Интенсивность окислительной модификации белков плазмы крови сусликов в динамике зимней спячки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Астаева, Мария Дмитриевна

• Астаева, Мария Дмитриевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Астаева, Мария Дмитриевна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Активные формы кислорода и механизмы окислительного 9 повреждения макромолекул

1.2. Механизмы окислительной модификации белков

1.3. Физиологические и биохимические изменения в тканях при зимней спячке

1.4. Свободнорадикальные процессы и механизмы их регуляции при зимней спячке

ГЛАВА И. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Объект исследования

2.2. Постановка опытов 46 2.2.1 .Исследование состояния гибернации

2.2.2.Исследование индуцированного пробуждения гиберни-рующих сусликов

2.2.3.Искусственное снижение температуры тела

2.3. Препаративные методы исследования 47 2.3.1 .Получение плазмы крови, эритроцитов и гемолизата

2.4. Биохимические методы исследования 48 2.4.1.Определение содержания белка в плазме крови биуретовым методом

2.4.2.Определение окислительной модификации белков плазмы крови

2.4.3.Определение общего содержания среднемолекулярных пептидов в плазме крови

2.4.4.Определение антиокислительной активности гидрофильных компонентов плазмы крови

2.4.5.0пределение активности супероксиддисмутазы

2.4.6.0пределение активности каталазы

2.4.7.0пределение содержания гемоглобина в крови аммиачным методом

2.4.8.Количественное определение белка по Лоури

2.4.9.Определение содержания мочевой кислоты в плазме крови

2.5. Статистическая обработка результатов

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Интенсивность окислительной модификации белков и активность антиоксидантов крови в разные сроки спячки сусликов

3.1.1.Изменение содержания белка и среднемолекулярных пептидов в плазме крови в разные сроки зимней спячки

3.1.2.Интенсивность окислительной модификации белков плазмы крови сусликов в динамике зимней спячки

3.1.3.Состояние антиоксидантной системы крови при зимней спячке

3.2. Интенсивность окислительной модификации белков плазмы крови сусликов и активность антиоксидантов в динамике баута спячки

3.3. Интенсивность окислительной модификации белков и активность антиоксидантов в ходе спонтанного пробуждения сусликов

3.4. Влияние гипотермии на интенсивность окислительной модификации белков и активность антиоксидантов крови

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Интенсивность окислительной модификации белков плазмы крови сусликов в динамике зимней спячки»

Актуальность проблемы. Зимняя спячка является уникальной моделью природной адаптации млекопитающих к низкой температуре тела (Калабу-хов, 1985; Boyer, Barnes, 1999; Storey, 2001). Гибернация сопровождается резким снижением температуры тела, потребления кислорода, сердечных ритмов, метаболического уровня и других физиологических и биохимических процессов в тканях (Wang, Lee, 1996; Geiser, 2004). Однако при низкой температуре тела работа органов и систем организма гибернантов не тормозится, а перестраивается так, что поддерживается определённый гомеостаз (Карманова, 1995).

Зимняя спячка мелких грызунов является прерывистым процессом: в течение всего периода гибернации суслик просыпается 10-15 раз и бодрствует в течение 2-20 часов (Игнатьев и др., 2001; Wang, Lee, 1996). При входе в зимнюю спячку и выходе из неё происходит резкая смена одного метаболического уровня на другой (Toien et al., 2001). Это касается, прежде всего, потребления кислорода, скорости кровотока, перфузии тканей и интенсивности метаболических процессов (Hermes-Lima, Zenteno-Savin, 2002; Storey, Storey, 2004). В результате в тканях зимоспящих животных интенсифицируются процессы образования активных форм кислорода (Toien et al., 2001).

В условиях оксидативного стресса окислительной модификации подвергаются важнейшие биомолекулы клетки, и в первую очередь белки, которые выполняют сигнальную роль, участвуя в регуляторных процессах (Дубинина, 2001; Турпаев, 2002; Boyer, Barnes, 1999).

Однако, несмотря на потенциальную возможность активации процессов образования активных форм кислорода, в тканях зимоспящих животных не возникают патологические изменения (Frerichs et al., 1994; Frerichs, Hallenbeck, 1998). Можно предположить, что у гибернантов существуют защитные механизмы, направленные на устранение негативных эффектов активных форм кислорода. Вместе с тем, в настоящее время не вполне понятно, каким образом осуществляется регуляция свободно-радикальных процессов в тканях гетеротермных животных в период зимней спячки.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы является выяснение интенсивности окислительной модификации белков плазмы крови сусликов и механизмов её регуляции на разных этапах зимней спячки и искусственной гипотермии.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи.

Изучить в динамике зимней спячки, в ходе баута спячки, при индуцированном пробуждении от гибернации и при искусственной гипотермии в плазме крови сусликов:

1. Интенсивность окислительной модификации белков по анализу карбонильных групп.

2. Содержание белка и среднемолекулярных пептидов.

3. Активность ключевых антиоксидантных ферментов - супероксид-дисмутазы и каталазы эритроцитов, а также общую антиокислительную активность гидрофильных компонентов.

4. Содержание мочевой кислоты в плазме крови сусликов.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Интенсивность процессов окислительной модификации белков плазмы крови сусликов меняется в динамике зимней спячки и баута.

2. В процессе принудительного пробуждения сусликов от глубокой зимней спячки ускоряются процессы окислительной модификации белков.

3. При искусственной гипотермии бодрствующих летом сусликов, как и при зимней спячке, наблюдается устойчивость белков плазмы крови сусликов к окислительной модификации.

4. В механизме защиты компонентов крови от окислительной модификации как при зимней спячке, так и при искусственной гипотермии основную роль выполняют гидрофильные антиоксид анты.

Научная новизна. Впервые установлено, что одной из важнейших составляющих адаптации зимоспящих животных к снижению температуры тела является повышение устойчивости белков плазмы крови сусликов к свободно-радикальному окислению.

Получены результаты, свидетельствующие о том, что индуцированное пробуждение сусликов стимулирует образование активных форм кислорода, что в свою очередь способствует окислительной модификации белков плазмы крови.

Обнаружено, что важнейшую роль в защите белков плазмы от окислительной модификации при зимней спячке, последующем пробуждении и искусственной гипотермии выполняют гидрофильные антиоксиданты плазмы и каталаза эритроцитов.

Теоретическая и практическая значимость. Выявленные в работе закономерности изменения процессов окислительной модификации белков плазмы крови при гипотермических состояниях различной глубины и длительности у сусликов представляют интерес для понимания молекулярных механизмов устойчивости гетеротермных животных к низким температурам тела как в условиях зимней спячки, так и при искусственной гипотермии.

Практическая значимость данной работы определяется перспективностью использования ряда изученных показателей крови для оценки и коррекции искусственных гипометаболических состояний в медицине. Результаты работы указывают на возможность повышения устойчивости гомойотермных животных к низким температурам тела путем повышения емкости антиокси-дантной системы.

Материалы, полученные при выполнении данной диссертационной работы, используются в учебном процессе на кафедрах биохимии и биофизики Дагестанского государственного университета и Махачкалинского филиала Ростовского государственного университета при чтении ряда спецкурсов.

Апробация работы. Основные положения диссертационной работы докладывались на Всероссийской научно-практической конференции «Химия в технологии и медицине» (Махачкала, 2001), на Международном научном семинаре вузов Северо-Кавказского региона «Циклы» (Ставрополь,

2002), на 6-й Пущинской конференции молодых ученых «Биология - Наука XXI века» (Пущино, 2002), на XIX съезде физиологического общества им. И.П. Павлова (Екатеринбург, 2004), на 57-й научной конференции молодых учёных и студентов (Махачкала, 2005).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 7 работ, из них одна в реферируемом журнале.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Астаева, Мария Дмитриевна

выводы

1. В динамике зимней спячки в плазме крови сусликов содержание белков снижается, достигая самого низкого уровня в конце гибернационного периода. При этом наблюдается параллельное снижение содержания среднемо-лекулярных пептидов. Однако после 6-тимесячной зимней спячки содержание среднемолекулярных пептидов в плазме крови, в отличие от белков, возрастает на 37%.

2. Осенью перед впадением в зимнюю спячку степень процессов окислительной модификации белков плазмы крови сусликов существенно не изменяется относительно летнего контроля. На начальных этапах гибернации интенсивность окислительной модификации белков падает в 6 раз, однако по мере удлинения периода спячки степень окислительной деструкции белков возрастает. Перед весенним пробуждением интенсивность окислительной модификации белков снилсается. В осенний период изменяется скорость окислительной модификации белков плазмы крови в условиях in vitro: сниженная окисляемость белков сохраняется до двух месяцев спячки, а затем её скорость возрастает.

3. На всех этапах зимней спячки возрастает активность гидрофильных антиоксидантов плазмы крови и каталазы эритроцитов. В отличие от каталазы, активность супероксиддисмутазы эритроцитов снилсается перед впадением в зимнюю спячку, падает на 41,5% с наступлением спячки, остаётся значительно снилсенной на протяжении всей спячки, и возрастает перед весенним пробуждением.

4. Различным изменениям подвергается содерлсание белка и среднемолекулярных пептидов в плазме крови сусликов в динамике баута зимней спячки. В период мелсбаутного бодрствования содержание белка существенно не отличается от его содержания у бодрствующих летом животных, в течение баута достоверно снилсается, достигая минимума в его середине. Содержание же среднемолекулярных пептидов после спонтанного пробулсдения возрастает на 51 %, а в течение баута их содержание постепенно снижается.

5. Степень окислительной модификации белков плазмы крови сусликов и скорость их окисления in vitro возрастает в начале баута и снижается перед выходом из него.

6. При искусственном пробуждении сусликов происходит зависимое от температуры тела накопление мочевой кислоты в плазме крови. Пробуждение сусликов сопровождается ускорением окислительной модификации плазменных белков. Активация процессов окислительной модификации белков в ходе пробуждения сдерживается за счёт повышения активности гидрофильных антиоксидантов плазмы крови, а также каталазы и супероксиддис-мутазы эритроцитов.

7. Искусственная глубокая (20°С и 10°С) гипотермия активных в летнее время животных существенно не влияет на содержание белка и среднемоле-кулярных пептидов в плазме крови, но повышает (на 26,8%) содержание карбонильных групп в белках плазмы крови. В инкубируемых in vitro пробах скорость окислительной модификации белков при гипотермии 20°С и 10°С снижается на 17%.

102

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Гибернация, или зимняя спячка, представляет собой форму адаптации животных к действию неблагоприятных условий обитания: низкой температуре окружающей среды, отсутствию пищи и др. (Калабухов, 1985). Она затрагивает все уровни организации от биохимического до поведенческого и заключается в реализации генетических программ, запускаемых при действии соответствующих внешних (укорочение фотопериода, понижение температуры тела, бескормица и т.д.) и внутренних (цирканнуальные ритмы ней-ромедиаторов, пептидов, гормонов) факторов (Buck, Barnes, 2000; Storey, 2004).

Зимняя спячка мелких грызунов представляет собой чередование состояния торпидности и бодрствования. Резкие изменения метаболизма в цикле пробуждение - повторное засыпание создают условия для генерации АФК (Toien et al., 2001), в то же время до конца не выяснена роль этих процессов в окислении важнейших биомолекул.

В связи с этим нами была исследована интенсивность окислительной модификации плазменных белков, а также активность антиоксидантов у сусликов в динамике зимней спячки.

В торпидном состоянии значительно снижается скорость всех процессов в организме: дыхание сокращается от 100-200 до 4-6 дыхательных движений/мин, частота сердцебиений падает от нормальных 200-300 до 3-5 уд/мин (Carey et al, 2003; Storey, 2004), кровяное давление снижается от 130/80 мм. рт. ст. до 90-30 мм. рт. ст. (Wang, Lee, 1996).

Во время торпидного состояния замедляются и синтетические процессы, и процессы деградации. Так, по нашим данным, содержание белка в плазме крови сусликов снижалось по мере увеличения продолжительности зимней спячки. Содержание среднемолекулярных пептидов - маркеров деградации окисленных белков снижалось в динамике зимней спячки, но увеличивалось к весеннему выходу из спячки и достигало максимальных значений.

Вместе с этим следует отметить, что при гибернации сохраняется активная регуляция дыхания митохондрий и возможность его усиления в случае выхода температуры тела за пределы зоны комфорта спячки (Buck, Barnes, 2000; Hashimoto et al., 2002), что обуславливает возможность генерации АФК и в торпидном состоянии. Поскольку скорость свободнорадикаль-ных процессов слабо зависит от температуры (Белоус, Бондаренко, 1982), то образование АФК даже во время глубокой спячки представляет опасность для важнейших биомолекул клетки.

Как показали полученные нами данные, по мере углубления зимней спячки содержание карбонильных групп в плазменных белках сусликов увеличивалось, однако перед весенним выходом из спячки количество карбонильных групп в белках оказывалось ниже контрольных значений.

Несмотря на потенциальную возможность активации процессов образования АФК, в тканях зимоспящих животных не возникают патологические изменения (Frerichs et al., 1994; Frerichs, Hallenbeck, 1998). Следовательно, в организме зимоспящих животных существуют защитные механизмы, направленные на устранение негативных эффектов АФК.

Как показали наши данные, важную роль в защите организма от окислительного стресса играют низкомолекулярные гидрофильные антиоксидан-ты. Накопление гидрофильных антиоксидантов происходит ещё осенью при подготовке к зимней спячке. Особенно важен для организма процесс перераспределения и накопления аскорбата, синтез которого осуществляется только в печени, а защитная роль выявлена во всех тканях (Rice, 2000; Toien et al., 2001).

Изменение активности гидрофильных антиоксидантов по мере углубления зимней спячки (рис. 16) коррелирует с изменением содержания карбонильных групп в белках плазмы крови сусликов (г = 0,91, р = 0,012), что указывает на их защитную функцию по отношению к белкам плазмы крови. Кроме того, окисленные белки сами способны выступать в качестве источника свободных радикалов и истощать запасы клеточных антиоксидантов, таких как аскорбиновая кислота и глутатитон (Губский и др., 2005).

ОМБ -ш—АОА

-х—КАТ

Рис. 16. Динамика изменения содержания карбонильных групп (ОМБ) в белках плазмы крови сусликов, антиокислительной активности гидрофильных компонентов (АОА) в плазме, активностей СОД и каталазы (КАТ) в динамике зимней спячки. 1 - перед впадением в спячку, 2 - кратковременная спячка, 3, 4, 5, 6 - спячка 1, 2, 3, 6 месяцев соответственно.

Дополнительную защиту тканей при гибернации обеспечивает катала-за. Зимняя спячка сопровождается ацидозом (Desagher et al., 1996; Hochachka, Somero, 2002). Дыхательный ацидоз, возникающий в результате задержки выведения С02 в тканях в торпидном состоянии, во время пробуждения животного сменяется на ацидоз, вызванный накоплением молочной кислоты (Frerichs et al., 1994; Frerichs, Hallenbeck, 1998). Закисление среды может привести к высвобождению металлов переменной валентности, которые могут участвовать в реакциях Фентона и Хабера-Вейса, приводя к образованию 'ОН (Hermes-Lima, Zenteno-Savin, 2002; Rice, 2002). Кроме этого, при гибернации, особенно в ходе пробуждения, активируются пути, приводящие к образованию Н202 (Drew et al., 1999). Нейтрализация Н202 каталазой позволяет избежать образования самого реакционноспособного гидроксильного радикала.

Активность же супероксиддисмутазы в первые месяцы зимней спячки оказывается сниженной, что, возможно, обусловлено снижением генерации супероксидного радикала при транспорте кислорода гемоглобином (Misra, Fridovich, 1972). Динамика изменения активности СОД по мере углубления зимней спячки может быть связана с конформационными изменениями в молекуле фермента под действием оксидантов.

Длительность периодов торпидности, или баутов спячки, меняется в динамике зимней спячки: в начале и в конце спячки продолжительность баута меньше, чем в середине гибернации. Вход в баут спячки и выход из него являются критическими периодами для гибернирующих животных.

В торпидном состоянии у спящих животных замедляются не только процессы синтеза, но и процессы деградации различных веществ. Так, согласно нашим данным, при входе в баут после очередного спонтанного пробуждения снижается и содержание белка, и содержание СМП - маркеров протеолиза белков. В то время как межбаутное пробуждение приводит к росту содержания и белка, и СМП. Процессы синтеза белка в состоянии оцепенения замедляются за счёт дезагрегации полисом (Жегунов и др., 1993; Van Breukelen, Martin, 2001), а также подавления процессов трансляции (Zhegunov et al., 1988) и снижения активности рибосомальных белков (Frerichs et al, 1998).

Большинство белков подвергаются протеолизу по убиквитинзависимо-му пути (Iwai, 2003). В торпидном состоянии содержание белков, конъюги-рованных с убиквитином увеличивается в 2-3 раза, что указывает на подавление процессов протеолиза при низкой температуре тела. Вместе с тем, увеличение убиквитиновых конъюгатов указывает на степень повреждения белков при стрессе (Van Breukelen, Carey, 2002).

Возобновление процессов синтеза и деградации белков во время меж-баутных пробуждений позволяет восстанавливать клеточный пул белков, типичный для активных животных (Van Breukelen, Carey, 2002).

Среди СМП, усиленно образующихся при спонтанном пробуждении, возможно, есть пептиды, являющиеся «триггерами» спячки (Storey, 2002), которые способствуют повторному засыпанию животного после очередного пробуждения.

Рост уровня окислительно модифицированных белков в начале баута связан с ускорением их повреждения в ходе снижения температуры тела при погружении в спячку. Этому способствует также снижение скорости их деградации из-за понижения температуры тела.

Однако в динамике баута спячки существенных изменений скорости окисления плазменных белков in vitro не наблюдается. Следовательно, изменение скорости окислительной модификации белков in vivo связано не с изменением доступности белков для оксидантов, а с изменением соотношения про- и антиоксидантов крови. Соответственно изменению степени окислительной модификации белков плазмы крови изменяется и активность гидрофильных антиоксидантов плазмы (Абдуллаев, 2005). Это свидетельствует о важнейшей роли гидрофильных антиоксидантов в регуляции окислительной модификации белков плазмы.

Увеличение антиокислительной активности гидрофильных компонентов крови и активности каталазы в начале баута направлено на устранение последствий увеличенного потребления кислорода при спонтанных пробуждениях.

Во время межбаутных пробуждений температура тела животного за 2-3 часа достигает эутермического уровня. Это приводит к росту метаболических процессов. Об этом свидетельствует измененение содержания мочевой кислоты' в плазме крови. Полученные нами данные показали, что при индуцированном пробуждении сусликов содержание мочевой кислоты в плазме крови на всех этапах пробуждения выше, чем в торпидном состоянии. Это свидетельствует об ускорении процессов генерации АФК по мере роста температуры тела.

Повышение уровня АФК в этот период создаёт предпосылки для интенсификации окислительной модификации белков. Действительно, наши исследования показали, что содержание карбонильных групп в белках плазмы крови сусликов увеличивается по мере подъема температуры тела в ходе самосогревания, достигая максимальных значений при полном самосогревании. Как видно из рис. 17, степень окислительной модификации белков после достижения температуры тела 25°С значительной выше по сравнению с начальным этапом согревания. Такая динамика наблюдается и в отношении антиокислительной активности гидрофильных компонентов плазмы крови. Так, при повышении температуры тела до 20°С в ходе индуцированного пробуждения происходит увеличение активности гидрофильных антиоксидантов, затем, при достижении 25°С она снижается, после чего резко возрастает, достигая максимальных значений при полном самосогревании (рис. 17).

Снижение антиокислительной активности гидрофильных компонентов плазмы крови при температуре тела 25°С, возможно, связано с тем, что в кровь возвращаются лейкоциты, обеднённые аскорбатом, и транспортировавшие его в ткани (Toien et al., 2001). Дальнейший рост антиокислительной активности гидрофильных компонентов плазмы крови при увеличении температуры тела сусликов может быть обусловлен восстановлением процессов синтеза аскорбата в печени и поступлением его в кровеносное русло (Drew et al., 1999).

Как видно из рис. 17, температура тела животных 25°С, по-видимому, является «критической» или «триггерной» температурой. После 25°С основные метаболические процессы протекают у сусликов как у эутермного животного. В то же время при повышении температуры тела до 25°С происходит реперфузия органов и тканей, и все процессы направлены на согревание организма.

Активность антиоксидантных ферментов (каталазы и СОД) изменяется почти линейно с ростом температуры, однако эти изменения разнонаправленны: активность СОД увеличивается с ростом температуры, а активность каталазы снижается, но остаётся при этом выше контроля.

При повышении температуры тела животных в ходе индуцированного пробуждения увеличивается активность эндотелиальной NO-синтетазы, в крови возрастает содержание NO-радикала, который, связываясь с гемом каталазы, снижает её активность (Steiner, Branco, 2001).

ОМБ -ш—МК -А—АОА -х—КАТ

-•-сод

Рис. 17. Динамика изменения содержания карбонильных групп (ОМБ) в белках плазмы крови сусликов, мочевой кислоты (МК) антиокислительной активности гидрофильных компонентов (АОА) в плазме, активностей СОД и каталазы (КАТ) в ходе индуцированного пробуждения сусликов. 1, 2, 3, 4, 5 -температура тела 10, 20, 25, 30, 37°С соответственно.

Увеличение активности СОД в эритроцитах при повышении температуры тела свидетельствует о генерации 02' в ходе согревания. О генерации 02' в ходе согревания свидетельствует также повышенное содержание мочевой кислоты в плазме крови на всех этапах согревания, о чём говорилось выше. 02' при взаимодействии с нитрорадикалом образует пероксинитрит, представляющий опасность для гемоглобина (Denicola et al, 1998).

Таким образом, пробуждение животных сопровождается интенсификацией окислительных процессов. Вместе с тем, никаких драматических изменений в организме зимоспящих животных не наблюдается. По-видимому, интенсивность свободно-радикальных процессов при пробуждении изменяется в пределах нормы, благодаря мощной системе антиоксидантной защиты, которая реагирует на изменение окислительного состояния.

В период зимней спячки гипотермия гибернантов является следствием первично возникшего гипометаболизма, уровень которого обусловлен температурой окружающей среды. В летний период гипотермия гибернантов является принудительной. При зимней спячке низкая интенсивность свободно-радикальных процессов обусловлена повышением активности компонентов антиоксидантной защиты. Устойчивы ли ткани зимоспящих животных к действию активных форм кислорода при гипотермии вне периода спячки в летний активный период?

По мере снижения температуры тела сусликов уменьшается содержание плазменных белков, что, возможно, связано с выходом мелкодисперсных белков из сосудистого русла (Кличханов, 2001), что может привести к гемо-концентрации и повышению вязкости крови. Следует отметить, что вязкость крови сусликов намного ниже, чем у крыс, при одинаковой температуре тела (Maclean, 1981; McArthur et al., 1992).

У гипотермированных сусликов поддержание нормального гематокри-та, вероятно, отражает лучшую ионную регуляцию и распределение жидкости между внутри- и внеклеточным пространством (McArthur et al., 1992).

Снижение уровня белков в плазме крови сусликов при гипотермии связано с ускорением их протеолиза. Как показали полученные нами данные, гипотермия способствует протеолизу белков и накоплению в плазме крови СМП.

Исследование интенсивности окислительной модификации белков при искусственной гипотермии показало, что содержание карбонильных групп в белках плазмы крови зависит от температуры тела. Так, при гипотермии 20°С оно снижается, а при гипотермии 10°С увеличивается относительно контроля. Однако в инкубируемых in vitro пробах окисляемость белков при искусственной гипотермии сусликов не изменяется.

В ответ на изменение интенсивности окислительной модификации белков при искусственной гипотермии увеличивается антиокислительная активность гидрофильных компонентов плазмы крови. Однако по данным Абдул-лаева В.Р. (2005) активность ключевых ферментов антиоксидантой защиты (СОД и каталазы) при этом снижается.

Таким образом, и при искусственной гипотермии в летний период, и при индуцированном пробуждении от зимней спячки сусликов ведущую роль в защите от негативных эффектов АФК играют гидрофильные компоненты антиоксидантной защиты плазмы крови.

Знание механизмов, используемых млекопитающими для уменьшения повреждения тканей во время эндогенного окислительного стресса, может привести к новым разработкам для минимализации стресс-индуцированных повреждений, происходящих при состояниях, которые имеют место при нормальной физиологии млекопитающих. Например, окислительный стресс -важный фактор, который необходимо учитывать при трансплантации тканей.

Так, введение антиоксидантов в растворы, где хранятся ткани, позволяет увеличивать их жизнеспособность во время нормотермической перфузии. Лучшее понимание механизмов, за счёт которых ткани гибернантов избегают повреждающих эффектов АФК во время повторяющихся циклов оцепенения и пробуждения, поможет определить клеточные защитные пути, которые могут быть использованы при хранении на холоду органов для трансплантации человека и животных (Carey et al., 2000).

100

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Астаева, Мария Дмитриевна, 2006 год

1. Абдуллаев В.Р. Интенсивность процессов перекисного окисления липидов тканей сусликов в динамике зимней спячки. Автореф. дисс. - Махачкала, 2005.

2. Ануфриев А.И., Соломонова Т.Н., Васильев И.С., Данилова Л.С., Ахре-менко А.К. Исследование показателей углеводного катаболизма длиннохвостого суслика в период зимней спячки // Криобиология. 1986. - № 2. -С. 29-31.

3. Арчаков А.И., Мохосоев И.М. Модификация белков активным кислородом и их распад // Биохимия. 1989. - Т. 54, вып. 2. - С. 179-186.

4. Белоус A.M., Бондаренко В.А. Структурные изменения биологических мембран при охлаждении Киев: Наукова Думка, 1982. - 256 с.

5. Биленко М.В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов -М.: Медицина, 1989.- 168 с.

6. Болдырев А.А. Окислительный стресс и мозг // Сорос, образ, журн. 2001. -Т. 7, №4.-С. 21-28.

7. Вальдман Б.М., Волчегорский И.А., Пужевский А.С., Яровинский Б.Г., Лифшиц Р.И. Среднемолекулярные пептиды крови как эндогенные регуляторы перекисного окисления липидов в норме и при термических ожогах // Вопр. мед. химии. 1991. - Т. 37, № 1. - С. 23-25.

8. Ванин А.Ф. Оксид азота регулятор клеточного метаболизма // Биология. -2001.-Т. 7, № 11.-С. 7-12.

9. Владимиров Ю.А. Роль нарушений свойств липидного слоя мембран в развитии патологических процессов // Пат. физиол. и эксп. терап. 1989. -№4.-С. 7-19.

10. Владыка А.С., Левицкий Э.Р., Поддубный Л.П., Габриэлян Н.М. «Средние молекулы» и проблема эндогенной интоксикации при критических состояниях различной этиологии // Анестез. и реаним. 1987. - № 2. - С. 3742.

11. Вьюшина А.В., Герасимова И.Г., Флеров М.А. Перекисное окисление белков сыворотки крови у крыс, селектированных по выработке условного рефлекса активного избегания в норме и при патологии // Бюлл. эксп. биол. и мед. 2002. - Т. 133, № 5. - С. 286-288.

12. Губский Ю.И., Беленичев И.Ф., Левицкий Е.Л., Коваленко С.И., Павлов С.В., Ганчева О.В., Марченко А.Н. Токсикологические последствия окислительной модификации белков при различных патологических состояниях // Совр. пробл. токсик. 2005. - № 3.

13. Дёмин Н.У., Шортанова Т.Х., Эмирбеков Э.З. Нейрохимия зимней спячки млекопитающих Л.: Наука, 1988. - 137 с.

14. Дубинина Е.Е. Активность и свойства супероксиддисмутазы эритроцитов и плазмы крови человека в онтогенезе // Укр. биох. журн. 1988. - Т. 66, №3.-С. 20-24.

15. Дубинина Е.Е. Биологическая роль супероксидного анион-радикала и супероксиддисмутазы в тканях организма // Усп. совр. биол. 1989. - Т. 108, вып. 1 (4).-С. 3-18.

16. Дубинина Е.Е. Антиоксидантная система плазмы крови // Укр. биохим. журн. 1992. - Т. 64, № 2. - С. 3-14.

17. Дубинина Е.Е. Некоторые особенности функционирования ферментативной антиоксидантной защиты плазмы крови человека // Биохим. 1993. -Т. 58, вып. 2. - С. 263-279.

18. Дубинина Е.Е. Активные формы кислорода и их роль в развитии оксидативного стресса // Фундамент, и приклад, аспекты совр. биохимии: Труды конф. СПб.: Изд-во СПбГМУ, 1998. Т. 2. - С. 386-398.

19. Дубинина Е.Е. Роль активных форм кислорода в качестве сигнальных молекул в метаболизме тканей при состояниях окислительного стресса //

20. Вопр. мед. хим. 2001. - Т. 47, № 6. - С. 561-581.

21. Дубинина Е.Е., Шугалей А.В. Окислительная модификация белков // Усп. совр.биол. 1993 - Т.113, вып. 2. - С. 71-81.

22. Жегунов Г.Ф. Биохимические и ультраструктурные основы функциональной активности сердца зимоспящих животных: Дисс. . докт. биол. наук. Харьков, 1990. - 265 с.

23. Жегунов Г.Ф., Вонг Л., Джордан М. Транспорт аминокислот и синтез белков у сусликов при гибернации и искусственной гипотермии // Укр. биох. журн. 1993. - Т. 65, № 6. - С. 25-29.

24. Жегунов Г.Ф., Загоруйко Г.Е. Возможная роль лизосом в поддержании белкового гомеостаза кардиомиоцитов сусликов в период зимней спячки // Влияние охлаждения на биологические объекты Харьков. - 1990. - С. 55-59.

25. Игнатьев Д.А., Загнойко В.И., Сухова Г.С. К вопросу о биологически активных веществах в тканях зимоспящих // Журн. общ. биол. 1995. - Т. 56,№5.-С. 450-457.

26. Игнатьев Д.А., Сухова Г.С., Сухов В.П. Анализ изменений частоты сердцебиений и температуры суслика Citellus undulatus в различных физиологических состояниях // Журн. общ. биол. 2001. - Т. 62, № 1. - С. 66-77.

27. ЗО.Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих как сочетание энергетического баланса организма и естественного отбора. Сб. науч. труд. Л.; -Наука -1986.-С.6-17.31 .Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих. М.: Наука, 1985. - 264 с.

28. Карманова И.Г. Физиология и генез зимней спячки // Журн. эвол. биох. и физиол. 1995. - № 2. - С. 216-223.

29. Кличханов Н.К. Метаболические и структурно-функциональные изменения в плазме крови и эритроцитах при гипотермии // Науч. мысль Кавказа. Приложение. Спецвыпуск. 2001. - С. 38-50.

30. Кокунин В.А. Статистическая обработка данных при малом числе опытов // Укр. биохим. журн. 1995. - Т. 47, № 6. - С. 776-791.

31. Королюк М.А, Иванова Л.Н, Майорова И.Г, Токарев В.Е. Метод определения активности каталазы // Лаб. дело. 1988. - № 1. - С. 16-19.

32. Кулинский В.И. Активные формы кислорода и оксидативная модификация макромолекул: польза, вред и защита. Сорос. Образ, журн. - 1999. -№ 1.-С. 2-7.

33. Лапинский А.Г, Невретдинова З.Г. О роли неспецифической модификации липидов мембран эритроцитов при гибернации у суслика Citellus рагj rui // Журн. эвол. биохим. и физиол. 1987. - Т23, № 6. - С. 711 - 716.

34. Лапинский А.Г, Невретдинова З.Г. Тиреоидный статус и обмен липидов у суслика Citellus parryi при гибернации // Изв. АН. СССР. -1991 №3. -С. 398-409.

35. Лопатина Н.И, Геронимус АЛ, Треместова Е.П. Определение фетального гемоглобина в крови с помощью ФЭКа // Лаб. дело. 1976. - № 6. - С.328.331.

36. Лущак В.И. Окислительный стресс и механизмы защиты от него у бактерий // Биохимия. 2001. - Т. 66, вып. 5. - С. 592-609.

37. Меньшикова Е.Б., Зенков Н.К. Окислительный стресс при воспалении // Усп. соврем, биол. 1997. - Т. 117, в. 2.-С. 155-169.

38. Меныцикова Е.Б., Зенков Н.К., Реутов В.П. Оксид азота и NO-синтетазы в организме млекопитающих при различных функциональных состояниях // Биохимия. 2000. - Т. 65, вып. 4. - С. 485-503.

39. Меныцикова Е.Б., Зенков Н.К., Сафина А.Ф. Механизмы развития окислительного стресса при ишемическом и реперфузионном повреждении миокарда // Успехи совр. биол. 1997. - Т. 117, вып. 3. - С. 362-372.

40. Наглер Л.Г., Макарова О.В., Замчук Л.А., Вартанян Л.С., Ратба Ю.А., Ка-шо В.Н., Евтушенко О.А. Супероксиддисмутаза при ишемии печени // Биохимия. 1991.-Т.56,№4.-С. 674-680.

41. Онуфриев М.В., Семенова Т.П., Колаева С.Г., Моисеева Ю.В., Гуляева Н.В. Активность синтетазы NO в отделах мозга сусликов Citellus undulatus в разных фазах гибернационного цикла // Нейрохимия. 2002. - Т. 19, № 4. - С. 264-268.

42. Осипович В.К., Туликова З.А., Маркелов И.М. Сравнительная оценка экспресс-методов определения средних молекул // Лаб. дело. 1987. - № 3. -С. 221-229.

43. Ротанова Т.В. Энергозависимый селективный внутриклеточный протео-лиз. Строение, активные центры и специфичность АТФ-зависимых про-теиназ // Вопр. мед. хим. 2001. - № 1.

44. Семенов В.Л., Ярош A.M. Метод определения антиокислительной активности биологического материала // Укр. биох. журн. 1985. - Т. 57. -С.50-52.

45. Скулачёв В.П. Возможная роль активных форм кислорода в защите от вирусных инфекций // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 12. - С. 1691-1694.

46. Соколовский В.В. Тиоловые антиоксиданты в молекулярных механизмахнеспецифической реакции организма на экстремальное воздействие // Вопр. мед. химии. 1988. - № 6. - С. 2-11.

47. Турпаев К.Т. Активные формы кислорода и регуляция экспрессии генов // Биохимия. 2002. - Т. 67, вып. 3. - С. 339-352.

48. Халилов Р.А., Саидов М.Б., Халдун Авадх Убад, Эседова Т.М., Кличханов Н.К. // Вестник ДГУ. Естеств. науки. 1998. - Вып. 1. - С. 140-145.

49. Хочачко П., Сомеро Дж. Биохимическая адаптация. М.: Мир, 1988. - 568 с.

50. Шинкаренко Н.В., Алексовский В.Б. Химические свойства синглетного молекулярного кислорода и значение его в биологических системах // Успехи химии. 1982. - Т. LJ, вып. 5. - С. 713-735.

51. Шугалей B.C. Молекулярные основы устойчивости зимнеспящих животных к неблагоприятным условиям среды // Эколого-физиологические характеристики природных гипометаболических состояний: Сб. науч. тр. -Пущино, 1992. С. 70-73.

52. Babior В.М. Superoxide: a two-edged sword // Braz. Journ. Med. Biol. Res. -1997.-V. 30.-P. 141-155.

53. Belke D.D., Wang L.C., Lopaschuk G.D. Acetyl-CoAcarboxylase control of t fatty acid oxidation in hearts from hibernating Richardson's ground squirrels //

54. Biochim. Biophys. Acta. 1998.- V. 1391.-P. 25-36.

55. Berlett B.S., Stadtman E.R. Protein oxidation in aging, disease and oxidative stress // The Journ. of Biol. Chem. 1997. -V. 272, N. 33. - P. 20313-20316.

56. Blagojevic D., Buzadzic В., Korac В., Saicic Z.S., Radojicic R., Spasic M.B., Petrovic V.M. Seasonal changes in the antioxidative defense in ground squirrels

57. Citellus citellus): possible role of GSH-Px // J. Environ. Pathol. Toxicol. Oncol. -1998. -V.17. -P.241-250.

58. Bomzon A., Ljubuncic P. Oxidative stress and vascular smooth muscle cell function in liver disease // Pharm. and Therap. 2001. - V. 89. - P. 295-308.

59. Boyer B.B., Barnes B.M. Molecular and metabolic aspects of mammalian hibernation // Bioscience. 1999 -V.49. -P.713-724.

60. Brame C.J., Boutaud O., Davies S.S., Yang Т., Oates J.A., Roden D., Roberts L.J. Modification of proteins by isoketal-containing oxidized phospholipids // Journ. Biol. Chem. 2004. - V. 279. - P. 13447-13451.

61. Виск C.L., Barnes B.M. Effects of ambient temperature on metabolic rate, respiratory quotient, and torpor in an arctic hibernator // Am. J. Physiol. Regul. In-tegr. Сотр. Physiol. 2000. -V.279. -P.255-262.

62. Butterfield D.A., Kanski J. Brain protein oxidation in age-related neurodegenerative disorders that are associated with aggregated proteins // Mechanisms of Ageing and Development. 2001. - V. 122. - P. 945-962.

63. Buzadzic В., Spasic M., Saicic Z.S., Radojicic R., Petrovic V.M., Halliwell B. Antioxidant defenses in the ground squirrel Citellus citellus. 2. The effect of hibernation // Free Rad. Biol. Med. -1990. -V.9. -P. 407-413.

64. Cadenas E., Davies K.J.A. Mitochondrial free radical generation, oxidative stress, and aging // Free Rad. Biol. Med. 2000. - V. 29. - P. 222-230.

65. Carey H.V., Andrews M.T., Martin S.L. Mammalian hibernation: cellular andmolecular responses to depressed metabolism and low temperature // Physiol. Rev.-2003. -V.83.-P.1153-11581.

66. Carey H.V., Frank C.L., Aw T.Y. Cellular response to metabolic stress in hibernating mammals // In: Life in the cold: 11 International hibernation Symposium / ed. Heldmaier G., Klingenspor M. Berlin: Springer-Verlag, 2000.1. P. 339-346.

67. Carey H.V., Frank C.L., Seifert J.P. Hibernation induces oxidative stress and activation of NK-кВ in ground squirrel intestine // J. Сотр. Physiol. В. -2000.-V. 170.-P.551-559.

68. Carey H.V., Rhoads C.A., Aw T.Y. Hibernation induces glutathione redox imbalance in ground squirrel intestine // J. Сотр. Physiol. В. 2003. - V.173. -P.269-276.

69. Carey H.V., Sills N.S., Gorham D.A. Stress protein in mammalian hibernation //American Zoologist. 1999. -V. 39. -P.825-835.

70. Chance В., Sies H., Boveris A. Hidroperoxide metabolism in mammalian organs // Physiol. Rev. 1979. - V. 59. - P. 527-605.

71. Chau V., Tobias J.W., Bachmair A., Marriott D., Ecker D.J., Gonda D.K., Var-shavsky A. A multiubiquitin chain is confined to specific lysine in a targeted short-lived protein // Science. 1989. - V. 243. - P. 1576-83.

72. Coux О., Tanaka K., Goldberg A.L. Structure and functions of the 20S and 26S proteasomes // Arrnu. Rev. Biochem. 1996. - V. 65. - P. 801-847.

73. Dahlmann В., Ruppert Т., Kloetzel P., Kuehn L. Subtypes of 20S proteasomes from sceletal muscle // Biochimie. 2001. - V. 83. - P. 295-299.

74. Dalle-Donne I., Rossi R., Giustarini D., Milzani A., Colombo R. Protein car-bonyl groups as biomarkers of oxidative stress // Clin. Chim. Acta. 2003. - V. 329.-P. 23-38.

75. Dark J., Miller D.R. Metabolic fuel privation in hibernating and awake ground squirrels//Physiol. Benav. 1997. -V. 63. - P. 59-65.

76. Davies K.J.A. Degradation of oxidized proteins by the 20S proteasome // Biochimie. 2001. - V. 83.-P. 301-310.

77. Davies M.J., Forni S.L. Electron spin resonance and pulse radiolysis studies on the spin trapping of sulphurcentered radicals // Chem.-Biol. Interact. 1987. -V. 61.-P. 177-188.

78. Dean R.T., Fu S., Stocker R., Davies M.J. Biochemistry and pathology of radical mediated protein oxidation // Biochem. J. 1997. - V. 324. - P. 1-18.

79. Deavers О, Musacchia X. Water metabolism and renal function during hibernation and hypothermia // Fed. Proc. 1980. - V. 39. - P. 2969-2973.

80. Denicola A, Souza J.M, Radi R. Diffusiol of peroxynitrite across erythrocyte membranes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. - V. 95. - P. 3566-3571.

81. Desagher S, Glowinski J, Premont J. Astrocytes protect neurons from hydrogen peroxide toxicity // J. Neurosci. 1996. - V. 16. - P. 553-562.

82. Desagher S, Martinou J.C. Mitochondria as the central control point of apop-tosis // Trends. Cell. Biol. 2000. - V. 10. - P. 369-377.

83. Ding Q, Keller J.N. Proteasomes and proteasome inhibition in the central nervous system //Free Rad. Biol. Med. 2001. - V. 33, N. 7.-P. 574-584.

84. Drew K.L, Osborne P.G, Frerichs K.U, Hu Y, Koren R.E, Hallenbeck J.M, Rice M.E. Ascorbate and glutathione regulation in hibernating ground squirrels //BrainRes.-1999.-V. 851.-P. 1-8.

85. Drew K.L, Toien O, Rivera P.M., Smith M.A, Perry G, Rice M.E. Role of the antioxidant ascorbate in hibernation and warming from hibernation // Сотр. Biochem. Physiol. С Toxicol. Pharmacol. 2002. - V.133. -P. 483-492.

86. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell function // Physiol. Rev. 2002. - V. 82. - P. 47-95.

87. Dubiel W, Ferrell K, Pratt G, Rechsteiner M. Purification of an 1 IS regulator of the multicatalytic protease // J. Biol. Chem. 1992. - V. 267. - P. 2269922702.

88. Dunlop R.A, Rodgers K.J, Dean R.T. Recent developments in the intracellular degradation of oxidized proteins // Free Rad. Biol. Med. 2002. - V. 33, N. 7 -P. 894-906.

89. Fiskum G, Rosenthal R.E, Vereczki V, Martin E, Hoffman G.E, Chinopou-los C, Kowaltowski A. Protection against ischemic brain injury by inhibition of mitochondrial oxidative stress // Journ. of Bioenerg. Biomemb. 2004. - V. 36, N. 4.-P. 347-352.

90. Florant G.L. Lipid metabolism in hibernators: the importance of essential fatty acids//Amer. Zool. 1998.-V. 38.-P. 331-341.

91. Forman H.J, Fukuto J.M, Torres M. Redox signaling: thiol chemistry defines which reactive oxygen and nitrogen species act as second messengers // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2004. -V. 287. - P. C246-C256.

92. Fossati P, Prencipe L, Berti G. Use of 3,5-dichloro-2-hydroxybenzenesulfonic acid/4-aminophenazone chromogenic system in direc-tenzymic assay of uric acid in serum and urine // Clin. Chem. 1980. - V. 26 (2).-P. 227-231.

93. Frerichs K.U, Hallenbeck J.M. Hibernation in ground squirrels induces state and species-specific tolerance to hypoxia and aglycemia: an in vitro study in hippocampal slices // Journ. Cereb. Blood Flow-Metab. 1998. - V. 18. - P. 168-175.

94. Frerichs K.U, Kennedy C, Sokoloff L, Hallenbeck J.M. Local cerebral blood flow during hibernation, a model of natural tolerance to "cerebral ischemia" // Journ. Cereb. Blood Flow-Metab. 1994. - V.14. - P. 193-205.

95. Fridovich I. Oxygen toxicity: a radical explanation // J. Exp. Biol. -1998. -V. 201. -P.1203-1209.

96. Fried R. Enzymatic and non-enzymatic assay of superoxide dismutase // Biochimie. 1975. - V. 57, № 5. - P. 657-660.

97. Gaetani G.F., Karkman H.N., Mangerini R., Ferraris A.M. Importance of catalase in the disposal of hydrogen peroxide within human erythrocytes // Blood. 1994. - V. 84. - P. 325-330.

98. Gaut J.P., Byun J., Tran H.D., Lauber W.M., Carroll J.A., Hotchkiss R.S., Belaaouaj A., Heinecke J.W., Myeloperoxidase produces nitrating oxidants in vivo// J. Clin. Invest.-2002.-V. 109,№ 10.-P. 1311-1319.

99. Gebicki I.M. Protein hydroperoxides as new reactive oxygen species // Redox Report. 1997. - V. 3. - P. 91-110.

100. Geiser F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor // Annu. Rev. Physiol. 2004. -V.66. - P.239-274.

101. Giulivi C., Cadenas E. The role of mitochondrial glutathione in DNA base oxidation // Biochim Biophys Acta. 1998. - V. 1366, № 3. - P. 265-274.

102. Giulivi C., Davies K.J.A. Dityrosine a marker for oxidatively modified proteins and selective proteolysis // Methods Enzym. 1994. - V. 233. - P. 363371.

103. Giulivi C., Davies K.J.A. Dityrosine and tyrosine oxidation products are endogenous markers for the selective proteolysis of oxidatively modified red blood cell hemoglobin by the 19S-proteasome // J. Biol. Chem. 1993. -V.268.-P. 8752-8759.

104. Giulivi C., Davies K.J.A. Mechanism of the formation and proteolytic release of H202 induced dityrosine and tyrosine oxidation products in hemoglobin and red blood cells II The Journ. of Biol. Chem. - 2001. - V. 276, N. 26. -P. 24129-24136.

105. Giulivi C., Traaseth N.J., Davies K.J., Tyrosine oxidation products: analysis and biological relevance // Amino Acids. 2003. - V. 25, № 3-4. - P. 227-232.

106. Glickman M.H., Rubin D.M., Fried V.A., Finley D. The regulatory particle of the Saccharomyces cerevisiae proteasome // Mol. Cell Biol. 1998. - V. 18. -P. 3149-3162.

107. Griffiths H.R. Antioxidants and protein oxidation // Free Radic. Res. 2000. -V. 33.-P. 47-58.

108. Neurochemistry. 1992.-V. 59.-P. 1609-1623.

109. Halliwell B. Oxidants and the central nervous system some fundamental questions. Is oxidant damage relevant to Parkinson's Disease, Alzheimer's Disease, traumatic injury or stroke? // Acta Neurol. Scand. 1989. - V. 126. - P. 23-33.

110. Halliwell В., Clement M.V., Long L.H. Hydrogen peroxide in the human body // FEBS Lett. 2000. - V. 486. - P. 10-13.

111. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Lipid peroxidation a radical chain reaction // Free Rad. Biol. Med., Clarendon Press. Oxford. 1985. - P. 139.

112. Hashimoto M., Gao K., Kikuchi-Utsumi H., Ohinata P., Osborne G. Arousal fron hibernation and BAT thermogenesis against cold: central mechanism and molecular basis // Journ. Therm. Biol. 2002. - V. 27. - P. 503-515.

113. Hawkins C.L., Davies M.J. Generation and propagation of radical reactions on proteins // Biochimica et Biophysica Acta. 2001. - V. 1504. - P. 196-219.

114. Hawkins C.L., Davies M.J. Hypochlorite-induced damage to proteins: formation of nitrogen-centered radicals from lysine residues and their role in protein fragmentation // Biochem. J. 1998. - V. 332. - P. 617-625.

115. Hayashi Т., Goto S. Age-related changes in the 20S and 26S proteasome ac-$ tivities in the liver of male F344 rats // Mechan. Ageing and Develop. 1998.1. V. 102.-P. 55-66.

116. Heinemeyer W., Fisher M., Krimmer Т., Stachon U., Wolf D.H. The active sites of the eucariotic 20S proteasome and their involvement in subunit precursor processing//Journ. Biol. Chem. 1997. -V. 272. - P. 25200-25209.

117. Hermes-Lima M., Storey J.M., Storey K.B. Antioxidant defenses and metabolic depression. The hypothesis of preparation for oxidative stress in land snails // Сотр. Biochem. Physiol. Part B. 1998. - V. 120. - P. 437-448.

118. Hermes-Lima M., Zenteno-Savin T. Animal response to drastic changes in oxygen availability and physiological oxidative stress // Сотр. Biochem. Physiol. С Toxicol. Pharmacol. -2002. V. 133. -P.537-556.

119. Hochachka P.W., Somero G.N. Biochemical adaptation: mechanism and process in physiological evolution Oxford: 2002. - 480 p.

120. Hoshino Т., Ohta V., Joshigino J. The effect of sulfhydryl compounds on the catalytic activity of Cu, Zn-superoxide dismutase purified from rat liver // Ex-perientia. 1985. - V. 41, № 11.-P. 1416-1419.

121. Iwai K. An ubiquitin ligase recognizing a protein oxidized by iron: implications for the turnover of oxidatively damaged proteins // J. Biochem. 2003. -V. 134.-P. 175-182.

122. Jeney V., Balla J., Yachie A., Varga Z., Vercellotti G.M., Eaton J.M., Balla G. Pro-oxidant and cytotoxic effects of circulating heme // Blood. 2002. - V. 100.-P. 879-887.

123. Ji Y., Bennett B.M. Activation of microsomal glutathione S-transferase by peroxynitrite // Mol. Pharmacol. 2003. -V. 63. - P. 136-146.

124. Kisselev A.F., Akopian T.N., Castillo V., Goldberg A.L. Proteasome active sites allosterically regulate each other, suggesting a cyclical bite-chew mechanism for protein breakdown // Mol. Cell. 1999. - V. 4. - P. 395-402.

125. Kochi J.K. Oxidation-reduction reactions of free radicals and metal complex // Free Rad. 1973. - V. 1. - P. 591-683.

126. Kono Y., Fridovich I. Superoxide radical inhibits catalase // Journ. Biol. Chem. 1982. - V. 257, № 10. - P. 5751-5754.

127. Kortner G., Geiser F. The temporal organization of daily torpor and hibernation: circadian and circannual rhythms // Chronobiol. Int. 2000. - V. 17. - P. 103-128.

128. Kowaltowski A.J., Castilho R.F., Vercesi A.E. Mitochondrial permeability transition and oxidative stress // FEBS Lett. 2001. - V. 495. - P. 12-15.

129. Kruger E., Kloetzel P.-M., Enenkel C. 20S proteasome biogenesis // Bio-chimie. 2001. - V. 83. - P. 289-293.

130. Lee Chang-il, Liu X., Zweier J.L. Regulation of xanthine oxidase by nitric oxide and peroxynitrite // The Journ. of Biol. Chem. 2000. - V. 275, N. 13. -P. 9369-9376.

131. Lee M., Choi I., Park K. Activation of stress signaling molecules in bat brain during arousal from hibernation // J. Neurochem. 2002. - V.82. - P.867-873.

132. Levine R.L. Oxidative modification of glutamine synthetase // Journ. Biol. Chem. 1983. - V. 258. - P. 11828-11833.

133. Levine R.L., Garland D., Oliver C.N., Amici A., Climent I., Lenz A.-G., Ahn B.-W., Shaltiel S., Stadtman E. Determination of carbonyl content in oxi-datively modified proteins // Methods in Enzym. 1990. - V. 186. - P. 464 -478.

134. Li C., Jackson R.M. reactive speciaes mechanisms of cellular hypoxia-reoxygenation injury // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2002. - V. 282. - P. 227241.

135. Liu D., Zhao H., Li H., Kalyanaraman В., Nicolosi A.C., Gutterman D.D. Mitochondrial sources of H202 generation play a key role in flow-mediated delation in human coronary resistance arteries // Circ. Res. 2003. - V. 93. - P. 573r580.

136. Lloid R.V., Hanna P.M., Mason R.P. the origin of the hydroxyl radical oxygen in the Fenton reaction // Free Rad. Biol. Med. -1997. -V.22, N.5 -P.885-888.

137. Lowe J., Stock D., Jap В., Zwickl P., Baumeister W., Huber R. Crystal structure of the 20S proteasome from the archaeon E. acidophilum at 3,4 A resolution// Science. 1995. -V. 268. - P. 533-539.

138. Lowry D.H, Rosebrough H.J, Farr A.L, Randall R.J. Protein measurement with the Folinphenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. - V. 193, № 1. - P. 265 -275.

139. Lundqvist G, Morgenstern R. Mechanism of activation of rat liver microsomal glutathione transferase by noradrenaline and xanthine oxidase // Biochem Pharmacol. 1992. -V. 43(8) - P. 1725-1728.

140. Ma Y.L, Rice M.E, Chao M.L, Rivera P.M., Zhao H.W, Ross A.P, Zhu X, Smith M.A, Drew K.L. Ascorbate distribution during hibernation is independent of ascorbate redox state // Free Rad. Biol. Med. -2004. -V.37. -P.511-520.

141. MacDonald J. A, Storey K.B. Regulation of ground squirrel Na+, K+-ATPase activity by reversible phosphorylation during hibernation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. - V. 254. - P. 424-429.

142. Maclean G.S. Blood viscosity of two mammalian hibernators: Spermophilus tridecemlineatus and Tamias striatus II Physiol. Zool. 1981. - V. 54, N. 1. -P. 122-131.

143. May J.M. Is ascorbic acid an antioxidant for the plasma membrane? // FASEB Journ. 1999. - V. 13. - P. 995-1006.

144. McArthur M.D, Jourdan M.L, Wang L.C.H. Prolonged stable hypothermia: effect on blood gases and pH in rats and ground squirrels // Am. J. Physiol. -1992. -V.262. -P.R190-R197.

145. Meister A. On the antioxidant effects of ascorbic acid and glutathione // Biochem. Pharmacol. 1992. - V. 44. - P. 1905-1915.

146. Meneghini R. Iron homeostasis, oxidative stress, and DNA damage // Free Rad. Biol. Med. 1997. - V. 23, N. 5. - P. 783-792.

147. Merker K, Stolzing A, Grune T. Proteolysis, caloric restriction and aging // Mechanisms of Ageing and Development. 2001. - V. 122. - P. 595-615.

148. Meucci E, Mordente A, Martorana G.E. Metal-catalyzed oxidation of human serum albumin: conformational and functional changes // J. Biol. Chem. -1991.-V. 266,N. 8.-P. 4692-4699.

149. Misra H.P., Fridovich J. The generation of superoxide radical during the autooxidation of hemoglobin // Journ. Biol. Chem. 1972. - V. 247. - P. 69606962.

150. Mueller S., Riedel H.D., Stremmel W. Direct evidence for catalase as the predominant H202-removing enzyme in human erythrocytes // Blood. 1997. -V. 90.-P. 4973-4978.

151. Muraoka S., Miura T. Inhibition by uric acid of free radicals that damage biological molecules // Pharmacol. Toxicol. 2003. - V. 93. - P. 284-289.

152. Murphy M.P. Nitric oxide and cell death // Biochim Bioph. Acta. 1999. -V. 1411.-P. 401-414.

153. Naidu K.A. Vitamin С in human health and disease is still a mystery? An overview // Nutr. J. 2003. - V. 21. - P. 2-7.

154. Nordberg J., Arner E.S. Reactive oxygen species, antioxidants and the mammalian thioredoxin system // Free Rad. Biol. Med. 2001. - V. 31. - P. 12871312.

155. Oden M. The role of reperfusion-induced injury in the pathogenesis of the crush syndrome // the new England J. of Medicine. 1991. - V. 324, N. 20. -P. 1417.

156. Pacifici R., Davies K.J.A. Protein degradation as an index of oxidative stress //Methods Enzym. 1990. -V. 186. - P. 485-502.

157. Patel R.P., McAndrew J., Sellak H, White C.R., Jo H., Freeman B.A., Dar-ley-Usmar V.M. Biological aspects of reactive nitrogen species // Biochim Bioph. Acta. 1999. - V. 1411. - P. 385-400.

158. Peterhans E. Oxidants and antioxidants in viral diseases: disease mechanisms and metabolic regulation // J. Nutr. 1997. - V. 127 (Suppl.). - P. 963S-965S.

159. Radi R, Cassina A, Hodara R, Quijano C, Castro L. Peroxynitrite reactions and formation in mitochondria // Free Rad. Biol. Med. 2002. - V. 33. -P. 1451-1464.

160. Radi R, Tan S, Prodanov E, Evans R.A, Parks D.A. Inhibition of xanthine oxidase by uric acid and its influence on superoxide radical production // Bio-chim. Biophys. Acta. 1992. - V. 1122, №2. -P. 178-182.

161. Rice M.E. Ascorbate compartmentalization in the CNS // Neurotox. Res. -1999.-V. l.-P. 81-90.

162. Rice M.E. Ascorbate regulation and its neuroprotective role in the brain. // Trends Neurosci. -2000. -V.23. -P.209-216.

163. Rock K.L, Gramm C, Rothstein L, Clark K, Stein R, Dick L, Hwang D, Rivett A.J. Proteasomes: multicatalityc proteinase complexes // Biochem. J. -1993.-V. 291.-P. 1-10.

164. Ruby N.F. Hibernation: when good clocks go cold // Journ. of biol. rhythms. 2003. - V. 18, N. 4. - P. 275-286.

165. SadrzadehS.M.H, Graf E, Panter S.S, Hallaway P.E, Eatom J.W. Hemoglobin // Journ. Biol. Chem. 1984. - V. 256, № 23. - P. 14354-14356.

166. Scopes R.K. Protein purification, principles and practice. New York: Springer-Verlag, 1982.

167. Seemuller E, Lupas A, Baumeister W. Autocatalytic processing of the 20S proteasome //Nature. 1996. -V. 382 (6590). - P. 468-471.

168. Shimizu N, Kobayashis K, Hayashi K. The reaction of superoxide radical with catalase //Journ. Biol. Chem. 1984. -V. 259, № 7. - P. 4414-4418.

169. Shull S, Heintz N.H, Periasamy M, Manohar M, Janssen Y.M, Marsh J.P, Mossmah B.T. Differential regulation of antioxidant enzymes in response to oxidants // Journ. Biol. Chem. 1991. - V. 266. - P. 24398-24403.

170. Sonntag von C. The chemical basis of radiation biology // Taylor and Francis. 1987.-V.l.-P. 175-205.

171. Stadtman E.R. Metal ion-catalyzed oxidation of proteins: biochemical mechanism and biological consequences // Free Rad. Biol. Med. 1990. - V. 9.-P. 315-325.

172. Stadtman E.R. Protein oxidation and aging // Science. 1992. - V. 257. - P. 1220-1224.

173. Steiner A. A., Branco L.G. Nitric oxide in the regulation of body temperature and fever // Journ. Therm. Biol. 2001. - V. 26. - P. 325-330.

174. Storey K.B. Cold ischemic organ preservation: lessons from natural systems // Journ. of Invest. Med. 2004. - V. 52, N. 5. - P. 1-8.

175. Storey K.B. Functional metabolism: regulation and adaptation // Wiley-Liss, NY.-2004.-594 p.

176. Storey K.B. Natural hypothermic preservation: the mammalian hibernator // J. Cell Preserv. Technol. 2002. - V. 1. - P.3-16.

177. Storey K.B. Oxidative stress: animal adaptations in nature // Braz. J. Med. Biol. Res. 1996.-V. 26, № 12.-P. 1715-1733.

178. Storey K.B. Turning down the fires of life: metabolic regulation of hibernation and estivation. // BIOS Scientific Publishers. 2001. - P. 1-21.

179. Storey K.B., Storey J.M. Metabolic rate depression in animals: transcriptional and translational controls // Biol. Rev. Camb. Philos. Soc. 2004. - У.19. -P.207-233.

180. Tilman G., Reithechel Т., Davies K.I.A. Degradation of oxidized proteins in mammalian cells // FASEB J. 1997. - V. 11, № 7. - P. 523- 534.

181. Toien O., Drew K.L., Chao M.L., Rice M.E. Ascorbate dynamics and oxygen consumption during arousal from hibernation in Arctic ground squirrels // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Сотр. Physiol. 2001. - V. 281. - P. 572-583.

182. Turrens J.F. Mitochondrial formation of reactive oxygen species // J. Physiol. 2003. - V. 552. - P. 335-344.

183. Valdez L.B., Alvarez S., Arnais S.L., Schopfer F., Carreras M.C., Poderoso J.J., Boveris A. Reaction of peroxynitrite in the mitochondrial matrix // Free Rad. Biol. Med. 2000. - V. 29. - P. 349-356.

184. Van Breukelen F., Carey H.V. Ubiquitin conjugate dynamics in the gut and liver of hibernating ground squirrels // J. Сотр. Physiol. B. 2002. - V. 172.1. P. 269-273.

185. Van Breukelen F., Martin S.L. Translational initiation is uncoupled from elongation at 18 degrees С during mammalian hibernation // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Сотр. Physiol. 2001. - V.281. - P. 1374-1379.

186. Voges D., Zwickl P., Baumeister W. The 26S proteasome: a molecular machine designed for controlled proteolysis // Annu. Rev. Biochem. 1999. - V. 68.-P. 1015-1068.

187. Wang L.C.H., Lee T.F. Torpor and hibernation in mammals: metabolic, physiological and biochemical adaptations // Handbook of Physiology / eds. Fregly M.J., Blatteis C.M. 1996. - № 4. - P. 507-531.

188. Young I.S., Woodside J.V. Antioxidants in health and disease // J. Clin. Pathol.-2001.-V. 54. P.176-186.

189. Zhangs Y., Marcillat O., Giulivi C., Ernsterg L., Davies K.J.A. The oxidative inactivation of mitochondrial electron transport chain components and AT-Pase // Journ. Biol. Chem. 1990. - V. 265. - № 27. - P. 16330-16336.

190. Zhegunov Y.F., Mikulincky I.E., Yu E., Kudokotseva E.V. Hyperactivation of protein synthesis in tissues of hibernating animals on arousal // Cryo-Letters. 1988. -V. 9, N. 1-P. 236 -245.

191. Zwart L.L., Merman G.H.N., Kommandeur G.N.M., Vermeulen N.P.I. Bio-markers of free radical damage applications in experimental animals and in humans // Free Rad. Biol. Med. 1999. - V. 26, N. 5. - P. 202-225.