Механизмы ауторегуляции объема клеток эпителия в гипотонических условиях тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Пономарчук, Ольга Олеговна

• Пономарчук, Ольга Олеговна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Пономарчук, Ольга Олеговна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Механизмы регуляции объема клеток

1.1.1 Регуляция объема клеток в стационарных условиях

1.1.2 Факторы, приводящие к изменению клеточного объема

1.1.3 Регуляция объема клеток в нестационарных условиях. Изменение содержания внутриклеточных осмолитов как основной механизм ауторегуляции объема клеток

1.1.3.1 RVI

1.1.3.2 RVD

1.2 Физико-химические сигналы, вовлеченные в активацию систем ауторегуляции объема клеток

1.2.1 Концентрация макромолекул. Cвойства цитоплазмы как биогеля

1.2.2 Концентрация внутриклеточных ионов и ионная сила

1.2.2.1 [СГ]

1.2.2.2 [М§2+]1

1.2.2.3 Ионная сила

1.2.3 Механические и химические изменения в липидном бислое

1.2.3.1 Натяжение плазматической мембраны

1.2.3.2 Изменение состава липидов плазматической мембраны

1.2.4 Цитоскелет

1.2.5 Системы внутриклеточной сигнализации, участвующие в регуляции объема

2+

1.2.5.1 Са сигнальная система

1.3 Физиологическое значение регуляции объема

1.3.1 Трансэпителиальный транспорт

1.3.2 Пролиферация клеток

1.3.3 Миграция клеток

1.3.4 Программируемая клеточная смерть

1.3.5 Развитие карцином

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Объект исследования

2.2 Условия культивирования

2.3 Используемые растворы и реактивы

2.4 Оценка эффективности пермеабилизации мембраны

2.5 Визуализация элементов цитоскелета

2.6 Оценка активности калиевых каналов

2.7 Измерение объема внутриклеточной воды

2.8 Измерение объема клетки

2.9 Влияние скорости замещения среды на наличие изменений [Са2+]

2.10 Одновременная регистрация изменений объема клетки и [Са]

2.11 Измерение внутриклеточной концентрации кальция

2.12 Нагрузка клеток внутриклеточным хелатором БЛРТЛ

2.13 Метод пэтч кламп в конфигурации «целая клетка»

2.14 Компьютерный анализ белков ЬЯЯС8

2.15 Статистическая обработка результатов

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИНТЕРПРЕТАЦИЯ

3.1 Воздействие температуры на осмочувствительные свойства цитоплазматического биогеля

3.1.1 Действие предынкубации клеток при 48 °С на кинетику изменений объема интактных клеток в гипотонической среде

3.1.2 Действие предынкубации клеток при 48 °С на кинетику изменения объема пермеабилизированных клеток в гипотонической среде

3.1.3 Действие увеличения температуры на максимальную амплитуду набухания интактных клеток при стимуляции гипотонической средой

3.1.4 Идентификация чувствительных к изменениям объема каналов

3.1.5 Действие температуры на кинетику изменения потоков ионов калия в гипотонической среде

3.2 Роль цитоскелета в механизмах регуляторного восстановления объема клеток при стимуляции гипотоническим шоком

3.2.1 Вовлечение цитоскелета в регуляцию объема интактных клеток

3.2.2 Вовлечение цитоскелета в регуляцию объема пермеабилизированных клеток

3.2.3 Действие разрушающих цитоскелет веществ на активность К+-каналов

3.2.4 Действие разрушающих цитоскелет веществ на максимальную амплитуду набухания и ЯУБ

3.3 Вовлечение кальциевой сигнальной системы в механизмы регуляторного восстановления объема

3.3.1 Оптимизация экспериментальных условий

3.3.2 Одновременнная регистрация изменений объема и [Са ]

3.3.3 Влияние скорости замещения среды на наличие изменений [Са2+]

2+

3.3.4 Воздействие манипуляций с [Са ] на набухание клеток А549 и ЯУБ

3.3.5 Роль ионов кальция в регуляции активности объем-чувствительных анионных каналов

3.3.6 Поиск кальций-зависимых доменов в семействе белков ЬЯЯС8

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1 Инактивация набухания цитоплазматического биогеля клеток А549 тепловым шоком в гипотонических условиях сопровождается ингибированием активируемых набуханием потоков К+ и RVD

4.2 Разрушение сети цитоскелета в клетках А549 подавляет осмочувствительные свойства

2+

цитоплазматического геля, но не имеет воздействия на активацию Ва -чувствительных

К+-каналов и RVD

2+

4.3 Увеличение [Са ]1 не является необходимым условием для активации механизмов

RVD в клетках А549 при стимуляции гипотоническим шоком

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

А549 - эпителиальные клетки аденокарциномы легкого человека

AE - анионный обменник (СГ/НСОз-)

2+

ANO (TMEM16) - Ca -активируемые хлорные каналы семейства «Аноктамин»

AVD - апоптическое уменьшение объема

BAPTA - 1,2-бис(2-аминофенокси)этан-К,К,№,№-тетраацетат

BK - Са2+-активируемые К-каналы большой проводимости

[Ca2+]¡ - концентрация внутриклеточных ионов кальция

[Cl-]¡ - концентрация внутриклеточных ионов хлора

CaM - кальмодулин

CaMb - кальций/кальмодулин-связывающие домены

CaMK - кальций/кальмодулин-зависимая киназа

CaMK I - кальций/кальмодулин-зависимая киназа I типа

CaMK II - кальций/кальмодулин-зависимая киназа II типа

CICR - индуцированный входом кальция выброс кальция

ClC - семейство потенциал-зависимых хлорных каналов

DCPIB - 4-[(2-бутил-6,7-дихлоро-2-циклопентил-индан-1-он-5-ил) окси]

бутановая кислота

DIDS - 4,4'-диизотиоциано-2,2'-стильбен-дисульфоновая кислота

DISUR - метод реконструкции поверхности клетки на основе 2-х изображений

DMSO - диметилсульфоксид

EMT - эпителиально-мезенхимальный переход

ENaC - Ка+-каналы (ENaC)

HICC - стимулируемые гипертоническими условиями катионные каналы

ICln - ток, опосредуемый белками pICjn

IK - Са2+-активируемые К+-каналы средней проводимости

ILS - раствор, по ионному составу сходный с цитоплазмой

IVRAC - ток, опосредуемый VRAC каналами

K2P - двупоровые калиевые каналы

KCC - K+, Cl-котранспорт

KKCNq - потенциал-зависимые К+-каналы

Kkir - калиевые каналы внутреннего выпрямления

Kv - потенциал-зависимые К+-каналы

LRRC8 - семейство белков, богатых повторами лейцина

LRRC8A - представитель семейства белков, богатых повторами лейцина

MDR - развитие устойчивости к нескольким противораковым препаратам

MDR-EATC - MDR модель клеток Эрлиха

NHE - Na+, Н+-обменник

NKCC - Na+, K+, 2С1-котранспортер

NPPB - 5-нитро-2-(3-фенилпропиламино)-бензоивая кислота P-gp - P-гликопротеин

pICln -белок, рассматриваемый как кандидат на роль VRAC

PKC - протеинкиназа С

RVD - регуляторное уменьшение объема

RVI - регуляторное увеличение объема

SK - Са2+-активируемые К+-каналы низкой проводимости

SOC - депо-управляемые каналы

TM - трансмембранный сегмент

TRAAK - подсемейство K2P каналов

TRAIL - родственный фактору некроза опухоли индуцирующий апоптоз лиганд TREK-1 - подсемейство K2P каналов

TRP - семейство катионных каналов (преимущественно Ca2+) VRAC - объем-регулируемые анионные каналы Wt-EATC - клетки Эрлиха дикого типа

АСМ - атомно-силовая микроскопия

ATФ - аденозинтрифосфат

АФ - актиновые микрофиламенты

АФК - активные формы кислорода

ЛДГ - лактатдегидрогеназа

ЛТD4 - лейкотриен Б4

ЛФК - лизофосфатидная кислота

ЛФХ - лизофосфатидилхолин

ЛФЭ - лизофосфатидилэтаноламин

МТ - микротрубочки

НФБ - натрий-фосфатный буфер

ПФ - промежуточные филаменты

ЭБС - эмбриональная бычья сыворотка

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы ауторегуляции объема клеток эпителия в гипотонических условиях»

ВВЕДЕНИЕ

Одно из универсальных свойств клеток - поддержание объема на стационарном уровне вне зависимости от изменений осмолярности внеклеточной среды и цитоплазмы, происходящих при различных воздействиях и патофизиологических состояниях. Так, например, клетки эпителия могут быть подвержены изменениям внеклеточной осмолярности при контакте с пресной или морской водой. Причинами изменения внутриклеточной осмолярности этих клеток может быть несбалансированный транспорт ионов и органических осмолитов через мембрану или сдвиги во внутриклеточном балансе между высокомолекулярными полимерами и их осмотически активными низкомолекулярными предшественниками и метаболитами [1]. Длительные изменения объема, обусловленные дисбалансом вне- и внутриклеточных осмолитов, влияют на системы внутриклеточной сигнализации, вовлеченные в регуляцию пролиферации и смерти клеток: длительное и чрезмерное сжатие приводит к апоптозу, а набухание к некрозу клеток [2].

В поддержании стационарного объема, как правило, участвуют мембранные транспортеры, осуществляющие поглощение внеклеточных или выведение внутриклеточных осмолитов. В результате этих процессов, получивших в англоязычной литературе название Regulatory Volume Increase (RVI) и Regulatory Volume Decrease (RVD), происходит восстановление клеточного объема до исходных значений. В большинстве случаев быстрые процессы RVI связаны с накоплением одновалентных ионов как основных неорганических осмолитов за счет активации Na+, K+, 2Cl- котранспорта и/или Na+/H+ обмена, в то время как потеря этих осмолитов при RVD происходит за счет активации K+, Cl--котранспорта, калиевых и анионных каналов, включая объем регулируемые анионные каналы (Volume-Regulated Anion Channel, VRAC) [3], [4].

Другим фактором регуляции объема клеток является перераспределение

свободной и связанной воды цитоплазматического геля. Сравнительно недавно было установлено, что в отсутствии плазматической мембраны цитоплазма ведет себя как биогель, изменяющий свой объем в ответ на изменения осмолярности среды [5]. Белки трехмерного цитоскелета клеток являются одним из основных компонентов цитоплазмы, принимающих участие в регуляции объема клеток. Известно, что целостность цитоскелета нарушается при 48-49 °С в результате плавления одного из его структурных составляющих - спектрина и, возможно, других минорных белков [6], [7]. В этой связи в настоящей работе исследовали действие температурного плавления белков цитоскелета и химических агентов, разрушающих образующие его микротрубочки и микрофиламенты, на объем клеток эпителия и ион-транспортирующие системы, вовлеченные в RVD.

2+

Известно, что увеличение концентрации внутриклеточного кальция ([Ca ];) активирует ионные каналы, вовлеченные в RVD. В этой связи мы предположили, что увеличение [Ca2]; может влиять на объем клеток, приводя к перераспределению свободной и связанной воды цитоплазмы. Следует, однако, отметить несовершенство методов и подходов при изучении данной темы. В большинстве случаев эксперименты проводятся не на одиночных клетках, а на монослоях клеток, где флуктуации [Ca2]; выражены по-разному внутри популяции. Кроме того, измерения объема клеток и [Ca2]; проводятся раздельно во времени. Учитывая выше сказанное, мы использовали разработанный в нашей лаборатории метод реконструкции поверхности с помощью 2-х изображений (Double Image Surface Reconstruction Technique (DISUR) и модифицировали его для возможности одновременного измерения изменений клеточного объема и [Ca2+]i.

Целью настоящей работы было изучить механизмы формирования RVD в эпителиальных клетках А549. Перед нами были сформулированы следующие задачи исследования:

1) Разработать метод одновременной регистрации изменений объема клеток и внутриклеточной концентрации кальция.

2) Исследовать действие предварительной инкубации клеток при температуре 40-50 °С на кинетику изменения их объема и потоков ионов калия в гипотонической среде.

3) Исследовать роль цитоскелета в изменениях объема интактных и пермеабилизированных клеток в гипотонической среде.

4) Изучить роль кальция в изменениях объема в гипотонической среде и ионных токов, вовлеченных в RVD.

5) Провести анализ семейства белков LRRC8, образующих VRAC, на наличие Са2+/кальмодулин-связывающих сайтов и Са2+/кальмодулин-зависимых сайтов фосфорилирования.

Научная новизна и практическая значимость работы

Нами впервые разработан метод, позволяющий проводить одновременную регистрацию изменений [Ca2+] и объема одиночных клеток эпителия. Установлена относительная роль ионных потоков через плазматическую мембрану, цитоплазмы и белков цитоскелета в регуляции объема клеток эпителия в гипотонических условиях. Показано, что сигнальные системы, опосредованные увеличением концентрации внутриклеточного кальция, не вовлечены в активацию VRAC и RVD. Полученные результаты вносят существенный вклад в изучение фундаментальных механизмов регуляции объема клеток, а также в разработку новых подходов для диагностики и лечения респираторных болезней, как отек легкого и муковисцидоз, обусловленных нарушениями регуляции ионного баланса и объема клеток.

Основные положения, выносимые на защиту:

1) Разработан новый метод одновременной регистрации изменений объема клеток и внутриклеточной концентрации кальция ([Ca2];).

2) Первоначальное набухание клеток эпителия в гипотонической среде сопровождается процессом регуляторного уменьшения объема (RVD), опосредованным активацией Ва2+-чувствительных К+-каналов и анионных каналов (VRAC).

2+

3) Установлен Са -независимый механизм RVD и активации VRAC при гипотоническом набухании клеток.

4) Разрушение сети цитоскелета подавляет набухание цитоплазмы клеток в гипотонической среде, но не влияет на потоки ионов К+ и RVD.

5) Предынкубация при 48 °С снижает набухание биогеля цитоплазмы в гипотонических условиях и полностью подавляет активацию Ва2+-чувствительных К+-каналов и связанный с ними RVD.

Апробация

Апробация работы была проведена на семинарах кафедры биофизики и лаборатории физико-химии биомембран биологического факультета МГУ. Основные результаты диссертационной работы были изложены на 17-ом конгрессе студентов, аспирантов и стажеров Монреальского университета (Монреаль, 2014); на ежегодном квебекском конгрессе по респираторному здоровью (Леви, 2015); на 18-ом конгрессе студентов, аспирантов и стажеров Монреальского университета (Монреаль, 2016); на ежегодном международном конгрессе американского тораксического сообщества (Сан-Франциско, 2016); на симпозиуме по репарации легкого и ответам на стресс (Монреаль, 2016); на 11-ом международном конгрессе по изучению регуляции объема клетки (Чикаго, 2016); на 61-ой ежегодной встрече биофизического сообщества (Новый Орлеан, 2017); на

международной конференции «Рецепторы и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2017).

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 11 печатных работ, из них 5 статей в рецензируемых научных изданиях (индексируемых в базах данных Web of Science, Scopus, RSCI) и 6 тезисов в сборниках докладов научных конференций.

Объем и структура

Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов и их интерпретации, обсуждения результатов, заключения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 172 страницах машинописного текста, включает 40 рисунков и 5 таблиц. Список цитируемой литературы содержит 471 источник.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Механизмы регуляции объема клеток

Внутриклеточное содержимое всех живых клеток отделено от внеклеточной среды плазматической мембраной, одним из основных свойств которой является полупроницаемость. Мембрана не позволяет выход органических молекул, как например белки и низкомолекулярные углеводы, из клетки и ограничивает проницаемость для неорганических ионов и небольших органических молекул, получивших называние осмолиты. В то же время, мембрана обладает высокой проницаемостью для воды и, в случае клеток животных, не защищена клеточной стенкой. Вследствие перечисленных особенностей изменение общей концентрации осмолитов (осмолярность) внутри или вне клетки приводит к образованию осмотического градиента на мембране, согласно которому происходит перераспределение воды и, как результат, набухание или сжатие. Даже небольшие изменения объема оказывают воздействие на функционирование клетки. Чрезмерные изменения объема могут привести к нарушению целостности клетки. Однако, в физиологических условиях этого, как правило, не происходит, так как клетки животных выработали механизмы, позволяющие адаптироваться к изменениям объема. Исследованию механизмов ауторегуляции объема клеток посвящено огромное количество работ, однако остается все еще много неизвестного. Данная глава будет посвящена описанию основных аспектов, известных о механизмах ауторегуляции объема, а также наиболее остро стоящим вопросам в этой области исследований.

1.1.1 Регуляция объема клеток в стационарных условиях

Находясь в стационарном состоянии и в условиях неизменности осмолярности внеклеточной среды, клетки все равно подвержены набуханию вследствие осмотического давления, создаваемого непроницаемыми через

мембрану внутриклеточными макромолекулами. Однако, набухание клетки не происходит, так как на мембране устанавливается «равновесие Гиббса-Доннана», при котором избыточная концентрация внутриклеточных органических веществ компенсируется низкими концентрациями внутриклеточных ионов [8], [3]. Как правило, это осуществляется за счет выхода ионов Ка+ и С1- (рис. 1Б) [1]. Определяющую роль в данном процессе играет Ка+/К+-АТФаза, которая создает неравномерное распределение ионов на мембране, выводя 3Ка+ в обмен на 2К+ против градиента концентрации. В некоторых типах клеток эту роль может выполнять Са-АТФаза и Ка+/Са2+-обменник [9]. В дополнение, так как проницаемость плазматической мембраны клетки для ионов Ка+ и анионов сильно меньше, чем для ионов К+, выход ионов калия создает потенциал на мембране, определяющий движение ионов хлора наружу. Таким образом, низкая концентрация внутриклеточных ионов хлора ([С1-];) компенсирует содержание больших количеств отрицательно заряженных органических анионов в клетке.

Рис. 1. Ион транспортные системы, участвующие в регуляции объема клеток. (А) Регуляторное увеличение объема (ЯУ1). (Б) Стационарное состояние. (В) Регуляторное уменьшение объема (ЯУБ). 1 - №+, К+, 2С1--котранспортер, 2 - №+, Н-обменник, 3 -Анионный обменник (АЕ), 4 - №+, К-АТФаза, 5 - К-каналы, 6 - С1-каналы, 7 - К+, С1--котранспорт. Схема адаптирована из [10] для публикации [11].

Пример поддержания клеточной системы в стационарном состоянии будет продемонстрирован на эпителиальных клетках легкого второго типа (АТ II), что

обусловлено объектом исследования данной работы (клетки линии А549 являются моделью клеток АТ II). Система достигает стационарного состояния, когда вход ионов в клетку уравновешан с их выходом. Поступление ионов Ка+ и С1- в клетки АТ II происходит через натриевые и хлорные каналы апикальной мембраны, а также Ка+/Н+ (КНЕ) и С1/НС03- (АЕ) обменники базальной мембраны [12]. Как уже было упомянуто, Ка+/К+-АТФаза откачивает ионы Ка+ из клетки в обмен на ионы К+ [13], располагаясь на базолатеральной мембране (рис. 2). В то же время, на базальной стороне мембраны просиходит выход ионов К+ и С1-.

Рис. 2. Регуляция объема альвеолярными клетками второго типа АТ11 в

стационарных условиях. Схема построена согласно [12] для публикации [11]. 1 -

+ + + + +

Анионный обменник (АЕ), 2 - № , Н -обменник, 3 - № , К -АТФаза, 4 - К -каналы, 5 -

- +

С1-каналы, 6 - № -каналы (Е№С).

1.1.2 Факторы, приводящие к изменению клеточного объема

Клетки подвергаются изменениям объема в результате таких

физиологических процессов как эпителиальная абсорбция и секреция, накопление

питательных веществ и продуктов распада, гормональная и аутокринная

стимуляция, апоптоз [14]. Набухание или сжатие в физиологических условиях

происходит, как правило, вследствие отклонений внутриклеточной осмолярности,

15

так как осмолярность внеклеточной среды поддерживается достаточно точно (~285 мосм/кг Н20) [4]. Изменение внутриклеточной осмолярности может быть результатом, например, несбалансированного транспорта органических и неорганических осмолитов. Более того, любой метаболический процесс, приводящий к образованию осмотически активных веществ (например, деградация белков на аминокислоты) или их расходыванию (например, синтез белков из аминокислот) может воздействовать на внутриклеточную осмолярность [1].

Отметим, что некоторые типы клеток, вследствие их функционального назначения и расположения в организме, все-таки могут быть подвержены изменениям внеклеточной осмолярности. Наиболее яркими примерами являются клетки мозгового вещества почек, клетки кишечника и эритроциты. Например, осмолярность внеклеточной среды клеток мозгового вещества почек [15] может достигать значений в 4-5 раз больших изотонических. Данный тип клеток также подвержен анизосмотическим условиям в процессе антидиуреза [16]. Для эпителиальных клеток кишечника характерны более слабые отклонения осмолярности внеклеточной среды, что происходит в процессе абсорбции [17]. В дополнение, эпителиальные клетки легкого могут претерпевать внеклеточные изменения осмолярности при попадании морской или пресной воды в альвеолы легких [18]. В случае пресной воды альвеолярные клетки подвергаются гипотоническим условиям (20 мОсм/кг Н20), а в случае морской воды -гипертоническим (1000 мОсм/кг Н20) [19].

Целый ряд патологических процессов также может быть причиной изменений объема. Так, например, гипонатремия, гипотермия, увеличение концентрации калия в клетке, внутриклеточный ацидоз и кетоацидоз приводят к набуханию клеток [4]. В то же время гипернатремия, снижение внутриклеточной концентрации калия, гипергликемия и алкалоз - причины сжатия клеток [4].

1.1.3 Регуляция объема клеток в нестационарных условиях. Изменение содержания внутриклеточных осмолитов как основной механизм ауторегуляции объема клеток

При отклонении внутриклеточной или внеклеточной осмолярности клетки быстро компенсируют возникающие изменения объема с помощью механизмов ауторегуляции. В основных чертах механизм регуляции объема можно представить следующим образом. Возникающие изменения объема приводят к генерации сигналов, воспринимаемых некоторой гипотетической структурой, получившей название сенсора объема клетки [1]. Эти сигналы приводят к конформационным изменениям в гипотетических сенсорах объема, что служит запуском внутриклеточных сигнальных путей, активирующих исполнительные системы регуляторного восстановления объема (т.н. эффекторы) [20]. Эффекторы в свою очередь представлены мембранными транспортерами, осуществляющими поглощение или высвобождение осмотически активных веществ в ответ на сжатие или набухание. Таким образом, увеличение объема клетки компенсируется выведением электролитов и воды в процессе, получившем название «регуляторное уменьшение объема» (Regulatory Volume Decrease, RVD) [4], в то время как накопление электролитов и воды в ответ на сжатие - процесс, называемый «регуляторное увеличение объема» (Regulatory Volume Increase, RVI) [4]. RVI и RVD являются быстрыми процессами. Регуляция объема в условиях длительного пребывании клеток в анизосмотических условиях не является основной темой данной работы. Здесь лишь отметим, что заряженные неорганические ионы могут иметь дестабилизируещее воздействие на структуру внутриклеточных ферментов, поэтому при долговременном воздействии регуляция объема происходит за счет транспорта незаряженных органических молекул [4]. Действительно известно, что в таких условиях для клеток характерен повышенный уровень экспрессии генов, ответственных за образование ферментов, катализирующих реакции синтеза или деградации органических осмолитов [21].

1.1.3.1 RVI

В большинстве клеток поддержание объема в ответ на гипертонический стресс осуществляется за счет работы Na+, K+, 2СГ-котранспортера (NKCC), а также спаренной активации Na/H-обменника (NHE) и обменника анионов C1-/HCO3- (АЕ) (рис. 1А) [22]. Результатом стимуляции этих ион транспортных

систем является накопление NaCl, что создает осмотическую силу для движения воды в клетку и, как следствие, предотвращает сжатие [3]. При этом, избыток ионов Na+ вторично обменивается на ионы K+ в силу работы Na/K-АТФазы [22]. В некоторых случаях в процесс регуляторного восстановления объема вовлечен только один из упомянутых вариантов. Например, в эритроцитах птиц NKCC является единственным транспортером, участвующим в RVI [23], тогда как в эритроцитах костистых рыб и амфибий данный переносчик ионов отсутствует [24], [25]. Соответственно, в этих клетках сжатие компенсируется только работой NHE и AE [26]. Также известно, что в процесс RVI могут быть вовлечены стимулируемые гипертоническими условиями катионные каналы (Hypertonicity-Induced Cation Channels, HICC) [4]. Однако, вследствие отсутствия молекулярной идентичности данного канала результаты исследований в этой области ограничены. Дополним, что помимо транспорта неорганических ионов в процесс RVI может быть задействован и транспорт органических осмолитов, например, таурина [27]. Далее будут более подробно рассмотрены основные ион транспортные системы регуляторного увеличения объема.

Na+, K+, 2СГ-котранспорт

NKCC осуществляет электронейтральный котранспорт ионов Na+, K+ и 2C1-

в клетку. В данном случае направленный внутрь клетки градиент ионов натрия и

хлора также движет ионы калия в клетку против направленного наружу градиента

K+. На сегодняшний день у позвоночных клонировано 2 изоформы

котранспортера - NKCC1 и NKCC2 (также встречаемые как SLC12A2 и

18

БЬС12А1). Обе изоформы являются чувствительными к изменениям объема и активируются в ответ на сжатие [28]. Изоформа ККСС1 экспрессирована повсеместно и располагается на базолатеральной мембране эпителиальных клеток [29], [30], [31]. Таким образом, ККСС1 является ключевым транспортером ЯУН. Изоформа ККСС2, как правило, находится на апикальной мембране клеток толстого сегмента восходящей части петли Генгле, где ее основное функциональное назначение - реабсорбция ионов [30]. Информация о вовлечении ККСС2 в процессы регуляторного восстановления объема ограничена и требует более глубокого изучения.

Иа+/Н-обмен

Изучение Ка+/Н+-обмена показало, что КНЕ присутствуют во всех изучаемых организмах. Для млекопитающих известно 10 различных изоформ этого переносчика, располагающихся на плазматической мембране или мембране внутриклеточных органелл [4]. КНЕ плазматической мембраны осуществляет обмен Ка+ на Н+ в соотношении 1:1. КНЕ1 является основной изоформой, осуществляющей ЯУ[, что было показано на большом разнообразии типов клеток [4]. Данная изоформа широко экспрессирована и располагается на базолатеральной мембране поляризованных клеток. Осуществляемый КНЕ вход Ка+ в клетку происходит параллельно вместе со входом С1- за счет работы анионного обменника. Как правило, эту роль выполняет изоформа АЕ2, также обозначаемая (БЬС4А2) [22]. В результате скоординированной работы КНЕ и АЕ происходит накопление КаС1 и воды, что представляет собой процесс регуляторного увеличения объема [3], [4]. Отметим, что КНЕ1 не только активируется сжатием, но и ингибируется набуханием [32], [33]. Другие изформы также являются чувствительными к изменениям объема. Например, изоформы КНЕ2 и КНЕ4 активируются в ответ на сжатие. Они могут вносить дополнительный вклад в RУI клеток, находящихся в условиях значительных

19

отклонений осмолярности [34]. В то же время, КНЕ3 ингибируется сжатием и активируется набуханием [35], [36]. Однако отметим, что данные о чувствительности КНЕ3 к изменениям объема неоднозначны [4]. Так как экспрессия КНЕ2, КНЕ3, КНЕ4 не является повсеместной, по всей видимости, их значение для регуляции объема второстепенно.

В заключении отметим, что основные изоформы КНЕ1 и ККСС1, как правило, коэкспрессированы и оба переносчика вносят вклад в ЯУ1 [4].

1.1.3.2 ЯУБ

Восстанавление объема после набухания происходит, как правило, за счет активации К+ и С1--каналов, К+, С1--котранспортеров, а также транспорта органических анионов (рис. 1В). Потеря неорганических и органических осмолитов сопровождается выходом воды и, как следствие, приводит к восстановлению объема. Наличие ЯУБ после гипотонического стимула было продемонстрировано на огромном разнообразии клеток, включая эпителиальные клетки кишечника [37], бронхов [38], трахеи [39], роговицы [40], эпителиальные клетки линии Са1и-3 [41].

Перед тем, как перейти к более подробному описанию основных ион транспортных систем, участвующих в ЯУБ, важно упомянуть, что выход ионов калия и выход ионов хлора через К+ и С1--каналы, соответственно, взаимосвязаны. Следствием открытия К+-каналов является гиперполяризация мембраны, что увеличивает движущую силу для оттока ионов хлора [22]. В то же время, вследствие работы С1--каналов происходит деполяризация мембраны, способствующая оттоку ионов калия. Таким образом, спаренная работа этих каналов позволяет более эффективное восстановление объема.

К+ -каналы

Из всех описанных видов ионных каналов семейство калиевых каналов

является самым большим и наиболее разнообразным. Классификация K-каналов основывается на количестве трансмембранных (TM) сегментов и порообразующих областей а субъединицы в предсказываемых мембранных топологиях. Таким образом, выделяют следующие группы: каналы с двумя трансмембранными сегментами (2ТМ) и одной порой, с четырьмя трансмембранными сегментами (4ТМ) и двумя порами, с шестью трансмембранными сегментами (6ТМ) и одной порой (рис. 3) [4]. Многие представители этих групп являются чувствительными к изменениям объема каналами (рис. 3) и участвуют в RVD [4]. Например было показано, что набухание ооцитов стимулирует токи через калиевые каналы внутреннего выпрямления (Kkir) Kir4.1 и Kir4.1-Kir5.1 (2TM), а сжатие их ослабляет [42]. Регуляция изменениями объема характерна и для двупоровых калиевых каналов (K2P) TASK2 [43], TREK1 и TRAAK [44], [45], принадлежащих к семейству 4TM. К тому же, на клетках Эрлиха и клетках проксимального извитого канальца было показано вовлечение TASK2 в механизм регуляции объема [43]. Представители семейства 6TM отличаются разнообразием (рис. 3). Как следствие, каналы данной группы встречаются наиболее часто в контексте регуляции объема. Например, вовлечение в RVD было показано для потенциал-зависимых К -каналов (Kkcnq) KCNQ1 на клетках молочной железы [46] и гепатоцитах [47]. Аналогично, потенциал-активируемые К -каналы (Kv) Kv4.1

и/или Kv4.3 являются ключевыми для успешного восстановления объема клеток

2+ + Calu-3 [41]. Активация набуханием Са -активируемых К -каналов большой

проводимости (Big Potassium, BK) была продемонстрирована на клетках

проксимального извитого канальца [48], клетках линии Calu3 [41], эпителиальных

клетках бронхов [38] и трахеи [39]. Однако, результаты исследований позволяют

утверждать, что чувствительность к изменениям объема BK каналов является

слабой [49], а также указывают на вторичность их активации вследствие

увеличения [Са2 ]; во время набухания [50], [38]. Са2+-активируемые К+-каналы

средней проводимости (Intermediate Potassium, IK) активируются в ответ на набухание и участвуют в регуляции объема огромного множества типов эпителиальных клеток, включая клетки линии Calu3 [41], клетки бронхов [38] и трахеи [39], клетки почек линии A6 [51], эпителиальные клетки хрусталика [52] и многие другие. Наконец, Са2+-активируемые К+-каналы низкой проводимости (Small Potassium, SK) известны как чувствительные к изменениям объема лишь в клетках печени человека и в клетках рака желчных протоков [53].

Рис. 3. Классификация калиевых каналов по количеству трансмембранных сегментов и попрообразующих областей а-субъединицы. Каналы, для которых была установлена чувствительность к изменениям объема, обведены красным. Изображение заимствовано из [4] и модифицировано.

СГ-каналы

В отличии от выхода ионов калия, осуществляемого разнообразными К-каналами, отток ионов хлора, по всей видимости, вовлекает один тип каналов. Данное утверждение основывается на факте о том, что почти во всех изученных типах клеток набухание приводит к активации тока хлора Тщас, имеющего строго специфичные электрофизиологические характеристики [22], [54], описание

которых впервые было представлено на эпителиальных клетках кишечника линии 407 [55]. Каналы, осуществляющие выход ионов хлора при набухании, встречаются в литературе под несколькими названиями, включая объем-регулируемые анионные каналы (VRAC), объем-чувствительные каналы выходящего выпрямления (VSOR), или объем-чувствительные каналы органических осмолитов и анионов (VSOAC). Далее, для более простого восприятия материала будет использоваться только аббревиатура VRAC.

Биофизические свойства, типичные для каналов VRAC, включают следующие характеристики: 1) активация набуханием; 2) умеренная выпрямляемость наружу; 3) зависимая от времени инактивация при высоких положительных потенциалах; 4) средняя проводимость (в диапазоне 50-80 пСм при положительных потенциалах и 10-20 пСм при отрицательных потенциалах); 5) проницаемость для анионов в соответствии с последовательностью Эйзенмана I: SCN- > I- > NO3- > Br- > Cl- > F- > HCO3- > глюконат; 6) предположительно, проницаемость для небольших отрицательно заряженных и незаряженных органических молекул, например как таурин и мио-инозитол 7) необходимость негидролитического связывания внутриклеточных молекул АТФ для активации канала [4], [56], [57]. Фармакологической характеристикой каналов VRAC является ингибирование развивающегося при набухании тока такими блокаторами хлорных каналов как 4,4'-диизотиоциано-2,2'-стильбен-дисульфоновая кислота (DIDS) и 5-нитро-2-(3-фенилпропиламино)-бензоивая кислота (NPPB), 4-[(2-бутил-6,7-дихлоро-2-циклопентил-индан-1-он-5-ил)-окси]-бутановая кислота (DCPIB) [4], [57]. Cледует отметить, что действие данных фармакологических соединений не является строго специфичным для VRAC [58].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Пономарчук, Ольга Олеговна, 2018 год

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Mongin, A.A. and S.N. Orlov, Mechanisms of cell volume regulation and possible nature of the cell volume sensor. Pathophysiology, 2001. 8 (2): p. 77-88.

2. Orlov, S.N., M.A. Model, and R. Grygorczyk, Rebuttal from Sergei N. Orlov, Michael M. Model and Ryszard Grygorczyk. The Journal of physiology, 2013. 591 (24): p. 61296129.

3. Lang, F., G.L. Busch, M. Ritter, H. Völkl, S. Waldegger, E. Gulbins, and D. Häussinger, Functional significance of cell volume regulatory mechanisms. Physiological reviews, 1998. 78 (1): p. 247-306.

4. Hoffmann, E.K., I.H. Lambert, and S.F. Pedersen, Physiology of cell volume regulation in vertebrates. Physiol Rev., 2009. 89 (1): p. 193-277.

5. Fels, J., S.N. Orlov, and R. Grygorczyk, The hydrogel nature of mammalian cytoplasm contributes to osmosensing and extracellular pH sensing. Biophys J, 2009. 96 (10): p. 4276-85.

6. Brandts, J.F., L. Erickson, K. Lysko, A.T. Schwartz, and R.D. Taverna,

Calorimetric studies of the structural transitions of the human erythrocyte membrane. The involvement of spectrin in the A transition. Biochemistry, 1977. 16 (15): p. 34503454.

7. Shnyrov, V., S. Orlov, G. Zhadan, and N. Pokudin, Thermal inactivation of membrane proteins, volumedependent Na+, K cotransport, and protein kinase C activator-induced changes of the shape of human and rat erythrocytes. Biomed. biochim. acta, 1990. 49: p. 445-453.

8. Macknight, A.D. and A. Leaf, Regulation of cellular volume, in Membrane Physiology. 1987, Springer. p. 311-328.

9. Takeuchi, A., S. Tatsumi, N. Sarai, K. Terashima, S. Matsuoka, and A. Noma, Ionic mechanisms of cardiac cell swelling induced by blocking Na+/K pump as revealed by experiments and simulation. The Journal of general physiology, 2006. 128 (5): p. 495507.

10. Mongin, A.A. and S.N. Orlov, Mechanisms of cell volume regulation. Physiology and Maintenance-Volume I: General Physiology, 2009. 1: p. 130.

11. Пономарчук, О.О., Г.В. Максимов, and С.Н. Орлов, Регуляция объема клеток эпителия в норме и при патологии. Бюллетень сибирской медицины, 2017. 16 (4): p. 42-61.

12. Murao, H., A. Shimizu, K. Hosoi, A. Iwagaki, K.Y. Min, G.i. Kishima, T. Hanafusa, T. Kubota, et al., Cell shrinkage evoked by Ca2+-free solution in rat alveolar type II cells: Ca2+ regulation of Na+-H+ exchange. Experimental physiology, 2005. 90 (2): p. 203-213.

13

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

Hosoi, K., K.Y. Min, A. Iwagaki, H. Murao, T. Hanafusa, C. Shimamoto, K.i. Katsu, M. Kato, et al., Delayed shrinkage triggered by the Na+-K+ pump in terbutaline-stimulated rat alveolar type II cells. Experimental physiology, 2004. 89 (4): p. 373-385.

Lambert, I., E. Hoffmann, and S. Pedersen, Cell volume regulation: physiology and pathophysiology. Acta physiologica, 2008. 194 (4): p. 255-282.

Burg, M.B., Molecular basis for osmoregulation of organic osmolytes in renal medullary cells. Journal of Experimental Zoology Part A: Ecological Genetics and Physiology, 1994. 268 (2): p. 171-175.

Beck, F.-X., A. Dörge, and K. Thurau, Cellular osmoregulation in renal medulla. Kidney and Blood Pressure Research, 1988. 11 (3-5): p. 174-186.

Haberich, F., O. Aziz, and P. Nowacki, Über einen osmoreceptorisch tätigen Mechanismus in der Leber. Pflüger's Archiv für die gesamte Physiologie des Menschen und der Tiere, 1965. 285 (1): p. 73-89.

Bierens, J.J., P. Lunetta, M. Tipton, and D.S. Warner, Physiology of drowning: a review. Physiology, 2016. 31 (2): p. 147-166.

De Boer, J., T. Biewenga, H. Kuipers, and G. Den Otter, The effects of aspirated and swallowed water in drowning. Anesthesiology, 1970. 32 (1): p. 51-59. Pedersen, S.F., A. Kapus, and E.K. Hoffmann, Osmosensory mechanisms in cellular and systemic volume regulation. Journal of the American Society of Nephrology, 2011. 22 (9): p. 1587-1597.

Burg, M.B., E.D. Kwon, and D. Kültz, Osmotic regulation of gene expression. The FASEB Journal, 1996. 10 (14): p. 1598-1606.

Jentsch, T.J., VRACs and other ion channels and transporters in the regulation of cell volume and beyond. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 2016. 17 (5): p. 293-307. Kregenow, F.M., The response of duck erythrocytes to nonhemolytic hypotonic media. The Journal of general physiology, 1971. 58 (4): p. 372-395.

Kregenow, F.M., T. Caryk, and A.W. Siebens, Further studies of the volume-regulatory response of Amphiuma red cells in hypertonic media. Evidence for amiloride-sensitive Na/H exchange. The Journal of general physiology, 1985. 86 (4): p. 565-584.

Holt, M.E., S.A. King, P.M. Cala, and S.F. Pedersen, Regulation of the Pleuronectes americanus Na+/H+ exchanger by osmotic shrinkage, ß-adrenergic stimuli, and inhibition of Ser/Thr protein phosphatases. Cell biochemistry and biophysics, 2006. 45 (1): p. 1-18.

Pedersen, S., M.E. O'Donnell, S. Anderson, and P.M. Cala, Physiology and pathophysiology of Na+/H+ exchange and Na+-K+-2Cl- cotransport in the heart,

brain, and blood. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology, 2006. 291 (1): p. R1-R25.

27. Lambert, I.H., Regulation of the cellular content of the organic osmolyte taurine in mammalian cells. Neurochemical research, 2004. 29 (1): p. 27-63.

28. Di Ciano-Oliveira, C., M. Lodyga, L. Fan, K. Szászi, H. Hosoya, O.D. Rotstein, and A. Kapus, Is myosin light-chain phosphorylation a regulatory signal for the osmotic activation of the Na+-K+-2Cl- cotransporter? American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2005. 289 (1): p. C68-C81.

29. Haas, M. and B. Forbush III, The Na-K-Cl cotransporter of secretory epithelia. Annual review of physiology, 2000. 62 (1): p. 515-534.

30. Russell, J.M., Sodium-potassium-chloride cotransport. Physiological Reviews, 2000. 80 (1): p. 211-276.

31. Gamba, G., Molecular physiology and pathophysiology of electroneutral cation-chloride cotransporters. Physiological reviews, 2005. 85 (2): p. 423-493.

32. Kapus, A., S. Grinstein, S. Wasan, R. Kandasamy, and J. Orlowski, Functional characterization of three isoforms of the Na+/H+ exchanger stably expressed in Chinese hamster ovary cells. ATP dependence, osmotic sensitivity, and role in cell proliferation. Journal of Biological Chemistry, 1994. 269 (38): p. 23544-23552.

33. Elsing, C., I. Gosch, J. Hennings, C. Hübner, and T. Herrmann, Mechanisms of hypotonic inhibition of the sodium, proton exchanger type 1 (NHE1) in a biliary epithelial cell line (Mz-Cha-1). Acta physiologica, 2007. 190 (3): p. 199-208.

34. Bookstein, C., M.W. Musch, A. DePaoli, Y. Xie, M. Villereal, M.C. Rao, and E.B. Chang, A unique sodium-hydrogen exchange isoform (NHE-4) of the inner medulla of the rat kidney is induced by hyperosmolarity. Journal of Biological Chemistry, 1994. 269: p. 29704-29704.

35. Good, D.W., J.F. Di Mari, and B.A. Watts, Hyposmolality stimulates Na+/H+ exchange and HCO3- absorption in thick ascending limb via PI 3-kinase. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2000. 279 (5): p. C1443-C1454.

36. Soleimani, M., C. Bookstein, J.A. McAteer, Y.J. Hattabaugh, G.L. Bizal, M.W. Musch, M. Villereal, M.C. Rao, et al., Effect of high osmolality on Na+/H+ exchange in renal proximal tubule cells. Journal of Biological Chemistry, 1994. 269 (22): p. 15613-15618.

37. MacLeod, R. and J. Hamilton, Ca 2+/calmodulin kinase II and decreases in intracellular pH are required to activate K+ channels after substantial swelling in villus epithelial cells. Journal of Membrane Biology, 1999. 172 (1): p. 59-66.

38. Fernández-Fernández, J.M., M. Nobles, A. Currid, E. Vázquez, and M.A. Valverde, Maxi K+ channel mediates regulatory volume decrease response in a human

bronchial epithelial cell line. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2002. 283 (6): p. C1705-C1714.

39. Vázquez, E., M. Nobles, and M.A. Valverde, Defective regulatory volume decrease in human cystic fibrosis tracheal cells because of altered regulation of intermediate conductance Ca2+-dependent potassium channels. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2001. 98 (9): p. 5329-5334.

40. Wu, X., H. Yang, P. Iserovich, J. Fischbarg, and P. Reinach, Regulatory volume decrease by SV40-transformed rabbit corneal epithelial cells requires ryanodine-sensitive Ca 2+-induced Ca 2+ release. Journal of Membrane Biology, 1997. 158 (2): p. 127-136.

41. Harron, S.A., C.M. Clarke, C.L. Jones, D. Babin-Muise, and E.A. Cowley, Volume regulation in the human airway epithelial cell line Calu-3. Canadian journal of physiology and pharmacology, 2009. 87 (5): p. 337-346.

42. Soe, R., N. MacAulay, and D.A. Klaerke, Modulation of Kir4. 1 and Kir4. 1-Kir5. 1 channels by small changes in cell volume. Neuroscience letters, 2009. 457 (2): p. 80-84.

43. Barriere, H., R. Belfodil, I. Rubera, M. Tauc, F. Lesage, C. Poujeol, N. Guy, J. Barhanin, et al., Role of TASK2 potassium channels regarding volume regulation in primary cultures of mouse proximal tubules. The Journal of general physiology, 2003. 122 (2): p. 177-190.

44. Patel, A.J., E. Honore, F. Maingret, F. Lesage, M. Fink, F. Duprat, and M. Lazdunski, A mammalian two pore domain mechano-gated S-like K+ channel. The EMBO journal, 1998. 17 (15): p. 4283-4290.

45. Maingret, F., A.J. Patel, F. Lesage, M. Lazdunski, and E. Honoré,

Lysophospholipids open the two-pore domain mechano-gated K+ channels TREK-1 and TRAAK. Journal of Biological Chemistry, 2000. 275 (14): p. 10128-10133.

46. Missan, S., J. Crack, S. Moser, W.H. Baldridge, P. Linsdell, and E.A. Cowley,

Contribution of KCNQ1 to the regulatory volume decrease in the human mammary epithelial cell line MCF-7. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2007. 293 (3): p. C1010-C1019.

47. Lan, W.-Z., P.Y. Wang, and C.E. Hill, Modulation of hepatocellular swelling-activated K+ currents by phosphoinositide pathway-dependent protein kinase C. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2006. 291 (1): p. C93-C103.

48. Dube, L., L. Parent, and R. Sauve, Hypotonic shock activates a maxi K+ channel in primary cultured proximal tubule cells. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 1990. 259 (2): p. F348-F356.

49. Grunnet, M., N. MacAulay, N.K. Jorgensen, B. Jensen, S.-P. Olesen, and D.A. Klaerke, Regulation of cloned, Ca 2+-activated K+ channels by cell volume changes. Pflügers Archiv, 2002. 444 (1-2): p. 167-177.

50. Calderone, V., Large-conductance, Ca2+-activated K+ channels: function, pharmacology and drugs. Current medicinal chemistry, 2002. 9 (14): p. 1385-1395.

51. Urbach, V., I. Leguen, I. O'Kelly, and B. Harvey, Mechanosensitive calcium entry and mobilization in renal A6 cells. The Journal of membrane biology, 1999. 168 (1): p. 29-37.

52. Lauf, P.K., S. Misri, A.A. Chimote, and N.C. Adragna, Apparent intermediate K conductance channel hyposmotic activation in human lens epithelial cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2008. 294 (3): p. C820-C832.

53. Roman, R., A.P. Feranchak, M. Troetsch, J.C. Dunkelberg, G. Kilic, T. Schlenker, J. Schaack, and J.G. Fitz, Molecular characterization of volume-sensitive SKCa channels in human liver cell lines. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology, 2002. 282 (1): p. G116-G122.

54. Hoffmann, E.K., N.B. Holm, and I.H. Lambert, Functions of volume-sensitive and calcium-activated chloride channels. IUBMB life, 2014. 66 (4): p. 257-267.

55. Hazama, A. and Y. Okada, Ca2+ sensitivity of volume-regulatory K+ and Cl-channels in cultured human epithelial cells. The Journal of Physiology, 1988. 402 (1): p. 687-702.

56. Voss, F.K., F. Ullrich, J. Munch, K. Lazarow, D. Lutter, N. Mah, M.A. Andrade-Navarro, J.P. von Kries, et al., Identification of LRRC8 heteromers as an essential component of the volume-regulated anion channel VRAC. Science, 2014. 344 (6184): p. 634-8.

57. Mongin, A.A., Volume-regulated anion channel-a frenemy within the brain. Pflugers Arch, 2015.

58. Jentsch, T.J., V. Stein, F. Weinreich, and A.A. Zdebik, Molecular structure and physiological function of chloride channels. Physiological reviews, 2002. 82 (2): p. 503568.

59. Miwa, A., K. Ueda, and Y. Okada, Protein kinase C-independent correlation between P-glycoprotein expression and volume sensitivity of Cl- channel. The Journal of membrane biology, 1997. 157 (1): p. 63-69.

60. Valverde, M.A., T.D. Bond, S.P. Hardy, J.C. Taylor, C.F. Higgins, J. Altamirano, and F.J. Alvarez-Leefmans, The multidrug resistance P-glycoprotein modulates cell regulatory volume decrease. The EMBO Journal, 1996. 15 (17): p. 4460-4468.

61. Nilius, B., J. Eggermont, T. Voets, G. Buyse, V. Manolopoulos, and G. Droogmans, Properties of volume-regulated anion channels in mammalian cells. Progress in biophysics and molecular biology, 1997. 68 (1): p. 69-119.

62. Okada, Y., Volume expansion-sensing outward-rectifier Cl-channel: fresh start to the molecular identity and volume sensor. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1997. 273 (3): p. C755-C789.

63. Buyse, G., T. Voets, J. Tytgat, C. De Greef, G. Droogmans, B. Nilius, and J. Eggermont, Expression of human pICln and ClC-6 in Xenopus oocytes induces an identical endogenous chloride conductance. Journal of Biological Chemistry, 1997. 272 (6): p. 3615-3621.

64. Garavaglia, M., S. Rodighiero, C. Bertocchi, R. Manfredi, J. Fürst, M. Gschwentner, M. Ritter, C. Bazzini, et al., ICln channels reconstituted in heart-lipid bilayer are selective to chloride. Pflügers Archiv, 2002. 443 (5-6): p. 748-753.

65. Krapivinsky, G.B., M.J. Ackerman, E.A. Gordon, L.D. Krapivinsky, and D.E. Clapham, Molecular characterization of a swelling-induced chloride conductance regulatory protein, plCIn. Cell, 1994. 76 (3): p. 439-448.

66. Fürst, J., C. Bazzini, M. Jakab, G. Meyer, M. König, M. Gschwentner, M. Ritter, A. Schmarda, et al., Functional reconstitution of ICln in lipid bilayers. Pflügers Archiv, 2000. 440 (1): p. 100-115.

67. Voets, T., G. Buyse, J. Tytgat, G. Droogmans, J. Eggermont, and B. Nilius, The chloride current induced by expression of the protein pICln in Xenopus oocytes differs from the endogenous volume-sensitive chloride current. The Journal of Physiology, 1996. 495 (2): p. 441-447.

68. Gründer, S., A. Thiemann, M. Pusch, and T.J. Jentsch, Regions involved in the opening of CIC-2 chloride channel by voltage and cell volume. Nature, 1992. 360 (6406): p. 759.

69. Jordt, S.E. and T.J. Jentsch, Molecular dissection of gating in the ClC-2 chloride channel. The EMBO Journal, 1997. 16 (7): p. 1582-1592.

70. Thiemann, A., S. Gründer, M. Pusch, and T.J. Jentsch, A chloride channel widely expressed in epithelial and non-epithelial cells. Nature, 1992. 356 (6364): p. 57.

71. Duan, D., C. Winter, S. Cowley, J.R. Hume, and B. Horowitz, Molecular identification of a volume-regulated chloride channel. Nature, 1997. 390 (6658): p. 417.

72. Arreola, J., T. Begenisich, K. Nehrke, H.V. Nguyen, K. Park, L. Richardson, B. Yang, B.C. Schutte, et al., Secretion and cell volume regulation by salivary acinar cells from mice lacking expression of the Clcn3 Cl- channel gene. The Journal of physiology, 2002. 545 (1): p. 207-216.

73. Gong, W., H. Xu, T. Shimizu, S. Morishima, S. Tanabe, T. Tachibe, S. Uchida, S. Sasaki, et al., ClC-3-independent, PKC-dependent activity of volume-sensitive Cl channel in mouse ventricular cardiomyocytes. Cell Physiol Biochem, 2004. 14 (4-6): p. 213-24.

74. Chien, L.-T. and H. Hartzell. Drosophila bestrophins are dually regulated by calcium and cell volume. in Journal Of General Physiology. 2007. Rockefeller Univ Press 1114 First Ave, 4th Fl, New York, NY 10021 USA.

75. Stotz, S.C. and D.E. Clapham, Anion-sensitive fluorophore identifies the Drosophila swell-activated chloride channel in a genome-wide RNA interference screen. PloS one, 2012. 7 (10): p. e46865.

76. Fischmeister, R. and H. Hartzell, Volume sensitivity of the bestrophin family of chloride channels. The Journal of physiology, 2005. 562 (2): p. 477-491.

77. Chien, L.-T. and H.C. Hartzell, Rescue of volume-regulated anion current by bestrophin mutants with altered charge selectivity. The Journal of general physiology,

2008. 132 (5): p. 537-546.

78. Alma^a, J., Y. Tian, F. Aldehni, J. Ousingsawat, P. Kongsuphol, J.R. Rock, B.D. Harfe, R. Schreiber, et al., TMEM16 proteins produce volume-regulated chloride currents that are reduced in mice lacking TMEM16A. Journal of Biological Chemistry,

2009. 284 (42): p. 28571-28578.

79. Caputo, A., E. Caci, L. Ferrera, N. Pedemonte, C. Barsanti, E. Sondo, U. Pfeffer, R. Ravazzolo, et al., TMEM16A, a membrane protein associated with calcium-dependent chloride channel activity. Science, 2008. 322 (5901): p. 590-594.

80. Yang, Y.D., H. Cho, J.Y. Koo, M.H. Tak, Y. Cho, W.-S. Shim, S.P. Park, J. Lee, et al., TMEM16A confers receptor-activated calcium-dependent chloride conductance. Nature, 2008. 455 (7217): p. 1210-1215.

81. Juul, C., S. Grubb, K. Poulsen, T. Kyed, N. Hashem, I.H. Lambert, E.H. Larsen, and E.K. Hoffmann, Anoctamin 6 differs from VRAC and VSOAC but is involved in apoptosis and supports volume regulation in the presence of Ca2+. Pflügers Archiv-European Journal of Physiology, 2014. 466 (10): p. 1899-1910.

82. Shimizu, T., T. Iehara, K. Sato, T. Fujii, H. Sakai, and Y. Okada, TMEM16F is a component of a Ca2+-activated Cl- channel but not a volume-sensitive outwardly rectifying Cl- channel. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2013. 304 (8): p. C748-C759.

83. Qiu, Z., A.E. Dubin, J. Mathur, B. Tu, K. Reddy, L.J. Miraglia, J. Reinhardt, A.P. Orth, et al., SWELL1, a plasma membrane protein, is an essential component of volume-regulated anion channel. Cell, 2014. 157 (2): p. 447-58.

84. Kubota, K., J.Y. Kim, A. Sawada, S. Tokimasa, H. Fujisaki, Y. Matsuda-Hashii, K. Ozono, and J. Hara, LRRC8 involved in B cell development belongs to a novel family of leucine-rich repeat proteins. FEBS letters, 2004. 564 (1-2): p. 147-152.

85. Smits, G. and A.V. Kajava, LRRC8 extracellular domain is composed of 17 leucine-rich repeats. Molecular immunology, 2004. 41 (5): p. 561-562.

86. Abascal, F. and R. Zardoya, LRRC8 proteins share a common ancestor with pannexins, and may form hexameric channels involved in cell-cell communication. Bioessays, 2012. 34 (7): p. 551-60.

87. Jentsch, T.J., D. Lutter, R. Planells-Cases, F. Ullrich, and F.K. Voss, VRAC: molecular identification as LRRC8 heteromers with differential functions. Pflügers Archiv-European Journal of Physiology, 2016. 468 (3): p. 385-393.

88. Lauf, P.K. and N.C. Adragna, K-Cl cotransport: properties and molecular mechanism. Cellular Physiology and Biochemistry, 2000. 10 (5-6): p. 341-354.

89. Hebert, S.C., D.B. Mount, and G. Gamba, Molecular physiology of cation-coupled Cl- cotransport: the SLC12 family. Pflügers Archiv, 2004. 447 (5): p. 580-593.

90. Mercado, A., L. Song, N. Vázquez, D.B. Mount, and G. Gamba, Functional comparison of the K+-Cl- cotransporters KCC1 and KCC4. Journal of Biological Chemistry, 2000. 275 (39): p. 30326-30334.

91. Strange, K., T.D. Singer, R. Morrison, and E. Delpire, Dependence of KCC2 K-Cl cotransporter activity on a conserved carboxy terminus tyrosine residue. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2000. 279 (3): p. C860-C867.

92. Capó-Aponte, J.E., P. Iserovich, and P. Reinach, Characterization of regulatory volume behavior by fluorescence quenching in human corneal epithelial cells. Journal of Membrane Biology, 2005. 207 (1): p. 11-22.

93. Mercado, A., N. Vázquez, L. Song, R. Cortés, A.H. Enck, R. Welch, E. Delpire, G. Gamba, et al., NH2-terminal heterogeneity in the KCC3 K+-Cl- cotransporter. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 2005. 289 (6): p. F1246-F1261.

94. Payne, J.A., Functional characterization of the neuronal-specific K-Cl cotransporter: implications for [K+] oregulation. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1997. 273 (5): p. C1516-C1525.

95. Rust, M.B., S.L. Alper, Y. Rudhard, B.E. Shmukler, R. Vicente, C. Brugnara, M. Trudel, T.J. Jentsch, et al., Disruption of erythroid K-Cl cotransporters alters erythrocyte volume and partially rescues erythrocyte dehydration in SAD mice. Journal of Clinical Investigation, 2007. 117 (6): p. 1708.

96. Strange, K., F. Emma, and P.S. Jackson, Cellular and molecular physiology of volume-sensitive anion channels. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1996. 270 (3): p. C711-C730.

97. Kirk, K. and K. Strange, Functional properties and physiological roles of organic solute channels. Annual Review of Physiology, 1998. 60 (1): p. 719-739.

98. Holm, J.B., R. Grygorczyk, and I.H. Lambert, Volume-sensitive release of organic osmolytes in the human lung epithelial cell line A549: role of the 5-lipoxygenase. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2013. 305 (1): p. C48-C60.

99. Wehner, F., H. Olsen, H. Tinel, E. Kinne-Saffran, and R.K. Kinne, Cell volume regulation: osmolytes, osmolyte transport, and signal transduction, in Reviews of physiology, biochemistry and pharmacology. 2003, Springer. p. 1-80.

100

101

102

103

104

105

106

107

108

109

110

111

112

113

Ellis, R.J. and A.P. Minton, Cell biology: join the crowd. Nature, 2003. 425 (6953): p. 27-28.

Minton, A.P., Macromolecular crowding. Current Biology, 2006. 16 (8): p. R269-R271.

Minton, A.P., The influence of macromolecular crowding and macromolecular confinement on biochemical reactions in physiological media. Journal of biological chemistry, 2001. 276 (14): p. 10577-10580.

Al-Habori, M., Macromolecular crowding and its role as intracellular signalling of cell volume regulation. The international journal of biochemistry & cell biology, 2001. 33 (9): p. 844-864.

Zhou, H.-X., G. Rivas, and A.P. Minton, Macromolecular crowding and confinement: biochemical, biophysical, and potential physiological consequences. Annu. Rev. Biophys., 2008. 37: p. 375-397.

Parker, J.C., In defense of cell volume? American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1993. 265 (5): p. C1191-C1200.

Burg, M.B., Macromolecular Crowding as a Cell VolumeSensor. Cellular Physiology and Biochemistry, 2000. 10 (5-6): p. 251-256.

Colclasure, G.C. and J.C. Parker, Cytosolic protein concentration is the primary volume signal in dog red cells. The Journal of general physiology, 1991. 98 (5): p. 881892.

Colclasure, G.C. and J.C. Parker, Cytosolic protein concentration is the primary volume signal for swelling-induced [K-Cl] cotransport in dog red cells. The Journal of general physiology, 1992. 100 (1): p. 1-10.

Parker, J.C., Urea alters set point volume for K-Cl cotransport, Na-H exchange, and Ca-Na exchange in dog red blood cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1993. 265 (2): p. C447-C452.

Parker, J.C. and G.C. Colclasure, Actions of thiocyanate and N-phenylmaleimide on volume-responsive Na and K transport in dog red cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1992. 262 (2): p. C418-C421.

Summers, J., L. Trais, R. Lajvardi, D. Hergan, R. Buechler, H. Chang, C. Pena-Rasgado, and H. Rasgado-Flores, Role of concentration and size of intracellular macromolecules in cell volume regulation. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1997. 273 (2): p. C360-C370.

Luby-Phelps, K., The physical chemistry of cytoplasm and its influence on cell function: an update. Molecular biology of the cell, 2013. 24 (17): p. 2593-2596. Peppas, N., Y. Huang, M. Torres-Lugo, J. Ward, and J. Zhang, Physicochemical foundations and structural design of hydrogels in medicine and biology. Annual review of biomedical engineering, 2000. 2 (1): p. 9-29.

114. Jackson, P.S., K. Churchwell, N. Ballatori, J.L. Boyer, and K. Strange, Swelling-activated anion conductance in skate hepatocytes: regulation by cell Cl-and ATP. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1996. 270 (1): p. C57-C66.

115. Hernández-Carballo, C.Y., J.A. De Santiago-Castillo, T. Rosales-Saavedra, P. Pérez-Cornejo, and J. Arreola, Control of volume-sensitive chloride channel inactivation by the coupled action of intracellular chloride and extracellular protons. Pflügers Archiv-European Journal of Physiology, 2010. 460 (3): p. 633-644.

116. Parker, J.C., Volume-responsive sodium movements in dog red blood cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1983. 244 (5): p. C324-C330.

117. Breitwieser, G.E., A.A. Altamirano, and J.M. Russell, Osmotic stimulation of Na+-K +-Cl-cotransport in squid giant axon is [Cl-] i dependent. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1990. 258 (4): p. C749-C753.

118. Orlov, S. and P. Hamet, Intracellular monovalent ions as second messengers. The Journal of membrane biology, 2006. 210 (3): p. 161-172.

119. Aharonovitz, O., A. Kapus, K. Szászi, N. Coady-Osberg, T. Jancelewicz, J. Orlowski, and S. Grinstein, Modulation of Na+/H+ exchange activity by Cl-. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2001. 281 (1): p. C133-C141.

120. Rutledge, E.M. and H.K. Kimelberg, Release of [3H]-D-aspartate from primary astrocyte cultures in response to raised external potassium. Journal of Neuroscience, 1996. 16 (24): p. 7803-7811.

121. Mongin, A.A., Z. Cai, and H.K. Kimelberg, Volume-dependent taurine release from cultured astrocytes requires permissive [Ca2+] i and calmodulin. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1999. 277 (4): p. C823-C832.

122. Bergh, C., S.J. Kelley, and P.B. Dunham, K-Cl cotransport in LK sheep erythrocytes: kinetics of stimulation by cell swelling. Journal of Membrane Biology, 1990. 117 (2): p. 177-188.

123. Dunham, P.B., J. Klimczak, and P.J. Logue, Swelling activation of K-Cl cotransport in LK sheep erythrocytes: a three-state process. The Journal of general physiology, 1993. 101 (5): p. 733-765.

124. Parker, J., T. McManus, L. Starke, and H. Gitelman, Coordinated regulation of Na/H exchange and [K-Cl] cotransport in dog red cells. The Journal of general physiology, 1990. 96 (6): p. 1141-1152.

125. Mairbaurl, H. and J. Hoffman, Internal magnesium, 2, 3-diphosphoglycerate, and the regulation of the steady-state volume of human red blood cells by the Na/K/2Cl cotransport system. The Journal of general physiology, 1992. 99 (5): p. 721-746.

126. Burg, M.B., Molecular basis of osmotic regulation. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 1995. 268 (6): p. F983-F996.

127

128

129

130

131

132

133

134

135

136

137

138

139

140

141

Cannon, C.L., S. Basavappa, and K. Strange, Intracellular ionic strength regulates the volume sensitivity of a swelling-activated anion channel. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1998. 275 (2): p. C416-C422.

Sabirov, R.Z., J. Prenen, T. Tomita, G. Droogmans, and B. Nilius, Reduction of ionic strength activates single volume-regulated anion channels (VRAC) in endothelial cells. Pflugers Archiv European Journal of Physiology, 2000. 439 (3): p. 315-320. Syeda, R., Z. Qiu, A.E. Dubin, S.E. Murthy, M.N. Florendo, D.E. Mason, J. Mathur, S.M. Cahalan, et al., LRRC8 proteins form volume-regulated anion channels that sense ionic strength. Cell, 2016. 164 (3): p. 499-511.

Krump, E., K. Nikitas, and S. Grinstein, Induction of tyrosine phosphorylation and Na+/H+ exchanger activation during shrinkage of human neutrophils. Journal of Biological Chemistry, 1997. 272 (28): p. 17303-17311.

Neuhofer, W., H. Bartels, M.L. Fraek, and F.X. Beck, Relationship between intracellular ionic strength and expression of tonicit -y responsive genes in rat papillary collecting duct cells. The Journal of physiology, 2002. 543 (1): p. 147-153. Hamill, O.P. and B. Martinac, Molecular basis of mechanotransduction in living cells. Physiological reviews, 2001. 81 (2): p. 685-740.

Kinnunen, P.K., Lipid bilayers as osmotic response elements. Cellular Physiology and Biochemistry, 2000. 10 (5-6): p. 243-250.

Lang, F., G.L. Busch, and H. Volkl, The diversity of volume regulatory mechanisms. Cellular Physiology and Biochemistry, 1998. 8 (1-2): p. 1-45.

Plant, T.D., TRPs in mechanosensing and volume regulation, in Mammalian Transient

Receptor Potential (TRP) Cation Channels. 2014, Springer. p. 743-766.

Sachs, F. and C.E. Morris, Mechanosensitive ion channels in nonspecialized cells, in

Reviews of Physiology Biochemistry and Pharmacology, Volume 132. 1998, Springer. p.

1-77.

Hoffmann, E.K. and P.B. Dunham, Membrane mechanisms and intracellular signalling in cell volume regulation. International review of cytology, 1995. 161: p. 173262.

Bear, C.E., A nonselective cation channel in rat liver cells is activated by membrane stretch. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1990. 258 (3): p. C421-C428. Kim, D. and C. Fu, Activation of a nonselective cation channel by swelling in atrial cells. Journal of Membrane Biology, 1993. 135 (1): p. 27-37.

Clemo, H.F. and C.M. Baumgarten, Swelling-activated Gd 3+-sensitive cation current and cell volume regulation in rabbit ventricular myocytes. The Journal of general physiology, 1997. 110 (3): p. 297-312.

Cahalan, S.M., V. Lukacs, S.S. Ranade, S. Chien, M. Bandell, and A. Patapoutian,

Piezol links mechanical forces to red blood cell volume. Elife, 2015. 4: p. e07370.

142. Filipovic, D. and H. Sackin, Stretch-and volume-activated channels in isolated proximal tubule cells. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 1992. 262 (5): p. F857-F870.

143. Vanoye, C.G. and L. Reuss, Stretch-activated single K+ channels account for whole-cell currents elicited by swelling. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1999. 96 (11): p. 6511-6516.

144. Dubinsky, W.P., O. Mayorga-Wark, and S.G. Schultz, Potassium channels in basolateral membrane vesicles fromNecturus enterocytes: stretch and ATP sensitivity. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2000. 279 (3): p. C634-C638.

145. Gasull, X., E. Ferrer, A. Llobet, A. Castellano, J.M. Nicolás, J. Palés, and A. Gual, Cell membrane stretch modulates the high-conductance Ca2+-activated K+ channel in bovine trabecular meshwork cells. Investigative ophthalmology & visual science, 2003. 44 (2): p. 706-714.

146. Brohawn, S.G., Z. Su, and R. MacKinnon, Mechanosensitivity is mediated directly by the lipid membrane in TRAAK and TREK1 K+ channels. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2014. 111 (9): p. 3614-3619.

147. Numata, T., T. Shimizu, and Y. Okada, Direct mechano-stress sensitivity of TRPM7 channel. Cellular Physiology and Biochemistry, 2007. 19 (1-4): p. 1-8.

148. Numata, T., T. Shimizu, and Y. Okada, TRPM7 is a stretch-and swelling-activated cation channel involved in volume regulation in human epithelial cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2007. 292 (1): p. C460-C467.

149. Liedtke, W., Y. Choe, M.A. Martí-Renom, A.M. Bell, C.S. Denis, A. Hudspeth, J.M. Friedman, and S. Heller, Vanilloid receptor-related osmotically activated channel (VR-OAC), a candidate vertebrate osmoreceptor. Cell, 2000. 103 (3): p. 525535.

150. Strotmann, R., C. Harteneck, K. Nunnenmacher, G. Schultz, and T.D. Plant,

OTRPC4, a nonselective cation channel that confers sensitivity to extracellular osmolarity. Nature cell biology, 2000. 2 (10): p. 695-702.

151. Liedtke, W. and C. Kim, Functionality of the TRPV subfamily of TRP ion channels: add mechano-TRP and osmo-TRP to the lexicon! Cellular and molecular life sciences, 2005. 62 (24): p. 2985-3001.

152. O'Neil, R.G. and S. Heller, The mechanosensitive nature of TRPV channels. Pflügers Archiv, 2005. 451 (1): p. 193-203.

153. Matthews, B.D., C.K. Thodeti, J.D. Tytell, A. Mammoto, D.R. Overby, and D.E. Ingber, Ultra-rapid activation of TRPV4 ion channels by mechanical forces applied to cell surface fil integrins. Integrative Biology, 2010. 2 (9): p. 435-442.

154. Nichol, J. and O. Hutter, Tensile strength and dilatational elasticity of giant sarcolemmal vesicles shed from rabbit muscle. The Journal of Physiology, 1996. 493 (1): p. 187-198.

155. Boudreault, F. and R. Grygorczyk, Evaluation of rapid volume changes of substrate-adherent cells by conventional microscopy 3D imaging. J Microsc, 2004. 215 (Pt 3): p. 302-12.

156. Groulx, N., F. Boudreault, S.N. Orlov, and R. Grygorczyk, Membrane reserves and hypotonic cell swelling. J.Membr.Biol., 2006. 214 (1): p. 43-56.

157. Kageyama, K., Y. Onoyama, H. Kogawa, E. Goto, and K. Tanabe, The maximum and minimum water content and cell volume of human erythrocytes in vitro. Biophysical chemistry, 1989. 34 (1): p. 79-82.

158. Hoffmann, E.K., Intracellular signalling involved in volume regulatory decrease. Cellular Physiology and Biochemistry, 2000. 10 (5-6): p. 273-288.

159. Parshina, E.Y., A. Yusipovich, A. Platonova, R. Grygorczyk, G. Maksimov, and S. Orlov, Thermal inactivation of volume-sensitive K+, Cl- cotransport and plasma membrane relief changes in human erythrocytes. Pflügers Archiv-European Journal of Physiology, 2013. 465 (7): p. 977-983.

160. Pietuch, A., B.R. Brückner, and A. Janshoff, Membrane tension homeostasis of epithelial cells through surface area regulation in response to osmotic stress. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research, 2013. 1833 (3): p. 712722.

161. Kozera, L., E. White, and S. Calaghan, Caveolae act as membrane reserves which limit mechanosensitive ICl, swell channel activation during swelling in the rat ventricular myocyte. PloS one, 2009. 4 (12): p. e8312.

162. Sinha, B., D. Köster, R. Ruez, P. Gonnord, M. Bastiani, D. Abankwa, R.V. Stan, G. Butler-Browne, et al., Cells respond to mechanical stress by rapid disassembly of caveolae. Cell, 2011. 144 (3): p. 402-413.

163. Trouet, D., B. Nilius, A. Jacobs, C. Remacle, G. Droogmans, and J. Eggermont, Caveolin-1 modulates the activity of the volume-regulated chloride channel. The Journal of Physiology, 1999. 520 (1): p. 113-119.

164. Trouet, D., D. Hermans, G. Droogmans, B. Nilius, and J. Eggermont, Inhibition of volume-regulated anion channels by dominant-negative caveolin-1. Biochemical and biophysical research communications, 2001. 284 (2): p. 461-465.

165. Eduardsen, K., S.L. Larsen, I. Novak, I.H. Lambert, E.K. Hoffmann, and S.F. Pedersen, Cell volume regulation and signaling in 3T3-L1 pre-adipocytes and adipocytes: on the possible roles of caveolae, insulin receptors, FAK and ERK1/2. Cellular Physiology and Biochemistry, 2011. 28 (6): p. 1231-1246.

166. Alexander, R.T., A. Malevanets, A.M. Durkan, H.S. Kocinsky, P.S. Aronson, J. Orlowski, and S. Grinstein, Membrane curvature alters the activation kinetics of the epithelial Na+/H+ exchanger, NHE3. Journal of Biological Chemistry, 2007. 282 (10): p. 7376-7384.

167. Fuster, D., O.W. Moe, and D.W. Hilgemann, Lipid-and mechanosensitivities of sodium/hydrogen exchangers analyzed by electrical methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2004. 101 (28): p. 10482-10487.

168. Dedman, A., R. Sharif-Naeini, J.H. Folgering, F. Duprat, A. Patel, and E. Honoré,

The mechano-gated K2P channel TREK-1. European Biophysics Journal, 2009. 38 (3): p. 293-303.

169. Spassova, M.A., T. Hewavitharana, W. Xu, J. Soboloff, and D.L. Gill, A common mechanism underlies stretch activation and receptor activation of TRPC6 channels. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2006. 103 (44): p. 16586-16591.

170. Lehtonen, J. and P. Kinnunen, Phospholipase A2 as a mechanosensor. Biophysical Journal, 1995. 68 (5): p. 1888-1894.

171. Ordway, R.W., J.J. Singer, and J.V. Walsh, Direct regulation of ion channels by fatty acids. Trends in neurosciences, 1991. 14 (3): p. 96-100.

172. Sanchez-Olea, R., M. Morales-Mulia, J. Moran, and H. Pasantes-Morales, Inhibition by polyunsaturated fatty acids of cell volume regulation and osmolyte fluxes in astrocytes. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1995. 269 (1): p. C96-C102.

173. Lundbaek, J.A. and O.S. Andersen, Lysophospholipids modulate channel function by altering the mechanical properties of lipid bilayers. The Journal of General Physiology, 1994. 104 (4): p. 645-673.

174. Fuller, N. and R. Rand, The influence of lysolipids on the spontaneous curvature and bending elasticity of phospholipid membranes. Biophysical journal, 2001. 81 (1): p. 243254.

175. Asaoka, Y., K. Yoshida, Y. Sasaki, and Y. Nishizuka, Potential role of phospholipase A2 in HL-60 cell differentiation to macrophages induced by protein kinase C activation. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1993. 90 (11): p. 4917-4921.

176. Chen, M., R.P. Mason, and T.N. Tulenko, Atherosclerosis alters the composition, structure and function of arterial smooth muscle cell plasma membranes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Basis of Disease, 1995. 1272 (2): p. 101-112.

177. Needham, D. and R.S. Nunn, Elastic deformation and failure of lipid bilayer membranes containing cholesterol. Biophysical journal, 1990. 58 (4): p. 997-1009.

178. Lundb^k, J.A., P. Birn, A.J. Hansen, R. S0gaard, C. Nielsen, J. Girshman, M.J. Bruno, S.E. Tape, et al., Regulation of sodium channel function by bilayer elasticity:

the importance of hydrophobic coupling. Effects of Micelle-forming amphiphiles and cholesterol. The Journal of general physiology, 2004. 123 (5): p. 599-621.

179. Levitan, I., Y. Fang, A. Rosenhouse-Dantsker, and V. Romanenko, Cholesterol and ion channels, in Cholesterol Binding and Cholesterol Transport Proteins:. 2010, Springer. p. 509-549.

180. Klausen, T.K., C. Hougaard, E.K. Hoffmann, and S.F. Pedersen, Cholesterol modulates the volume-regulated anion current in Ehrlich-Lettre ascites cells via effects on Rho and F-actin. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2006. 291 (4): p. C757-C771.

181. Levitan, I., A.E. Christian, T.N. Tulenko, and G.H. Rothblat, Membrane cholesterol content modulates activation of volumeregulated anion current (VRAC) in bovine endothelial cells. 2000.

182. Brown, D.A. and E. London, Structure and function of sphingolipid-and cholesterol-rich membrane rafts. Journal of Biological Chemistry, 2000. 275 (23): p. 17221-17224.

183. Westermann, M., F. Steiniger, and W. Richter, Belt-like localisation of caveolin in deep caveolae and its re-distribution after cholesterol depletion. Histochemistry and cell biology, 2005. 123 (6): p. 613-620.

184. Barfod, E.T., A.L. Moore, M.W. Roe, and S.D. Lidofsky, Ca2+-activated IK1 channels associate with lipid rafts upon cell swelling and mediate volume recovery. Journal of Biological Chemistry, 2007. 282 (12): p. 8984-8993.

185. Lauritzen, L., E.K. Hoffmann, H.S. Hansen, and B. Jensen, Dietary n-3 and n-6 fatty acids are equipotent in stimulating volume regulation in Ehrlich ascites tumor cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1993. 264 (1): p. C109-C117.

186. Raoux, M., L. Rodat-Despoix, N. Azorin, A. Giamarchi, J. Hao, F. Maingret, M. Crest, B. Coste, et al., Mechanosensor channels in mammalian somatosensory neurons. Sensors, 2007. 7 (9): p. 1667-1682.

187. Maingret, F., M. Fosset, F. Lesage, M. Lazdunski, and E. Honoré, TRAAK is a mammalian neuronal mechano-gated K+ channel. Journal of Biological Chemistry, 1999. 274 (3): p. 1381-1387.

188. Semrau, S. and T. Schmidt, Membrane heterogeneity-from lipid domains to curvature effects. Soft Matter, 2009. 5 (17): p. 3174-3186.

189. Simons, K. and D. Toomre, Lipid rafts and signal transduction. Nat. Rev. Mol. Cell Biol, 2001. 2 (216.10): p. 1038.

190. Kang, Y.-S., Y.-G. Ko, and J.-S. Seo, Caveolin internalization by heat shock or hyperosmotic shock. Experimental cell research, 2000. 255 (2): p. 221-228.

191. Volonté, D., F. Galbiati, R.G. Pestell, and M.P. Lisanti, Cellular Stress Induces the Tyrosine Phosphorylation of Caveolin-1 (Tyr14) via Activation of p38 Mitogen-activated Protein Kinase and c-Src kinase Evidence for caveolae, the actin cytoskeleton,

and focal adhesions as mechanical sensors of osmotic stress. Journal of Biological Chemistry, 2001. 276 (11): p. 8094-8103.

192. Henderson, D. and K. Weber, Three-dimensional organization of microfilaments and microtubules in the cytoskeleton: Immunoperoxidase labelling and stereo-electron microscopy of detergent-extracted cells. Experimental cell research, 1979. 124 (2): p. 301-316.

193. Cornet, M., Y. Isobe, and L.F. Lemanski, Effects of anisosmotic conditions on the cytoskeletal architecture of cultured PC12 cells. Journal of Morphology, 1994. 222 (3): p. 269-286.

194. Henson, J.H., C.D. Roesener, C.J. Gaetano, R.J. Mendola, J.N. Forrest, J. Holy, and A. Kleinzeller, Confocal microscopic observation of cytoskeletal reorganizations in cultured shark rectal gland cells following treatment with hypotonic shock and high external K+. Journal of Experimental Zoology Part A: Ecological Genetics and Physiology, 1997. 279 (5): p. 415-424.

195. Häussinger, D., B. Stoll, S.v. Dahl, P.A. Theodoropoulos, E. Markogiannakis, A. Gravanis, F. Lang, and C. Stournaras, Effect of hepatocyte swelling on microtubule stability and tubulin mRNA levels. Biochemistry and cell biology, 1994. 72 (1-2): p. 1219.

196. D'Alessandro, M., D. Russell, S.M. Morley, A.M. Davies, and E.B. Lane, Keratin mutations of epidermolysis bullosa simplex alter the kinetics of stress response to osmotic shock. Journal of cell science, 2002. 115 (22): p. 4341-4351.

197. Jensen, B., J. Schröder, L. Pedersen, and S. Pedersen, Osmotic stress induces rapid cytoskeletal reorganization in human retinal pigment epithelial cells in a manner dependent on the microtubule plus end tracking proteins EB1 and EB3. Acta Physiol, 2010. 198.

198. Dartsch, P.C., H.-A. Kolb, M. Beckmann, and F. Lang, Morphological alterations and cytoskeletal reorganization in opossum kidney (OK) cells during osmotic swelling and volume regulation. Histochemistry and Cell Biology, 1994. 102 (1): p. 69-75.

199. Downey, G.P., S. Grinstein, B. Czaban, and C.K. Chan, Volume regulation in leukocytes: requirement for an intact cytoskeleton. Journal of cellular physiology, 1995. 163 (1): p. 96-104.

200. Pedersen, S.F., J.W. Mills, and E.K. Hoffmann, Role of the F-actin cytoskeleton in the RVD and RVIprocesses in Ehrlich ascites tumor cells. Experimental cell research, 1999. 252 (1): p. 63-74.

201. Pedersen, S.F., E.K. Hoffmann, and J. Mills, The cytoskeleton and cell volume

regulation. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology, 2001. 130 (3): p. 385-399.

202. Lionetto, M., S. Pedersen, E. Hoffmann, M. Giordano, and T. Schettino, Roles of the cytoskeleton and of protein phosphorylation events in the osmotic stress response in eel intestinal epithelium. Cellular Physiology and Biochemistry, 2002. 12 (4): p. 163178.

203. Ebner, H.L., A. Cordas, D.E. Pafundo, P.J. Schwarzbaum, B. Pelster, and G. Krumschnabel, Importance of cytoskeletal elements in volume regulatory responses of trout hepatocytes. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology, 2005. 289 (3): p. R877-R890.

204. Moran, J., M. Sabanero, I. Meza, and H. Pasantes-Morales, Changes of actin cytoskeleton during swelling and regulatory volume decrease in cultured astrocytes. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1996. 271 (6): p. C1901-C1907.

205. Levitan, I., C. Almonte, P. Mollard, and S. Garber, Modulation of a volume-regulated chloride current by F-actin. The Journal of membrane biology, 1995. 147 (3): p. 283-294.

206. Shen, M.-R., C.-Y. Chou, K.-F. Hsu, K. Hsu, and M. Wu, Modulation of volumesensitive Cl-channels and cell volume by actin filaments and microtubules in human cervical cancer HT-3 cells. Acta physiologica scandinavica, 1999. 167 (3): p. 215-226.

207. Zhang, J., T.H. Larsen, and M. Lieberman, F-actin modulates swelling-activated chloride current in cultured chick cardiac myocytes. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1997. 273 (4): p. C1215-C1224.

208. Calloe, K., M.S. Nielsen, M. Grunnet, N. Schmitt, and N.K. Jorgensen, KCNQ channels are involved in the regulatory volume decrease response in primary neonatal rat cardiomyocytes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research, 2007. 1773 (6): p. 764-773.

209. Jorgensen, N.K., S.F. Pedersen, H.B. Rasmussen, M. Grunnet, D.A. Klaerke, and S.-P. Olesen, Cell swelling activates cloned Ca 2+-activated K+ channels: a role for the F-actin cytoskeleton. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 2003. 1615 (1): p. 115-125.

210. Piao, L., H. Ying Li, C.K. Park, I.H. Cho, Z.G. Piao, S.J. Jung, S.Y. Choi, S.J. Lee, et al., Mechanosensitivity of voltage-gated K+ currents in rat trigeminal ganglion neurons. Journal of neuroscience research, 2006. 83 (7): p. 1373-1380.

211. Goswami, C., J. Kuhn, P.A. Heppenstall, and T. Hucho, Importance of non-selective cation channel TRPV4 interaction with cytoskeleton and their reciprocal regulations in cultured cells. PLoS One, 2010. 5 (7): p. e11654.

212. Prager-Khoutorsky, M., A. Khoutorsky, and C.W. Bourque, Unique interweaved microtubule scaffold mediates osmosensory transduction via physical interaction with TRPV1. Neuron, 2014. 83 (4): p. 866-878.

213. Olsen, H., F. ter Veld, U. Herbrand, M. Ahmadian, R. Kinne, and F. Wehner,

Differential regulation of cell volume and shape in confluent rat hepatocytes under hypertonic stress. Cellular Physiology and Biochemistry, 2007. 19 (5-6): p. 259-268.

214. Hoffmann, E.K. and S.F. Pedersen, Shrinkage insensitivity of NKCC1 in myosin II-depleted cytoplasts from Ehrlich ascites tumor cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2007. 292 (5): p. C1854-C1866.

215. Jessen, F. and E.K. Hoffmann, Activation of the Na+/K+/Cl/- contransport system by reorganization of the actin filaments in Ehrlich ascites tumor cells. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 1992. 1110 (2): p. 199-201.

216. Matthews, J.B., J.A. Smith, E.C. Mun, and J.K. Sicklick, Osmotic regulation of intestinal epithelial Na+-K+-Cl- cotransport: role of Cl- and F-actin. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1998. 274 (3): p. C697-C706.

217. Bookstein, C., M.W. Musch, A. Depaoli, Y. Xie, K. Rabenau, M. Villereal, M.C. Rao, and E.B. Chang, Characterization of the rat Na+/H+ exchanger isoform NHE4 and localization in rat hippocampus. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1996. 271 (5): p. C1629-C1638.

218. Yun, C., C.-M. Tse, S.K. Nath, S.A. Levine, S.R. Brant, and M. Donowitz, Mammalian Na+/H+ exchanger gene family: structure and function studies. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology, 1995. 269 (1): p. G1-G11.

219. Pedersen, S.F. and E.K. Hoffmann, Possible interrelationship between changes in F-actin and myosin II, protein phosphorylation, and cell volume regulation in Ehrlich ascites tumor cells. Experimental cell research, 2002. 277 (1): p. 57-73.

220. Malek, A.M., C. Xu, E.S. Kim, and S.L. Alper, Hypertonicity triggers RhoA-dependent assembly of myosin-containing striated polygonal actin networks in endothelial cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2007. 292 (5): p. C1645-C1659.

221. Rasmussen, M., R.T. Alexander, B.V. Darborg, N. M0bjerg, E.K. Hoffmann, A. Kapus, and S.F. Pedersen, Osmotic cell shrinkage activates ezrin/radixin/moesin (ERM) proteins: activation mechanisms and physiological implications. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2008. 294 (1): p. C197-C212.

222. Nilius, B., V. Gerke, J. Prenen, G. Szücs, S. Heinke, K. Weber, and G. Droogmans, Annexin II modulates volume-activated chloride currents in vascular endothelial cells. Journal of Biological Chemistry, 1996. 271 (48): p. 30631-30636.

223. Cantiello, H., A. Prat, J. Bonventre, C. Cunningham, J. Hartwig, and D. Ausiello, Actin-binding protein contributes to cell volume regulatory ion channel activation in melanoma cells. Journal of Biological Chemistry, 1993. 268 (7): p. 4596-4599.

224. Jockusch, B.M., P. Bubeck, K. Giehl, M. Kroemker, J. Moschner, M. Rothkegel, M. Rudiger, K. Schlüter, et al., The molecular architecture of focal adhesions. Annual review of cell and developmental biology, 1995. 11 (1): p. 379-416.

225. Critchley, D.R., Focal adhesions-the cytoskeletal connection. Current opinion in cell biology, 2000. 12 (1): p. 133-139.

226. Sastry, S.K. and K. Burridge, Focal adhesions: a nexus for intracellular signaling and cytoskeletal dynamics. Experimental cell research, 2000. 261 (1): p. 25-36.

227. Schoenwaelder, S.M. and K. Burridge, Bidirectional signaling between the cytoskeleton and integrins. Current opinion in cell biology, 1999. 11 (2): p. 274-286.

228. Amano, M., K. Chihara, K. Kimura, Y. Fukata, N. Nakamura, Y. Matsuura, and K. Kaibuchi, Formation of actin stress fibers and focal adhesions enhanced by Rho-kinase. Science, 1997. 275 (5304): p. 1308-1311.

229. Low, S.Y. and P.M. Taylor, Integrin and cytoskeletal involvement in signalling cell volume changes to glutamine transport in rat skeletal muscle. The Journal of physiology, 1998. 512 (2): p. 481-485.

230. Häussinger, D., R. Reinehr, and F. Schliess, The hepatocyte integrin system and cell volume sensing. Acta physiologica, 2006. 187 (1-2): p. 249-255.

231. Browe, D.M. and C.M. Baumgarten, EGFR kinase regulates volume-sensitive chloride current elicited by integrin stretch via PI-3K and NADPH oxidase in ventricular myocytes. The Journal of general physiology, 2006. 127 (3): p. 237-251.

232. Lezama, R., A. Diaz-Tellez, G. Ramos-Mandujano, L. Oropeza, and H. Pasantes-Morales, Epidermal growth factor receptor is a common element in the signaling pathways activated by cell volume changes in isosmotic, hyposmotic or hyperosmotic conditions. Neurochemical research, 2005. 30 (12): p. 1589-1597.

233. Moeckel, G.W., L. Zhang, X. Chen, M. Rossini, R. Zent, and A. Pozzi, Role of integrin a 1 ß 1 in the regulation of renal medullary osmolyte concentration. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 2006. 290 (1): p. F223-F231.

234. Cheng, H., J. Kartenbeck, K. Kabsch, X. Mao, M. Marqués, and A. Alonso, Stress kinase p38 mediates EGFR transactivation by hyperosmolar concentrations of sorbitol. Journal of cellular physiology, 2002. 192 (2): p. 234-243.

235. Reinehr, R., S. Becker, A. Höngen, and D. Haüssinger, The Src family kinase Yes triggers hyperosmotic activation of the epidermal growth factor receptor and CD95. Journal of Biological Chemistry, 2004. 279 (23): p. 23977-23987.

236. Schliess, F., R. Reissmann, R. Reinehr, S. vom Dahl, and D. Häussinger, Involvement of integrins and Src in insulin signaling toward autophagic proteolysis in rat liver. Journal of Biological Chemistry, 2004. 279 (20): p. 21294-21301.

237. Artym, V.V. and H.R. Petty, Molecular Proximity of Kvl. 3 Voltage-gated Potassium Channels and fil-Integrins on the Plasma Membrane of Melanoma Cells. The Journal of general physiology, 2002. 120 (1): p. 29-37.

238. Becchetti, A., S. Pillozzi, R. Morini, E. Nesti, and A. Arcangeli, New insights into the regulation of ion channels by integrins. International review of cell and molecular biology, 2010. 279: p. 135-190.

239. Kawasaki, J., G.E. Davis, and M.J. Davis, Regulation of Ca2+-dependent K+ current by av@3 integrin engagement in vascular endothelium. Journal of Biological Chemistry, 2004. 279 (13): p. 12959-12966.

240. Nielsen, M.-B., S.T. Christensen, and E.K. Hoffmann, Effects of osmotic stress on the activity of MAPKs and PDGFR-fi-mediated signal transduction in NIH-3T3 fibroblasts. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2008. 294 (4): p. C1046-C1055.

241. Orlov, S.N., I.A. Kolosova, E.J. Cragoe, T.G. Gurlo, A.A. Mongin, S.L. Aksentsev, and S.V. Konev, Kinetics and peculiarities of thermal inactivation of volume-induced Na+/H+ exchange, Na+, K+, 2Cl- cotransport and K+, Cl- cotransport in rat erythrocytes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 1993. 1151 (2): p. 186-192.

242. Burton, N.M. and L.J. Bruce, Modelling the structure of the red cell membrane This paper is one of a selection ofpapers published in a Special Issue entitled CSBMCB 53rd Annual Meeting—Membrane Proteins in Health and Disease, and has undergone the Journal's usual peer review process. Biochemistry and Cell Biology, 2011. 89 (2): p. 200-215.

243. Holley, M., F. Kalinec, and B. Kachar, Structure of the cortical cytoskeleton in mammalian outer hair cells. J Cell Sci, 1992. 102 (3): p. 569-580.

244. Gutiérrez, L.M., New insights into the role of the cortical cytoskeleton in exocytosis from neuroendocrine cells, in International review of cell and molecular biology. 2012, Elsevier. p. 109-137.

245. Cowin, P. and B. Burke, Cytoskeleton—membrane interactions. Current opinion in cell biology, 1996. 8 (1): p. 56-65.

246. Orlov, S.N., N.I. Pokudin, Y.V. Kotelevtsev, and P.V. Gulak, Volume-dependent regulation of ion transport and membrane phosphorylation in human and rat erythrocytes. The Journal of membrane biology, 1989. 107 (2): p. 105-117.

247. Sachs, J., How do red blood cells know how big they are. Cell volume regulation: the molecular mechanism and volume sensing machinery. Elsevier Science, Tokyo, 1998: p. 3-13.

248. Beckel, J.M., A.J. Argall, J.C. Lim, J. Xia, W. Lu, E.E. Coffey, E.J. Macarak, M. Shahidullah, et al., Mechanosensitive release of adenosine 5'-triphosphate through pannexin channels and mechanosensitive upregulation of pannexin channels in optic

nerve head astrocytes: a mechanism for purinergic involvement in chronic strain. Glia, 2014. 62 (9): p. 1486-501.

249. Boudreault, F. and R. Grygorczyk, Cell swelling-induced ATP release is tightly dependent on intracellular calcium elevations. J Physiol, 2004. 561 (Pt 2): p. 499-513.

250. Pedersen, S.F., J. Prenen, G. Droogmans, E.K. Hoffmann, and B. Nilius, Separate swelling- and Ca2+-activated anion currents in Ehrlich ascites tumor cells. J.Membr.Biol., 1998. 163 (2): p. 97-110.

251. Mignen, O., C. Le Gall, B.J. Harvey, and S. Thomas, Volume regulation following hypotonic shock in isolated crypts of mouse distal colon. The Journal of physiology, 1999. 515 (2): p. 501-510.

252. Weskamp, M., W. Seidl, and S. Grissmer, Characterization of the increase in [Ca 2+] i during hypotonic shock and the involvement of Ca 2+-activated K+ channels in the regulatory volume decrease in human osteoblast-like cells. Journal of Membrane Biology, 2000. 178 (1): p. 11-20.

253. McCarty, N.A. and R.G. O'Neil, Calcium signaling in cell volume regulation. Physiol Rev, 1992. 72 (4): p. 1037-61.

254. Tinel, H., E. Kinne-Saffran, and R.K. Kinne, Calcium signalling during RVD of kidney cells. Cellular Physiology and Biochemistry, 2000. 10 (5-6): p. 297-302.

255. Volpe, P., M. Bravin, B.H. Alderson, D.P. Lew, J. Meldolesi, and T. Pozzan, The Target of Inositol 1, 4, 5-Trisphosphate. Transduction in Biological Systems, 2013: p. 209.

256. Nicholls, D.G. and S. Chalmers, The integration of mitochondrial calcium transport and storage. Journal of bioenergetics and biomembranes, 2004. 36 (4): p. 277-281.

257. Chen, S.-y., A. Bhargava, L. Mastroberardino, O.C. Meijer, J. Wang, P. Buse, G.L. Firestone, F. Verrey, et al., Epithelial sodium channel regulated by aldosterone-induced protein sgk. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1999. 96 (5): p. 2514-2519.

258. Miyauchi, A., K. Notoya, Y. Mikuni-Takagaki, Y. Takagi, M. Goto, Y. Miki, T. Takano-Yamamoto, K. Jinnai, et al., Parathyroid hormone-activated volume-sensitive calcium influx pathways in mechanically loaded osteocytes. Journal of Biological Chemistry, 2000. 275 (5): p. 3335-3342.

259. Montrose-Rafizadeh, C. and W.B. Guggino, Role of intracellular calcium in volume regulation by rabbit medullary thick ascending limb cells. Am.J.Physiol, 1991. 260 (3 Pt 2): p. F402-F409.

260. Hazama, A. and Y. Okada, Biphasic rises in cytosolic free Ca2+ in association with activation of K+ and Cl- conductance during the regulatory volume decrease in cultured human epithelial cells. Pflugers Archiv, 1990. 416 (6): p. 710-714.

261. Tinel, H., F. Wehner, and H. Sauer, Intracellular Ca2+ release and Ca2+ influx during regulatory volume decrease in IMCD cells. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 1994.

262. Tinel, H., E. Kinne-Saffran, and R.H. Kinne, Calcium-induced calcium release participates in cell volume regulation of rabbit TALH cells. Pflugers Arch., 2002. 443 (5-6): p. 754-761.

263. Hazama, A. and Y. Okada, Involvement of Ca2+-induced Ca2+ release in the volume regulation of human epithelial cells exposed to a hypotonic medium. Biochemical and biophysical research communications, 1990. 167 (1): p. 287-293.

264. O'Connor, E.R. and H.K. Kimelberg, Role of calcium in astrocyte volume regulation and in the release of ions and amino acids. J.Neurosci., 1993. 13 (6): p. 2638-2650.

265. Bibby, K. and C. McCulloch, Regulation of cell volume and [Ca2+] i in attached human fibroblasts responding to anisosmotic buffers. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1994. 266 (6): p. C1639-C1649.

266. Adorante, J.S. and P.M. Cala, Mechanisms of regulatory volume decrease in nonpigmented human ciliary epithelial cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1995. 268 (3): p. C721-C731.

267. Lippmann, B.J., R. Yang, D.W. Barnett, and S. Misler, Pharmacology of volume regulation following hypotonicity-induced cell swelling in clonal N1E115 neuroblastoma cells. Brain research, 1995. 686 (1): p. 29-36.

268. McCarty, N.A. and R.G. O'Neil, Dihydropyridine-sensitive cell volume regulation in proximal tubule: the calcium window. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 1990. 259 (6): p. F950-F960.

269. Yellowley, C.E., J.C. Hancox, and H.J. Donahue, Effects of cell swelling on intracellular calcium and membrane currents in bovine articular chondrocytes. Journal of cellular biochemistry, 2002. 86 (2): p. 290-301.

270. Sánchez-Olea, R., M.M. Mulia, J. Morán, and H. Pasantes-Morales, Inhibition by dihydropyridines of regulatory volume decrease and osmolyte fluxes in cultured astrocytes is unrelated to extracellular calcium. Neuroscience letters, 1995. 193 (3): p. 165-168.

271. Hamill, O.P. and D. McBride, The pharmacology of mechanogated membrane ion channels. Pharmacological reviews, 1996. 48 (2): p. 231-252.

272. Pedersen, S., S. Pedersen, I. Lambert, and E. Hoffmann, P2 receptor-mediated signal transduction in Ehrlich ascites tumor cells. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 1998. 1374 (1): p. 94-106.

273. J0rgensen, N., I. Lambert, and E. Hoffmann, Role of LTD 4 in the regulatory volume decrease response in Ehrlich ascites tumor cells. The Journal of membrane biology, 1996. 151 (2): p. 159-173.

274. Pedersen, S., E.K. Hoffmann, C. Hougaard, and I.H. Lambert, Cell shrinkage is essential in lysophosphatidic acid signaling in Ehrlich ascites tumor cells. The Journal of membrane biology, 2000. 173 (1): p. 19-29.

275. Hoffmann, E.K., I.H. Lambert, and L.O. Simonsen, Separate, Ca 2+-activated K+ and Cl- transport pathways in Ehrlich ascites tumor cells. The Journal of membrane biology, 1986. 91 (3): p. 227-244.

276. Riquelme, G., F.V. Sepúlveda, F. J0rgensen, S. Pedersen, and E.K. Hoffmann, Swelling-activated potassium currents of Ehrlich ascites tumour cells. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 1998. 1371 (1): p. 101-106.

277. Galietta, L., S. Falzoni, F. Di Virgilio, G. Romeo, and O. Zegarra-Moran, Characterization of volume-sensitive taurine-and Cl (-)-permeable channels. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1997. 273 (1): p. C57-C66.

278. Franco, R., R. Rodríguez, and H. Pasantes-Morales, Mechanisms of the ATP potentiation of hyposmotic taurine release in Swiss 3T3 fibroblasts. Pflügers Archiv, 2004. 449 (2): p. 159-169.

279. Bres, V., A. Hurbin, A. Duvoid, H. Orcel, F.C. Moos, A. Rabié, and N. Hussy, Pharmacological characterization of volume-sensitive, taurine permeable anion channels in rat supraoptic glial cells. British journal of pharmacology, 2000. 130 (8): p. 1976-1982.

280. Flezar, M. and S. Heisler, P2-purinergic receptors in human breast tumor cells: coupling of intracellular calcium signaling to anion secretion. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics, 1993. 265 (3): p. 1499-1510.

281. McCarty, N.A. and R.G. O'Neil, Calcium-dependent control of volume regulation in renal proximal tubule cells: I. Swelling-activated Ca 2+ entry and release. The Journal of membrane biology, 1991. 123 (2): p. 149-160.

282. Civan, M.M., M. Coca-Prados, and K. Peterson-Yantorno, Pathways signaling the regulatory volume decrease of cultured nonpigmented ciliary epithelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 1994. 35 (6): p. 2876-86.

283. MacLeod, R.J., P. Lembessis, and J. Hamilton, Differences in Ca 2+-mediation of hypotonic and Na+-nutrient regulatory volume decrease in suspensions of jejunal enterocytes. The Journal of membrane biology, 1992. 130 (1): p. 23-31.

284. Yáñez, M., J. Gil-Longo, and M. Campos-Toimil, Calcium binding proteins, in Calcium signaling. 2012, Springer. p. 461-482.

285. Chou, C.Y., M.R. Shen, K.S. Hsu, H.Y. Huang, and H.C. Lin, Involvement of PKC-a in regulatory volume decrease responses and activation of volum -e sensitive chloride channels in human cervical cancer HT-3 cells. The Journal of Physiology, 1998. 512 (2): p. 435-448.

286. Grinstein, S., A. Dupre, and A. Rothstein, Volume regulation by human lymphocytes. Role of calcium. The Journal of general physiology, 1982. 79 (5): p. 849-868.

287. Roufogalis, B.D., A.-E.-V.M. Minocherhomjee, and A. Al-Jobore, Pharmacological antagonism of calmodulin. Canadian journal of biochemistry and cell biology, 1983. 61 (8): p. 927-933.

288. Saimi, Y. and C. Kung, Calmodulin as an ion channel subunit. Annual review of physiology, 2002. 64 (1): p. 289-311.

289. Li, G., Y. Liu, and J.E. Olson, Calcium/calmodulin-modulated chloride and taurine conductances in cultured rat astrocytes. Brain research, 2002. 925 (1): p. 1-8.

290. Kirk, J. and K. Kirk, Inhibition of volume-activated I- and taurine efflux from HeLa cells by P-glycoprotein blockers correlates with calmodulin inhibition. J Biol Chem, 1994. 269 (47): p. 29389-94.

291. Lambert, I.H. and E.K. Hoffmann, Cell swelling activates separate taurine and chloride channels in Ehrlich mouse ascites tumor cells. The Journal of membrane biology, 1994. 142 (3): p. 289-298.

292. Lambert, I.H., Reactive oxygen species regulate swelling-induced taurine efflux in NIH3T3 mouse fibroblasts. The Journal of membrane biology, 2003. 192 (1): p. 19-32.

293. Szucs, G., S. Heinke, G. Droogmans, and B. Nilius, Activation of the volume-sensitive chloride current in vascular endothelial cells requires a permissive intracellular Ca2+ concentration. Pflugers Arch., 1996. 431 (3): p. 467-469.

294. Lemonnier, L., Y. Vitko, Y. Shuba, F. Vanden Abeele, N. Prevarskaya, and R. Skryma, Direct modulation of volume-regulated anion channels by Ca2+ chelating agents. FEBS letters, 2002. 521 (1-3): p. 152-156.

295. Chen, B., G. Nicol, and W.K. Cho, Role of calcium in volume-activated chloride currents in a mouse cholangiocyte cell line. J.Membr.Biol., 2007. 215 (1): p. 1-13.

296. Altamirano, J., M.S. Brodwick, and F.J. Alvarez-Leefmans, Regulatory volume decrease and intracellular Ca2+ in murine neuroblastoma cells studied with fluorescent probes. J Gen Physiol, 1998. 112 (2): p. 145-60.

297. vom Dahl, S., C. Hallbrucker, F. Lang, and D. HAUssinger, Role of eicosanoids, inositol phosphates and extracellular Ca2+ in cell-volume regulation of rat liver. European Journal of Biochemistry, 1991. 198 (1): p. 73-83.

298. Ehrenfeld, J., C. Raschi, and E. Brochiero, Basolateral potassium membrane permeability of A6 cells and cell volume regulation. The Journal of membrane biology, 1994. 138 (3): p. 181-195.

299. Jorgensen, N.K., S. Christensen, H. Harbak, A.M. Brown, I.H. Lambert, E.K. Hoffmann, and L.O. Simonsen, On the role of calcium in the regulatory volume decrease (RVD) response in Ehrlich mouse ascites tumor cells. J.Membr.Biol., 1997. 157 (3): p. 281-299.

300. Hougaard, C., M.I. Niemeyer, E.K. Hoffmann, and F.V. Sepulveda, K+ currents activated by leukotriene D4 or osmotic swelling in Ehrlich ascites tumour cells. Pflügers Archiv, 2000. 440 (2): p. 283-294.

301. Lambert, I.H. and E.K. Hoffmann, Regulation of taurine transport in Ehrlich ascites tumor cells. The Journal of membrane biology, 1993. 131 (1): p. 67-79.

302. Breton, S., M. Marsolais, J.-Y. Lapointe, and R. Laprade, Cell volume increases of physiologic amplitude activate basolateral K and CI conductances in the rabbit proximal convoluted tubule. Journal of the American Society of Nephrology, 1996. 7 (10): p. 2072-2087.

303. Bachmann, O., M. Juric, U. Seidler, M. Manns, and H. Yu, Basolateral ion transporters involved in colonic epithelial electrolyte absorption, anion secretion and cellular homeostasis. Acta physiologica, 2011. 201 (1): p. 33-46.

304. Foskett, J.K., M.M. Wong, and M.A. Robertson, Isosmotic modulation of cell volume and intracellular ion activities during stimulation of single exocrine cells. Journal of Experimental Zoology Part A: Ecological Genetics and Physiology, 1994. 268 (2): p. 104-110.

305. Manganel, M. and R.J. Turner, Rapid secretagogue-induced activation of Na+ H+ exchange in rat parotid acinar cells. Possible interrelationship between volume regulation and stimulus-secretion coupling. Journal of Biological Chemistry, 1991. 266 (16): p. 10182-10188.

306. Wangemann, P., Comparison of ion transport mechanisms between vestibular dark cells andstrial marginal cells. Hearing research, 1995. 90 (1): p. 149-157.

307. Greger, R., Ion transport mechanisms in thick ascending limb of Henle's loop of mammalian nephron. Physiol Rev, 1985. 65 (3): p. 760-797.

308. Hebert, S.C., G. Desir, G. Giebisch, and W. Wang, Molecular diversity and regulation of renal potassium channels. Physiological reviews, 2005. 85 (1): p. 319-371.

309. Larsen, E.H. and N. M0bjerg, Na+ recirculation and isosmotic transport. The Journal of membrane biology, 2006. 212 (1): p. 1-15.

310. Hoffmann, E.K. and H.H. Ussing, Membrane mechanisms in volume regulation in vertebrate cells and epithelia, in Membrane transport in biology. 1992, Springer. p. 317399.

311. Pendergrass, W.R., J.C. Angello, M.D. Kirschner, and T.H. Norwood, The

relationship between the rate of entry into S phase, concentration of DNA polymerase a, and cell volume in human diploid fibroblast-like monokaryon cells. Experimental cell research, 1991. 192 (2): p. 418-425.

312. Klausen, T.K., S. Preisler, S.F. Pedersen, and E.K. Hoffmann, Monovalent ions control proliferation of Ehrlich Lettre ascites cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2010. 299 (3): p. C714-C725.

313. Needham, D., Possible role of cell cycle-dependent morphology, geometry, and mechanical properties in tumor cell metastasis. Cell Biochemistry and Biophysics, 1991. 18 (2): p. 99-121.

314. Takahashi, A., H. Yamaguchi, and H. Miyamoto, Change in K+ current of HeLa cells with progression of the cell cycle studied by patch-clamp technique. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1993. 265 (2): p. C328-C336.

315. Bianchini, L. and S. Grinstein, Regulation of volume-modulating ion transport systems by growth promoters, in Advances in comparative and environmental physiology. 1993, Springer. p. 249-277.

316. Palfrey, H.C. and M.E. O'Donnell, Characteristics and regulation of the Na/K/2CI cotransporter. Cellular Physiology and Biochemistry, 1992. 2 (6): p. 293-307.

317. Lang, F., E. Shumilina, M. Ritter, E. Gulbins, A. Vereninov, and S.M. Huber, Ion

channels and cell volume in regulation of cell proliferation and apoptotic cell death, in Mechanisms and Significance of Cell Volume Regulation. 2006, Karger Publishers. p. 142-160.

318. Burg, M.B., Response of renal inner medullary epithelial cells to osmotic stress. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology, 2002. 133 (3): p. 661-666.

319. Lang, F., M. Ritter, N. Gamper, S. Huber, S. Fillon, V. Tanneur, A. Lepple-Wienhues, I. Szabo, et al., Cell volume in the regulation of cell proliferation and apoptotic cell death. Cellular Physiology and Biochemistry, 2000. 10 (5-6): p. 417-428.

320. Dubois, J.-M. and B. Rouzaire-Dubois, The influence of cell volume changes on tumour cell proliferation. European Biophysics Journal, 2004. 33 (3): p. 227-232.

321. Michea, L., D. Ferguson, E. Peters, P. Andrews, M. Kirby, and M. Burg, Cell cycle delay and apoptosis are induced by high salt and urea in renal medullary cells. American Journal of Physiology-Renal Physiology, 2000. 278 (2): p. F209-F218.

322. Wang, Z., Roles of K+ channels in regulating tumour cell proliferation and apoptosis. Pflügers Archiv, 2004. 448 (3): p. 274-286.

323. Pardo, L.A., D. Gomez-Varela, F. Major, K. Sansuk, R. Leurs, B.R. Downie, L. Tietze, and W. Stuhmer, Approaches targeting Kv10. 1 open a novel window for cancer diagnosis and therapy. Current medicinal chemistry, 2012. 19 (5): p. 675-682.

324. Voloshyna, I., A. Besana, M. Castillo, T. Matos, I.B. Weinstein, M. Mansukhani, R.B. Robinson, C. Cordon-Cardo, et al., TREK-1 is a novel molecular target in prostate cancer. Cancer research, 2008. 68 (4): p. 1197-1203.

325. Jäger, H., T. Dreker, A. Buck, K. Giehl, T. Gress, and S. Grissmer, Blockage of intermediate-conductance Ca2+-activated K+ channels inhibit human pancreatic cancer cell growth in vitro. Molecular pharmacology, 2004. 65 (3): p. 630-638.

326. Pedersen, S.F., E.K. Hoffmann, and I. Novak, Cell volume regulation in epithelial physiology and cancer. Frontiers in physiology, 2013. 4: p. 233.

327. Varela, D., F. Simon, A. Riveros, F. J0rgensen, and A. Stutzin, NAD (P) H oxidase-derived H2O2 signals chloride channel activation in cell volume regulation and cell proliferation. Journal of Biological Chemistry, 2004. 279 (14): p. 13301-13304.

328. Wang, L., L. Chen, and T. Jacob, ClC-3 expression in the cell cycle of nasopharyngeal carcinoma cells. Sheng li xue bao:[Acta physiologica Sinica], 2004. 56 (2): p. 230-236.

329. Chen, L., L. Zhu, T. Jacob, and L. Wang, Roles of volume-activated Cl- currents and regulatory volume decrease in the cell cycle and proliferation in nasopharyngeal carcinoma cells. Cell proliferation, 2007. 40 (2): p. 253-267.

330. Liu, W., M. Lu, B. Liu, Y. Huang, and K. Wang, Inhibition of Ca 2+-activated Cl-channel ANO1/TMEM16A expression suppresses tumor growth and invasiveness in human prostate carcinoma. Cancer letters, 2012. 326 (1): p. 41-51.

331. Duvvuri, U., D.J. Shiwarski, D. Xiao, C. Bertrand, X. Huang, R.S. Edinger, J.R. Rock, B.D. Harfe, et al., TMEM16A induces MAPK and contributes directly to tumorigenesis and cancer progression. Cancer research, 2012. 72 (13): p. 3270-3281.

332. Britschgi, A., A. Bill, H. Brinkhaus, C. Rothwell, I. Clay, S. Duss, M. Rebhan, P. Raman, et al., Calcium-activated chloride channel ANO1 promotes breast cancer progression by activating EGFR and CAMK signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2013. 110 (11): p. E1026-E1034.

333. Shen, M.R., G. Droogmans, J. Eggermont, T. Voets, J.C. Ellory, and B. Nilius, Differential expression of volum -e regulated anion channels during cell cycle progression of human cervical cancer cells. The Journal of physiology, 2000. 529 (2): p. 385-394.

334. Putney, L.K. and D.L. Barber, Na-H exchange-dependent increase in intracellular pH times G2/M entry and transition. Journal of Biological Chemistry, 2003. 278 (45): p. 44645-44649.

335. Panet, R., M. Marcus, and H. Atlan, Overexpression of the Na+/K+/Cl-cotransporter gene induces cell proliferation and phenotypic transformation in mouse fibroblasts. Journal of cellular physiology, 2000. 182 (1): p. 109-118.

336. Schreiber, R., Ca2+ signaling, intracellular pH and cell volume in cell proliferation. The Journal of membrane biology, 2005. 205 (3): p. 129.

337. Berridge, M.J., M.D. Bootman, and P. Lipp, Calcium-a life and death signal. Nature, 1998. 395 (6703): p. 645-648.

338. Wöll, E., M. Ritter, W. Scholz, D. Häussinger, and F. Lang, The role of calcium in cell shrinkage and intracellular alkalinization by bradykinin in Ha-ras oncogene expressing cells. FEBS letters, 1993. 322 (3): p. 261-265.

339

340

341

342