV).

Научная новизна. Для различных биологических объектов (липидные пленки, клетки глиобластомы, цианобактерии, седалищные нервы лягушки Rana Temporaria) разработаны методики спектроскопического TOF-SIMS анализа и масс-спектрометрического картирования объекта. Показано, что кластерные ионы Bi3+ обеспечивают наилучшую эффективность ионизации и являются оптимальным выбором для анализа в широком диапазоне значений зондируемой площади объекта. Ионы Bi3++ уступают в эффективности ионизации на 20-30%, и также могут быть использованы. Одноатомные ионы Bi+ обеспечивают выход ионов в 10-20 раз меньше, чем кластерные ионы, их применение для анализа биологических объектов не оправдано.

В ряду металлических Ag, Au, Pb, полупроводниковых TiO2, диэлектрических SiO2 и гибридных Au/TiO2, Au/SiO2 типа ядро-оболочка (core-shell) наночастиц рассмотрено их влияние на сигнал вторичных молекулярных ионов за счет эффекта матрицы. На примере неупорядоченных липидных пленок, нанесенных на слой наночастиц, показано, что сигнал молекулярного иона фосфолипида может быть увеличен от 2 до 40 раз, в зависимости от типа наночастиц. Наибольшее усиление обеспечивали наночастицы с ядром SiO2 и оболочкой из золота.

Для 3D визуализации распределения целевых ионов развита методика ионного травления липофусциновых гранул сетчатки глаза, клеток цианобактерий Anabaena, участвующих в процессе биосинтеза наночастиц серебра, культуральных раковых клеток гиобластомы после действия фармакологического противоопухолевого препарата цисплатина. Показано, что флуорофор A2E, а также продукты его фотоокисления находятся внутри липофусциновых гранул. Доказано, что биосинтез наночастиц серебра происходит внутри клеток цианобактерий Anabaena. В клетках глиобластомы сигнал платины распределен достаточно равномерно, лишь в 1.5 раза выше в области ядра, чем в области цитоплазмы. Выявлено около 50 ионов липидов в мембране клетки глиобастомы.

Разработана новая методика пробоподготовки единичных биологических клеток для TOF-SIMS, сохраняющая состав и структуру образца, которая позволяет проводить параллельно измерения методами оптической, сканирующей электронной и атомно-силовой микроскопии для одного образца на одном держателе. Впервые получены ионные изображения ооцитов мыши в стадии зародышевого пузырька при параллельном исследовании морфологии поверхности.

Показано, что полезное разрешение при TOF-SIMS анализе среза ооцита в заливочной среде Epon в зависимости от интенсивности ионного пика лежит в пределах от 200 нм до 1-2 мкм. Для ионов PO3- полезное пространственное разрешение составляет 0.4 мкм. Данное полезное разрешение для ооцита в Epon позволяет выявить существенные детали структуры ооцита млекопитающих, характерный размер которого составляет около 80 мкм.

Теоретическая и практическая значимость работы. Практическая значимость работы определяется возможностями TOF-SIMS для морфобиохимического анализа клеток и тканей. Были доработаны существующие методики, а также разработан новый подход, позволяющие проводить картирование состава различных биологических объектов: тканей, культуральных и изолированных клеток, препаратов. Эти методы были успешно использованы как для получения фундаментальных знаний о составе и структуре

биологических объектов (ооциты млекопитающих, липофусциновые гранулы, цианобактерии, липидные мембраны клеток и тканей), так и для решения прикладных медицинских задач (распределение лекарственного препарата цисплатина внутри клеток опухоли глиобластомы).

Методы исследования. В работе использован широкий круг физико-химических и аналитических методов исследования: времяпролетная масс-спектрометрия вторичных ионов, оптическая, атомно-силовая и сканирующая электронная микроскопия. Упорядоченные липидные пленки были приготовлены методом Ленгмюра-Блоджетт. Применялся набор методик, типичных для подготовки биологических образцов к анализу в вакууме: химическая фиксация, криофиксация, лиофилизация. Ряд ранее известных методов и протоколов был модифицирован для решения задач работы.

Положения, выносимые на защиту:

• Определение эффективности выхода вторичных ионов биологических объектов различных типов (липидные пленки, клетки глиобластомы, седалищные нервы лягушки Rana temporaria) при ионизации первичными ионами кластеров Bi3+, ионами Bi3++ и одноатомными ионами Bi+. Определение эффективного латерального пространственного разрешения при масс-спектрометрическом картировании биологического образца этими ионами.

• Разработка метода усиления выхода целевого сигнала вторичных ионов для модельного образца - неупорядоченных липидных пленок с использованием наночастиц.

• Разработка методов 2D и 3D визуализации целевых ионов в модельных объектах таких как неупорядоченные липидные пленки и липидные пленки Ленгмюра-Блоджетт, а также в биологических системах - липофусциновые гранулы сетчатки глаза, седалищные нервы лягушки Rana temporaria, цианобактерии Anabaena , в раковых клетках глиобластомы.

• Контроль изменения состава и 2D/3D визуализация целевых ионов: а) в липофусциновых гранулах сетчатки глаза подвергнутых фотоокислению; б) количественные изменения липидного состава в седалищных нервах Rana temporaria под действием аденозинтрифосфата (АТФ) или аденозина, приводящие к изменению эластичности липидного бислоя; в) в клетках цианобактерий Anabaena после биогенеза наночастиц серебра; д) в раковых клетках глиобластомы после терапии цисплатином.

• Новый метод подготовки единичных биологических клеток (GV ооцитов млекопитающих) для TOF-SIMS анализа, позволяющий сохранить состав и морфологию образца. Разработанный метод позволяет дополнить TOF-SIMS измерения группой других методов анализа (оптическая микроскопия, сканирующая электронная микроскопия, атомно-силовая микроскопия) по принципу «один образец - один держатель».

Степень достоверности полученных результатов. Достоверность результатов определяется фактом применения современных аттестованных методов спектрального и физико-химического анализа. Разработанные методики измерений, использованные в работе, показали высокую воспроизводимость результатов.

Апробация результатов. Основные результаты, вошедшие в диссертацию, были представлены на докладах на следующих международных и российских научных конференциях: 56-я научная конференция МФТИ «Современные проблемы фундаментальных и прикладных наук», (Москва-Долгопрудный, 2013); VI Троицкая конференция «Медицинская физика и инновации в медицине» (ТКМФ-6), (Троицк, 2014); 57-я научная конференция МФТИ «Актуальные проблемы фундаментальных и прикладных наук в современном информационном обществе» (Москва-Долгопрудный, 2014); 19 Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология -наука XXI века» (Пущино, 2015); 58-я научная конференция МФТИ «Актуальные проблемы фундаментальных и прикладных наук в современном информационном обществе» (Москва-Долгопрудный, 2015); 59-я научная конференция МФТИ «Актуальные проблемы фундаментальных и прикладных наук в современном информационном обществе» (Москва-Долгопрудный, 2016); VIII Всероссийская конференция молодых ученых «Стратегия взаимодействия микроорганизмов и растений с окружающей средой» (Саратов, 2016).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 6 печатных работ. Работ, опубликованных в рецензируемых научных изданиях, рекомендованных ВАК - 6.

Личный вклад автора. Результаты экспериментов, обсуждение полученных данных и выводы, представленные в работе, были сделаны либо автором, либо при его непосредственном участии. Все эксперименты TOF-SIMS, интерпретация результатов выполнены автором диссертации лично.

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, четырех глав, формулировки основных результатов и выводов, списка сокращений и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 111 страницах, содержит 11 таблиц, 32 рисунка и библиографию из 149 наименований.

Глава 1. Литературный обзор

Тремя фундаментальными процессами любого метода масс-спектрометрии являются: формирование, разделение и детектирование ионов образца. Название метода -времяпролетная масс-спектрометрия вторичных ионов (TOF-SIMS) отражает суть физических явлений, лежащих в основе метода. Формирование вторичных ионов является результатом процесса соударения первичных ионов с поверхностью образца, в то время как разделение и детектирование ионов происходит с помощью времяпролетного масс-анализатора.

Исследования биологического материала при помощи TOF-SIMS масс-спектрометрии сопряжены со значительными трудностями (в основном, связанными с методами пробоподготовки образца), однако позволяют производить анализ без использования меток или иной химической модификации образца (красители и т.д.). Более того, высокое пространственное разрешение метода позволяет проводить химическое картирование единичных клеток.

1.1. Физические основы метода. Ионизация.

Времяпролетная масс-спектрометрия вторичных ионов была разработана в конце 1960-х

годов. Однако долгое время наука о материалах и элементный анализ поверхности образца была единственной сферой применения TOF-SIMS масс-спектрометров. Недостаточная эффективность ионных источников (пушек) была сдерживающим фактором, не позволяющим использовать TOF-SIMS для анализа органических и биологических образцов. Именно эффективность ионизации определяет границы применимости того или иного типа первичных ионов. В настоящий момент, наибольшее распространение получили кластерные ионные источники: Aun+, Bin+, ^0+.

Масс-спектрометрия вторичных ионов основана на эмиссии ионов после соударения высокоэнергетических первичных ионов с поверхностью образца. Упрощенно механизм ионизации можно представить следующим образом. Пучок первичных ионов фокусируется на поверхность образца, под углом от 20° до 70° к нормали, при помощи системы ионной оптики. Размер фокуса зависит от типа ионов и выбранного режима фокусировки и варьируется от десятков мкм до 25 нм [1]. Энергия ионов может достигать десятков кэВ. Когда первичный ион соударяется с поверхностью образца, он проникает

вглубь на определенную глубину, при этом теряя кинетическую энергию. Способ передачи этой энергии атомам вещества зависит от начальной энергии первичного иона. В диапазоне энергий SIMS от нескольких кэВ до десятков кэВ энергия передается за счет ядерных соударений между ионом и атомами исследуемого вещества (при энергиях иона от нескольких МэВ доминирующим способом передачи энергии становится взаимодействие электронных облаков атомов). Переданная энергия запускает каскад соударений и приводит атомы образца в движение. Так как величина переданной энергии значительно превышает энергии связей, происходят разрывы связей и интенсивная фрагментация молекул образца вдоль траектории движения первичного иона. При удалении от траектории движения первичного иона степень фрагментации молекул образца снижается. Некоторые взаимодействующие атомы, молекулы (или фрагменты молекул) могут быть выбиты из первых слоев поверхности, если они получат достаточный импульс в нужном направлении. Большинство выбитых молекул и их фрагментов являются нейтральными (более 99%) [2, 3], лишь небольшая часть получает либо положительный, либо отрицательный заряд.

1.1.1. Каскад соударений

Считается, что при попадании первичного иона на поверхность образца, происходит

упругое соударение, и атомы поверхностного слоя образца приходят в движение,

сталкиваясь, в свою очередь, с другими покоящимися атомами. Первоначально

распределение направлений движений атомов будет совпадать с направлением движения

первичного иона, однако через некоторое количество соударений движение станет

изотропным. Некоторые атомы могут достигнуть поверхности образца и покинуть его,

если их энергия достаточно высока, чтобы преодолеть поверхностную энергию связи.

Таким образом, примерно 95% частиц, выбитых с поверхности образца, приходят из

первых трех слоев вещества [4]. При условиях, характерных для SIMS, время жизни

11 12

каскада соударений составляет ~ 10- - 10- c. Большая часть ионов, представленных на масс-спектре имеет единичный заряд [5].

Частицы, выбитые с поверхности образца, могут быть атомами, фрагментами молекул, целыми молекулами или даже кластерами этих частиц, что соответствует другим методам масс-спектрометрии. Однако ввиду высокой энергии первичных ионов, близлежащие к поверхности молекулы сильно фрагментируются, что приводит к появлению на масс-спектрах интенсивных фрагментарных пиков.

1.1.2. Кластерные ионные источники

Кластерными называются ионы, содержащие несколько и более атомов. Примерами кластерных ионов могут быть: SF5, C60, Aun, Bin (где n = 3, 5, 7). Использование многоатомных ионных источников позволяет значительно повысить выход вторичных ионов (число вторичных ионов на один первичный ион). Так при изменении первичного иона с Au+ на Au3+ при анализе органического полимера (Irganox 1010) увеличение выхода молекулярного иона составило 45 раз [6]. Ключевым моментом является тот факт, что усиление выхода ионов не связано с пропорциональным увеличением площади повреждаемой поверхности [6, 7].

Несколько факторов могут объяснить нелинейный эффект усиления. Так, при бомбардировке образца кластерными ионами, каскады соударений перекрываются, в результате возникают многочисленные нелинейные эффекты, которые приводят к увеличению эмиссии вторичных ионов различных органических и неорганических соединений [8]. Степень фрагментации молекул исследуемого образца также зависит от типа первичных ионов: чем больше масса кластера, тем меньше степень фрагментации [9]. Наибольшую фрагментацию обеспечивают одноатомные ионные источники: Ga+, Au+, Bi+.

Вторым фактором является способность кластерных ионов оставлять большую, по сравнению с одноатомными ионами, часть энергии в поверхностных слоях образца. Однако что именно можно считать поверхностными слоями? Исследования, проведенные для одноатомного ионного источника Cs+ на монослоях Ленгмюра, показали, что 90% вторичных ионов попадают на детектор с глубины ~ 10 нм, а количеством ионов с глубины более 15-20 нм можно пренебречь [10]. В кластерных ионных источниках количество энергии на атом меньше, ниже и скорость кластера (при той же энергии). Следовательно, кластерные ионные источники передают больше энергии верхним слоям образца. На месте попадания первичного иона в образец образуется кратер. Размер кратера и глубина проникновения первичного иона зависят от массы первичного иона, его энергии и материала исследуемого образца. Так глубина проникновения одноатомного иона Bi+ c энергией 25 кэВ в тетраглимовой пленке составляет ~26 нм, кластерного иона Bi3+ с той же энергией ~ 14 нм, а иона C60+ c энергией 20 кэВ ~3 нм [11]. Таким образом, более тяжелые кластерные источники (например, C60+) при той же энергии обеспечивают больший выход вторичных ионов, чем более легкие (Au3+ или Au4+) [12].

Наконец, есть результаты, указывающие на более эффективное протонирование (присоединение протона) первоначально нейтральных молекул при бомбардировке кластерными ионами [13, 14]. Накопление доступных протонов на поверхности образца

объясняется различиями в механизмах разрыва связи при использовании многоатомных ионов по сравнению с одноатомными [13, 15].

Кластерные ионные источники можно разделить на две группы. Первая группа -это жидкометаллические ионные источники (LMIS). В LMIS используются металлы или сплавы с низкой температурой плавления. Наиболее распространенными кластерными ионами первого типа являются Aun+ и Bin+. Их главными достоинствами являются высокая интенсивность и субмикронное пространственное разрешение. Для неорганических образцов разрешение может достигать 25 нм, тогда как для органических оно ограничено 100-200 нм. Ко второму типу можно отнести неметаллические кластерные ионы: SF5+, ^0+, Arn. Они обеспечивают гораздо больший выход вторичных ионов, но их пространственное разрешение ограничено: 30 мкм для кластеров аргона и 1-2 мкм для ^0+ [1, 16].

1.1.3. Матричный эффект

Одним из главных недостатков, затрудняющим анализ TOF-SIMS масс-спектров, является так называемый матричный эффект. Дело в том, что механизм формирования конкретного вторичного иона зависит от его химического окружения и от структуры образца. Зарядка поверхности также влияет на выход вторичных ионов. Матричный эффект может быть причиной различий в количественном выходе одного и того же иона из-за разного химического окружения на несколько порядков [2]. Например, выход вторичных ионов Al+ из Al2Oз в 100 раз больше, чем из чистого металла. Матричный эффект нужно учитывать как при планировании эксперимента, так и при обработке данных. Точный механизм усиления или ослабления сигнала до конца непонятен, однако было показано, что протонирование играет важную роль в образовании ионов[17]. Молекулы с

большей реакционной способностью захватывают протон с большей вероятностью, тем самым подавляя сигнал [M+H]+ ионов с меньшей реакционной способностью. С другой стороны, некоторые молекулы могут при ионизации становиться источником протонов для других молекул, тем самым повышая их выход. Например, холестерин образует ион [M-H]+, усиливая сигнал ионов [18], в частности фосфолипидов.

Одним из возможных методов борьбы с матричным эффектом является лазерная постионизация образца, поскольку подавляющее большинство атомов и молекул образца, выбитых с поверхности первичными ионами, не несут заряд, и, как следствие, не разгоняются электромагнитным полем и не достигают детектора. Поэтому постионизация должна минимизировать влияние химического окружения. Модельные эксперименты подтвердили перспективность такого подхода: выход фрагментарного иона атропина в

двух разных матрицах после проведения процедуры постионизации отличался в пределах экспериментальной ошибки [18].

Матричный эффект существенно затрудняет количественный анализ для TOF-SIMS, поэтому его влияние обязательно должно быть учтено при получении количественных данных. Основное уравнение SIMS можно представить в виде [2]:

/д^ = 1р х YM х я+ х См х Г, (1)

где - ток вторичных ионов M в матрице (химическом окружении) A, 1Р - ток первичных ионов, YM - выход вещества M, а+- вероятность ионизации вещества M, См -концентрация M в поверхностном слое, T - коэффициент переноса систем масс-анализатора и детектора.

Упрощенно уравнение (1) можно записать как:

¡а _ гА v г 1М = JM х cм,

где - коэффициент чувствительности M в матрице A. Данный коэффициент определяется эмпирически методом калибровки.

При количественном анализе необходимо также учитывать, что некоторые ионы (H, C, холестерин и др.) выходят, как в положительных, так и в отрицательных масс-спектрах. Электроотрицательные элементы, как правило, имеют больший выход отрицательных ионов, в то время как электроположительные элементы имеют больший выход положительных ионов. Выход положительных и отрицательных ионов может отличаться на несколько порядков.

1.2. Устройство TOF-SIMS масс-спектрометра

1.2.1. Источник первичных ионов

Жидкометаллические ионные источники (LMIS)

Ионные пушки, использующие жидкий металл в качестве источника первичных ионов, обеспечивают наилучшее пространственное разрешение по сравнению с любыми другими ионными пушками. В LMIS источник состоит из иглы с кончиком, имеющим радиус в несколько микрон. Игла покрыта тонким слоем жидкого металла, поступающего из резервуара. Если используемый металл или сплав не находится в жидком состоянии при комнатной температуре, он может быть нагрет до температуры плавления. Первичные ионы извлекаются с наконечника иглы за счет приложенного напряжения (5-10 кВ).

Металл, используемый в LMIS должен удовлетворять нескольким требованиям. Во-первых, он должен легко ионизироваться и иметь низкую температуру плавления. Во-

вторых, лучше использовать моноизотопные или легко разделяемые на изотопы металлы. По экономическим соображениям цена и доступность материала тоже имеют значение.

Традиционно в LMIS использовались галлий (69Ga, два изотопа, температура плавления: 302,9 К) и индий (115!п, два изотопа, температура плавления: 429,8 К). Однако

197

прорывом стало использование золота ( Au, один изотоп, температура плавления зависит от сплава) и висмута (209Ш, один изотоп, температура плавления зависит от сплава). Основное преимущество заключается в способности этих металлов формировать многоатомные кластерные ионы вида Мепх+, где к = 1, 2, а п = 1, 3, 5, 7. По совокупности параметров использование висмута является более предпочтительным [16].

Источники, ионизируемые электронным ударом

Молекулы или атомы газа ионизируются при столкновении с электронами. Ионы затем захватываются электрическим полем, ускоряются и фокусируются на образец. Процесс требует непрерывную подачу газа.

Традиционно использовались инертные газы, кислород, SF5+. Кислородные пушки получили широкое распространение при анализе неорганических образцов [4]. В области анализа биологических образцов изобретение фуллереновых (С60) и кластерных аргоновых источников стало существенным прорывом [ 19, 20].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Гулин, Александр Андреевич, 2017 год

Список литературы

1. Mahoney C.M. Cluster secondary ion mass spectrometry: Principles and Applications // Hoboken, New Jersey: John Wiley & Sons, 2013. - 350 P.

2. Vickerman J.C., Gilmore I.S. Surface analysis - the principal techniques, 2nd Edition, Singapore : John Wiley & Sons, 2009. - 666 P.

3. Terhorst M., Mollers R., Niehuis E., Benninghoven A. High-spatial-resolution surface imaging of inorganic and organic structures by multiphoton post-ionization of sputtered neutrals and time-of-flight mass-spectrometry // Surface and Interface Analysis.- 1992.-V. 18.- N. 12.- P. 824-826.

4. Vickerman J.C., Briggs D. ToF-SIMS - Surface Analysis by Mass Spectrometry, 2nd Edition // Manchester, Chichester: Surface Spectra and IM Publications, 2013. - 732 P.

5. Benninghoven A., Rudenauer F.G., Werner H.W. Secondary ion mass spectrrometry. Basic concepts, instrumental aspects, applications and trends // New York: Whiley, 1987. - 1277 P.

6. Kersting R., Hagenhoff B., Kollmer F., Mollers R., Niehuis E. Influence of primary ion bombardment conditions on the emission of molecular secondary ions // Applied Surface Science.- 2004.- V. 231-232.- P. 261-264.

7. Winograd N. The magic of cluster SIMS // Analytical Chemistry.- 2005.- V. 77.- N. 7.-P. 142A-149A.

8. Benguerba M., Brunelle A., Dellanegra S., Depauw J., Joret H., Lebeyec Y., Blain M.G., Schweikert E.A., Benassayag G., Sudraud P. Impact of slow gold clusters on various solids - nonlinear effects in secondary ion emission // Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section B-Beam Interactions with Materials and Atoms.- 1991.- V. 62.-N. 1.- P. 8-22.

9. Delcorte A., Leblanc C., Poleunis C., Hamraoui K. Computer Simulations of the Sputtering of Metallic, Organic, and Metal-Organic Surfaces with Bin and C60 Projectiles // Journal of Physical Chemistry C.- 2013.- V. 117.- N. 6.- P. 2740-2752.

10. Bolbach G., Viari A., Galera R., Brunot A., Blais J.C. Organic film thickness effect in secondary ion mass-spectrometry and plasma desorption mass-spectrometry // International Journal of Mass Spectrometry and Ion Processes.- 1992.- V. 112.- N. 1.- P. 93-100.

11. Muramoto S., Brison J., Castner D.G. Exploring the Surface Sensitivity of TOF-Secondary Ion Mass Spectrometry by Measuring the Implantation and Sampling Depths of Bin and C60 Ions in Organic Films // Analytical Chemistry.- 2012.- V. 84.- N. 1.- P. 365-372.

12. Boussofianebaudin K., Bolbach G., Brunelle A., Dellanegra S., Hakansson P., Lebeyec Y. Secondary-ion emission under cluster-impact at low energies (5-60 keV) - influence of the number of atoms in the projectile // Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section B-Beam Interactions with Materials and Atoms.- 1994.- V. 88.- N. 12.- P. 160-163.

13. Conlan X.A., Lockyer N.P., Vickerman J.C. Is proton cationization promoted by polyatomic primary ion bombardment during time-of-flight secondary ion mass spectrometry analysis of frozen aqueous solutions? // Rapid Communications in Mass Spectrometry.- 2006.- V. 20.- N. 8.- P. 1327-1334.

14. Wucher A., Sun S., Szakal C., Winograd N. Molecular depth profiling in ice matrices Using C60 projectiles // Applied Surface Science.- 2004.- V. 231-232.- P. 68-71.

15. Cheng J., Kozole J., Hengstebeck R., Winograd N. Direct comparison of Au3+ and C60+ cluster projectiles in SIMS molecular depth profiling // Journal of the American Society for Mass Spectrometry.- 2007.- V. 18.- N. 3.- P. 406-412.

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

31

32

Kollmer F. Cluster primary ion bombardment of organic materials // Applied Surface Science.- 2004.- V. 231-232.- P. 153-158.

Jones E.A., Lockyer N.P., Kordys J., Vickerman J.C. Suppression and enhancement of secondary ion formation due to the chemical environment in static-secondary ion mass spectrometry // Journal of the American Society for Mass Spectrometry.- 2007.- V. 18.-N. 8.- P. 1559-1567.

Jones E.A., Lockyer N.P., Vickerman J.C. Mass spectral analysis and imaging of tissue

by ToF-SIMS - The role of buckminsterfullerene, C60+, primary ions // International

Journal of Mass Spectrometry.- 2007.- V. 260.- N. 2-3.- P. 146-157.

Weibel D., Wong S., Lockyer N., Blenkinsopp P., Hill R., Vickerman J.C. A C60 primary

ion beam system for time of flight secondary ion mass spectrometry: Its development and

secondary ion yield characteristics // Analytical Chemistry.- 2003.- V. 75.- N. 7.- P.

1754-1764.

Rabbani S.S.N., Razo I.B., Kohn T., Lockyer N.P., Vickerman J.C. Enhancing Ion Yields in Time-of-Flight-Secondary Ion Mass Spectrometry: A Comparative Study of Argon and Water Cluster Primary Beams // Analytical Chemistry.- 2015.- V. 87.- N. 4.- P. 2367-2374.

Nygren H., Borner K., Hagenhoff B., Malmberg P., Mansson J.E. Localization of cholesterol, phosphocholine and galactosylceramide in rat cerebellar cortex with imaging TOF-SIMS equipped with a bismuth cluster ion source // Biochimica Et Biophysica Acta-Molecular and Cell Biology of Lipids.- 2005.- V. 1737.- N. 2-3.- P. 102-110. Мамырин Б. А., Каратаев В. И., Шмикк Д. В., Загулин .В.А. // Журнал эксперементальной и теоретической физики.- 1973.- Т. 64.- N. 1.- С. 82-89. Gilmore I.S., Seah M.P. Ion detection efficiency in SIMS: dependencies on energy, mass and composition for microchannel plates used in mass spectrometry // International Journal of Mass Spectrometry.- 2000.- V. 202.- N. 1-3.- P. 217-229. Touboul D., Brunelle A., Halgand F., De La Porte S., Laprevote O. Lipid imaging by gold cluster time-of-flight secondary ion mass spectrometry: application to Duchenne muscular dystrophy // Journal of Lipid Research.- 2005.- V. 46.- N. 7.- P. 1388-1395. Gilmore I.S., Seah M.P. Electron flood gun damage in the analysis of polymers and organics in time-of-flight SIMS // Applied Surface Science.- 2002.- V. 187.- N. 1-2.- P. 89-100.

Cheng J., Winograd N. Depth profiling of peptide films with TOF-SIMS and a C60 probe // Analytical Chemistry.- 2005.- V. 77.- N. 11.- P. 3651-3659.

Wucher A., Cheng J., Winograd N. Protocols for three-dimensional molecular imaging using mass spectrometry // Analytical Chemistry.- 2007.- V. 79.- N. 15.- P. 5529-5539. Robinson M.A., Graham D.J., Castner D.G. ToF-SIMS Depth Profiling of Cells: z-Correction, 3D Imaging, and Sputter Rate of Individual NIH/3T3 Fibroblasts // Analytical Chemistry.- 2012.- V. 84.- N. 11.- P. 4880-4885.

Brunelle A., Touboul D., Laprevote O. Biological tissue imaging with time-of-flight secondary ion mass spectrometry and cluster ion sources // Journal of Mass Spectrometry.- 2005.- V. 40.- N. 8.- P. 985-999.

Fletcher J.S., Lockyer N.P., Vaidyanathan S., Vickerman J.C. TOF-SIMS 3D biomolecular imaging of Xenopus laevis oocytes using buckminsterfullerene C60 primary ions // Analytical Chemistry.- 2007.- V. 79.- N. 6.- P. 2199-2206.

Benabdellah F., Seyer A., Quinton L., Touboul D., Brunelle A., Laprevote O. Mass spectrometry imaging of rat brain sections: nanomolar sensitivity with MALDI versus nanometer resolution by TOF-SIMS // Analytical and Bioanalytical Chemistry.- 2010.-V. 396.- N. 1.- P. 151-162.

Davies N., Weibel D.E., Blenkinsopp P., Lockyer N., Hill R., Vickerman J.C. Development and experimental application of a gold liquid metal ion source // Applied Surface Science.- 2003.- V. 203-204.- P. 223-227.

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

45

46

47

48

Quong J.N., Knize M.G., Kulp K.S., Wu K.J. Molecule-specific imaging analysis of carcinogens in breast cancer cells using time-of-flight secondary ion mass spectrometry // Applied Surface Science.- 2004.- V. 231-232.- P. 424-427.

Passarelli M.K., Winograd N. Lipid imaging with time-of-flight secondary ion mass spectrometry (ToF-SIMS) // Biochimica Et Biophysica Acta-Molecular and Cell Biology of Lipids.- 2011.- V. 1811.- N. 11.- P. 976-990.

McArthur S.L., Vendettuoli M.C., Ratner B.D., Castner D.G. Methods for generating protein molecular ions in ToF-SIMS // Langmuir.- 2004.- V. 20.- N. 9.- P. 3704-3709. Michel R., Pasche S., Textor M., Castner D.G. Influence of PEG architecture on protein adsorption and conformation // Langmuir.- 2005.- V. 21.- N. 26.- P. 12327-12332. MacAleese L., Duursma M.C., Klerk L.A., Fisher G., Heeren R.M.A. Protein identification with Liquid Chromatography and Matrix Enhanced Secondary Ion Mass Spectrometry (LC-ME-SIMS) // Journal of Proteomics.- 2011.- V. 74.- N. 7.- P. 9931001.

Sole-Domenech S., Johansson B., Schalling M., Malm J., Sjovall P. Analysis of Opioid and Amyloid Peptides Using Time-of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry // Analytical Chemistry.- 2010.- V. 82.- N. 5.- P. 1964-1974.

Wittmaack K., Szymczak W., Hoheisel G., Tuszynski W. Time-of-flight secondary ion mass spectrometry of matrix-diluted oligo- and polypeptides bombarded with slow and fast projectiles: Positive and negative matrix and analyte ion yields, background signals, and sample aging // Journal of the American Society for Mass Spectrometry.- 2000.- V. 11.- N. 6.- P. 553-563.

Lee C.Y., Canavan H.E., Gamble L.J., Castner D.G. Evidence of impurities in thiolated single-stranded DNA oligomers and their effect on DNA self-assembly on gold // Langmuir.- 2005.- V. 21.- N. 11.- P. 5134-5141.

May C.J., Canavan H.E., Castner D.G. Quantitative X-ray photoelectron spectroscopy and time-of-flight secondary ion mass spectrometry characterization of the components in DNA // Analytical Chemistry.- 2004.- V. 76.- N. 4.- P. 1114-1122. Berman E.S.F., Kulp K.S., Knize M.G., Wu L.G., Nelson E.J., Nelson DO., Wu K.J. Distinguishing monosaccharide stereo- and structural isomers with TOF-SIMS and multivariate statistical analysis // Analytical Chemistry.- 2006.- V. 78.- N. 18.- P. 64976503.

Malmberg P., Bexell U., Eriksson C., Nygren H., Richter K. Analysis of bone minerals by time-of-flight secondary ion mass spectrometry: a comparative study using monoatomic and cluster ions sources // Rapid Communications in Mass Spectrometry.-2007.- V. 21.- N. 5.- P. 745-749.

Adriaensen L., Vangaever F., Gijbels R. Metal-assisted secondary ion mass spectrometry: Influence of Ag and Au deposition on molecular ion yields // Analytical Chemistry.-2004.- V. 76.- N. 22.- P. 6777-6785.

Adriaensen L., Vangaever F., Lenaerts J., Gijbels R. Matrix-enhanced secondary ion mass spectrometry: the influence of MALDI matrices on molecular ion yields of thin organic films // Rapid Communications in Mass Spectrometry.- 2005.- V. 19.- N. 8.- P. 1017-1024.

Touboul D., Laprevote O., Brunelle A. Micrometric molecular histology of lipids by mass spectrometry imaging // Current Opinion in Chemical Biology.- 2011.- V. 15.- N. 5.- P. 725-732.

Sparvero L.J., Amoscato A.A., Kochanek P.M., Pitt B.R., Kagan V.E., Bayir H. Mass-spectrometry based oxidative lipidomics and lipid imaging: applications in traumatic brain injury // Journal of Neurochemistry.- 2010.- V. 115.- N. 6.- P. 1322-1336. Malm J., Giannaras D., Riehle M.O., Gadegaard N., Sjovall P. Fixation and Drying Protocols for the Preparation of Cell Samples for Time-of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry Analysis // Analytical Chemistry.- 2009.- V. 81.- N. 17.- P. 7197-7205.

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

63

64

65

Kurczy M.E., Piehowski P.D., Parry S.A., Jiang M., Chen G., Ewing A.G., Winograd N. Which is more important in bioimaging SIMS experiments-The sample preparation or the nature of the projectile? // Applied Surface Science.- 2008.- V. 255.- N. 4.- P. 1298-1304. Piwowar A.M., Lockyer N.P., Vickerman J.C. Salt Effects on Ion Formation in Desorption Mass Spectrometry: An Investigation into the Role of Alkali Chlorides on Peak Suppression in Time-of-Flight-Secondary Ion Mass Spectrometry // Analytical Chemistry.- 2009.- V. 81.- N. 3.- P. 1040-1048.

Parry S., Winograd N. High-resolution TOF-SIMS imaging of eukaryotic cells preserved in a trehalose matrix // Analytical Chemistry.- 2005.- V. 77.- N. 24.- P. 7950-7957. Piehowski P.D., Kurczy M.E., Willingham D., Parry S., Heien M.L., Winograd N., Ewing A.G. Freeze-etching and vapor matrix deposition for ToF-SIMS imaging of single cells // Langmuir.- 2008.- V. 24.- N. 15.- P. 7906-7911.

Chandra S. Challenges of biological sample preparation for SIMS imaging of elements and molecules at subcellular resolution // Applied Surface Science.- 2008.- V. 255.- N. 4.- P. 1273-1284.

Piwowar A.M., Fletcher J.S., Kordys J., Lockyer N.P., Winograd N., Vickerman J.C. Effects of Cryogenic Sample Analysis on Molecular Depth Profiles with TOF-Secondary Ion Mass Spectrometry // Analytical Chemistry.- 2010.- V. 82.- N. 19.- P. 8291-8299. Fletcher J.S., Rabbani S., Henderson A., Lockyer N.P., Vickerman J.C. Three-dimensional mass spectral imaging of HeLa-M cells - sample preparation, data interpretation and visualisation // Rapid Communications in Mass Spectrometry.- 2011.-V. 25.- N. 7.- P. 925-932.

Brison J., Benoit D.S.W., Muramoto S., Robinson M., Stayton P.S., Castner D.G. ToF-SIMS imaging and depth profiling of HeLa cells treated with bromodeoxyuridine // Surface and Interface Analysis.- 2011.- V. 43.- N. 1-2.- P. 354-357. Biesinger M.C., Miller D.J., Harbottle R.R., Possmayer F., McIntyre N.S., Petersen N.O. Imaging lipid distributions in model monolayers by ToF-SIMS with selectively deuterated components and principal components analysis // Applied Surface Science.-2006.- V. 252.- N. 19.- P. 6957-6965.

Sostarecz A.G., Cannon D.M., McQuaw C.M., Sun S.X., Ewing A.G., Winograd N. Influence of molecular environment on the analysis of phospholipids by time-of-flight secondary ion mass spectrometry // Langmuir.- 2004.- V. 20.- N. 12.- P. 4926-4932. Mukherjee S., Maxfield F.R. Membrane domains // Annual Review of Cell and Developmental Biology.- 2004.- V. 20.- P. 839-866.

Brunelle A., Laprevote O. Lipid imaging with cluster time-of-flight secondary ion mass spectrometry // Analytical and Bioanalytical Chemistry.- 2009.- V. 393.- N. 1.- P. 31-35. Sjovall P., Lausmaa J., Johansson B. Mass spectrometric imaging of lipids in brain tissue // Analytical Chemistry.- 2004.- V. 76.- N. 15.- P. 4271-4278.

Sjovall P., Johansson B., Lausmaa J. Localization of lipids in freeze-dried mouse brain sections by imaging TOF-SIMS // Applied Surface Science.- 2006.- V. 252.- N. 19.- P. 6966-6974.

Borner K., Nygren H., Hagenhoff B., Malmberg P., Tallarek E., Mansson J.E. Distribution of cholesterol and galactosylceramide in rat cerebellar white matter // Biochimica Et Biophysica Acta-Molecular and Cell Biology of Lipids.- 2006.- V. 1761.-N. 3.- P. 335-344.

Nygren H., Borner K., Malmberg P., Hagenhoff B. Localization of cholesterol in rat cerebellum with imaging TOF-SIMS - Effect of tissue preparation // Applied Surface Science.- 2006.- V. 252.- N. 19.- P. 6975-6981.

Amaya K.R., Monroe E.B., Sweedler J.V., Clayton D.F. Lipid imaging in the zebra finch brain with secondary ion mass spectrometry // International Journal of Mass Spectrometry.- 2007.- V. 260.- N. 2-3.- P. 121-127.

66

67

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

81

Lazar A.N., Bich C., Panchal M., Desbenoit N., Petit V.W., Touboul D., Dauphinot L., Marquer C., Laprevote O., Brunelle A., Duyckaerts C. Time-of-flight secondary ion mass spectrometry (TOF-SIMS) imaging reveals cholesterol overload in the cerebral cortex of Alzheimer disease patients // Acta Neuropathologica.- 2013.- V. 125.- N. 1.- P. 133-144. Debois D., Bralet M.-P., Le Naour F., Brunelle A., Laprevote O. In Situ Lipidomic Analysis of Nonalcoholic Fatty Liver by Cluster TOF-SIMS Imaging // Analytical Chemistry.- 2009.- V. 81.- N. 8.- P. 2823-2831.

Le Naour F., Bralet M.-P., Debois D., Sandt C., Guettier C., Dumas P., Brunelle A., Laprevote O. Chemical Imaging on Liver Steatosis Using Synchrotron Infrared and ToF-SIMS Microspectroscopies // Plos One.- 2009.- V. 4.- N. 10.- P. e7408. Touboul D., Roy S., Germain D.P., Chaminade P., Brunelle A., Laprevote O. MALDI-TOF and cluster-TOF-SIMS imaging of Fabry disease biomarkers // International Journal of Mass Spectrometry.- 2007.- V. 260.- N. 2-3.- P. 158-165.

Brulet M., Seyer A., Edelman A., Brunelle A., Fritsch J., Ollero M., Laprevote O. Lipid mapping of colonic mucosa by cluster TOF-SIMS imaging and multivariate analysis in cftr knockout mice // Journal of Lipid Research.- 2010.- V. 51.- N. 10.- P. 3034-3045. Tahallah N., Brunelle A., De La Porte S., Laprevote O. Lipid mapping in human dystrophic muscle by cluster-time-of-flight secondary ion mass spectrometry imaging // Journal of Lipid Research.- 2008.- V. 49.- N. 2.- P. 438-454.

Malmberg P., Borner K., Chen Y., Friberg P., Hagenhoff B., Mansson J.E., Nygren H. Localization of lipids in the aortic wall with imaging TOF-SIMS // Biochimica Et Biophysica Acta-Molecular and Cell Biology of Lipids.- 2007.- V. 1771.- N. 2.- P. 185195.

Malmberg P., Nygren H., Richter K., Chen Y., Dangardt F., Friberg P., Magnusson Y. Imaging of lipids in human adipose tissue by cluster ion TOF-SIMS // Microscopy Research and Technique.- 2007.- V. 70.- N. 9.- P. 828-835.

Nygren H., Borner K., Malmberg P., Tallarek E., Hagenhoff B. Imaging TOF-SIMS of rat kidney prepared by high-pressure freezing // Microscopy Research and Technique.-2005.- V. 68.- N. 6.- P. 329-334.

Nygren H., Malmberg P., Kriegeskotte C., Arlinghaus H.F. Bioimaging TOF-SIMS: localization of cholesterol in rat kidney sections // Febs Letters.- 2004.- V. 566.- N. 1-3.-P. 291-293.

Malmberg P., Nygren H. Methods for the analysis of the composition of bone tissue, with a focus on imaging mass spectrometry (TOF-SIMS) // Proteomics.- 2008.- V. 8.- N. 18.-P. 3755-3762.

Magnusson Y., Friberg P., Sjovall P., Dangardt F., Malmberg P., Chen Y. Lipid imaging of human skeletal muscle using TOF-SIMS with bismuth cluster ion as a primary ion source // Clinical Physiology and Functional Imaging.- 2008.- V. 28.- N. 3.- P. 202-209. Gong H., Amemiya T., Takaya K., Tozu M., Ohashi Y. Time-of-flight secondary ion mass spectrometry of fatty acids in rat retina // Applied Surface Science.- 2003.- V. 203204.- P. 734-737.

Seyer A., Einhorn J., Brunelle A., Laprevote O. Localization of Flavonoids in Seeds by Cluster Time-of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry Imaging // Analytical Chemistry.- 2010.- V. 82.- N. 6.- P. 2326-2333.

Vaidyanathan S., Fletcher J.S., Goodacre R., Lockyer N.P., Micklefield J., Vickerman J.C. Subsurface biomolecular imaging of Streptomyces coelicolor using secondary ion mass spectrometry // Analytical Chemistry.- 2008.- V. 80.- N. 6.- P. 1942-1951. Debois D., Hamze K., Guerineau V., Le Caer J.P., Holland I.B., Lopes P., Ouazzani J., Seror S.J., Brunelle A., Laprevote O. In situ localisation and quantification of surfactins in a Bacillus subtilis swarming community by imaging mass spectrometry // Proteomics.-2008.- V. 8.- N. 18.- P. 3682-3691.

82

83

84

85

86

87

88

89

90

91

92

93

94

95

96

97

Thiel V., Heim C., Arp G., Hahmann U., Sjovall P., Lausmaa J. Biomarkers at the microscopic range: ToF-SIMS molecular imaging of Archaea-derived lipids in a microbial mat // Geobiology.- 2007.- V. 5.- N. 4.- P. 413-421.

Colliver T.L., Brummel C.L., Pacholski M.L., Swanek F.D., Ewing A.G., Winograd N. Atomic and molecular imaging at the single-cell level with TOF-SIMS // Analytical Chemistry.- 1997.- V. 69.- N. 13.- P. 2225-2231.

Altelaar A.F.M., Klinkert I., Jalink K., de Lange R.P.J., Adan R.A.H., Heeren R.M.A., Piersma S.R. Gold-enhanced biomolecular surface imaging of cells and tissue by SIMS and MALDI mass spectrometry // Analytical Chemistry.- 2006.- V. 78.- N. 3.- P. 734742.

Passarelli M.K., Winograd N. Characterizing in situ Glycerophospholipids with SIMS and MALDI Methodologies // Surface and Interface Analysis.- 2011.- V. 43.- N. 1-2.- P. 269-271.

Monroe E.B., Jurchen J.C., Lee J., Rubakhin S.S., Sweedler J.V. Vitamin E imaging and localization in the neuronal membrane // Journal of the American Chemical Society.-2005.- V. 127.- N. 35.- P. 12152-12153.

Arlt S., Beisiegel U., Kontush A. Lipid peroxidation in neurodegeneration: new insights into Alzheimer's disease // Current Opinion in Lipidology.- 2002.- V. 13.- N. 3.- P. 289294.

Dexter D.T., Carter C.J., Wells F.R., Javoyagid F., Agid Y., Lees A., Jenner P., Marsden C.D. Basal lipid-peroxidation in substantia nigra is increased in parkinsons-disease // Journal of Neurochemistry.- 1989.- V. 52.- N. 2.- P. 381-389.

Yang H.J., Ishizaki I., Sanada N., Zaima N., Sugiura Y., Yao I., Ikegami K., Setou M. Detection of characteristic distributions of phospholipid head groups and fatty acids on neurite surface by time-of-flight secondary ion mass spectrometry // Medical Molecular Morphology.- 2010.- V. 43.- N. 3.- P. 158-164.

Vickerman J.C. Molecular imaging and depth profiling by mass spectrometry-SIMS,

MALDI or DESI? // Analyst.- 2011.- V. 136.- N. 11.- P. 2199-2217.

Tian H., Fletcher J.S., Thuret R., Henderson A., Papalopulu N., Vickerman J.C., Lockyer

N.P. Spatiotemporal lipid profiling during early embryo development of Xenopus laevis

using dynamic ToF-SIMS imaging // Journal of Lipid Research.- 2014.- V. 55.- N. 9.- P.

1970-1980.

Breitenstein D., Rommel C.E., Mollers R., Wegener J., Hagenhoff B. The chemical composition of animal cells and their intracellular compartments reconstructed from 3D mass spectrometry // Angewandte Chemie-International Edition.- 2007.- V. 46.- N. 28.-P. 5332-5335.

Brison J., Robinson M.A., Benoit D.S., Muramoto S., Stayton P.S., Castner D.G. TOF-SIMS 3D imaging of native and non-native species within HeLa cells // Analytical Chemistry.- 2013.- V. 85.- N. 22.- P. 10869-10877.

Arlinghaus H.F., Fartmann M., Kriegeskotte C., Dambach S., Wittig A., Sauerwein W., Lipinsky D. Subcellular imaging of cell cultures and tissue for boron localization with laser-SNMS // Surface and Interface Analysis.- 2004.- V. 36.- N. 8.- P. 698-701. McDonnell L.A., Piersma S.R., Altelaar A.F.M., Mize T.H., Luxembourg S.L., Verhaert P., van Minnen J., Heeren R.M.A. Subcellular imaging mass spectrometry of brain tissue // Journal of Mass Spectrometry.- 2005.- V. 40.- N. 2.- P. 160-168. Altelaar A.F.M., van Minnen J., Jimenez C.R., Heeren R.M.A., Piersma S.R. Direct molecular Imaging of Lymnaea stagnalis nervous tissue at subcellular spatial resolution by mass spectrometry // Analytical Chemistry.- 2005.- V. 77.- N. 3.- P. 735-741. Wu K.J., Odom R.W. Matrix-enhanced secondary ion mass spectrometry: A method for molecular analysis of solid surfaces // Analytical Chemistry.- 1996.- V. 68.- N. 5.- P. 873-882.

98.

99.

100

101

102

103

104

105

106

107

108

109

110

111

112

113

114

Delcorte A. Matrix-enhanced secondary ion mass spectrometry: The Alchemist's solution? // Applied Surface Science.- 2006.- V. 252.- N. 19.- P. 6582-6587. Nygren H., Johansson B.R., Malmberg P. Bioimaging TOF-SIMS of tissues by gold ion bombardment of a silver-coated thin section // Microscopy Research and Technique.-2004.- V. 65.- N. 6.- P. 282-286.

Nygren H., Malmberg P. Silver deposition on freeze-dried cells allows subcellular localization of cholesterol with imaging TOF-SIMS // Journal of Microscopy-Oxford.-2004.- V. 215.- P. 156-161.

Delcorte A., Bour J., Aubriet F., Muller J.F., Bertrand P. Sample metallization for performance improvement in desorption/ionization of kilodalton molecules: Quantitative evaluation, imaging secondary ion MS, and laser ablation // Analytical Chemistry.-2003.- V. 75.- N. 24.- P. 6875-6885.

Delcorte A., Medard N., Bertrand P. Organic secondary ion mass spectrometry: Sensitivity enhancement by gold deposition // Analytical Chemistry.- 2002.- V. 74.- N. 19.- P. 4955-4968.

Lei S.-L., Yin Y.-S., Lee P.-L., Ling Y.-C. ZnO nanoparticles enhancing secondary ion signals of Escherichia coli analyzed by ToF-SIMS // Surface and Interface Analysis.-

2011.- V. 43.- N. 1-2.- P. 310-312.

Marcus A., Winograd N. Metal nanoparticle deposition for TOF-SIMS signal enhancement of polymers // Analytical Chemistry.- 2006.- V. 78.- N. 1.- P. 141-148. Kim Y.P., Oh E., Hong M.Y., Lee D., Han M.K., Shon H.K., Moon D.W., Kim H.S., Lee T.G. Gold nanoparticle-enhanced secondary ion mass spectrometry imaging of peptides on self-assembled monolayers // Analytical Chemistry.- 2006.- V. 78.- N. 6.- P. 19131920.

Kim Y.-P., Lee T.G. Secondary Ions Mass Spectrometric Signal Enhancement of Peptides on Enlarged-Gold Nanoparticle Surfaces // Analytical Chemistry.- 2012.- V. 84.- N. 11.- P. 4784-4788.

Kim Y.-P., Oh E., Shon H.K., Moon D.W., Lee T.G., Kim H.-S. Gold nanoparticle-enhanced secondary ion mass spectrometry and its bio-applications // Applied Surface Science.- 2008.- V. 255.- N. 4.- P. 1064-1067.

Zabetakis K., Ghann W.E., Kumar S., Daniel M.C. Effect of high gold salt concentrations on the size and polydispersity of gold nanoparticles prepared by an extended Turkevich-Frens method // Gold Bulletin.- 2012.- V. 45.- N. 4.- P. 203-211.

Brust M., Walker M., Bethell D., Schiffrin D.J., Whyman R. Synthesis of thiol-derivatized gold nanoparticles in a 2-phase liquid-liquid system // Journal of the Chemical Society-Chemical Communications.- 1994.- N. 7.- P. 801-802. Liu X.J., Knauer M., Ivleva N.P., Niessner R., Haisch C. Synthesis of Core-Shell Surface-Enhanced Raman Tags for Bioimaging // Analytical Chemistry.- 2010.- V. 82.-N. 1.- P. 441-446.

Kamat P.V., Flumiani M., Hartland G.V. Picosecond dynamics of silver nanoclusters. Photoejection of electrons and fragmentation // Journal of Physical Chemistry B.- 1998.-V. 102.- N. 17.- P. 3123-3128.

Jia Z.X., Ben Amar M., Brinza O., Astafiev A., Nadtochenko V., Evlyukhin A.B., Chichkov B.N., Duten X., Kanaev A. Growth of Silver Nanoclusters on Mono layer Nanoparticulate Titanium-oxo-alkoxy Coatings // Journal of Physical Chemistry C.-

2012.- V. 116.- N. 32.- P. 17239-17247.

Pham T., Jackson J.B., Halas N.J., Lee T.R. Preparation and characterization of gold nanoshells coated with self-assembled monolayers // Langmuir.- 2002.- V. 18.- N. 12.- P. 4915-4920.

Duff D.G., Baiker A., Edwards P.P. A new hydrosol of gold clusters: formation and particle-size variation // Langmuir.- 1993.- V. 9.- N. 9.- P. 2301-2309.

115

116

117

118

119

120

121

122

123

124

125

126

127

128

129

130

131

132

Kotter F., Benninghoven A. Secondary ion emission from polymer surfaces under Ar+, Xe+ and SF5+ ion bombardment // Applied Surface Science.- 1998.- V. 133.- N. 1-2.- P. 47-57.

Touboul D., Kollmer F., Niehuis E., Brunelle A., Laprevote O. Improvement of biological time-of-flight-secondary ion mass spectrometry imaging with a bismuth cluster ion source // Journal of the American Society for Mass Spectrometry.- 2005.- V. 16.- N. 10.- P. 1608-1618.

Piehowski P.D., Davey A.M., Kurczy M.E., Sheets E.D., Winograd N., Ewing A.G., Heien M.L. Time-of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry Imaging of Subcellular Lipid Heterogeneity: Poisson Counting and Spatial Resolution // Analytical Chemistry.-2009.- V. 81.- N. 14.- P. 5593-5602.

Fletcher J.S., Vickerman J.C. Secondary Ion Mass Spectrometry: Characterizing Complex Samples in Two and Three Dimensions // Analytical Chemistry.- 2013.- V. 85.-N. 2.- P. 610-639.

Gulin A., Mochalova M., Denisov N., Nadtochenko V. Secondary ion mass spectrometric signal enhancement of phosphatidylcholine dioleoyl on enlarged nanoparticles surface // Applied Surface Science.- 2014.- V. 316.- P. 36-41.

Ивков В.Г., Берестовский Г.Н. Липидный бислой биологических мембран // Москва: Наука, 1982. - 224 С.

Van Meer G., Voelker D.R., Feigenson G.W. Membrane lipids: where they are and how they behave // Nature Reviews Molecular Cell Biology.- 2008.- V. 9.- N. 2.- P. 112-124. Rangarajan S., Tyler B.J. Topography in secondary ion mass spectroscopy images // Journal of Vacuum Science & Technology A.- 2006.- V. 24.- N. 5.- P. 1730-1736. Buckart S., Gantefor G., Kim Y.D., Jena P. Anomalous behavior of atomic hydrogen interacting with gold clusters // Journal of the American Chemical Society.- 2003.- V. 125.- N. 46.- P. 14205-14209.

Mueller R., Kammler H.K., Wegner K., Pratsinis S.E. OH surface density of SiO2 and TiO2 by thermogravimetric analysis // Langmuir.- 2003.- V. 19.- N. 1.- P. 160-165. Kutuzov N., Gulin A., Lyaskovskiy V., Nadtochenko V., Maksimov G. ATP-Mediated Compositional Change in Peripheral Myelin Membranes: A Comparative Raman Spectroscopy and Time-Of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry Study // PLoS ONE.- 2015.- V. 10.- N. 11.- P. e0142084.

Lau A.H. Apoptosis induced by cisplatin nephrotoxic injury // Kidney International.-1999.- V. 56.- N. 4.- P. 1295-1298.

Jamieson E.R., Lippard S.J. Structure, recognition, and processing of cisplatin-DNA adducts // Chemical Reviews.- 1999.- V. 99.- N. 9.- P. 2467-2498.

Гулин А. А., Павлюков М. С., Гуларян С. К., Надточенко В.А. Визуализация пространственного распределения ионов Pt+ в клетках глиобластомы, обработанных цисплатином, методом времяпролетной масс-спектрометрии вторичных ионов // Биологические мембраны.- 2015.- Т. 32.- N. 3.- С. 202-210. Puchkov M.N., Vassarais R.A., Korepanova E.A., Osipov A.N. Cytochrome c produces pores in cardiolipin-containing planar bilayer lipid membranes in the presence of hydrogen peroxide // Biochimica Et Biophysica Acta-Biomembranes.- 2013.- V. 1828 -N. 2.- P. 208-212.

Владимиров Ю.А., Демин Е.М., Проскурнина Е.В., Осипов А.Н. Образование липо-пероксидных радикалов при окислении кардиопипина в комплексе с цитохромом c // Биологические мембраны.- 2009.- Т. 26.- N. 6.- С. 493-504.

Kagedal K., Zhao M., Svensson I., Brunk U.T. Sphingosine-induced apoptosis is dependent on lysosomal proteases // Biochemical Journal.- 2001.- V. 359.- P. 335-343. Cuvillier O. Sphingosine in apoptosis signaling // Biochimica Et Biophysica Acta-Molecular and Cell Biology of Lipids.- 2002.- V. 1585.- N. 2-3.- P. 153-162.

133

134

135

136

137

138

139

140

141

142

143

144

145

146

147

Hait N.C., Oskeritzian C.A., Paugh S.W., Milstien S., Spiegel S. Sphingosine kinases, sphingosine 1-phosphate, apoptosis and diseases // Biochimica Et Biophysica Acta-Biomembranes.- 2006.- V. 1758.- N. 12.- P. 2016-2026.

Battistel D., Baldi F., Gallo M., Faleri C., Daniele S. Characterisation of biosynthesised silver nanoparticles by scanning electrochemical microscopy (SECM) and voltammetry // Talanta.- 2015.- V. 132.- P. 294-300.

Lengke M.F., Ravel B., Fleet M.E., Wanger G., Gordon R.A., Southam G. Mechanisms of gold bioaccumulation by filamentous cyanobacteria from gold(III) - Chloride complex // Environmental Science & Technology.- 2006.- V. 40.- N. 20.- P. 6304-6309. Patel V., Berthold D., Puranik P., Gantar M. Screening of cyanobacteria and microalgae for their ability to synthesize silver nanoparticles with antibacterial activity // Biotechnology Reports.- 2015.- V. 5.- P. 112-119.

Narayanan K.B., Sakthivel N. Green synthesis of biogenic metal nanoparticles by terrestrial and aquatic phototrophic and heterotrophic eukaryotes and biocompatible agents // Advances in Colloid and Interface Science.- 2011.- V. 169.- N. 2.- P. 59-79. Гулин А.А., Кокшарова О.А., Попова А.А., Хмель И.А., Астафьев А.А., Шахов А.М., Надточенко В.А. Визуализация серебра в клетках цианобактерий Anabaena sp. PCC 7120 методами времяпролетной масс-спектроскопии вторичных ионов и двухфотонной люминесцентной микроскопии // Российские нанотехнологии.-2016.- Т. 11.- N. 5-6.- С. 72-74.

Rippka R., Deruelles J., Waterbury J.B., Herdman M., Stanier R.Y. Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria // Journal of General Microbiology - 1973.- V. 111.- P. 1-61.

Zolotavin P., Permenova E., Sarkisov O., Nadtochenko V., Azouani R., Portes P., Chhor K., Kanaev A. Two-photon luminescence enhancement of silver nanoclusters photodeposited onto mesoporous TiO2 film // Chemical Physics Letters.- 2008.- V. 457.-N. 4-6.- P. 342-346.

Feldman T.B., Yakovleva M.A., Arbukhanova P.M., Borzenok S.A., Kononikhin A.S., Popov I.A., Nikolaev E.N., Ostrovsky M.A. Changes in spectral properties and composition of lipofuscin fluorophores from human-retinal-pigment epithelium with age and pathology // Analytical and Bioanalytical Chemistry.- 2015.- V. 407.- N. 4.- P. 10751088.

Sparrow J.R., Vollmer-Snarr H.R., Zhou J.L., Jang Y.P., Jockusch S., Itagaki Y., Nakanishi K. A2E-epoxides damage DNA in retinal pigment epithelial cells - Vitamin E and other antioxidants inhibit A2E-epoxide formation // Journal of Biological Chemistry.- 2003.- V. 278.- N. 20.- P. 18207-18213.

Yakovleva M.A., Gulin A.A., Feldman T.B., Bel'skich Y.C., Arbukhanova P.M., Astafev A.A., Nadtochenko V.A., Borzenok S.A., Ostrovsky M.A. Time-of-flight secondary ion mass spectrometry to assess spatial distribution of A2E and its oxidized forms within lipofuscin granules isolated from human retinal pigment epithelium // Analytical and Bioanalytical Chemistry.- 2016.- V. 408.- N. 26.- P. 7521-7528.

Gulin A., Nadtochenko V., Astafiev A., Pogorelova V., Rtimi S., Pogorelov A. Correlating microscopy techniques and ToF-SIMS analysis of fully grown mammalian oocytes // Analyst.- 2016.- V. 141.- N. 13.- P. 4121-4129.

Pogorelov A.G., Katkov I.I., Pogorelova V.N. Influence of exposure to vitrification solutions on 2-cell mouse embryos: I. Intracellular potassium and sodium content // Cryoletters.- 2007.- V. 28.- N. 6.- P. 403-408.

Ingram M.J.a.H., C. A. M. Procedure for the study of biological soft tissue with the electron microprobe // Development in applied spectroscopy.- 1968.- V. 5.- P. 43-54. Dick D.A. The distribution of sodium, potassium and chloride in the nucleus and cytoplasm of Bufo bufo oocytes measured by electron microprobe analysis // The Journal of Physiology.- 1978.- V. 284.- P. 37-53.

148. Lhoest J.B., Wagner M.S., Tidwell C.D., Castner D.G. Characterization of adsorbed protein films by time of flight secondary ion mass spectrometry // Journal of Biomedical Materials Research.- 2001.- V. 57.- N. 3.- P. 432-440.

149. Sanni O.D., Wagner M.S., Briggs D., Castner D.G., Vickerman J.C. Classification of adsorbed protein static ToF-SIMS spectra by principal component analysis and neural networks // Surface and Interface Analysis.- 2002.- V. 33.- N. 9.- P. 715-728.