Исследование белков плотных контактов в эпителии кишки крысы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Вешнякова, Анна Юрьевна

• Вешнякова, Анна Юрьевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Вешнякова, Анна Юрьевна

Исследование белков плотных контактов в эпителии кишки крысы»

Список сокращений.

Введение.

Глава 1. Электрофизиологические характеристики эпителия различных сегментов кишки крысы

1.1. Обзор литературы.

1.2. Специфические методические особенности экспериментов.

1.3. Электрофизиологические характеристики различных сегментов кишки крысы.

1.4. Изменение трансэпителиального сопротивления и тока короткого замыкания при длительной инкубации.

1.5. Обсуждение.

Глава 2. Исследование экспрессии клаудинов в эпителии кишки крысы с помощью Вестерн-блот анализа

2.1. Обзор литературы.

2.2. Специфические методические особенности экспериментов.

2.3. Экспрессия клаудинов в эпителии кишки крысы.

2.4. Обсуждение.

Глава 3. Локализация белков плотных контактов в эпителии кишки крысы

3.1. Обзор литературы.

3.2. Специфические методические особенности экспериментов.

3.3. Распределение клаудинов по оси ворсинка — крипта или люминальная поверхность - крипта в эпителии кишки крысы.

3.4. Субклеточная локализация клаудинов в эпителиоцитах кишки крысы.

3.5. Обсуждение.Г.

Глава 4. Влияние холерного токсина на проницаемость эпителия и структуру плотных контактов различных отделов кишки крысы

4.1. Обзор литературы.

4.2. Специфические методические особенности экспериментов.

4.3. Изменение электрофизиологических показателей в различных отделах кишки под действием холерного токсина, теофиллина и буметанида.

4.4. Изменение уровня экспрессии клаудинов в эпителии толстой кишки крысы под воздействием холерного токсина и теофиллина.

4.5.Обсуждение.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование белков плотных контактов в эпителии кишки крысы»

Актуальность проблемы. Изучение процессов транспорта веществ, ионов и воды через эпителий кишки является актуальной проблемой современной физиологии висцеральных систем. Транспорт ионов через эпителий может осуществляться по трансцеллюлярному и по парацеллюлярному пути. Механизмы трансцеллюлярного транспорта изучены подробно (Ugolev et al., 1985; Тимофеева и др., 2000; Marples, 2001; Drozdowski et al., 2006; Gilbert et al., 2008). В случае парацеллюлярного транспорта веществ важная роль принадлежит комплексам плотных контактов, разделяющих апикальный и базолатеральный домены плазматических мембран и объединяющих эпителиоциты в единый пласт. Долгое время вопрос о существовании селективной межклеточной диффузии оставался неясным. Изучение данной проблемы стало возможным после выявления различных молекулярных компонентов плотных контактов. Трансмембранный белок окклюдин является их структурной основой (Furuse, 1993). Представители семейства клаудина, в котором насчитывают 24 белка (Furuse, 1998), обеспечивают барьерные свойства эпителия и участвуют в осуществлении селективной межклеточной диффузии. Показано, что клаудины -2, -7, -12, -15 и -16 могут формировать селективные ионные поры (Amasheh, 2002; Alexandre, 2005; Fujita, 2008) и таким образом осуществляют селективную межклеточную диффузию. Некоторые белки (клаудины -1, -3, -4, -5, -8 ,-14, -18, -19) снижают проницаемость эпителия (Van Itallie, 2006; Furuse, 2002; Wolburg, 2003; Angelow, 2007; Amasheh, 2008).

Вклад белков плотных контактов представляется важным аспектом в изучении проницаемости эпителия. Кроме этого эпителий кишки является удобной моделью для уточнения роли отдельных белков плотных контактов в осуществлении парацеллюлярного транспорта, так как эпителий разных отделов кишки имеет морфофункциональные отличия. К настоящему времени известны фрагментарные сведения об экспрессии клаудинов в 5 кишечном эпителии (Rahner, 2001; Amasheh, 2005; Fujita, 2006; Chiba, 2008). Однако до сих пор комплексного изучения роли белков семейства клаудина в реализации межклеточного транспорта в кишечном эпителии не проводилось.

Для анализа вклада отдельных клаудинов в межклеточный транспорт представлялось целесообразным использование теофиллина и холерного токсина, усиливающих, как известно, поток электролитов в полость кишки крысы.

Целью данной работы являлось изучение экспрессии белков плотных контактов и их функциональной роли в эпителии различных отделов кишки.

Задачи исследования:

1. Сопоставить электрофизиологические характеристики сегментов различных отделов кишки.

2. Провести сравнительный анализ экспрессии белков плотных контактов в эпителии двенадцатиперстной, тощей, подвздошной и толстой кишки.

3. Изучить локализацию белков плотных контактов в эпителии кишки.

4. Исследовать проницаемость эпителия и экспрессию клаудинов при действии холерного токсина и теофиллина.

Научная новизна. Впервые на основе электрофизиологических, молекулярных, иммуноцитохимических методов было проведено комплексное исследование белков плотных контактов в эпителии кишки крысы. Получены новые данные, свидетельствующие о том, что экспрессия этих белков коррелирует с электрофизиологическими показателями, отражающими интенсивность ионного транспорта в различных отделах кишки. Показано, что в разных отделах кишки существуют отличия в пространственном распределении клаудинов в эпителиоцитах и в различных участках эпителиального пласта. Определено влияние теофиллина и холерного токсина, повышающих концентрацию цАМФ в клетке и обеспечивающих транспорт электролитов в просвет кишки, на изменение проницаемости эпителия различных отделов кишки и на экспрессию белков семейства клаудина.

Научно-практическая значимость работы. В результате проведенного исследования получены данные, которые позволяют расширить теоретическое представление о парацеллюлярном транспорте электролитов через эпителий в различных отделах кишки. Результаты, полученные в ходе комплексного исследования белков плотных контактов, позволяют уточнить их роль в осуществлении межклеточного транспорта через кишечный эпителий. Данная работа имеет фундаментальное значение для физиологии висцеральных систем. Результаты диссертации используются в курсах лекций по физиологии, читаемых на биолого-почвенном факультете Санкт-Петербургского государственного университета.

Положения, выносимые на защиту.

1. Ионопроницаемость эпителия различных отделов кишки определяется комплексом показателей: электрофизиологическими характеристиками, уровнем экспрессии белков семейства клаудина и их распределением в пределах эпителиоцита и в различных участках эпителиального пласта.

2. В проницаемом эпителии тонкой кишки обеспечение селективной межклеточной диффузии может быть связано с экспрессией клаудинов -2, -7 и -12. В непроницаемом (плотном) эпителии толстой кишки барьерные свойства эпителия обеспечиваются экспрессией клаудинов -1, -3, -4, -5, -8 и -18.

3. Холерный токсин влияет на ионопроницаемость эпителия через изменение экспрессии белков плотных контактов.

Апробация работы. Результаты исследования доложены и обсуждены на XX съезде Физиологического общества им. И.П. Павлова (Москва, 2007 г.), на VI Всероссийской конференции с международным участием «Механизмы функционирования висцеральных систем», посвященной 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения (Санкт-Петербург, 2008 г.), на 18-й и 19-й Международных Студенческих конференциях (Берлин, 2007 и 2008 гг.), на Конференции Европейского общества по изучению эпителиального транспорта (Памплона, Испания, 2008 г.).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 3 статьи в рецензируемых журналах и 5 тезисов докладов.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 162 страницах машинописного текста, состоит из введения, четырех глав, каждая из которых включает в себя обзор литературы, методические особенности экспериментов, результаты и их обсуждение, заключения, выводов и списка литературы, включающего 203 источника. Диссертация иллюстрирована 2 таблицами и 33 рисунками.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Вешнякова, Анна Юрьевна

Выводы

1. Величина тока короткого замыкания и трансэпителиального сопротивления в разных отделах кишки крысы свидетельствует о различиях интенсивности активного транспорта электролитов в тонкой и толстой кишке. Для непроницаемого эпителия толстой кишки характерна наименьшая величина ионного транспорта и наибольшие значения трансэпителиального сопротивления. Величина тока короткого замыкания в тонкой кишке свидетельствует о наибольшей интенсивности ионного транспорта в тощей кишке.

2. В эпителиальных клетках кишки экспрессируются различные белки семейства клаудина. В эпителии толстой кишки преобладают белки, повышающие плотность эпителия (клаудины-1, -3, -4, -5, -8, -18), а в тонкой кишке - белки, увеличивающие проницаемость (клаудины-2, -7 и -12). Во всех изучаемых отделах кишки не обнаружены клаудин-11 и клаудин-14.

3. В эпителии кишки идентифицированные белки семейства клаудина имеют различную локализацию в плазматической мембране. Часть из них располагаются в области плотных контактов (клаудины-2, -3, -4, -5, -7 — в эпителии подвздошной кишки, клаудин-2 — в эпителии толстой кишки). Другие клаудины обнаружены в базолатеральной мембране клеток (клаудин-1 — в эпителии подвздошной кишки, клаудины-3,-4 и -5 — в эпителии толстой кишки).

4. Теофиллин и холерный токсин имеют сходные эффекты в отношении тока короткого замыкания в различных отделах кишки крысы, но в отличие от теофиллина, холерный токсин увеличивает трансэпителиальное сопротивление в подвздошной и толстой кишке. Это подтверждается снижением экспрессии клаудина-2 и увеличением уровня клаудинов-1,-3,-4 и -8 в толстой кишке после инкубации с токсином и свидельствует об изменении ионопроницаемости эпителия под воздействием данного вещества.

Заключение

Значения электрофизиологических показателей свидетельствовали о том, что процесс активного транспорта ионов снижен в толстой кишке крысы по сравнению с тонкой кишкой. Интенсивность этого процесса различается в изучаемых отделах тонкой кишки. В тощей кишке активный перенос веществ через эпителий происходит наиболее интенсивно.

Исследования экспрессии белков семейства клаудина, функции которых были изучены на эпителии других органов, свидетельствует о том, что клаудины-2,-7 и -12 преобладают в тонкой кишке, эпителий которой относится к всасывающему типу. Другие белки плотных контактов, идентифицированные в кишечном эпителии (клаудины-1, -3, -4, -5, -8, -16, -18), имели наибольший уровень экспрессии в непроницаемом эпителии толстой кишки. Установлено, что изученные представители семейства клаудина могут располагаться в разных областях плазматической мембраны: в апикальном домене, в зоне плотных контактов, а также в базолатеральном домене мембраны эпителиоцитов.

Таким образом, в двенадцатиперстной, тощей, подвздошной и толстой кишке было обнаружено сходство электрофизиологических характеристик, связанных с перемещением электролитов через эпителий и распределением белков семейства клаудина в проксимально-дистальном направлении. Создание модельных условий движения ионов с помощью теофиллина и холерного токсина подтвердило данную связь. Было продемонстрировано, что в толстой кишке снижение трансэпителиального сопротивления под действием теофиллина сопровождается увеличением уровня клаудина-2, а холерный токсин усиливает трансэпителиальное сопротивление за счет повышения экспрессии клаудинов-1,-3,-4 и -8 и снижения экспрессии клаудина-2.

Таким образом, комплексное исследование представителей семейства клаудина в эпителии кишки крысы позволяет говорить, что данные белки участвуют в селективной межклеточной диффузии.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Вешнякова, Анна Юрьевна, 2008 год

1. Громова JI.B., Кузнецов В.Л., Груздков A.A. Всасывание глюкозы и галактозы в тонкой кишке крыс in vivo // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. -1996.-Т. 82 (З).-С. 46-56.

2. Груздков A.A. Современные представления о переносе веществ через эпителиальный слой тонкой кишки // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. -1993.-Т. 79 (6).-С. 19-32.

3. Груздков A.A., Громова Л.В. Исследование потребления крысами концентрированных растворов глюкозы и моделирование ее распределения вдоль кишки// Рос. физиол. журн. -2004.-Т. 90 (10). С. 1270 - 1280.

4. Грефнер Н.М., Громова Л.В., Груздков A.A. Структурный анализ роли облегченной диффузии в процессе всасывания глюкозы энтероцитами тонкой кишки крысы // Цитология. 2006. - Т. 48 (4). - С. 355-363.

5. Иезуитова H.H., Тимофеева Н.М. Развитие концепций об ассимиляции пищи // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 1996. - Т. 82 (3). - С. 5-18.

6. Марков А.Г., Amasheh S., Fromm М. Белки семейства клаудина в тонкой и толстой кишке крысы // Научные труды I Съезда физиологов СНГ.- Под ред. Р.И. Сепиашвили.- М.: Медицина-Здоровье. 2005. — С. 9-10.

7. Марков А.Г., Шадрин Л.В., Вешнякова А.Ю. и др. Экспрессия клаудина-2 и -16 в плотных контактах секреторного эпителия молочной железы мышей //Рос. физиол. журн. -2006.-Т.92,№11.С. 1391 1395.

8. Марков А.Г., Вешнякова А.Ю., Круг С. и др. Экспрессия белков плотных контактов в эпителии тонкой кишки крысы// Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. -2007.-Т. 93, № 9. С. 1043-1054.

9. Ноздрачев А. Д., Поляков Е. JI. Анатомия крысы (Лабораторные животные) / Под ред. академика А. Д. Ноздрачева. — СПб.: Издательство «Лань», 2001. —464 с, ил. — (Учебники для вузов. Специальная литература).

10. Селиверстова Е.В., Шахматова Е.И., Комиссарчик Я.Ю. и др. Иммуноцитохимическая локализация вазопрессина при его всасывании клетками эпителия тонкой кишки крысы// Цитология. -2004.- Т. 46, № 11. -С. 953-959.

11. Тимофеева H.M. Роль пептидаз в ассимиляции белков// Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. -1993. -Т. 79 (6). С. 1-18.

12. Тимофеева Н.М., Груздков А.А., Зильбер Ю.Д. и др. Физиология и биохимия ферментных адаптаций. Тонкая кишка / Мембранный гидролиз и транспорт. Новые данные и гипотезы // Под ред. А.М. Уголева. Л.: Наука. -1986.-С. 51-63.

13. Тимофеева Н.М., Иезуитова Н.Н., Громова Л.В. Современные представления о всасывании моносахаридов, аминокислот, пептидов в тонкой кишке млекопитающих // Успехи физиол. наук. -2000.- Т.31 (4).-С.24-37.

14. Трифонов Е.В. Психофизиология человека Толковый русско-английский словарь, 12-е издание М.: Наука, 1997. - 546 с.

15. Уголев A.M. Иезуитова Н.М. Элементы современной энтерологии / В кн. Адаптационно-компенсаторные процессы: на примере мембранного гидролиза и транспорта // Под ред. акад. A.M. Уголева. JL: Наука. - 1991.-е. 7-51.

16. Уголев A.M., Гусев В.М., Груздков А.А. Транссорбция как важный механизм молекулярного транспорта в биологических системах // Физиол. ж. 1992.-Т. 78 (8). - С. 38-43.

17. Хендерсон Д.М. Патофизиология органов пищеварения // М.: Бином. -2005. с. 79-97.

18. Abrami L., Gobin R., Berthonaud V. Localization of the FA-CHIP water channel in frog urinary bladder // Eur J Cell Biol. 1997. - V.73(3). - P. 215-21.

19. Acharya P., Beckel J., Ruiz W.G. et al. Distribution of the tight junction proteins ZO-1, occludin, and claudin-4, -8, and -12, in bladder epithelium. Am. J. Physiol. Renal Physiol. -2004. V. 287. - P. F305 -F318.

20. Adibi S.A. The oligopeptide transporter (Peptl) in human intestine: biology and function // Gastroenterol. -1997. V. 113(1). - P. 332-340.

21. Agarwal R., D'Souza Т., Morin P.J. Claudin-3 and claudin-4 expression in ovarian epithelial cells enhances invasion and is associated with increased matrix metalloproteinase-2 activity// Cancer Res. 2005. - V.65. - P. 7378-7385.

22. Alexandre M.D., Lu Q., Chen Y.H. Overexpression of claudin-7 decreases the paracellular CI- conductance and increases the paracellular Na+ conductance in LLC-PK1 cells//J. Cell Sci. 2005. - V. 118. - P. 2683-2693.

23. Amasheh M., Schlichter S., Amasheh S. Quercetin enhances epithelial barrier function and increases claudin-4 expression in Caco-2 cells// J Nutr.- 2008. -V. 138(6). P. 1067-1073.

24. Amasheh S., Meiri N., Gitter A.H. et al. Claudin-2 expression induces cation-selective channels in tight junctions of epithelial cells.// J. Cell Sci. -2002.- V.l 15.-P. 4969-4976.

25. Amasheh S., Milatz S., Krug S.M. Na+ absorption defends from paracellular back-leakage by claudin-8 upregulation// Biochem. Biophys. Res. Comm. 2008

26. Amasheh S., Milatz S., Krug S.M. Tight junction proteins as channel formers and barrier builders: claudin-2, -5, and -8 // Ann. N.Y. Acad. Sei. 2009.

27. Amasheh S., Schmidt T., Mahn M. et al. Contribution of claudin-5 to barrier properties in tight junctions of epithelial cells // Cell Tissue Res. -2005.- V.321. P. 89-96.

28. Anderson J. M. Molecular structure of tight junctions and their role in epithelial transport//News Physiol. Sei. -2001.- V.16.- P. 126 130.

29. Angelow S., Kim K.J., Yu A.S. Claudin-8 modulates paracellular permeability to acidic and basic ions in MDCK II cells // J. Physiol. 2006. -V.571.-P. 15-26.

30. Barrios-Rodiles M., Brown K.R., Ozdamar B. Highthroughput mapping of a dynamic signaling network in mammalian cells// Science. 2005. - V.307. - P. 1621-1625.

31. Battle M.A., Konopka G., Parviz F. Hepatocyte nuclear factor 4a orchestrates expression of cell adhesion proteins during the epithelial transformation of the developing liver // Proc. Natl. Acad. Sei. U. S. A. 2006. - V. 103. - P.8419-8424.

32. Bentzel C., Fromm M., Palant C. et al. Protamine alters structure and conductance of Necturus gallbladder tight junctions without major electrical effects on the apical cell membrane // J. Membrane Biol. -1987.- V. 95.- P. 9-20.

33. Bergann T., Fromm A., Zeissig S. et al. Interaction of dexamethasone and TNFa in the regulation of ENaC-mediated sodium transport // J. Physiol. Biochem.-2007.- V. 63 (1).- P. 19.

34. Berkes J., Viswanathan V.K., Savkovic S.D. et al. Intestinal epithelial responses to enteric pathogens: effects on the tight junction barrier, ion transport, and inflammation // Gut.-2003.- V. 52. P. 439-451.

35. Blackman B., Russell T., Nordeen S.K. et al. Claudin 7 expression and localization in the normal murine mammary gland and murine mammary tumors// Breast Cancer Res. -2005.- V.7. P. 248 - 255.

36. Blachier F., Vaugelade P., Robert V. et al. Comparative capacities of the pig colon and duodenum for luminal iron absorption // Can. J. Physiol. Pharmacol. — 2007. -V. 85(2). -P. 185-192

37. Brot-Laroche E., Tobin V., Klein. C. et al. Insulin controls the location of GLUT2 in the brush border membrane of enterocytes // J. Physiol. Biochem.-2007.- V. 63(1).-P. 9.

38. Burant C.F., Takeda J., Brot-Laroche E. Fructose transporter in human spermatozoa and small intestine is GLUT5 // J. Biol. Chem. 1992. - V. 267. - P. 14527-14526.

39. Bürgel N., Bojarski C., Mankertz J. et al. Mechanisms of diarrhea in collagenous colitis// Gastroenterology.- 2002.-V. 123.- P. 433 443.

40. Calamita G., Mola M.G., Svelto M. Presence in frog urinary bladder of proteins immunologically related to the aquaporin-CHIP // Eur J Cell Biol. -1994. -V.64(2). P. 222-228.

41. Caviedes-Vidal E., McWhorter T.J., Lavin S.R. The digestive adaptation of flying vertebrates: high intestinal paracellular absioiption compensates for small guts //Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2007. - V. 104(48). - P.19132-19137.

42. Cereijido M., Contreras R.G., Shoshani L. Cell Adhesion, Polarity, and Epithelia in the Dawn of Metazoans // Physiol Rev.-2004.-V.84. P. 1229-1269.

43. Chatterjee A, Chowdhury R. Bile and unsaturated fatty acids inhibit the binding of cholera toxin and Escherichia coli heat-labile enterotoxin to GM1 receptor // Antimicrob Agents Chemother. 2008. -V.52 (1). - P. 220-224.

44. Charoenphandhu N., Wongdee K., Tudpor K. et al. Chronic metabolic acidosis up-regulated claudin mRNA expression in duodenal enterocytes of female rats // Life Sei.- 2007.-V. 80(19).- P. 1729-1737.

45. Chiba H., Gotoh T., Kojima T. Hepatocyte nuclear factor (HNF)-4a triggers formation of functional tight junctions and establishment of polarized epithelial morphology in F9 embryonal carcinoma cells // Exp. Cell Res. 2003. - V.286. - P. 288-297.

46. Chiba H., Osanai M., Murata M. Transmembrane proteins of tight junctions // Biochimica et Biophysica Acta. 2008. - V. 1778. - P. 588-600.

47. Chiba H., Sakai N., Murata M. The nuclear receptor hepatocyte nuclear factor 4a acts as a morphogen to induce the formation of microvilli // J. Cell Biol. -2006. V.175.-P.971-980.

48. Colegio O.R., van Itallie C.M., McCrea H.J. Claudins create charge-selective channels in the paracellular pathway between epithelial cells // Am. J. Physiol., Cell Physiol. 2002. - V.283. - P.142-147.

49. Colegio O.R., Van Itallie C., Rahner C. et al. Claudin extracellular domains determine paracellular charge selectivity and resistance but not tight junction fibril architecture // Am. J. Physiol. Cell Physiol. -2003.- V.284.-P. 1346-1354.

50. Contreras R.G., Shoshani L., Flores-Maldonado C. E-cadherin and tight junctions between epithelial cells of different animal species// Pfliigers Archiv. —2002.-V. 444 (4).-P. 467-475.

51. Coyne C.B., Gambling T.M., Boucher R.C. Role of claudin interactions in airway tight junctional permeability // Am. J. Physiol., Lung Cell Mol. Physiol. -2003. -V.285. -P.l 166-1178.

52. De Carvalho A.D., de Souza W., Morgado-Diaz J.A. Morphological and molecular alterations at the junctional complex in irradiated human colon adenocarcinoma cells, Caco-2 // Int J Radiat Biol. -2006.-V.82(9).-P.658-68.

53. DiBona D.R., Chen L.C., Sharp G.W.G. A study of intercellular spaces in the rabbit jejunum during acute volume expansion and after treatment with cholera toxin // The Journal of Clinical Investigation.-1974.- V. 53. P. 1300-1307.

54. Dore B., Donna D., Andreoletti G.E. et. al. A specific alkaline phosphatase of amphibia integument levamisole effect on short circuit current (SCC) // Boll. Soc. Ital. Biol. Sper. 2000. - V. 76(7-8). - P. 45-50.

55. Drozdowski L.A., Thomson A.B. Intestinal sugar transport // World J. Gastroenterol.- 2006. -V. 12(11). -P. 1657-1670.

56. D'Souza T., Agarwal R., Morin P.J. Phosphorylation of claudin-3 at threonine 192 by cAMP-dependent protein kinase regulates tight junction barrier function in ovarian cancer cells // J. Biol. Chem. 2005. - V.280. - P.26233-26240.

57. Ebnet K., Suzuki A., Horikoshi Y. The cell polarity protein ASIP/PAR-3 directly associates with junctional adhesion molecule (JAM) // EMBO J. 2001. -V.20.-P.373 8-3748.

58. Ebnet K., Suzuki A., Ohno S. Junctional adhesion molecules (JAMs): more molecules with dual functions // J. Cell Sci. 2004. - V.l 17. - P.19-29.

59. Efrati E., Arsentiev-Rozenfeld J., Zelikovic I. The human paracellin-1 gene (hPCLN-1): renal epithelial cell-specific expression and regulation // Am J Physiol Renal Physiol. -2005. V.288. P. 272-283.

60. Escaffit F., Boudreau F., Beaulieu J.F. et al. Differential expression of claudin-2 along the human intestine: Implication of GATA-4 in the maintenance of claudin-2 in differentiating cells //J Cell Physiol. -2005.- V.203(l).-P.15-26.

61. Evans M.J., von Hahn T., Tscherne D.M. Claudin-1 is a hepatitis C virus co-receptor required for a late step in entry // Nature 2007. - V.446. - P.801-805.

62. Fasano A., Baudry B., Pumplin D.W. Vibrio cholerae produces a second enterotoxin, which affects intestinal tight junctions // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1991.-V.88.-P. 5242-5246.

63. Farquhar M.G., Palade G.E. Junctional complexes in various epithelia// J. Cell Biol. -1963. V.17. - P.375—412.

64. Fedwick J.P., Lapointe T.K., Meddings J.B. et al. Helicobacter pylori activates myosin light-chain kinase to disrupt claudin-4 and claudin-5 and increase epithelial permeability // Infect Immun. -2005.-V.73(12).-P.7844-7852.

65. Fromter E.D., Diamond J.M. Route of passive ion permeation in epithelia // Nature New Biol. -1972.-V.235.-P. 9-13.

66. Fujibe M., Chiba H., Kojima T. Thr203 of claudin-1, a putative phosphorylation site for MAP kinase, is required to promote the barrier function of tight junctions // Exp. Cell Res. 2004. -V.295 - .P. 36-47.

67. Fujita H., Chiba H., Yokozaki H. et al. Differential expression and subcellular localization of claudin-7, -8, -12, -13, and -15 along the mouse intestine // J. Histochem. Cytochem. -2006.-V.54 (8).-P. 933 944.

68. Fujita K., Katahira J., Horiguchi Y. Clostridium perfringens enterotoxin binds to the second extracellular loop of claudin-3, a tight junction integral membrane protein // FEBS Lett. 2000. - Y.476. - P.258-261.

69. Fujita H., Sugimoto K., Inatomi S. Tight junction proteins claudin-2 and -12 are critical for vitamin D-dependent Ca2+ absorption between enterocytes // Mol Biol Cell. -2008. -V. 19(5). P. 1912-1921.

70. Furuse M., Hirase T., Itoh M. et al. Occludin: a novel integral membrane protein at tight junctions // J. Cell Biol.-1993.-V.123.-P. 1777-1788.

71. Furuse M., Furuse K., Sasaki H. et al. Conversion of zonulae occludens from tight to leaky strand type by introducing claudin-2 into Madin-Darby canine kidney I cells // Cell Biol.-2001 .-V. 153.-P. 263-272.

72. Furuse M., Hata M., Furuse K. et al. Claudin-based tight junctions are crucial for the mammalian epidermal barrier: a lesson from claudin-1-deficient mice // J. Cell Biol.-2002.-V.156.-P. 1099- 1111.

73. Furuse M., Sasaki H., Fujimoto K. et al. S. A single gene product, claudin-1 or -2, reconstitutes tight junction strands and recruits occludin in fibroblasts // J. Cell Biol.-1998.-V. 143.-P.391-401.

74. Furuse M., Tsukita S. Claudins in occluding junctions of humans and flies // Trends Cell Biol. 2006. - V.16. - P. 181-188.

75. Ganguly, N. K., Kaur T. Mechanism of action of cholera toxin and other toxins // Indian J. Med. Res.-1996.-V.104. -P. 28-37.

76. Garcia-Miranda P., Peral M.J., Cano M. et al. Creatine transport in rat colon: developmental maturation // J. Physiol. Biochem. -2007.- V. 63 (1).- P. 32.

77. Gilbert E.R. Wong E.A. Webb K.E. Board-invited review. Peptide absorption and utilization: implications for animal nutrition and health // J. Anim. Sci. 2008. -V. 86 (9).-P. 2135-2155.

78. Gitter A.H., Bendfeldt K., Schulzke J.D. Trans/paracellular, surface/crypt, and epithelial/subepithelial resistances of mammalian colonic epithelia // Pfliigers Arch-Eur J Physiol. -2000.-V. 439 (4). -P.477-482.

79. Gitter A.H., Fromm M., Schulzke J.D. Impedance analysis for the determination of epithelial and subepithelial resistance in intestinal tissues // J Biochem Biophys Methods. -1998.- V. 37(1-2). P. 35-46.

80. Gliki G., Ebnet K., Aurrand-Lions M. Spermatid differentiation requires the assembly of a cell polarity complex downstream of junctional adhesion molecule-C // Nature 2004. - V.431. - P.320-324.

81. Gon Y., Wood M.R., Kiosses W.B. S1P3 receptor-induced reorganization of epithelial tight junctions compromises lung barrier integrity and is potentiated by TNF// Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. - V.102. - P.9270-9275.

82. Gonsales-Mariscal L., Betanzos F., Nava P. et al. Tight junction proteins // Prog. Biophys. Mol. Biol. 2003. -V.81. -P. 1-44.

83. Gorraitz E., Garces A., Errasti-Murugarren E. et al. Comparison of nucleosides transport by HCNT3 in the presence of Na+ or H+ // J. Physiol. Biochem.- 2007.- V. 63 (1). P. 30.

84. Hadj-Rabia S., Baala L., Vabres P. Claudin-1 gene mutations in neonatal sclerosing cholangitis associated with ichthyosis: a tight junction disease // Gastroenterology -2004. V.127. - P.1386-1390.

85. Hashizume A, Ueno T, Furuse M. et al. Expression patterns of claudin family of tight junction membrane proteins in developing mouse submandibular gland // Dev Dyn. -2004 -V.23 l(2).-P.425-31.

86. Hebert S.C., Cheng S., Geibel J. Functions and roles of the extracellular Ca2+-sensing receptor in the gastrointestinal tract // Cell Calcium 2004. -V. 35 (3). - P. 239-247.

87. Hegel U., Fromm M., Kreusel K.M. Bovine and porcine large intestine as model epithelia in a student lab course II Am J Physiol. 1993. - V. 265(6 Pt 3). -P.10-19.

88. Heller F., Florian P., Bojarski C. Interleukin-13 is the key effector Th2 cytokine in ulcerative colitis that affects epithelial tight junctions, apoptosis, and cell restitution // Gastroenterology. 2005.-V. 129(2). P. 550-564.

89. Hewitt K.J., Agarwal R., Morin P.J. The claudin gene family expression in normal and neoplastic tissues // BMC Cancer -2006.- V.6.-P. 186.

90. Himmerkus N., Shan Q., Goerke B. Salt- and acid/base metabolism in claudin-16 knockdown mice impact for the pathophysiology of FHHNC patients // Am J Physiol Renal Physiol.-2008.- V. 295(6). - P. F1641-F1647.

91. Holmes J.L., van Itallie C.M., Rasmussen J.E. Claudin profiling in the mouse during postnatal intestinal development and along the gastrointestinal tract reveals complex expression patterns // Gene Expr. Patterns -2006. -V.6. P.581-588.

92. Hou J., Paul D.L., Goodenough D.A. Paracellin-1 and the modulation of ion selectivity of tight junctions // J Cell Sci. 2005. - V.l;l 18(Pt 21). - P. 5109-5118

93. Ikari A., Matsumoto S., Harada H. Phosphorylation of paracellin-1 at Ser217 by protein kinase A is essential for localization in tight junctions // J. Cell Sci. -2006. V.l 19. - P.1781-1789.

94. Itoh M., Furuse M., Morita K. Direct binding of three tight junction-associated MAGUKs, ZO-1, ZO-2, and ZO-3, with the COOH termini of claudins // J. Cell Biol. -1999. V.147. - P.1351-1363.

95. Joraku A, Sullivan CA, Yoo J. et al. In-vitro reconstitution of three-dimensional human salivary gland tissue structures // Differentiation. -2007.-V.75(4). -P. 318-324.

96. Kawedia J.D., Nieman M.L., Boivin G.P. et al. Interaction between transcellular and paracellular water transport pathways through Aquaporin 5 andthe tight junction complex // Proc Natl Acad Sci USA. -2007.-V.104(9).-P.3621-3626.

97. Kaitu' u-Lino T.J., Sluka P., Foo C.F. et al. Claudin-11 expression and localisation is regulated by androgens in rat Sertoli cells in vitro // Reproduction. -2007.-V.133(6).-P.l 169-1179.

98. Katahira J., Inoue N., Horiguchi Y. et al. Molecular cloning and functional characterization of the receptor for Clostridium perfringens enterotoxin // J Cell Biol.-1997.-V. 136.-P. 1239-1247.

99. Kausalya P.J., Amasheh S., Gunzel D. Disease-associated mutations affect intracellular traffic and paracellular Mg2+ transport function of claudin-16 // J. Clin. Invest. -2006. V.l 16. - P.878-891.

100. Kim H.W., Lee A. J., You S. et al. Characterization of taurine as inhibitor of sodium glucose transporter// Adv. Exp. Med. Biol. -2006- V. 583 P. 137-145.

101. King, C. A., Van Heyningen W. E. Deactivation of cholera toxin by a sialidase-resistant monosialosylganglioside // J. Infect. Dis. 1973. -V.127. - P. 639-647.

102. Kitajiri S.I., Furuse M., Morita K. Expression patterns of claudins, tight junction adhesion molecules, in the inner ear // Hear. Res. -2004. V.l87. - P. 25— 34.

103. Kitajiri S., Miyamoto T., Mineharu A. et al. Compartmentalization established by claudin-11-based tight junctions in stria vascularis is required for hearing through generation of endocochlear potential // J Cell Sci. -2004,-V.l 17(21).-P.5087-5096.

104. Kiuchi-Saishin Y., Gotoh S., Furuse M. Differential expression patterns of claudins, tight junction membrane proteins, in mouse nephron segments // J. Am. Soc. Nephrol. -2002. V.13. - P.875-886.

105. Kobayashi J., Inai T., Shibata Y. Formation of tight junction strands by expression of claudin-1 mutants in their ZO-1 binding site in MDCK cells // Histochem. Cell Biol. -2002.-V.117.-P. 29 39.

106. Konrad M., Schaller A., Seelow D. Mutations in the tight-junction gene claudin 19 (CLDN19) are associated with renal magnesium wasting, renal failure, and severe ocular involvement // Am. J. Hum. Genet. -2006. V.79. - P.949-957.

107. Koto T., Takubo K., Ishida S. Hypoxia disrupts the barrier function of neural blood vessels through changes in the expression of claudin-5 in endothelial cells // Am. J. Pathol. -2007. V.170. - P. 1389-1397.

108. Krause G., Winkler L., Mueller S.L. Structure and function of claudins // Biochimica et Biophysica Acta. 2008. -V. 1778. P. 631-645.

109. Kriegs J.O., Homann V., Kinne-Saffran E. et al. Identification and subcellular localization of paracellin-1 (claudin-16) in human salivary glands // Histochem Cell Biol. -2007.-V. 128(l).-P.45-53.

110. Kubota K., Furuse M., Sasaki H. Ca2+-independent cell-adhesion activity of claudins, a family of integral membrane proteins localized at tight junctions // Curr. Biol. -1999. V.9. - P. 1035-1038.

111. Kursad T., Tammy-Claire T. Permeability barrier dysfunction in transgenic mice overexpressing claudin 6 // Development -2002. V.129. - P. 1775-1784.

112. Kushak R.I., Winter H.S. Dietary carbohydrates: digestion and absorption/ Trends in dietary fats research // Ed. Landow M.V. Nova science Publishers Inc. -2005.-P. 1-30.

113. Ladwein M., Pape U.F., Schmidt D.S. The cell-cell adhesion molecule EpCAM interacts directly with the tight junction protein claudin-7 // Exp. Cell Res. -2005. V.309. - P.345-357.

114. Lane J.S., Whang E.E., Rigberg D.A. Paracellular glucose transporter plays a minor role in anesthetized dog // Amer. J. Physiol. 1999. - V. 276(3). Pt.l. - P. G789-G794.

115. Lentz T.L. Cell Fine Structure // Philadelphia: Saunders. 1971. - 306c.

116. Li W. Y., Huey C.L., Yu A.S. Expression of claudin-7 and -8 along the mouse nephron // Am. J Physiol Renal Physiol. -2004.-V.286 (6).-P.1063 1071.

117. Loo D.D., Wright E.M., Zeuthen T. Water Pumps // J. Physiol. 2002. - V. 542 (1). -P.53-60.

118. Mace O., Morgan E., Kellett G. et al. Recent advances in apical GLUT-2 and intestinal glucose absorption// J. Physiol. Biochem. -2007.- V. 63 (1).- P. 8.

119. Marples D. Aquaporins: roles in renal function and peritoneal dialysis. Review. //Perit. Dial. Int. 2001. - V. 21(2). - P.212-218

120. Matsuda Y., Semba S., Ueda J. et al. Gastric and intestinal claudin expression at the invasive front of gastric carcinoma // Cancer Sci. -2007.-V.22.-P.147-162.

121. Matter K., Aijaz S., Balda M.S. et al. Mammalian tight junctions in the regulation of epithelial differentiation and proliferation // Curr. Opin. Cell Biol. -2005.-V. 17.-P.453 -458.

122. McLaughlin J., Padfield P.J., Burt J.P. Ochratoxin A increases permeability through tight junctions by removal of specific claudin isoforms // Am J Physiol Cell Physiol.- 2004.-V. 287(5). P. C1412-C1417.

123. Minke, W. E., Roach C., Hoi W. J. Structure based exploration of the ganglioside GM1 binding sites of Escherichia coli heat-labile enterotoxin and cholera toxin for the discovery of receptor antagonists // Biochemistry. 1999.- V. 38. P. 5684-5692.

124. Mitchell, D. D., Pickens J. C., Korotkov K. 3,5-Substituted phenyl galactosides as leads in designing effective cholera toxin antagonists; synthesis and crystallographic studies // Bioorg. Med. Chem.-2004.- V. 12. P. 907-920.

125. Morin P.J. Claudin proteins in human cancer: promising new targets for diagnosis and therapy // Cancer Res. 2005. - V.l;65(21). - P. 9603-9606.

126. Morita K., Sasaki H., Furuse M. Endothelial claudin: claudin-5/TMVCF constitutes tight junction strands in endothelial cells // J. Cell Biol. -1999. V.147. -P. 185-194.

127. Murata M., Kojima T., Yamamoto T. Down-regulation of survival signaling through MAPK and Akt in occludin-deficient mouse hepatocytes in vitro// Exp. Cell Res. -2005. r V.310. P. 140-151.

128. Nasdala I., Wolburg-Buchholz K., Wolburg H. A transmembrane tight junction protein selectively expressed on endothelial cells and platelets// J. Biol. Chem. -2002. V.277. - P. 16294-16303.

129. Nitta T., Hata M., Gotoh S. Size-selective loosening of the blood-brain barrier in claudin-5-deficient mice // J. Cell Biol. -2003. V. 161. - P.653-660.

130. Ohtsuki S., Sato S., Yamaguchi H. et al. Exogenous expression of claudin-5 induces barrier properties in cultured rat brain capillary endothelial cells // J Cell Physiol. -2007. -V. 210 (1). -P. 81-86.

131. Hl.Oliveira S.S., Morgado-Diaz J.A. Claudins: multifunctional players in epithelial tight junctions and their role in cancer // Cell. Mol. Life Sci. -2007. -V.64 P. 17-28.

132. Pappenheimer J.R. Paracellular intestinal absorption of glucose, creatinine, and mannitol in normal animals: relation to body size// Amer. J. Physiol. 1990. -V.259.-P. G290-G299.

133. Pappenheimer J.R. Role of pre-epithelial "unstirred" layers in absorption of nutrients from the human jejunum // J. Membr. Biol. 2001. - V. 179(2). - P. 185204.

134. Park J.Y., Park K.H., Oh T.Y. et al. Up-regulated claudin 7 expression in intestinal-type gastric carcinoma// Oncol Rep. -2007.- V.18(2). -P. 377-382.

135. Peppi M, Ghabriel MN. Tissue-specific expression of the tight junction proteins claudins and occludin in the rat salivary glands // J Anat. -2004,-V.205(4). P. 257-266.

136. Phillips I.J., Lund E.K., Teucher B. et al. Inhibition of iron absorption by calcium in Caco-2 cells // J. Physiol. Biochem. -2007.- V. 63 (1). -P. 35.

137. Piontek J., Winkler L., Wolburg H. Formation of tight junction: determinants of homophilic interaction between classic claudins // FASEB J. 2008 ;22(l):146-58

138. Pochynyuk O., Bugaj V., Rieg T. et al. Paracrine regulation of the epithelial Na+ channel in the mammalian collecting duct by purinergic P2Y2 receptor tone // J.Biol. Chem. 2008.

139. Poritz L.S., Garver K.I., Green C. et al. Loss of the Tight Junction Protein ZO-1 in Dextran Sulfate Sodium Induced Colitis // J. Surg Res. -2007.- V. 5. -P. 124-135.

140. Prasad S., Mingrino R., Kaukinen K. et al. Inflammatory processes have differential effects on claudins 2, 3 and 4 in colonic epithelial cells // Lab. Invest. -2005.-V.85.-P. 1139- 1162.

141. Radeva G, Buyse M, Hindlet P. et al., Regulation of the oligopeptide transporter, PEPT-1, in DSS-induced rat colitis // Dig Dis Sci. -2007.-V.52(7). -P.1653-1661.

142. Rahner C., Mitic, L. L., Anderson, J. M. Heterogeneity in expression and subcellular localization of claudins 2, 3, 4, and 5 in the rat liver, pancreas, and gut // Gastroenterology.-2001.- V.120.-P. 411 422.

143. Rajasekaran A.K., Rajasekaran S.A. Role of Na-K-ATPase in the assembly of tight junctions // Am J Physiol Renal Physiol. -2003. V. 285(3).-P. F388-F396.

144. Reyes J.L., Lamas M., Martin D. The renal segmental distribution of claudins changes with development // Kidney Int. 2002. - V. 62(2) - P.476-487.

145. Riazuddin S., Ahmed Z.M., Fanning A.S. Tricellulin is a tight junction protein necessary for hearing // Am. J. Hum. Genet. -2006. V.79. - P. 1040-1051.

146. Sabolic I., Brown D. Water transport in renal tubules is mediated by aquaporins // Clin Investig. -1994.- V.72(9). P. 698-700.

147. Sack. D.A., Sack R.B., Nair G.B. Cholera // Lancet. 2004. - V. 363. - P. 223-233.

148. Saha C., Nigam S.K., Denker B.M. Expanding role of G proteins in tight junction regulation: Galpha(s) stimulates TJ assembly // Biochem Biophys Res Commun. -2001.-V. 285(2). P. 250-256.

149. Sawada N, Murata M, Kikuchi K. et al. Tight junctions and human diseases // Med Electron Microsc. -2003.-V.36(3).-P.147-156.

150. Schneeberger E.E, Lynch R.D. The tight junction: a multifunctional complex // Am J Physiol Cell Physiol. -2004.- V. 286. -P. 1213-1228.

151. Shu R., David E.S., Ferraris R.P. Luminal fructose modulates fructose transport and GLUT-5 expression in small intestine of weaning rats // Am J Physiol. -1998.-V.274(l).-P.232-239.

152. Schulzke J.D., Gitter A.H., Mankertz J. Epithelial transport and barrier function in occludin-deficient mice // Biochim. Biophys. Acta Biomembranes.-2005.-V. 1669(1).-P. 34-42.

153. Seidler U., Rottinghaus I., Hillesheim J. Sodium and chloride absorptive defects in the small intestine in Slc26a6 null mice // Pflugers Arch. 2008. -V.455(4). - P. 757-66.

154. Sigalet D.L., Bawazir O., Martin G.R. et al. Glucagon-like peptide-2 induces a specific pattern of adaptation in remnant jejunum // Dig Dis Sci. -2006.-V.51(9).-P.1557-1566.

155. Simard A., Di Pietro E., Young C.R. Alterations in heart looping induced by overexpression of the tight junction protein claudin-1 are dependent on its C-terminal cytoplasmic tail // Mech. Dev. -2006. V.123. - P.210-227.

156. Simon D.B., Lu Y., Choate K.A. et al. Paracellin-1, a renal tight junction protein required for paracellular Mg resorption // Science.-1999.-V. 285.-P. 103106.

157. Soma T., Chiba H., Kato-Mori Y. Thr207 of claudin-5 is involved in size-selective loosening of the endothelial barrier by cyclic AMP // Exp. Cell Res. -2004. V.300. - P.202-212.

158. Staiger K., Staiger H., Haas C. et al. Hypomagnesemia and nephrocalcinosis in a patient with two heterozygous mutations in the CLDN16 gene // J Nephrol. -2007.-V. 20(1). P. 107-110.

159. Tamagawa H., Takahashi I., Fumse M. et al. Characteristics of claudin expression in follicle-associated epithelium of Payer's patches: preferential localization of claudin-4 at the apex of the doma region // Lab.Invest.-2003.-V. 83.-P. 1045 1053.

160. Tanaka M., Kamata R., Sakai R. EphA2 phosphorylates the cytoplasmic tail of claudin-4 and mediates paracellular permeability // J. Biol. Chem. -2005. -V.280. P.42375-42382.

161. Thorens B., Sarkar H.K., Kaback H.R. Cloning and functional expression in bacteria of a novel glucose transporter present in liver, intestine, kidney, and beta-pancreatic islet cells // Cell. -1988. -V. 55(2).-P. 281-290.

162. Troy T.C., Arabzadeh A., Yerlikaya S. et al. Claudin immunolocalization in neonatal mouse epithelial tissues // Cell Tissue Res. -2007.-V.330(2).-P.381-388.

163. Troy T.C., Rahbar R., Arabzadeh A. Delayed epidermal permeability barrier formation and hair follicle aberrations in Inv-Cldn6 mice // Mech. Dev. -2005. -V.122. P.805-819.

164. Tsukita S., Furose M., Itoh M. Multifuctional strands in tight junctions // Nature Rev. Mol. Cell Biol.-2001.- V. 2. P. 285-293.

165. Turksen K., Troy T.C. Barriers built on claudins // J Cell Sci. -2004,- V. 117. P. 2435-2447.

166. Ueda J., Semba S., Chiba H. Heterogenous expression of claudin-4 in human colorectal cancer: decreased claudin-4 expression at the invasive front correlates cancer invasion and metastasis // Pathobiology -2007. V.74. - P.32-41.

167. Ugolev A.M., Zaripov B.Z., Iezuitova N.N. Membrane digestion and transport under physiological conditions: a review of available data // Gen. Physiol. Biophys. 1985.- V. 4. -P. 287-299.

168. Usami Y., Chiba H., Nakayama F. Reduced expression of claudin-7 correlates with invasion and metastasis in squamous cell carcinoma of the esophagus // Human Pathol. -2006. V.37. - P.569-577.

169. Utech M., Ivanov A.I., Samarin S.N. Mechanism of IFN-y-induced endocytosis of tight junction proteins: myosin II-dependent vacuolarization of the apical plasma membrane // Mol. Biol. Cell -2005. V.16. - P.5040-5052.

170. Van Itallie C.M., Anderson J.M. Claudins and epithelial paracellular transport// Annu. Rev. Physiol. -2006. V.68. - P.403-429.

171. Van Itallie C.M., Gambling M., Carson J.L. Palmitoylation of claudins is required for efficient tight-junction localization // J. Cell Sci. -2005. V.118. -P. 1427-1436.

172. Van Itallie C. M., Fanning A.S., Anderson J.M. Reversal of charge selectivity in cation or anion-selective epithelial lines by expression of different claudins // Am. J. Physiol.Renal Physiol. -2003.-V.285.-P. 1078 F1084.

173. Van Itallie C.M., Rogan S, Yu A. et al. Two splice variants of claudin-10 in the kidney create paracellular pores with different ion selectivities // Am J Physiol Renal Physiol. -2006,- V. 291(6). P. 1288-1299.

174. Wang X., Breaks J., Loutzenhiser K. Effects of inhibition of the Na+/K+/2C1- cotransporter on myogenic and angiotensin II responses of the rat afferent arteriole // Am J Physiol Renal Physiol. -2007. -V. 292(3). P. F999-F1006.

175. Wang Z., Mandell K.J., Parkos C.A. The second loop of occludin is required for suppression of Rafl-induced tumor growth // Oncogene -2005. V.27. -P.4412-4420.

176. Watanabe C., Kato Y., Ito S. Na+/H+ exchanger 3 affects transport property of H+/oligopeptide transporter 1 // Drug Metab Pharmacokinet. -2005. V. 20(6). P. 443-451.

177. Wattenhofer M., Reymond A., Falciola V. Different mechanisms preclude mutant CLDN14 proteins from forming tight junctions in vitro // Hum. Mutat. -2005. V.25. - P.543-549.

178. Weber S., Schneider L., Peters M. Novel paracellin-1 mutations in 25 families with familial hypomagnesaemia with hypercalciuria and nephrocalcinosis //J. Am. Soc. Nephrol. -2001. V.12. - P. 1872-1881.

179. Weng X.-H., Beyenbach W., Quaroni A. Cultured monolayers of the dog jejunum with the structural and functional properties resembling the normal epithelium // Am J Physiol. Gastrointest Liver Physiol.-2005.-V. 288. -P.705-717.

180. Wilcox E.R., Burton Q.L., Naz S. Mutations in the gene encoding tight junction claudin-14 cause autosomal recessive deafness DFNB29 // Cell -2001. -V.104. P. 165 -172.

181. Wu C.M., Lee Y.S., Wang T.H. et al. Identification of differential gene expression between intestinal and diffuse gastric cancer using cDNA microarray // Oncol Rep. -2006 -V.15(l).-P.57-64.

182. Yamauchi K., Rai T., Kobayashi K. Disease-causing mutant WNK4 increases paracellular chloride permeability and phosphorylates claudins // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. -2004. V. 101. - P.4690-4694.

183. Yu A.S., Enck A.H., Lencer W.I. et al. Claudin-8 expression in Madin-Darby canine kidney cells augments the paracellular barrier to cation permeation // J. Biol. Chem. -2003.-V.278 (19).-P. 17350-17359.

184. Yu A.S., McCarthy K.M., Francis S.A. Knockdown of occluding expression leads to diverse phenotypic alterations in epithelial cells // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 288 (2005) 1231-1241.

185. Zeissig S., Burgel N., Gunzel D. et al. Changes in expression and distribution of claudin 2, 5 and 8 lead to discontinuous tight junctions and barrier dysfunction in active Crohn's disease// Gut. -2007.- V. 56 (1).- P. 61-72.

186. Zeissig S., Fromm A., Mankertz J. et al. Butyrate stimulates ENaC-expression via Sp3 mediated transcriptional upregulation // J. Physiol. Biochem.-20076.- V. 63 (1).- P. 20.