Механизмы возникновения и свойства промежуточных, неправильно свернутых и агрегированных форм белков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, доктор биологических наук Кузнецова, Ирина Михайловна

• Кузнецова, Ирина Михайловна
• доктор биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации доктор биологических наук Кузнецова, Ирина Михайловна

Список принятых сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. СОВРЕМЕННЫЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О ПРОЦЕССАХ ФОЛ

ДИНГА БЕЛКОВ.

1.1. Сворачиваиие белков в клетке, роль шаперонов.

1.2. Шапероиин цитоплазмы эукариот ССТ: структура, строение субе-дипиц, механизм действия, взаимодействие с актином и тубули

1.3. Факторы, определяющие формирование нативной структуры белка 33 ф. 1.4. Стабильность структуры белка в нативном состоянии.

1.5. Модели сворачивания белков.

Переходное состояние и ядро сворачивания.

Развернутое состояние белка.

Нативное состояние - отвечает ли оно глобальному минимуму свободной энергии ?.

1.6. Промежуточные состояния и их роль в сворачивании белка.

Амилоидные фибриллы.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Материалы.

2.2. Методы.

Флуоресцентные измерения.

Тушение флуоресценции.

Регистрация кривых затухания флуоресценции.

Анализ кривых затухания флуоресценции.

Анализ кривых затухания флуоресценции с использованием метода максимума энтропии.

Кваптово-химические методы.

Фосфоресцентпые измерения.

Круговой дихроизм. ф Измерение равновесных кривых денатурации.

Измерение кинетических кривых разворачивания-сворачивания белков.

• ГЛАВА 3. ФАКТОРЫ, ОПРЕДЕЛЯЮЩИЕ СТАБИЛЬНОСТЬ И ОСОБЕННОСТИ ПРОЦЕССОВ РАЗВОРАЧИВАНИЯ-СВОРАЧИВАНИЯ ОД

НОДОМЕННЫХ И ДВУХДОМЕННЫХ БЕЛКОВ.

3.1. Обратимое разворачивание глутамин-связывающего белка. Роль лиганда в стабилизации структуры.

Разворачивание-сворачивание GlnBP и GlnBP/Gln под действием

GdnHCl. Равновесные зависимости.

Кинетика разворачивания- сворачивания. ф Параметрическое представление процессов разворачиваниясворачивания

Разворачивание - сворачивание GlnBP и комплекса GlnBP/ Gin. Стабилизация структуры GlnBP при взаимодействии с лигандом

3.2. Множественные денатурированные частично-свернутые состояния креатинкиназы.

3.3. Множественность денатурированных частично-свернутых состояний однодоменного белка - карбоангидразы II.

3.4. Одностадийный обратимый характер разворачивания-сворачивания дисульфидизомеразы С. ф Денатурация DsbC под действием GdnHCl. Стационарные зависимости

Денатурация DsbC под действием GdnHCl. Кинетические зависимости.

Ренатурация DsbC: кинетические зависимости.

3.5. Кинетические интермедиаты на пути развоарчивапия-сворачивания белков. Новое представление о процессах разворачивания

Ф сворачиваиия актина. ф 3.5.1. Инактивированный актин и его свойства.

Диэлектрические и релаксационные свойства микроокружепия триптофановых остатков пативпого и инактивированного актина.

Локализация триптофановых остатков в инактивированном актине.,

Жесткость микроокружения триптофановых остатков.

Вторичная структура инактивированного актина.

Гидродинамические характеристики инактивированного актина.

Внутримолекулярная подвижность триптофановых остатков пативного и инактивированного актина.

Свойства поверхности инактивированного актина.

3.5.2. Кинетика денатурации актина.

Существенно развернутый кинетический интермедиат, предшествующий образованию инактивированного актина.

Кииетические константы процесса денатурации актина гуапидингидрохлоридом.

Кинетика разворачивания актина формамидом.

Кинетика образования инактивированного актина.

Кинетика перехода ипактивированный актин - полностью развернутый актин.

3.5.3. Новая кинетическая схема процессов разворачивания-сворачивания актина.

Свойства кинетического предшественника инактивированного актина.

3.6. Роль четвертичной структуры в стабилизации флуоресцентных бел® ков.

Спектральные свойства мономерных и олигомерных флуоресцентных белков.

Вторичная и третичная структура флуоресцентных белков.

Спектры флуоресценции и доступность хромофора молекулам растворителя.

Особенности триптофановой флуоресценции.

Кинетика денатурации под действием гуапидингидрохлорида.

Стационарные кривые денатурации.

3.7. Влияние денатурирующего воздействия на процесс разворачивания-сворачивания белка.

ГЛАВА 4. НОВЫЕ МЕТОДИЧЕСКИЕ РАЗРАБОТКИ.

4.1. Параметрический метод представления экспериментальных данных по разворачиванию-сворачиванию белков.

4.2. Триптофановая фосфоресценция при комнатной температуре - перспективы использования метода для изучения фолдинга белков.

Триптофановая ФКТ актина в различных структурных состояниях. 210 Изменение характеристик ФКТ при денатурации актина GdnHCl. 212 Триптофановая и тирозиновая ФКТ белков в состоянии амилоидных фибрилл. ф 4.3. Зависимость характеристик триптофановой флуоресценции белка от длины волны возбуждающего света в нативном и развернутом состояниях.

Триптофановая флуоресценция GlnBP и его комплекса с Gin в нативном и полностью развернутом состояниях.

Микроокружение триптофановых остатков GlnBP.

Флуоресценция и микроокружение триптофановых остатков в комплексе GlnBP с Gin.

Тирозиновая флуоресценция GlnBP.

Зависимость триптофановой флуоресценции GlnBP от длины волны ф возбуждения.

4.4. Особенности использования GdnHCl в качестве денатуранта.

4.5. Спектральные свойства тиофлавина Т в растворителях различной вязкости и в составе амилоидных фибрилл. Тиофлавин Т как молекулярный ротор.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы возникновения и свойства промежуточных, неправильно свернутых и агрегированных форм белков»

Актуальность проблемы. Вопрос о том, как белки сворачиваются в уникальное, компактное, высокоорганизованное, функционально-активное состояние, является одним из центральных вопросов современной молекулярной и клеточной биологии. По современным представлениям аминокислотная последовательность каждого конкретного белка, возникшая в результате эволюционного отбора, такова, что в пей запрограммирована структура нативного состояния, путь ее достижения и существование свободноэнергетического барьера между нативным и денатурированным состояниями белка. Последнее означает, что макромолекула белка может находиться либо в нативном, либо в денатурированном состоянии. При этом все макромолекулы нативного белка идентичны, если не считать различий структуры, обусловленных броуновским движением входящих в их состав атомов. Идентичность всех молекул каждого конкретного белка в нативном состоянии исключительно важна для его правильного функционирования. Денатурированных состояний может быть несколько. Каждому денатурированному состоянию отвечает ансамбль молекул, отличающихся друг от друга по структуре.

Хотя в клетке имеется много факторов, вовлеченных в процесс правильного сворачивания полипептидной цепи (ферменты, ответственные за цис-транс изомеризацию пролила и образование "правильных" дисульфидных связей, и шаперопы), ни один из этих факторов не песет той информации, которая необходима для приобретения полипептидной цепью уникальной нативной структуры, и присутствие этих факторов ие всегда является необходимым условием правильного сворачивания белка. Многие белки могут правильно сворачиваться из полностью развернутого состояния in vitro. Несмотря на огромное число работ, посвященных фолдингу белков, вопрос о том, каким образом в аминокислотной последовательности белка закодирована его уникальная третичная структура (то, что называют иногда второй частью генетического кода), остается открытым. Основным подходом к решению проблемы фолдинга белков является изучение процессов их разворачивания-сворачивания и характеристика возникающих при этом промежуточных денатурированных частично-сверну/тых и неправильно свернутых состояний. Большинство исследований по изучению фолдинга белков выполнено на небольших однодомен-ных белках, для которых процесс разворачивания является обратимым. Актуальным является изучение путей разворачивания-сворачивания более сложных муль-тидомепных белков, выяснение вопроса о том, насколько одностадийность и обратимость разворачивания коррелирует с размером и мультидоменностыо белка, а также то, насколько путь разворачивания, последовательность образования и число возникающих денатурированных частично-свернутых состояний белка зависит от характера денатурирующего воздействия.

Долгое время процессам агрегации белков при фолдинге не уделялось должного внимания. В настоящее время совершенно очевидно, что изучение агрегации белков в процессе фолдинга имеет не только фундаментальное, но и большое практическое значение. Оказалось, что биотехнологический процесс получения рекомбинантных белков очень часто осложнен возникновением аморфных агрегатов, накапливающихся в телах включения (Frankel et al., 1990; Wetzel, 1994; Speed et al., 1996). Возникновение упорядоченных агрегатов - амилоидных фибрилл, является причиной так называемых "конформационных болезней" - многих тяжелых заболеваний, таких как нейродегеперативные болезни Альцгеймера и Паркинсона, прионные заболевания и др. (Fink, 1998; Kelly, 1997; Kelly, 2000; Uversky et al., 1999; Carrell, and Gooptu, 1998; Dobson, 2003, 2004; Harper and Lansbury 1997; Гусев, 2004).

Успех исследований всегда в значительной степени зависит от наличия хорошо отработанных и адекватных методов. Поэтому одной из задач работы стало исследование спектральных свойств тиофлавипа Т. Этот флуоресцентный краситель специфически взаимодействует только с белками в состоянии амилоидных фибрилл, и при этом интенсивность его флуоресценции возрастает на несколько порядков. Благодаря этим уникальным свойствам тиофлавип Т является прекрасным средством для диагностики возникновения амилоидных фибрилл в тканях и органах и, кроме того, для изучения фибриллогенеза и свойств амилоидных фибрилл in vitro (LeVine, 1999; Goers et al., 2002; Ban et al., 2003). Однако свойства этого красителя остаются мало изученными (см. Воропай и др., 2003). В связи с этим представлялось чрезвычайно актуальным выполнить исследования спектральных свойств этого красителя, которые бы позволили понять причины существенного (на несколько порядков) увеличения интенсивности флуоресценции тио-флавина Т при его иикорпорации в амилоидные фибриллы.

Цель и задачи исследования. Цель работы состояла в изучении особенностей разворачивания-сворачивания однодоменных и двухдомепных белков и свойств возникающих при этом промежуточных состояний, а также агрегированных форм белков, приводящих к необратимости процесса их денатурации. Для достижения поставленной цели необходимо было решить ряд конкретных задач: 1) Выяснить, насколько одностадийность и обратимость разворачивания- сворачивания коррелирует с размером и мультидоменностыо белка. С этой целью изучить процессы разворачивания-сворачивания ряда двухдоменных белков (глобулярного актина, креатинкиназы, дисульфидизомеразы С, глутамин-связывающего белка) и однодомеиного белка - карбоаигидразы II;

2) Выяснить, насколько путь разворачивания каждого конкретного белка, последовательность и число возникающих денатурированных частично-свернутых состояний зависит от характера денатурирующего воздействия;

3) Изучить кинетику разворачивания-сворачивания глобулярного актина, механизмы образования инактивированного актина, охарактеризовать свойства кинетических интермедиатов, возникающих в процессе разворачивания этого белка;

4) Исследовать, на примере глутамин-связывающего белка, роль лигандов в стабилизации структуры белков к денатурирующему воздействию GdnHCl и нагревания;

5) Выяснить, па примере флуоресцентных белков EGFP, DsRed и их мутантных форм, особенности процессов разворачивания-сворачивания белков типа 0-бо-чонка и роль четвертичной структуры в стабилизации белков этого класса;

6) Осуществить разработку новых методических подходов для изучения процессов разворачивания-сворачивания белков и для исследования свойств возникающих при этом интермедиатов и агрегированных форм белков и, в частности, выяснить причины существенного возрастания квантового выхода флуоресценции ти-офлавина Т при взаимодействии с амилоидными фибриллами.

Научная новизна. Ряд результатов, полученных при изучении процессов разворачивания-сворачивания конкретных белков, получен впервые, в частности, впервые установлено одностадийное, обратимое разворачивание дисульфидизомеразы С, мультистадийное, но обратимое разворачивание креатинкиназы и глутамин-связывающего белка под действием GdnHCl. Физико-химическими методами впервые прямо показаны изменения структуры креатинкиназы под воздействием небольших концентраций GdnHCl (0.1 М), ранее обнаруженные по изменению каталитической активности фермента. Предложена и обоснована принципиально новая схема процессов разворачивания-сворачивания актина, учитывающая существование вновь обнаруженных кинетических интермедиатов N* и U*, а также то, что инактивированпый актин, ранее считавшийся иптермедиатом па пути разворачивания белка, на самом деле является монодисперсным ассоциатом, образование которого препятствует правильному сворачиванию белка in vitro. Впервые на примере инактивированного актина показано, что GdnHCl может, при определенных условиях, вызывать агрегацию белков. Впервые флуоресцентные свойства тиофла-вина Т (низкий квантовый выход в водных и спиртовых растворах и существенное возрастание квантового выхода при инкорпорации в амилоидные фибриллы) ассоциированы с принадлежностью этого красителя к классу соединений, известных как молекулярные роторы.

Основные положения, выдвигаемые на защиту.

1. Путь разворачивания, последовательность образования и число возникающих денатурированных частично-свернутых состояний каждого конкретного белка не зависит от характера денатурирующего воздействия и стабилизации структуры белка при связывании лиганда.

2. Способность белков к одностадийному обратимому разворачиванию нельзя однозначно связывать с их размером и мультидомепностыо.

3. Вновь обнаруженные промежуточные состояния актина N* и U* являются кинетическими интермедиатами на пути разворачивания-сворачивания актина, в то время как инактивированпый актин, ранее считавшийся промежуточным состоянием белка, на самом деле является моподисперсным ассоциатом, образование которого препятствует правильному сворачиванию белка in vitro. На основании этих данных предложена принципиально новая схема процессов разворачивания-сворачивания глобулярного актина.

4. Четвертичная структура зеленых и красных флуоресцентных белков EGFP (зеленого мономера), zFP506 (зеленого тетрамера), mRFPl (красного мономера), "dimer2" (красного димера) и DsRedl (красного тетрамера) не является единственным фактором, определяющим различия в их стабильности.

5. Химический денатурант GdnHCl, часто используемый при изучении фолдинга белков, может, при определенных условиях, вызывать агрегацию белков.

6. Причиной существенного возрастания квантового выхода флуоресценции тиоф-лавина Т при его инкорпорации в амилоидные фибриллы является жесткость окружения, препятствующая повороту бензтиазольиого и аминобензольного колец друг относительно друга в возбужденном состоянии. Флуоресцентные свойства тиофлавина Т характерны для соединений, относящихся к классу молекулярных роторов.

Теоретическая и практическая значимость. Сформулированная на основе полученных в работе экспериментальных результатов концепция универсального характера механизма разворачивания-сворачивания каждого конкретного белка, согласно которой путь разворачивания, последовательность образования и число возникающих денатурированных частично-свернутых состояний белка не зависит от характера денатурирующего воздействия, а также заключение о том, что способность белков к одностадийному и обратимому разворачиванию нельзя однозначно связывать с их размером и мультидоменностью, обогащают представления о процессах разворачивания-сворачивания белков и могут быть использованы при дальнейших исследованиях процесса их фолдинга.

Обнаружение и характеристика ранее неизвестных интермедиатов, а также выяснение роли инактивированного актина в процессе разворачивания-сворачивания могут являться основой для понимания процессов фолдинга актина in vivo и для проведения дальнейших исследований, направленных на поиск путей репатурации полностью развернутого актина in vitro с участием факторов, способствующих сворачиваниию актина в клетке (шаперонина ССТ и префолдина).

Обнаруженную на примере инактивированного актина способность GdnHCl при определенных условиях вызывать агрегацию белков следует учитывать в дальнейшем при использовании GdnHCl в качестве денатуранта в работах по изучению фолдинга белков.

Механизм существенного возрастания интенсивности флуоресценции тиоф-лавина Т при его инкорпорации в амилоидные фибриллы объяснен на основании представления о том, что тиофлавин Т относится к классу молекулярных роторов. Этот результат имеет существенное значение при проведении работ по исследованию фибриллогенеза и изучению свойств амилоидных фибрилл.

Введен в практику исследований фолдинга белков метод, основанный на параметрическом представлении экспериментальных данных, предложенный еще в 1975 г. Бурштейном (Бурштейп, 1976; Капланас и др. 1975), но долгое время практически не использовавшийся. Метод уже широко используется не только в нашей Лаборатории, по и в других лабораториях (см. например, Altschuler et al., 2005; Das et al., 2005 ).

Результаты работы используются при проведении лекционно-практических занятий для студентов Кафедры биофизики СПбГПУ.

Апробация работы. Материалы работы были представлены на 15 Международном симпозиуме биохимиков и молекулярных биологов стран Азии и Океании (FAOBMB) "Биохимия и молекулярная биология 21 века" (Пекин, Китай, 2000); Международных симпозиумах "Биологическая подвижность: новые направления исследований" (Пущино 2001, 2004); 9-й Международной конференции по спектроскопии биологических молекул (Прага, Чехия, 2001); Международных научных конференциях "Молекулярные, мембранные и клеточные основы функционирования биосистем" (Минск, Беларусь, 2002, 2004); III Съезде биохимического общества (Санкт-Петербург, 2002); V Съезде белорусского общественного объединения фотобиологов и биофизиков (Минск, Беларусь, 2002); Национальной итальянской конференции по биохимии (Рим, Италия, 2003), III Съезде биофизиков России (Воронеж, 2004), II Санкт-Петербургской конференции молодых ученых "Современные проблемы науки о полимерах" (Санкт-Петербург, 2006, пленарный доклад).

Финансовая поддержка работы. Работа выполнена с использованием оборудования ЦКП "Материаловедение и диагностика в передовых технологиях" при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проекты 99-04-39106 ГФЕН-Китай, 00-04-49224, 00-04-81082 Бел, 01-04-49308, 02-0439009 ГФЕН-Китай, 02-04-81013 Бел, 02-04-81018 Бел, 04-04-49290), Программы РАН "Молекулярная и клеточная биология", СОВ AS, INT-0002341(USA), INTAS (грант 01-2347), NATO Collaborative Linkage Grant PST.NR.CLG 981025 (Italy).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 44 работы, из них 28 статей в рецензируемых журналах (11 - в отечественных и 17 - в международных журналах), а также тезисы 16 докладов па всероссийских и международных конференциях, совещаниях и съездах.

Структура диссертации. Диссертация состоит из Введения, четырех Глав, Выводов и Списка цитируемой литературы. В Главе 1 дан краткий обзор современных представлений о фолдинге белков in vivo и in vitro. Рассмотрена роль ша-перонов при фолдинге белков в клетке, особое внимание уделено роли АТФ-за-висимых шаперонов Hsp70 и шаперонина ССТ в клетках эукариот. Обсуждаются различные модели сворачивания белка in vitro (модель "нуклеации - роста", "стадийного сворачивания" и модель "энергетической воронки"), роль промежуточных денатурированных частично-свернутых состояний белков и переходного состояния в образовании нативного белка. Рассмотрены механизмы возникновения агрегированных форм белков и, в частности, амилоидных фибрилл. В Главе 2 дано краткое описание использованных в работе материалов и методов. В Главе 3 приведены результаты исследования процессов разворачивания-сворачивания ряда двухдо-менных белков: глутамин-связывающего белка, дисульфидизомеразы С, глобулярного актина и креатинкиназы и однодоменпого белка карбоапгидразы II. Цель этих исследований состояла в том, чтобы выявить особенности разворачивания-сворачивания этого класса белков и, в частности, рассмотреть вопрос о том, насколько одностадийпость и обратимость разворачивания коррелирует с размером, мультидоменностью и наличием лигандов, стабилизирующих белок. В этой же главе, на примере карбоапгидразы II, показана возможность мультистадийпого необратимого разворачивания белка, имеющего одиодоменную структуру. Результаты ис

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Кузнецова, Ирина Михайловна

ВЫВОДЫ

1. Путь разворачивания, последовательность образования и число возникающих денатурированных частично-свернутых состояний каждого конкретного белка не зависит от характера денатурирующего воздействия и стабилизации структуры при связывании лиганда.

2. Способность белков к одностадийному обратимому разворачиванию нельзя однозначно связывать с их размером и мультидоменностыо.

3. Вновь обнаруженные промежуточные состояния актина N* и U* являются кинетическими интермедиатами на пути разворачивания-сворачивания актина, в то время как инактивированный актин, ранее считавшийся промежуточным состоянием белка, на самом деле является монодисперсным ассоциатом, образование которого препятствует правильному сворачиванию белка in vitro. На основании этих данных предложена принципиально новая схема процессов разворачивания-сворачивания глобулярного актина.

4. При определенных условиях GdnHCl может вызывать агрегацию белков. Этот эффект, обнаруженный при исследовании инактивированного актина и объясненный изменением заряда инактивированного актина за счет взаимодействия катионов GdnHCl (GuH+) с группами С=0, необходимо учитывать в работах по изучению фолдинга белков при использовании GdnHCl в качестве денатуранта.

5. Четвертичная структура является существенным, но не единственным фактором, определяющим различия в стабильности зеленых и красных флуоресцентных белков.

6. Малые концентрации GdnHCl (около 0.1 М) вызывают изменение структуры креатинкиназы, актина, флуоресцентных белков. Эффект объяснен стабилизирующим действием денатуранта. В случае креатинкиназы - это первое подтверждение физико-химическими методами изменения структуры фермента в этой области концентраций денатуранта, ранее установленное по изменению его каталитической активности.

7. Причиной значительного возрастания (на несколько порядков) квантового выхода флуоресценции тиофлавина Т при его встраивании в амилоидные фибриллы является жесткость окружения, препятствующая повороту фрагментов молекулы друг относительно друга в возбужденном состоянии. Флуоресцентные свойства тиофлавина Т характерны для соединений, относящихся к классу молекулярных роторов.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Кузнецова, Ирина Михайловна, 2006 год

1. Бурштейн Э. А. 1976. Люминесценция белковых хромофоров. Сер. Биофиз, Т.7, ВИНИТИ, Москва

2. Гильманшин Р. И., Долгих Д. А., Птицин О. Б., Финкельштейн А. В., Шахнович Е. И. 1982. Белковые глобулы без уникальной пространственной структуры: экспериментальные данные для а-лактальбуминов и общая модель. Биофизика. 27 (6):1005-1016.

3. Гусев Н.Б. 2004. Нейродегенеративиые болезни и проблема правильного сворачивания белка. СОЖ, 8, 15-23.

4. Капланас Р.И, Буколова Т.Г., Бурштейн Э.А. 1975. Флуоресценция Р-лактоглобулина в различных физико-химических условиях. Мол. биол., 9, 795-804.

5. Кузнецова, И. М., Хайтлина С. Ю., Туроверов К К, Пинаев Г. П. 1981. Поляризация УФ-флуоресценции актина. Биофизика. 26 (4): 762-764.

6. Кузнецова И. М., Туроверов К. К 1983. Поляризация собственной флуоресценции белков. III. Внутримолекулярная подвижность триптофановых остатков. Мол. биол. 17(4): 741-754.

7. Кузнецова И. М., Туроверов К. К 1998. Что определяет характеристики собственной УФ-флуоресценции белков? Анализ свойств микроокружепия и особенностей локализации их триптофановых остатков. Цитология. 40(8/9): 747-762.

8. Кузнецова И. М., Хайтлина С. 10., Туроверов К. К. 1998. Структурные свойства инактивированного актина: интермедиат формируется в процессе сворачивания-разворачивания актина. Биоорганическая химия. 24 (12): 783-791.

9. Кузнецова И.М., Форже В., Туроверов К.К. 2005 а. Структурная динамика, стабильность и фолдинг белков. Цитология. 47, 943-952.

10. Кузнецова И.М., Степаненко Ольга В., Туроверов КК, Хуанг Ч, Ванг Ч.-Ч. 20056. Конформационные изменения дисульфидизомеразы С под действием гуанидингидрохлорида. Цитология 47, 1007-1016.

11. Мажуль В. М., Конев С. В., Ермолаев Ю. С., Мартынова М. А., Никольская В. П., Прокопова Ж. В. 1983. Исследование равновесной динамики структуры белков методом триптофановой фосфоресценции при комнатной температуре. Биофизика. 28(6): 980-983.

12. Мажуль В. М., Щербин Д. Г. 1998. Низкотемпературная фосфоресценция продуктов перекисного окисления липидов. Биофизика. 43 (3): 456-462.

13. Мажуль В. М., Зайцева Е. М., Мицкевич Л. Г., Федуркина Н. В., Курганов Б. И. 1999. Фосфоресцентный анализ внутримолекулярной динамики мышечной гликогенфосфорилазы Ь. Биофизика. 44(6): 1010-1016.

14. Маясуль В. М., Зайцева Е. М., Щербин Д. Г. 2000. Внутримолекулярная динамика и функциональная активность белков. Биофизика. 45(6): 965-989.

15. Мажуль В.М., Зайцева Е.М., Шавловский М.М., Кузнецова И.М., и Туроверов К.К. 2001. Триптофановая фосфоресценция при комнатной температуре нативного и инактивированного актина. Биофизика 46, 988-996.

16. Мажуль В.М., Зайцева Е.М., Шавловский М.М., Кузнецова ИМ., Туроверов К.К. 2003. Кинетика инактивации актина: анализ методом триптофановой фосфоресценции при комнатной температуре. Биофизика. 48, 837-843.

17. Поварова О.И., Кузнецова И.М., Туроверов КК 2005. Физико-химические свойства актина в различных структурных состояниях. Новые представления о процессах его сворачивания разворачивания. Цитология. 47, 953-977.

18. Птицын О.Б. 1973. Стадийный механизм самоорганизации белковых молекул. Докл. Акад. Наук СССР, 210, 1213-1215.

19. Родионова Н. А., Семисотнов Г. В., Кутышенко В. П., Уверский В. Н., Болотина И. А. 1989. Стадийность равновесного разворачивания карбоапгидразы В сильными денатурантами. Мол. биол. 23 (3): 683-692.

20. Степаненко Ольга В., Кузнецова И.М., Туроверов КК, Скогнамиглио В., Стаяно М. иД'Ариа С. 2005 а. Структура и стабильность глутамин-связывающего белка из Escherichia coli и его комплекса с глутамином. Цитология. 47, 988-1006.

21. Степаненко Олеся В., Верхуша В.В., Шавловский М.М., Алейникова Т.Д., Уверский В.Н., Кузнецова И.М., Туроверов КК 2005 б. Роль четвертичной структуры в стабилизации флуоресцентных белков. Цитология 47, 1017-1027.

22. Татунашвили Л. В., Привалов П. Л. 1984. Калориметрическое исследование денатурации G-актина. Биофизика. 29 (4): 583-585.

23. Туроверов К. К, Кузнецова И. М. 1983. Поляризация собственной флуоресценции белков. II. Использование для изучения равновесной динамики триптофановых остатков. Мол.биол. 17 (3): 468-473.

24. Туроверов К.К., Бикташев А.Г., Дорофеюк А.В., Кузнецова И.М. 1998. Комплекс аппаратных и программных средств для измерения спектральных, поляризационных и кинетических характеристик флуоресценции в растворе. Цитология. 40 (8/9): 806-817.

25. Туроверов К.К., Кузнецова И.М. 1998. Собственная УФ флуоресценция белков как инструмент для изучения их динамики. Цитология. 40 (8/9): 735-746.

26. Тенфорд Ч. 1965. Физическая химия полимеров. Изд. "Химия". М.

27. Уверский В.Н. 1998. Разнообразие компактных форм денатурированных белков. Дисс. на соискание уч. степени докт. физ. мат. наук, Пущино.

28. Финкелыитейн А.В., Птицын О.Б. 2005. Физика белка. М: Книжный дом "Университет", 455 с.

29. Эфтинк М.Р. 1998. Использование флуоресцентных методов для изучения разворачивания белков. Биохимия. 63 (3): 327-337.

30. Agekyan Т. V., Bezborodova S. I., Kuznetsova I. М., Polyakov К. М., Turoverov К. К. 1988. Spectral and polarizational characteristics of ribonuclease C2. Unusual fluorescence of tyrosine residues. Mol.Biol. 22: 612-623.

31. Alfimov M. V., Fedorova O. A., Gromov S. P. 2003. Photoswitchable molecular receptors. J. Photochem. Photobiol. A .158: 183-198.

32. AllsopD., SwansonL., Moore S., Davies Y., York A., El-Agnaf О. M., Soutar I. 2001. Fluorescence anisotropy: a method for early detection of Alzheimer beta-peptide (Abeta) aggregation. Biochem Biophys Res Commun. 285: 58-63.

33. Altschuler G. M., Klug D.R., Willison K.R. 2005. Unfolding energetics of G-a-Actin: а discrete intermediate can be re-folded to the native state by CCT. J Mol. Biol. 353(2):385-96

34. Anfinsen C.B. 1973. Principles that govern the folding of protein chains. Science. 181: 223230.

35. Aral M., Kuwajima K. 2000. Role of the molten globule state in protein folding. Adv. Protein Chem. 53, 209-282.

36. Ami M., Inobe Т., Maki К., Ikura Т., Kihara H., Amemiya Y., Kuwajima K. 2003. Denaturation and reassembly of chaperonin GroEL studied by solution X-ray scattering, Protein Sci. 12: 672-680.

37. Axelsen P.H., BajzerZ., Prendergast F.G., Cottam P.F., Ho C. 1991. Resolution of fluorescence intensity decays of the two tryptophan residues in glutamine-binding protein from Escherichia coli using single tryptophan mutants. Biophys. J. 60: 650659.

38. Bader M. V., Bardwell J.C.A. 2002. Catalysis of disulfide bond formation and isomerization in Escherichia coli. Adv. Protein. Chem. 59: 283-301.

39. Baird G. S., Zacharias D. A., Tsien R. Y. 2000. Biochemistry, mutagenesis, andoligomerization of DsRed, a red fluorescent protein from coral. Proc. Natl. Acad. Sci. 97: 11984- 11989.

40. Baldwin R.L., Rose G.D. 1999. Is protein folding hierarchic? Trends Biochem. Sci. 24: 2633; 77-83.

41. Ban Т., Hamada D., Hasegawa K., Naiki H., Goto Y. 2003. Direct observation of amyloid fibril growth monitored by thioflavin T fluorescence. J Biol Chem. 278: 16462-16465.

42. Bender M.L., and Komiyama M. 1978. Cyclodextrin Chemistry, Springer, Berlin.

43. Bernstein F. С., Koetzle Т. F., Williams G. J. В., Meyer Jr. E. F., Brice M. D., Rodgers J. R., Kennard O., Shimanouchi Т., Tasumi M. 1977. The Protein Data Bank: a computer-based archival file for macromolecules structures. J. Mol. Biol. 112: 535-542.

44. Bertazzon A., Tian G. H., Lamblin A., Tsong T. Y. 1990. Enthalpic and entropiccontributions to actin stability: calorimetry, circular dichroism and fluorescence study and effect of calcium. Biochemistry. 29: 291-298.

45. Bevis B.J., Glick B.S. 2002. Rapidly maturing variants of the Discosoma red fluorescent protein (DsRed). Nat. Biotechnol. 20: 83-87.

46. Bhuyan A.K., 2002. Protein stabilization by urea and guanidine hydrochloride.

47. Biochemistry, 41, 45, 13386-13394.

48. Bilsel O., Matthews C.R. 2000. Barriers in protein folding reactions. Adv. Protein Chem. 53: 153-207.

49. Bodenreider C., Kellershohn N., Goldberg M. E., MejeanA. 2002. Kinetic analysis ofR67 dihydrofolate reductase folding: from the unfolded monomer to the native tetramer. Biochemistry. 41: 14988-14999.

50. Bradford M.M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantization of microgramquantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72: 248-254.

51. Braig, K., Otwinowski, Z, Hegde, R., Boisvert, D.C., Joachimiak, A., Horwich, A.L. and Sigler, P.B. 1994. The crystal structure of the bacterial chaperonln GroEL at 2.8 A. Nature 371, 578-586.

52. Buckle, A.M., Zahn, R. andFersht, A.R. 1997. A structural model for GroEL-polypeptide recognition. Proc. Natl.Acad. Sci. USA 94, 3571-3575.

53. Bushmarina N. A., Kuznetsova I. M., Biktashev A. G., Turoverov К. K., Uversky V. N. 2001. Partially folded conformations in the folding pathway of bovine carbonic anhydrase II: a fluorescence spectroscopic analysis. ChcmBioChem. 2: 813-821.

54. Bychkova, V. E., Ptitsyn О. B. 1993. The molten globule in vitro and in vivo. Chemtracts -Biochem. Mol. Biol. 4:133-163.

55. Campbell R. E., Tour O., Palmer A. E., Steinbach P. A., Baird G. S., Zacharias D. A., Tsien R. Y. 2002. A monomeric red fluorescent protein. Proc. Natl. Acad. Sci. 99: 78777882.

56. Capaldi A. P., Shastry M. C., Kleanthous C., Roder H., Radford S. E. 2001. Ultrarapid mixing experiments reveal that Im7 folds via an on-pathway intermediate. Nat Struct Biol. 1:68-72.

57. CarrascosaJ.L., Llorca O., Valpuesta J.M. 2001. Structural comparison of prokaryotic and eukaryotic chaperonins. Micron, 32, 43-50.

58. Carrell, R. W., Gooptu, B. 1998. Conformational changes and disease serpins, prions and Alzheimer's. Curr. Opin. Struct. Biol. 8: 799-809.

59. Chalfie M., Tu Y., Euskirchen G., Ward W. W., Prasher D. C. 1994. Green fluorescent protein as a marker for gene expression. Science. 263: 802-805.

60. Chen Y., Liu В., YuH.-T., Barkley M. D. 1996. The peptide bond quenches indole fluorescence. J. Am. Chem. Soc. 118: 9271-9278.

61. Chen Y., Barkley M. D. 1998. Toward understanding tryptophan fluorescence in proteins. Biochemistry. 37. 9976-9982.

62. Chen J., Walter S., Horwich A.L., Smith D.L. 2001. Folding of malate dehydrogenase inside the GroEL-GroES cavity. Nature Struc.Biol. 8: 721-728.

63. Cody С. W., PrasherD. С., Westler W. M., Prendergast F.G., Ward W. W 1993. Chemical structure of the hexapeptide chromophore of the Aequorea green-fluorescent protein. Biochemistry. 32: 1212-1218.

64. Contaxis С. C., Bigelow С. C., Zarkadas C. G. 1977. The terminal denaturation of bovine cardiac G-actin. Can. J. Biochem. 55: 325-331.

65. Corish P., Tyler-Smith C. 1999. Attenuation of green fluorescent protein half-life in mammalian cells. Protein Eng. 12: 1035-1040.

66. CormackB. P., Valdivia R. H., Falkow S. 1996. FACS-optimized mutants of the green fluorescent protein (GFP). Gene. 173: 33-38.

67. Csermely P., Schnaider Т., Soti C., Prohaszka Z., Nardai G. 1998. The 90-kDa molecular chaperone family. Structure, Function, and Clinical Applications. Pharmacology and Therapeutics. 79: 129-168.

68. Cubitt А. В., Heim R, Adams S. R., Boyd A. E., Gross L. A., Tsien R. Y. 1995.

69. Understanding, improving and using green fluorescent proteins. Trends Biochem. Sci. 20: 448-455.

70. Dale R. E., EisingerJ. 1974. Intramolecular distances determined by energy transfer. Dependence on orientational freedom of donor and acceptor. Biopolymers. 13: 15731605.

71. Das P., Wilson C. J., Fossati G., Wittung-Stafshede P., Matthews K.S., and Clementi C. 2005. Characterization of the folding landscape of monomeric lactose repressor: Quantitative comparison of theory and experiment. PNAS 102 (41), 14569-14574.

72. Dattelbaum J.D., LakowiczJ. R. 2001. Optical determination of glutamine using a genetically engineered protein. Anal. Biochem. 291: 89-95.

73. DAuria S, Lakowicz J.R. 2001. Enzyme fluorescence as a sensing tool: new perspectives in biotechnology. Curr. Opin. Biotechnol. 12: 99-104.

74. Dinner A.R., Sali A., Smith L.J., Dobson C.M., Karplus M. 2000. Understanding protein folding via free-energy surfaces from theory and experiment. Trends Biochem Sci. 25: 331-339.

75. Ditzel, L., Lowe, J., Stock, D., Stetter, K.O., Huber, H., Huber,R. and Steinbacher, S. 1998. Crystal structure of the thermosome, the archaeal chaperonin and homolog of CCT. Cell 93, 125-138.

76. Dobson C.M. 1992. Unfolded proteins, compact states and molten globules.

77. Curr.Opin.Struct.Biol. 2: 6-12. Dobson C.M. 2003. Protein folding and misfolding. Nature. 18: 884-890. Dobson C.M. 2004. Experimental investigation of protein folding and misfolding. Methods. 34:4-14.

78. Dolgikh D. A., Gilmanshin R. I., Brazhnikov E. V., Bychkova V. E., Semisotnov G. V.,

79. EftinkM., Ghiron C. A. 1981. Fluorescence quenching studies with proteins. Anal.

80. Biochem. 114: 199-227. Eftink M. R. 1994. The use of fluorescence methods to monitor unfolding transitions inproteins, Biophys. J. 66: 482-501. Eisinger, J., Feuer В., Lamola A. A. 1969. Intramolecular singlet excitation transfer.

81. Fenton, W.A., Kashi, Y., Furtak, K. and Horwich, A.L. 1994. Residues in ehaperonin GroEL required for polypeptide binding and release. Nature 371, 614-619.

82. Fersht A. 1998. Structure and mechanism in protein science: A guide to enzyme catalysis and protein folding. N.Y.: W.H. Freeman and Company, 631 p.

83. Fink A. L. 1995. Molten globules. Methods Mol. Biol. 40: 343-360.

84. Fink A.L. 1998. Protein aggregation: folding aggregates, inclusion bodies and amyloid. Fold Des. 3: R9-23.

85. Fischer C. J., Schauerte J. A., Wisser К. C., GafniA., Steel D. G. 2000. Hydrogen exchange at the core of Escherichia coli alkaline phosphatase studied by room-temperature tryptophan phosphorescence. Biochemistry. 39:1455-1461.

86. Fischer C. J., GafniA., Steel D. G., Schauerte J. A. 2002. The triplet-state lifetime of indole in aqueous and viscous environments: significance to the interpretation of room temperature phosphorescence in proteins. J. Am. Chem. Soc. 124: 10359-66.

87. Forster Th. I960. Transfer mechanisms of electronic excitation energy. Rad. Res. Suppl. 2: 326-339.

88. FradkovA. F., Chen Y., Ding L., Barsova E. V., Matz M. V., Lukyanov S. A. 2000. Novel fluorescent protein from Discosoma coral and its mutants possesses a unique far-red fluorescence. FEBS Lett. 479: 127-130.

89. Frankel S., Condeelis J., LeinwandL. 1990. Expression of actin in Escherichia coli:

90. Aggregation, solubilization, and functional analysis. J. Biol. Chem. 265: 17980-17987.

91. Fukuda H., Arai M., Kuwajima K. 2000. Folding of green fluorescent protein and cycle3 mutant. Biochemistry 39: 12025-12032.

92. Gilbert H.F. 1994. Protein chaperones and protein folding. Cur. Opin. Struct. Biol. 5: 534539.

93. Biochemistry 34: 13847-13857. Grallert, H. and Buchner, J. 2001. Review: a structural view of the GroE chaperone cycle.

94. Gutsche, /., Essen, L.O. andBaumeister, W. 1999. Group II chaperonins: new TRiC(k)s and turns of a protein folding machine. J. Mol. Biol. 293, 295-312.

95. Hamasaki К., Ikeda H., Nakamura A., Ueno A., Toda F, Suzuki I., Osa T. 1993.

96. Fluorescence sensors of molecular recognition. Modified cyclodextriins capable of exhibiting guest-responsive twisted intramolecular charge transfer fluorescence. J. Am. Chem. Soc. 115: 5035-5040.

97. Harper J. D., Lansbury P. T. Jr. 1997. Models of amyloid seeding in Alzheimer's disease and scrapie: mechanistic truths and physiological consequences of the time-dependent solubility of amyloid proteins. Ann. Rev. Biochem. 66: 385-407.

98. Hartl F.U., Martin J. 1995. Molecular chaperones in cellular protein folding. Cur. Opin. Struct. Biol. 5:92-102.

99. Hashimoto M., Masliah E. 1999. Alpha-synuclein in Lewy body disease and Alzheimer's disease. Brain Pathol. 9: 707-720.

100. Heim R., Prasher D. C., Tsien R. Y. 1994. Wavelength mutations and posttranslational autoxidation of green fluorescent protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91: 1250112504.

101. Heim R., CubittA. В., Tsien R. Y. 1995. Improved green fluorescence. Nature. 373: 663664.

102. Herrmann H., Aebi U. 1998. Intermediate filament assembly: fibrillogenesis is driven by decisive dimmer-dimer interactions. Curr. Opin. Struct. Biol. 8: 177-185.

103. HershkoA., Ciechanover A. 1998. The ubiquitin system. Annu. Rev. Biochem. 67: 425-479.

104. Hiniker A., Bardwell C. A. 2003. Disulfide bond isomerization in prokaryotes. Biochemistry. 42: 1179-1185.

105. Holmgren A. 1979. Thioredoxin catalyzes the reduction of insulin disulfides by dithiothreitol and dihydrolipoamide. J. Biol. Chem. 254: 9627-9632.

106. Holmes K.C., Popp D., Gebhard W„ Kabsch W. 1990. Atomic model of the actin filament. Nature. 347: 44-49.

107. Horie Т., Vanderkooi J. M. 1982. Phosphorescence of tryptophan from parvalbumin and actin in liquid solution. FEBS Lett. 147:69-73.

108. Horovitz, A., Fridmann, Y., Kafri, G. and Yifrach, O. 2001. Review: allostery in chaperonins. J. Struct. Biol. 135, 104-114.

109. Hsiao C.-D., Sun Y-J., Rose J., Wang B.-C. 1996. The crystal structure of glutamine-binding protein from Escherichia coli. J. Mol. Biol. 262: 225-242.

110. Humphrey W., DalkeA., Schulten K. 1996. VMD: visual molecular dynamics, J. Molec. Graphics. 14: 33-38.

111. Jaenicke R., Lilie H. 2000. Folding and association of oligomeric and multimeric protein. Adv. Protein Chem. 53: 329-401.

112. JolyM. 1965. A Physico-Chemical Approach to the Denaturation of Proteins. In Molecular Biology an International Series of Monographs and Textbooks. Horecker В., Kaplan N. O. Scheraga H. A., editors. Vol. 6. Academic Press. London. New York.

113. Kabsch W., Mannherz H. G., Suck D., Pai E. F., Holmes H. C. 1990. Atomic structure of the actin: DNase I complex. Nature. 347: 37-44.

114. Kafri, G., Willison, K.R. and Horovitz, A. 2001. Nested allosteric interactions in the cytoplasmic chaperonin containing TCP-1. Protein Sci. 10, 445-449.

115. KayL.E. 2005. NMR studies of protein structure and dynamics. J. Magn. Reson. 173:193207

116. Kelly J. W. 1997. Amyloid fibril formation and protein misassembly a structural quest for insight into amyloid and prion diseases. Structure 5: 595-600.

117. Kelly J. W. 2000. Mechanisms of amyloidogenesis. Nature Struct. Biol. 7: 824-826.

118. Kim P .S., Baldwin R. L. 1990. Intermediates in the folding reactions of small proteins. Ann. Rev. Biochem. 59: 631-660.

119. Klumpp, M., Baumeister, W. and Essen, L.O. 1997. Structure of the substrate binding domain of the thermosome, an archaeal group II chaperonin. Cell 91,263-270.

120. Koo E. H„ LansburyP. T. Jr, Kelly J. W. 1999. Amyloid disease abnormal protein aggregation in neurodegeneration. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96: 9989-9990.

121. Kondo H., Nakatani H., Hiromi K. 1976. Interaction of cyclodextrins with fluorescent probes and its application to kinetic studies of amylase. J. Biochem. 79: 393-405.

122. Kubota, H., Hynes, G.M., Kerr, G.M. and Willison, K.R. 1997. Tissue-specific subunit of the mouse cytosolic chaperonin-containing TCP-1. FEBS Lett. 402, 53-56.

123. Kumita J. R., Weston C. J., Choo-Smith L. P., Woolley G. A., O. S. Smart. 2003. Prevention of peptide fibril formation in an aqueous environment by mutation of a single residue to Aib. Biochemistry. 42: 4492-4498.

124. Kuznetsova I. M., KhaitlinaS. Yu., Konditerov S. N., SurinA. M., Turoverov К. K. 1988. Changes of structure and intermolecular mobility in the course of actin denaturation. Biophys. Chem. 32: 73-78.

125. Kuznetsova I. M., Biktashev A. G., Khaitlina S. Yu., Vassilenko K. S., Turoverov К. K.,

126. Uversky V. N. 1999a. Effect of self-association on the structural organization of partially folded proteins: inactivated actin. Biophys. J. 77: 2788-2800.

127. Kuznetsova I. M., Turoverov К. K., Uversky V. N. 1999b. Inactivated actin, and aggregate comprised of partially-folded monomers, has a overall native-like packing density. Protein Peptide Lett. 6: 173-178.

128. Kuznetsova I. M., Yakusheva T. A., Turoverov К. K. 1999c. Contribution of separatetryptophan residues to intrinsic fluorescence of actin. Analysis 3D structure. FEBS Lett. 452:205-210.

129. Kuznetsova I. M., Stepanenko Olga V, Turoverov К. K., ZhuL.,. ZhouJ.-M., Fink A. L., Uversky V. N. 2002b. Unravelling multistate unfolding of rabbit muscle creatine kinase. Biochem. Biophys. Acta. 1596: 138-155.

130. Kuznetsova I.M., Turoverov K.K., Uversky V.N. 2004. Use of phase diagram method to analyze the protein unfolding-refolding reactions: fishing out the "invisible" intermediates. J. Proteome Res. 3: 485-494.

131. Vine H. 111. 1993. Thioflavine T interaction with synthetic Alzheimer's disease beta-amyloid peptides: detection of amyloid aggregation in solution. Protein Sci. 2: 404410.

132. Vine III, H. 1995. Thioflavine T interaction with amyloid P-sheet structures. Amyloid: Int. J. Exp. Clin. Invest., 2, 1-6.

133. Vine HIII. 1997. Stopped-flow kinetics reveal multiple phases of thioflavin T binding to Alzheimer beta (1-40) amyloid fibrils. Arch Biochem. Biophys. 342: 306-16.

134. Marquardt D. W. 1963. An algorithm for least-squares estimation of non linear parameters.

135. J. Soc. Ind. Appl. Math. 11:431-441.

136. Martensson, L.G., P. Jonasson, P.O. Freskgard, M. Svensson, U. Carlsson, and B.H.

137. Jonsson. 1995. Contribution of individual tryptophan residues to the fluorescence spectrum of native and denatured forms of human carbonic anhydrase II. Biochemistry. 34:1011 -1021.

138. Martinez-Galisteo, E., Padilla, C. A., Garcia-Alfonso, C., Lopez-Barea, J., and Barcena, J. A. (1993) Purification and properties of bovine thioredoxin system, Biochimie 75, 803-809

139. Matouschek A., Kellis J.T. Jr, Serrano L., By с r oft M., Fersht A.R. 1990. Transient folding intermediates characterized by protein engineering. Nature. 346: 440-445.

140. Matouschek A., Kellis J.T. Jr, Serrano L., Fersht A.R. 1989. Mapping the transition state and pathway of protein folding by protein engineering. Nature. 340: 122-126.

141. Matveyev, V. V., Usmanova A. M., Morozova A. V., Collins J.H., Khaitlina S.Yu. 1996. Purification and characterization of the proteinase ECP 32 from Escherichia coli A2 strain. Biochim. Biophys. Acta. 1296: 55-62.

142. Matz M. V., Fradkov A. F., Labas Y. A., Savitsky A. P., Zaraisky A. G., Markelov M. L., Lukyanov S. A. 1999. Fluorescent proteins from nonbioluminescent Anthozoa species. Nat. Biotechnol. 17: 969-973.

143. Mazhul' V. M., Shcherbin D. G.1997. Tryptophan phosphorescence as a monitor of flexibility of membrane proteins in cells. Proc. SPIE 2980: 507-514

144. Mazhul' V. M., Zaitseva E. M., Shavlovsky M. M., Stepanenko Olesia V., Kuznetsova I. M., Turoverov К. K. 2003. Monitoring of Actin Unfolding by Room Temperature Tryptophan Phosphorescence. Biochemistry. 42: 13551-13557.

145. McCarthy A. A., Haebel P. W, Torronen A., Rybin V., Baker E. N„ MetcalfP. 2000. Crystal structure of the protein disulfide bond isomerase, DsbC, from Escherichia coli. Nat Struct Biol. 7: 196-199.

146. McLaughlin P. J., Gooch J. Т., Mannherz H. G., Weeds A. G. 1993. Structure of gelsolin segment 1-actin complex and the mechanism of filament severing. Nature. 364: 685-692.

147. Melanie R. N. 2004. Techniques to study amyloid fibril formation in vitro. Methods. 34: 151-160.

148. Merrit E. A., Bacon D. J. 1977. Raster3D: Photorealistic molecular graphics. Methods in enzymol. 277: 505-524.

149. Missiakas D., Georgopoulos C., Raina S. 1994. The Escherichia coli. dsbc (xprA) gene encodes a periplasmic protein involved in disulphide bond formation. EMBO J. 13: 2013-2020

150. Nolting В. 1999. Protein folding kinetics. Biophys. Methods. Berlin-Haidelberg: Springer-Verlag, 145 p.

151. Permyakov E. A., Yarmolenko V. V., Emelyanenko V. I., Burstein E. A., ClossetJ., Gerday C. 1980. Fluorescence study of the calcium binding to whiting (Gadus merlangus) parvalbumin. Eur. J. Biochem. 109: 307-315.

152. Plotkin S.S., Onuchic J.N. 2002. Understanding prtein folding with energy landscape theory. Part I: Basic concepts Quart. Rev. Biophys. 35: 111-167.

153. Pollack, L. Tate M.W., Darnton N.C., Knight J. В., Gruner S.M., Eaton W.A., Austin

154. R.H.1999. Compactness of the denatured state of a fast-folding protein measured by submillisecond small-angle X-ray scattering. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96: 1011510117.

155. Pollard T.D., Blanchoin L., Mullins R.D. 2000. Molecular mechanism controlling actin filament dynamics in nonmuscle cells. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 29: 545576.

156. Privalov P.L., Potekhin S.A. 1986. Scanning microcalorimetry in studing temperature-induced changes in proteins. Methods enzymol. 131: 4-51.

157. Ptitsyn О. B. 1995. Molten globule and protein folding. Adv. Protein. Chem. 47:83-229.

158. Rao J.K., Bujacz G., Wlodawer A. 1998. Crystal structure of rabbit muscle creatine kinase. FEBS Lett., 439, 133- 137.

159. Radford S. 2000. Protein folding: progress made and promises ahead. Trends Biochem. Sci. 25: 611-618.

160. ReidB. G., Flynn G. C. 1997. Chromophore formation in green fluorescent protein. Biochemistry. 36: 6786-6791.

161. Ritco-Vonsovici, M. and Willison, K.R. 2000. Defining the eukaryotic cytosolic chaperonin-binding sites in human tubulins. J. Mol. Biol. 304, 81-98.

162. Robinson R. G., Mejillano M., Le V. P., BurtnickL. D., Yin H. L., Choe S. 1999. Domain movement in gelsolin: a calcium-activated switch. Science. 286: 1939-1942.

163. Roder H., Shastry M.C.R. 1999. Methods for exploring early events in protein folding. Curr. Opin. Struct. Biol. 9: 620-626.

164. Rommelaere, H., de Neve, M., Melki, R., Melki, R., Vandekerckhove, J. andAmpe, C. 1999. The cytosolic class II chaperonin CCT recognizes delineated hydrophobic sequences in its target proteins. J. Biol. Chem. 38, 3246-257.

165. Roseman, A.M., Chen, S., White, H., Braig, K. andSaibil, H.R. 1996. The chaperonin

166. ATPase cycle: mechanism of allosteric switching and movements of substrate-binding domains in GroEL. Cell 87, 241-251.

167. Schoehn, G., Hayes, M., Clil, M., Clarke, A.R. andSaibil, H.R. 2000. Domain rotations between open, closed and bullet-shaped forms of the thermosome, an archaeal chaperonin. J. Mol. Biol. 301, 323-332.

168. Schoehn, G., Quaite-Randall, E., Jime.nez, J.L., Joachimiak, A. and Saibil, H.R. 2000. Three conformations of an archaeal chaperonin, TF55 from Sulfolobus shibatae. J. Mol. Biol. 296, 813-819.

169. Schauerte J. A., SteelD. G., GafniA. 1997. Time-resolved room temperature tryptophan phosphorescence in proteins. Methods Enzymol. 278:49-71.

170. Scheffner M., Werness B. A., Huibregtse J. M., Levine A. J., Howley P. M. 1990. The E6 oncoprotein encoded by human papillomavirus types 16 and 18 promotes the degradation ofP53. Cell. 63: 1129-1136.

171. SchmidF. X. 2002. Prolyl isomerases. Adv. Protein.Chem. 59: 243-282.

172. Schuler H., Lindberg U., Schutt С. E., Karlsson R. 2000. Thermal unfolding of G-actin monitored with DNase-I-inhibition assay stabilities of actin isoforms. Eur. J. Biochem. 267: 476-486.

173. Schutt С. E., MyslikJ. C., Rozycki M. D., Goonesekere N. C., Linberg U. 1993. The structure of crystalline profiling-p-actin. Nature. 365: 810-816.

174. Selkoe D.J. 2003. Folding proteins in fatal ways. Nature. 426: 900-904.

175. Semisotnov G. V., Rodionova N. A., Razgulyaev О. I., Uversky V. N., Gripas'A. F.,

176. Gilmanshin R. I. 1991. Study of the "molten globule" intermediate state in protein folding by a hydrophobic fluorescent probe. Biopolymers. 31:119-128.

177. Sheterline P., Clayton J., Sparrow J. 1998. Actin. Protein Profile. Oxford University Press, Oxford.

178. Shortle D., Ackerman M.S. 2001. Persistence of native-like topology in a denatured protein in 8 M urea. Science. 293 : 487-489.

179. Shtilerman, M., Lorimer, G.H. and Englander, S.W. 1999. Chaperonin function: folding by forced unfolding. Science 284, 822-825.

180. Sigler, P.В., Xu, Z.H., Rye, H.S., Burston, S.G., Fenton, W.L.andHorwich, A.L. 1998. Structure and function in GroEL-mcdiated protein folding. Annu. Rev. Biochem. 67, 581-608.

181. Smith G. R., Sternberg M. J., Bates P. A. 2005. The relationship between the flexibility of proteins and their conformational states on forming protein-protein complexes with an application to protein-protein docking. J. Mol. Biol. 347: 1077-1101.

182. Speed M. A., WangD. I., King J. 1996. Specific aggregation of partially folded polypeptide chains: the molecular basis of inclusion body composition, Nat. Biotechnol. 14: 12831287.

183. Strambini G. В., Lehrer S. S. 1991. Tryptophan phosphorescence of G-actin and F-actin. Eur

184. Sun L., Kantrowitz E. R., Galley W. C. 1998. Recent advances in protein room-temperature phosphorescence spectroscopy Proc. SPIE 3256: 236-242.

185. Sun Y. J., Rose J., Wang В. C., Hsiao C. D. 1998. The structure of glutamine-bindingprotein complexed with glutamine at 1.94 A resolution: comparisons with other amino acid binding proteins. J Mol. Biol. 278: 219-229.

186. Sun X. X, Wang C.C. 2000. The N-terminal sequence (residues 1-65) is essential for dimerization, activities, and peptide binding of Escherichia coli DsbC. J. Biol. Chem. 275: 22743-22749.

187. Tanford C. 1968. Protein denaturation. Adv. Protein Chem. 23: 121-282.

188. TerskikhA., FradkovA., Ermakova G., Zaraisky A., Tan P., KajavaA. V., Zhao X., Lukyanov S., MatzM., KimS., Weissman I., Siebert P. 2000. "Fluorescent timer": protein that changes color with time. Science. 290: 1585-1588.

189. Tsien R. Y. 1998. The green fluorescent protein. Annu. Rev. Biochem. 67: 509-544.

190. Turoverov К. K., Khaitlina S. Yu., Pinaev G. P. 1976. Ultra-violet fluorescence of actin. Determination of native actin content in actin preparations. FEBS Lett. 62: 4-7.

191. Turoverov К. K, Kuznetsova I. M., Zaitsev V. N. 1985. The environment of tryptophan residue in pseudomonas aeruginosa azurin and its fluorescence properties. Biophys. Chem. 23: 79-89.

192. Turoverov К. K., Biktashev A. G., Khaitlina S. Yu., Kuznetsova I. M. 1999a. The structure and dynamics of partially folded actin. Biochemistry. 38: 6261-6269.

193. Turoverov К. К., Kuznetsova I. M., Khaitlina S. Yu., and Uversky V.N. 1999b. Unusual combination of the distorted structure and frosen mobility in inactivated actin molecule. Protein and Peptide Letters. 6: 73-78.

194. Turoverov К. K., Verkhusha V. V., Shavlovsky M. M., Biktashev A. G., Povarova О. I., Kuznetsova I. M. 2002. Kinetics of actin unfolding induced by guanidine hydrochloride. Biochemistry. 41: 1041-1019.

195. Turoverov K.K., Kuznetsova I.M. 2003. Intrinsic fluorescence of actin. J. Fluorescence 13: 41-57.

196. Uversky V. N. 1993. Use of fast-protein size-exclusion chromatography to study the unfolding of proteins which denature through the molten globule. Biochem. 32: 13288-13298.

197. Uversky V. N., Ptitsyn O.B. 1996. Further evidence on the equibrium "pre-molten globule state": four-state GdmCl-induced unfolding opf carbonic anhydrase В at low temperature. J. Mol. Biol. 255: 215-228.

198. Uversky V.N., WinterS., Lober G. 1996. Use of fluorescence decay times of 8-ANS-protein complexes to study the conformational transition in proteins which unfold through the molten globule state. Biophys. Chem. 60: 79-88.

199. Uversky V. N., WinterS., Lober G. 1998. Self-association of 8-anilino-l-naphthalenesulfonate molecules: spectroscopic characterization and application to the investigation of protein folding. Biochim Biophys Acta. 1388: 133-142.

200. Uversky V. N., Talapatra A., Gillespie J. R., Fink, A. L. 1999. Protein deposits as the molecular basis of amyloidosis. Med. Sci. Monitor. 5: 1001-1012, 1238-1254.

201. Valpuesta J.M., Martin-Benito J., Gomez-Puertas P., Carrascosa J.L., Willison K.R. 2002. Structure and function of a protein folding machine: the eukaryotic cytosolic chaperonin CCT. FEBS Letters. 259, 11-16.

202. Vanderkooi J. M. 1992. Tryptophan phosphorescence from proteins at room temperature. In: Topics in fluorescence spectroscopy. New York: Plenum Press, 3: 113-136.

203. Verkhusha V V, Otsuna H., Awasaki Т., Oda H., Tsukita S., Ito K. 2001. An enhanced mutant of red fluorescent protein DsRed for double labeling and developmental timer of neural fiber bundle formation. J. Biol. Chem. 276: 29621-29624.

204. Verkhusha V. V., Kuznetsova I. M., Stepanenko О. V., Zaraisky A. G., Shavlovsky M. M., Turoverov К. K., Uversky V. N. 2003. High stability of Discosoma DsRed as compared to Aequorea EGFP. Biochemistry. 42: 7879-7884.

205. VisserN. V, HinkM. A., BorstJ. W., van der Krogt G. N., Visser A. J. 2002. Circular dichroism spectroscopy of fluorescent proteins. FEBS Lett. 521: 31-35.

206. Vrzhershch P. V, Akovbian N. A., Varfolomeyev S. D., Verkhusha V V. 2000. Denaturation and renaturation of a tightly tetramerized DsRed protein under mildly acidic conditions. FEBS Lett. 487: 203-208.

207. Wachter R. M., KingB. A., Heim R., Kallio K, Tsien R. Y., Boxer S. G., Remington S. J. 1997a. Crystal structure and photodynamic behavior of the blue emission variant Y66H/Y145F of green fluorescent protein. Biochemistry. 36: 9759-9765.

208. Wachter R. M., Yarbrough D., Kallio K, Remington S. J. 1997b. Crystallographic and energetic analysis of binding of selected anions to the yellow variants of green fluorescent protein. J. Mol. Biol. 301: 157-171.

209. Ward W. W., Bokman S. H. 1982. Reversible denaturation of Aequorea Green-fluorescent protein: physical separation and characterization of the renatured protein. Biochemistry. 21: 4535-4540.

210. Weiner J. H., Heppel L. A. 1971. A binding protein for glutamine and its relation to active transport in E.coli. J. Biol. Chem. 246: 6933-6941.

211. West J. J., Nagy В., GergelyJ. 1967. Free adenosine diphosphate as an intermediary in the phosphorylation by creatine phosphate of adenosine diphosphate bound to actin. J. Biol. Chem. 242: 1140-1145.

212. Wetzel R. 1992. in Protein Engineering. A Practical Approach (Rees A. R., Sternberg A. R., Wetzel R., Eds.) pp 191-219, IRL Press, Oxford.

213. Wetzel R. 1994. Mutations and off-pathway aggregation of proteins. Trends Biotechnol. 12: 193-198.

214. Willison, K.R. and Horwich, A.L 1996. in: The Chaperonins (Ellis, R.J., ed.), pp. 107-136, Academic Press, San Diego, CA.

215. Willison, K.R. 1999. in: Molecular Chaperones and FoldingCatalysts (Bukau, В., Ed.), pp. 555-571, Harwood Academic Publishers, Amsterdam.

216. Willison, K.R. and Grantham, J. 2001. in: Molecular Chaperones: Frontiers in Molecular Biology (Lund, P., Ed.), pp. 90-118, Oxford University Press, Oxford

217. Wouters F. S., Verveer P. J., Bastiaens P. I. 2001. Imaging biochemistry inside cells. Trends Cell Biol. 11:203-211.

218. Xu, Z., Honvich, A.L. and Sigler, P.B. 1997. The crystal structure of the asymmetric GroEL-GroES-(ADP)7 chaperonin complex. Nature 388, 741-750.

219. Yamomoto Yu., TanakaJ. 1970. Spectroscopic studies on the configurational structures of ribonuclease Tl. Biochim. Biophys. Acta. 207: 522-531.

220. Yanushevich Y. G., Staroverov D. В., Savitsky A. P., Fradkov A. F., Gurskaya N. G., Bulina M. E., Lukyanov K. A., Lukyanov S. A. 2002. A strategy for the generation of non-aggregating mutants of Anthozoa fluorescent proteins. FEBS Lett. 511: 11-14.

221. Yarbrough D., Wachter R. M., Kallio K., Matz M. V., Remington S. J. 2001. Refined crystal structure of DsRed, a red fluorescent protein from coral, at 2.0-A resolution. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98: 462-467.

222. Yoshiike Y., ChuiD. H., Akagi Т., TanakaN., Takashima A. 2003. Specific compositions of amyloid-beta peptides as the determinant of toxic beta-aggregation. J. Biol. Chem. 278: 23648-23655

223. Zahn R. 1999. Prion propagation and molecular chaperones. Quart. Rev. Biophys. 32: 309370.

224. Я благодарна Б.Н.Кудрявцеву, в состав Лаборатории которого длительное время входила наша группа, за благожелательное отношение и внимание.

225. Я благодарна Дирекции за доброжелательную атмосферу в Институте чрезвычайно способствующую работе.

226. Я признательна моей семье за постоянную поддержку, понимание и терпение.