Генетическое разнообразие фитопатогенных бактерий Xanthomonas сampestris и устойчивость к ним растений семейства Brassicaceae тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 06.01.11, доктор биологических наук Игнатов, Александр Николаевич

• Игнатов, Александр Николаевич
• доктор биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации доктор биологических наук Игнатов, Александр Николаевич

ВВЕДЕНИЕ

I ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Биологические особенности вида Xanthomonas campestris

1.1.1 Возбудители листовой пятнистости

1.1.2 Возбудитель сосудистого бактериоза Xanthomonas 17 campestris pv. campestris

1.2 Эволюция и систематика культурных видов рода 37 Brassica

1.2.1 Эволюция вида Brassica oleracea L.

1.2.2 Эволюция вида Brassica rapa L.

1.2.3 Эволюция видов В. nigra, В. juncea, В. napus и

В. carinata

1.2.4 Использование генетических ресурсов семейства 48 капустных для селекции на устойчивость к болезням

1.3. Взаимоотношение растений и фитопатогенных бактерий

II МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Штаммы фитопатогенов

2.2 Сорта растений и агротехника

III МЕТОДЫ ОЦЕНКИ УСТОЙЧИВОСТИ РАСТЕНИЙ К 73 СОСУДИСТОМУ БАКТЕРИОЗУ И БАКТЕРИАЛЬНОЙ ЛИСТОВОЙ ПЯТНИСТОСТИ

3.1 Инокуляция и системы оценки

3.2 Влияние метода хранения бактерий на 75 воспроизводимость результатов инокуляции растений

3.3 Влияние питательной среды на патогенность Хсс

3.4 Воспроизводимость оценки реакции растений

3.5 Количественная изменчивость реакции растений Brassica 85 к возбудителю сосудистого бактериоза

3.6 Оценка устойчивости растений к листовой пятнистости

3.7 Многовариантный метод оценки устойчивости капустных растений на устойчивость к сосудистому бактериозу

IV РАЗНООБРАЗИЕ ПОПУЛЯЦИИ XANTHOMONAS CAMPESTRIS 94 4.1 Разнообразие биохимических признаков Xanthomonas sp.

4.2 Активность экзоферментов X. campestris pv. campestris

4.3 Полиморфизм спектра общих водорастворимых белков 103 X. campestris pv. campestris

4.4 Серологические признаки Xanthomonas campestris pv. 107 campestris

4.5 Характеристика антигенных признаков Xanthomonas 114 campestris методом Вестерн-блот гибридизации

4.6 Генетические признаки Xanthomonas campestris pv. 118 campestris

4.6.1 Генетическое разнообразие X. campestris pv. campestris и взаимоотношение с другими видами Xanthomonas по последовательности гена 16S рРНК и 16S-23S ITS региона 4.6.2 Полиморфизм популяции Xanthomonas campestris, 131 выделенный AFLP и DIR-ПЦР маркерами

4.7 Разработка и тестирование специфичных праймеров для 149 мультиплексной диагностики Xanthomonas campestris

4.8 Плазмидный состав X. campestris pv. campestris

4.9 Ген авирулентности Xanthomonas campestris pv. campestris гомологичный локусу avrBs

V ВЗАИМООТНОШЕНИЯ МЕЖДУ БАКТЕРИЯМИ ВИДА 175 XANTHOMONAS CAMPESTRIS И КРЕСТОЦВЕТНЫМИ РАСТЕНИЯМИ

5.1 Спектр поражаемых растений, разнообразие симптомов 175 вызываемых болезней и патогенности представителей рода Xanthomonas

5.2 Взаимоотношение растений Brassica и бактерий 179 Xanthomonas campestris

5.2.1 Особенности поражения растений-хозяев бактериями Xanthomonas campestris pv. campestris

5.3 Расовый состав популяций Xanthomonas campestris pv. 185 campestris

5.4 Появление расы 0(6) в результате спонтанной мутации 202 изолята расы 1 Xanthomonas campesrtis pv. campestris

VI РАЗНООБРАЗИЕ РАСОВО-СПЕЦИФИЧЕСКОЙ И 206 НЕСПЕЦИФИЧЕСКОЙ УСТОЙЧИВОСТИ К XANTHOMONAS CAMPESTRIS У РАСТЕНИЙ РОДА BRASSICA

6.1 Устойчивость растений с геномом АА (ААСС) (Brassica 206 гара & В. napus)

6.2 RAPD-маркеры, сцепленные с локусом устойчивости к 216 расе

6.3 Устойчивость растений В. oleracea (СС геном)

6.3.1 Расово-специфичная реакция устойчивости у 221 В. oleracea

6.3.2 Стеблевая устойчивость к сосудистому 232 бактериозу капустных у В. oleracea

6.3.3 Полигенное наследование устойчивости к 242 сосудистому бактериозу и листовой пятнистости у брокколи

6.3.4 Значение расово-специфичной реакции для 247 полевой устойчивости В. oleracea к сосудистому бактериозу

6.4 Устойчивость дикорастущих и полукультурных растений сем. Капустные

ВЫВОДЫ

РЕКОМЕНДАЦИИ ПРОИЗОДСТВУ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Генетическое разнообразие фитопатогенных бактерий Xanthomonas сampestris и устойчивость к ним растений семейства Brassicaceae»

Среднемировые ежегодные потери растениеводства от болезней составляют 11% (FAO, 1997), и усиление устойчивости растений к фитопатогенам является одной из важнейших задач сельскохозяйственного производства. Крестоцветные растения (семейство Капустных или Brassicaceae) составляют значительную часть возделываемых овощных, масличных, кормовых и технических культур во всем мире. Например, в России, Китае и Японии они находятся на 1-2 месте по валовому сбору овощей, в Индии, Канаде, Германии и Великобритании - на первом месте среди масличных. Сосудистый бактериоз и листовая пятнистость крестоцветных, вызываемые видом Xanthomonas campestris, приводят к большим экономическим потерям при выращивании этих растений во всем мире (Williams, 1980). X. campestris является типовым представителем бактерий рода Xanthomonas, и разнообразие взаимоотношений этого патогена с крестоцветными растениями отражает большую часть многообразия патогенных отношений других ксантомонад с многочисленными растениями-хозяевами. Эффективная система защитных мероприятий должна основываться на выращивании устойчивых сортов, диагностике зараженности семян, агротехнических мероприятиях, направленных на подавление возбудителя в местах его сохранения (растительные остатки и дикорастущие и сорные крестоцветные растения). Несмотря на то, что научную селекцию на устойчивость к сосудистому бактериозу ведут уже более 50 лет, стабильных результатов не достигнуто, вероятно, из-за игнорирования фактов неоднородности популяции патогена по признаку вирулентности и расово-специфичной реакции устойчивости растений.

Вследствие концентрации производства гибридных семян капустных культур в регионах мира, имеющих благоприятный климат для развития \ сосудистого бактериоза происходит широкое распространение с партиями семян высоко агрессивных клональных групп бактерий, что делает задачу совершенствования диагностики семенной инфекции актуальной.

Данная работа посвящена исследованию генетического полиморфизма X. campestris, устойчивости капустных растений, и расовым взаимоотношениям в системе X. campestris - Brassicaceae, с целью разработки методов диагностики и селекции на устойчивость к сосудистому бактериозу.

1. Цель исследования

Разработать направления в системе защитных мероприятий и методы селекции капустных культур на устойчивость к сосудистому бактериозу и листовой пятнистости на основе этиологии фитопатогена X. campestris pv. campestris и взаимоотношений с растением-хозяином на генетическом уровне.

Задачи исследования:

1. Создать и охарактеризовать по комплексу признаков коллекцию фитопатогена X. campestris, включающую штаммы, выделенные с культурных, дикорастущих и сорных растений из различных стран и эколого-географических зон.

2. Усовершенствовать систему растений-дифференциаторов, и определить расовую структуру популяции X. campestris pv. campestris.

3. Разработать метод оценки расово-специфичной и неспецифичной устойчивости к сосудистому бактериозу на одном растении.

4. Провести оценку расово-специфичной устойчивости видов семейства Brassicaceae, и закономерности географического распределения различных типов устойчивости.

5. По возможности идентифицировать гены расово-специфичной устойчивости растений к сосудистому бактериозу и установить характер их наследования.

6. Определить вклад различных типов устойчивости и экологических факторов в развитие заболевания в поле.

7. На основе изучения генетического разнообразия популяции X. campestris pv. campestris разработать методы молекулярной диагностики патогена.

2. На защиту выносятся следующие положения

1. Особенности взаимодействия фитопатогена X. campestris pv. campestris с капустными (Brassicaceae) растениями: а) популяция фитопатогена неоднородна по признаку вирулентности и представлена физиологическими расами, б) гены устойчивости крестоцветных растений к X. campestris pv. campestris в основном расово-специфичны, в) в семействе Brassicaceae имеются видовые особенности распределения расово-специфичных генов устойчивости к сосудистому бактериозу, г) неспецифичная устойчивость к сосудистому бактериозу у В. oleracea локализована в ксилеме стебля; д) распределение генов устойчивости в популяциях видов В. oleracea и В. гара характеризуется географическими закономерностями.

2. Географические закономерности распределения физиологических и генетических признаков X. campestris pv. campestris.

3. Методика оценки устойчивости растений, обеспечивающая выявление расово-специфичного и неспецифичного типов устойчивости.

4. Методика диагностики X. campestris при помощи мультиплексного ПЦР анализа с оригинальными праймерами.

3. Научная новизна

Впервые проведена комплексная оценка физиологических (фенотипических) и генетических признаков 470 штаммов X. campestris, собранных в России, Великобритании, Японии, Венгрии, США, Германии, и других странах.

Найдены 5 новых растений-дифференциаторов, и впервые определен расовый состав X. campestris в указанных странах.

Впервые определены 6 генов расово-специфичной устойчивости к сосудистому бактериозу. Обнаружен ген авирулентности avrRxcl/З у X. campestris, распознаваемый двумя разными расово-специфичными генами устойчивости растений Rxcl Rxc3. Показана корреляция между симптомами сосудистого бактериоза/листовой пятнистости и отсутствием/наличием локуса avrBs3. Показана зависимость расового состава популяции X campestris от присутствия гена Хсс2109 - гомолога гена AvrPphC Pseudomonas syringae.

Впервые установлено, что крестоцветные растения с геномом А (В. гара, В. napus) имеют расово-специфичные доминантные гены R2, R3 и Rxc4. Найдены молекулярные маркеры для гена устойчивости Rxc4. Установлено, что устойчивость растений с геномом В (В. nigra, В. carinata, В. juncea) контролируется расово-специфичным доминантным геном Rb (Rxcl), а с геномом С - расово-специфичными доминантным геном Rl(Rxc3) и рецессивным геном г5. Впервые обнаружен новый тип неспецифичной устойчивости, проявляющийся в сосудистой системе стебля и контролируемый доминантным геном Rs (Resistance in Stem) у растений В. oleracea.

На основе изучения генетического полиморфизма штаммов X. campestris pv. campestris создана мультиплексная система ПЦР-маркеров для диагностики возбудителя. Впервые показана полифелитичность рода Xanthomonas по последовательности гена 16SpPHK. 4. Практическая ценность

Результаты исследований служат основой для селекции растений, направленной на долговременную устойчивость к бактериозам. Они использованы в «Методических рекомендациях по методам лабораторной оценки белокочанной капусты на устойчивость к болезням» (М РАСХН, 1994) и «Компендиуме по защите растений» (CABI, Кембридж, 2003).

Разработана методика одновременной оценки устойчивости по нескольким генам устойчивости к сосудистому бактериозу и получены устойчивые линии, объединяющие несколько генов устойчивости в одном генотипе. Источники и доноры устойчивости переданы для селекционной работы на Селекционную станцию им. Н.Н. Тимофеева РГАУ-МСХА им. К.А. Тимирязева.

Коллекция фитопатогенных ксантомонад передана во Всероссийскую коллекцию фитопатогенных бактерий (ВНИИФ).

Набор линий-дифференциаторов для тестирования рас X. campestris используется для научной и учебной работы во ВНИИ фитопатологии РАСХН, Селекционной станции им. Н.Н. Тимофеева РГАУ-МСХА им. К.А. Тимирязева, и Центре «Биоинженерия» РАН.

Типовые штаммы различных рас X. campestris pv. campestris переданы для создания инфекционных фонов в РГАУ-МСХА им. К.А. Тимирязева. 5. Апробация работы

Материалы диссертации доложены на конференции «Экологические проблемы защиты растений» (Ленинград 1990), Республиканской конференции, посвященной 60-летию образования Казахского СХИ, (Алма-Ата, 1990), научной конференции «Бактериальные болезни картофеля овощей и методы борьбы с ними» (ВНИИФ 1993), Координационном совещании "Совершенствование контроля фитосанитарного состояния сельскохозяйственных культур с целью предотвращения вспышек массового развития болезней" (Москва, 1994), Всероссийском съезде по защите растений "Защита растений в условиях реформирования агропром. комплекса: экономика, эффективность, экологичность» (СПб, 1995), 9-й Международной конференции по фитопатогенным бактериям (Мадрас, Индия, 1996), 3-м Международном конгрессе по опылению растений (Лефбридж, Канада, 1996), 2-м Симпозиуме "Новые и нетрадиционные растения и перспективы их практического использования" (Пущино, 1997), Симпозиуме Международного общества садоводства и овощеводства по капустным (Реннес, Франция, 1997), Конференции Японского общества садоводства и овощеводства (Токио, 1997), 7-м международном конгрессе по фитопатологии в Эдинбурге (Великобритания, 1998), 6-м Симпозиуме

Ашерслебена по устойчивости растений (Ашерслебен, Германия, 1998), Национальном симпозиуме по по черезвычайным ситуациям в растениеводстве (Варанаши, Индия, 1998), 7-м международном конгрессе по фитопатологии (Великобритания, 1998), IV съезде Общества физиологов растений России (Москва, 1999), Конференции «Оптимизация селекционного процесса на основе генетических методов» (Украина, 1999), Юбилейной конференции Московской сельскохозяйственной академии им. К.А. Тимирязева (Москва, 2000), Школе-конференции «Горизонты физ,-химической биологии» (Пущино, 2000), 2-й Международной конференции по геному сельскохозяйственных микроорганизмов (Сан Диего, США, 2001); 6-й Международной конференции по патоварам Pseudomonas syringae и родственным патогенам (Италия, 2002), Конференции американского фитопатологического общества (Мичиган, США, 2002), Конференции американского фитопатологического общества (Сев. Каролина, 2003); 11-м Международном симпозиуме по молекулярному взаимодействию микроорганизмов и растений (Ст. Петербург, 2003); Всероссийском Съезде общества генетиков и селекционеров им. Н.И. Вавилова. (Москва, 2004), 7-й конференции Европейского фонда фитопатологии и Британского общества фитопатологии (Великобритания, 2004), 57-м Международном симпозиуме по защите растений (Бельгия, 2005), Конференции американского фитопатологического общества (Мериленд, 2005), 11-м Международном объединенном симпозиуме по микробиологии (Сан-Франциско, США, 2005). Автор признателен всем коллегам, предоставившим материалы, методическую помощь и принимавших участие в обсуждении результатов исследований: А.Н. Самохвалову, Ю.Б. Рогачеву, И.М. Колесникову, Н.Н. Балашевой, Г.Ф. Монахос, Ф.С. Джалилову, С.В. Цыганковой, Е.С. Булыгиной, Б.Б. Кузнецову, И. Агарковой, А. Сечлер, Н. Шаад, М. Эванс, Д. Тейлор, С. Роберте, Я. Кугинуки, К. Хида, и М. Хираи.

6. Публикации

По материалам работы опубликовано 45 статей в отечественных и зарубежных научных журналах и сборниках, и 36 публикаций по материалам конференций (из 112 опубликованных работ в целом), в т. ч. в журналах «Биологические науки», «Сельскохозяйственная биология», «Генетика», "Phytopathology", "European Journal of Phytopathology", "Canadian Journal of Botany", "Japanese Agricultural Research Quaterly", "Acta Phytopathologica and Enthomologica Hungarica", "Crop Protection Compendium" (CABI), сборниках научных трудов ВНИИССОК, материалах российских и зарубежных научных конференций. Опубликованы также 50 тезисов.

Заключение диссертации по теме «Защита растений», Игнатов, Александр Николаевич

ВЫВОДЫ

По результатам проведенных в 1989-2005 гг. исследований сделаны следующие выводы:

1. Создана и детально изучена по комплексу признаков коллекция из 470 штаммов X. campestris из дикорастущих и культурных растений. Коллекция охватывает большую часть географического ареала вида, и включает штаммы из России, Великобритании, Германии, Венгрии, США и Японии, и коллекционные штаммы из Канады, Таиланда, Нидерландов, стран Африки и Латинской Америки. Штаммы депонированы в Российскую коллекцию фитопатогенных бактерий и доступны для исследователей.

2. Впервые выделены клональные группы патогена, различающиеся по серологическим, генетическим признакам. Группы отличаются по приспособленности бактерий к разным экологическим зонам, что выражено в разнокачественности антигенных свойств полисахаридной капсулы. Генотип 1 более жизнеспособен в субтропической зоне, тогда как генотип 2 - в умеренной. Генотип 3 не отличается от патоваров X campestris, вызывающих листовые пятнистости крестоцветных. Впервые установлено, что определенные генотипы растений («Seven Top Green» и другие), стимулируют развитие сосудистого бактериоза при заражении штаммами X. campestris pv. armraciae (raphani), обычно вызывающих листовые пятнистости. Заражение растений штаммами X. campestris pv. campestris опрыскиванием при низких положительных температурах (+5-10°С) и высоких значениях рН (>8,3), напротив, приводило к появлению симтомов листовой пятнистости на восприимчивых генотипах крестоцветных. Это подтверждает отсутствие существенных различий по консервативной части генома между патовариантами X. campestris выявленное с помощью ДНК маркеров (AFLP, DIR).

3. В результате изучения взаимоотношений между штаммами X. campestris pv. campestris и растениями различных крестоцветных культур предложена усовершенствованная система растений-дифференциаторов для рас патогена, включающая В. гара «Just Right», «Tokyo Cross», «Seven Top Green», B. juncea «Florida Broad Leaf», B. oleracea «Badger Inbred 16», PI436606, «Miracle Fi», SRI, B. napus «Cobra» и «Giant English». Впервые идентифицированы 6 генов расово-специфичной устойчивости Rxcl(Rb) («Florida Broad Leaf»), R2 («Seven Top Green»), Rxc3(Rl) («Badger Inbred 16»; «Miracle Fi», SRI), R3 («Giant English»), Rxc4 («Just Right», «Tokyo Cross»; «Cobra»), и r5 (PI436606) распространенные среди растений семейства капустных.

4. Впервые изучены особенности расовой структуры популяции X. campestris в России, Великобритании, Японии, США и других странах. Расы 1 и 4 обнаружены в Великобритании, Германии, Венгрии, США (доминирующая раса 1), Японии, Португалии и России (доминирующая раса 4). Раса 0 была обнаружена в Португалии и США, где доминировала на дикорастущих крестоцветных растениях. При взаимодействии с усовершенствованным набором растений-дифференциаторов найдены новые варианты (расы) X. campestris. Найден ген авирулентности avrRxcl/З, отвечающий за несовместимую реакцию рас Хсс с растениями, имеющими гены устойчивости Rxc3 и Rxcl. Ген avrBs3 наиболее встречаем среди штаммов X. campestris, вызывающих листовую пятнистость. Ген avr Хсс2109 наиболее встречаем среди штаммов рас 1, 3 и 4, поражающих культурные растения. Это дает возможность инструментальной диагностики патоваров и расХ campestris.

5. Установлен характер наследования устойчивости капустных растений к сосудистому бактериозу. Устойчивость растений, имеющих А геном, контролируется расово-специфичными доминантными генами R3 и Rxc4. Найдены молекулярные маркеры для гена устойчивости Rxc4. Rxc4 был найден с высокой частотой у индийских масличных тории и сарсона (В. гара subsp. dichotoma), а также у родственных им японских репы и листовых овощей (В. гара subsp. nipposinica). Устойчивость В генома, контролируется расово-специфичным доминантным геном Rb (Rxcl), широко распространенным среди дикорастущих крестоцветных. Показано, что устойчивость растений имеющих С геном, контролируется расово-специфичными доминантным геном Rl(Rxc3) и рецессивным геном г5. Эти гены наиболее часто встречаются в средиземноморской популяции полукочанных и листовых капуст (В. oleracea var. tronchuda), а также японской и китайской популяции белокочанной капусты (В. oleracea subsp. capitata). В то же время, гены устойчивости практически не встречаются в западноевропейской популяции капусты. Выявлены доноры расово-специфичной устойчивости среди видов В. гара (японские репы и тория), В. napus (сорт «Cobra», «Giant English»), В. oleracea (Fujiwase, PI436606, ISA55, ISA454, SRI, Badger Inbred-16, Honcock F,, Kinkei, Reiho, Harukei, PI436606, New York-402, Aichi-dai-Bansei. Доноры могут быть использованы для концентрации генов устойчивости в сортах и гибридах крестоцветных культур, что позволит снизить ущерб, вызываемый сосудистым бактериозом.

6. Обнаружен новый тип неспецифичной устойчивости, контролируемый доминантным геном Rs у растений В. oleracea, проявляющийся в сосудистой системе стебля. Выявлены доноры стеблевой устойчивости - линия листовой капусты SR1, гибриды F, брокколи «Marathon», «Shogun», и белокочанной капусты «Pacifica» и «Singapura».

7. Проведена оценка генетической коллекции, включающей 240 образцов 40 различных видов семейства Brassicaceae, на устойчивость к отдельным расам X. campestris. Выявлено накопление устойчивости к сосудистому бактериозу в локальных географических популяциях: средиземноморской и японской для В. oleracea, индийской и японской для В. гара, и в различных видах дикорастущих крестоцветных, включая Sinapis, Eruca, Crambe, Thlapsi, Camelina, Alyssum, Erucastum, Erysium, Lepidim, Arabidopsis, Sisybrium, Rorippa, Capsella, и Matthiola.

8. Разработан метод оценки устойчивости капустных растений к сосудистому бактериозу, выявляющий компоненты расово-специфичной и неспецифичной устойчивости. Метод обеспечивает ускоренную (4-5 недель) оценку неспецифичной (стеблевой) и расово-специфичной реакции растения к нескольким расам одновременно, и дает возможность сонцентрировать несколько разных генов устойчивости в одном генотипе. Выявлена преобладающая роль (90%) расово-специфичной устойчивости в формировании полевой реакции растений и существенный вклад погодных условий (до 45%) в развитие заболевания.

9. Разработан метод мультиплексной молекулярной диагностики патогена, основанный на консервативных последовательностях генов hrpF, tonB, Хсс0007 и ХссОООб, и высокоизмечивых генов avrBs3 и avr Хсс2109. Метод позволяет отделить штаммы X. campestris, вызывающие сосудистый бактериоз культурных растений, от штаммов, паразитирующих на дикорастущих крестоцветных, иных видов и патоваров ксантомонад.

РЕКОМЕНДАЦИИ ПРОИЗВОДСТВУ

1. Селекционным учереждениям предлагаются методические основы отбора устойчивых к сосудистому бактериозу сортов и линий капустных культур, включая:

- метод одновременной оценки устойчивости по нескольким генам устойчивости к сосудистому бактериозу с использованием типовых штаммов рас патогена,

- вовлечение в селекционные программы доноров неспецифичной стеблевой и расово-специфичной устойчивости к сосудистому бактериозу.

2. Диагностическим лабораториям предлагается:

- использовать для определения X. campestris мультиплексный ПЦР анализ, выявляющий штаммы на уровне вида, патоваров и рас патогена,

- проводить предварительную оценку расового состава местных популяций X. campestris перед интродукцией сортов и гибридов капустных культур с расово-специфичной устойчивостью к сосудистому патогену,

- проводить апробацию новых методов методов серологической и молекулярной диагностики на типовых штаммах различных генотипов X. campestris.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Игнатов, Александр Николаевич, 2006 год

1. Балашова Н.Н., Валеева З.Т., Игнатов А.Н., Ущаповский И.В., Жученко

2. A.А. (мл.) и Даус B.C. Роль микрогаметофита в адаптации растений к эконише произрастания. // Сельскохозяйственная биология. 1994. - №3. С. 59-64

3. Балашова Н.Н., Игнатов А.Н., Рогачев Ю.Б. Изменчивость гаметофита капусты под воздействием бактериальных патогенов и килы. // Сельскохозяйственная биология. -1995.- №5.- С.115-118

4. Босс Г.В., Тимошенко З.В. Генофонд капусты для селекции сортов, устойчивых к грибным болезням. // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 1979. -т. 64. -№1.- С.133-136

5. Бунин М.С. Исидзава Я., Юи С., Игнатов А.Н. Разнообразие и филогенетическое происхождение сортов азиатской субпопуляции Raphanus sativus L. // Сельскохозяйственная биология, 1995. -№3, -С.54-64

6. Гапоненко А.К., Игнатов А.Н., Яковлева И.В. Генетическая инженерия растений итоги и перспективы. // Геном, клонирование, происхождение человека. Ред. Чл.-корр. РАН Л.И. Корочкин. Фрязино. -С. «Век 2», 2004.224 с.

7. Иванюк У.Р., Сильванович М.А. Эпифитология сосудистого бактериоза капусты. // Вести АН Белорусской ССР, 1990. -№4. -С.58-62.

8. Игнатов А.Н. Использование быстрорастущих растений Brassica oleracea и

9. B. rapa в качестве модельных объектов для изучения генетики овощных капустных. // 2-й Симпозиум "Новые и нетрадиционные растения и перспективы их практического использования" 16-20 июня 1997. Пущино.1. C.308-309.

10. Игнатов А.Н. Селекционное и генетическое изучение устойчивости белокочанной капусты к сосудистому бактериозу. // Автореферат., кандидата с/х наук. Москва. ТСХА. 25с.

11. Игнатов A.H., Монахос Г.Ф., Джалилов Ф.С. Появление расы 0 в результате спонтанной мутации изолята расы 1 Xanthomonas campestris pv. campestris возбудителя сосудистого бактериоза крестоцветных // Известия ТСХА. 2000. -№4. -С.71-75.

12. Игнатов А.Н., Поляков K.JL, Самохвалов А.Н. Количественный анализ серологических признаков Xanthomonas campestris. II Сельскохозяйственная биология. 1998. -№1.-С.106-115.

13. Игнатов А.Н., Самохвалов А.Н. Методы выделения плазмид и плазмидный профиль Xanthomonas campestris pv.campestris. II Доклады научной конференции «Бактериальные болезни картофеля овощей и методы борьбы с ними» ВНИИФ, Москва 1993. -С. 102-105

14. Карпеченко Г.Д. Число хромосом и генетические взаимоотношения у культурных Cruciferae. // Тр. Прикл. Бот. и Селекции. 1924. -т. 13. -в.2.

15. Колесников И.М, Игнатов А.Н., Харламов Д.М. Состояние и перспективы гетерозисной селекции брокколи. // Второй междунар. симп. "Новые и нетрадиц. растения и перспективы их практ. использования.". 1997. -Т.4. С. 320-322

16. Кравченко Е.В. Игнатов А.Н., Дорохов Д.Б. Использование молекулярных маркеров в исследованиях динамики растительного генома. // Горизонты физ.-хим.биологии. -Пущино, 2000. Т. 1. С. 121-122

17. Кривченко В.И., Босс Г.В., Сурмава М.Е. Характеристика генофонда капусты по устойчивости к Plasmodiophora brassicae Woron. Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 1992,72,3. -С.113-120

18. Крючков А.В., Монахос Т.Ф., Джалилов Ф.С., Нгуен Тхи Нгок Хуэ Наследование устойчивости к сосудистому бактериозу у самонесовместимых линий среднеспелой белокочанной капусты. // Плодоовощное хозяйство. 1987. -В. 10. -С.41-44.

19. Куниченко Н.А., Сабилева А.Г. Фитопатологическая оценка белокочанной капусты на устойчивость к бактериозам в условиях Молдавии // Известия АН МССР. Серия биологических и химических наук. 1988. -С. 65-66.

20. Лизгунова Т.В. Культурная флора СССР. XI Капуста. Л. Колос. 1984. 328с.

21. Михальчук Н.В. Биологические особенности возбудителя фомоза капусты и разработка мер борьбы с ним в условиях Белоруси. Самохваловичи, 1988, 22с.

22. Монахос Г.Ф., Харламов Д.М., Колесников И.М., Игнатов А.Н. Состояние и перспективы селекции брокколи. // Тезисы конференции «Оптимизация селекционного процесса на основе генетических методов». Харьков, 18-20 августа 1999. Стр. 111-112.

23. Монахос Т.Ф., Джалилов Ф.С., Тивари Рам-Део. Наследование устойчивости к сосудистому бактериозу у самонесовместимых линий позднеспелой белокочанной капусты. // Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 1990, -No.4. -С. 86-91.

24. Рогачев Ю.Б. Оценка белокочанной капусты на комплексную устойчивость к киле и бактериозам. // Автореферат . канд. с/х наук. М.ТСХА. 1991,25 с.

25. Самохвалов А.Н. и Игнатов А.Н. Активация иммунитета Brassica oleracea L. к сосудистому бактериозу. // Биологические науки. 1991. -No.12. -С. 56-60

26. Самохвалов А.Н., Игнатов А.Н. и Рогачев Ю.Б, Защита капусты от килы и бактериозов. // Доклады научной конференции "Сельскохозяйственная наука Казахской ССР" Алма-ата. 1990. -ч. 2. -С.56.

27. Самохвалов А.Н., Игнатов А.Н., Рогачев Ю.Б. Совмествный рост возбудителей слизистого и сосудистого бактериозов капустных in vitro. // Доклады научной конференции "Экологические проблемы защиты растений". Л. 1990, -С. 110.

28. Сухорукова Н.С. Сосудистый бактериоз белокочанной капусты в Западной Сибири. Фитонциды. // Бактериальные болезни растений. Материалы конф., 2 часть. Киев, 1985. -С. 79-80.

29. Тивари Рам Део. Биологические обоснования приемов защиты капусты от сосудистого бактериоза. // Автореф. канд. дисс. биол. наук, -М. 1989. -22 с.

30. Федорова М.И., Игнатов А.Н., Балашова Н.Н„ Баринова Т. Анализ корреляционных связей морфологических признаков редиса Raphanus sativus L. // Сельскохозяйственная биология. 1999. -№3. —С.110-116 .

31. Феофраст. Исследование о растениях. Книги 1-9. Приложения. M.JI. 1951.

32. Харламов Д., Игнатов А. Наследование устойчивости к сосудистому бактериозу и листовой пятнистости у самонесовместимых линий брокколи. // Сельскохозяйственная биология. 2001. -№5. -С.50-55

33. Цветков И.Л., Игнатов А.Н., Дорохов Д.Б. Полиморфизм изоферментных маркеров и идентификация сортов капусты белокочанной, брюссельской, савойской и брокколи (Brassica oleracea L.) // Сельскохозяйственная биология. -2001. -№5. -С. 81-87

34. Цветков И.Л., Игнатов А.Н., Дорохов Д.Б. Особенности внутривидовой дифференциации капустных культур при идентификации генотипов по изоферментным спектрам кислых фосфатаз и а-эстераз. Горизонты физ.-хим.биологии. -Пущино, -2000, Т. 1, С. 131-132

35. Ячевский А.Л. Ежегодник сведений о болезнях и повреждениях культурных и дикорастущих полезных растениях. СПБ. 1908.288 с.

36. Alvarez AM, Benedict АА, Mizumoto CY, Identification of xanthomonads and grouping of strains of Xanthomonas campestris pv. campestris with monoclonal antibodies. //Phytopathology, -1985.-V.75(6). -C.722-728.

37. Alvarez A.M., Benedict A.A., Mizumoto C.Y., Hunter J.E., Gabriel D.W. Serological, pathological, and genetic diversity among strains of Xanthomonas campestris infecting crucifers. // Phytopathology, -1994. -B.84. -C.1449-1457.

38. Alvarez A.M., Cho J.J. Black rot of cabbage in Hawaii, inoculum source and disease incidence. //Phytopathology, -1978. -B.68. -C.1456-1459.

39. Alvarez A.M., Lou K. Rapid identification of Xanthomonas campestris pv. campestris by ELISA. // Plant Disease, -1985. -B.69. -C.1082-1086.

40. Alvarez A.M., Benedict A.A., Mizumoto C.Y., Hunter J. E., and Gabriel D.W. Serological, pathological, and genetic diversity among strains of Xanthomonas campestris infecting crucifers. // Phytopathology, -1994, -B.84. -C. 1449-1457

41. Ashizawa M. "Tsukena". //In.-C. Nishi S. (ed.) Yasai Engei Handbook. Yokendo, Tokyo. -1980. P.880-894. (in Japanese).

42. Assis S.M.P., Mariano R.L.R., Michereff S.J., Silva G., Maranhao E.A.A. Antagonism of yeasts to Xanthomonas campestris pv. campestris on cabbage phylloplane in field. // Revista de Microbiologia. -1999, -B. 30. -C.191-195

43. Assis S.M.P., Silveira E.B. da, Mariano R. de L.R., Menezes D., da Silveira E.B., de L.R. Mariano R. Endophytic bacteria method for isolation and antagonistic potential against cabbage black rot. // Summa-Phytopathologica.-1998. -B.24. -C. 216-220

44. Attita Т., Robbelen G. Cytogenetic relationship within cultivated Brassica analyzed in amphidiploids from the three diploid ancestors. Can J. Genet Cytol -1986.-B.28. -C. 323-329

45. Ausubel F. M. R., Brent R. E., Kingston D. D., Moore J. G., Seidman J. G., Smith. Current protocols in molecular biology. Greene Publishing Associates and Wiley-Interscience, New York, N.Y. -1987.

46. AVCDR, Asian Vegetable Research and Development Center (AVCDR) 1994 Progress Report, -1994.V.1.-C. 69-71.

47. Aveling T.A.S., Robbertse P.J. Evaluation of antibiotics against Xanthomonas campestris causing black rot of Brassica. // Phytophylactica. -1989. -B.22. -C.229-231.

48. Azegami K., Ohata K.-I. Comparative pathogenicity of Xanthomonas campestris pv. campestris isolates. // Bull. Natl. Inst. Agric. Sci., -1983, -B.37. -C. 19-30.

49. Babadoost M., Derie M.L., Gabrielson R.L. Efficacy of sodium hypochlorite for control of Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica seeds. // Seed Science and Technology, -1996. -B.26. -C.7-15.

50. Bain D. C. Disappearance of blackrot symptoms in cabbage seedlings. // Phytopathology-1955, -B.45. -C. 55-56.

51. Bain D. C. Reaction of brassica seedlings to blackrot. // Phytopathology. -1952. -B.42.-C. 316-319.

52. Bain D. Resistance of cabbage to black rot. // Phytopathology, -1955. -B.45. -C. 35-37.

53. Bajaj S.S., K.S. Labana, B.N. Medhi. Interspecific hybridization of Brassica napus and B. juncea through ovary, ovule and embryo culture. // Euphytica. -1986. -B.35. -C. 103-109.

54. Bazzi C. Seed-transmission of phytopathogenic bacteria. //Petria, -1991.-V. 1 (Suppl.l).-C. 19-30.

55. Benedict A.A., A.M.Alvarez and Pollard L.W. Pathovar-specific antigens of Xanthomonas campestris pv. begoniae and X.campestris pv. pelargonii detected with monoclonal antibodies. // Appl. Env. Microbiol. -1990, -B.56. -C.572-574.

56. Bhat NA, Masoodi SD 2000. Efficacy of various antibiotics against Xanthomonas campestris pv. campestris the casual pathogen of black rot of cabbage.// Applied Biological Research, 2000. -V.2. -C. 161-163

57. Boechner B. Sleughthing out bacterial identities. //Nature, -1989.-V. 339. -C.157-158.

58. Bora LC, Bhattacharyya AK. Integrated management of black rot of cabbage caused by Xanthomonas campestris (Pammel) Dowson.// Journal of the Agricultural Science Society of North East India, -2000.-V. 13. -C. 2,229-233

59. Bouarab, K., Potin, P., Correa, J., Kloareg, B. Sulfated Oligosaccharides Mediate the Interaction between a Marine Red Alga and Its Green Algal Pathogenic Endophyte. //Plant Cell -1999.-V. 11. -C. 1635-1650

60. Bradbury JF, Guide to plant pathogenic bacteria. Wallingford, UK. -C. CAB International.- 1986.

61. Brzoska, P., and W. Boos. Characteristics of a ugp-encoded and phoB-dependent glycerophosphoryl diester phosphodiesterase which is physically dependent on the Ugp transport system of Escherichia coli.// J. Bacteriol. -1988. -V.170.-P. 4125-4135.

62. Camargo L.E.A., Williams P.H., Osborn T.S. Mapping of quantitative trait loci controlling resistance of Brassica oleracea to Xanthomonas campestris pv. campestris in field and greenhouse. //Phytopathology .- 1995.-V. 85. -C. 1296— 1300

63. Caponero A., Iacobellis N.S., Foci of 'black rot' on cauliflower in Basilicata. //Informatore Agrario, -1994.-V. 50(25). -C.67-68.

64. Carter E.M. Diseases of crucifers. Farmnote. //Western australian Dept. Agr. 124/83,1983.

65. Casper-Lindley, C., Dahlbeck, D., Clark, E. Т., Staskawicz B. J. Direct biochemical evidence for type III secretion-dependent translocation of the AvrBs2 effector protein into plant cells. //Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. .-2002.-V. 99. -C. 8336-8341

66. Castellane PD, Braz LT, Evaluation of cabbage cultivars during the spring in Jaboticabal, Sao Paulo.//Horticultura Brasileira,-1991 .-V. 9(1). -C.13-14,6 ref.

67. Catara V., Branca F., Bella P. Outbreak of'black rot1 of Brassicaceae in Sicily. //Informatore-Fitopatologico. -1999.-V. 49(1-2). -C. 7-10

68. Century K. S., Shapiro A. D., Repetti P. P., Dahlbeck D., Holub E., Staskawicz B. J. NDR1, a Pathogen-Induced Component Required for Arabidopsis Disease Resistance. //Science -1997.-V. 278. -C. 1963-1965

69. Chang CJ, Donaldson R, Crowley M, Pinnow D, A new semiselective medium for the isolation of Xanthomonas campestris pv. campestris from crucifer seeds. //Phytopathology,-1991 .-V. 81(4). -C.449-453.

70. Chen J., Roberts P., and Gabriel D.W. Effects of a virulence locus from Xanthomonas campestris 528T on pathovar status and ability to elicit blight symptoms on crucifers. //Phytopatology, -1994, .-V. 84. -C.1458-1464.

71. Chen S, Halkier BA Functional expression and characterization of the myrosinase MYR1 from Brassica napus in Saccharomyces cerevisiae. //Protein Expr Purif-1999 .-V. 17(3). -C.414-20

72. Chung W.C., Alvarez A.M., A starch methionine medium for isolation of Xanthomonas campestris pv. campestris from plant debris in soil.// Plant Disease,-1983.-V. 1. -C.633-635.

73. Clarke J. D., Liu Y., Klessig D. F., Dong X. Uncoupling PR Gene Expression from NPR1 and Bacterial Resistance. -C. Characterization of the Dominant Arabidopsis cpr 6-1 Mutant. //Plant Cell -1998.-V. 10. -C. 557-570

74. Clayton EE. Control of black-rot and black-leg of cruciferous crops by seed and seed bed treatments. //Phytopathology, -1924. .-V. 14. -C.24-22 .

75. CMI, Description of Pathogenic Fungi and Bacteria No. 47. Xanthomonas campestris. Wallingford, UK. -C. CAB International. -1965.

76. CMI,. Distribution Maps of Plant Diseases No. 136 (Ed. 5). Wallingford, UK. -C. CAB International. -1987

77. Collins N. Drake J., Ayliffe M., Sun Q., Ellis, J. Hulbert S., Pryor T. Molecular Characterization of the Maize Rpl-D Rust Resistance Haplotype and Its Mutants. //Plant Cell.—1999.-V. 11. -C. 1365-1376

78. Соок А.А., Larson R.H., Walker J.C. Relation of the black rot pathogen to cabbage seed. //Phytopathology, -1952.-V. 42. -C.316-320.

79. Coyne D.P, Schuster M.L. Genetics of and breeding for resistance to bacterial pathogens in vegetable crops. //HortScience,-1983 .-V. 18(1). -C.30-36.

80. Daniels M. J., С. E. Barber, D. C. Turner, W. G. Cleaiy, and M. K. Sawczyc. Isolation of mutants of Xanthomonas campestris pv. campestris with altered pathogenicity. J. Gen. Microbiol. -1984. -V. 130 P.2447-2455.

81. De Candolle Aa. Origin of cultivated plants. Hafner Publ. Co New York 1964 reprint.

82. Derie ML, Gabrielson RL, Black rot of crucifers in a cabbage seed field in Western Washington. Plant Disease,- 1988. .-V. 72(5). -C.453.

83. Devoto, A., Piffanelli, P., Nilsson, I., Wallin, E., Panstruga, R., von Heijne, G., Schulze-Lefert, P. Topology, Subcellular Localization, and Sequence Diversity of the Mlo Family in Plants. J. Biol. Chem. -1999.-V. 274. -C. 34993-35004

84. Dickson, M. D. and Hunter, J. E. Juvenile black rot resistance in cabbage. -C. Cruciferae Newsletter, -1985, .-V. 10. -C. 100

85. Diers B.W, T.C. Osborn Genetic diversity of oilseed Brassica napus germ plasm based on restriction fragment length polymorphisms. Theor. Appl. Genet. -1994, .-V. 88.-C. 662-668

86. Dinesh-Kumar, S. P., Baker, B. J. Alternatively spliced N resistance gene transcripts. -C. Their possible role in tobacco mosaic virus resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.- 2000 .-V. 97. -C. 1908-1913

87. Djalilov FS and Tiwari RD Soil and cabbage plant debris as ifection sources of black rot. Arch. Pthitopath. Pflanz. -1995.-V. 29. -C.383-386

88. Dye DW and Lettiot RA. Genus Xanthomonas. Ed. Bushanan. 8th. ed. -1968. Pp. 339-345.

89. Eastburn D. Disease management of cabbage and broccoli an IPM approach. Transactions of the Illinois State Horticultural Society, -1989.-V. 123. -C.32-35.

90. Ellis, J. G., Lawrence, G. J., Luck, J. E., Dodds, P. N. Identification of Regions in Alleles of the Flax Rust Resistance Gene L That Determine Differences in Gene-for-Gene Specificity. Plant Cell.- 1999.-V. 11. -C. 495-506

91. Estabrook, E. M., Yoder, J. I. Plant-Plant Communications. -C. Rhizosphere Signaling between Parasitic Angiosperms and Their Hosts. Plant Physiol. -1998.-V. 116. -C. 1-7

92. Fahy PC, Persley GJ, eds., Plant bacterial diseases. A diagnostic guide. Australia North Ryde, NSW, Australia. -C. Academic Press, 1983.393 pp.

93. Falk, A., Feys, B. J., Frost, L. N., Jones, J. D. G., Daniels, M. J., Parker, J. E. EDS1, an essential component of R gene-mediated disease resistance in

94. Arabidopsis has homology to eukaryotic lipases. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. .-1999.-V. 96. -C. 3292-3297

95. Ferreira ME, Dias JS, Mengustu A and Williams PH Screening of Portuguese cole landraces (Brassica oleracea L.) with Leptosphaeria maculans and Xanthomonas campestris pv. campestris . Euphytica .- 1993.-V. 65. -C. 219-227

96. Flor, H. Current status of the gene-for-gene concept. Annu. Rev. Phytopathol.-1971 .-V. 9. -C. 275-296.

97. Franken A.A.J.M., Zilerentant J.F., Boonekamp P.M., Schots A. Specificity of polyclomal and momoclonal antibodies for the identification of Xanthomonas campestris pv. campestris. Netherlands J. PI. Path., 1992.-V. 98. -C.81-94

98. Fukaya M, Miyagawa T, Koide H, Ohno T, Ichikawa K, 1988. Study on control of black rot of cabbage. Research Bulletin of the Aichi-ken Agricultural Research Center, .-V. 20. -C.245-251, 5 ref.

99. Gabriel, D. W. Why do pathogens carry avirulence genes? Physiol. Mol. Plant Pathol. 1999. .-V. 55. -C.205-214.

100. Galan, J. E., Collmer, A. Type III secretion machines. -C. bacterial devices for protein delivery into host cells. Science . -1999.-V. 284. -C.1322-1328

101. Gay, P.A., Tuzun, S. Involvement of a novel peroxidase isozyme and lignification in hydathodes in resistance to black rot disease in cabbage. Canadian-Journal-of-Botany, -2000.-V. 78. -С. 1144-1149

102. Gill, H.S., Lakhanpal. K.D., Sharma, S.R., Bhagchandani, P.M., 'КГ a valuable addition to Snowball group of cauliflower. Indian Horticulture, -1983.-V. 27. -C.23-24.

103. Goto, M., Fundamentals of bacterial plant pathology. San Diego, USA. -C. Academic Press Inc. 1992.

104. Guo, H., Dickson, M.H., Hunter, J.E. Brassica napus sourses of resistance to black rot in crucifers and inheritance of resistance. HortScience . -1991.-V. 26. -C. 1545-1547.

105. Gupta, D.K., Studies on black rot of cabbage in Manipur. Indian Journal of Mycology and Plant Pathology, -1991.-V. 21. -C.203-204

106. Gupta, D.K., Choudhary, K.C.B. Infection of radish and rayosag seeds by Xanthomonas campestris pv. campestris. Indian Journal of Mycology and Plant Pathology, -1995.-V. 25. -C.332.

107. Hagimori,M., Nagaoka,M., Kato,N. and Yoshikawa, H. Production and characterization of somatic hybrids between the Japanese radish and cauliflower. Theor. Appl.Genet. -1992. .-V. 84. -C.819-824.

108. Hammerschmidt, R. Phytoalexins: What Have We Learned After 60 Years? Annu. Rev. Phytopathol. -1999. .-V. 37. -C. 285-306

109. Hammond-Kosack, К. E., Tang, S., Harrison, K., Jones, J. D. G. The Tomato Cf-9 Disease Resistance Gene Functions in Tobacco and Potato to Confer Responsiveness to the Fungal Avirulence Gene Product Avr 9. Plant Cell -1998.-V. 10. -C. 1251-1266

110. Hapte, M., Alexander, M. Protozooa as agents responsible for the decline of Xanthomonas campestris pv. campestris in the soil. Kenya J. Sci. Technol. (Series B), -1975.-V. 8.-C.1.

111. Harman, G.E., Norton, J.M., Stasz, Т.Е., Humaydan, H.S. Nyolate seed treatment of Brassica spp. to eradicate or reduce black rot caused by Xanthomonas campestris pv. campestris. Plant Disease, -1987.-V. 71. -C.27-30.

112. Hauben, L., Vauterin, L., Swing J, Moore ERB. Comparison of 16s ribosomal DNA sequences of all Xanthomonas species. Int. J. Syst. Bacteriol. 1997.-V. 47. -C.328-335

113. Helm J. Morphologisch-taxonomische Gliederung der Kultursippen von Brassica oleracea 1. Kulturpflanze, -1963, .-V. 11. -C.92-210.

114. Henz GP, Melo PE de, Resistance of cabbage cultivars to Xanthomonas campestris pv. campestris. Pesquisa Agropecuaria Brasileira, . -1994.-V. 29(9). -C.1411-1415,18 ref.

115. Henz, G. P., Takatsu, A., and Reifschneider, F. J. B. Evaluation of methods of inoculating Xanthomonas campestris pathovar campestris for detecting sources of resistance in brassicas. Fitopatologia Brasileira,.- 1988.-V. 13. -C.207-210.

116. Ho B.L. The etiology of soft rot, black rot and bacterial blight diseases of cabbage (Brassica oleracea var. capitata L.). MARDI Research Bulletin. -1985-V. 13(1). -C.28-37.

117. Hoffmann, J. A., Kafatos, F. C., Janeway Jr., C. A., Ezekowitz, R. A. Phylogenetic Perspectives in Innate Immunity. Science .-1999.-V. 284. -C. 13131318

118. Hossain-M.M., Mahmudunnobi-M., Hamiduzzaman-M.M., Meah-M.B. Association of Xanthomonas campestris pv. campestris with mustard seeds. Bangladesh-Journal-of-Plant-Pathology. -1997.-V. 13. -C. 41-42

119. Huang T.C., Lee H.L. Hot acidified zinc sulfate as seed soaking agent for the control of crucifer black rot. Plant Protection Bulletin, Taiwan, .- 1988.-V. 30(3). -C.245-258.

120. Huber GA, Gould CG. Cabbage seed treatment. Phytopathology,.- 1949.-V. 39. -C.869-875.

121. Hueck, С. J. Type III Protein Secretion Systems in Bacterial Pathogens of Animals and Plants. Microbiol Mol Biol Rev .- 1998.-V. 62. -C. 379-433

122. Humaydan HS, Harman GE, Nedrow BL, DiNitto LV. Eradication of Xanthomonas campestris, the causal agent of black rot, from Brassica seeds with antibiotics and sodium hypochlorite. Phytopathology, .-1980.-V. 70(2). -C.127-131.

123. Hunter JE, Abawi GS, Becker RF. Observations on the source and spread of Xanthomonas campestris in an epidemic of black rot in New York. Plant Disease Reporter, -1975.-V. 59(5). -C.384-387.

124. Hunter JE, Dickson MH, Ludwig JW. Source of resistance to black rot of cabbage expressed in seedlings and adult plants. Plant Disease,-1987 .-V. 71(3). -C.263-266.

125. Husain A., Thakur R.N. Some sources of resistance to alternaria blight of rapeseed and mustard. Indian Oilseeds J., -1963, .-V. 7. -C.259-261

126. Hutcheson, S. W. Current concepts of active defense in plants. Annu. Rev. Phytopathol.- 1998.-V. 36. -C. 59-90

127. Ignatov A., Kuginuki Y and Hida К Black rot of crucifers and sources of resistance in brassicas. // Japanese Agricultural Research Quarterly, 1998. -B.32. -C. 167-172.

128. Ignatov A., Kuginuki Y and Hida K. Race-specific reaction of resistance to black rot in Brassica oleracea. // European J. Plant Pathol. 1998. -B.104. -C. 821827.

129. Ignatov A., Kuginuki Y and Hida K. Vascular stem resistance to black rot in Brassica oleracea. // Canadian Journal of Botany, 1999. -V.77(3). -C. 442-446.

130. Ignatov A., Kuginuki Y, Kobayashi I, Masuda H, Yamada K, Hida K. Variation of pathogenicity in Xanthomonas campestris pv. campestris in Japan. // J. J. Hort. Society. 1997. -B.4 (Suppl.l). -C. 67-68. in Japanese.

131. Ignatov A. Reaction of microgametophyte to black rot pathogen in resistant and susceptible genotypes of Brassica oleracea L. // III International Pollination Congress, Lethbridge, 1996, -C.110

132. Ignatov A. Race-specific resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica rapa and B. napus. // IX Intern. Conference on Plant pathogenic Bacteria, 10-15 August 1996, Madras, India. -C.218

133. Ignatov A. Resistance to black rot in brassicas. // National Symposium on Emerging Scenario in Vegetable Research and Development, 12-14 Dec. 1998. Varnashi, India. -C.267

134. Ignatov A., Kuginuki Y. and Hida K. Pathotypes of Xanthomonas campestris pv. campestris in Japan. Acta Phytopathologica et Entomologica Hungarica, 1999.-B.34(3). -C.177-181.

135. Ignatov A., Kuginuki Y. and Hida K. Environmentally dependent change of disease symptoms caused by Xanthomonas campestris pv. campestris on brassicas. Acta Phytopathologica et Entomologica Hungarica, 1999. -B.34(3). -C. 183-186.

136. Ignatov A.N., Matveeva E.V, Tsygankova S.V., Polytiko V.A., Schaad N.W. DNA polymorphism of Xanthomonas translucens in Russian Federation revealed by PCR markers and 16s-23s ITSR sequence. // Phytopathology, 2003. -v.93. -C.38-39.

137. Ignatov A.N., Tsygankova S.V., Matveeva E.V., Boulygina E., Kuznetsov

138. B.B., N.W.Shaad. TonB cluster in Xanthomonas and Ralstonia solanacearum is associated with host range of these plant pathogens. // X Molecular Plant-Microbe Interaction Congress. St.Petersburg, 18-25 July 2003. PBX113.

139. Ignatov A., G. Monakhos, F. Jalilov. Shift of Xanthomonas campesrtis pv. campesrtis race 1 to race 0 in planta. // J. Rus. Soc. Plant Pathol. 2001. -B.2.1. C.68-70

140. Ignatov A., Kuginuki Y., and Hida K. Distribution and inheritance of race-specific resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica rapa and

141. B. napus. // J. Russian Soc. Plant Pathologists 2000. -B.l. -C.83-87.

142. Ignatov A., Monakhos G.F., Djalilov F.S., J.D. Taylor. Resistance of Brassicas with В and D Genome to Xanthomonas campestris pv. campestris, Causal Agent of Black Rot. // J. Rus. Soc. Plant Pathol. 2001. -B.2. -C. 71-73

143. Iwasa S. Cytogenetic studies on the artificially raised trigenomic hexaploid hybrid forms in the genus Brassica. // Jour. Fac. Agr. Kyushu Univ. 1964, -B.13.1. C. 309-318.

144. Jachewski AP 1908. Annual report of diseases and damages on cultivated and wild plants. St. Petersburg. 288pp.

145. Jacobs Th., Parlevliet (eds)., // Durability of disease resistance Kluwer academic Publishers, Publishers, The Netherlands. 1993.

146. Jalali I., Parashar R.D. Biocontrol of Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica juncea with phylloplane antagonist. // Plant Disease Research, 1995.-B.10. -C.145-147.

147. Johnston T.D. Transfer of disease resistance form Brassica campestris L. to rape (B.napus L.), //Euphytica 1974. -B.23. -C.681-683.

148. Kamoun, S., H.V. Kadmar, E. Tola, C.I. Kado. Incompatible interaction between crucifers and Xanthomonas campestris involve a vascular hypersensitive response. -C. role of the hrpX locus. // Molec. Plant Micr. Interact. 1992. -B.5 -C.2233-36.

149. Katsunori Т., Takikawa Y., Tusuyumu S., Goto M. Bacterial spot of crucifers caused by Xanthomonas campestris pv. raphani. //Annals Phytopathological Society of Japan, 1994.-B.60. -C.281-287.

150. Kauss H., Fauth M., Merten A., Jeblick W. Cucumber Hypocotyls Respond to Cutin Monomers via Both an Inducible and a Constitutive H202-Generating System. // Plant Physiol. 1999. -B.120. -С. 1175-1182

151. Kearney В., and B. J. Staskawicz. Widespread distribution and fitness contribution of Xanthomonas campestris avirulence gene avrBs2. //Nature 1990.1. B. 346-C.385-386.

152. Kelly PJ, Bones A, Rossiter JT Sub-cellular immunolocalization of the glucosinolate sinigrin in seedlings of Brassica juncea. // Planta 1998.-B.206(3).1. C.370-7

153. Kennedy BW, Alcorn SM, Estimates of U.S. crop losses to procaryote plant pathogens. //Plant Disease, 1980. -B.64(7). -C.674-676.

154. Kim BS, Testing for detection of Xanthomonas campestris pv. campestris in crucifer seeds and seed disinfection. // Korean Journal of Plant Pathology, 1986. -B.2(2). -C.96-101.

155. Kishun R. Seed treatment for control of cabbage black rot.// Journal of Turkish Phytopathology, 1984. -B.13(2/3). -C.81-86.

156. Kliciewickz J.M., Pound G.S. Studies on control of black rot of crucifers by treating the seeds with antibiotics.// Phytopathology, 1991. -B.51. -C.495-500.

157. Kobayashi Y, Mitani E, Kobayashi Y, Dai K, Detection method of Xanthomonas campestris pv. campestris in crucifer seed.// Research Bulletin of the Plant Protection Service, Japan, 1994. No. 30. -C. 131-135

158. Kocks C.G., Zadocks J.C. Cabbage refuse piles as sources of inoculum in black rot epidemics. // Plant Disease. 1996. -B.80. -C.789-792.

159. Kousik C. S., and D. F. Ritchie. Disease potential of pepper bacterial spot pathogen races that overcome the Bs2 gene for resistance. // Phytopathology 1996 -B.86 -C.1336—1343.

160. Kritzman G, Ben-Yephet Y. Control by metham-sodium of Xanthomonas campestris pv. campestris and the pathogen's survival in soil.// Phytoparasitica, 1996.18(3). -C.217-227

161. Kuan TL, Minsavage GV, Schaad N.W. Aerial dispersal of Xanthomonas campestris pv. campestris from naturally infected Brassica campestris.// Plant Disease, 1986.-B.70. -C.409-413.

162. Kumar S, Kotur SC, Effect of boron on susceptibility of cauliflower to black rot. // Indian Phytopathology, 1991. -B.44(2). -C.153-157.

163. Lambe R.C., Lacy G.H. Controls for two important diseases. -C. black rot and black leg of cabbage. // American Vegetable Grower, 1982. -B.30. -C. 10-12.

164. Leach, J. E., and F. F. White. Bacterial avirulence genes. // Annu. Rev. Phytopathol. 1996. V. 34 P.153-179.

165. Lee Y.H., Yoon I.S,. Suh S.C., Kim H.I. Enhanced disease resistance in transgenic cabbage and tobacco expressing a glucose oxidase gene from Aspergillus niger. //Plant Cell Reports. 2002, -B.20. -C.857-863

166. Leister D., Kurth J., Laurie D. A., Yano M., Sasaki Т., Devos K., Graner A., Schulze-Lefert, P. Rapid reorganization of resistance gene homologues in cereal genomes. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1998. -B. 95. -C. 370-375

167. Leite R. M. V. В. C., Ruano O., and Komori N. Characterization of Xanthomonas campestris pv. campestris isolated from canola. // Summa Phytopathologies 1994, -B.20. -C. 35-38.

168. Lenka S, Ram S. A note on the efficacy in vivo of various antibiotics and fungicide chemicals against Xanthomonas campestris pv. campestris causing black rot of cauliflower. // Orissa Journal of Horticulture. 1997, -B.25. -С. 1,90-92

169. Leyns F., Cleene, M. d., Swings J.-G., and Ley J. D. The host range of the genus Xanthomonas.//Botanical review, 1984, -B. 50. -C. 308-356.

170. Li C.W. The origin, evolution, taxonomy and hybridization of Chinese cabbage. // In. -C. Talekar NS, Griggs TD,(eds) Chinese cabbage. Asian Vegetable Research Centre, Taiwan, 1980. -C.l-10.

171. Liao C.-H. and Wells J.M Association of pectolitic starins of Xanthomonas campestris with soft rot of fruits and vegetables at retail markets. // Phytopatology, 1987, -B.77. -C.418-422.

172. Lin CY. Studies on black rot of cruciferous crops caused by Xanthomonas campestris pv. campestris in Taiwan. // Plant Protection Bulletin, Taiwan, 1981. -B.23(3). -C.157-167.

173. Liu, J.H., C.Dixelius, I.Eriksson, R.Glimelius, Brassica napus (+) B.tournefortii, a somatic hybrid containing traits of agronomic importance for rapeseed breeding. //Plant Sci. 1995, -B.109. -C.75-86.

174. Llanos Palop M, Smiths JP, Brink ВТ Degradation of sinigrin by Lactobacillus agilis strain R16. // Int J Food Microbiol 1995. -B.26(2). -C.219-29

175. Louws F.J., Fulbright D.W., Stephens C.T., de Bruijn F.J. Differentiation of genomic structure by rep-PCR fingerprinting to rapidly classify Xanthomonas campestris pv. vesicatoria. // Phytopathology, -1995, -B.85. -C.528-536.

176. Lundsgaard T, A method for detection of Xanthomonas campestris (Pammel) Dowson in Brassica seeds. // Statents Plantetylsyn, -1973. -B. 21. -C.34-38.

177. Lyons F.N., Taylor J. Serological detection and identification of bacteria from plants by the conjugated Staphylococcus aureus slide agglutination test. // Plant Pathology, -1990. -B.39. -C.584-590.

178. Maddox D. Regulatory needs for standardized seed health tests // In. -C. McGee DC, ed. Plant Pathogens and the Worldwide Movement of Seeds. St. Paul, USA. -C. APS Press, -1997. -C.81-92.

179. Mangin, В., Thoquet, P., Olivier, J., Grimsley, N. H. Temporal and Multiple Quantitative Trait Loci Analyses of Resistance to Bacterial Wilt in Tomato Permit the Resolution of Linked Loci. // Genetics -1999. -B.151. -С. 1165-1172

180. Mariano RLB, Barros ST, Menezes M, Pio-Ribeiro G, 1985. Detection of Xanthomonas campestris pv. campestris in batches of commercial Brassica seeds. // Fitopatologia Brasileira, .-V. 10(3). -C.423-426.

181. May G., Shaw F., Badrane H., Vekemans X. The signature of balancing selection. -C. Fungal mating compatibility gene evolution. //Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. -1999.-V. 96. -C. 9172-9177

182. McCuloch L.A. A bacterial leaf spot of horse-radish caused by Bacterium campestris var. armoraciae. //N.Var J.Agr. Res. -1929, .-V. 38. -C.269-287.

183. McElhaney R, Alvarez AM, Kado C.I. Nitrogen limits Xanthomonas campestris pv. campestris invasion of the host xylem. //Physiological and Molecular Plant Pathology. -1998, .-V. 52. -С. 1,15-24

184. McGrath J.M., Quiros C.F. Genetic diversity at isozyme and RFLP loci in Brassica campestris as related to crop type and geographical origin. //Theor. Appl. Genet.-1992.-V. 83.-C. 783-790.

185. McGrath JM, Quiros CF. Interspecies hybrids and their progeny in Brassica campestris L. //J Am. Soc. Hortic Sci. 1991.-V. 116. -C.349-355.

186. Mckeen WE. Black rot of rutabaga in Ontario and its control. //Canadian Journal of Plant Pathology, .-1981.-V. 3. -C.244-246.

187. Meyers, В. C., Chin, D. В., Shen, K. A., Sivaramakrishnan, S., Lavelle, D. O., Zhang, Z., Michelmore, R. W. The Major Resistance Gene Cluster in Lettuce Is Highly Duplicated and Spans Several Megabases. //Plant Cell .-1998.-V. 10. -C. 1817-1832

188. Michelmore, R. W., Meyers, В. C. Clusters of Resistance Genes in Plants Evolve by Divergent Selection and a Birth-and-Death Process. //Genome Res. -1998.-V. 8.-C. 1113-1130

189. Mihail JD, Taylor SJ, Verslues PE, Hodge NC, Bacterial blight of Crambe abyssinica in Missouri caused by Xanthomonas campestris. //Plant Disease. -1993.- 77(6). -C.569-574.

190. Mingochi, D. S. and Jensen, A. Reaction of rape and Ethiopian mustard selections to blackrot and turnip mosaic virus (TuMV) in Zambia. // Acta Horticultural -1988, .-V 218.

191. Minsavage GV, Schaad NW, Characterization of membrane proteins of Xanthomonas campestris pv. campestris. //Phytopathology,.- 1983.-V. 73. -C.747-755.

192. Miura, Y., Shimazu, R., Miyake, K., Akashi, S., Ogata, H., Yamashita, Y., Narisawa, Y., Kimoto, M. RP105 Is Associated With MD-1 and Transmits an Activation Signal in Human В Cells. //Blood .-1998. -V. 92. -C. 2815-2822

193. Mizushima U. On several artificial alloploids obtained in the tribe Brassiceae of Cruciferae. //Tohoku J. Agr. Res. -1950, .-V. 1. -C.15-27

194. Mohapatra, D. and Y.P.S. Bajaj. Interspecific hybridization in Brassica juncea x Brassica hirta using embryo rescue.// Euphytica,1987. -V.36. -C. 321326.

195. Molina, A., Hunt, M. D., Ryals, J. A. Impaired Fungicide Activity in Plants Blocked in Disease Resistance Signal Transduction. //Plant Cell .-1998.-V. 10. -C. 1903-1914

196. Morinaga T. Intespecific hybridization in Brassica. 1. The cytology of FI hybrids of N. napella and various other species with ten chromosomes. //Cytologia .-1929.-V. 1. -C. 16-27.

197. Morris ER, Molecular origin of xanthan solution properties. //In. -C. Sandford PAS, Lankins A, eds. Extracellular Microbial Polysaccarides Symposium 45, Washington, D.C., USA, 1977.-C.81-83.

198. Muhiar M, Khlaif H 2000. Black rot disease of Cruciferae in Jordan.: host range, and response of some crucifer cultivars to the disease Dirasat. //Agricultural Sciences. -2000, .-V. 27(1). -C. 26-33

199. Murphy, J.-E., Robert, C., Kupper, T. S. Interleukin-1 and Cutaneous Inflammation. -C. A Crucial Link Between Innate and Acquired Immunity.// J Invest Dermatol .-2000.-V. 114. -C. 602-608

200. Napoles P, Amat Z, Ramirez P, 1991. The use of different treatments to control Xanthomonas campestris pv. campestris in cabbage seeds. //Proteccion de Plantas, -199 l.-V. 1(3-4). -C.33-41

201. Navaratnam SJ, Shuttleworth D, Wallace D, The effect of aerated steam on six seed-borne pathogens. //Australian Journal of Experimental Agriculture and Animal Husbandry, -1980.-V. 20(102). -C.97-101.

202. Navarre, D. A., Wendehenne, D., Durner, J., Noad, R., Klessig, D. F. Nitric Oxide Modulates the Activity of Tobacco Aconitase. //Plant Physiol.-2000 .-V. 122. -C. 573-582

203. Nemeth J, Laszlo EM,. Bacterial black rot (Xanthomonas campestris (Pammel) Dowson 1939) of Brassica species.// Novenyvedelem, -1983 .-V. 19(9). -C.391-397.

204. Nishi,S., J.Kawata, M.Toda, In the breeding of interspecific hybrids between two genomes 'C* and 'A' of Brassica through the application of embryo culture technique. //Japan J.Breed. -1959, .-V. 5. -C.215-222.

205. Obradovic A, Arsenijevic M, Drajzera T 1999. First report of black rot of cauliflower and kale caused by Xanthomonas campestris pv. campestris in Yugoslavia. //Plant Disease, -1999.-V. 83. -C. 10,965.

206. Ohata, K.-I., Azegami, K., and Tsuchiya, Y. Clip inoculation, a brief evaluation method for the black rot resistance of cabbage varieties. //Bull Natl Inst Agric Sci, -1982.-V. 36, p. 89-96.

207. Onsando JM,. Management of black rot of cabbage caused by Xanthomonas campestris pv. campestris in Kenya.// Acta Horticulturae, 1988.-V. 218. -C.311-314,8 ref.

208. Park, S.-Y., Jauh, G.-Y., Mollet, J.-C., Eckard, K. J., Nothnagel, E. A., Walling, L. L., Lord, E. M. A Lipid Transfer-like Protein Is Necessary for Lily Pollen Tube Adhesion to an in Vitro Stylar Matrix. //Plant Cell.-2000.-V. 12. -C. 151-164

209. Petrie G.A. Diseases of Brassica species in Saskatchewan, 1970-72. II. Stem and leaf spots. //Canad. Plant diis.Surv. -1973, .-V. 53(2). -C.83-87.

210. Petrie G.A. Diseases of Brassica species insaskatchewan, 1970-72. III. Stem and root rots. //Canad. Plant diis. Surv. -1973, .-V. 53(2). -C.88-92.

211. Pichard B, Thouvenot D Effect of Bacillus polymyxa seed treatments on control of black-rot and damping-off of cauliflower.// Seed Science and Technology. -1999, .-V. 27(2). -C. 455-465.

212. Pierce L, Schroth MN, McCain AH, Viscosity test for preliminary identification of strains of Xanthomonas campestris. //Plant Disease, 1990. .-V. 74(9). -C.646-647.

213. Plumb-Dhinsa P, Mondajne AM, Index of plant diseases and associated organisms of Mozambique. //Tropical Pest Management, 1983.-V. 30. -C.407-429.

214. Poplawsky AR, Chun W. Strains of Xanthomonas campestris pv. campestris with atypical pigmentation isolated from commercial crucifer seeds. //Plant Disease, -1995.-V. 79(10). -C.1021-1024.

215. Prakash S., Hinata K. Taxonomy, cytogenetics and origin of crop Brassicas, a review. //Opera Bot. -1980, .-V. 55. -C. 1-57.

216. Primard,C., F.Vedel, C.Mathieu, G.Peletier and A.M.Chevre. Interspecific somatic hybridization between Brassica napus and Brassica hirta (Sinapis alba L.), //Theor. Appl. Genet., -1988, -V.75. -C. 546-552.

217. Quiros CF., Ochoa 0., Douches D. Exploring the role of x+7 species in Brassica evolution. -C. hybridization with B. nigra and B. oleracea.// J Hered.-1988 .-V. 79. -C. 351-358.

218. Raju UJ, Sivaprakasam K. Survey on pests and diseases of cabbage. //Madras Agricultural Journal,.- 1989.-V. 76(4). -C. 192-196,17 ref.

219. Ram Kishun, Ramesh Chand, Kishun R, Chand R, Epiphytical survival of Xanthomonas campestris pv. campestris on Centella asiatica (L.) //Urban. International Journal of Tropical Plant Diseases. -1988. .-V. 6. -C.189-193.

220. Randhawa P, Schaad NW. Selective isolation of Xanthomonas campestris pv. campestris from crucifer seeds. //Phytopathology, -1984.-V. 68. -C.249-252.

221. Rathjen, J. P., Chang, J. H., Staskawicz, B. J., Michelmore, R. W. Constitutively active Pto induces a Prf-dependent hypersensitive response in the absence of avrPto. //EMBO J.-1999. .-V. 18. -C. 3232-3240

222. Redstone, S. et al. -C. Review of Xanthomonas campestris pv. campestris in the cauliflower crop in West Cornwall, UK. /Яn. -C. ISHS Symposium on brassicas. 10th Crucifer Genetics Workshop. 23-27 Sept. Rennes-France 1997., p. 216.

223. Ripley, V.L. and P.G.Arnison. Hybridization of Sinapis alba and Brassica napus L. via embryo rescue. Plant Breeding, -1990, .-V. 104. -C. 26-33.

224. Roberts IN, Dow JM, Lum KY, Scofield G, Barber CE, Daniels MJ. Antiserum against Xanthomonas phytopathogen inhibits host-pathogen interactionin seedlings of Brassica campestris.// FEMS Microbiology Letters, -1987.-V. 44(3). -C.383-387.

225. Roberts SJ and Koenraadt H Proposal for a revised method for detection of Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica seed. //Seed Science and Technology -2002.-V.30. Cited from http. -C.//www. worldseed.org/pdf/WS-xcc-brassica-cabbage.pdf

226. Rodrigues Neto J, Malavolta Junior VA, Diseases caused by bacteria on crucifers (Doencas causadas por bacterias em cruciferas). //Informe Agropecuario, Belo Horizonte, -1995.17. -C.56-59.

227. Rossi, M., Goggin, F. L., Milligan, S. В., Kaloshian, I., Ullman, D. E., Williamson, V. M. The nematode resistance gene Mi of tomato confers resistance against the potato aphid. //Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.- 1998.-V. 95. -C. 97509754

228. Ruissen MA, Gielink AJ, The development of black rot in cabbage as a result of difference in guttation between cultivars. //Proceedings of the Eight International Conference on Plant Pathogenic Bacteria, 9-12 June, Versailles, France. 1993.

229. Russel, H. L. A bacterial rot of cabbage and allied plants.//Wisc. Agric. Sta. Bull., 1898, 65pp.

230. Ryder, M. H., M. E. Tate, and G. P. Jones. Agrocinopine A, a tumorOinducing plasmidOcoded enzyme product, is a phosphodiester of sucrose and L-arabinose. // J. Biol. Chem. -1984.-V.259. -P. 9704-9710.

231. Saini LC, Parashar RD, Comparative efficacy of stable bleaching powder with other antibacterial formulations in controlling black and soft rot of cauliflower. //Indian Phytopathology,. -1981.-V. 34(4). -C.465-469.

232. Sambrook, J., E. F. Fritsch, and T. Maniatis. // Molecular cloning. -С. a laboratory manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y. 1989.

233. Santiranjan Bandyopadhyay, Chattopadhyay SB, Survival of Xanthomonas campestris pv. campestris in soil. //Indian Journal of Mycological Research, -1986.-V.24(2). -C.97-101.

234. Satyavir CD, Kaushik CD, Chand JN, The occurrence of bacterial rot of raya (Brassica juncea Coss.) in Haryana. //PANS -1973 .-V. 19. -C.46-47.

235. Scenck, H.R. and G. Robbelen. Somatic hybrids by fusion of protoplasts from Brassica oleracea and B. campestris. //Z. Pflanzenzuchtg. -1982 .-V. 89. -C. 278-288.

236. Schaad NW (Editor) Laboratory guide for identification of plant pathogenic bacteria. //St. Paul, Minnesota, USA, APS Press, 1988.Ed. 2. -C.164 pp.

237. Schaad NW. Use of direct and indirect immunofluorescence tests for identification of Xanthomonas campestris. //Phytopathology, 1978.-V. 68(2). -C.249-252.

238. Schaad NW, Detection of seedborne bacterial plant pathogens. //Plant Disease, -1982.-V. 66(10). -C.885-890.

239. Schaad NW. Correlation of laboratory assays for seedborne bacteria with disease development. //Seed Science and Technology, 1983.-V. 11. -C.877-883.

240. Schaad N.W. Inoculum thresholds of seedborne pathogens. Bacteria. Phytopathology. -1988. .-V. 78(6). -C.872-875.

241. Schaad NW, 1989. Detection of Xanthomonas campestris pv. campestris in crucifers.// In. -C. Saettler AW, Schaad NW, Roth DA eds. Detection of Plant Pathogenic Bacteria in Seeds and Other Planting Materials. St. Paul, MN, USA. -C. APS Press, 68-75.

242. Schaad N.W., Dianese J.C. Cruciferous weeds as sources of inoculum of Xanthomonas campestris in black rot of crucifers. //Phytopathology,-198l.-V. 71(11). -C.1215-1220.

243. Schaad N.W., Donaldson R.C., Comparison of two methods for detection of Xanthomonas campestris in infected crucifer seeds. //Seed Science and Technology, .-1980.-V. 8(3). -C.383-391.

244. Schaad N.W., Franken A.A.J.M. Xanthomonas campestris pv. campestris. Working Sheet 68.// ISTA Handbook On Seed Health Testing. Zurich, Switzerland. -C. International Seed Testing Association. 1997.

245. Schaad NW, Gabrielson RL, Mulanax MW. Hot acidified cupric acetate soaks for eradication of Xanthomonas campestris from crucifer seeds. //Applied and Environmental Microbiology, -1980.-V. 39(4). -C.803-807.

246. Schaad NW, Kendrick R, 1975. A qualitative method for detecting Xanthomonas campestris in crucifer seed. //Phytopathology -1975.-V. 65(9). -C. 1034-1036.

247. Schaad NW, Sitterly WR, Humaydan H, Relationship of incidence of seedborne Xanthomonas campestris to black rot of crucifers. //Plant Disease -1980. -V. 64(1). -C.91-92.

248. Schaad NW, Thaveechai N, Black rot of crucifers in Thailand.// Plant Disease -1983.-V. 67(11). -C.1231-1234.

249. Schaad NW, White WC, Survival of Xanthomonas campestris in soil. //Phytopathology, -1974.-V. 64(12). -C.1518-1520.

250. Schultz T, Gabrielson RL, 1986. Xanthomonas campestris pv. campestris in Western Washington crucifer seed fields. -C. occurrence and survival. //Phytopathology -1986. -V. 76(12). -C.1306-1309.

251. Schultz T, Gabrielson RL, Olson S, Control of Xanthomonas campestris pv. campestris in crucifer seed with slurry treatments of calcium hypochlorite.// Plant Disease, -1986.-V. 70(11). -C.1027-1030.

252. Scortichini M, Rossi MP, Ruggini L, Cinti S. Recurrent infections of Xanthomonas campestris pv. campestris in Cruciferae in some areas of central-southern Italy. //Informatore Fitopatologico .-1994.-V. 44. -C.48-50.

253. Sessa, G., D'Ascenzo, M., Martin, G. B. The major site of the Ptil kinase phosphorylated by the Pto kinase is located in the activation domain and is required for Pto-Ptil physical interaction.// Eur J Biochem -2000.-267. -C. 171-178

254. Sessa, G., D'Ascenzo, M., Loh, Y.-T., Martin, G. B. Biochemical Properties of Two Protein Kinases Involved in Disease Resistance Signaling in Tomato. //J. Biol. Chem. .-1998.-V. 273. -C. 15860-15865

255. Shackelton DA, 1962. A method for the detection of Xanthomonas campestris (Pammel, 1985) Dowson 1939, in Brassica seed.// Nature, -1961.-V. 193.-C.78.

256. Shah A, Srivastava KK, Roy AJ, Bora SS, Control of black rot disease of cauliflower by seed treatment. //Progressive Horticulture,- 1985.-V. 17(1). -C.72-74.

257. Shakya DD, Malla G, Studies on black rot of crucifers. /Яn. -C. Proceedings of National Conference on Science and Technology. Royal Nepal Academy of Science and Technology, April 24-29,1988, Kathmandu, Nepal.

258. Sharma BR, Swarup V, Chatterjee SS, Resistance to blackrot disease (Xanthomonas campestris (Pam.) Dowson) in cauliflower. //Scientia Horticulturae, 1977.-V. 7(1). -C.l-7.

259. Sharma J, Agrawal K, Singh D. Detection of Xanthomonas campestris pv. campestris (Pammel) Dowson infection in rape and mustard seeds. //Seed Research,- 1992.-V. 20. -C.128-133.

260. Sharma SL. Control of black rot of cauliflower by hot water seed treatment and field sprays with streptocycline. //Indian Journal of Mycology and Plant Pathology, -1981.-V. 11(1). -C.17-20.

261. Sharma, T.R. and B.M.Singh. Transfer of resistance to Alternaria brassicae in Brassica juncea through interspecific hybridization among brassicas.// J.Genet. & Breed. -1992, .-V. 46. -C.373-378.

262. Shekhawat PS, Jain ML, Chakravarti BP, Detection and seed transmission of Xanthomonas campestris pv. campestris causing black rot of cabbage andcauliflower and its control by seed treatment. //Indian Phytopathology, -1982.-V. 35(3). -C.442-447.

263. Shelton AM, Hunter JE. Evaluation of the potential of the flea beetle Phyllotreta cruciferae to transmit Xanthomonas campestris pv. campestris, causal agent of black rot of crucifers. //Canadian Journal of Plant Pathology, -1985.-V. 7(3). -C.308-310.

264. Shen, JF, Chen WL, Preliminary study of cruciferous black rot in Zhenjiang. Acta Agriculturae Universitatis Zhejiangensis, -1990.-V. 16. -C. 252-257.

265. Sherf AF, MacNab AA, 1986. Vegetable diseases and their control. //Vegetable diseases and their control., Ed. 2. -728 pp.

266. Shinohara S. 1959. Cabbage. Sangyo-Tosho. Tokyo In Japanese.

267. Shiomi T. Dry heat sterilization for seed stain of cabbage black rot disease. //Agriculture and Horticulture, -1991.-V. 66(10). -C.l 177-1180,21 ref.

268. Shrestha K, 1983. Major diseases and control of vegetable crops.// In. -C. Second Vegetable and Seed Production Workshop, February 1, 1983, Kathmandu.

269. Shrestha K, Mathur SB, Neergaard P. Seed-borne organisms in some crops of Nepal. //Seed Science and Technology, -1977.-V. 5(1). -C.l 11-121.

270. Shuckla P, Singh RP, Summer R. Chemical control of black rot of cauliflowers. //Pesticides, -1979.-V. 13. -C.51.

271. Shyam KR, Gupta SK, Mandraia RK. Prevalence of different types of curd rots and extent of yield loss due to plant mortlity in cauliflower seed crop. //Indian Journal of Mycology and Plant Pathology, -1994.-V.24. -C.l 72-175.

272. Silva Junior AA, Miura L. Cabbage cultivars for summer cultivation on the coast of Santa Catarina. Pesquisa em Andamento, //EMPASC, -1986.-V. 54.1. C.4pp.

273. Sinskaia E.N. The oleiferous plants and root crops of the family Cruciferae. //Bull. Appl. Bot. Plant Breed. 1928, .-V. 19. -C. 1-648.

274. Sinskaia E.N. Genosystematical investigation of cultivated Brassica. //Bull Appl Bot Plant Breed .-1927.-V. 17. -C.l-166

275. Smith EF, Bacteria in Relation to Plant Disease, Vol. II. Washington, D.C., USA. -C. Carniege Institution. 1911.

276. Song K.M., T.C. Osborn and P.H.Williams. Brassica taxonomy based on nuclear restriction fragment lengh polymorphism (RLFPs). 1. Genome evolution of diploid and amphidiploid species. //Theor Appl Genet. 1988, .-V. 75. -C.784-794

277. Song KM, Osborn TC, Williams PH. Brassica taxonomy based on nuclear restriction fragment length polymorphisms (RFLPs). 2. Preliminary analysis of subspecies within B. rapa (syn. campestris) and B. oleracea. //TAG .-1988.-V. 76. -C.593-600.

278. Srinivasan MC, Neergaard P, Mathur SB. A technique for detection of Xanthomonas campestris in routine seed health testing of crucifers.// Seed Science and Technology -1973.-V. 1(4). -C.853-859.

279. Stall RE, Gottwald TR, Koizum M, Schaad NW, Ecology or plant pathogenic xanthomonads. //In. -C. Swings JG, Civerolo EL, eds. Xanthomonas, 1st ed. London, UK. -C. Chapman and Hall, -1993.-C.265-299.

280. Starr MP, Jenkins CL, Bussey LB, Andrewes AG, Chemotaxonomic significance of the xanthomonadins, novel brominated aryl-polyene pigments produced by bacteria of the genus Xanthomonas. //Archives of Microbiology, -1977.-V. 113(1/2). -C.l-9.

281. Staub T and Williams PH 1972. Factors influencing black rot lesions development in susceptible and resistant cabbage.// Phytopathology .-V. 62. -C. 722-728

282. Strandberg J, 1973. Spatial distribution of cabbage black rot and the estimation of diseased plant populations. //Phytopathology, .-V. 63(8). -C.998-1003.

283. Sundberg E. and Glimelius K. Effect of parental ploidy level and genetic divergence on chromosome elimination and chloroplast segregation in somatic hybrids within Brassicaceae. Theor Appl Genet. .-V. 1991, 83. -C.81-88.

284. Sundberg, E. and K.Glimelius. A method for production of interspecific hybrids within Brasiceae via somatic hybridization, using resynthesis of Brassica napus as a model. //Plant Sci. 1986,43. -C. 155-163.

285. Sunita Suneja, Lakshminarayana K, Gupta, PP, Suneja S, 1994. Role of Azotobacter chroococcum siderophores in control of bacterial rot and Sclerotinia rot of mustard. Indian Journal of Mycology and Plant Pathology, .-V. 24. -C.202-205.

286. Sutton, J. C. and Williams, P. H. Relation of xylem plugging to black rot lesions development in cabbage. //Can. J. Botany, 1969,48. -C. 391-401.

287. Szymanski, D. В., Marks, M. D., Wick, S. M. (1999). Organized F-Actin Is Essential for Normal Trichome Morphogenesis in Arabidopsis. //Plant Cell .-V. 11. -C. 2331-2348

288. Takahata, Y. and K.Hinata. Studies on cytodemes in subtribe Brassicinae (Cruciferae), //Tohoku J. Agr. Res. 1983, .-V. 33. -C.l 11-124.

289. Takeda T. Studies on the synthesized hexaploid plants in genus Brassica Its stability and significance in plant breding. //ANN. Rep. Fac. Education, Iwate Univ. 1983, .-V. 42. -C. 75-217.

290. Takeshita,M., M.Kato, and S.Tokumasu. Application of ovule culture to the production of intergeneric or interspecific hybrids in Brassica and Raphanus. //Japan. J.Genetics. 1980, .-V. 55,5. -C.373-387.

291. Tang, X., R. D. Frederick, J. Zhou, D. A. Halterman, Y. Jia, and G. B. Martin. Initiation of plant disease resistance by physical interaction of AvrPto and Pto kinase. // Science 1996. V. 274 P.2060-2063.

292. Tang X., Xie, M., Kim, Y. J., Zhou, J., Klessig, D. F., Martin, G. B. (1999). Overexpression of P to Activates Defense Responses and Confers Broad Resistance. //Plant Cell .-V. 11. -C. 15-30

293. Taylor J.D., Conway J., Roberts S.J., Astley D., Vicente J.G. Sources and origin of resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica genomes. // Phytopathology. 2002, -B.92. -C. 105-111

294. Taylor С. В. Defense Responses in Plants and Animals—More of the Same. //Plant Cell 1998.-B.10. -C. 873-876

295. Terada R., Y.Yamashita, S. Nishibayashi, K. Shimamoto. Somatic Hybrids between Brassica oleracea and B. campestris. -C. selection by the use of iodoacetamide inactivation and regeneration ability. // Theor. Appl. Genet. 1987, -B.73. -C. 379-384.

296. Tewari R.N., Chatteijee S.S., Swarup V. Inheritance of resistance to black rot (Xanthomonas campestris) in cabbage. Vegetable Science, 1979. -B.6. -C. 2736.

297. Todd J.J., Vodkin L.O. Duplications that suppress and deletions that restore expression from a chalcone synthase multigene family. // Plant Cell 1996, -B.8. -C. 687-699.

298. Tsuji J., Somerville S.C. First report of natural infection of Arabidopsis thaliana by Xanthomonas campestris pv. campestris. // Plant Disease 1992. -B.76. -C.539.

299. Tsuji J., Somerville S.C., Hammerschmidt R. Identification of a gene in Arabidopsis thaliana that controls resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris. //Physiological and Molecular Plant Pathology, 1991. -B.38. -C.57-65.

300. Tsygankova S.V., A.N. Ignatov, E.S. Boulygina, B.B. Kuznetsov, E.V. Korotkov. Genetic intraspecies relationships in Xanthomonas campestris pv. campestris revealed by novel rep-PCR primers. // European J. Plant Pathol. 2004. -B.110.-C. 845-853

301. Turner J.R.G. On supergenes. 1. The evolution of supergenes. // Amer. Nat. 1967 101 p 919.

302. Van den Mooter M, Swings J. Numerical analysis of 295 phenotypic features of266 Xanthomonas strains and related strains and an improved taxonomy of the genus. // International Journal of Systematic Bacteriology, 1990. -B.40. -C.348-369.

303. Vauterin L., Hoste В., Kersters K., Swings, J. Rectification of Xanthomonas. // Int. J. Syst. Bacteriology. 1995. -B.45. -C. 472-489

304. Vavilov N.I. The origin, differentiation and breeding of cultivated plants. //Chron Bot. 1946. -B.13. -C.l-364.

305. Vicente J.G., Taylor J.D., Sharpe A.G., Parkin I.A.P., Lydiate D.J., King G.J. Inheritance of Race-Specific Resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica Genomes. // Phytopathology, 2002. -B.92. -C.l 134-1141.

306. Vicente, J. Conway, S. J. Roberts, and J. D. Taylor. Identification and Origin of Xanthomonas campestris pv. campestris Races and Related Pathovars.// Phytopathology. 2001, -B.91. -C.492-499.

307. Vicente, J.G., Ignatov A., Conway J., Roberts SJ., Taylor JD. Development of an improved Brassica differential series for the identification of races of

308. Xanthomonas campestris pv. Campestris.// 7th Int. Cong. Plant Pathol., Edinburgh, UK, 1998. P.2.2.71

309. Vicente, J.G., J.S. Dias, J.D. Taylor. Occurrence and distribution of Xanthomonas campestris races in Portugal. // ISHS Symposium on brassicas.lO111 Crucifer Genetics Workshop. 1997,23-27 September. RennesFrance, p.214.

310. Vijayan P., Shockey J., Levesque, C. A., Cook R. J., Browse J. A role for jasmonate in pathogen defense of Arabidopsis. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1998.-B.95. -C. 7209-7214

311. Voorrips R.E. Plasmodiophora brasicae aspects of pathogenesis and resistance in Brassica oleracea. // Euphytica 1995, -B.83. -C.139-146

312. Walker J.C. Origin of cabbage black rot epidemics. // Plant Disease Reporter, 1941.-B.25.-C.91-94.

313. Walker J.C. 1952. // Diseases of Vegetable Crops. New York, USA. -C. McGraw-Hill Book Company, Inc.

314. Warren R. F., Merritt P. M., Holub E., Innes R. W. Identification of Three Putative Signal Transduction Genes Involved in R Gene-Specified Disease Resistance in Arabidopsis.// Genetics 1999. -B.152. -C. 401-412

315. Warwick S.I. and L.D.Black. Molecular systematics of Brassica and allied genera (Subtribe Brassicinae, Brassiceae) chloroplast genome and cytodeme congruence. //Theor. Appl Genet, 1991. -B.82. -C.81-92.

316. Weinrauch Y., Zychlinsky A. The induction of apoptosis by bacterial pathogens. //Annu. Rev. Microbiol. 1999. -B.53. -C. 155-187

317. White H. Bacterial spot of radish and turnip. // Phytopathology. 1930.1. B.20. -C. 653-662.

318. Whitham S. A., Yamamoto M. L., Carrington J. C. Selectable viruses and altered susceptibility mutants in Arabidopsis thaliana. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1998. -B.96. -C. 772-777

319. Williams P.H. and Hill C.B. Rapid-cycling population of Brassica and Raphanus species for genetic studies. // Eucarpia Cruciferae Newsletter. (Scottish Crop Research Institute). 1982, -B.7. -C.24-25.

320. Williams P.H. Black rot. a continuing threat to world crucifers. // Plant Disease. 1980.-B.64. -C.736-742.

321. Williams P. H., Staub Т., Sutton J. C. Inheritance of resistance in cabbage to black rot. // Phytopathology. 1972. -B.62. -C. 247-252.

322. Wills A.B. Meiotic behavior in the Brassiceae. // Caryologia 19.1966.1. C.103-116.

323. Xanthomonas campestris pv. campestris, data file. Ed. A.N. Ignatov. // Plant Protection Compendium, Edition 2003, CAB International, Cambridge, UK

324. Xu G.W., Gonsales C.F. Plasmid, genomic and bacteriocin diversity in U.S. strains of Xanthomonas campestris pv. oryzae. // Phytopathology. 1991. -B.81. -C.628-631.

325. Yamagishi H., M. Hirai, H. Yoshikawa, S.Yui. Production of somatic hybrid between black mustard (Brassica nigra Koch.,BB) and hakuran (B.napus L.,AACC) // Japan. J. Breeding 1989. -B.39. -C.229-233.

326. Yamagishi H., M.M. Hossain, K. Yonezawa Morphology, fertility and cross-compartibility of somatic hybrids between Brassica oleracea L. and B. campestris L. // Scientia Hort. 1984. -B.58. -C. 283-288.

327. Yang Y., D. W. Gabriel Xanthomonas avirulence/pathogenicity gene family encodes functional plant nuclear targeting signals. // MPMI. 1995. -B.8. -C.627-631.

328. Yoshida S., Hiradate S., Tsukamoto Т., Hatakeda K., Shirata A. Antimicrobial activity of culture filtrate of Bacillus amyloliquefaciens RC-2 isolated from mulberry leaves. // Phytopathology. 2001. -B.91. -C.181-187

329. Young J.M., Saddler G.S., Takikawa Y., De Boer S.H., Vauterin L., Gardan L., Gvozdyak R.I., Stead D.E. Names of plant pathogenic bacteria 1864-1995. // Review of Plant Pathology. 1996. -B.75. -C.721-763.

330. Yueng G.Y., Alvarez A.M., Benedict A.A., Trotter KJ. Use of monoclonal antibodies to monitor the dissemination of Xanthomonas campestris pv. campestris. // Phytopathology. 1987. -B.77 -C.366-370.

331. Yueng G.Y.K., Alvarez A.M. Aberrant symptoms on cabbage caused by strains of Xanthomonas campestris.// Phytopathology. 1985.-B.75. -C.1382.

332. Zhao You-Fu, Damicone J.P., Demezas D.H., Bender C.L., Zhao Y.F. Bacterial leaf spot diseases of leafy crucifers in Oklahoma caused by pathovars of Xanthomonas campestris. // Plant Disease. 2000. -B.84. -C. 1008-1014

333. МОСКОВСКАЯ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННАЯ АКАДЕМИЯ имени К. А. ТИМИРЯЗЕВА

334. СЕЛЕКЦИОННАЯ СТАНЦИЯ им. Н. Н. ТИМОФЕЕВА127550, Москва, ул. Пасечная, 51. Тел.[phone] Факс 977-56

335. АКТ ПЕРЕДАЧИ СЕЛЕКЦИОННЫХ ОБРАЗЦОВ

336. Коллекция используется в селекционной, научной и учебной работе станции.1. Г.Ф. Монахос1. Российскаяакадемия сельскохозяйственных наук

337. ВСЕРОССИЙСКИЙ НАУЧНО-ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКИЙ ИНСТИТУТ ФИТОПАТОЛОГИИ1. ВНИИФ143050, п/о Большие Вяземы,

338. Переданная коллекция используется в научной и учебной работе института.1. На№от

339. АКТ ПЕРЕДАЧИ ШТАММОВ БАКТЕРИЙ

340. Зав. Лаборатории бактериальных болезней растений, к.б.н.1. Директор, академик РАСХН1. Е.В. Матвеева