Интенсивность процессов перекисного окисления липидов тканей сусликов в динамике зимней спячки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Абдуллаев, Вагаб Рафикович

• Абдуллаев, Вагаб Рафикович
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Абдуллаев, Вагаб Рафикович

ВВЕДЕНИЕ.

А ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Активные формы кислорода: места генерации, химизм и их роль в организме 1.2. Антиоксидантная защита организма

1.3. Зимняя спячка млекопитающих и окислительный стресс

ГЛАВА И. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. Обоснование выбора объекта исследования

2.2. Постановка экспериментов

2.3. Препаративные методы исследования

2.3.1. Приготовление гомогенатов мозга и печени

2.3.2. Получение плазмы, эритроцитов и гемолизата

2.4. Биохимические методы исследования

2.4.1. Определение содержания малонового диальдегида в г- плазме и крови

2.4.2. Определение МДА в эритроцитах

2.4.3. Определение интенсивности перекисного окисления липидов в печени и в коре головного мозга.

2.4.4. Анализ содержания первичных продуктов ПОЛ в крови, в печени и коре головного мозга

2.4.5. Определение антиокислительной активности гидрофильных компонентов мозга, печени и плазмы крови

2.4.6. Определение активности супероксиддисмутазы в мозге, печени и крови

2.4.7. Определение активности каталазы в мозге, печени и крови

2.4.8. Определение содержания гемоглобина

2.5. Статистический анализ данных

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ 3.1. Интенсивность процессов ПОЛ в мозге сусликов в динамике зимней спячки и искусственной гипотермии 44 ¿Р1 3.2. Интенсивность процессов ПОЛ в печени сусликов в динамике зимней спячки и искусственной гипотермии 62 3.3. Интенсивность процессов ПОЛ в крови сусликов в динамике зимней спячки и искусственной гипотермии 79 ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Интенсивность процессов перекисного окисления липидов тканей сусликов в динамике зимней спячки»

Актуальность проблемы. Зимняя спячка млекопитающих является природной адаптацией к низким температурам окружающей среды. Гибернация сопровождается значительным снижением температуры тела, сердечных ритмов, потребления кислорода, уровня метаболизма, и других физиологических и биохимических параметров (Wang, Lee, 1996; Geiser, 2004). При этом биохимические процессы в организме зимоспящих животных перестраиваются так, что даже при очень низкой температуре тела поддерживается определенный гомео-стаз (Carey et al., 2003)

Зимняя спячка мелких грызунов является прерывистым процессом. Каждые 10-15 дней животные пробуждаются и через короткое время (2-24 ч.) снова входят в спячку (Wang, Lee, 1996). Считают, что вход в спячку и выход из нее являются потенциально опасными периодами (Toien et al., 2001). Именно в эти периоды у животных происходит резкая смена одного метаболического состояния на другое. Изменение физиологического состояния животного в эти периоды сопровождается ишемией, реперфузией, повышением потребления кислорода, интенсификацией работы многих ферментных комплексов (Hermes-Lima, Zenteno-Savin, 2002; Storey, Storey, 2004). В результате этого в тканях зимоспящих животных интенсифицируются процессы образования активных форм кислорода (АФК) (Toien et al., 2001).

Несмотря на потенциальную возможность активации процессов образования активных форм кислорода, в тканях зимоспящих животных не возникают патологические изменения (Frerichs et al., 1994; Frerichs, Hallenbeck, 1998). Отсюда можно предположить, что ткани гибернирующих животных обладают устойчивостью к свободнорадикальным процессам. Однако, в настоящее время не вполне понятно, каким образом регулируются свободнорадикальные процессы в тканях гетеротермных животных в период зимней спячки.

Цель и задачи исследования. Целью исследования являлось установление закономерностей изменения интенсивности процессов перекисного окисления липидов (ПОЛ) и активности компонентов антиоксидантной защиты тканей сусликов при гибернации и искусственной гипотермии.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать содержание изолированных двойных связей, первичных и промежуточных продуктов ПОЛ в липидах мозга, печени и эритроцитах крови сусликов.

2. Выявить изменения в интенсивности ферментативного и неферментативного ПОЛ in vitro в исследуемых] тканях.

3. Определить активность ключевых антиоксидантных ферментов — су-пероксиддисмутазы (СОД) и каталазы, а также общую антиокислительную активность (АОА) гидрофильных компонентов в мозге, печени и крови.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Интенсивность процессов ПОЛ в тканях сусликов зависит от глубины зимней спячки.

2. Скорость пероксидации липидов при индукции ПОЛ, НАДФН- и Fe +аскорбат- системами в условиях in vitro, мембранных структур мозга и печени снижается при глубокой зимней спячке.

3. Основную антиоксидантную защиту изучаемых тканей при зимней спячке осуществляют гидрофильные антиоксид анты. В мозге и крови сусликов при этом дополнительную антиоксидантную защиту выполняет каталаза.

4. При искусственной гипотермии бодрствующих летом сусликов, как и при зимней спячке, исследованные ткани также устойчивы к процессам липо-пероксидации.

Научная новизна.

Впервые установлено, что на протяжении всей зимней спячки в головном мозге и печени сусликов в отличие от крови содержание изолированных двойных связей и первичных продуктов ПОЛ повышено, а уровень МДА возрастает только к концу гибернации. При зимней спячке для крови характерен низкий уровень молекулярных продуктов ПОЛ.

Впервые выявлено существенное снижение индукции ПОЛ in vitro в тканях мозга, печени и эритроцитах сусликов при зимней спячке.

Впервые обнаружено снижение активности СОД и повышение активности каталазы в головном мозге и эритроцитах крови сусликов в динамике зимней спячки и на этапах одного баута. В печени активность исследованных ан-тиоксидантных ферментов значительно снижается.

Впервые показано, что важнейшую роль регуляции процессов ПОЛ в тканях при зимней спячке выполняют гидрофильные антиоксиданты.

При искусственной гипотермии бодрствующих летом сусликов впервые обнаружена тканевая специфичность в изменении интенсивности ПОЛ и активности антиоксидантных ферментов. Общей реакцией тканей на гипотермию является существенное повышение активности гидрофильных антиоксидантов.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные данные представляют интерес для понимания молекулярных механизмов устойчивости ге-теротермных животных к низким температурам как в условиях естественного гипобиоза, так и при искусственной гипотермии. Практическая значимость данной работы определяется перспективностью использования ряда изученных показателей тканей для оценки и коррекции искусственных гипометаболиче-ских состояний в медицине. Результаты работы указывают на возможность повышения устойчивости мембранных структур гомойотермных животных к низким температурам тела путем повышения емкости антиоксидантной системы.

Материалы данной диссертации используются в учебном процессе на кафедрах биохимии и биофизики Дагестанского госуниверситета и Махачкалинского филиала Ростовского госуниверситета при чтении ряда спецкурсов й проведении больших практикумов.

Апробация работы. Основные положения диссертационной работы докладывались на Всероссийской научно-практической конференции «Химия в технологии и медицине» (Махачкала, 2001), на Международном научном семинаре вузов Северо-Кавказского региона «Циклы» (Ставрополь, 2002), на 6-й и 7-й Пущинской конференции молодых ученых «Биология - Наука XXI века»

Пущино, 2002, 2003), на 3-ем биохимическом съезде (С-Петербург, 2002), на XII Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2005», на симпозиуме «Young Physiologist Symposium & Free Radical School» (Leicester, UK 2005).

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Абдуллаев, Вагаб Рафикович

выводы

1. В период подготовки к зимней спячке и на ее начальных этапах в головном мозге и печени сусликов на фоне низкого содержания изолированных двойных связей существенно повышается уровень диеновых коньюгатов и снижается количество МДА. После 3-х месячной спячки содержание изолированных двойных связей и первичных продуктов ПОЛ в мозге и печени значительно возрастает, а количество МДА повышается до контрольного уровня. К концу периода спячки и после пробуждения в мозге и печени, наряду с высоким содержанием изолированных двойных связей и диеновых конъюгатов, достоверно повышается и количество МДА.

2. В отличие от мозга и печени в мембранах эритроцитов уровень изолированных двойных связей и содержание первичных и промежуточных продуктов ПОЛ перед погружением в спячку при кратковременной и месячной гиберна-ции достоверно снижается. После 3-х месячной зимней спячки содержание изолированных двойных связей и процессов ПОЛ в эритроцитов повышается до контрольных значений и сохраняется на таком уровне и после пробуждения. В период подготовки к спячке содержание МДА в плазме крови существенно снижается. В течение зимней спячки и после пробуждения животных содержание МДА в плазме крови остается значительно сниженным.

3. Скорость ферментативного ПОЛ в коре больших полушарий мозга и печени при кратковременной и месячной зимней спячке достоверно повышается, а на последующих этапах гибернации значительно снижается. Интенсивность неферментативного ПОЛ в исследованных тканях сусликов в течение всего периода зимней спячки по сравнению с таковой у бодрствующих животных существенно снижается.

4. Активность СОД в головном мозге, печени и крови сусликов при кратковременной, месячной и 3-х гибернации, достоверно снижается, а перед пробуждением от зимней спячки резко повышается. В период зимней спячки сусликов в головном мозге и эритроцитах активность каталазы повышается, а в печени снижается. Активность антиоксидантных ферментов в исследованных тканях при спонтанных пробуждениях животных по сравнению с торпидным состоянием существенно повышается. На всех этапах зимней спячки в исследованных тканях животных существенно повышается активность низкомолекулярных ® гидрофильных антиоксидантов.

5. После 3-х месяцев спячки в торпидном состоянии содержание диеновых конъюгатов в мозге и печени снижается к концу баута, параллельно с этим возрастает активность СОД и гидрофильных антиоксидантов. В печени по мере удлинения баута повышается скорость неферментативного ПОЛ.

6. При искусственном охлаждении летних бодрствующих сусликов до 20°С в головном мозге параллельно со снижением уровня изолированных двойных связей в фосфолипидах достоверно уменьшается количество первичных и промежуточных продуктов ПОЛ. Глубокая гипотермия 10°С животных способст

• вует восстановлению исследуемых компонентов до контрольного уровня. У умеренно и глубоко охлажденных сусликов на фоне высокого уровня изолированных двойных связей и диеновых коньюгатов содержание МДА в печени существенно не изменяется, а в эритроцитах снижается. При искусственном охлаждении сусликов до 20°С и 10°С в индуцируемых in vitro пробах головного мозга и печени скорость ферментативного накопления МДА существенно не изменяется, тогда как интенсивность неферментативного ПОЛ значительно снижается.

7. При умеренной гипотермии сусликов в коре больших полушарий мозга и в эритроцитах активность СОД повышается, а при глубокой гипотермии снижается по сравнению с таковым у контрольной группы животных. В печени охлажденных животных активность СОД независимо от глубины гипотермии снижается в среднем на 40%. Изменение активности каталазы в исследованных тканях сусликов при искусственном охлаждении зависит не только от специфики тканей, но и от температуры тела животных. При искусственной гипотермии в исследуемых тканях животных существенно повышается активность низкомолекулярных гидрофильных антиоксидантов.

102

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Выяснение молекулярных механизмов температурных адаптаций у млекопитающих является одной из актуальных проблем современной биохимии. У животных существует три основные стратегии температурных адаптаций: пой-килотермия, гомойотермия и гетеротермия. Интерес представляет гетеротер-мия, поскольку у гетеротермных животных температура тела изменяется в разные сезоны года, а также в ходе гибернационного периода. Снижение температуры тела в период гибернации направлено на понижение физиологической активности, а следовательно, и энергетических расходов (Hochachka, Somero, 2002).

Быстрые переходы от нормотермии к гипотермии и наоборот в период гибернации требуют наличия специальных механизмов, направленных на перестройку мембранных структур. На мембранном уровне адаптация к низким температурам осуществляется путем увеличения ненасыщенности мембранных липидов. Однако, возможность широкомасштабного увеличения ненасыщенности мембранных липидов гетеротермов в период гибернации в последнее время ставится под сомнение. В настоящее время показано, что важная роль в изменении вязкости мембран могут играть регулируемые процессы ПОЛ (Дубинина, 2001; Demediuk, Moscatelli, 1983).

Резкие изменения метаболизма тканей в цикле пробуждения и повторного засыпания создают условия для генерации АФК (Toien et al., 2001), но в то же время неясна роль этих процессов в окислительной модификации важнейших биомолекул клеток, а следовательно, их участие в изменении свойств мембран при гибернации.

В соответствии с вышеизложенным нами была исследована интенсивность процессов ПОЛ и активность компонентов антиоксидантной системы тканей в динамике гибернации, а также при искусственной гипотермии.

Полученные нами данные показали, что в мозге и печени, в отличие от крови, с углублением спячки в той или иной степени повышается содержание изолированных двойных связей. Параллельно с этим происходит активация начальных этапов процессов ПОЛ с образованием диеновых конъюгатов. Несмотря на это, содержание МДА в мозге и печени в начальные периоды спячки существенно ниже контроля, и только после 3-х месячной спячки его содержание повышается до уровня контроля. Такое соотношение процессов ПОЛ у зимос-пящих способствует не только сохранению микровязкости мембран и препятствует накоплению токсичных продуктов ПОЛ, но также сохраняет возможность быстрых изменений мембранных структур и их свойств.

К концу сезона гибернации перед выходом из спячки в мозге и печени, наряду с высоким уровнем первичных продуктов ПОЛ, происходит достоверное повышение и уровня МДА. Видимо, с повышением температуры тела до 14-15°С усиливаются метаболические процессы в тканях, что сопровождается интенсификацией свободнорадикальных процессов.

В крови в течение гибернации не происходит интенсификация процессов ПОЛ, а, наоборот, вначале происходит значительное падение интенсивности процессов ПОЛ, на что указывает существенное падение содержания первичных и вторичных продуктов ПОЛ как в эритроцитах, так и в плазме. Удлинение периода спячки приводит к стабилизации процессов ПОЛ в мембранах эритроцитов, тогда как в плазме крови содержание МДА остается существенно низким весь период спячки. В своей работе Дрю и сотр. (Drew et al., 1999) показали, что в период гибернации в крови разных видов сусликов содержание аскор-бата повышается от двух до четырех раз относительно контроля, видимо, такой высокий уровень аскорбата является сдерживающим фактором процессов ПОЛ.

Спонтанные пробуждения стимулируют процессы ПОЛ относительно торпидного состояния, но даже в этом случае интенсивность липопероксидации не выше, чем в контроле. Исследование процессов ПОЛ в динамике одного баута не обнаружило специфических закономерностей в изменении интенсивности процессов липопероксидации.

Таким образом, в динамике гибернации в исследованных тканях нет существенной активации ПОЛ. Как известно, структурная организация биологических мембран обеспечивает нормальный метаболический фон клетки (Wu et al., 2001; Hulbert, Else, 1999; 2003 Hulbert, 2003). Сохранение интегративных функций мембран зимоспящих при низких температурах связывают с увеличением ненасыщенности мембранных липидов. Наши исследования показывают, Ф что повышение ненасыщенности мембранных липидов исследованных тканей имеет место на более поздних этапах спячки.

Наиболее быстрой причиной, приводящей к изменению фазового состояния липидов in vivo, является их пероксидация. Повышение ненасыщенности липидов во второй половине спячки делает их более чувствительными к процессам пероксидации, что способствует изменению вязкости мембраны (Portero-Otin et al., 2001). ПОЛ является важным звеном, посредством которого осуществляется взаимодействие между сигнальными молекулами и функциональными компонентами мембран (Дубинина, 2001). Можно согласиться с # мнением автора, что инициация процессов ПОЛ в физиологических условиях играет роль одного из инициирующих факторов в передаче сигнала, что сопровождается фазовыми переходами бислоя мембран и изменением конформации белков, обеспечивающими физиологический ответ на изменившуюся ситуацию в организме (Дубинина, 2001). Так известно, что образование первичных продуктов ПОЛ увеличивает содержание воды в бислое, что обеспечивает переход липидов в жидкокристаллическое состояние. А это в свою очередь приводит к изменению конформации белков и, соответственно, к изменению проницаемости клеточных мембран, функции ионных каналов, насосов и рецепторов (Дубинина, 2001). Это также объясняет быстрые фазовые переходы в мембранных структурах зимоспящих в процессе пробуждения, обнаруженные в работе Аззама и сотр. (Azzam et al., 2000).

Наши результаты указывают на то, что в тканях зимоспящих на разных этапах зимней спячки процессы ПОЛ строго контролируются, а следовательно, регулируются свойства мембран.

Совокупность полученных результатов позволяет нам выделить два механизма регуляции свободнорадикальных процессов в тканях зимоспящих животных в гибернационном периоде. Это антиоксидантная система тканей и специфическая перестройка мембранных структур.

Результаты, полученные нами, свидетельствуют о том, что важнейшую роль в защите исследованных тканей от окислительного повреждения при ги~

• бернации играют гидрофильные антиоксид анты. Наши результаты указывают на то, что в период подготовки к спячке в организме зимоспящего идет усиленный синтез, перераспределение и накопление гидрофильных низкомолекулярных антиоксидантов в тканях. Этот процесс имеет место не только при подготовке к спячке, но и при спонтанных пробуждениях. Особенно важен для организма процесс перераспределения и накопления аскорбата, синтез которого осуществляется только в печени, а защитная роль его выявлена во всех тканях (Rice 2000; Toien et al., 2001). Все эти изменения, даже при высокой степени ненасыщенности мембран, способствуют сдерживанию процессов ПОЛ на начальных стадиях инициации (Azzam et al., 2000; Bourre et al., 2000; Brunet et al., 2000; Barger et al., 2003).

Дополнительную защиту в мозге и эритроцитах в период спячки осуществляет каталаза. Это объясняется необходимостью в поддерживании низкой концентрации пероксида водорода в мозге и в эритроцитах в период гиберна-ции, так как известно, что спячка сопровождается ацидозом (Desagher et al., 1996; Hochachka, Some-ro, 2002), который может способствовать делокализации металлов переменной валентности и в последующем взаимодействовать с пе-роксидом водорода с образованием гидроксильного радикала.

Обращает на себя внимание тот факт, что при зимней спячке происходит значительное падение активности супероксиддисмутазы во всех исследованных тканях. Динамику изменения в активности антиоксидантных ферментов на разных этапах оцепенения можно объяснить конформационными изменениями в молекулах ферментов под действием оксидантов (Shull et al., 1991; Brame te al., 2004), которые способны изменить соотношение S-H/S-S групп в молекуле фермента, нитрировать аминокислотные остатки, обратимо воздействовать на активные центры ферментов (Forman et al., 2004), а также может происходить изменение в соотношении числа активных молекул и неактивных в обратимых процессах димеризации, тетрамеризации (Наглер и др., 1991; Ji, Bennett, 2003). Одним из механизмов регуляции СОД является обратимое окисление тиоловых групп (Hashino et al., 1985).

Таким образом, регуляция активности антиоксидантных ферментов в тканях на различных этапах оцепенения осуществляется на постсинтетическом этапе. Поскольку процессы синтеза в тканях зимоспящих в состоянии оцепенения значительно снижены (Wang, Lee, 2000; McCarron et al., 2001), то адаптивные механизмы пошли по пути увеличения периода полужизни ферментов в десятки раз (Storey, Storey, 2004). Это достигается двояким образом, с одной стороны, подавляются процессы протеолиза белков, с другой - повышается уровень специфических белков (белки теплового шока, глюкозорегулирующие белки), которые осуществляют ренатурацию поврежденных белков (Bitting et al., 1999; Carey et al., 1999; Lee et al., 2002; Van Breukelen, Carey, 2002). В процессе пробуждения и при достижении межбаутной нормотермии также сохраняются в той или иной степени вышеперечисленные регулирующие факторы, но в то же время при достижении температуры тела 18°С усиливается как синтез, так и деградация белков (Van Breukelen, Martin, 2001). То есть в наблюдаемое нами повышение активности антиоксидантных ферментов в период межба-утных пробуждений определенный вклад вносят и усиленный синтез, и увеличение уровня активных молекул фермента. Несомненно, что направленность данных процессов зависит от специфики тканей и состояния животного (Carey et al., 1999; Lee et al., 2002).

Исследование интенсивности процессов ПОЛ in vitro (ферментативный ПОЛ) показало, что в зависимости от глубины спячки и от этапа баута интенсивность ферментативного ПОЛ имеет разнонаправленный характер. К первому месяцу спячки в мозге и печени интенсивность ферментативного ПОЛ растет, а с углублением спячки наблюдается существенное падение его интенсивности относительно бодрствующих летних сусликов. Интерес вызывает тот факт, что в системе инициации ПОЛ - Fe + аскорбат-(неферментативного ПОЛ) in vitro, наблюдается такая же тенденция, как и в ферментативном ПОЛ.

Подобные результаты получены и при исследовании неферментативного ПОЛ в эритроцитах.

На основании полученных нами результатов и литературных данных (McCarron et al., 2001; Drew et al., 2002; Carey et al., 2003; Storey, Storey, 2004) можно предположить, что такой характер интенсивности ПОЛ отражает комплекс адаптивных изменений в тканях и клетках зимоспящих в период зимней спячки, и подобное сходство позволяет сделать нам вывод об единых механизмах, сдерживающих интенсивность ПОЛ.

Повышение содержания полиненасыщенных жирных кислот в мембранных липидах в начале гибернации и падение активности отдельных компонентов АОС способствуют интенсификации процессов ПОЛ in vitro на определенных этапах зимней спячки.

Снижение содержания полиненасыщенных жирных кислот в мембранных липидах, повышение активности отдельных компонентов АОС, фазовострук-турные перестройки мембран, скопление (агрегация) мембранных компонентов (белков), кластеризация липидов и белков в отдельных фазах с высоким содержанием восстановленного токоферола способствуют падению скорости индукции процессов ПОЛ in vitro при длительной спячке.

По результатам многочисленных исследований, отражающих зависимость интенсивности процессов ПОЛ in vitro (в модельных системах) от активности АОС тканей, можно предположить, что в поддержании низкого уровня ПОЛ в период зимней спячки и искусственной гипотермии важную роль играют такие ферменты, как каталаза, глутатионпероксидаза, глутатионтрансфераза и содержание токоферола (Buzadzic et al., 1997; Brunei et al., 2000).

Так, добавление каталазы к микросомальной фракции, инкубируемой в модельной системе ферментативного ПОЛ, подавляет эффект интенсификации пероксидации липидов (Misra, Gorsky, 1981). Это же имеет место и при инкубации митохондриальной фракции. Интересно и то, что снижение интенсивности ПОЛ в модельных системах может достигаться путем увеличения НАДФН-зависимого «антиоксидантного» действия растворимой фракции клеток. Косвенные данные свидетельствуют о том, что это «антиоксидантное» действие может быть связано с глутатионредуктазной - глутатионпероксидазной ферментативной системой и, прежде всего, с увеличением глутатионпероксидазной активностью (Лемешко и др., 1982; Лемешко и др., 1981).

Следует отметить, что при искусственной гипотермии вне периода спячки ткани зимоспящих животных также устойчивы к процессам ПОЛ.

Таким образом, совместная работа ферментативных и неферментативных компонентов АОС организма как в период зимней спячки, так и при искусственной гипотермии, видимо успешно препятствует неконтролируемому подъему уровня АФК и развитию окислительного стресса в потенциально опасные периоды. Отсюда следует, что механизмы, обеспечивающие устойчивость тканей гетеротермного животного- суслика к свободнорадикальным процессам, являются универсальными для всех сезонов года.

100

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Абдуллаев, Вагаб Рафикович, 2005 год

1. Аврова И.С. Биохимические механизмы адаптации: к изменяющимся условиям среды позвоночных: роль липидов // Ж. Эвол. биох. и физиол. -1993. - Т.• 35. -С.170-179.•'ё

2. Андреева Л.И., Кожемякин A.A., Кишкун A.A. Модификация метода определения перекисей липидов в тесте с тиобарбитуровой кислотой // Лаб. дело. -1988.-№ 11.-С. 41-43.

3. Болдырев A.A. Парадоксы окислительного метаболизма мозга // Биохимия -1995.-Т. 60, в. 9.-С. 1536-1542.

4. Василькова Т.В., Кухта В.К. Применение а-токоферола ацетата для коррекции процесса перекисного окисления липидов эритроцитов при общей гипотермии организма // Здравоохр. Белоруссии. 1988. - №1. - С.40-42.

5. Владимиров Ю.А. Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, 1972. - 252 с.

6. Волчегарский И.А., Налимов А.Г., Яровинский Б.Г., Лившиц Р.И. Сопоставление различных подходов к определению продуктов ПОЛ в гептан-изопро-панольных экстрактах крови // Вопр. Мед. хим. 1998. - Т.35. - С. 127-181.

7. Гулевский А.К., Загнойко В.И., Ризанчев В.В., Марковский А.Л. Характеристики структурно-функционального состояния эритроцитов гомойотермных и гетеротермных животных в течении гипотермии // Ж. эвол. биох. и физиол. -1991. Т. 27. - С.432- 436.

8. Ю.Гурин В.И. Обмен липидов при гипотермии, гипертермии и лихорадке. Мн.: Беларусь,- 1986. 190 с.

9. Ильясова К.Н., Колаева С.Г. Цитофизиология коры надпочечников зимоспя-щих. Сб. науч. Труд. Л.: Наука, - 1985. - С.80-83.

10. Калабухов Н.И. Зимняя спячка млекопитающих. М.: Наука, -1985. -260 с.

11. Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих как сочетание энергетического ба-Ф ланса организма и естественного отбора. Сб. науч. труд. Л.; Наука -1985.1. С.6-17.

12. Коломийцева И.К., Потехин Н.И, Жариков А.Д., Попов В. Сезонные изменения фосфолипидов в мембранах головного мозга суслика Citellus undulatus // Докл. акад. наук. 1997. - Т.352. - С.413-415.

13. Королюк М.А., Иванова Л.К., Майорова И.Г., Токарева В.А. Метод определения активности каталазы // Лаб. дело 1990. - №.4. - С.44-47.

14. Костюк В.А. Устойчивость продуктов окисления липидов в печени крыс и пути их утилизации //Биохимия-1985. -Т.51. -С. 1392-1397.

15. Крепс Е.М. Липиды клеточных мембран. Эволюция липидов мозга. Адапта-циионная функция липидов. Л.: Наука. !981. - 339 с.

16. Куликов В.Ю., Семенюк A.B., Колесникова Л.Н. Перекисное окисление липидов и холодовой фактор. Новосибирск: Наука, -1988. -191 с.

17. Лакин В. Биометрия. М.: Высшая школа, 1990. - 300 с.

18. Лапинский А.Г., Невретдинова З.Г. Тиреоидный статус и обмен липидов у суслика Citellus parryi при гибернации II 1991 Изв. АН. СССР. - №3. - С. 398-409.с

19. Лемешко В.В., Калиман П.А., Никитченко Ю.В. Перекисное окисление липидов в постядерной и микросомальной фракциях гомогенатов печени крыс при старении организма // Биохимия 1981. - Т. 46, в. 4. - С. 620-627.

20. Лемешко В.В., Никитченко Ю.В. Перекисное окисление липидов митохондрий печени крыс при старении организма и гипертриозе // Биохимия 1982. -Т. 47, в. 2.-С. 752-759.

21. Лемешко В.В., Никитченко Ю.В., Свич И.В., Овсянников С.Е. Перекисное окисление липидов биомембран и его ферментативная регуляция при старении крыс // Укр. биохим. журн. 1987. - Т. 59, № 2. - С. 50-57.

22. Лопатина Н.И., Геронимус А.Л., Треместова Е.П. Определение фетального гемоглобина в крови с помощью ФЭКа // Лаб. дело. 1976. - № 6. - С. 328331

23. Наглер Л.Г., Макарова О.В., Замчук Л.А., Вартанян Л.С., Ратба Ю.А., Кашо В.Н., Евтушенко O.A. Супероксиддисмутаза при ишемии печени // Биохимия. 1991. - Т. 56, в. 4. - С. 674-680.

24. Семенов В.Л., Ярош A.M. Метод определения антиокислительной активности биологического материала // Укр. биох. журн. 1985. - Т. 57. -С.50-52.

25. Соломонов Н.Г., Ахременко А.К., Ануфриев А. И. Динамика энергетических субстратов в тканях пробуждающихся животных // Сб. науч. труд. Пущи-но. -1987. - С.48-56.

26. Стальная И.Д., Горишвили Т.Д. Метод определения малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты // Современные методы в биохимии. — М., 1977.-С. 66-68.

27. Федотчева Н.И., Проневич Л.А., Миронова Г.Д. Потенциальная активность внешнего пути окисления NADH в митохондриях // Укр. биох. журн. 1985. - Т.57. - С.38-43.

28. Харакоз Д.П. О возможной физиологической роли фазового перехода ч<жидкое твердое» в биологических мембранах // Усп. Биол. Хим. - 2001. - Т. 41. - С.333-364.

29. Зб.Эмирбеков Э.З, Львова С.П. Метаболизм мозга при зимней спячке // Сб. на• уч. труд.-Л.;-Наука- 1985,-С.36-39.

30. Эмирбеков Э.З, Львова С.П. Механизмы биохимических изменений при низких температурах тела. Ростов-на-Дону: Изд-во РГУ. - 1985. - 80 с.

31. Abuja P.M., Albertini R. Methods for monitoring oxidative stress, lipid peroxidation and oxidation resistance of lipoproteins // Clin. Chim. Acta. 2001. -V.306. -P.1-17.

32. Alexander-North L.S, North J.A, Kiminyo K.P, Buettner G.R, Spector A.A. Polyunsaturated fatty acids increase lipid radical formation induced by oxidant stress in endothelial cells // J. Lipid Res. 1994. - V.35. - P.1773-1785.

33. Ames A. CNS energy metabolism as related to function // Brain Research Rev.2000.-Vol. 34.-P. 42-68.

34. Antunes F, Cadenas E. Estimation of H2O2 gradients across biomembranes // FEBS Lett. 2000. - V. 475. - P. 121-126.

35. Antunes F, Cadenas E, Brunk UT. Apoptosis induced by exposure to a low steady-state concentration of H2O2 is a consequence of lysosomal rupture // Bio-chem J. 2001. - V. 356. - P. 549-555.

36. Antunes F, Han D, Cadenas E. Relative contributions of heart mitochondria glutathione peroxidase and catalase to H202 detoxification in in vivo conditions // Free Radic. Biol. Med. 2002. - V.33.-P.1260-1267.

37. Antunes F, Salvador A, Marinho H.S, Alves R, Pinto R.E. Lipid peroxidation inr>mitochondrial inner membranes. I. An integrative kinetic model. Free Radic. Biol. Med. -1996. V.21. - P.917-943.

38. Antunes F, Salvador A, Marinho H.S, Pinto R.E. A mathematical model for lipidperoxidation in inner mitochondrial membranes // Travaux de Laboratoire (Instituto Rocha Cabral). 1994. XXXIV, suppl. T-I. - P.l-55.

39. Antunes F., Salvador A., Pinto R.E. PHGPx and phospholipase A2/GPx: compara• tive importance on the reduction of hydroperoxides in rat liver mitochon-dria // Free Radic. Biol. Med. 1995. - V.19. - P.669-677.

40. Arai M., Imai H., Koumura T., Yoshida M., Emoto K, Umeda M., Chiba N., Na-kagawa Y. Mitochondrial phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase plays a major role in preventing oxidative injury to cells // J. Biol. Chem. 1999. -V.274.-P.4924- 4933.

41. Armitage K.B., Blumstein D.T., Woods B.C. Energetics of hibernating yellow-bellied marmots (Marmota flaviventris) // Comp. Biochem. Physiol. A Mol. In-tegr. Physiol. 2003. - V. 134. - P. 101-114.

42. Asayama K., Burr I.M. Rat superoxide dismutases. Purification, labeling, immunoassay, and tissue concentration // J. Biol. Chem. 1985. - V.260. - P. 2212 -2217.

43. Azzam N.A., Hallenbeck J.M., Kachar B. Membrane changes during hibernation //Nature. 2000. - V.407. - P.317-318.

44. Babior B.M. NADPH oxidase: An update // Blood. 1999. - V.93. - P. 1464.

45. Babior B.M. Superoxide: a two-edged sword // Braz. J. Med. Biol. Res. 1997. -V.30. -P.141-155.

46. Banhegyi G., Braun L., Csala M., Puskas F., Mandl J. R. Ascorbate metabolism and its regulation in animals // Free Radic. Biol. Med. 1997. - V.23. - P. 793803.

47. Barger J.L., Brand M.D., Barnes B.M., Boyer B.B. Tissue-specific depression of mitochondrial proton leak and substrate oxidation in hibernating arctic ground squirrels // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2003. - V.284.1. P.306-313.

48. Barja G. Rate of generation of oxidative stress-related damage and animal longevity//Free Radic. Biol. Med. 2002. - V.33. - P. 1167-1172.

49. Benzie I.F. Evolution of antioxidant defence mechanisms // Eur. J. Nutr. -2000.1. V.39. -P.53-61. .

50. Bidder P.E, Donohoe P.H. Adaptive responses of vertebrate neurons to hypoxia // J. Exp. Biol. 2002. - V.205. - P.3579-3586.

51. Bitting L, Watson F.L, O'Hara B.F, Kilduff T.S., Heller H.C. HSP70 expression is increased during the day in a diurnal animal, the golden-mantled ground squirrel Spermophilus lateralis // Mol Cell Biochem. 1999. - V.199. - P.25-34.

52. Blagojevic D., Buzadzic B., Korac B., Saicic Z.S., Radojicic R., Spasic M.B., Pet-rovic V.M. Seasonal changes in the antioxidative defense in ground squirrels

53. O (Citellus citellus): possible role of GSH-Px // J. Environ. Pathol. Toxicol. Oncol.1998. -V.17. -P.241-250.

54. Bloodsworth A., O'Donnell V.B., Freeman B.A. Nitric oxide regulation of free radical- and enzyme-mediated lipid and lipoprotein oxidation // Arterioscler Thromb. Vase. Biol. 2000. - V.20. - P. 1707-1715.

55. Bollen M., Keppens S., Stalmans W. Specific features of glycogen metabolism in the liver // Biochem J. 1998. -V. 15. - P. 19-31.

56. Bomzon A., Ljubuncic P.Oxidative stress and vascular smooth muscle cell functionin liver disease//Pharmacol Ther. -2001. V.89. -P.295-308.

57. Bourre J., Dumont O., Clement M., Dinh L., Droy-Lefaix M., Christen Y. Vitamin E deficiency has different effects on brain and liver phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase activities in the rat // Neurosci. Lett. 2000. - V.286. -P.87-90.

58. Boyer B.B., Barnes B.M. Molecular and metabolic aspects of mammalian hibernation // Bioscience. 1999 - V.49. - P.713-724.

59. Boyer B.B., Barnes B.M., Lowell B.B., Grujic D. Differential regulation of uncoupling protein gene homologues in multiple tissues of hibernating ground squirrels //Am. J. Physiol. 1998. - V.275. - P. 1232-123 8.

60. Brame C.J., Boutaud O., Davies S.S., Yang T., Oates J.A., Roden D., Roberts L.J. Modification of proteins by isoketal-containing oxidized phospholipids // J. Biol. Chem. 2004. - V.279. - P. 13447-13451.

61. Brash A.R. Lipoxygenases: occurrence, functions, catalysis, and acquisition ofsubstrate. // J. Biol. Chem. 1999. - V.274. -P.23679-23682.

62. Brigelius-Flohe R. Tissue-specific functions of individual glutathione peroxidases // Free. Radic. Biol. Med. -1999. V.27. - P.951-965.

63. Brown G.C. Nitric oxide and mitochondrial respiration // Biochim. Biophys. Acta.- 1999.-V.1411.-P.351-369.

64. Buettner GR. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, alpha-tocopherol, and ascorbate // Arch Biochem Biophys. 1993. -V. 300.1. P.535-543.

65. Bush A.I. Metals and neuroscience // Curr. Opin. Chem. Biol. 2000. -V. 4. -P.184-191.

66. Buzadzic B., Blagojevic D., Korac B., Saicic Z.S., Spasic M.B., Petrovic V.M.

67. Seasonal changes in the activity of antioxidative defense in the kidneys of the euthermic ground squirrel (Citellus citellus) // J. Environ. Pathol. Toxicol. Oncol.- 1998.-V.17.-P.271-276.

68. Buzadzic B., Spasic M., Saicic Z.S., Radojicic R., Halliwell B., Petrovic V.M. Antioxidant defenses in the ground squirrel Citellus citellus. 1. A comparison with the rat // Free Radic. Biol. Med. 1990. -V.9. - P. 401-406.

69. Buzadzic B., Spasic M., Saicic Z.S., Radojicic R., Petrovic V.M., Halliwell B. Antioxidant defenses in the ground squirrel Citellus citellus. 2. The effect of hibernation // Free Radic. Biol. Med. 1990. - V.9. - P. 407-413.

70. Buzadzic B., Spasic M.B., Saicic Z.S., Radojicic R., Petrovic V.M. Seasonal dependence of the activity of antioxidant defence enzymes in the ground squirrel (Citellus citellus): the effect of cold // Comp. Biochem. Physiol. B. 1992. -V.101. -P.547-551.

71. Cadenas E, Davies KJ. Mitochondrial free radical generation, oxidative stress, and aging // Free Radic Biol Med. 2000. - V.29. - P.222-230.

72. Cai J., Jones D.P. Superoxide in Apoptosis. Mitochondrial generation triggerd by• cytochrome c loss //J. Biol. Chem., -1998.- V.273.-P.11401-11404.

73. Carey H.V., Andrews M.T., Martin S.L. Mammalian hibernation: cellular and molecular responses to depressed metabolism and low temperature // Physiol. Rev. -2003. V.83. - P. 1153-11581.

74. Carey H.V., Frank C.L., Seifert J.P. Hibernation induces oxidative stress and activation of NK-kappaB in ground squirrel intestine // J. Comp. Physiol. B. 2000. - V.170. -P.551-559.

75. Carey H.V., Lindell S.L., Piazza T.M., Klahn S.L., Southard J.H. Mechanisms of liver tolerance to cold storage in a hibernating mammal // FASEB J. 2003. -P.417.

76. Carey H.V., Mangino M.J., Southard J.H. Changes in gut function during hibernation: implications for bowel transplantation and surgery // Gut. 2001. - V.49. -P.459-461.

77. Carey H.V., Rhoads C.A., Aw T.Y. Hibernation induces glutathione redox imbalance in ground squirrel intestine // J. Comp. Physiol. B. 2003. - V. 173. -P.269-276.

78. Carey, H.V., Sills N.S., Gorham D.A. Stress proteins in mammalian hibernation // American Zoologist 1999. 39. - P.825-835.

79. Carr A.C., Frei B. The Nitric Oxide congener nitrite inhibits myeloperoxidase / H2O2 / Cl-mediated modification of low density lipoprotein // J. Biol. Chem. -2001. V.276. - P. 1822-1828.

80. Chance B., Sies H., Boveris A. Hydroperoxide metabolism in mammalian organs

81. Physiol. Rev. 1979. - V.59. - P. 527-605.

82. Chanock S.J., el Benna J., Smith R.M., Babior B.M. The respiratory burst oxidase // J. Biol. Chem. 1994. - V.269. - P. 24519-24522.

83. Chaudiere J., Ferrari-Iliou R. Intracellular antioxidants: from chemical to biochemical mechanisms // Food Chem. Toxicol. 1999. -V.37. - P. 949-962.

84. Cooper C.E. Nitric oxide and iron proteins // Biochim. Biophys. Acta. -1999. -■ V.1411. -P. 290-309.

85. Dark J., Miller D.R. Metabolic fuel privation in hibernating and awake groundsquirrels // Physiol. Behav. 1997. - V.63. - P.59-65.

86. Dark J., Miller D.R., Lewis D.A., Fried S.K., Bunkin D. Noradrenaline-induced lipolysis in adipose tissue is suppressed at hibernation temperatures in ground squirrels// J. Neuroendocrinol. -2003. V.15. -P.451-458.

87. Davies K.J., Goldberg A.L. Oxygen radicals stimulate intracellular proteolysis and lipid peroxidation by independent mechanisms in erythrocytes // J. Biol. Chem. -1987. V.262. - P.8220-8226.

88. Davies KJ., Goldberg AL. Proteins damaged by oxygen radicals are rapidly de* graded in extracts of red blood cells // J. Biol Chem. 1987. - V.262. - P.82278234.

89. Deisseroth A., Dounce A.L. Catalase: Physical and chemical properties, mechanism of catalysis, and physiological role // Physiol. Rev. 1970. - V.50. -P.319-375.

90. Demediuk P., Moscatelli E.A. Synaptosomal and brain mitochondrial lipids in hibernating and cold-acclimated golden hamsters // J. Neurochem. 1983. — V.40. - P.1100-1105.

91. Denicola A, Souza JM, Radi R. Diffusion of peroxynitrite across erythrocytemembranes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1998. V.95. -P.3566-3571.

92. Desagher S., Glowinski J., Premont J. Astrocytes protect neurons from hydrogen peroxide toxicity // J. Neurosci. 1996 . - V.16. - P. 553-562.

93. Desagher S., Martinou J.C. Mitochondria as the central control point of apoptosis // Trends Cell Biol. 2000. - V. 10. - P.369-377.

94. Drew K.L., Osborne P.G., Frerichs K.U., Hu Y., Koren R.E., Hallenbeck J.M., Rice M.E. Ascorbate and glutathione regulation in hibernating ground squirrels //Brain Res.-1999.-V. 851.-P. 1-8.

95. Drew K.L., Rice M.E., Kuhn T.B., Smith M.A. Neuroprotective adaptations in hibernation: therapeutic implications for ischemia-reperfusion, traumatic brain injury and neurodegenerative diseases // Free Radic. Biol. Med. 2001. -V. 31. -P. 563-573.

96. Drew K.L., Toien O., Rivera P.M., Smith M.A., Perry G., Rice M.E. Role of the £ antioxidant ascorbate in hibernation and warming from hibernation // Comp.

97. Biochem. Physiol. C Toxicol. Pharmacol. 2002. - V.133. -P. 483-492.

98. Drew K.L., Harris M.B., LaManna J.C., Smith M.A., Zhu X.W., Ma Y.L. Hypoxia tolerance in mammalian heterotherms // J Exp. Biol. -2004. — V. 207. -P.3155-3162.

99. Dringen R. Metabolism and functions of glutathione in brain // Prog. Neurobiol. 2000. - V. 62. - P.649-671.

100. Droge W. Free Radicals in the Physiological Control of Cell Function // Physiol.

101. Rev.- 2002,- V.82. P.47-95.

102. Duplus E., Glorian M., Forest C. Fatty acid regulation of gene transcription // J. Biol. Chem. 2000. - V.275. - P.30749 -30752.

103. Eddy S.F., Storey K.B. Up-regulation of fatty acid-binding proteins during hibernation in the little brown bat, Myotis lucifugus // Biochim. Biophys. Acta. -2004. V.1676. - P.63-70.

104. Erecinska M., Thoresen M., Silver I.A. Effects of hypothermia on energy metabolism in Mammalian central nervous system // J. Cereb. Blood Flow Metab. —2003. V.23. - P.513-530.

105. Fleck C.C., Carey H.V. Expression of anti-apoptotic pathways in intestinalepithelial cells during hibernation // FASEB. J. 2003. - A.39.

106. Florant G. L. Lipid metabolism in hibernators: The importance of essential fatty acids // Amer. Zool. -1998. V.38. - P.331-341.

107. Florant G.L., Hester L., Ameenuddin S., Rintoul D.A. The effect of a low essential fatty acid diet on hibernation in marmots // Am. J. Physiol. -1993. -V.264. -P.47-53.

108. Florant G.L., Nuttle L.C., Mullinex D.E., Rintoul D.A. Plasma and white adipose tissue lipid composition in marmots // Am. J. Physiol. -1990. V.258. -P.1123-1131.

109. Forman H.J., Fukuto J.M., Torres M. Redox signaling thiol chemistry defines which reactive oxygen and nitrogen species can act as second messengers // Am. J. Physiol: Cell Physiol. - 2004. - V.287. - P.246-256.

110. Frank C.L., Dierenfeld E.S., Storey K.B. The relationship between lipid peroxidation, hibernation, and food selection in mammals // Am. Zool. -1997. -V.38. -P.341-349.

111. Frank CL, Storey KB. The optimal depot fat composition for hibernation by golden-mantled ground squirrels (Spermophilus lateralis) // J. Comp. Physiol. B. 1995. -V.164. - P.536-542.

112. Frerichs K.U., Dienel G.A., Cruz N.F., Sokoloff L., Hallenbeck J.M. Rates of glucose utilization in brain of active and hibernating ground squirrels // Am. J. Physiol. 1995. - V.268. - P.445-453.

113. Frerichs K.U., Hallenbeck J.M. Hibernation in ground squirrels induces state and species-specific tolerance to hypoxia and aglycemia: an in vitro study in hippo-campal slices // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1998. - V. 18. - P. 168-175.

114. Frerichs K.U., Kennedy C., Sokoloff L., Hallenbeck J.M. Local cerebral blood flow during hibernation, a model of natural tolerance to "cerebral ischemia" // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1994. - V.14. - P.193-205.

115. Frerichs IC.U., Smith C.B., Brenner M., DeGracia D.J., Krause G.S., Marrone L., Dever T.E., Hallenbeck J.M. Suppression of protein synthesis in brain during hibernation involves inhibition of protein initiation and elongation // Proc. Natl.

116. Acad. Sci. US A.- 1998.-V.-95.-P.14511-14516.

117. Fridovich I. Fundamental aspects of reactive oxygen species, or what's the matter with oxygen? // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999. - V. 893. -P.13-18.

118. Fridovich I. Oxygen toxicity: a radical explanation // J. Exp. Biol. 1998. - V. 201. -P.1203-1209.

119. Fridovich I. Superoxide dismutases. An adaptation to a paramagnetic gas // J. Biol. Chem. 1989. - V.264. - P.7761- 7764.

120. Fried R. Enzymatic and non-enzymatic assay of superoxide dismutase // Biochimie. 1975. - V.57. - P.657-660.

121. Gaetani G.F., Galiano S., Canepa L., Ferraris A.M., Kirkman H.N. Catalase and glutathione peroxidase are equally active in detoxification of hydrogen peroxide in human erythrocytes // Blood. 1989. - V.73. - P. 334-339.

122. Gaetani G.F., Kirkman H.N., Mangerini R., Ferraris A.M. Importance of catalase in the disposal of hydrogen peroxide within human erythrocytes // Blood. -1994. V. 84. - P.325-330.

123. Geiser F. Influence of polyunsaturated and saturated dietary lipids on adipose tissue, brain and mitochondrial membrane fatty acid composition of a mammalian hibernator// Biochim. Biophys. Acta. 1990. - V. 1046. - P. 159-166.

124. Geiser F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor // Annu. Rev. Physiol. 2004. - V.66. - P.239-274.

125. Geiser F. Reduction of metabolism during hibernation and daily torpor in mammals and birds: temperature effect or physiological inhibition? // J. Comp. Physiol. B.- 1988.-V.158.-P.25-37.

126. Geiser F. The effect of unsaturated and saturated dietary lipids on the pattern of daily torpor and the fatty acid composition of tissues and membranes of the deer mouse Peromyscus maniculatus // J. Comp. Physiol. B. 1991. - V.161. -P.590-597.

127. Geiser F., Firth B.T., Seymour R.S. Polyunsaturated dietary lipids lower the selected body temperature of a lizard // J. Comp. Physiol. B., 1992. - V.162. -P.1-4.

128. Geiser F., Kenagy G.J. Polyunsaturated lipid diet lengthens torpor and reduces body temperature in a hibernator // Am. J. Physiol. 1987. - V.252. - P.897-901.

129. Geiser F., McAllan B.M., Kenagy G.J. The degree of dietary fatty acid unsaturation affects torpor patterns and lipid composition of a hibernator // J. Comp. Physiol. B. 1994. - V. 164. -P.299-305.

130. Geller B.L., Winge D.R. Rat liver Cu,Zn-superoxide dismutase. Subcellular location in lysosomes // J. Biol. Chem. 1982. - V.257. - P.8945-8952.

131. Girotti A.W. Lipid hydroperoxide generation, turnover, and effector action in biological systems//J. Lipid Res. 1998. - V. 39. - P.1529-1542.

132. Girotti A.W., Thomas J.P. Damaging effects of oxygen radicals on resealed erythrocyte ghosts // J. Biol. Chem. 1984. - V. 259. - P.1744-1752.

133. Girotti A.W., Thomas J.P., Jordan J.E. Lipid photooxidation in erythrocyte ghosts: sensitization of the membranes toward ascorbate- and superoxide-induced peroxidation and lysis // Arch. Biochem. Biophys. 1985. - V. 236. -P. 238-251.

134. Giulivi C. Characterization and function of mitochondrial nitric-oxide synthase // Free Radic. Biol. Med. 2003. - V. 34. - P. 397-408.

135. Groussard C., Morel I., Chevanne M., Monnier M., Cillard J., Delamarche A. Free radical scavenging and antioxidant effects of lactate ion: an in vitro study // J. Appl. Physiol. 2000. - V.89. - P. 169-175.

136. Guderley H., St-Pierre J. Going with the flow or life in the fast lane: contrasting mitochondrial responses to thermal change // J. Exp. Biol. -2002. -V.205. -P.2237-2249.

137. Halliwell B., Aeschbach R., Loliger J., Aruoma O.I. The characterization of antioxidants // Food Chem. Toxicol. 1995. - V.33. - P.601-617.

138. Halliwell B., Clement M.V., Long L.H. Hydrogen peroxide in the human body 11 FEBS Lett. 2000. - V. 486. - P. 10-13.

139. Han D., Antunes F., Canali R., Rettori D., Cadenas E. Voltage-dependent anion channels control the release of the superoxide anion from mitochondria to cyto-sol // J. Biol. Chem. 2003. - V. 278. - P.5557-5563.

140. Han D., Williams E., Cadenas E. Mitochondrial respiratory chain-dependent generation of superoxide anion and its release into the intermembrane space // Biochem J. -2001. -V. 15. -P. 411 -416.

141. Han H.S., Karabiyikoglu M., Kelly S., Sobel R.A., Yenari M.A. Mild hypothermia inhibits nuclear factor-kappaB translocation in experimental stroke // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2003. - V.3. - P.589-598.

142. Harlow H.J., Frank C.L. The role of dietary fatty acids in the evolution of spontaneous and facultative hibernation patterns in prairie dogs // J. Comp. Physiol. B. -2001. V.171. -P.77-84.

143. Harrison R. R. Structure and function of xanthine oxidoreductase: where are we now? // Free Radic. Biol. Med. 2002. - V.33. - P.774-797.

144. Hoshino T., Ohta V., Joshigino J. The effect of sulfhydryl compounds on the catalytic activity of Cu, Zn-superoxide dismutase purified from rat liver // Ex-perientia.- 1985. -V. 41, N. 11.-P. 1416-1419.

145. Hashimoto M. Gao K. Kikuchi-Utsumi H. Ohinata P. Osborne G. Arousal from hibernation and BAT thermogenesis against cold: central mechanism and molecular basis // Journal of Thermal Biology. 2002. - V.27. - P.503-515.

146. Hashimoto T., Yonetani M., Nakamura H. Selective brain hypothermia protects against hypoxic-ischemic injury in newborn rats by reducing hydroxyl radical production // Kobe. J. Med. Sci. 2003. - V.49. - P.83-91.

147. Hermes-Lima M., Storey J.M., Storey K.B. Antioxidant defenses and metabolic depression. The hypothesis of preparation for oxidative stress in land snails // Comp. Biochem. Physiol. B Biochem. Mol. Biol. 1998. - V.120. - P.437-448.

148. Hermes-Lima M., Zenteno-Savin T. Animal response to drastic changes in oxygen availability and physiological oxidative stress // Comp. Biochem. Physiol. C

149. Toxicol. Pharmacol. -2002. V. 133. -P.537-556.

150. Hill V.L., Florant G.L. The effect of a linseed oil diet on hibernation in yellow-bellied marmots (Marmota flaviventris) // Physiol. Behav. 2000. - V.68. -P.431-437.

151. Hines I.N., ICawachi S., Harada H., Pavlick K.P., Hoffman J.M., Bharwani S., Wolf R.E., Grisham M.B. Role of nitric oxide in liver ischemia and reperfusion injury // Mol. Cell Biochem. 2002. - V.235. - P.229-237.

152. Hiramoto K., Ohkawa T., Oikawa N., Kikugawa K. Is nitric oxide (NO) an antioxidant or a prooxidant for lipid peroxidation? // Chem. Pharm. Bull. (Tokyo). -2003. -V.51.- P. 1046-1050.

153. Hollan S. Membrane fluidity of blood cells // Haematologia (Budap). 1996. -V.27. - P.109-127.

154. Hochachka P.W, Somero G.N. Biochemical Adaptation: Mechanism and Process in Physiological Evolution Oxford.: 2002 - 480 p.

155. Hulbert A.J. Life, death and membrane bilayers // J. Exp. Biol. 2003. - V.206. -P.2303-2311.

156. Hulbert A.J., Else P.L. Membranes as possible pacemakers of metabolism // J. Theor. Biol. 1999. - V. 199. - P.257-274.

157. Hunter F.E., Scott A., Hoffsten P.E., Guerra F., Weinstein A. Schutz B., Fink J., Ford L., Smith E. Studies on the mechanism of ascorbate-induced swelling and lysis of isolated liver mitochondria // J. Biol. Chem. 1964. - V.239. - P.604

158. Jain S.K. The accumulation of malonyldialdehyde, a product of fatty acid peroxidation, can disturb aminophospholipid organization in the membrane bilayer of human erythrocytes // J. Biol. Chem. 1984. - V.259. - P.3391-3394.

159. Jeney V., Balla J., Yachie A., Varga Z., Vercellotti G.M., Eaton J.W., Balla G. Pro-oxidant and cytotoxic effects of circulating heme // Blood. 2002. - V.100. -P.879-887.

160. Ji Y, Bennett BM. Activation of microsomal glutathione s-transferase by per-oxynitrite//Mol Pharmacol. -2003. -V.63. P. 136-146.

161. Kabine M., Clemencet M.C., Bride J., Kebbaj M.S., Latruffe N., Cherkaoui-Malki M. Changes of peroxisomal fatty acid metabolism during cold acclimatization in hibernating jerboa (Jaculus orientalis) // Biochimie. 2003. - V. 85. -P.707-714.

162. Kataoka K., Yanase H. Mild hypothermia revived countermeasure against ischemic neuronal damages // Neurosci. Res. -1998. V.32. - P. 103-117.

163. Kehrer J.P. The Haber-Weiss reaction and mechanisms of toxicity // Toxicology. -2000.-V.149.-P. 43-50.

164. Kirino T. Ischemic tolerance // J. Cereb. Blood Flow. Metab. 2002. - V. 22. -P. 1283-1296.

165. Kirkman H.N., Galiano S., Gaetani G.F. The function of catalase-bound NADPH // J. Biol. Chem. 1987. - V. 262. - P. 660-666.

166. Kirkman H.N., Rolfo M., Ferraris A.M., Gaetani G.F. Mechanisms of protection of catalase by NADPH. Kinetics and stoichiometry // J. Biol. Chem. 1999. — V. 274.-P.13908-13914.

167. Kono Y., Fridovich I. Superoxide radical inhibits catalase // J. Biol. Chem. -1982. -V.257. -P.5751- 5754

168. Korshunov S.S., Krasnilcov B.F., Pereverzev M.O., Slculachev V.P. The antioxidant functions of cytochrome c // FEBS Lett. 1999. - 462. - P. 192-198.

169. Kortner G., Geiser F. The temporal organization of daily torpor and hibernation: circadian and circannual rhythms // Chronobiol. Int. 2000. - V.17. - P. 103128.

170. Kowaltowski A.J., Castilho R.F., Vercesi A.E. Mitochondrial permeability transition and oxidative stress // FEBS Lett. 2001. - V.495.-P.12-15.

171. Kubota M., Nalcane M., Narita K., Nakagomi T., Tamura A., Hisaki H., Shima-saki H., Ueta N. Mild hypothermia reduces the rate of metabolism of arachidonic acid following postischemic reperfusion // Brain. Res. 1998. - V.779. - P.297-300.

172. Kuhn H., Borchert A. Regulation of enzymatic lipid peroxidation: the interplay of peroxidizing and peroxide reducing enzymes // Free Radic. Biol. Med. — 2002. V.3. - P.154-172.

173. Lee M., Choi I., Park K. Activation of stress signaling molecules in bat brain during arousal from hibernation // J. Neurochem. 2002. - V.82. - P.867-873.

174. Liochev S.I, Fridovich I. Copper, zinc superoxide dismutase and H2O2. Effects of bicarbonate on inactivation and oxidations of NADPH and urate, and on consumption ofH202// J. Biol. Chem. 2002.- V.277.-P.34674-34678.

175. Liochev SI, Fridovich I. Copper- and zinc-containing superoxide dismutase can act as a superoxide reductase and a superoxide oxidase // J Biol Chem. 2000. -V. 275. -P. 38482-38485.

176. Lipton P. Ischemic cell death in brain neurons // Physiol Rev. -1999. V.79. -P.1431-1568.

177. Liu C.C., Frehn J.L., Laporta A.D. Liver and brown fat mitochondrial response to cold in hibernators and nonhibernators // J. Appl. Physiol. 1969. - V.27.1. P.83-89.

178. Liu D., Liu J., Sun D., Alcoclc N.W., Wen J. Spinal cord injury increases iron levels: catalytic production of hydroxyl radicals // Free Radic Biol Med 2003. -V. 34.-P. 64-71.

179. Liu Y., Zhao H., Li H., Kalyanaraman B., Nicolosi A.C., Gutterman D.D. Mitochondrial sources of H202 generation play a key role in flow-mediated dilation in human coronary resistance arteries // Circ Res. 2003. - 93. - P.573-580.

180. Logue J.A., de Vries A.L., Fodor E., Cossins A.R. Lipid compositional correlates of temperature-adaptive interspecific differences in membrane physical structure // J. Exp. Biol. 2000. - V.203. - P.2105-2115.

181. Lowry D.H., Rosebrough H.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folinphenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. - V. 193, - P. 265 - 275.

182. Lokesh B.R., Mathur S.N., Spector A.A. Effect of fatty acid saturation on NADPH-dependent lipid peroxidation in rat liver microsomes // J. Lipid Res. -1981. V.22. -P.905-915.

183. Lynch R.E., Fridovich I. Effects of superoxide on the erythrocyte membrane // J. Biol. Chem. 1978.-V.253.-P. 1838-1845.

184. Ma Y.L., Rice M.E., Chao M.L., Rivera P.M., Zhao H.W., Ross A.P., Zhu X., Smith M.A., Drew K.L. Ascorbate distribution during hibernation is independent of ascorbate redox state // Free Radic. Biol. Med. 2004. - V.37. - P.511-520.

185. MacDonald J.A., Storey K.B. Regulation of ground squirrel Na+K+-ATPase activity by reversible phosphorylation during hibernation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. - V.254. - P.424-429.

186. Maher P., Schubert D. Signaling by reactive oxygen species in the nervous system // Cell Mol. Life Sci. 2000. - V. 57. - P.1287-1305.

187. Malatesta M., Baldelli B., Rossi L., Serafmi S., Gazzanelli G. Fine distribution of CLOCK protein in hepatocytes of hibernating dormice // Eur. J. Histochem. -2003. V.47. - P.233-240.

188. Malatesta M., Zancanaro C., Baldelli B., Gazzanelli G. Quantitative ultrastructural changes of hepatocyte constituents in euthermic, hibernating and arousing dormice (Muscardinus avellanarius) // Tissue Cell. 2002. - V. 34. - P.397-405.

189. Marinho H.S., Antunes F., Pinto R.E .Role of glutathione peroxidase and phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase in the reduction of lysophosphol-ipid hydroperoxides // Free Radic. Biol. Med. 1997. - V.22. -P.871-883.

190. Martin S.L., Maniero G.D., Carey S. and Hand S. Reversible depression of oxygen consumption in isolated liver mitochondria during hibernation // Physiol, and Biochem. Zoology. 1999. - V.72. - P.255-264.

191. Mates J.M., Perez-Gomez C., Nunez de Castro I. Antioxidant enzymes and human diseases. Clin. Biochem. 1999. - V. 32. - P.595-603.

192. Mates M. Effects of antioxidant enzymes in the molecular control of reactive oxygen species toxicology // Toxicology. 2000. - 153. - P.83-104.

193. May J.M. Is ascorbic acid an antioxidant for the plasma membrane? // FASEB J. -1999. -V.13. -P. 995-1006.

194. McCarron R.M., Sieckmann D.G., Erik Z.Y., Frerichs K., Hallenbeck J.M. Hibernation, a state of natural tolerance to profound reduction in organ blood flow and oxygen delivery capacity // BIOS scientific publishers, Oxford, UK. -2001.• -P.23-42

195. Meister A. Glutathione-ascorbic acid antioxidant system in animals // J. Biol. Chem. 1994. -269. - P. 9397-9400.

196. Michaelidis B., Loumbourdis N.S., Kapaki E. Analysis of monoamines, adenosine and GABA in tissues of the land snail Helix lucorum and lizard Agama stel-lio stellio during hibernation // J. Exp. Biol. 2002. - V.205. - P. 1135-1143.

197. Misra H.P., Fridovich I. The generation of superoxide radical during the autoxi-dation of hemoglobin // J. Biol. Chem. -1972. V.247. - P.6960-6962. .

198. Misra H.P., Gorsky L.D. Paraquat and NADPH-dependent lipid peroxidation in• lung microsomes // J. Biol. Chem. -1981.- V.256. P.9994-9998.

199. Miyazawa T., Tamura A., Fukui S., Hossmann K.A. Effect of mild hypothermia on focal cerebral ischemia // Neurol. Res. 2003. - V.25. - P.457-464.

200. Moller I.M. Plant mitochondria and oxidative stress: Electron transport, NADPH turnover, and metabolism of reactive rxygen species // Annu. Rev. Plant Physiol.

201. Plant Mol. Biol.-2001,- V.52. P. 561-591.

202. Montaudon D., Robert J., Canguilhem B. Fluorescence polarization study of lipids and membranes prepared from brain hemispheres of a hibernating mammal I I Biochem. Biophys. Res. Commun. 1984. - V.l 19. - P.396-400.

203. Moreno S., Nardacci R., Ceru M.P. Regional and ultrastructural immunolocali-zation of copper-zinc superoxide dismutase in rat central nervous system. J. His-tochem Cytochem. 1997. - V. 45. - P. 1611 -1622.

204. Mostafa N., Everett D.C., Chou S.C., Kong P.A., Florant G.L., Coleman R.A. Seasonal changes in critical enzymes of lipogenesis and triacylglycerol synthesis in the marmot (Marmota flaviventris) // Comp. Physiol. B. -1993. -V.l63. -P.463-469.

205. Mueller S., Riedel H.D., Stremmel W. Direct evidence for catalase as the predominant H2O2 -removing enzyme in human erythrocytes // Blood. 1997. -V.90. - P.4973-4978.

206. Mueller S., Weber A., Fritz R., Mutze S., Rost D., Walczak H., Volkl A., Stremmel W. Sensitive and real-time determination of H202 release from intact peroxisomes // Biochem. J. 2002. - V. 363. - P. 483-491.

207. Muraoka S., Miura T. Inhibition by uric acid of free radicals that damage biological molecules // Pharmacol Toxicol. 2003. - V.93. - P.284-289.

208. Murphy M.P. Nitric oxide and cell death // Biochim. Biophys. Acta. 1999. - V. 1411. -P.401-414.

209. Murphy M.P., Packer M.A., Scarlett J.L., Martin S.W. Peroxynitrite: a biologically significant oxidant. Gen. Pharmacol. 1998. - V.31. - P. 179-186.

210. Mylonas C., Kouretas D. Lipid peroxidation and tissue damage // In Vivo. -1999. V.13. -P.295-309.

211. Nordberg J., Arner E.S. Reactive oxygen species, antioxidants, and the mammalian thioredoxin system // Free Radic. Biol. Med. 2001. - V. 31. - P. 1287-1312

212. North J.A., Spector A.A., Buettner G.R. Cell fatty acid composition affects free radical formation during lipid peroxidation // Am. J. Physiol. 1994. -V.267. -P.177-188.

213. Orino K., Lehman L., Tsuji Y., Ayaki H., Torti S.V., Torti F.M. Ferritin and the response to oxidative stress // Biochem. J. 2001. - V.357. - P.241-247. .

214. Ormseth O.A., Nicolson M., Pelleymounter M.A., Boyer B.B. Leptin inhibits prehibernation hyperphagia and reduces body weight in arctic ground squirrels // Am. J. Physiol. 1996. - V.271. - P. 1775-1779.

215. Osborne P.G., Hashimoto M. State-dependent regulation of cortical blood flow and respiration in hamsters: response to hypercapnia during arousal from hibernation // J. Physiol. 2003. - V.547. - P.963-970.

216. Ouezzani S., Lafon P., Tramu G., Magoul R. Neuropeptide Y gene expression in the jerboa arcuate nucleus: modulation by food deprivation and relationship with hibernation//Neurosci. Lett. 2001. - V.305. - P.127-130.

217. Ouezzani S., Lafon P., Tramu G., Magoul R. Neuropeptide Y gene expression in the jerboa arcuate nucleus: modulation by food deprivation and relationship with hibernation//Neurosci. Lett. -2001. -V.305. -P.21-24.

218. Pamplona R., Barja G., Portero-Otin M. Membrane fatty acid unsaturation, protection against oxidative stress, and maximum life spania homeoviscous-longe-vity adaptation? // Ann. N. Y. Acad. Sci. 2002. - V.959. - P. 475-490.

219. Pfeiffer K., Gohil V., Stuart R.A., Hunte C., Brandt U., Greenberg M.L., Schagger H. Cardiolipin stabilizes respiratory chain supercomplexes // J. Biol. Chem. 2003. - V. 278. - P. 52873-52880.

220. Plesnila N., Muller E., Guretzki S., Ringel F., Staub F., Baethmann A. Effect of hypothermia on the volume of rat glial cells // J. Physiol. -2000. -V.523. -P.155-162.

221. Portero-Otin M., Bellmunt M.J., Ruiz M.C., Barja G., Pamplona R. Correlation of fatty acid unsaturation of the major liver mitochondrial phospholipid classes in mammals to their maximum life span potential // Lipids. 2001. -V.36. —• P.491-498.

222. Radi R., Cassina A., Hodara R., Quijano C., Castro L. Peroxynitrite reactions and formation in mitochondria // Free Radic. Biol. Med. 2002. - V.33. -P.1451-1464.

223. Radi R., Turrens JF., Chang L.Y., Bush K.M., Crapo J.D., Freeman B.A. Detection of catalase in rat heart mitochondria // J. Biol. Chem. 1991. - V.266. -P.22028-22034.

224. Raha S., McEachern G.E., Myint A.T., Robinson B.H. Superoxides from mitochondrial complex III: the role of manganese superoxide dismutase // Free Radic. Biol. Med. 2000. - V.29. - P. 170-180.

225. Raha S., Robinson B.H. Mitochondria, oxygen free radicals, disease and ageing // Trends Biochem. Sei. -2000. V.25. - P.502-508.

226. Rauen U., de Groot H. Mammalian cell injury induced by hypothermia- the emerging role for reactive oxygen species // Biol. Chem. 2002. - V.383. -P.477-488.

227. Rauen U., Petrat F., Li T., De Groot H. Hypothermia injury/cold-induced apop-tosis—evidence of an increase in chelatable iron causing oxidative injury in spite of low 027H202 formation // FASEB. J. 2000. - V.14. - P.1953-1964.

228. Biochem. Physiol. A Mol. Integr. Physiol. 2000. - V.l25. - P.285-298.

229. Rice M.E. Ascorbate compartmentalization in the CNS // Neurotox Res. -1999. -V.l.-P. 81-90.

230. Rice M.E. Ascorbate regulation and its neuroprotective role in the brain. Trends • Neurosci // 2000. - V.23. - P.209-216.

231. Robb S.J., Gaspers L.D., Wright K.J., Thomas A.P., Connor J.R. Influence of nitric oxide on cellular and mitochondrial integrity in oxidatively stressed astrocytes. // J. Neurosci. Res. 1999. - V.56. - PI66-176.

232. Romisch K., Collie N., Soto N., Logue J., Lindsay M., Scheper W., Cheng C.H. Protein translocation across the endoplasmic reticulum membrane in cold-adapted organisms//J. Cell Sci. 2003. - V.l 16. - P.2875-2883.

233. Rousseau K., Atcha Z., Loudon A.S. Leptin and seasonal mammals // J. Neuro* endocrinol. -2003. V.l5. - P.409-414.

234. Saito M., Kubo K. Relationship between tissue lipid peroxidation and peroxidi-zability index after -linolenic, eicosapentaenoic, or docosahexaenoic acid intake in rats//British Journal of Nutrition. 2003. - V.89. - P.19-28.

235. Sakoh M., Gjedde A. Neuroprotection in hypothermia linked to redistribution of oxygen in brain // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. -2003. -V.285. -P. 17-25.

236. Salvador A., Antunes F., Pinto R.E. Kinetic modelling of in vitro lipid peroxida-tion experiments ~ 'low level' validation of a model of in vivo lipid peroxidation

237. Free Radic. Res. 1995.-V.23.-P.151-172.

238. Salvador A., Sousa J., Pinto R. E. Hydroperoxyl, superoxide and pH gradients inthe mitochondrial matrix: a theoretical assessment. Free Radic. Biol. Med. -2001. V.31. - P. 1208-1215.

239. Sevanian A., Ursini F. Lipid peroxidation in membranes and low-density lipoproteins: similarities and differences // Free Radic. Biol. Med. 2000. - V.29. — P.306-311.

240. Shull S., Heintz N.H., Periasamy M., Manohar M., Janssen Y.M., Marsh J.P., Mossman B.T. Differential regulation of antioxidant enzymes in response to oxidants // J. Biol. Chem. 1991. - V.266. - P.24398-24403.

241. Sheehan D., Meade G., Foley V.M., Dowd C.A. Structure, function and evolution of glutathione transferases: implications for classification of non-m.ammalian members of an ancient enzyme superfamily // Biochem. J. -2001. -V.360.-P.1-16.

242. Sies H. Glutathione and its role in cellular functions // Free Radic. Biol. Med. -1999.-V. 27.-P. 916-921.

243. Skulachev VP. NADP+ decomposition and antioxidant defense of the cell // FEBS Lett. -2001. V.492. - P. 1-3.

244. Slikker W., Desai V.G., Duhart H., Feuers R., Imam S.Z. Hypothermia enhances bcl-2 expression and protects against oxidative stress-induced cell death in Chinese hamster ovary cells // Free Radic. Biol. Med. 2001. - V.31. -P.405-411.

245. Spasic M.B., Saicic Z.S., Buzadzic B., Korac B., Blagojevic D., Petrovic V.M. Effect of long-term exposure to cold on the antioxidant defense system in the rat //FreeRadic. Biol. Med. 1993. - V.15. -P.291-299.

246. Squire T.L., Lowe M.E., Bauer V.W., Andrews M.T. Pancreatic triacylglycerol lipase in a hibernating mammal. II. Cold-adapted function and differential expression // Physiol. Genomics. 2003. - V. 16. - P. 131 -140.

247. Staples J.F., Hochachka P.W. The effect of hibernation status and cold-acclimation on hepatocyte gluconeogenesis in the golden-mantled ground squir- rel (Spermophilus lateralis) // Can. J. Zool./Rev. Can. Zool. -1998. V.76. 1. P. 1734-1740.u,

248. Steiner A. A. Branco L. G. Nitric oxide in the regulation of body temperature and fever 11 J. Therm. Biol. 2001. - V.26. - P.325-330.

249. Lancet. 2003. - V.362. - P.1028-1037.

250. Stewart J.M., English T.E., Storey K.B. Comparisons of the effects of temperature on the liver fatty acid binding proteins from hibernator and nonhibernator mammals // Biochem. Cell. Biol. 1998. - V.76. - P.593-599.

251. Storey K.B. Metabolic regulation in mammalian hibernation: enzyme and protein adaptations // Comp. Biochem. Physiol. A Physiol. 1997. - V.118. -P.1115-1124.

252. Storey K.B. Natural hypothermic preservation: the mammalian hibernator // J. Cell Preserv. Technol. 2002. - V.l. - P.3-16.

253. Storey K.B. Turning down the fires of life: metabolic regulation of hibernationand estivation. // BIOS Scientific Publishers. 2001. - P. 1 -21.

254. Storey K.B., Storey J.M. Metabolic rate depression in animals: transcriptional and translational controls // Biol. Rev. Camb. Philos. Soc. 2004. - V.79. -P.207-233.

255. St-Pierre J., Buckingham J.A., Roebuck S.J., Brand M.D. Topology of superoxide production from different sites in the mitochondrial electron transport chain

256. J. Biol. Chem. 2002. - V.277. - P.44784-44790.

257. Svingen B.A., Buege J.A., O'Neal F.O., Aust S.D. The mechanism of NADPH-dependent lipid peroxidation. The propagation of lipid peroxidation // J. Biol. Chem. 1979. - V.254. - P.5892-5892.

258. Szweda-Lewandowska Z., Krokosz A., Gonciarz M., Zajeczkowska W., Puchala M. Damage to human erythrocytes by radiation-generated HO* radicals: molecular changes in erythrocyte membranes // Free Radic. Res. 2003. —"V.7. -P. 1137-1143.

259. Tang L., Zhang Y., Qian Z., Shen X. The mechanism of Fe2+-initiated lipid peroxidation in liposomes: the dual function of ferrous ions, the roles of the preexisting lipid peroxides and the lipid peroxyl radical // Biochem. J. 2000. -V.352. - P.27-36

260. Tarpey M. M, Fridovich I. Methods of detection of vascular reactive species: nitric oxide, superoxide, hydrogen peroxide, and peroxynitrite // Circ Res. 2001. -V. 89.-P. 224-236.

261. Thannickal V.J., Fanburg B.L. Reactive oxygen species in cell signaling // Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2000. - V. 279. - P. 1005-1028.

262. Thompson K.J., Shoham S., Connor J.R. Iron and neurodegenerative disorders // Brain Res. Bull.-2001.-V. 55.-P. 155-164.

263. Toien O., Drew K.L., Chao M.L., Rice M.E. Ascorbate dynamics and oxygen consumption during arousal from hibernation in Arctic ground squirrels // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2001. - V. 281. - P. 572-583.

264. Turrens J.F. Mitochondrial formation of reactive oxygen species // J. Physiol. -2003. V.552. - P.335-344.

265. Valdez L.B., Alvarez S., Arnaiz S.L., Schopfer F., Carreras M.C., Poderoso J.J., Boveris A. Reactions of peroxynitrite in the mitochondrial matrix // Free Radic. Biol. Med. 2000. - V. 29. - P.349-356.

266. Van Breukelen F., Carey V. Ubiquitin conjugate dynamics in the gut and liver of hibernating ground squirrels // J. Comp. Physiol. B. 2002. - V.172-P.269-273.

267. Van Breukelen F., Martin S.L. Invited review: molecular adaptations in mammalian hibernators: unique adaptations or generalized responses? // J. Appl. Physiol. 2002. - V.92. - P.2640-2647.

268. Van Breukelen F., Martin S.L. Reversible depression of transcription during hibernation//J. Comp. Physiol. B. 2002. -V. 172. -P.355-361.

269. Van Breukelen F., Martin S.L. Translational initiation is uncoupled from elongation at 18 degrees C during mammalian hibernation // Am. J. Physiol. Regul. In-tegr. Comp. Physiol. 2001. - V.281.-P. 1374-1379.

270. Wang G.J., Deng H.Y., Maier C.M., Sun G.H., Yenari M.A. Mild hypothermia reduces ICAM-1 expression, neutrophil infiltration and microglia/monocyte accumulation following experimental stroke // Neuroscience. 2002. - V.114. -P.1081-1090.

271. Wang L.C.H., Lee T.F. Torpor and hibernation in mammals: metabolic, physiological and biochemical adaptations // Handbook of Physiology. Eds. M.J. Fre-gly, C.M. Blatteis. N.Y.: Oxford Univ. Press. 1996. - P. 507-531.

272. Wang L.C.H., Lee T.F. "Perspectives on metabolic suppression during mammalian hibernation and daily torpor." // Springer Verlag. 2000: - P.149-158.

273. Wang S.Q., Lakatta E.G., Cheng H., Zhou Z.Q. Adaptive mechanisms of intracellular calcium homeostasis in mammalian hibernators // J. Exp. Biol. 2002. — V.205. - P.2957-2962.

274. Wang X., Wu Z., Song G., Wang H., Long M., Cai S. Effects of oxidative damage of membrane protein thiol groups on erythrocyte membrane viscoelasticities // Clin. Hemorheol. Microcirc. 1999. -V. 21. - P. 137-146.

275. Wu B.J., Else P.L., Storlien L.H., Hulbert A.J. Molecular activity of Na+/K+-ATPase from different sources is related to the packing of membrane lipids // J. Exp. Biol. 2001. - V.204. - P. 4271-4280.

276. Yasuma Y, McCarron R.M, Spatz M, Hallenbeck J.M. Effects of plasma from hibernating ground squirrels on monocyte-endothelial cell adhesive interactions //Am. J. Physiol. 1997. - V.273. - P. 1861-1869.

277. Ying W, Han S.K, Miller J.W, Swanson R.A. Acidosis potentiates oxidative neuronal death by multiple mechanisms // J. Neurochem. 1999. - V.73. -P.1549-1556.

278. Young I.S, Woodside J.V. Antioxidants in health and disease // J. Clin. Pathol. -2001.-V. 54. -P.176-186.

279. Yu B.P. Cellular defenses against damage from reactive oxygen species //.Physiol. Rev.-1994.-V.74.-P.139-162.

280. Zancanaro C, Malatesta M, Mannello F, Vogel P, Fakan S. The kidney during hibernation and arousal from hibernation. A natural model of organ preservation during cold ischaemia and reperfusion // Nephrol. Dial. Transplant. —1999. —• V.14. P.1982-1990.

281. Zelko I.N, Mariani T.J, Folz R.J. Superoxide dismutase multigene family: a comparison of the CuZn-SOD (SOD1), Mn-SOD (SOD2), and EC-SOD (SOD3) gene structures, evolution, and expression // Free Radic. Biol. Med. 2002. — V. 33.-P. 337-349.

282. Zhang Y, Marcillat O, Giulivi C, Ernster L, Davies K.J. The oxidative inacti-vation of mitochondrial electron transport chain components and ATPase // J. Biol. Chem.- 1990.- V.265.-P.16330 -16336.

283. Zhou F, Zhu X, Castellani R.J, Stimmelmayr R, Perry G, Smith M.A, Drew K.L. Hibernation, a model of neuroprotection // Am. J. Pathol. 2001. — V.158. -P.2145-2151.

284. Zhou Z, Kang Y.J. Cellular and subcellular localization of catalase in the heart of transgenic mice. // J. Histochem. Cytochem. 2000. - V.8. - P.585-594.