Микобиота водоросли Ascophyllum nodosum (Phaeophyceae, Fucaceae) в Белом и Баренцевом морях тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.12, кандидат биологических наук Коновалова, Ольга Петровна

• Коновалова, Ольга Петровна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Коновалова, Ольга Петровна

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общие сведения о морских грибах g

1.2. Экологические группы морских грибов

1.3. Общее представление о грибах, обитающих на морских водорослях

1.4. Молекулярные методы изучения микобиоты морских водорослей

1.5. Исследования ассоциации Mycophycias ascophylli с Ascophyllum nodosum и Pelvetia canaliculata

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Характеристика объектов исследования

2.2. Изучение биологии Stigmidium ascophylli и прямые наблюдения микобиоты Ascophyllum nodosum

2.3. Исследование культивируемой части микобиоты Ascophyllum nodosum

2.4. Экспериментальные методы изучения изолятов

2.5. Молекулярные методы исследования микобиоты Ascophyllum nodosum 38 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 3. БИОЛОГИЯ STIGMIDIUM ASCOPHYLLI - СИМБИОНТА

ASCOPHYLLUM NODOSUM

Глава 4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ ПОВЕРХНОСТНОЙ МИКОБИОТЫ ASCOPHYLLUM NODOSUM МЕТОДАМИ ПРЯМЫХ 55 МИКРОСКОПИЧЕСКИХ НАБЛЮДЕНИЙ

Глава 5. РЕЗУЛЬТАТЫ ВЫЯВЛЕНИЯ МИКОБИОТЫ ASCOPHYLLUM NODOSUM МЕТОДОМ ПОСЕВОВ НА ПИТАТЕЛЬНЫЕ СРЕДЫ

5.1. Общий список и таксономия выделенных видов

5.2. Микобиота сопутствующих грунтов

5.3. Поверхностная микобиота водорослей

5.4. Эндофитная микобиота водорослей

5.5. Сравнение результатов всех посевов и обсуждение

Глава 6. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ НЕКОТОРЫХ ИЗОЛЯТОВ

6.1. Рост некоторых изолятов на средах различного состава

6.2. Прорастание конидий видов родов Acremonium и Plectosporium в

2

морской воде

6.3. Исследования роста некоторых изолятов на средах разной солености

6.4. Изучение уровня экспрессии гена малого белка теплового шока Hspl2 как показателя адаптации к морским условиям

Глава 7. УТОЧНЕНИЕ СИСТЕМАТИЧЕСКОГО ПОЛОЖЕНИЯ НЕКОТОРЫХ ВИДОВ И МОРФОТИИОВ

7.1. Молекулярная идентификация гриба-симбионта разных экологических форм Ascophyllum nodosum

7.2. Уточнение видовой принадлежности изолятов рода Cadophora

7.3. Уточнение видовой принадлежности Alternaría-подобных морфотипов

7.4. Видовая идентификация изолятов из порядка Hypocreales юз ЗАКЛЮЧЕНИЕ

111

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

116

ПРИЛОЖЕНИЯ

129

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Микобиота водоросли Ascophyllum nodosum (Phaeophyceae, Fucaceae) в Белом и Баренцевом морях»

ВВЕДЕНИЕ

Фукусовые водоросли являются эдификаторами литоральных сообществ в арктических морях (Baardsch, ,970). Их заросли - укрытие „ ог_ _

животных, а поверхность их талломов - субстрат для развития своеобразных ценозов пернфитона. Грибы м01Тт „вать в o6p_ p_ ^^ с живьши

водорослями, как патогены или симбионт, и сапротрофы (Kohtaeyer, Kohtaeyer ,979)

Из всего разнообразия ассоциаций морских водорослей с грибами наиболее

интересной и малоизученной является обличая симбиотическая связь. Примером такой

ассоциации является сожительство зндофитцого аскомицета а,СоРНуШ (СоПоп)

Ар«ГОо. с доминантами литоралей северных морей - фукусовыми водорослями McophyUum nodosum (L.) шов, и Pelvetia cmaliculata (L, Dcne e[ Thur Тжой тип

сосуществования аскомицета н водоросли-макрофнта _ микофикобиозом (Kohtaeyer, УоШпаив-КоЫшеуег, ,972). Несмотря „а то, что эта ассоциация давно известна, мноше аспекты ее биологии остаются неизученными (Oarbary, Decker, 200,)

Вид А nodosum интересен тем, что помимо мнкофикобиоза с грибом, он образует несколько бентоплейстонных экологических форм (зкад), которые обычно обитают в У—, нехарактерных для типичной прикрепленной формы (Максимова, Мюге, 2007) Это свойство, а также анатомическое слоение A. nodosum, отличное от других фукондов'

позволяет предполагать, что присутствие гриба в талломе водоросли влияет на эвол^ню И адаптивные способности данного вида.

помимо симбионта, в талломах водоросли обитает миожество других грибов -санротрофов. Видовой состав и функции этого сообщества ранее не изучались В мнк„6иота бурых водорослей, в том числе, фукусовых, исследовалась' несистематически (Бубнова, Киреев, 2009; Zuccaro, 2008). На проблему фило™ морских грибов и их роли в сообществах отсутствует единая точка зрения (Hyde е, al. 1998), однако несомненно, что морские грибы являются неисследованным еще резервуаром новых для науки видов н биологически а_ вещее™ (Пивкин, 20,0)

В связи с многообразием функций, выполняемых грибами в морских сообществах (Kohlmeyer, Kohtaeyer, ,979), изучение морских грибов представляется крайне важным как с теоретической точки зрения ^я понимания их эволюции, экологии и

функционирования морских сообществ) тяк и п™

оооществ), так и для их возможного практического

применения.

целом, мало и

Цель работы: изучить грибы, ассоциированные с водорослью Ascophyllum nodosun, (Ochrophyta, Phaeophyceae) в Белом и Баренцевом морях.

Задачи:

1. Изучить видовой состав грибов иа поверхности и внутри талломов Ascophyllum nodosum из разных географических точек.

2. Сравнить видовой состав грибов с водоросли с микобиотой сопутствующих грунтов.

3.

Создать коллекцию культур мицелиальных грибов.

4. Изучить характер роста доминирующих видов при различных условиях (соленость, температура) и способность их спор прорастать в морской воде.

5. Изучить экспрессию генов-индикаторов осмотического стресса у некоторых галотолерантных видов.

6. Изучить морфолотию и биологию StigmUium ascophylli в талломах различных экологических форм AscophyUum nodosum и Pelvetia сапаНЫаш в Белом море.

7. Уточнить молекулярными методами филогенетическую позицию ««биотического гриба S,igmUium ascophyUi и видов, определение которых но

морфологическим данным проблематично

Заключение диссертации по теме «Микология», Коновалова, Ольга Петровна

выводы

1. С поверхности водорослей было выделено 54 вида грибов, из них анаморфных - 51. Поверхностная микобиота водорослей из Белого моря характеризуется наличием зигомицетов, темноокрашенных грибов и видов рода Fusarium. В поверхностной микобиоте водорослей из Баренцева моря доминируют виды рода Acremonium.

2. Эндофитная микобиота водорослей характеризуется высоким обилием стерильных мицелиев. В посевах из Белого моря доминируют светлые и темноокрашенные стерильные мицелии, а в талломах водорослей из Баренцева моря - виды рода Pénicillium при небольшом видовом разнообразии.

3. Из сопутствующих грунтов выделено 44 вида анаморфных грибов. Наиболее многочисленные группы: Pénicillium spp., Acremonium spp., Mucor hiemalis, Dendryphiella salina. 16 видов выделено только из грунтов. По сравнению с поверхностной микобиотой водорослей, в грунтах велико обилие и видовое разнообразие видов рода Pénicillium обилие изолятов Dendryphiella spp. На поверхности водорослей выше обилие и видовое разнообразие родов Acremonium и Fusarium.

4. Изоляты из наиболее обильных групп грибов во всех физиологических экспериментах показали способность расти и размножаться в морских условиях, в частности, на бурых водорослях. Все они делятся на две группы: виды способные расти в море и на суше, такие как Cadophora malomm, Plectosporium tabacinum, Embellisia sp. и т.д; виды, лучше приспособленные к морским местообитаниям - Cadophora luteo-olivaceae, Embellisia phragmospora, виды рода Acremonium, Emericellopsis sp.l и другие.

5. Исследование экспрессии гена Hspl2 показали, что оптимальная температура для трех выбранных видов рода Acremonium - +24°С. Наиболее благоприятная соленость для вида A. fuci - 60%с, для вида Emericellopsis sp.l - 40%о. Эти свойства адаптируют данные виды к успешному распространению на поверхности и внутри талломов литоральных водорослей.

6. Молекулярно-филогенетические исследования показали, что помимо известных видов, в каждой из исследованных групп сомнительного таксономического положения

ОCadophora spp., Embellisia spp., Acremonium spp.) есть морфотипы, идентификация которых практически невозможна ни по морфологическим, ни по генетическим признакам.

7. Впервые обнаружен мицелий симбионта в тканях вегетативных экад A. nodosum.

Жизненный цикл ассоциации 5. ascophylli-A. nodosum в Белом море сильно укорочен по сравнению с литературными данными, потому что развитие структур полового размножения останавливается на время установления ледового покрова зимой

113

Установление ассоциации de novo между 5. ascophylli и P. canaliculata происходит несинхронно, в отличие от связи триба с A. nodosum. Анаморфная стадия 5. ascophylli не обнаружена.

8. Филогенетические построения с участием последовательности симбиотического гриба 5. ascophylli, полученной из типовой формы A. nodosum и P. canaliculata, подтвердили его отношение к пор. Capnodiales. Этот вид близок к сем. Teratosphaeriaceae, что ставит под сомнение наличие у 5. ascophylli анаморфной стадии рода Septoria. Последовательности, выделенные из маршевой экады A. nodosum ecad muscoides, относились к двум видам биотрофных грибов пор. Hypocreales.

БЛАГОДАРНОСТИ

Я выражаю искреннюю признательность моим научным руководителям Бубновой Екатерине Николаевне и Сидоровой Ирине Ивановне. Огромная благодарность Александровой Алине Витальевне за всестороннюю помощь в выполнении и написании работы. Бесконечно признательна коллективу ББС МГУ и ее директору Цетлину Александру Борисовичу, и более всех - Неретиной Татьяне Владимировне за помощь и поддержку во всем. Особенная признательность сотрудникам ИБР РАН (Мюге Николаю Сергеевичу, Минину Андрею Александровичу, Микаэляну Арсену Суреновичу и другим) за неоценимую помощь в работе и неизменную доброту. Приношу благодарность Михайловой Татьяне Александровне за предоставленные образцы и поездку в Дальние Зеленцы, а также сотрудникам биостанции ММБИ РАН Дальние Зеленцы за теплый прием и содействие. Большое спасибо Максимовой Ольге Викторовне (Институт океанологии РАН) и Марфениной Ольге Евгеньевне (каф. биологии почв факультета почвоведения МГУ) за ценные советы.

Приношу благодарность всем сотрудникам кафедры микологии и альгологии, помогавшим мне в работе.

Огромное спасибо всем коллегам, старшим и младшим, которые помогли мне совершить эту работу. Отдельно хотелось бы поблагодарить Киреева Ярослава Витальевича, без которого эта диссертационная работа никогда бы не осуществилась.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Биология Stigmidium ascophylli в Белом море отличается от таковой в ранее исследованных географических точках. Морфологические и филогенетические исследования подтвердили его принадлежность к роду Stigmidium. Анаморфная стадия этого гриба не была нами обнаружена.

Мы обнаружили, что в талломах A. nodosum обитает множество видов грибовсапротрофов, некоторые из них в определенных условиях в талломах вегетативных экад А nodosum могут вытеснять исходный вид 5. ascophylli. В результате проведенного исследования мы получили достаточно полную картину грибного населения водоросли А nodosum. Микобиота водоросли различается в зависимости от типа грунта и растительного окружения: видовой состав грибов из A. nodosum, растущего в условиях сильного сероводородного заражения грунта, беден, а, сообщество грибов водорослей обитающих на литорали вместе с высшими растениями обогащено факультативно фитопатогенными видами и видами, разлагающими растительные остатки. В эндофитной микобиоте водоросли на трансекте с обильным пресным стоком доминируют виды рода Pénicillium.

Так как A. nodosum растет в самых разных условиях, многие из которых нельзя назвать истинно морскими, то и грибы, обитающие на нем, также относятся к различным экологическим группам. Многие из них - наземные виды, имеющие штаммовую адаптацию к морским условиям, морские виды или виды, ранее не описанные. Исследование характера роста выделенных изолятов на разных средах показало, что многие виды хорошо растут в смоделированных нами морских условиях и адаптированы к обитанию именно на водорослях. Кроме того, проверка способности конидий прорастать в морской воде является достоверным тестом на активность грибов в море.

Новый вид Emericellopsis sp.l, обнаруженный в результате наших исследований, является удобным объектом для изучения адаптаций грибов к экстремальным условиям. Этот гриб, растущий в широком диапазоне условий, реагирует на их изменения хорошо заметными изменениями признаков (тип спороношения, характер роста колоний, скорость роста). Ранее исследования проводили в основном на дрожжах, поэтому мицелиальный гриб такой экологической пластичности хоть и является нелегким для изучения объектом, но заслуживает всестороннего изучения.

Если сравнить все наши результаты с литературными данными, то основной причиной различий между ними будут климатические условия исследованных территорий. Белое и Баренцево моря холодны, и это накладывает отпечаток на видовой состав микобиоты, на жизненный цикл самих водорослей и на особенности адаптации грибов к морским условиям обитания.

Морские арктические и субарктические экосистемы практически не изучены с точки зрения микологии. Неизвестно не только, как функционирует здесь круговорот органического вещества, но и участники этого круговорота также остаются пока практически неизвестными. Полученные новые знания о качественном и количественном составе микобиоты бурой водоросли Ascophyllum nodosum позволят нам уделить в дальнейшем больше внимания вопросам адаптации и функционирования грибов в морских экосистемах. и

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Коновалова, Ольга Петровна, 2012 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Артемчук Н.Я. Микофлора морей СССР. М.: Наука. 1981. 192 с.

2. Бабьева И.П., Чернов И.Ю. Биология дрожжей. M. КМК. 2004. 221 с.

3. Барыкина Р.П., Веселова Т.Д Девятов А Г и яг. оппп гл

•Д., девятов А.1. И др. 2000. Основы микротехнических

исследований в ботанике. Справочное руководство. М. 127 с.

4. Беккер З.Е. Физиология и биохимия грибов. М.: Изд-во Моск. ун-та. 1988. 230 с.

5. Билай В. И. Фузарии. Киев: Наукова думка, 1977. 442 с.

6. Билай В.И., Коваль Э.З. Аспергиллы. Киев: Наукова Думка, 1988. 204 с.

7. Бубнова E.H. Изменения комплексов почвообитающих грибов при переходе от зональных почв к морским экотопам (на примере побережья Кандалакшского залива Белого моря). Дисс. канд. биол. наук. М.: МГУ. 2005. 145 с.

8. Бубнова E.H., Киреев Я.В. Сообщества грибов на талломах бурых водорослей рода

Fucus в Кандалакшском заливе Белого моря // Микология и Фитопатология 2009 Т.43. Вып.5. С.20-29.

9. Возжинская В.Б. Донные макрофиты Белого моря. М.: Наука. 1986. 156 с.

10. Гаузе Г.Ф., Преображенская Т.П., Свешникова М.А., Терехова Л.П., Максимова Т.С. Определитель актиномицетов. М.: Наука. 1983. 245 с.

11. Зверева Л.В. Микобиота культивируемой бурой водоросли Laminaria japónica // Биология моря. 1998. Т. 24. С. 21-25.

12. Зинова А. Д. Определитель бурых водорослей северных морей СССР. M /Л- Изд-во АН СССР. 1953. 224 с.

13. Камнев А.Н. Структура и функции бурых водорослей. М.: МГУ. 1989. 200 с

14. Киреев Я.В., Бубнова E.H. Микобиота бурых водорослей в окрестностях Беломорской биостанции МГУ // Материалы X научной конференции ББС им. Перцова. М. 2006. С. 142-145.

15. Кириленко Т.С. Определитель почвенных сумчатых грибов. Киев: Наук Думка 1978. 263 с.

16. Коновалова О.П., Бубнова E.H. Грибы на бурых водорослях Ascophyllum nodosum и Pelvetia canaliculata в Кандалакшском заливе Белого моря // Микология Фитопатология. 2011. Т.45. Вып. 3. С.240-248.

17. Копытина H.A. Высшие морские грибы пелагических и донных биотопов северозападного региона Черного моря. Автореферат дисс. канд. биологических наук. Севастополь, 2009. 22 с.

18. Кузнецов Е.А. Грибы водных экосистем. Дисс. доктора биол. наук. M • МГУ 2003 483 с.

и

19. Левкина Л.М. Род Alternaria Nees // Новое в систематике и номенклатуре грибов (п/ред. Дьякова Ю.Т. и Сергеева Ю.В.) М.: Нац. Акад. Микол. 2003. С.276-304.

20. Литвинов М.А., Дудка H.A. Методы исследования микроскопических грибов пресных и соленых (морских) водоемов. Ленинград, «Наука». 1975. 152с.

21. Максимова О.В. История изучения карликовых и бентоплейстонных фукусовых (Fucales, Phaeophyceae) // Ботанический журнал. Т.92. №6. С.828-877.

22. Максимова О.В., Мюге Н.С. Новые для Белого моря формы фукоидов (Fucales,

Phaeophyceae): морфология, экология, происхождение // Ботанический журнал 2007 Т.92. №7. 2007 С.965-985.

25. Мельник В.А., Петров Ю.Е. Новый вид гриба с морской бурой водоросли

Ascophyllum nodosum fL.)Le Jolis // Новости систематики низших растений 1966 С.211-212.

24. Методы почвенной микробиологии и биохимии // Ред. Д.Г. Звягинцев M • МГУ 1991 294 с.

25. Милько А. А. Определитель мукоральных грибов. Киев: Наук, думка, 1974. 306 с.

26. Мирчинк Т.Г. Почвенная микология. М.: Изд-во МГУ, 1988. 220 с. Моравская И. О., Михайлов В.В. Сапротрофные грибы из бурых водорослей залива Петра Великого Японского моря // Биология моря. 1990. №1. С. 72-74. Пивкин М.В. Вторичные морские грибы Японского и Охотского морей. Дисс. доктора биол. наук. Владивосток, 2010. ТИБОХ ДалРАН. с. 407

29. Пивкин М.В., Кузнецова Т.А., Сова В.В. 2006. Морские грибы и их метаболиты. Владивосток: Дальнаука. 248 с.

30. Риндша Л.В., Дудка I.O. Культуральш особливой вищих морських грибш за умов PÍ3HOÍ солоност! // Украинский Ботанический Журнал. 1986. Т. 43. №1. С.54-58.

31. Саттон Д., Фотергилл А., Ринальди М. Определитель патогенных и условнопатогенных грибов. Москва: Мир, 2001.468 с.

32. Шнырева A.B. Методы геносистематики в решении практических задач микологии // Успехи медицинской микологии (ред. Сергеев Ю.В.). М, Изд-во Национальной Академии микологии. 2005. С.21-23.

33. Aljanabi S.M., Martinez I. Universal and rapid salt-extraction of high quality genomic

DNA for PCR-based techniques // Nucleic Acids Research. 1997. Vol. 25, № 22 P 46924693.

34. Ames L.M. A Monograph of the Chaetomiaceae. Arme research offise. 1961. 135 p.

35. Aptroot A. Mycosphaerella and its anamorphs. 2. Conspectus of Mycosphaerella // CBS Biodiversity series. 2006. Vol.5. 231 p.

27

28.

36. Arenz B.E., Held B.W., Jurgens J.A., Farrell R.L., Blanchette R.A. Fungal diversity in soils and historic wood from the Ross Sea Region of Antarctica // Soil Biol. Biochem. 2006. Vol. 38 (10). P. 3057-3064.

37. Arx J. A. von. The genera of fungi sporulation in pure culture. Vaduz.: J. Cramer, 1981. 424 p.

38. Barghoorn E.S., Linder D.H. Marine fungi: Their taxonomy and biology // Farlowia. 1944. Vol. 1. P. 395-467.

39. Barnet H.L., Hunter B.B. Illustrated genera of imperfect fungi (3 ed.). Burgess Life Science Series: Mycology. 1972. 241 p.

40. Benito B„ Garciadeblas B„ Rodrigues-Navarro A. Potasium- or sodium-efflux ATPase, a key enzyme in the evolution of fungi // Microbiology. 2002. Vol. 148. P. 933-941.

41. Berbee M.L. Loculoascomycetes origins and evolution of filamentous ascomycete

morphology based on 18S rRNA gene sequence data // Molecular Biology and Evolution. 1998. Vol. 13 (3). P. 462 -475.

42. Bissett J. Notes on Tolypocladium and related genera // Can. J. Bot. 1983. Vol. 61. P. 1311-1329.

43. Blanchette R.A., Held B.W., Arenz B.E., Jurgens J.A., Baltes N.J., Duncan S.M., Farrell,R.L. An Antarctic Hot Spot for Fungi at Shackleton's Historic Hut on Cape Royds // Microb. Ecol. 2010. Vol. 60(1). P. 29-38.

44. Boerema G.H., de Gruyter J., Noordeloos M.E., Hamers M.E.C. Phoma Identification Manuals. CABI Publishing. 2004. 470 P.

45. Bold H.C., Wynne MJ. Introduction to the algae. NJ: Prentice-Hall. 1985. 516 pp.

46. Booth C. Studies of Pyrenomycetes. IV. Nectria // Mycological Papers. 1959. Vol.73. P.56-57.

47. Booth C. The genus Fusarium. Klw, Surrey, England: Commonvealth Mycological Inst., 1971.237 c.

48. Boyd P. E., Kohlmeyer J. The influence of temperature on the seasonal and geographic distribution of three marine fungi // Mycologia. 1982. Vol.74. No.6. P.894-902.

49. Brayford D„ Honda B.M., Mantiri F.R., Samuels G.J. Neonectria and Cylindrocarpon: the Nectria mammoidea group and species lacking microconidia // Mycologia. 2004. Vol. 96. Iss. 3. P. 572-597.

50. Byrne P., Jones E.B.J. Effect of salinity on spore germination of terrestrial and marine fungi// Trans. Br. Mycol. Soc. 1975. Vol.64 (3). P. 497-503.

51. Campbell J., Volkmann-Kohlmeyer B„ Grafenhan T„ Spatafora J., Kohlmeyer J. A reevaluation of Lulworthiales: relationship based on 18S and 28S rDNA // Mycological Research. 2005. Vol.109. P.556-568.

52. Cantrell S.A., Casillas-Martinez L., Molina M. Characterization of fungi from hypersaline environments of solar salterns using morphological and molecular techniques // Mycological Research. 2006. Vol. 110(8). P. 962-970.

53. Caracuel Z„ Casanova C„ Roncero M.I.G., Di Pietro A., Ramos J. pH response transcription factor PacC controls salt stress tolerance and expression of the P-Type Na-ATPase Enal in Fusarium oxysporum//Eukaryotic Cell. 2003. Vol. 2 (6). p. 1246-1252

54. Carlucci A., Raimondo M.L., Santos J., Phillips A.J.L. Plectosphaerella species associated

with root and collar rots of horticultural crops in southern Italy // Persoonia. 2012. Vol 28 P. 34-48.

55. Carmichael J. W„ Kendrick B. W„ Connors I. L., Sigler, L. Genera of Hyphomycetes Edmonton, Alberta: University of Alberta Press. 1980. 368 p.

56. Chan E.C.S., McManus E.A. Distribution, characterization, and nutrition of marine microorganisms from the algae Polysiphonia lanosa and Ascophyllum nodosum // Canadian Journal of Microbiology. 1969. Vol. 15. P.409-420

57. Chaverri P., Vilchez B. Hypocrealean (Hypocreales, Ascomycota) Fungal Diversity in

Different Stages of Tropical Forest Succession in Costa Rica // Biotropica. 2006 V 38 P 531-543.

58. Chock J.S., Mathieson A.C. Ecological studies of the salt marsh ecad scorpioides

(Hornemann) Hauck of Ascophyllum nodosum (L.) LeJolis // J. Exp. Mar. Biol. Ecol 1976. Vol.23. P.171-190.

59. Christensen M. Species diversity and dominance in fungal communities // The fungal community: its organization and role in the ecosystem / Ed: Wiscklow D.T., Carrol G.C. New York: Marcll Dekker, 1981. P. 201-232.

60. Clipson N.J.W., Jennings D.H. Dendryphiella salina and Debaryomyces hansenii: models for ecophysiological adaptation to salinity by fungi that grow in the sea// Canadian Journal of Botany. 1992. Vol.70. P. 2097-2105.

61. Cole G.T., Kendrick B. Taxonomic Studies of Phialophora // Mycologia. Vol. 65. 1973 P 661-688.

62. Cousens R. The effect of exposure to wave action on the morphology and pigmentation of

Ascophyllum nodosum (L.) Le Jolis in South-Eastern Canada // Botanica Marina. 1982 Vol. XXV. P. 191-195.

63. Crous P.W., Braun U„ Groenewald J.Z. Mycosphaerella is polyphyletic // Studies in Mycology. 2007. Vol.58. P.l-32.

64. Crous P.W., Braun U„ Schubert K„ Groenewald J.Z. The genus Cladosporium and similar dematiaceous hyphomycetes // Studies in Mycology. 2007. V. 58. 253 p.

65. Deckert R.J., Garbary DJ. Ascophyllum and its symbionts. VI. Microscopic characterization of the Ascophyllum nodosum (Phaeophyceae) - Mycophycias ascophylli (Ascomycetes) symbiotum// Algae. 2005. Vol.20 (4). P.353-361.

66. Dighton J., White J.F., Oudemans P. The Fungal community: its organization and role in the ecosystem. USA, Boca Raton: Taylor and Francis. 2005. 936 p.

67. Domsch K.H., Gams W„ Anderson T. Compendium of soil fungi (Sec. ed.) Ehing: IHW-Verlag, 2007. 672 p.

68. Domsh K.H., Gams W., Anderson T.-H. Compendium of the soil fungi. Acad. Press. 1980. 1070 p.

69. Eck R.V., Dayhoff M.O. Atlas of Protein Sequence and Structure. Silver Springs, Maryland, National Biomedical Research Foundation. 1966. 587 p.

70. Ellis M.B. Dematiaceous hyphomycetes. Surrey, Cab International. 1973. 608 p.

71. Ellis M.B. More Dematiaceous Hyphomycetes. Kew: CMI, 1976. 507 p.

72. Feau N., Hamelin R.C., Bernier L. Attributes and congruence of three molecular data sets: Inferring phylogenies among Septoria-related species from woody perennial plants // Molecular Phylogenetics and Evolution. 2006. Vol.40. Iss.3. P.808-829.

73. Fell J. W. Yeasts in oceanic regions // Recent advances in aquatic mycology. 1976. P.93-105.

74. Felsenstein J. Confidence limits on phylogenies: An approach using the bootstrap // Evolution. 1985. Vol. 39. P. 783-791.

75. Fries N. Physiological characteristics of Mycosphaerella ascophylli, a fungal endophyte of

the marine brown alga Ascophyllum nodosum // Physiologia Plantarum. 1979. Vol.45. P.117-121.

76. Gams W. Cephalosporium-artige Schimmelpilse (Hyphomycetes). Stuttgart: Fischer, 1971. 262 p.

77. Gams W. Phialophora and some similar morphologically little-differentiated anamoiphs of divergent ascomycetes // Studies in Mycology.2000. Vol.45, p. 187-199.

78. Gams W., Zare R. A revision of Verticillium section Prostrata. III. Generic classification // Nova Hedwigia. 2000. Vol. 72. P. 329-337.

79. Garbary D.J., Brackenbury A., Mclean A.M., Morrison D. Structure and development of

air bladders in Fucus and Ascophyllum (Fucales, Phaeophyceae) // Phycologia 2006 Vol.45. P.557-566.

80. Garbary D.J., Deckert RJ. Three part harmony - Ascophyllum and its symbionts // In: "Symbiosis: Mechanisms and Model Systems" (ed. J.Seckbach). Kluwer, Dortrecht, the Netherlands. 2001. P.309-321.

81. Garbary D.J., Deckert RJ. Ascophyllum and its symbionts.VIII. Interactions among Ascophyllum nodosum (Phaeophyceae), Mycophycias ascophylli (Ascomycetes) and Elachista fucicola (Phaeophyceae) // Algae. 2005b. Vol.20(4). P.363-368.

82. Garbary D.J., Deckert R.J., Ascophyllum and its symbionts.VII. Three-way Interactions Among Ascophyllum nodosum (Phaeophyceae), Mycophycias ascophylli (Ascomycetes) and Vertebrata lanosa (Rhodophyta) // Algae. 2005a. Vol.20 (3). P.225-232.

83. Garbary D.J., Gautam A. The Ascophyllum/Polysiphonia/Mycosphaerella symbiosis. I.

Population ecology of Mycosphaerella from Nova Scotia // Botanica Marina. 1989 Vol 32 P.181-186.

84. Garbary D.J., London J.F. Ascophyllum/Polysiphonia/Mycosphaerella symbiosis. V.

Fungal infection protects A.nodosum from dessication // Botanica Marina. 1995. Vol 38 P.529-533.

85. Garbary D.J., McDonald K.A. The Ascophyllum/Polysiphonia/Mycosphaerella symbiosis. IV. Mutualism in the Ascophyllum/Mycosphaerella interaction // Botanica Marina. 1995 Vol.38. P.221-225.

86. Gardes M, Bruns T.D. ITS primers with enhanced specificity for basidiomyeetes -application for mycorryzae and rusts // Molecular Ecology. 1993. Vol.2. P. 113-118.

87. Gerlach W„ Nirenberg H. The genus Fusarium - a pictorial atlas. Berlin. 1982. 406 p.

88. Glass, N.L., Donaldson, G.C. Development of primer sets designed for use with the PGR to

amplify conserved genes from filamentous ascomycetes // Appl. Environ. Microbiol. 1995. Vol. 61(4). P. 1323-1330.

89. Glenn A.E., Bacon C.W., Price R., Hanlin R.T. Molecular phylogeny of Acremonium and its taxonomic implications // Mycologia. 1996. Vol. 88(3). P. 369-383.

90. Grafenhan T„ Schroers H,J„ Nirenberg H.I., Seifert K.A. An overview of taxonomy, phylogeny and typification of nectriaceous fungi in Cosmospora, Acremonium, Fusarium, Stilbella and Volutella // Studies in Mycology. 2011. Vol.68. P. 79-113.

91. Grunig C.R., Queloz V., Sieber T.N. Stucture of diversity in dark septate endophytes: from species to genes //Forestry Sciences. 2011. Vol. 80, Part 1. P. 3-30.

92. Harrington T.C., McNew D.N. Phylogenetic analysis places the Phialophora-like anamorph genus Cadophora in the Helotiales // Mycotaxon. 2003. P. 141-151.

93. Hattori J., Gottlob-McHugh S.G., Johnson D.A. The isolation of high-molecular-weight DNA from plants // Analytical Biochemistry. 1987. Vol.165. Iss.l P.70-74.

94. Henson J.N., Butler M.J., Day A.W. The Dark side of the mycelium: Melanins of phytopathogenic fungi // Annu. Rev. Phytopathol. 1999. Vol. 37. P. 447-471.

95. Hermanides-Nijhof E.J. Aureobasidium and allied genera // Stud. Mycol. 1977. Vol. 14. P. 144-176.

96. Hillis D.M., Bull J.J. An empirical test of bootstrapping as a method for assessing

confidence in phylogenetic analysis // Systematic Biology. 1993. Vol. 42. Iss. 2. P. 182192.

97. Hoog de G.S. The genera Beauveria, Isaria, Tritirachium and Acrodontium gen.nov. // CBS Studies in Mycology. 1972. Vol.1.

98. Hoog de G.S., Guarro J., Gene J., Figueras M.J. Atlas of clinical fungi. 2th edition. Utrecht, CBS. 2000. 1126 p.

99. Hoog De G. S„ Smith M. Th. and E. Gueho: A revision of Geotrichum. // Studies in Mycology. 1986. No. 29. 131 p.

100. Hughes S.J. Conidiophores, conidia, and classification // Can.J.Bot. 1953. Vol. 31. P. 577659.

101. Hujslova M., Kubatova A., Chudickova M. and Kolarik M. Diversity of fungal communities in saline and acidic soils in the Soos National Natural Reserve, Czech Republic //Mycol. Prog. 2010. Vol. 9 (1). P. 1-15.

102. Hyde K.V., Jones E.G.B., Leano E„ Pointing S.B., Poonyth A.D., Vrijmoed L.L.P. Role of

fungi in marine ecosystems // Biodiversity and Conservation. 1998. Vol. 7. № 9. P. 11471161.

103. Johnson T.W., Sparrow F.K. Fungi in oceans and estuariaes. J. Cramer, Germany. 1961. 668 p.

104. Jones E.B.G., Sakayaroj J., Suetrong S., Somrithpool S., Pang K.L. Classification of

marine Ascomycota, anamorphic taxa and Basidiomycota // Fungal Diversity. 2009. Vol. 35. 203 p.

105. Jones, E.B.G. Marine fungi: some factors influencing biodiversity // Fungal Diversity 2000. Vol. 4. P. 53-73

106. Kidwell K.K., Osborn T.C. Simple Plant DNA Isolation Procedures // Plant Genomes. Eds. Beckman J.S., Osborn T.C. Amsterdam: Kluwer. 1992. P. 1-13.

107. Kingham D.L., Evans L.V. The Pelvetia-Mycosphaerella interrelationship. In: "The

biology of Marine fungi" (ed. S.T. Moss). Cambridge University Press, Cambridge. 1986 P.177-187.

108. Kirk, P.W. The mycostatic effect of seawater on spores of terrestrial and marine higher fungi // Botanica Marina. 1980. Vol. 23. P. 233-238.

109. Kodsueb R„ Dhanasekaran V., Aptroot A., Lumyong S„ McKenzie E.H.C., Hyde K.D., Jeewon R. The family Pleosporaceae: intergeneric relationship and phylogenetic'

perspectives based on sequence analyses of partial 28S rDNA // Mycologia. 2006 Vol 98(4), P. 571-583.

110. Kohlmeyer J., Kohlmeyer E. Is Ascophyllum nodosum lichenized? // Botanica Marina. 1972. Vol.XV. P.109-112.

111. Kohlmeyer J., Kohlmeyer E. Marine Mycology, the Higher Fungi. NY: Academic Press 1979. 691 p.

112. Kohlmeyer J., Spatafora J., Volkmann-Kohlmeyer B. Lulworthiales, a new order of marine Ascomycota// Mycologia, 2000. V. 92, № 3. p.453.458.

113. Kohlmeyer J., Volkmann-Kohlmeyer B.. Marine Ascomycetes from algae and animal hosts // Botanica Marina. 2003a Vol.46. P.285-306.

114. Kohlmeyer J., Volkmann-Kohlmeyer B. Fungi from coral reefs: a commentary // Mycological research. 2003b. Vol.107 (4). P.386-387.

115. Kohlmeyer J.,Volkmann-Kohlmeyer B. Mycophycias, a new genus for the mycobionts of

Apophlaea, Ascophyllum and Pelvetia // Systema Ascomycetum. 1998. Vol.16. Part 1-2 P 1-7.

116. Le Calvez T., Burgaud G„ Mahe S„ Barbier G., Vandenkoornhuyse P. Fungal diversity in

deep-sea hydrothermal ecosystems // Appl. Environ. Microbiol. 2009. Vol. 75. P. 64156421.

117. Lutzoni F„ Kauff F„ Cox J.C., McLaughlin D. Assembling the fungal tree of life: Progress, classification, and evolution of subcellular traits // American Journal of Botany. 2004.' Vol.91. P.1446-1480.

118. Mantiri F.R., Samuels G.J., Rahe J.E., Honda B.M. Phylogenetic relationships in Neonectria species having Cylindrocarpon anamorphs inferred from mitochondrial ribosomal DNA sequences // Canadian Journal of Botany. 2001. Vol. 79. P. 334-340.

119. Matsushima T. Microfungi of the Solomon Islands and Papua-New Guinea. Kobe, 1971. 295p

120. McLachlan J., Chen L.C.-M., Edelstein T. The culture of four species of Fucus under laboratory conditions // Canadian Journal of Botany. 1971. Vol.49. P.1463-1469.

123

121. Meklin T„ Haugland R.A., Reponen T., Varma M., Lummus Z., Bernstein D„ Wymer L.J., Vesper S.J. Quantitative PCR analysis of house dust can reveal abnormal mold conditions // Journal of Envinronmental Monitoring. 2004. Vol. 6(7). P. 615-620.

122. Menkis A., Vasaitis R. Fungi in Roots of Nursery Grown Pinus sylvestris: Ectomycorrhizal Colonisation, Genetic Diversity and Spatial Distribution // Microb. Ecol. 2011. Vol.61(l). P.52-63.

123. Mouton M„ Postsma F., Wilsenach J., Botha A. Diversity and characterization of culturable fungi from marine sediment collected from St. Helena Bay, South Africa // Microbiology of Aquatic Systems. 2012. SpringerLink online.

124. Nei M„ Kumar S. Molecular Evolution and Phylogenetics. New York, Oxford University Press. 2000. 352 p.

125. Oetting W.S., Lee H.K., Flanders D.J., Wiesner T.L., Sellers T.A., King R.A. Linkage analysis with multiplexed short tandem repeat polymorphisms using infrared fluoresces and M13 tailed primers // Genomics. 1995. Vol. 30. Iss. 3. P. 450-458.

126. Pang K-L, Mitchell G.E. Molecular approaches for assessing fungal diversity in marine substrata//Bot. Marina. 2005. Vol.48. P.332-347.

127. Pitt G. I. A laboratory guide to common Penicillium species (sec. ed.). North Ryde, U.S.W., Australia: CSIRO, Division of Food Processing, 1991. 188 p.

128. Plemenitas A., Vaupotic T„ Lenassi M„ Kogej T„ Gunde-Cimerman N. Adaptation of extremely halotolerant black yeasts Hortaea wernekii to increase osmolality: a molecular perspective at a glance // Studies in Mycology. 2008. Vol.61. P.67-75.

129. Pryor B.M., Bigelow D.M. Molecular characterization of Embellisia and Nymbia species and their relationship to Alternaria, Ulocladium and Stemphylium // Mycologia. 2003. Vol.95 (6). P.l 141-1154.

130. Pryor B.M., Creamer R„ Shoemaker R.A., McLain-Romero J., Hambleton, S. Undifilum, a new genus for endophytic Embellisia oxytropis and parasitic Helminthosporium bornmuelleri on legumes // Botany. 2009. Vol. 87. P. 178-194.

131. Pugh G.J.F., Nicot J. Studies on fungi in coastal soils. V Denryphiella salina (Sutherland) comb.nov. // Trans. Br. Mycol. Soc. 1964. Vol. 47(2). P. 263-367.

132. Ramirez C. Manual and Atlas of the Penicillia. Amsterdam; New York; Oxford: Elsiveier Biomedical Press, 1982. 874 p.

133. Raper K.B., Fennel D.I. The genus Aspergillus. Baltimore: Williams & Wilkins, 1965. 686 P-

134. Raper K.B., Thorn C.A. A manual of the Penicillia. Baltimor: The Williams and Wilkins Co. 1949. 875 p.

of

135. Rensing L., Monnerjahn C„ Meyer U. Differential stress gene expression during the

development of Neurospora crassa and other fungi // FEMS Microbiology Letters. 1998. Vol. 168. Iss. 2. P. 159-166.

136. Rep M., Reiser V., Gartner U„ Thelevelein J.M., Hohmann S„ Ammerer G„ Ruis H. Osmotic stress-indused gene expression in Saccharomyces cerevisiae requires Msnlp and the novel nuclear factor Hotlp // Mol. Cell Biol. 1999. Vol. 19 (8). P. 5474-5485.

137. Richards T.A., Jones M.D.M., Leonard G„ Bass D. Marine fungi: their diversity and molecular ecology // Annu. Rew. Marine Sci. 2012. Vol.4. P. 495-522.

138. Rodrigues A., Mueller U.G., Ishak H.D., Bacci M. Jr., Pagnocca EC. Ecology

microfungal communities in gardens of fungus-growing ants (Hymenoptera: Formicidae):

a year-long survey of three species of attine ants in Central Texas // FEMS Microbiol. Ecol. 2011. Vol. 78(2). P. 244-255.

139. Rossman A.Y., Samuels G.J., Rogerson C.T., Lowen R. Genera of Bionectriaceae,

Hypocreaceae and Nectriaceae (Hypocreales, Ascomycetes) // Stud. Mycol. 1999 No 42 248 pp.,

140. Runa F„ Park M.S., Pryor B.M Ulocladium systematics revisited: phylogeny and taxonomic status //Mycol. Prog. 2009. Vol. 8(1). P. 35-47.

141. Saitou N.. Nei M. The neighbor-joining method: A new method for reconstructs phylogenetic trees // Molecular Biology and Evolution. 1987. Vol. 4. P. 406-425.

142. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning. A laboratory manual. 2d edition. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1989. Vol.2. 587 p.

143. Samuels G. Some species of Nectria having Cylindrocarpon imperfect states // New Zealand Journal of Botany. 1978. Vol.16. P. 73-82.

144. Sanchez Marquez S„ Bills G.F., Zabalgogeazcoa I. Diversity and stmcture of the fungal

endophytic assemblages from two sympatic coastal grasses //Fungal Diversity. 2008. Vol 33. P. 87-100.

145. Sanders W.B., Moe R.L., Ascaso C. The intertidal marine lichen fonned by the pyrenomycete fungus Verrucaria tavaresia (Ascomycotina) and the brown alga Petroderma maculiforme (Phaeophyceae): thallus organisation and symbiont interaction // American Journal of Botany. 2004. Vol.91 (4). P.511-522.

146. Schoch C„ Sung G., Volkmann-Kohlmeyer B. et al. Marine fungal lineages in the Hypocreomycetidae // Mycol.Res. 2007. Vol. 111(2). P. 154-162.

147. Seirao E.A., Lawrence A.A., Brawley S.H. Evolution of the Fucaceae (Phaeophyceae) inferred from nrDNA-ITS //Journal of Phycology. 1999. Vol.35. P.382-394.

148. Sieburth J.Mc.N., Tootle J.L. Seasonality of microbial fouling on Ascophyllum nodosum (L.) LeJol., Fucus vesiculosas L„ Polysiphonia lanosa (L.) Tandy and Chondrus crispus Stackh. // Journal of Phycology. 1981. Vol.17. P.57-64.

149. Sigler L., Zuccaro A., Summerbell R.C., Mitchell J.I., Pare,J.A. Acremonium exuviarum

sp. nov., a lizard-associated fungus with affinity to Emericellopsis // Studies in Mycology. 2004. Vol. 50. P. 409-413.

150. Simmons E.G. Typification of Alternaría, Stemphylium and Ulocladium // Mycologia. 1967. Vol. 59. P. 67-92.

151. Singh P., Raghukumar C., Venna P., Shouche Y. Assesment of fungal diversity in deep-sea sediments by multiple primer approach // World Journal of Microbiology and Biotechnology. 2012. Vol. 28. № 2. P. 659-667.

152. Spadaro D., Pellegrino C., Garibaldi A., Gullino M.-L. Development of SCAR primers for

the detection of the postharvest pathogens of kiwifruit and pome fruit Cadophora luteo-

olivaceae and C. malorum // Phytopathologia Mediterránea. 2011. Vol. 50. №3. P. 347359.

153. Stanley S. Observations on the seasonal occurrence of marine endophytic and parasitic fungi // Canadian Journal of Botany. 1992. V.70. P. 2089-2096.

154. Summerbell R.C., Gueidan C., Schroers H.J., de Hoog G.S., et al. Acremonium phylogenetic overview and revision of Gliomastix, Sarocladium and Trichotecium // Studies in Mycology. 2011. Vol.68. P. 139-162.

155. Sutton B.C. The Coelomycetes. Kew: CMI, 1980. 690 p.

156. Swofford D.L., Olsen G.P., Waddell P.J. and Hillis D.M. Phylogenetic inference. In: Molecular Systematics, 2nd ed„ D. M. Hillis, C. Moritz, and B. K. Mable, eds. Sinauer, Sunderland, MA. 1996. P. 407-514.

157. Takahashi K„ Nei M. Efficiencies of fast algorithms of phylogenetic inference under the

criteria of maximum parsimony, minimum evolution, and maximum likelihood when a

large number of sequences are used // Molecular Biology and Evolution. 2000. Vol. 17. Iss. 8. P.1251-1258.

158. Takamatsu S. PCR applications in fungal phylogeny. In "Aplications of PCR in mycology"(ed. Bridge P.D.) Oxford University Press. 1998. P.125-152.

159. Tamura K„ Nei M., Kumar S. Prospects for inferring very large phylogenies by using the neighbor-joining method // Proceedings of the National Academy of Sciences (USA). 2004. Vol. 101. P. 11030-11035.

160. Tamura K„ Dudley J., Nei M„ Kumar S. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0 // Molecular Biology and Evolution. 2007. Vol. 24. P. 1596-1599.

161. Teste M.-A., Duquenne M„ Francois J.M., Parrou J.-L. Validation of reference genes for quantative expression analysis by real-time RT-PCR in Saccharomyces cerevisiae // BMC Molecular Biology. 2009. Vol.10. №99.

162. Thorn C.A., Raper K.B. Manual of the Penicillia. New York: Hefner Publishing Co., 1968. 875 p.

163. Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. 1994. Vol. 22. P. 4673-4680.

164. Varela J~O.C.S„ Praekelt U.M., Meacock P.A., Planta R.J., Mager W.H. The Saccharomyces cerevisiae HSP12 gene is activated by the high-osmolarity glycerol pathway and negatively regulated by protein kinase A // Molecular and Cellular Biology. 1995. Vol.15. № 11. P. 6232-6245.

165. Waksman S.A. The Actinomycetes. Vol. II. Classification, identification and description of genera and species. Baltimore: Williams and Wilkins. 1961.

166. Webber F.C. Observations on the structure, life history and biology of Mycosphaerella ascophylli //Transactions of British Mycological Society. 1967. Vol.50 (4). P.583-601.

167. White T.J., Bruns T„ Lee S„ Taylor J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: PCR protocols: A Guide to Methods and Applications. Cambridge: Academic Press. 1990. 578 p

168. Wing Yip Tam, Pang K-L, Gareth Jones E.B. Ordinal placement of selected marine Dothideomycetes inferred from small-subunit ribosomal DNA sequences analyses // Bot. Marina. 2003. Vol.46. P.487-494.

169. Winka K. Phylogenetic relationships within the Ascomycota based on 18S rDNA sequences. Akademisk Avhandling of Doctoral dissertation. Umea, Sweden. 2000.16 p.

170. Xu H., Garbary D.J. Ascophyllum and its symbionts. X. Ultrastructure of the interaction between A. nodosum (Phaeophyceae) and Mycophycias ascophylli (Ascomycetes) // Botany. 2008. Vol.86. P. 185-193.

171. Yale J., Bohnert H.J. Transcript expression of Saccharomyces cerevisiae at high salinity // The Journal of Biological Chemistry. 2001. Vol. 276. № 19. P. 15996-16007.

172.........Zak LC' Wildman H.G. Fungi in stressful environments // In: "Biodiversity of fungi:

Inventory and monitoring methods". Ed. Mueller G.M., Bills G.F., Foster M.S. 2004. Elsevier Academic Press. P.304-315.

173.........Zalar P- Hoo§ GS" de' Schroers H.-J., Crous P.W., Groenewald J.Z., Gunde-

Cimerman N. Phylogeny and ecology of the ubiquitous saprobe Cladosporium sphaerospermum, with descriptions of seven new species from hypersaline environments // Studies in Mycology 2007. Vol. 58. P. 157-183.

174. Zare R„ Gams W. A revision of Verticillium section Prostrata. IV. The genera Lecanicillium and Simplicillum gen. nov. // Nova Hedwigia. 2001. Vol. 73. P. 1-50.

175. Zeng X., Xiao X., Li D„ Gu Q„ Wang F. Isolation, identification and screening of microorganisms for cytotoxic activities from deep sea sediments at different pacific stations//World J. Microbiol. Biotechnol. 2010. Vol. 26(12). P. 2141-2150.

176. Zuccaro A., Schulz B„ Mitchell J.I. Molecular detection of ascomycetes associated with Fucus serratus // Mycological Research. 2003. Vol.107. No. 12. P. 1451-1466.

177. Zuccaro A., Summerbell R.C., Gams W„ Shroers J.I., Mitchell J.I. A new Acremonium species associated with Fucus spp., and its affinity with a phylogenetically distinct marine Emericellopsis clade // Studies in Mycology. 2004. Vol.50. Part 2. P.283-297.

178. Zuccaro A., Mitchell J. I. Fungal community of seaweeds. In: the fungal community: its organization and role in the ecosystems. 3d edition // Mycology. 2005. Vol.23. P.533-580.

179. Zuccaro A., Schoch C. L„ Spatafora J. W„ Kohlmeyer J., Draeger S„ Mitchell J. I. Detection and identification of fungi intimately associated with the brown seaweed Fucus serratus // Applied and Environmental Microbiology. 2008. Vol.74. No.4. P.931-941.