Исследование физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, доктор биологических наук Мейланов, Иззет Сиражудинович

• Мейланов, Иззет Сиражудинович
• доктор биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации доктор биологических наук Мейланов, Иззет Сиражудинович

ВВЕДЕНИЕ 5 стр.

ГЛАВА 1. ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ ИЗМЕНЕНИЙ ВО ФРАКЦИЯХ МОЗГА КРЫС ПРИ ГИПОТЕРМИИ 15 стр.

1.1. Исследование белков субклеточных фракций мозга крыс при гипотермии 15 стр.

1.2. Электрофоретическая подвижность белков головного мозга при гипотермии 26 стр.

1.3. Исследование проницаемости мембран митохондриальной фракции мозга крыс в норме и при гипотермии 43 стр.

1.4. Исследование релаксации протонов воды в тканях крыс при гипотермии 53 стр.

ГЛАВА 2. ИССЛЕДОВАНИЕ ОКИСЛИТЕЛЬНЫХ ПРОЦЕССОВ

В ГОМОГЕНАТАХ ТКАНЕЙ МОЗГА И ПЕЧЕНИ КРЫС ПРИ ГИПОТЕРМИИ 58 стр.

2.1. Влияние гипотермии 30°С и введения 2,4-динитрофенола на дыхание гомогенатов тканей мозга и печени крыс 61 стр.

2.2. Перекисное окисление липидов мозга и печени крыс при введении 2,4-динитрофенола и гипотермии 30°С 72 стр.

2.3. Влияние гипотермии 30°С на дыхание гомогенатов тканей мозга и печени, адаптированных к холоду крыс 76 стр.

2.4. Влияние глубокой гипотермии 20°С на дыхание гомогенатов тканей мозга и печени крыс 84 стр.

2.5. Влияние гипотермии на потребление кислорода гомогенатами печени сусликов 85 стр.

2.6. Температурные зависимости дыхания гомогенатов тканей мозга при гипотермии 20°С 88 стр.

ГЛАВА 3. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ ВВЕДЕНИЯ СПЕРМИНА НА ДЫХАНИЕ ИЗОЛИРОВАННЫХ МИТОХОНДРИЙ ПЕЧЕНИ КРЫС ПРИ ГИПОТЕРМИИ 107 стр.

3.1. Влияние нембуталового наркоза на дыхание изолированных митохондрий печени крыс 120 стр.

3.2. Влияние гипотермии на дыхание изолированных митохондрий печени крыс 126 стр.

3.3. Влияние системного введения различных доз спермина на дыхание изолированных митохондрий печени крыс при нормотермии 131 стр.

3.4. Влияние системного введения спермина на энергетику изолированных митохондрий печени крыс при глубокой гипотермии на фоне нембуталового наркоза 132 стр.

ГЛАВА 4. ИССЛЕДОВАНИЕ ТЕМПЕРАТУРНЫХ ЗАВИСИМОСТЕЙ АКТИВНОСТЕЙ ФЕРМЕНТОВ ПРИ ГИПОТЕРМИИ 138 стр.

4.1. Исследование температурной зависимости активности ами-нотрансфераз при гипотермии 138 стр.

4.2. Исследование температурной зависимости активности глута-миназы из мозга крыс при гипотермии 147 стр.

4.3. Исследование температурной зависимости активности глута-миназы в синаптосомальной фракции мозга крыс и сусликов при гипотермии 155 стр.

4.4. Исследование температурной зависимости активности глута-минсинтетазы в мозге сусликов при гипотермии и зимней спячке 161 стр.

4.5. Исследование температурной зависимости активности лактат-дегидрогеназы в тканях крыс при гипотермии 163 стр.

4.6. Исследование температурной зависимости активности сукци-натдегидрогеназы мозга и печени крыс при гипотермии 169 стр.

4.7. Исследование температурной зависимости активности ацетил-холинэстеразы синаптических мембран мозга сусликов при гипотермии и зимней спячке 176 стр.

4.8. Влияние гипотермии на кинетические характеристики Na, К-АТФазы синаптических мембран коры мозга крыс 194 стр.

ГЛАВА 5. ИССЛЕДОВАНИЕ ЭЛЕКТРИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ МОЗГА И СЕРДЦА КРЫС ПРИ ОБЩЕЙ ГИПОТЕРМИИ 208 стр.

5.1. Влияние гипотермии на электрическую активность мозга крыс 215 стр.

5.2. Влияние внутрибрюшинного введения 2,4-динитрофенола на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 221 стр.

5.3. Влияние тяжелой воды (D2O) на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 224 стр.

5.4. Влияние введения этилового спирта на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 228 стр.

5.5. Влияние введения гамма-оксимасляной кислоты (ГОМК) на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 228 стр.

5.6. Влияние внутрибрюшинного введения мочевины на электрическую активность мозга крыс при общей гипотермии 230 стр.

5.7. Влияние внутрибрюшинного введения диметилформамида на электрическую активность мозга крыс при общей гипотермии 242 стр.

5.8. Влияние внутрибрюшинного введения ацетамида на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 245 стр.

5.9. Влияние внутрибрюшинного введения диметилмочевины на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 252 стр.

5.10. Влияние внутрибрюшинного введения сахарозы на электрическую активность мозга крыс при общей гипотермии 253 стр. ЗАКЛЮЧЕНИЕ 267 стр. ВЫВОДЫ 279 стр. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 281 стр.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих»

Актуальность проблемы. Выяснение молекулярных механизмов температурных адаптаций у млекопитающих является одной из актуальных проблем современной экологической физиологии. В основе любой адаптации лежат изменения на молекулярном уровне.

Температура - один из важнейших факторов, определяющих скорость химических, физических и биологических процессов. От температуры зависит также стабильность биологических структур и, прежде всего, стабильность молекулярных структур. Уже поэтому изменение температуры окружающей среды требует выработки адаптивных механизмов в живых организмах. У животных существует две основные стратегии температурных адаптаций: пойкило-термия и гомойотермия. У пойкилотермных животных температура тела изменяется вслед за изменениями температуры окружающей среды. Поскольку все молекулярные процессы зависят от температуры, можно было бы предположить, что и физиологическая активность пойкилотермных животных должна существенно зависеть от температуры тела. Например, при снижении температуры тела скорость физиологических процессов в организме пойкилотермного животного должна тоже снижаться. Биологические последствия этого очевидны - выживаемость организма, при прочих равных условиях будет снижена. Поэтому у пойкилотермных животных эволюционно выработана адаптация к изменению температуры тела - температурная компенсация физиологической активности. Эта адаптация приводит к слабой зависимости физиологической активности от температуры тела в определенном температурном диапазоне. Молекулярным основам температурных адаптаций и, в частности, температурной компенсации у пойкилотермных животных посвящено множество работ. Анализ этих работ содержится в ряде прекрасных обзоров [Хочачка, Сомеро, 1977, 1988; Проссер, 1977; Хаскин, 1981; Шмидт-Ниельсон, 1982; Слоним, 1985; Эмирбеков, Львова, 1985]. На уровне ферментов суть механизма температурной компенсации состоит в формировании особой третичной структуры белка, изменяющейся с температурой таким образом, что активность фермента изменяется при этом незначительно.

Гомойотермия - это стратегия температурной адаптации, при которой температура тела гомеостатирована в определенном диапазоне интенсивностей теплообмена организма с внешней средой. Температура тела у гомойотермных животных поддерживается терморегуляторными механизмами в узком температурном диапазоне при значительном изменении температуры окружающей среды. Температура тела гомойотермного животного обычно изменяется на 1-2°С в широком диапазоне физиологической активности. Например, у млекопитающих во время сна ректальная температура на несколько десятых градуса ниже, чем при бодрствовании. Такие небольшие колебания температуры тела не приводят к существенному рассогласованию биохимических и биофизических процессов в клетках, и поэтому физиологическая активность не нарушается.

При интенсивном теплоотборе терморегуляторные механизмы гомойотермного организма не справляются со своей гомеостатической функцией, и температура тела может значительно снижаться. Соответствующие состояния гомойотермного организма называются гипотермическими. Гипотермические состояния классифицируют по глубине и длительности. Различают кратковременную гипотермию - длительность от нескольких минут до нескольких часов; пролонгированную гипотермию - длительность от нескольких часов до нескольких дней. По глубине различают мягкую гипотермию - температура тела (tp) 35 - 32°С, умеренную гипотермию - tp = 32 -25°С, глубокая гипотермия - tp = 25-20°С, сверхглубокая гипотермия - tp = 20 -15°С. Эта классификация обусловлена тем, что при разных температурах тела в организме интенсифицируются или подавляются различные биохимические и физиологические процессы. Мягкая и умеренная гипотермия у ненаркотизированных животных обычно сопровождается повышением терморегуляторного тонуса. Глубокая гипотермия подавляет терморегуляцию и возбудимость нервной системы (холодовой наркоз).

Глубокая гипотермия является опасным для жизни гомойотермного организма состоянием. Пролонгирование глубокой гипотермии увеличивает риск летального исхода. Механизмы, ведущие к летальному исходу при глубокой гипотермии, многообразны и до сих пор не вполне ясны. Самое общее заключение состоит в том, что глубокая гипотермия подавляет жизненно важные функции, что в конечном итоге становится несовместимым с жизнью. Например, электроэнцефалограмма (ЭЭГ) у крысы становится изоэлектрической при ректальной температуре, равной примерно 20°С [Петро в, Гублер, 1961, Blair, 1964], сердце перестает биться при tp < 15°С, дыхание прекращается при tp = 16 - 18°С. В то же время следует подчеркнуть, что, используя различные приемы, у млекопитающих можно создавать состояния обратимой глубокой гипотермии с температурой тела, близкой к 0°С [Popovic, Popovic, 1974]. При этом, однако, эти состояния должны быть кратковременными и физиологическая активность в этих состояниях почти полностью подавляется.

Считается, что у гомойотермов отсутствует температурная компенсация физиологической активности. Поскольку температура тела у гомойотермов го-меостатирована необходимость в температурной компенсации отпадает. В то же время предполагается, что пойкилотермия является эволюционно более ранней стратегией температурной адаптации [Lyman, 1982; Слоним, 1985]. Одним из крупных обобщений эволюционной теории является положение о том, что новые возможности (функции) в эволюции возникают на базе уже достигнутого. При этом новое не означает отрицание предыдущего багажа. Основываясь на этих рассуждениях, можно предположить, что пойкилотермические механизмы регуляции физиологических функций имеются и у гомойотермов, хотя и в латентной форме. Считается, что при экстремальных состояниях у высших организмов активизируются эволюционно более древние механизмы функционирования. Например, при гипоксических состояниях активизируются гликоли-тические (более древние по сравнению с окислительным фосфорилированием) механизмы энергообеспечения клеток [Hochachka, 1986, 1996]. Рассуждая в этом ключе, можно предположить, что при экстремальных состояниях у гомойотермов могут активизироваться пойкилотермные механизмы терморегуляции. Поскольку речь идет о температурных адаптациях активизировать эти механизмы у гомойотермов, видимо, можно искусственно снижая температуру тела, то есть, вызывая гипотермические состояния. Именно при гипотермических состояниях у гомойотермов вероятнее всего и могут включаться механизмы, компенсирующие изменения температуры тела.

Упрощая, можно сказать, что разработка методов перевода гомойотерм-ного животного в пойкилотермный режим представляют большой интерес с теоретической и практической точек зрения [Тимофеев, 1983]. На физиологическом уровне признаками, указывающими на то, что в некоторых экспериментальных условиях у млекопитающего включаются элементы системы пойки-лотермной регуляции физиологической активности, могут служить, например, такие изменения температурной зависимости физиологической активности, которые следовало бы интерпретировать, как проявление температурной компенсации. Например, ослабление температурной зависимости какого-либо биохимического или физиологического процесса следует рассматривать, как проявление температурной компенсации. Вопрос о возможности температурной компенсации у гомойотермов затронут А.Д Слонимом в его обзоре [Сло-ним, 1985]: «Температурная зависимость жизненных явлений (Qio) и её градиент в регулирующих и регулируемых системах (в эту цепь включены также явления гистерезиса, связанного с периодическими изменениями, как во внешней среде, так и в деятельности организма) используются не только пойкилотерма-ми, но и гомойотермами». С терморегуляторной точки зрения тело пойкило-термного и гомойотермного организма можно разделить на оболочку (кожа и подлежащая жировая прослойка, мускулатура) и ядро (внутренние органы, мозг, сердце, печень и т. д.) [Майстрах, 1981]. Оболочка тела непосредственно контактирует с окружающей средой и поэтому температура оболочки в зависимости от температуры окружающей среды изменяется в широком диапазоне. В ядре температура более стабильна. Можно сказать, что оболочка тела более пойкилотермна по сравнению с ядром. Изменчивость температуры оболочки коррелирует с меньшей температурной зависимостью биохимических процессов в тканях оболочки у пойкилотермов [Слоним, 1985]. Другими словами в оболочке имеет место температурная компенсация, если сравнивать ее с ядром. Например, Q|0 для дыхания тканей мозга, печени, сердца и мышцы у круглоголовой вертихвостки составляют соответственно 1.8, 1.5, 1.3 и 1.1 [Слоним, 1985]. Поскольку генетический аппарат клеток тканей ядра и оболочки идентичен, материальная основа для осуществления температурной компенсации физиологических и биохимических процессов существует и в клетках тканей ядра тела. Но, как писал Е.В.Майстрах: «К сожалению, пока почти нет данных о «температурной компенсации» у гомойотермов» [Майстрах, 1981].

При гипотермических состояниях у гомойотермов снижается температура не только оболочки, но и ядра. Поэтому можно предположить, что при гипотермии у них возможна индукция (включение) температурной компенсации и в тканях таких органов как мозг, печень, сердце и т. д.

Одним из важных вопросов теории температурных адаптаций является величина At°C, на которую нужно изменить температуру тела, чтобы вызвать адаптивное изменение. С теоретической точки зрения адаптивный ответ может быть вызван таким изменением температуры тела, при котором механизмы срочной адаптации уже не могут обеспечить нормальное функционирование клеток тканей при новой температуре тела. Априори вычислить критическое значение At°C невозможно. Однако можно оценить эту величину, исходя из величины температурного диапазона, в границах которого гомеостатирована температура тела у гомойотермных животных. Как уже было сказано выше, этот диапазон составляет несколько градусов. Хочачка и Сомеро [Хочачка, Со-меро, 1988] приводят данные, согласно которым изменение средней температуры акклимации всего на 3°С приводит к изменению Кт для пирувата для лак-татдегидрогеназы из мышц двух близких видов рыб от 0,26 ± 0,02 мМ до 0,20 ±0,02 мМ. Этот факт говорит о том, что изменение температуры тела весьма существенно влияет на скорости биохимических и биофизических процессов в клетках, и поэтому даже незначительные (около 1%) изменения температуры тела требуют адаптивного ответа.

Температурные зависимости элементарных химических и физических процессов обычно могут быть описаны с помощью уравнения Аррениуса:

Лк

K = KQ-e RT где К - константа скорости процесса

К0 - предэкспоненциальный множитель АЕ - энергия активации R - газовая постоянная Т - абсолютная температура

Для химических процессов, протекающих в клетке, энергия активации составляет около 10 ккал/моль (41,9 кдж/моль). Отношение скоростей реакций при двух температурах Т| и Т2 можно вычислить по формуле

М7 1 1 ч k RT T Т } —е

Пусть Т| = 301° К и Т2 = 300° К, тогда для ДЕ = 41.9 кДж/моль получим К|/К2 = 1.057. Таким образом, при энергии активации 41,9 кжд/моль увеличение температуры на 1 градус (0,3%) приводит к ускорению реакции на 5,7%. Если же температура увеличивается на 3°С, то увеличение скорости составит уже 18%. При энергии активации 60 кдж/моль (~14 ккал/моль) увеличение температуры на 3°С увеличит скорость реакции на 30%. Из этих оценок следует, что долговременное изменение скоростей элементарных процессов в клетке на 20-30% уже требует адаптивных изменений. Естественно, кратковременные изменения скоростей реакций, не связанные с изменениями температуры тела, могут многократно превышать эти 20-30%, но при этом не требуется адаптивных изменений, так как имеющиеся в наличии регуляторные механизмы обеспечивают согласование отдельных элементарных стадий друг с другом на коротких отрезках времени. Можно, однако, предположить, что значительные изменения температуры тела могут вызвать адаптивные ответы при относительно кратковременном действии, поскольку, чем сильнее изменяется температура, тем сильнее изменяются и скорости процессов. Например, при АЕ = 42 кдж/моль и AT — 20°С увеличение скорости составит уже 2,85 раза (увеличение на 185%), а при ДЕ=62 кдж/моль увеличение составит уже 4,83 раза.

Столь значительные изменения скорости отдельных стадий, видимо, требуют изменений структуры ферментов и надмолекулярных структур. Следует, однако, отметить, что в некоторых системах и при нормотермии скорости биохимических процессов могут изменяться весьма существенно, но эти изменения происходят быстро и не требуют изменений на структурном уровне. Например, в летательных мышцах насекомых скорость гликолиза за доли секунды возрастает в 100 и более раз при переходе от покоя к полету [Ньюсхолм, Старт, 1977]. За столь короткое время изменения структуры ферментов произойти, естественно, не могут, однако, в летательных мышцах насекомых существует специальный механизм аллостерической регуляции активности гликолитических ферментов, позволяющий быстро увеличивать активность ферментов уже при малых изменениях концентраций продуктов распада АТФ [Ньюсхолм, Старт, 1977]. В других же системах клетки столь мощной системы усиления малых метаболических сигналов может и не быть. Для таких систем, возможно, и нужны изменения на структурном уровне для нормального функционирования при длительном изменении температурного режима. Короче говоря, температурные компенсации должны наблюдаться не для всех систем клетки.

У гомойотермных организмов в природе могут при экстремальных ситуациях наступать гипотермические состояния различной глубины и длительности (акцидентальная гипотермия). С биологической точки зрения целесообразно было бы, поэтому, сохранить у них (гомойотермов) способность выживать и при низких температурах тела. Следовательно, у них должны были выработаться механизмы включения (индукции) температурной адаптации при этих аварийных гипотермических состояниях.

Цель и задачи. Имея в виду вышеизложенное, нами было предпринято исследование изменений, происходящих в мозге млекопитающего (крыса) при гипотермических состояниях различной глубины и длительности с целью обнаружить проявления температурной компенсации при этих состояниях. Используя различные биохимические, биофизические и физиологические методы были исследованы изменения белков в мозге крыс при гипотермии, изменения системы окислительного фосфорилирования в митохондриях, температурные зависимости активности ферментов, электрическая активность мозга. Исследовано также влияние введения различных веществ (2,4-динитрофенола, этилового спирта, гамма-оксимасляной кислоты, Д2О, мочевины, и ее аналогов) на электрическую активность мозга крыс при гипотермических состояниях.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Гипотермические состояния различной глубины и длительности стимулируют дыхание митохондрий тканей мозга и печени крыс в различных метаболических состояниях. Возрастает фосфорилирующее и разобщённое дыхание. Увеличивается кальциевая ёмкость изолированных митохондрий печени.

2. Интенсификация дыхания в тканях при гипотермических состояниях сопровождается усилением свободно-радикальных процессов в тканях мозга и печени.

3. При гипотермических состояниях в мембранах клеток мозга крыс происходят химические изменения (накопление малонового диальдегида), уменьшающие их механическую прочность.

4. Введение животным перед охлаждением спермина дозозависимо снижает стимулирующее действие гипотермии на дыхание гомогенатов тканей печени.

5. При гипотермии изменяются температурные зависимости активности ряда ферментов ткани мозга (аланин- и аспартатаминотрансферазы, лактатдегидрогеназа, сукцинатдегидрогеназа, глутаминаза, ацетилхолинэстераза, Ыа,К-АТФаза), что указывает на возможность индукции температурной компенсации в тканях «ядра» у гомойотермов.

6. Введение веществ, подавляющих энергетический обмен в клетке, повышает критическую температуру тела, при которой прекращается электрическая активность мозга крыс.

7. Введение адаптогенных веществ (мочевина, ацетамид, диметил-формамид) снижает критическую температуру прекращения электрической активности мозга крыс.

Научная новизна. Полученные данные указывают на то, что и при кратковременных гипотермических состояниях в клетках ткани "ядра" теплокровного животного могут включаться механизмы температурной адаптации. Впервые исследовано изменение температурных зависимостей активности ряда ферментов при гипотермических состояниях различной глубины и длительности. Впервые исследовано влияние гипотермии на дыхание митохондрий мозга и печени в различных метаболических состояниях. Показано появление низкотемпературного оптимума на кривой температурной зависимости активности глутаминазы мозга крыс и сусликов, положение, которого зависит от температуры тела при гипотермии. Обнаружено существенное увеличение степени субстратного ингибирования активности ацетилхолинэстеразы синаптических мембран мозга сусликов при гипотермии и зимней спячке. Впервые показано снижение критической температуры тела, при которой прекращается электрическая активность мозга млекопитающего, при введении животным мочевины и родственных ей соединений.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные данные могут быть использованы для построения теории температурных адаптаций у млекопитающих. Они свидетельствуют в пользу предположения о возможности индукции температурной компенсации активности физиологически важных ферментов при существенном снижении температуры тела гомойотермного животного. Что говорит об эволюционной связи между пойкилотермией и гомойотермией. Возможность снижения критической температуры, при которой прекращается электрическая активность мозга при общем охлаждении, посредством введения мочевины и её аналогов позволит разработать меры для повышения выживаемости организма при акцидентальной гипотермии и расширить применение искусственной гипотермии в хирургической практике.

Апробация работы. Отдельные результаты работы докладывались на научных конференциях и съездах: Механизмы адаптации живых организмов к влиянию факторов среды (1 Всеросс. совещание, Ленинград, 1977), Адаптивные функции мозга (Всесоюзн. симп., Баку, 1980), Важнейшие теор. и практ. проблемы терморегуляции (Конференция, Новосибирск, 1982), 1 Всесоюзн. биофизический съезд (Москва, 1982), Актуальные вопросы патологии (Материалы V закавказской научной конференции патофизиологов), Биохимич. механизмы зимней спячки и сна (Махачкала, 1985), Фундаментальные достижения нейрохимии - медицине (Конференция, Горький, 1987), Достижения и перспективы развития криобиологии и криомедицины (Межд. Конференция, Харьков, 1988), Механизмы зимней спячки (Всесоюзн. симп., Махачкала, 1990), Биохим. аспекты холодовых адаптаций (Междунар. конференция, Харьков,

1991), Успехи современной криобиологии (2 Междунар. конференция, Харьков,

1992), Sixteenth Biennial Meeting of ISN (Boston, 1997), Twelfth General Meeting of ESN (St.Petersburg, 1998), Seventeenth Biennial Meeting of ISN (Berlin, 1999), 7-ая Пущинская конференция молодых учёных (Пущино, 2003).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 72 работ.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Мейланов, Иззет Сиражудинович

ВЫВОДЫ

1. Глубокая гипотермия у крыс приводит к накоплению в мембранах клеток мозга молекулярных повреждений (окисление сульфгидриьных групп мембранных белков, накопление малонового диальдегида), уменьшающих механическую прочность мембран.

2. Электрофоретический спектр кислых и основных белков водорастворимой фракции мозга крыс зависит от глубины и длительности гипотермических состояний.

3. Время продольной релаксации протонов воды в ткани мозга крыс при гипотермии не изменяется.

4. Гипотермия активирует энергетические процессы в митохондриях мозга и печени крыс. Скорости фосфорилирующего и разобщённого дыхания возрастают. У адаптированных к холоду крыс стимуляция дыхания при гипотермии меньше, чем у неадаптированных. Гипотермия также активирует дыхание митохондрий печени у наркотизированных крыс.

5. Гипотермия увеличивает кальциевую ёмкость митохондрий печени крыс.

6. Внутрибрюшинное введение спермина крысам перед охлаждением снижает активирующее действие гипотермии на дыхание митохондрий печени.

7. Высокие дозы (10 мг/100 веса тела) спермина приводят к подавлению дыхания митохондрий печени и уменьшают увеличение кальциевой ёмкости при гипотермии.

8. Температурная зависимость активности аланинаминотрансферазы и глутаминазы при глубокой гипотермии существенно изменяется: появляются участки с отрицательным наклоном. Этот факт указывает на индукцию температурной компенсации активности этих ферментов при гипотермии.

9. Гипотермия увеличивает активность лактатдегидрогеназы в тканях мозга, миокарда и икроножной мышцы крысы. Причём это увеличение имеет компенсаторный характер.

10. Гипотермия снижает максимальную скорость ацетилхолинэстеразы синаптических мембран мозга крыс. При этом температурная зависимость активности фермента не изменяется.

11. При гипотермии максимальная скорость и кажущаяся константа Михаэлиса по АТФ для ИаД-АТФазы синаптических мембран мозга крыс уменьшаются.

12. Электрическая активность мозга крыс снижается примерно линейно по мере снижения температуры тела, и полностью прекращается при ректальной температуре около 20°С. Восстановление электрической активности мозга при согревании тела животного происходит при более высокой температуре тела, то есть имеет место гистерезис в цикле «охлаждение-согревание». Аналогично ведёт себя и температурная зависимость

Ф сердечного ритма (линейное снижение частоты сокращений при снижении температуры тела). Однако в цикле «охлаждение-согревание» отсутствует гистерезис.

13. Введение животным веществ, снижающих скорость продуцирования АТФ в клетках (2,4-динитрофенол, D20), повышает критическую температуру тела, при которой прекращается электрическая активность мозга и не влияет на температурную зависимость частоты сердечного ритма.

14. Введение адаптогенных веществ (мочевины, диметилформамида, ацета-мида, тиомочевины) перед охлаждением животных снижает критическую температуру тела.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Мы исследовали изменения на разных уровнях организации, происходящие в организме млекопитающего при гипотермических состояниях. Снижение температуры тела подавляет физиологическую активность клеток тканей и биохимические процессы в них. Что первично: физиологические изменения или биохимические? Поскольку физиологический уровень иерархически более высокий по сравнению с биохимическим, то есть биохимические процессы лежат в основе физиологических, а не наоборот, можно думать, что изменения сначала возникают на биохимическом уровне, а это уже сказывается и на физиологической активности. Однако возможна и другая ситуация, когда физиологическая активность приводит к изменениям скорости биохимических процессов. Вхождение в гипотермическое состояние начинается с холодового воздействия на поверхность тела. Терморецепторы запускают соответствующие реакции терморегуляторной системы, важными звеньями которой являются надпочечники, аденогипофиз и скелетная мускулатура [Майстрах, 1981]. Электрическая активность мозга в ответ на холодовое воздействие возрастает, вследствие активизации ретикулярной формации. Дальнейшее охлаждение приводит к снижению температуры тела, снижению электрической активности мозга и скорости биохимических процессов. Примерно через 40-60 минут охлаждения температура тела достигает 20°С, энцефалограмма становится изоэлектрической. В этом состоянии животных декапитировали и исследовали различные биохимические изменения в тканях печени и мозга. Согласно нашим данным гипотермия стимулирует окислительно-восстановительные процессы в клетках мозга. Это приводит к окислению липидов клеточных мембран. Гидрофильные продукты окисления липидов, локализованные в мембране, делают мембрану менее устойчивой к гомогенизации. Поэтому при гомогенизации ткани гипо-термированных животных мембраны клеток разрушаются интенсивней, по сравнению с контролем, что приводит к перераспределению веществ между фракциями. Однако in vivo химические изменения в мембранах, видимо, не приводят к разрушению мембран и выходу клеточных белков в экстраклеточное пространство, так как существенного изменения скорости релаксации протонов воды в тканях гипотермированных животных не происходит. В то же время при гипотермии увеличивается доля осмотически инертного материала в митохондриальной фракции мозга, что обнаружено нами по изменению кинетики светорассеяния митохондриальной фракции мозга крыс при гипотермии. Кроме того, исследование влияния гипотермии на количество титруемых сульфгидрильных групп во фракциях мозга крыс при гипотермии показало, что происходит уменьшение числа титруемых сульфгидрильных групп в мембранных фракциях ткани мозга, а суммарное количество белков в ткани мозга не изменяется. Далее, исследование электрофоретического спектра белков мозга крыс при гипотермии показало, что гипотермия вызывает заметные изменения состава белков в различных фракциях в зависимости от глубины и длительности гипотермического состояния. Это указывает на то, что при снижении температуры тела в ткани мозга происходят изменения в скорости синтеза и распада белков. Часть этих изменений обусловлена повреждающим действием гипотермических состояний, а другие изменения обусловлены, видимо, адаптивными процессами. В настоящее время невозможно идентифицировать биологический смысл обнаруженных нами изменений электрофоретического спектра белков мозга крыс при гипотермии. Однако эти эксперименты дали важные результаты, показав, что изменение температуры ткани приводит к существенным изменениям состава как кислых, так и основных белков водорастворимой фракции ткани мозга. Поскольку гипотермия является стрессором, можно предположить, что при пролонгированных гипотермических состояниях в тканях могут синтезироваться стресс-белки. Поскольку стресс-белки имеют молекулярные массы в диапазоне десятков килодальтон, на электрофоретическом спектре они должны располагаться ближе к финишу. Действительно, при пролонгировании гипотермических состояний в ряде случаев увеличивается число линий в анодной части электрофоретического спектра.

Исследование энергетических процессов в митохондриях тканей мозга и печени крыс при различных гипотермических состояниях показало, что снижение температуры тела приводит к их активации. Причём эта активация имеет место при гипотермических состояниях различной глубины и длительности. Митохондрии выполняют в клетке ряд функций, наиболее важными из которых для физиологии клетки являются синтез АТФ, регуляция уровня кальция в ци-тозоле, синтез свободно-радикальных сигнальных молекул. Согласно полученным нами данным при гипотермии происходит изменение скорости процессов, связанных с этими тремя функциями. Возрастает скорость фосфорилирующего дыхания (синтез АТФ), увеличивается скорость генерации свободных радикалов, увеличивается кальциевая ёмкость митохондрий. Интенсивность дыхания митохондрий возрастает в различных метаболических состояниях. Причём эти изменения не одинаковы в количественном отношении. Таким образом, надо полагать, что происходит перестройка в системе взаимосвязанных энергетических процессов в митохондриях исследованных тканей при гипотермических состояниях. Поскольку активация окислительных процессов происходит при всех гипотермических состояниях, следует думать, что главной причиной активации является именно снижение температуры тела. Поскольку активация при охлаждении происходит и при барбитуратном наркозе, который довольно сильно подавляет терморегуляторный тонус, о чём говорит снижение ректальной температуры у животных уже при комнатной температуре без специального охлаждения, следует предположить, что увеличение скорости энергетических процессов при гипотермии обусловлено не только гормональной активацией, вызванной Холодовым стрессом, но и за счёт внутренних регуляторных механизмов. У гомойотермов важную роль в терморегуляции играют тиреоидные гормоны. Именно благодаря этим гормонам и поддерживается гомойотермия. Механизмы стимуляции термогенеза тиреоидными гормонами до конца не ясны, но предполагается, что важную роль здесь играет увеличение протонной утечки через внутреннюю мембрану митохондрий [Silva, 2003]. Если при гипотермии увеличение скорости потребления кислорода митохондриями вызвано только увеличением протонной утечки, то во всех гипотермических состояниях должно было бы наблюдаться уменьшение отношения Р/О. Однако этого не наблюдается в эксперименте. С другой стороны скорость потребления кислорода должна была бы возрасти во всех метаболических состояниях на одинаковую величину. Этого также не наблюдается. Поэтому все эффекты, которые вызывает гипотермия, невозможно объяснить только разобщением за счёт увеличения утечки протонов через внутреннюю мембрану митохондрий. Для теоретической физиологии клетки было бы очень важно выяснить детально механизмы изменения энергетических процессов в митохондриях при гипотермических состояниях.

Интересные данные были получены нами при исследовании влияния спермина на энергетические процессы в митохондриях при гипотермии. Полиамины могут оказывать разнообразные влияния на физиологические процессы в клетке. Они стимулируют транспорт кальция, фосфорилирующее дыхание. Об этом говорилось выше. Введение спермина животным перед охлаждением привело к нескольким эффектам. В низких дозах (1 мг/100 г веса тела) спермин уменьшил стимулирующее действие гипотермии на фосфорилирующее дыхание изолированных митохондрий печени. Если считать, что активация окислительных процессов при гипотермии происходит за счёт влияния тиреоидных гормонов, то, формально, спермин либо предотвратил выделение этих гормонов при гипотермии, либо блокировал их действие на соответствующие рецепторы. С другой стороны, эффекты тиреоидных гомонов медленные и занимают много времени, а у взрослых особей они не влияют на метаболизм мозга, селезёнки и семенников [Брюк, 1986]. Кроме того, катехоламины, выделяющиеся из надпочечников при стрессе, плохо проникают через гемато-энцефалический барьер, и, следовательно, не могут стимулировать дыхание митохондрий клеток мозга. Поэтому следует думать, что изменения, происходящие в мозге при гипотермии, инициированы в самом мозге. То есть, наблюдаемые изменения - это реакция самого мозга на снижение температуры ткани мозга. Увеличение интенсивности окислительных процессов в мозге - органе, принадлежащем «ядру» тела - при гипотермии можно рассматривать как проявление температурной компенсации метаболической активности, а не как неспецифическую реакцию на стресс. Вообще следует отметить, что у млекопитающих уровень энергетического метаболизма мозга весьма стабилен, и изменяется заметно лишь при патологических состояниях. Изменения скорости потребления кислорода мозгом при активации электрической активности нейронов имеют временный характер, и не требуют адаптивных сдвигов в биохимической машине клеток. Стимуляция окислительных процессов в ткани печени при гипотермии по порядку величины такая же, как и в мозге. Печень также принадлежит «ядру» тела. Вклад печени в общую теплопродукцию «ядра» достаточно высок. Поскольку снижение температуры тела снижает уровень метаболизма организма в целом, активация митохондриального аппарата в клетках печени при гипотермии может быть также следствием понижения температуры ткани печени, хотя роль катехоламиновой стимуляции в данном случае нельзя недооценивать. Сходство влияния гипотермии на энергетический метаболизм митохондрий в тканях мозга и печени указывает на сходство механизмов, активирующих эти процессы. Поскольку же мозг в функциональном и биохимическом отношении существенно отличается от печени, более вероятным представляется эндогенный механизм активации для обоих органов.

Интересные результаты были получены при исследовании температурных зависимостей активности ферментов в мозге крыс при гипотермии. В ряде случаев (аминотрансферазы, глутаминаза, ацетилхолинэстераза) гипотермия приводила к изменениям температурной зависимости активности ферментов. Ввиду кратковременности исследованных гипотермических состояний механизмы регуляции активности ферментов в этих состояниях, связанные с синтезом (или деградацией) ферментных молекул, видимо, играют незначительную роль. Изменения температурной зависимости кинетических характеристик ферментов не связаны с изменениями числа ферментных молекул, а отражают изменения структуры ферментной молекулы. Эти, последние, могут быть вызваны химической модификацией молекулы или термоиндуцированными переходами между конформерами. Не исключена также важная роль комплексообразования с белками и низкомолекулярными лигандами. Появление участков с отрицательной температурной зависимостью активности в области низких температур при гипотермических состояниях для ферментов, выделенных из мозга, указывает на возможную важную биологическую роль этих изменений. Наиболее подробно исследовано это явление для глутаминазы из мозга крыс. Было показано, что низкотемпературный оптимум появляется именно при глубокой гипотермии. Это изменение было найдено в синаптосомальной фракции, где глутаминаза, играет важную роль в синаптической передаче. Таким образом, видна связь между изменением на молекулярном уровне и физиологическим состоянием животного. Однако вопрос о механизме индукции температурной компенсации в клетках мозга при гипотермических состояниях остаётся невыясненным.

Исследование температурных зависимостей кинетических характеристик ацетилхолинэстеразы показало, что активность АХЭ синаптических мембран мозга сусликов при глубокой спячке существенно изменяется. Каталитическая активность этого сложного физиологического фермента не может быть описана в рамках простейшей кинетики Михаэлиса-Ментен. Простые схемы субстратного ингибирования также не могут адекватно описать концентрационные зависимости активности этого фермента. Для этого потребовалась математическая модель с 14 параметрами, лишь немногие из которых могли быть измерены непосредственно. Значения других подбирались так, чтобы соответствовать экспериментальным результатам [Szegletes et al., 1999]. Модель адекватно описывает основные закономерности катализа АХЭ, но остаются неясные вопросы. Например, какова должна быть температурная зависимость кинетических характеристик АХЭ? Полученные нами данные указывают на сложные процессы согласования кинетических характеристик отдельных стадий физиологического процесса в микрокомпартменте синаптической щели. Увеличение степени субстратного ингибирования АХЭ при гипотермии и зимней спячке у сусликов указывает на возможную важную роль этого фактора регуляции активности фермента при температурной адаптации. Субстратное ингибирование АХЭ может иметь важное биологическое значение, влияя на временной профиль концентрации медиатора в синаптической щели и, тем самым, влияя на эффективность синаптической передачи. Гипотермия у крыс вызвала противоположные изменения активности АХЭ синаптосомальных мембран мозга [Кличханов и др, 2000]. Субстратное ингибирование и максимальная скорость уменьшились. Интересно в связи с этим отметить, что эти изменения в определённом концентрационном диапазоне могут компенсировать друг друга, что имеет важно для синаптической передачи.

Исследование влияния гипотермии на кинетические характеристики Na,K-АТФазы синаптических мембран мозга крыс показало, что регуляция активности этого фермента также не может быть описана в рамках традиционной кинетики ферментативных реакций, которая учитывает, главным образом, концентрации метаболитов. Для физиологического фермента принципиальное значение имеет форма и размеры компартмента, в котором он локализован, взаимодействие с другими белками, мембраной и неорганическими ионами. Активность такого фермента зависит не только от концентрации субстрата или ингибитора, но и от величины мембранного потенциала, механических свойств (упругость) мембраны, взаимодействия со структурами цитоскелета. При анализе изменений кинетических характеристик вызванных гипотермическими состояниями у АХЭ и Na,К-АТФазы приходилось учитывать эти обстоятельства. АХЭ локализована, главным образом, на постсинаптической мембране, там же, где находятся и постсинаптические холинергические рецепторы. Для открытия постсинаптического канала требуется, чтобы с рецептором связались две молекулы ацетилхолина, то есть от концентрации субстрата концентрация открытых каналов зависит в квадрате. Связывание ацетилхолина с рецептором вытесняет ионы кальция, связанные с рецептором. Ионы кальция снимают субстратное ингибирование АХЭ. В то же время входящие в терминаль кальциевые токи могут уменьшать концентрацию кальция в синаптической щели [Stanley, 2000]. Это, в свою очередь, будет способствовать диссоциации ионов кальция из мест связывания с рецептором. Тогда облегчается процесс связывания ацетилхолина с рецептором. Кроме того, поскольку АХЭ находится на мембране, молекула фермента может быть чувствительна к величине мембранного потенциала. Ионные токи при возбуждающих постсинаптических потенциалах деполяризуют мембрану. Вполне вероятно, что деполяризация мембраны может увеличивать активность АХЭ. Гидролиз ацетилхолина даёт уксусную кислоту и холин. Следовательно, в результате активности АХЭ может происходить закисление среды синаптической щели. Чем интенсивней будет идти гидролиз ацетилхолина, тем сильнее будет уменьшаться рН среды. При кислых рН активность АХЭ уменьшается. То есть, может иметь место отрицательная обратная связь. При гипотермии скорости диффузионных процессов уменьшаются. Поэтому движение молекул в синаптической щели тормозится. Это должно влиять на временной профиль концентрации ацетилхолина в синаптической щели. Хотя скорость диффузии обычно слабее зависит от температуры, чем скорость химических процессов, в синаптической щели, снижение температуры, возможно, приводит к большему торможению диффузии. Наличие волокнистых белковых структур в синаптической щели увеличивает количество связанной воды, а, следовательно, и вязкости среды. Снижение температуры увеличивает количество связанной воды, что должно существенно увеличивать вязкость. Как это должно сказаться на синаптической передаче? Время резиденции ацетилхолина в синаптической щели должно возрасти при прочих равных условиях. Это, в свою очередь, приведёт к увеличению длительности постсинаптических потенциалов, а, следовательно, и к увеличению силы синаптической связи. В то же время активность АХЭ при снижении температуры тоже снизится, что также должно привести к увеличению времени резиденции ацетилхолина в синаптической щели. Таким образом, оба эффекта снижения температуры действуют синерги-чески. Однако, снижение температуры снижает и скорость секреции медиатора и скорость его синтеза. Это снижает силу синапса. Каков будет общий результат снижения температуры, зависит от соотношения температурных зависимостей отдельных звеньев синаптической передачи. Активность АХЭ синаптических мембран мозга крыс при гипотермии 20°С уменьшается [Кличханов и др.,

2000]. При этом уменьшается также степень субстратного ингибирования. Однако в той же фракции мозга сусликов при искусственной гипотермии 10°С активность АХЭ увеличивается (см. гл.4). При этом степень субстратного ингибирования тоже увеличивается. Исследование температурных зависимостей отдельных стадий синаптической передачи в мозге крыс и сусликов позволило бы выяснить причины различной реакции АХЭ на снижение температуры тела у этих видов животных. Если считать, что суслик адаптирован к снижению температуры тела, то реакция АХЭ синаптических мембран мозга сусликов при искусственной гипотермии должна рассматриваться как адаптивная. Возможно, что увеличение активности АХЭ должно компенсировать увеличение вязкости среды синаптической щели, чтобы сохранить необходимый временной профиль концентрации медиатора в щели. У крыс снижение общей активности АХЭ без изменения кажущейся константы Михаэлиса скорее всего вызвано интенсификацией окислительных процессов в мозге на стадии вхождения в гипотермиче-ское состояние (пролонгирование гипотермии в течение 2 часов не изменило активности фермента) [Кличханов и др., 2000]. Снижение активности АХЭ у крыс при гипотермии, возможно, необходимо для компенсации снижения при низких температурах тела выделения медиатора в синаптическую щель при стимуляции.

Исследование другого физиологического фермента - Na,К-АТФазы - при гипотермии крыс показало, что гипотермия, возможно, и в этом случае вызвала адаптивный эффект. Уменьшение кажущейся константы Михаэлиса по АТФ при гипотермии может быть следствием того, что при низких температурах увеличение вязкости среды, в особенности в примембранном слое, снижает стационарную концентрацию АТФ в этом слое. Выше мы анализировали возможные механизмы регуляции кинетических характеристик Na,К-АТФазы при гипотермии. Изменения могут быть вызваны неспецифическими эффектами, связанными с влиянием понижения температуры тела на многие процессы в клетке. Обычно считается, что в экстремальных состояниях у гомойотермов в тканях различных органов возникает стресс-реакция, сопровождающаяся интенсификацией свободно-радикальных процессов (окислительный стресс). Раньше считали, что эти процессы действуют губительно на клетки, и поэтому необходимо предпринимать меры для подавления свободно-радикальных реакций, например, с помощью антиоксидантов. Однако, поскольку стресс сам по себе является адаптацией к действию экстремальных факторов, в последнее время оценка биологической значимости интенсификации окислительных процессов в клетке изменяется. Стало ясно, что в норме свободные радикалы играют роль регуляторов различных физиологических процессов в клетках, и, следовательно, могут выполнять эту функцию и при стрессе. Поэтому не все изменения, вызванные свободными радикалами, следует считать патологическими. Поскольку №,К-АТФаза является интегральным белком плазматической мембраны, перекисное окисление липидов мембраны может играть регу-ляторную роль для этого фермента.

Исследование электрической активности мозга крыс в динамике гипотермии показало, что активность мозга закономерно снижается по мере снижения температуры тела. Снижается как частота колебаний на ЭЭГ, так и амплитуда колебаний. При согревании животных после глубокой гипотермии электрическая активность мозга восстанавливается. Однако в цикле «охлаждение-согревание» имеет место гистерезис: температурные кривые частоты колебаний на ЭЭГ при охлаждении не совпадают с таковыми при согревании. Причины гистерезиса могут быть многообразны. Однако главной из них, видимо, является отёк клеток мозга, вызванный подавлением натриевого насоса. Температура тела, при которой прекращается электрическая активность мозга, скорее всего, определяется соотношением температурных зависимостей пассивной проницаемости плазматических мембран клеток мозга и активности натриевого насоса. В остром опыте существенно повысить активность насоса довольно трудно. Число оборотов для №,К-АТФазы в оптимальных условиях составляет примерно 100 сек*', и зависит от конформационной подвижности третичной структуры фермента. Пассивная проницаемость мембран для ионов натрия определяется числом натриевых каналов на единицу площади мембраны, их проводимостью, зависимостью от мембранного потенциала. Одним из путей повышения критической температуры прекращения электрической активности клеток мозга может быть понижение пассивной проницаемости мембраны за счёт блокады ионных каналов. При этом блокада должна быть «мягкой», чтобы не подавить полностью электровозбудимость мембраны, и в то же время существенной, чтобы сохранить ионные градиенты при низкой температуре тела. Мы провели исследование влияния введения в организм животного перед охлаждением различных веществ на температурную зависимость электрической активности мозга. Среди них разобщитель окислительного фосфорилирования 2,4-динитрофенол, вещество снижающее скорость синтеза АТФ в митохондриях. Введение этого вещества животным перед охлаждением повысило критическую температуру прекращения электрической активности мозга. Этот факт говорит о том, что при низких температурах тела производство работоспособной энергии в клетке уже не справляется с потребностью в ней. Содержание животных на диете, в которой обычная вода была заменена на оксид дейтерия, также повысило критическую температуру. Скорость синтеза АТФ при замене протонов на дейтроны падает. При понижении температуры тела эта скорость снижается ещё больше, что приводит к дефициту энергии и подавлению электрической активности в мозге. Однако вызванная активность при этом может сохраняться и при низких температурах, что говорит о сохранении ионных градиентов. Этого эффекта нет при введении разобщителя. Реакция клеток на дефицит энергии, видимо, зависит от способа, с помощью которого этот дефицит создаётся. Введение ГОМК перед охлаждением также повысило критическую температуру спонтанной активности мозга. Однако механизм этого эффекта иной. ГОМК обладает седативным действием, усиливает действие наркоза. Представляет интерес исследовать влияние введения ГОМК на вызванную активность мозга при гипотермии.

Введение мочевины и некоторых родственных ей соединений перед охлаждением заметно снизило критическую температуру спонтанной и вызванной активности мозга. При этом сохраняется гистерезис в цикле «охлаждениесогревание». Для выяснения роли осмотических эффектов при введении мочевины исследовали также влияние введения в организм животного сахарозы. Сахароза не повлияла заметным образом на электрическую активность мозга при гипотермии. Видимо, мочевина оказывает влияние на температурную зависимость электрической активности мозга не только изменяя водно-солевой баланс между содержимым клетки и экстраклеточной жидкостью. Даже сравнительно незначительные изменения в структуре мочевины приводят к заметному изменению влияния вещества на электрическую активность мозга при гипотермии. Так, введение диметилмочевины не оказало существенного влияния на электрическую активность мозга, а введение ацетамида значительно снизило критическую температуру спонтанной и вызванной активности мозга. Таким образом, результаты исследования указывают на специфичность взаимодействий указанных веществ с клеточными структурами.

В целом проведённое исследование показало, что в мозге, органе, представляющем «ядро» тела млекопитающего, при глубокой гипотермии происходят изменения, которые можно рассматривать как адаптивные. Эти изменения происходят как на молекулярном уровне (изменения температурных зависимостей активности ферментов), так и на клеточном (снижение критической температуры прекращения электрической активности при введении веществ, обладающих адаптогенной активностью). Полученные результаты указывают на то, что и в органах, составляющих «ядро» тела гомойотермного животного, сохраняются элементы пойкилотермной системы температурной адаптации. Это создаёт перспективы для дальнейших поисков способов выживания при низких температурах тела у гомойотермов.

279

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Мейланов, Иззет Сиражудинович, 2004 год

1. Аверьянов А.В. Изменение электроэнцефалограммы в процессе охлаждения и согревания в эксперименте // Теоретическое и практическое действия низких температур на организм. Л.: Медицина, 1975. - С.6.

2. Авшалумов М.В. Глутаминазная и глутаминсинтетазная активность субклеточных фракций мозга при гипотермии и зимней спячке: Автореф. дисс. канд. биол. наук. Ростов-на-Дону, 1995.

3. Агуреев А.П., Алтухов Н.Д., Мохова Е.Н., Савельев И.А. Активация внешнего пути окисления НАДН в митохондриях при снижении рН // Биохимия. 1981. - Т.46, вып.11.-С.1945-1956.

4. Агуреев А.П., Мохова Е.Н. Окисление НАДН в митохондриях животных. -В кн.: Реакции живых систем и состояние энергетического обмена. Пу-щино.- 1979.-С.27-51.

5. Аксёнов С.И. Метод ЯМР-релаксации. В кн.:Новые физическме методы в биологических исследованиях. Под ред. Г.Н.Берестовского. М.:Наука. -1987. С.147-163.

6. Алимова Е.К., Юфит П.М., Аствацатурьян А.Т., Тарасов Е.Л. Влияние гипотермии и последующего самосогревания на состав липидов различных органов и биосинтез их в печени // Изв. Сев.-Кав. научного центра высш. Школы. Естеств. науки. 1984. - №3. - С.86-88.

7. Алюхин Ю.С. Действие тироксина и 2,4-динитрофенола на энергетику сердца // Физиол. журнал СССР им. И.М. Сеченова. 1976. - Т. LXII, №8. -С.1182-1189.

8. Алюхин Ю.С. Дыхание и кровообращение в терминальных стадиях глубокой гипотермии // Физиол. журн. 1994. - Т.80, №5. - С.46-53.

9. Алюхин Ю.С., Калинина М.К. Тканевое дыхание мозга крыс при гипотер-мии//Физиол. журн. СССР. 1970, № 56. - С. 19-21.

10. Ю.Артюхов В.Г., Наквасина М.А., Попова В.В. Термоиндуцированные изменения структурно-кинетических свойств лактатдегидрогеназы // Биофизика. 1994. - Т.39, №4. - С.576-582.

11. Бакай Д., Ли Д. Отек мозга. М.: Медицина, 1969. - 249с.

12. Барбараш Н.А. Периодическое действие холода и усмтойчивость организма. // Успехи физиол. наук. 1996. - Т.27, №4. - С. 116-132.

13. Батуев А.С. Нейрофизиология коры головного мозга. Д.: ЛГУ, 1984. -213с.

14. Бегиашвили В.Т., Меладзе В.Г., Митагвария Н.П. Математическое описание возможного принципа регуляции тонуса мозговых сосудов при изменениях внутрисосудистого давления//Изв.АН ГССР. Сер. биол.- 1979. -Т.5(3). С.266-275.

15. Безруков О.Ф. ЯМР и проблема состояния воды в растительных и животных тканях. В: Структура и роль воды в живом организме. Из-во ЛГУ. -1966.-С. 190.

16. Бердинских Н.К., Залеток С.П. Полиамины и опухолевый рост. Киев: Наук. думка, 1987. - 140с.

17. Болдырев А.А., Твердислов В.А. Молекулярная организация и механизм функционирования Na-Hacoca./ Биофизика. Т.10.(Итоги науки и техники. ВИНИТИ АН СССР). М.1978.

18. Бондаренко А.Д., Калабухов Н.И., Козакевич В.П., Скворцов Г.Н. Сезонные изменения содержания аскорбиновой кислоты и токоферола у грызу-нов//Журн.Эвол.Биохим.Физиол. 1968. - Т.4. - С. 137-140.

19. Бредбери М. Концепция гемато-энцефалического барьера М.: Медицина, 1983.- 480с.

20. Брустовецкий Н.Н., Гогвадзе В.Г., Маевский Е.И. Биохимические основы торможения и активации дыхания митохондрий печени гибернирующих сусликов // Биол. науки. 1988. - №4. - С.8-12.

21. Брустовецкий Н.Н., Егорова М.В., Маевский Е.И. Окислительная активность и Ац/ митохондрий печени активных и гибернирующих сусликов при различных условиях инкубации // Биохимия. 1991- Т.56, вып.8 - С. 15221527.

22. Брустовецкий Н.Н., Дедухова В.И., Егорова М.В., Мохова Е.Н., Скулачев В.П. Разобщение окислительного фосфорилирования жирными кислотами и детергентами, подавляемое ингибиторами ATP/ADP-антиопортера // Биохимия. 1991.-Т.56, вып.6.- С. 1042-1047.

23. Брюк К. Функции эндокринной системы. В кн.: Физиология человека. Под ред.Шмида Р.Ф. и Тевса Г. М.:Мир. - 1986. - Т.4. - С.221-265.

24. Булочник Е.Д. О динамике дендритных и транскаллозальных потенциалов в коре больших полушарий при гипотермии // Теоретические и практические проблемы действия низких температур на организм. Л.: Медицина, 1975.- 165с.

25. Буреш Я., Петрань И., Захар И. Электрофизиологические методы исследования. М.: ИЛ, 1962. - 456с.

26. Векслер Я.И., Атабегова Н.Г. О регуляции метаболизма митохондрий головного мозга в связи с адаптацией теплокровного организма к холоду // Митохондрии. Биохимические функции в системе клеточных органелл. Сб. ст. -М.: Наука. 1969.-С. 15-19.

27. Виноградов А.Д. Митохондриальная АТР-синтезирующая машина: пятнадцать лет спустя// Биохимия. 1999. - Т.64, вып.11. - С. 1443-1456.

28. Виноградов А.Д., Зимакова Н.И. Сукцинатдегидрогеназа. В кн.:Структура и функции ферментов. Вып.П. М., Изд-во Моск. Ун-та. -1973. С.З.

29. Вислобоков А.И., Копытов В.Г., Бовтюшко А. Кальциевые каналы клеточных мембран // Успехи физиол. наук. 1995. - Т. 43, № 1. - С. 45-52.

30. Волжина Н.Г. Углеводный и энергетический обмен головного мозга при адаптации к переохлаждениям: Автореф. дисс. докт. биол. наук. -Ростов-на-Дону, 1991.

31. Волколаков Я.В., Лацис А.Т. Глубокая гипотермия в кардиохирургии детского возраста. Л.: Медицина, 1977. - 151с.

32. Волотовский И.Д., Финин B.C., Конев С.В. Структурные перестройки в эритроцитарной мембране, инициируемые взаимодействием с ацетилхоли-ном и их связь с каталитическими свойтсвами ацетилхолинэстеразы // Биофизика. 1974. - №19. - С.666

33. Вотякова Т.Б., Баженова Е.Н., Звягинская Р.А. Регуляция спермином и ионами Mg2+ переноса ионов Са2+ в митохондриях дрожжей // Биол. мембр. -1992.-Т.9(4).-С.З 10-318.

34. Гасангаджиева А.Г. Антиоксидантная активность тканей адаптированных к холоду крыс при гипотермии и самосогревании. Автореф. дисс. канд.биол. наук. Махачкала, 1999. - 27с.

35. Гершенович З.С., Кричевская А.А. и др. Мочевина и амиды в метаболизме мозга в нормальных и экстремальных условиях существования // Биохимия и функция нервной системы. Л.: Наука. 1967. - С.90-96.

36. Горбунова Т.Ф. Интенсивность перекисного окисления липидов в тканях и органах крыс при пролонгированной гипотермии. Дипломная работа. Махачкала. 1991.

37. Гурин В.Н. Центральные механизмы терморегуляции. Минск: Беларусь, 1980. - 125с.

38. Гусельников В.И. Электрофизиология головного мозга. М.: Высшая школа, 1976.-422с.

39. Гюльханданян А.В., Гайнутдинов М.Х., Евтодиенко Ю.В. Условия, механизм и физиологическое значение выхода ионов кальция из митохондрий. -В кн.: Биофизика сложных систем. М.: Наука. - 1977. - С.208-218.

40. Дарбинян Т.М., Головчинский В.Н. Механизмы наркоза. М.: Медицина. -1972.-262с.1. У -4

41. Даргель Р., Лейкин Ю.Н. Влияние разобщителей на Са -стимулируемое дыхание митохондрий // Митохондрии. Регуляция процессов окисления и сопряжения. Сб. статей. М.: Наука. - 1974. - С.76-83.

42. Демин О.В, Вестерхофф Х.В., Холоденко Б.Н. Математическое моделирование процессов генерации супероксида bci комплексом митохондрий // Биохимия. 1998. - Т.63, вып.6. - С.755-772.

43. Евтодиенко Ю.В., Гайнутдинов М.Х., Кудзина Л.Ю. Транспорт кальция в митохондриях. В кн.: Биофизика живой клетки. - Пущино. - 1974. -Т.5. -С.84.

44. Ещенко Н.Д., Вольский Г.Г. Методы биохимических исследований. Л.:Изд-воЛГУ. 1982. - С.210-212.

45. Ещенко Н.Д., Прохорова М.И. Механизм регуляции метаболизма лимонной кислоты в головном мозгу//Вопросы биохимии мозга. Ереван, 1976. -С. 79-88.

46. Жадин М.Н. Биофизические механизмы формирования электроэнцефалограммы. М.: Наука, 1984. - 195с.

47. Жарская В.Д. Функциональные сдвиги в организме и морфологические изменения в центральной нервной системе при гипотермии у ненаркотизиро-ванных животных. Автореф.канд.дисс. Л., 1969.

48. Зефиров А.Л.,Ситдикова Г.Ф. Ионные каналы нервного окончания // Успехи физиол. наук. 2002. - Т.ЗЗ, №4. - С.3-33.

49. Иваненко Е.Ф. биохимия мозга при наркозе. Л.: Медицина. - 1972. -240с.

50. Иванов К.П. Биоэнергетика и температурный гомеостазис. Л.: Наука, 1969. - 235с.

51. Иванов К.П., Кисляков Ю.Я. Энергетические потребности и кислородное обеспечение головного мозга. Л.: Наука, 1979. 215с.

52. Иванов К.П. Основы энергетики организма. Л.: Наука, 1990. - T.I. - 305с.

53. Иванова О.И., Сеферова Р.И. Состояние некоторых функций печени при гипертермии. // Митохондрии. Механизмы сопряжения и регуляции: Тезисы XI Всесоюзного симпозиума. Пущино. - 1981. - С.23.

54. Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих. М.: Наука. - 1985. - 259с.

55. Катунума М., Окада М., Фудзино А. и др. Роль изоэнзимов трансаминазы в обмене веществ. В кн.: Химия и биология пиридоксалевого катализа. Под ред. А.Е. Браунштейна. М., 1968. С.155-163.

56. Квитницкий-Рыжов Ю.Н. Отёк и набухание головного мозга. Киев: "Здоров'я"- 1978.- 184с.

57. Кеплен С.Р., Эссиг Э. Биоэнергетика и линейная термодинамика необратимых процессов. М.: Мир, 1986. - 382с.

58. Кличханов Н.К., Гасангаджиева А.Г., Халдун Авадх Убад, Саидов М.Б. Влияние холодового закаливания и введения даларгина на интенсивностьперекисного окисления липидов в тканях при гипотермии // Вестник ДГУ. Естест.науки. 1997. - Вып. 1. - С. 154-156.

59. Кличханов Н.К., Халилов Р.А., Мейланов И.С. Температурная зависимость активности ацетилхолинэстеразы синаптических мембран из мозга крыс при гипотермии//Бюлл.Эксп.Биол.Мед. 2000. - Т. 129(3). - 326-328.

60. Клячко О.С., Полосухина Е.С., Озернюк Н.Д. Температура вызывает структурные и функциональные изменения лактатдегидрогеназы из скелетных мышц рыб// Биофизика. 1993.-Т.38, вып.4. - С.596-601.

61. Клячко О.С., Полосухина Е.С., Персиков А.В., Озернюк Н.Д. Кинетические различия лактатдегидрогеназы из мышц рыб при температурной адаптации//Биофизика.- 1995.-Т.40, вып.З. С.513-517.

62. Козлов Н.Б. Аммиак: его обмен и роль в патологии. М.: Медицина, 1971. -125с.

63. Козловский B.JT. Регуляция кальциевого гомеостаза в нервных клетках // Успехи физиол. наук. 1995. -Т.26, №3. - С. 14-24.

64. Коломийцева И.К., Потехина Н.И., Жарикова А.Д., Попов В.И., Кузин А.М, Сезонные изменения фосфолипидов в мембранах синаптосом головного мозгп сусликов Citellus unducatus // Докл. Акад. Наук. 1997. - Т.352, №3. - С.413-415.

65. Кондрашова М.Н. Возможное биологическое значение ограничения окисления сукцината щавелево-уксусной кислотой // Митохондрии. Биохимические функции в системе клеточных органелл. Сб. статей. М.:Наука, 1969.-С.23.

66. Кондрашова М.Н. Градация метаболического состояния митохондрий и реактивность тканей. В: Митохондрии. Структура и функции в норме и патологии. М.:Наука. - 1971. - С.37-40.

67. Кондрашова М.Н., Ананенко А.А. Обследование состояния выделенных митохондрий // Руководство по изучению биологического окисления полярографическим методом. Сб. статей. М.: Наука, 1973. - С.106-129.

68. Коновалова И.Г. Терморегуляторные реакции и патоморфологические изменения в глубоких структурах мозга при гипотермии и выходе из неё. Ав-тореф.канд.дисс. Л., 1971.

69. Коровкин Б.Ф. Ферменты и диагностика инфаркта миокарда. Л.: Медицина, 1965.- 102с.

70. Кричевская А.А., Лукаш А.И., Шерстнев А.А. Некоторые физико-химические свойства белков мозга//Изв. СКНЦ ВШ. 1973. - №3. - С.21-24.

71. Куффлер С., Николе Дж. От нейрона к мозгу. М.: Мир, 1979. - 439с.

72. Лабахуа Т.Ш. Отрицательные компоненты прямого ответа в условиях нембуталового наркоза // Сообщения АН ГССР. 1972. - Т. 68. - С.667.

73. Лабахуа Т.Ш. Отрицательные компоненты прямого ответа коры ненаркоти зированных кошек при гипотермии // Сообщения АН ГССР . 1973. - Т. 71.-С.449.

74. Лабахуа Т.Ш. Влияние гипотермии и ишемии на прямые ответы коры мозга / Автореферат канд. дис. Тбилиси. 1975.

75. Лабахуа Т.Ш. Влияние гипотермии на прямые ответы коры мозга // Известия АН ГССР. Серия биологическая. 1976. - № 2. - С. 17-20.

76. Лабори Г. Метаболические и фармакологические основы нейрофизиологии. М.: Медицина, 1974. - 168с.

77. Лев А.А. Ионная избирательность клеточных мембран. Л.: Наука, 1975. -323с.

78. Лейкин Ю.Н., Виноградов А.Д. О природе необратимой активации дыхания митохондрий, нагруженных кальцием в присутствии фосфора// Митохондрии. Биохимия и ультраструктура. Сб. статей. М.: Наука. -1973. -С.54-59.

79. Лукаш А.И. Антигипероксический эффект мочевины, влияние ее на активность ферментов и состояние мозга при гипероксии//Изв. СКНЩ ВШ Ес-теств. науки. 1975. - №3. - С.24-27.

80. Лукоянова Н.А., Мейланов И.С. Влияние внутрибрюшинного введения спермина на окислительные процессы в изолированных митохондриях печени крыс при гипотермии//Бюл. эксперим. биол. и мед. 1998. -Т. 125, №5. - С.526-528.

81. Львова С.П., Мейланов И.С. Температурная компенсация активности ферментов у гомойтермных животных//Биофизика. 2000. - Т.45(2). - С.228-231.

82. Магарламов А.Г., Заикин А.А., Беляева Л.В. Прямой фенолгипохлоритный метод определения глутаминазной активности // Укр.биох.журн. -1979. -Т.51, №5. С.349-351.

83. Майстрах Е.В. Тепловой гомеостаз. В кн.:Гомеостаз. Под ред. П.Д.Горизонтова. М.гМедицина. - 1981. - С.491 - 520.

84. Мак-Ильвейн Г. Биохимия и центральная нервная система. М.: ИЛ, 1962. -420с.

85. Маурер Г. Диск-электрофорез. М.:Мир. 1971.

86. Мейланов И.С. Исследование белков мозга при гипотермии//Биол.науки. -1977. №6. Деп. В ВИНИТИ №4192-76.

87. Мейланов И.С., Авшалумов М.В. Температурная компенсация у гомойтер-мов//Росс. Физиол.журн. 1997. - Т.83(9). - С. 102-106.

88. Мусаев Б.С. Амидные и сульфгидрильные группы белков различных фракций головного мозга при пониженной температуре тела: Автореф. дисс. канд. биол. наук. Махачкала, 1972.

89. Мчедлишвили Г.И. Спазм артерий головного мозга. Тбилиси: Мецниере-ба, 1977- 179с.

90. Неговский В.А. Оживление организма и искусственная гипотермия. М.: Медгиз, I960. - 180с.

91. Нейрохимия. Под ред. Кричевской А.А. Ростов-на-Дону: Издательство Ростовского университета, 1977. - 224с.

92. Нейрохимия. Под. ред. И.П.Ашмарина, П.В. Стукалова. М.: Институт биомедицинской химии РАМН, 1996. - 215с.

93. Николе Д. Дж. Биоэнергетика. Введение в хемиосмотическую теорию. -М.: Мир, 1985.- 192с.

94. Оке С. Основы нейрофизиологии. М.: Мир, 1969. - 448с.

95. Осташков К.В. Современные проблемы гипотермии//Физиол. журн. -1979. Т.25. С.585-592.

96. Петров М.Р., Гублер Е.В. Искусственная гипотермия. — М.: Медгиз, 1961.- 228с.

97. Преображенская В.К. Влияние температуры in vivo и in vitro на окисление и фосфорилирование в митохондриях миокарда белых крыс // Укр. биохим. жур.- 1983.-С.173-175.

98. Проссер JI. Температура. В кн.Сравнительная физиология животных. Под ред. Л. Проссера. М. Мир, 1977. - Т.2. - С.84-209.

99. Нейрохимия. Под ред. Прохоровой М.И., Л.:Изд-во ЛГУ. 1979.

100. Розенберг П.А., Бялко Н.К. Химические методы исследования биологических субстратов в профпатологии. М.: Медицина, 1969. - 82с.

101. Скулачев В.П., Маслов С.П. Роль нефосфорилирующего окисления в тер-морегуляции//Биохимия. 1960. - Т.25, вып.6. - С. 1056-1064.

102. Скулачев В.П. Трансформация энергии в биомембранах. М.: Наука, 1972.-203с.

103. Скулачев В.П. Биоэнергетика. Мембранные преобразователи энергии. -М.: Высшая школа, 1989. 271с.

104. Скулачев В.П. Энергетика биологических мембран. М: Наука, 1989. -404с.

105. Скулачев В.П. Феноптоз: запрограммированная смерть организма. // Биохимия. 1999. -Т.64, вып. 12. - С. 1679-1688.

106. Слоним А.Д. Эволюция терморегуляции. Л.: Наука, 1986. - 76с.

107. Соболев В.И. О терморегуляторном значении гормонов щитовидной железы у крыс, аклимированных к холоду // Физиол. журнал СССР им. И.М. Сеченова. 1976. - T.LXII, №5. - С.745-749.

108. Сытинский И.А. Биохимические основы действия этанола на центральную нервную систему. М.: Медицина. - 1980. - 191с.

109. Тимофеев Н.Н. Искусственный гипобиоз. М.: Медицина. - 1983. - 190с.

110. Тимофеев Н.Н., Прокопьева Л.П. Нейрохимия гипобиоза и пределы крио-резистентности организма. М.:Медицина. 1997,- 208с.

111. Хайдарлиу С.Х. Функциональная биохимия адаптации. Кишинев: Шти-инца, 1994.-272с.

112. Харакоз Д.П. О возможной физиологической роли фазового перехода «жидкое- твёрдое» в биологических мембранах//Усп. биол. Хим. 2001 -Т.41. - С.333-364.

113. Хаскин В.В. Энергетический обмен. В кн.: Экологическая физиология животных. Л.: Наука, 1981. - 4.2. - С.379-406.

114. Хватова Е.М. Роль субстратов окисления в процессе окислительного фосфорилирования митохондрий мозга при охлаждении организма и в период восстановления температуры тела // Митохондрии. Биохимия и морфология. Сб. ст. М.: Наука, 1966. - С.36-40.

115. Хватова Е.М., Городисская Г.Я., Швец Н. Функциональная активность митохондрий мозга при охлаждении организма в период восстановления температуры тела // Труды 4 Всесоюзн. конф. по биохимии нерв. Системы.- Тарту.: ТГУ. 1969. - С.667-676.

116. Хитров Н.К., Пауков B.C. Адаптация сердца к гипоксии. М.: Медицина.- 1991.-240с.

117. Хочачка П., Сомеро Дж. Стратегия биохимической адаптации. М.: Мир, 1977.-398с.

118. Хочачка П., Сомеро Дж. Биохимическая адаптация. М.: Мир, 1988. -568с.

119. Хухо Ф. Нейрохимия. Основы и принципы. М.: Мир, 1990. - 384с.

120. Черногузов В.М. // Вестн. Белорус, у-та. Сер. 11. 1969, №2. - С.48-53.

121. Шепелев А.П., Алимова Е.К. Зависимость изменения обмена жирных кислот липидов головного мозга собак от глубины острой гипотермии. В кн.: 7-ая Всесоюзная нейрохимическая конф. Тезисы. М., 1977.

122. Шепелев А.П., Юфит П.М. Состояние процессов перекисного окисления липидов и системы антиокислителей в динамике острой экспериментальной гипотермии // Изв. Сев.-Кав. науч. центра высшей школы. Естеств. науки. 1974, №3. - С.34-38.

123. Шмидт-Ниельсен К. Физиология животных. Приспособление и среда. -М.: Мир, 1982.-Т.1.-414с.

124. Штарк М.В. Мозг зимнеспящих. Новосибирск: Наука, 1970. - 199с.

125. Шугалей B.C. Молекулярные основы устойчивости зимнеспящих животных к неблагоприятным условиям среды. В сб.:Эколого-физиологические характеристики природных гипометаболических состояний. 1992. - Пущине. - С.70-73.

126. Шумаков В.И., Штенгольд Е.Ш., Онищенко Н.А. Консервация органов. Под ред. Б.В.Покровского. М.:Мир, 1975. - 250с.

127. Шустер Г. Детерминированный хаос. М.: Мир, 1988.

128. Эмирбеков Э.З. Азотистый метаболизм мозга при гипотермии и зимней спячке. Махачкала: Дагучпедгиз, 1969. - 136с.

129. Эмирбеков Э.З., Мусаев Б.С. Содержание общего белка и сульфгидриль-ных групп в водорастворимой фракции мозга сусликов при гипотермии. В кн.: Вопросы биохимии нервной системы. Махачкала, 1973. - вып.2. -С.16-18.

130. Эмирбеков Э.З., Мукаилов М.И., Исмаилов И.А. В кн.: Вопросы биохимии нервной системы. Махачкала, 1973. - вып.2. - С. 11-15.

131. Эмирбеков Э.З., Мейланов И.С., Львова С.П., Кличханов Н.К., Нурмаго-медова П.М., Мусаев Б.С., Халилов Р.А. Клеточные мембраны при зимней спячке. // Вестник ДГУ. Естест. науки. 1995. - С.47-69.

132. Эмирбеков Э.З., Османова P.P. Влияние пролонгированной гипотермии на азотистый метаболизм мозга незимоспящих и зимоспящих животных. Деп.ВИНИТИ.№>3816-76 (78), 1976.

133. Эмирбеков Э.З., Абдуллаев Р.А. В кн.: Метаболизм белков нервной системы. Тез. Всесоюзн.симп. Днепропетровск, 1978 - С.39-41.

134. Эмирбеков Э.З., Львова С.П. Механизмы биохимических изменений при низких температурах тела. Ростов-на-Дону: РГУ, 1985. - 80с.

135. Abel Т., Lattal К.М. Molecular mechanisms of memory acqusition, consolidation and retrieval//Current Opinion in Neurobiol. 2001. - V.l 1. - P.180-187.

136. Adolph E.F. Effects of low body temperature on tissue oxygen utilization//The physiology of induced hypothermia. National Academy of Sciences National Research Council. W., D.C. Proceeding of a Symposium. 1956. - P.8-25

137. Agranoff B.W., Hajra A.K. Lipids. In: Basic Neurochemistry. G. Siegel, B. Agranoff R.W., Albers P.B., Malinoff eds. Raven Press N.Y. 1994. P.97-116.

138. Agrawai H.C., Davis J.M., Himwich W.A. Postnatal changes in free amino acid pool of rat brain//J.Neurochem. -1966- V.13. P.607-615.

139. Alloie R.S., Auger H.L., Orr G.R., Raison I.K. A crystal role for membranes in hibernation. // Living in the cold: Physiological and biochemical adaptations. H.C. helles et al. (eds.) N.Y.: Elsevier. - 1986. - P.5714-5719.

140. Ames III A. CNS energy metabolism as related to function//Brain Res.Rev. -2000. -V.34. P.42-68.v v

141. Anjus R.K., Dzakula Z., Marjanovic M., Zidanovic D. Kinetic properties of the enzyme-substrate system: a basis for immediate temperature compensa-tion.//J.Theor.Biol. 2002. - V.217. - P.33-46.

142. Anjus R.K., Lovelock J,E., Smith A.U. Resuscitation and recovery of hypothermic supercooled and frozen mammals.In: The Physiology of induced hypothermia. Natl.Acad.Sci.- Natl.Res.Counc. W. D.C. 1956. - P.125-145.

143. Artru A.A., Steen P.A., Michenfelder J.D. y-Hydroxybutyrate: cerebral, metabolic, vascular, and protective effects//J.Neurochem. 1980.-V.35.№5-P.l 114-1119.

144. Avshalumov M.V., Chen B.T., M.E. Rice Mechnisms underlying H2O2 mediated inhibition of synaptic transmission in rat hippocampal slices.//Brain Res-2000.-V.882.-86094.

145. Azzam N.A., Hallenbeck I.M., Kachar B. Membrane changes during hibernation // Nature. 2000. -V.407. - P.317-318

146. Babcock D.F., Herrington J., Park Y-B., Hille B. Mitochondrial participation in the intracellular Ca2+ network // J. Cell Biol.-1997.-V.136.-P.833-843

147. Babcock D.F., Hille B. Mitochondrial oversight of cellular Ca2+ signaling // Curr. Opin. Neurobiol.-1998.-V.8 P.398-404.

148. Bachrach U., Wang Y-C, Tabib A. Polyamines: new cues in cellular signal transduction//News Physiol. Sci. 2001. - V.16. - P.106-109.

149. Balazs R., Cremer J.E. Metabolic compartmentation in the brain: summarising remarrks. In: Metabolic Compartmentation in the Brain. Balazs R. and Cremer J.E. eds. N.Y. 1973. - P.361-368.

150. Bartolucci C., Perola E., Cellai L., Brufani M., Zamba D. «Back door» opening implied by the crystal structure of a carboy lated acetylcholi-nesterase//Biochemistry. 1999. - V.38. - P.5714-5719.

151. Batandier C., Leverve X., Fontain E. Opening of the mitochondrial permeability transition pore induces reactive oxygen species production at the level of the respiratory chain complex I//J.Biol.Chem. 2004.

152. Baukrowitz t., Tucker S.J., Schulte U., Benndorf K., Ruppersberg J.P., Falker B. Inward rectification in Katp channels: a pH switch in the pore.//EMBO Journal. 1999. - V. 18(4). - P.847-853.

153. Bedard C, Kroger H., A. Destexhe Modeling extracellular field potentials and frequency-filtering properties of extracellular space//Biophys.J. 2004. - V.86. -P. 1829-1842.

154. Bechtold D.A., Rush S.J., Brown I.R. Localization of the heat-shock protein to the synapse followoing hyperthermic stress in the brain//J.Neurochem. 2000. -V.74.-P.641-646.I

155. Becker G.L., Fuskum G., Leninger A.L. Regulation of free Ca by liver mitochondria and endoplasmic reticulum. // J. Biol. Chem. 1980. - V.245. -P.9009-9012.

156. Belke D.D., Wang L.C.H., Lopaschuk G.D. Effects of hypothermia on energy metabolism in rat and Richardson's ground squirrel hearts //J.Appl.Physiol. -1997. V.82, №4. — P.1210—1218

157. Benita M., Conde H. Effects of local cooling upon conduction and synaptic transmission // Brain Res. 1972.-V.36.-P. 133-151.

158. Benuck M., Lajhta A. Aminotransferase activity in brain.//Internatl.Rev.Neurobiol. 1975. - V.17. - P.85-129.

159. Benveniste M., Mayer M.L. Multiple effects of spermine on N-methyl-D-aspartic acid receptor responses of rat cultured hippocampal neu-rons.//J.Physiol 1993. -M.464. -P.131-163.

160. Bergles D.E., Diamond J.S., Jahr C.E. Clearance of glutamate inside the synapse and beyond.//Current Opinion In Neurobiol. 1999. - V.9. - P.293-298.

161. Bering E.A., Avman N. The use of hypertonic urea solutions in hypothermia // J. Neurosurg. 1960. - V. 17. - P. 1073-1082.

162. Berl S., Clarke D.D. Compartmentation of amino acid metabolism. In.Handbook of Neurochemistiy. 1969. - V.2. - P.447-472.

163. Bertram R., Smith G.D., Sherman A. Modeling Study of the effects of overlapping Ca++-microdomains on neurotransmitter release // Biophys. J.-1999.-V.76. -P735-750.

164. Beutner G., Ruck A., Riede В., Welte W., Brdiczka D. Complexes between kinases, mitochondrial porin and adenylate translocator in rat brain resemble the permeability transition pore // FEBS Lett.-1996.-V.396.-P. 189-195

165. Bialek W., Rieke F., de Ruyter van Strevenick, Warland D. Reading a Neural Code.//Science. 1991. V.252.-P.1851-1854.

166. Bishayee S., Balasubramanian A.S. Lipid peroxide formation in the rat brain//J.Neurochem. 1971. - V. 18. - P.909-913.

167. Bittner M., Holz R. A temperature-sensitive step in exocytosis//J.Biol.Chem. -1992. V.267.№23. -P. 16226-16229.

168. Blair E. Clinical hypothermia. McGrow-Hill. 1964.

169. Blanco C., Mercer R.W. Isozymes of Na,K-ATPase-.heterogeneity in structure diversity in fiinction//Am.J.Physiol.(Renal Physiol.) 1998. - V.275. - P.F633-F650.

170. Bloj В., Gola M., Morero K.D., Faios R.N. Heterogeneous effect of dietary cholesteol on acetylcholinesterase and ATPases of rat erythrocytes: Arrenius plots //J. of Nutrition. 1979. - V. 109, №1. - P.63-69.

171. Borle A.B. Control, modulation and regulation of cell calcium//Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 1981. - V.90. - P. 13-153.

172. Buck L.T., Hochachka P.W. Anoxic suppression of Na+-K+-ATPase and constant membrane potential in hepatocytes: support for channel ar-rest.//Am.J.Physiol. 1993. - V.265(5). - P.1020-1025.

173. Budnick В., McKeown K.L., Wiederholt W.C. Hypothermia induced changes in rat short latency somatosensory evoked potentials/ZElectroenceph. and Neuro-phys. 1981. V.51.P. 19-31.

174. Bygrave F.L. Mitochondrial Calcium Transport//Curr. Top. Bioenerg-1977-V.6.-P.259-318

175. Cadet J. L., Brannock C. Free radicals and the pathobiology of brain dopamine systems//Neurochemistry (Intl.). 1998. - vol. 32, № 2. - P. 117-131.

176. Cairns C.B., Walther J., Harken A.H., Banerjee A. Mitochondrial oxidative phosphorylation thermodynamic efficiencies reflect physiological organ roles //Am.J.Physiol. 1998. - V.274 (Regulatory Integrative Сотр. Physiol.43). -P.R1376-R1383

177. Callister R.J., Sah P. The removal of acetylcholine by diffusion at nicotinic synapses in the rat otic ganglion//J.Physiol. (Lond.). 1997. - V.505(Pt 1). -P. 165-175.

178. Canevari L,Console A., Tendi E. et al. Effect of postischaemic hypothermia on the mitochondrial damage induced by ischaemia and reperfusion in the gerbil// Brain Res.- 1999.- V.817. P.241-245

179. Carey H., Andrews M.T., Martin S.L. Mammalian hibernation:Cellular and Molecular Responses to Depressed Metabolism and Low Tempera-ture//Physiol.Rev. 2003. - V.83. - P.l 153 - 1181.

180. Carmignoto G. Reciprocal communication system between astrosytes and neu-rons//Progress in Neurobiol. 2000. - V.62. - P.561-581.

181. Ceasar К., Thomsen К., Lauritzen M. Dissociation of spikes, synaptic activity, and blood flow by tonic synaptic inhibition//ProcNatl.Sci.USA 2003. -VI 00(26). - P. 16000-16005.

182. Chambers S., Nicholls D.G. The relationship between free and total calcium concentrations in the matrix of liver and brain mitochondria//J.Biol.Chem. -2003. V.278(21). - P. 19062-19070.

183. Charpak S., Audinat E. Cardiac arrest in rodents: Maximal duration compatible with a recovery of neuronal activity//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1998 - V.95. -P.4748-4753.

184. Chen В., Avshalumov M., Rice M. H2C>2 is a novel, endogenous modulator of synaptic dopamine release//J. Neurophysiol. 2001. - V.85. - P.2468-2476.

185. Chen В., Avshalumov M., Rice M.E. Dopamine release by endogenous H202susceptibility in substancia nigra but resistance in VTA//J.Neurophysiol. -2002. -V.87.-P.1135-1158.

186. Chen C-H, Gray M.o., Mochly-Rosen D. Cardioprotection from ischemia by brief exposure to physiological levels of ethanol: Role of epsilon protein kinase C//Pros.Natl.Acad.Sci.USA 1999. - V.96. - P. 12784-12789.

187. Clarke D.D., Sokoloff L. Circulation and energy metabolism of the brain In: Basic Neurochemistry. Siegel G. et al. eds. Raven Press 1994. - P. 645-680.

188. Clements J.D. Transmitter timecourse in the synaptic cleft: its role in central synaptic function.//Trends Neurosci. 1996. - V.19(5). - P.163-171.

189. Cooper A.J.L., Plum F. Biochemistry and physiology of brain ammo-nia//Physiol.Rev. 1987.- V.67(2). - P.440^64.

190. Collewijin H., Schade J.P. Cerebral impedance in hypothermia//Arch.Int.Physiol.Biochem. 1962. - V.72. - P. 181-193.

191. Crill W. Persistent sodium current in mammalian central neu-rons//Ann.Rev.Physiol. 1996. - V.58. - P.349-362.

192. Crompton M. The mitochondrial permeability transition pore and its role in cell deth//Biochem.J. 1999. - V.341. - P.233-249.2УУ

193. Cullen K.E., Sarge K.D. Characterization of hypothermia-induced cellular response in mouse tissues//J.Biol.Chem. 1997. -V.272.№3. P. 1742-1746.

194. Damadian R., Zaner К., Hor D. et al. Nuclear magnetic resonance as a new tool in cancer research: human tumors by NMR. // Annal. N.Y. Acad. Sci. 1973. -V.222. - P.1040.

195. Das В., Sarkar C. Cardiomyocyte mitochondrial Katp channels participate in antiarrythmic and antiinfarct effects of Katp activators during ischemia and reperfusion in an intact anesthetized rabbit model//Pol.J.Pharmacol. 2003. -V.55. - P.771-786.

196. De Angelis C., Haupert G.T. Hypoxia triggers release of an endogenous inhibitor of Na+, K+-ATPase from midbrain and adrenal//Am.J.Physiol. 1998. V.274. - P.F182-F188.

197. Del Negro C., Wilson C., Butero R., Rigatto H., Smith J. Periodicity, mixed-mode oscillations, quasiperiodicity in a rhythm-generating neural net-work//Biophys.J. 2002. - V.82. - P.206-214.

198. Deboer Т., Tobler I. Temperature dependence of EEG frequencies during natural hypothermia//Brain Res. 1955. - V.670. - P. 153-156.

199. Deboer T. Brain temperature dependent changes in the electroencephalogram power spectrum of humans and animals//J.Sleep Res. 1998. - V.7. - P.254 -262.

200. Deboer T. Electroencephalogram theta frequency changes parallel with euthermic brain temperature//Brain Res. 2002. - V.930. - P.212-215.

201. Dennis S.C., Clark J.B. The pathway of glutamate metabolism in rat brain mitochondria// Biochem. J.- 1977.-V.168. P. 521-527

202. Diegel J.C., Pintar M.M. Brief communication:A possible improvement in theresolution of proton spin relaxation for the study of cancer at low fre-quency//J.Natl.Cancer Inst. 1975. - V.55. - P.725 -731.

203. Dingledine R. and McBain C.J. Glutamate and Aspartate. In: Basic Neuro-chemistry. Siegel G et al. eds. -Raven Press. 1999. - Chapter 15.

204. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell func-tion//Physiol.Rev. 2002. - V.82. - P.47-95.

205. Dufour S., Rousse N.,Canioni P., et al. Top-down control analysis of temperature effect on oxidative phosphorylation // Biochem. J.- 1996 V.314. P. 743751

206. Echtay K.S., Roussel D., St-Pierre J., Jekabson M., Cadenas S., Stuart J., Harper J., Roebuck S., Morrison A., Pickering S., Clapham J., Drand M.D. Superoxide activates mitochondrial uncoupling proteins//Nature. 2002. - V.415. -P.96-99.

207. Ellman G.L., Courtney K.D., Andres V., Featherstone R.M. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity//Biochem.Pharmacol.- 1961.-V.7.- P.88-93.

208. Erecinska M., Thoresen M., Silver I. A. Effects of hypothermia on energy metabolism in mammalian central nervous system.//J.Cereb. Blood Flow & Metab.- 2003.-V.23.-P.513-530.

209. Erecinska M., Silver I.A. Tissue oxygen and brain sensitivity to hy-poxia.//Respiration Physiology. 2001. - P.263-276.

210. Farber I.L. The role of calcium in the cell death//Life Sci.-1981.-V.29, №13.-P. 1285-1289

211. Fasshauer D., Antonin W., Subramaniam V., Jahn R. SNARE assembly and disassembly exhibit a pronounced hysteresis//Nature Structural Biology. -2002.- V.9(2).-P. 144-151.

212. Feldmeyr D., Cull-Candy S. Temperature dependence of NMDA receptor channel conductance levels in outside out pathes from isolated cerebellar granule cells of the rat//J.Neurophysiol. - 1993. - V.459. - P.284P.

213. Frenkel E.S., Roelofsen В., Brodbeck B. Lipid-protein interaction in human erythrocyte-membrane acetylcholinesterase // Biochem. 1980. - V.104, №2. -P.377-382.

214. Fuhrman F.A. Oxygen consumption of mammalian tissues at reduced temperatures // The physiology of induced hypothermia. National Academy of Sciences

215. National Research Council. W., D.C. Proceeding of a Symposium. 1956. - P. 50-51.

216. Gerbi A., Debray M., Maixent J.M., Chanez C., Bourre J.M. Heterogeneous Na+,K+-ATPase isozymes in whole brain membranes//J.Neurochem. 1993. -V.60. - P.246-252.

217. Glitsh H.G. Electrophysiology of the Sodium-Potassium ATPase in cardiac cells//Physiol.Rev. -2001. - V.81(4). -P.1791-1826.

218. Globus M., Alonso O., Dietrich W.D., Busto R., Ginsberg M.D. Glutamate release and free radical production following brain injury: Effects of posttraumatic hypothermia//J.Neurochem. 1995.- V.65(4). - P. 1704-1711.

219. Gloor S.M., Watchel M., Bolliger M.F., Ishihara H., Landmann R., Frei K. Molecular and cellular permeability control at the blood-brain barrier.//Brain Res.Review. 2001. - V.36. - P.258-264.

220. Godfrey S., Kuhlenschmidt Т., Curthoys N.P. Correlation between activation and dimer formation of rat renal phosphate dependent glutami-nase//J.Biol,Chem. - 1977. - V.252(6). - P. 1927-1931.

221. Gramsbergen J.B., Leegsma-Vogt G., Venema K., Noraberg J., Korf J. Quantitative on line monitoring of hippocampus glucose and lactate metabolism in organotypic cultures using biosensor technology//J.Neurochem. - 2003. - V.85. - P.399^408.

222. Grisaru D., Sternfeld M., Eldor A., Glick D., Soreq H. Structural roles of acetylcholinesterase variants in biology and pathology//Eur.J. Biochem. 1999. -V.264. - 3672-3686.

223. Gunter Т.Е., Pfeiffer D.R. Mechanism by which calcium mitochondria transport // Am. J. Physiol.-1990.-V.258, №5.-Pt. 1 .-P.C755-C786

224. Guo-Feng Tian and A.J.Baker Glycolisis prevents anoxia-induced synaptic transmission damage in rat slices//J.Neurophysiol. 2000. - V.83 - P. 18301839.

225. Hagerdal M., Harp I., Siesjo B.K. Effect of hypothermia upon organic phosphates glycolytic metabolites, citric acid cycle intermediates and associated amino acids in rat cerebral cortex //J.Neurochem. -1975. № 24. - P. 743-748.

226. Hagerdal M., Harp I., Niesson L., Siesjo B.K. Effect of induced hypothermia upon oxygen consumption in the rat brain//J.Neurochem. 1975. - V.24. -P.311-316.

227. Hajos F. An improved method for preparation of synaptosomal fractions of bright purity//Brain Res. 1979. - V.93. №3. - P.485-489.

228. Hassel В., Boldingh K.A., Narvesen C., Iversen E.G., Skrede K.K. Glutamate transport, glutamine synthase and phosphate-activated glutaminase in rat CNS white matter. A quantitative study//J.Neurochem. 2003. - V.87. - P.230-237.

229. Haussinger D., Lang F., Bauers K., Gerok W. Interactions between glutamine metabolism and cell volume regulation in perfused rat liver//Eur.J.Biochem. -1990. V.188. - P.689-695.

230. Head S.D. Temperature and end-plate currents in rat diaphragm//J.Physiol.-1983.- V.334. P.441-459.

231. Hellstrand P., Gomez M., Nilsson B.-O., Nordstrom L., Sward K. Actions of polyamines on contraction in smooth muscle//Biophys.J. 1994. - V.66,№2. Pt.2-P.98.

232. Hensel H. Thermoreception and temperature regulation. London: Acad. Press. - 1981.-32 lp.

233. Hensley K., Robinson K.A., Gabbita P., Salsman S., Floyd R.A. Reactive oxygen species, cell signaling, and cell injury .//Free Radical Biol. & Medicine. -2000. V.28,№10. - P. 1456-1462.

234. Hewer A.J.H. Hypothermia for neurosurgery. In: International anesthesiology clinics. Brown & Co. 1964. - P. 919-939.

235. Hochachka P.W. Defense strategies against hypoxia and hypothermia// Science.- 1986.-V.231. №4735.- P.234-241.

236. Hochachka P.W. Intracellular convection, homeostasis and metabolic regula-tion//J.Exp.Biol. 2003. - V.206. - P.2001-2009.

237. Hochachka P.W. The metabolic implications of intracellular circula-tion//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1999. - V.96(22). - P.12233-12239.

238. Hochachka P.W. Unifying theory of hypoxia tolerance: molecular/metabolic defense and rescue mechanisms for surviving oxygen lack// Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 1996. V.93. - P.9493-9498.

239. Hodgkin A.L., Keynes R.D. J.Physiol. 1955, - V. 128. - P.61-88.

240. Hoge D.R., Atkinson J., Gill B. et al. Linear coupling between cerebral blood flow and oxygen consumption in activated human cortex // Proc. Natl. Acad. Sci. -1999.-V.96.- P.9403-9408.

241. Huang C-J, Moczydlowski E. Cytoplasmic polyamines as permeant blockers and modulators of the voltage-gated sodium channeI.//Biophys.J. 2001. -V.80.-P.l262-1279.

242. Huang E.P. Synaptic transmission: Spillover at central synapses//Current Biol. 1998. - V.8. - P.R613-R615.

243. Ilangumaran S., Hoessli D. // Biochem.J. 1998. - V.335. - P.433-440.

244. Imlay J.A., Fridowich I. Assay of metabolic superoxide production in Escherichia coli//J. Biol.Chem. 1991. - V.266, №11.- P.6957-6965.

245. Inagaki N. Gonoi T. et al. Reconstitution of Ikatp -An inward recrifier subunit plus the sulphonilurea receptor.//Science. 1995. - V.270. - P.l 166-1170.

246. Jacobs H.K., South F.E. Effects of temperature on cardiac transmembrane potentials in hibernation//Am.J.Physiol. 1976. - V.230. - P.403- 406.

247. Jacobs M.H. The measurement of cell permeability with particular reference to the erythrocyte. In: Modern trends in Physiology and Biochemistry. Academic Press. 1952.-P. 149.

248. Jahnig F., Bramhall J. The origin of a break in Arrhenius plots of membrane processes//Biochem. et Biophys. Acta. 1982. - V.690. - P.310-313.

249. Jensen J.R., Lynch G., Baudry M. Polyamines Stimulate Mitochondrial Calcium Transport in Rat Brain. // J. Neurochem. 1987. - V.48, №3. - P.765-772.

250. Jiang C., Haddard G.G. Oxygen modulates K+ channel activity via a mem-branedelimited mechanism in neurons//Biophys.J. 1994.- V.66,2,Pt.2. - P.208.

251. Jin Q., Bethke C.M. Kinetics of electron transfer through the respiratory chain.//Biophys.J. 2002. - V.83. - P. 1797-1808.

252. John R. Recycling of synaptic vesicle membrane within nerve terminals//Brain Res. Bulletin. 1999. - V.50 (5/6). - P.313-314.

253. Joseph S.K., Coll K.E., Cooper R.H., Marks J.S., Williamson J.R. Mechanisms underlying Calcium Homeostasis in Isolated Hepatocytes//J. Biol. Chem.-1983.-V.258, №2.-P.731-741

254. Joyner R.W. Temperature effects on neuronal elements//Fed. Proc. 1981. -V. 40, № 14.-P. 2818-2828.

255. Kanamori K., Ross B.D. In vivo activity of glutaminase in the brain of hy-perammonaemic rats measured by l5N nuclear magnetic resonance//Biochem.J. 1995.- V.305.№2. - P.329-336.

256. Kaplan J.H. Biochemistry of Na,K-ATPase//Ann.Rev.Biochem. 2002. -V.71. - P.511-535.

257. Kataoka K., Yanase H. Mild hypothermia a revived countermeasure against ischemic neuronal damages // Neurosci. Res.-1998.-V.32. P. 103-117

258. Kayser Ch. The physiology of natural hibernation. Pergamon press. 1961. -P. 131-142.

259. Kedem O., Kaplan S.R. Degree of coupling and its relation to efficiency of energy conversion//Trans.Far.Soc. 1965. - V.61(513). - P.1897-1911.

260. Keen P., White T. A light scattering technique for the study of the permeability of rat brain synaptosomes in vitro//J.Neurochem. 1970. - V. 17. - P.565-571.

261. Keen P., White T. The permeability of pinched-off nerve endings to sodium, potassium, and chloride and the effects of gramicidin//J .Neurochem. 1971. -V.18. - P.1097-1103.

262. Ketteumann H., Sykova E., Orcand R. K. Glial potassium uptake following depletion by intracellular ionophoresis//Pflugers Arch. 1987 - V. 410. - № У г -P. 1-6.

263. Kirino T. Ischemic tolerance//J.Cereb. Blood flow & Metab. 2002. -V.22. -1283-1296.

264. Kleeman C.R., Davson H., Levin E. Urea transport in the central nervous sys-tem//Amer. J. Physiol. 1962. - V. 203. - P. 739-747.

265. Kleinle J., Vogt K., Luscher H-R., Muller L., Senn W., Wyler K., Streit J. Transmitter concentration profiles in the synaptic cleft: An analytical model for release and difftision//Biophys.J. 1996. - V.71(5). - P.2413-2426.

266. Koch A.L. Some calculations on the turbidity of mitochondria and bacte-ria//Biochim.Biophys.Acta. 1961. - V.51. - P.429-441.

267. Koenig S.H., Brown R.D. Anomalous relaxation of water protons in solutions of copper-containing proteins//Ann.N.J.Acad.Sci. 1973. - V.222. - P.752- 757.

268. Koizumi S., Fujishita K., Tsuda M., Shigemoto-Mogami Y., Inoue К Dynamic inhibition of exitatory synaptic transmission by astrocyte-derived ATP in hippo-campal cultures//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 2003. - V. 100(19). - P. 1102311028.

269. Konikova A.S., Vinarskaya A.L., Nikulin V.V., Petuchova L.M., Protein degradation to low-molecular compounds after death and during reanima-tion//Virchows Archiv B. 1975. - V.18. - P.347-351.

270. Kondrashova M.N., Doliba N.M. Polarographic observation of substrate-level phosphorylation and its stimulation by acetylcholine//FEB. -1989. V.243, №2. -P. 153-155

271. Korge P. Honda H.M., Weiss J.N. Protection of cardiac mitochondria by dia-zoxide and protein kinase C: Implications for ischemic precondition-ing.//Pnas.Natl.ACAD.Sci.USA 2002. - V.99(5). - P.3312-3317.

272. Kovacevic Z., Day S.H., Collett V., Brosnan J.T., Brosnan M.E. Activation of hepatic glutaminase by spermine//Biochem.J. 1995. - V.305. - P.837-841.

273. Kroigaard M., Thams P., Thorn N.A. Polyamines in nerve terminals and secretory granules isolated from neurohypophysis.//Acta physiol. Scand. -1992-V.146,№2. P.233-240.

274. Kroner H. Spermin. Anather Specific Allosteric Activator of Calcium Uptake in Rat Liver Mitochondria// Arch of Biochem. 1988. - V.267, №1. - P.205-210.

275. Kullmann D.M., Aszetely F. Extrasynaptic glutamate spillover in hippocampus: evidence and implications//Trends Neurosci. 1998. - V21(l). - P.8-14.

276. Kvamme E. Regulation of glutaminase and its possible implication for GAB A metabolism In.GABA-Biochemistry and CNS functions. Mandel P., De Fendis F. eds. N.Y.Plenum Press. 1979. P.l 11-138.

277. Kvamme E., I.A.Torgner, Roberg B. Evidence that pig renal phosphate-activated glutaminase has a functionally predominant external localization in inner mitochondrial membrane.//J.Biol.Chem. 1991. - V266(20). - P.13185-13192.

278. Kvamme E., Torgner I.A., Roberg B. Kinetics and localization of brain phosphate activated glutaminase//J.Neurosci.Res. 2001. - V.66. - P.951-958.

279. Kvamme E.,Tveit B.,Svenneby G. Glutaminase from pig renal cor-tex:I.Purification and general properties//J.Biol.Chem. 1970. - V.245 -.P. 1871—1877.

280. Lasza Z., Snipes J.A., Kis В., Szabo C., Grover G., Bussija D.W. Investigation of the subunit composition and the pharmacology of the mitochondrial ATP-dependent K+ channel in the brain//Brain Res. 2003. - V.994. - P.27-36.

281. Lee Т.—F., Westly J., Wang L.C.H. Effects of hetastarch and mannitol on prolonging survival in stable hypothermia in rats//Am.J. Physiol. 2000. - V.278. -P.R1040-1047.

282. Lensen S., Minister W., Rustenbeck I. Dual effect of spermin on mitochondrial Ca2+ transport. // Biochem. J. 1992. - V.79. - P.907-908.

283. Lewis D. V., Schuette W.H. Temperature dependence of potassium clearance in the central nervous system//Brain Res. 1975. - V.99. - P. 175 -178.

284. Little D.M. Hypothermia // Anestesiology. 1959. - V.20, №6. - P. 842-877.

285. Lourie H., Willy J., O'Leary J.L. Effect of hypothermia upon vital staining of the brain//J.Nervous and mental Disease. 1960. - V.130(l). -P.l-5.

286. Lowry O.H. Energy metabolism and its control. In.Brain work.The coupling of function, metabolism and blood flow in the brain. Proceedings of the Alfred Benzon Symposium VIII. Copenhagen. D.H.Ingvar and N.A.Lassen eds. 1975. -P.48-53.

287. Lutz P. Mechanisms for anoxic survival in the vertebrate brain//Annu. Rev. Physiol. 1992. - P.601-618.

288. Lyman C. P. Why Bother to Hibernate? In book: Hibernation and Torpor in Mammals and Birds. Lyman C.P. et al. edit. N.Y.: Academic Press, 1982. P.l-11.

289. Lynch R., Balaban R. Coupling of aerobic glycolisis and Na+,K+-ATPase in renal cell line MDCK//Am.J.Physiol. 1987. - V.253. - P.C269-C276.

290. Macknight A.D., Leaf A. Regulation of cellular volume//Physiol.Rev. 1977. - V.57(3). -P.510-573.

291. Makarenko V., Llinas R. Experimentally determined chaotic phase synchronization in a neuronal system//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1998. - V.95. -P. 15747-15752.

292. Marder E. From biophysics to models of network function// Annu. Rev. Neuro-sci.- 1998.-V.21.-P.25-45.

293. Massopust L. C., Alsin M.S., Barnes A.W., Meder R., Kretchmer H.W. Cortical and subcortical responses to hypothermia// Exp. Neurology. 1964. - V. 9. -P. 249-261.

294. Massopust L.C., Wolin L.R. Evoked potentials brom the visual system in hypothermia. Hibernators and nonhibernators//Exp. Neurol.-1966.-V.14 P.134-143.

295. Massopust L.C., Wolin L.R., White R., Kadoya S., Taslitz N. Electroencepha-lographic characteristics of brain cooling and rewarming in mon-key//Exp.Neurolog. 1970. - V.26. - P.518-526.

296. May S., Harries D., Ben-Shaul A. Lipid demixing and protein-protein interactions in the adsorption of charged proteins on mixed membranes//Biophys.J. -2000.-V.79.-P. 1747-1760.

297. McCormack J.G. The effect of spermin on calcium transport in rat heart and liver mitochondria as assessed using the intramitochondrial calcium-sensitive dehydrogenases//Biochem. Soc. Trans.-1987.-V.15, №5.-P.830-831

298. McCormack J.G., Halestrap A.P., Denton R.M. Role of calcium ions in the regulation of mammalian intramitochondrial metabolism//Physiol. Rev—1990.-V.70.-P.391-425.

299. McCulloch J., Savaki H., Jehle J., Sokoloff L. Local cerebral glucose utilization in hypothermic and hyperthermic rats//J.Neurochem. 1982. - V.39. -P.255-258.

300. McCully J.D., Levitsky S. Mitochondrial ATP-sensitive potassium channels in surgical cardioprotection//Arch.Biochem.Biophys. 2003. - V.420. - P.237-245.

301. McKenna M.C., Tildon T.J., Stevenson HJ., Xueli Huang New insights into compartmentation of glutamate and glutamine in cultured rat brain astro-sytes//Dev.Neurosci. -1996.-VA8. №5-6. -P.380-390.

302. Mendler K., Reulen H., Brendel W. Cold swelling and energy metabolism in the hypothermic brain of rats and dogs. InrHibernation and Hypothermia. South et al. eds. Elsevier. 1972. - P. 167-190.

303. Menton K., Markham A., Pullen R. The effect of spermine on manganese homeostasis in rat brain mitochondria//J.Physiol.Proc. 1995, - №482. - P.32-33.

304. Mihailovic L.J.T. Cortical and subcortical electrical activity in hibernation and hypothermia. In: Hibernation and Hypothermia. Perspectives and Challenges. South et al. eds. Elsevier. -1972. - P.487-534.

305. Mingming Mao, Mukherjee S., Maxfield F. Cholesterol depletion induced large scale domain segregation in living cell membranes/VProc.Natl.Acad.Sci.US 2001. - V.98(23). -P.13072-13077.

306. Mishra O.P., Delivoria-Papadopoulos M. Cellular mechanisms of hypoxic injury in the developing brain//Brain Res. Bull. 1998. - V.48(3). - P.233-238.

307. Mitchell P. A chemiosmotic hypothesis for the mechanism of oxidative and photosynthetic phosphorylation // Nature.-I961.-V.191.-P.144-148.

308. Mochizuki Oda N., Takeuchi Y., Matsumura K., Oozawa Y., Watanabe Y.1. У ,

309. Hypoxia-induced catecholamine release and intracellular Ca increase via sup-presion of K+ channels in cultured rat adrenal chromaffin celIs//J.Neurochem. -1997. V.69. - P.377-387.

310. Murphy A.N., Keller J.K., Fiskum G. Submicromolar Ca Regulates Phos-phorilating Respiration by Normal Rat Liver and AS-SOD Hepatoma Mitochondria by Different Mechanisms. // J. Biol. Chem. 1990. - V.265, №18. -P.10527-10534.

311. Nelson D., Rumsey W., Eresinska M. Glutamine catabolism by heart musle: Regulation of phosphate activated glutaminase by ATP, citrate, and chlo-ride.//Arch.Biochem.and Biophys. - 1994.- V.314.№2. - P.376-383.

312. Nicchitta C.V., Williamson J.R. Spermin. A regulator of mitochondrial calcium cycling. //J. Biol. Chem. 1984. - V.259, №21. - P. 12978-12983.

313. Nicholls D.G. The regulation of extramitochondrial free calcium ion concentration by rat liver mitochondria//Biochem. J.-1978.-V. 176.-P.463-474

314. Nicholls D.G., Budd S. Mitochondria and neuronal survival//Physiol.Rev. -2000. V.80(l). - P.315-360.

315. Nicolls D.G., Ward M.W. Mitochondrial membrane potential and neuronal glu-tamate exitotoxicity: mortality and millivolts.//Trends in Neurosci. 2000. -V.23(4).- 166-174.

316. Niu X.W., Meech R.W. Spermine inhibition of KATp channel activity in guinea -pig ventricular myocytes.//J.Physiol.Proc. 1997. - V.504. - P.48.

317. Oka A., Beliveau M.J., Rosenberg P.A., Volpe J.J. Vulnerability of oligoden-droglia to glutamate: pharmacology, mechanisms, and prevention//J.Neurosci. -1993 V.13. - P.1441-1453.

318. Ottersen O.P., Zhang N., Walberg F. Metabolic compartmentation of glutamate and glutamine. Morphological evidence obtained by quantative immunochemis-try in rat cerebellum // Neuroscience. 1992. - V.46 (3). - P.519-534.

319. Pang Y.P., Quizam P., Jelock Т., Hang F., Brimijoin S. Highly potent selective and low cost bis-tetrohydroaminocrine inhibition of acetylcholinesterase // J. of Biol. Chem. 1996. - V.241, №39. - P.23646-23649.

320. Pellerin L., Magistretti P.J. Excitatory amino acids stimulate aerobic glycolysis in astrocytes via an activation of the Na+/K+ATPase//Develop.Neurosci. -1996. -V.18, №5-6.-P.336-342

321. Plesnila N., Muller E., Guretzki S., Ringel F., Staub F., Baethmann A. Effect of hypothermia on the volume of rat glial cells//J.Neurophysiol. 2000. -V.523.1 - P.155-162.

322. Polla B.S., Kantengawa S., Francois D. et al. Mitochondria are selective targets for the protective effects of heat shock against oxidative injury//Proc. Natl. Acad. Sci. 1996. - V.93. - P.6458-6463.

323. Popov V.I., Bocharova L.S. Hibernation-induced structural changes in synaptic contacts between mossy fibers and hippocampal pyramidal neu-rons//Neuroscience. 1992. - V.48(l). - P.53-61.

324. Popov V.I., Bocharova L.S., Bragin A.G. Repeated changes of dendritic morphology in the course of hibernation.//Neuroscience. 1992. - V.48(l). - P.45-51.

325. Popovic V., Popovic P. Hypotermia in biology and in medicine//New York, San-Francisco, London. Grune & Stratton.- 1974.

326. Radic Z., Pickering N.A., Vellom D., Camp S., Taylor P. Three distinct domains in the cholinesterase molecule confer selectivity for acetyl- and butyryl-cholinesterase inhibitors//Biochemistry. 1993. - V.32(45). -P.l2074-12084.

327. Ranson N.A., White H.E., Saibil H.R. Chaperonins.//Biochem.J.-1998.-V.333. -P.233-242.

328. Ranson N.A.,White H.E., Saibil H.R. Chaperonins//Biochem. J. 1998. -V.333. - P.233-242.

329. Raves M.L., Harel M., Pang Y.P., Silmon I., Kosikowski A.P., Sussman S.L. Structure acetylcholinesterase complexed with nootropic alcoloid (-)-Hupersine A // Nature structural biology. 1997. - V.4, №1. - P.314-320.

330. Reitman S., Frankel S. — Am. J. clin. Path., 1957, v. 28, p. 56—63.

331. Ren M., Senatorov V.V., Chen R-W., Chuang D-M. Postinsult treatment with lithium reduces brain damage and facilitates neurological recovery in rat ische-mia/reperfusion model.//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 2003. -V. 100,№10. -P.6210-6215.

332. Rice M. Ascorbate regulation and its neuroprotective role in the brain//Trends. Neurosci. -2000. -V.23. P. 206-216.

333. Ross J., Armstead W.M. Differential role of PTK and ERK МАРК in superoxide impairment of Katp and KCa channel cerebrovasodilation//Am.J.Physiol. -2003. V.285. - P.R149-R154.

334. Rottenberg H. Uncoupling of oxidative phosphorilation in rat liver mitochondria by general anesthetics. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. - V.80. -P.3313-3317.

335. Rottenberg H., Marbach M. Regulation of Ca transport in brain mitochondria.л,

336. The mechanism of spermine enhancement of Ca uptake and retention//BBA Bioenerg -1990 -V. 1016, №1 .-P.77-78

337. Saito K., Packianamathan S. Longo L. Free radical-induced elevation of ornithine decarboxylase activity in developing rat brain slices//Brain res. 1997-V.763,№2.-P.232-238.

338. Schindler A., Olson E., Spitzer N., Montal M. Mitochondrial dysfunction is a primary event in glutamate neurotoxicity//J.Neurosci. 1996. - V.16(9). -P.6125-6133.

339. Schneider W. Mitochondrial metabolism//Adv.Enzymol. 1959. - V.2. - P.l72.

340. Schuber F. Influence of polyamines on membrane functionsZ/Biochem. J. -1989.-V.260.-P.1-10.

341. Schurr A., Payne R.S., Miller J.J., Rigor B.U. Brain lactate, not glucose, fuels the recovery of synaptic function from hypoxia upon reoxygenation: an in vitro study//Brain. -1997. V.744, №1. - P.105-111.

342. Sedlak J., Lindsey R.H. Estimation of total protein-bound and non-protein sulfhydryl groups in tissue with Ellmans reagent//Analytical biochem, 1968. -V.25. - P. 192-194.

343. Shenoy S.K., Yu L., Yu C. Identification of quinon-binding and heme-ligating residues of the small membrane-anchoring subunit (QPs3) of bovine heart mitochondrial succinate.ubiquinon reductase//J.Biol.Chem. 1999. - V.274(13). -P.8717-8722.

344. Shuai J., Bikson M., Hahn P., Jun Lian, Durand D.M. Ionic mechanisms underlying spontaneous CA1 neuronal firing in Ca++-free solution.//Biophys.J. 2003.- V.84.-P.2099-2111.

345. Sibson N.R., Dhankhar A., Mason G.F., Rothman D.L., Behar K.L., Shulman R.G. Stoichiometric coupling of brain glucose metabolism and glutamatergic neuronal activity //Neurobiology. 1998. V. 95. - P. 316-321.

346. Siliprhandi D., Toniello A., Dalla V. Novello M. Polyamine transport in mito-chondria//Biochem. Biophys. Acta. 1990. - V.1018. - P.l 12-119.

347. Silva J.E. The thermogenic effect of thyroid hormone and its clinical implica-tions//Ann. Inter. Med. 2003. - V.139. - P.205-213.

348. Silver I.A., Erecinska M. Energetic demands of the Na+,K+-ATPase in mammalian astrocytes.//Glia. 1997. - V.21. - P.35^15.

349. Simpson P.B., Russell J.T. Role of mitochondrial Ca regulation in neuronal and glial cell signaling//Brain Res. Rev. 1998. - V.26. - P.72-81.

350. Skulachev V.P. Role of uncoupled and non-coupled oxidations in maintenace of safely low levels of oxygen and its one electron reductance//Q.Rev.Biophys.- 1996.-V.29.-P. 169-202.

351. Sokoloff L. Energetics of functional activation in neural tissues//Neurochem. Res. 1999. - V.24, №2. - P.321-329

352. Sokoloff L. Relation between physiological function and energy metabolism in the central nervous system//J. Neurochem. 1977. - V. 29. - P. 13-26.

353. Stanley E.F. Presynaptic calcium channels and the depletion of synaptic cleft calcium ions//J.Neurophysiol. 2000. - V.83. - P.477^182.

354. Steen P.A.,Michenfelder J.D. Barbiturate protection in tolerant and nontolerant mice: comparison with hypothermic protection//Anestesiology. 1979. - V.50. p.404-408.

355. Stucki J.W. Thermodynamic optimization of biological energy conversions// Biochem. Soc. Trans.-1983. V.l 1. - P.45-47.

356. Sussman J.L., Harel M., Frolov F., Oefner C., Goldman A., Toker L., Silman I. Atomic Structure of Acetylcholinesterase from Torpedo californica: A prototypic acetylcholine-binding protein//Science. 1991. - V.253. - P.872-879.

357. Svenneby G. Time and temperature dependent activation of pig brain glutami-nase//J.Neurochem. 1972. - V.l9. - P. 165-174.

358. Svenneby G., Torgner I.A. Localization and function of glutamine sythetase and glutaminase//Biochem.Soc.Trans. 1987. - V.l5(2). - P.213-215.

359. Svenneby G., Tveit В., Kvamme E. Glutaminase from pig renal cortex. II. Activation by inorganic and organic anions//J.Biol.Chem. 1970. - V.245(3). -P. 1878- 1882.

360. Swan H. Thermoregulation and bioenergetics. Am. Elsevier Publishing Co., Ins. - 1974.-652p.

361. Szegletes Т., Mallender W.D., Thomas P.J., Rossenberry T.L. Substrate Binding to the Peripheral Site of Acetylcholinesterase Initiates Enzymatic Catalysis. Substrate Inhibition Arises as a Secondary Effect//Biochemistry. 1999. - V.38. -P. 122-133.

362. Tabor H., Tabor G.W. Biosynthesis and metabolism of 1,4-diaminobutane, spermidine, spermine and related amines//Adv.Enzymol. 1972. - V.36. -P.203-268.

363. Tai К., Shen Т., Philipopoulos M., McCammon A. Analysis of a 10-ns molecular dynamics simulation of mouse acetylcholinesterase//Biophys.J. 2000. — V.81.-P.715-724.

364. Tanimoto M., Okada Y. The protective effect of hypothermia on hippocampal slices from guinea pig during deprivation of oxygen and glucose//Brain Res.— 1987.-V.417(2). P.239-246.

365. Taylor P., Brown J.H. Acetylcholine. In.: Basic Neurochemistry. G. J. Siegel B.W. Agranoff, R.W. Albers, P.B. Molinoff. eds. New York.-1994.-P.231.

366. Tedeshi H., Harris D.L. The osmotic behaviour and permeability to nonelectro-lytes of mitochondria//Arch.Bioche.Biophys. 1955. - V.58.- P.52-60.

367. Therien A.G., Blostein R. Mechanisms of sodium pump regula-tion//Am.J.Physiol.(Cell Physiol.). 2000. - V.279. - P.541-566.

368. Thomson A.M. Facilitation, augmentation and potentiation at central synapses // Trends in neurosciences. 2000. - V. 23 № 7. - P. 305-312.

369. Titmus M., Korn H., Faber D. Diffusion, not uptake limits glycine concentration in the synaptic cleft//J.Neurophysiol. 1996. - V.76(4). - 1738-1752.

370. Tsodyks V.M., Markram H. The neural code between neocortical pyramidal neurons depends on neurotransmitter release probability//Neurobiology. 1997. -V. 94.-P. 719-723.

371. Turrens J.F. Mitochondrial formation of reactive oxygen species//J.Physiol. -2003. V.552(2). - P.335 - 344.

372. Van Harreveld A. Brain tissue electrolytes. Butterworths, London. 1966.

373. Van Harreveld A., Ochs S. Cerebral impedance changes after circulatory arrest//Am. J.Physiol. 1956. - V.187. - Р.180.(цит. По Егоров O.B., Кузнецова Г.Д. Мозг как объёмный проводник. М. .Наука. — 1976. - 108с.)

374. Vasquez O.L., Almeida A., Bolanos J.P. Depletion of glutathione up-regulates mitochondrial complex I expression in glial cells//J.Neurochem. 2001.- V.76, - P.1593-1596.

375. Venditti R., De Rosa R., Di Meo S. Effect of thyroid state on H202 production by rat liver mitochondria//Mol.& Cell. Pharmacol. 2003. - V.205. - P. 185-192.

376. Vigh L., Maresca В., Harwood J.L. Does the membrane's physical state control the expression of heat shock and other genes? // TIBS. 1998. - V.23. P. 369374

377. Virtue R.W. Hypothermia and anesthesia. Springfild, Illinois, USA.-1956-390p.

378. Votyakova T.V., Bazhenova E.N., Zvijaginskaya R.A. Polyamines improve Ca2+ transport system of yeast mitochondria//FEBS Lett. 1990. - V.261(l). -P.139-141.

379. Waagepertersen H.S., Bakken I.S., Larsson O.M., Sonnewald U., Schousboe• 1^

380. A. Metabolism of lactate in cultured GABAergic neurons studied by С nuclearmagnetic resonance spectroscopy//.!. Cerebral Blood Flow and Metabolism. -1998. V.18. - P.109-117

381. Wang L.C.H., Lee T.F. Torpor and hibernation in mammals: metabolic, physiological, and biochemical adaptations. In: Handbook of Physiology. Fregly M.J. and Blatter C.M. (eds.). Oxford Univer. Press. N.Y. 1996. - PP.507-531.

382. Wang L.C.H., Lee T.F. Torpor and hibernation in mammals; metabolic, physiological and biochemical adaptations. In.Handbook of Physiology. Fregly M.S. and Blatteis C.M. (eds). Oxford unives. Press. N.Y., 1996. P. 507-531

383. Webb C.P., Greenfield S.A. Non-cholinergic effects of acetylcholinesterase in the substantia nigra: a possible role for an ATP-sensitive potassium chan-nel//Exp. Brain Res. 1992. - V. - P. 149-158.

384. Weiger Т., Hermann A. Polyamines block Ca activated К channels in pituitary tumor cells (GH3)//J.Membr.biol. - 1994- V.l40.№2, - P. 133-142.

385. Weinberg J.M., Venkatachalam M.A., Roeser N.F., Nissim I. Mitochondrial dysfunction during hypoxia/reoxigenation and its correction by anaerobic metabolism of citric acid cycle intermediates//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 2000. -V.97,№6. - P.2826-2831.

386. White B.C., Sullivan J.M., DeGracia D.J., O'Neit B.J., Neumar R.W., Grossman L.I., Rafols J.A., Krause G.S. Brain ischemia and reperfusion: molecular mechanisms of neuronal injury//J.Neurol. Sci. 2000. - V.l 79. - P. 1-33.

387. White J.A., Rubinstein J.T., Kay A.R. Channel noise in neurons//Trends in Neurosci.- 2000.-V.23 .-P. 131-137.

388. Whittaker V.P., Barker L.A. The subcellular fractionation of brain tissue with special reference to the preparation of synaptosomes and their component of or-ganells//Methods in Neurochem.-1972.-V.2(l)- P.l-52.

389. Winter C., De Luca D., Szumilo H. 2,4-dinitrophenol and carbonycyanide p-trifluoromrthoxyphenylhydrazone activate the glutathione S-conjugate transport ATP-ase of human erythrocyte membranes//Arch. Biochem. and Biophys. -1994. V.314, №1. - P. 17-22.

390. Williams K. Interactions of polyamines with ion channels// Biochem.J. -1997-V.325. P.289-297.

391. Williamson J.R., Cooper R.H., Hock J.B. Role of calcium in the hormonal regulation of liver metabolism//Biochem. Biophys. Acta. 1981. - V.639, №314. - P.243-248.

392. Willis I.S. Hibernation: cellular aspects//Ann.Rev.Physiol.- 1979. V.41. -P.275 -286.

393. Wu Ling-Gang, Betz W.J. Kinetics of synaptic depression and vesicle recycling after tetanic stimulation of frog motor nerve terminals//Biophys.J. 1998.- V.74(6). P.3003-3009.

394. Yamada K., Juan Juan Li, et al. Protective role of ATP-sensitive potassium channels in hypoxia-induced generalized seizure//Science. 2001. - V.292. -P.l 543-1546.

395. Yamada M., Kurachi Y. Spermine gates inward-rectifying muscarinic but not ATP-sensitive K+ channels in rabbit atrial myosites.Intracellular substance-mediated mechnism of inward rectification//J.Biol.Chem. 1995 - V.270.№16.- P.9289-9294.

396. Yarovsky P.J., Ingvar D. Neuronal activity and energy metabolism//Fed. Proc.-I98I.-V.40, №9.-P.2353-2362

397. Zanchin G., Sershen H., Lajtha A. The effect of hyperosmolal urea on the transport of amino acids into rat brain//Exp.Neurolog. 1970. - V.51. - P.292-303.

398. Zhou H., Wlodek S., McCammon A. Conformation gating as a mechanism for enzymespecificity. // Pros. Nat. Acad. Sci. USA. 1998. - V.95. - P.9280-9283.

399. Zi^tara M., Skorkowski E. Thermostability of lactate dehydrogenase LDH-A4 isozyme: effect of heat shok protein dnak on the enzyme activ-ity//Int.J.Biochem.and Cell Biol. V.27(l 1). - P. 1169-1174.

400. Zucker R.S. Calcium and activity dependent synaptic plasticity//Current Opinion in Neurobiology. 1999. - V. 9. - P. 305-313.