Генетические свойства и структура плазмид природных штаммов Bacillus subtilis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.07, доктор биологических наук Полуэктова, Елена Ульриховна

• Полуэктова, Елена Ульриховна
• доктор биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации доктор биологических наук Полуэктова, Елена Ульриховна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Конъюгация у бактерий.

2.1.1. Основные закономерности конъюгации (на примере F-фактора Е. coli).

2.1.1.1. Общая характеристика конъюгации.

2.1.1.2. Этапы конъюгации.

2.1.1.3. Гены и белки конъюгации.

2.1.1.4. Регуляция процесса конъюгации.

2.1.2. Сходство элементов конъюгативного аппарата с компонентами системы секреции IV типа.

2.1.3. Конъюгативная мобилизация.

2.1.4. Конъюгативные транспозоны.

2.1.5. Особенности конъюгации у грам-положительных микроорганизмов.

2.1.6. Особенности конъюгации у бацилл.

2.1.6.1. Конъюгация у бацилл группы В. cerens.

2.1.6.2. Конъюгация у бацилл группы B.subtilis.

2.2. Плазмиды бацилл.

2.2.1. Мелкие плазмиды бацилл.

2.2.1.1. гер-модуль RCR-плазмид и общая схема RC-репликации.

2.2.1.1.1. dso.

2.2.1.1.2. Rep-бвлки.

2.2.1.1.3. sso.

2.2.1.1.4. Регуляция RC-репликации.

2.2.1.2. Локусы, обуславливающие стабильное наследование плазмид.

2.2.1.3. Модули устойчивости к антибиотикам.

2.2.1.4. тоЬ-моцулъ.

2.2.1.5. ир-модуль.

2.2.1.6. гар-модуль.

2.2.1.7. Прочие элементы генома RCR-плазмид.

2.2.1.8. Способность RCR-плазмид к интеграции в другие репликоны.

2.2.1.9. Стабильность RCR-плазмид и их использование в качестве векторов.

2.2.2. Крупные плазмиды бацилл.

2.2.2.1. Репликативный модуль крупных плазмид.

2.2.2.1.1. Репликативный модуль плазмид группы А.

2.2.2.1.2. Репликативный модуль плазмид группы Б.

2.2.2.1.3. Репликативный модуль плазмид группы Е.

2.2.2.1.4. Репликативный модуль плазмид группы Б.

2.2.2.1.5. Репликативные модули плазмид с неопределенной классификацией.

2.2.2.2. Сегрегационные модули.

2.2.2.3. Модули токсинообразования на тета-плазмидах бацилл.

2.2.2.4. Мобильные элементы крупных плазмид бацилл.

2.2.2.5. Прочие генетические модули крупных плазмид бацилл.

2.2.2.6. Векторы на основе крупных плазмид бацилл.

2.2.2.7. Характеристика отдельных крупных плазмид бацилл.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1. Штаммы микроорганизмов и плазмиды.

3.2. Реактивы.

3.3. Среды.

3.4. Выделение ДНК.

3.5. Трансформация бактериальных клеток и протопластов.

3.6. Конъюгативные скрещивания.

3.7. Рестрикция и лигирование ДНК.

3.8. Отбор клонов с рекомбинантными плазмидами.

3.9. Электрофорез ДНК.

3.10. Перенос ДНК на нейлоновые фильтры.

3.11. Радиоактивное мечение ДНК.

3.12. ДНК-ДНК-гибридизация на фильтрах.

3.13. ПЦР.

3.14. Определение нуклеотидной последовательности ДНК.

3.15. Анализ секвенированных последовательностей ДНК.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ.

4.1. Использованные в работе коллекции природных штаммов

ВлиШИк.

4.2. Изучение структуры мелких плазмид.

4.2.1. Рестрикционный анализ и классификация мелких плазмид.

4.2.1.1. Характеристика мелких плазмид из 19 штаммов московской коллекции.

4.2.1.2. Характеристика мелких плазмид из 10 штаммов белорусской коллекции.

4.2.1.3. Характеристика штаммов с несколькими мелкими плазмидами.

4.2.1.3.1. Штамм 1387.

4.2.1.3.2. Штамм 1546.

4.2.1.3.3. Штамм 1516.

4.2.2. Определение нуклеотидной последовательности мелких нлазмид.

4.2.2.1. Определение нуклеотидной последовательности плазмиды р 1414.

4.2.2.2. Определение нуклеотидной последовательности плазмиды р 1516S.

4.2.2.3. Определение нуклеотидной последовательности EcoRl-Hindlll фрагмента плазмиды р 1516L.

4.2.3. Поиск гомологов ряда плазмидных генов среди штаммов бактериальных коллекций.

4.2.3.1. Гибридизация с зондами - участками генов.

4.2.3.2. Наличие гомологов ISÄs7i2 в хромосомной ДНК штаммов B.subtilis.

4.3. Анализ крупных нлазмид.

4.3.1. Характеристика крупных плазмид из ¡московсхсой коллекции и р19 из белорусской коллекции.

4.3.1.1. Поиск крупных плазмиды в штаммах B.subtilis. Размеры плазмид.

4.3.1.2. Сравнение обнаруженных крупных плазмид с минирепликоном плазмиды р19 из белорусской коллекции штаммов B.subtilis.

4.3.1.3. Определение способности крупных плазмиды из штаммов

B.subtilis к конъюгативному переносу.

4.3.1.4. Характеристика плазмид штамма В.subtilis 19.

4.3.2. Изучение конъюгативного переноса, осуществляемого плазмидои р19 из почвенного штамма B.subtilis.

4.3.2.1. Мобилизация мелких неконъюгативных плазмид.

4.3.2.1.1. Определяющая роль р 19 в мобилизации pUBl 10.

4.3.2.1.2. Кинетика переноса pUBl 10 при разных температурах.

4.3.2.1.3. Мобилизационный перенос pUBl 10 при использовании различных штаммов B.subtilis.

4.3.2.1.4. Перенос pUBl 10 в штаммы разных видов Bacillus.

4.3.2.1.5. Мобилизация других неконъюгативных плазмид.

4.3.2.1.5.1. Изучение переноса плазмид с сигма-типом репликации (рВС 16, рС194).

4.3.2.1.5.2. Изучение переноса плазмиды, имеющей тета-репликон.

4.3.2.2. Изучение конъюгативного переноса собственно крупной плазмиды р19.

4.3.2.2.1. Маркирование крупной криптической плазмиды р19.

4.3.2.2.2. Частота конъюгативного переноса плазмиды р19cat.

4.3.2.2.3. Конъюгативный перенос р19cat при разных соотношениях донора и реципиента.

4.3.2.2.4. Кинетика конъюгативного переноса р 19cat.

4.3.2.2.5. Особенности переноса р19 при использовании в качестве партнеров при конъюгации различных штаммов B.subtilis.

4.3.2.2.6. Передача р19 в клетки других видов бацилл.

4.3.3. Клонирование, определение нуклеотидной последовательности и анализ секвенированных фрагментов ДНК fra-района плазмиды р19.

4.3.3.1. Клонирование фрагментов плазмиды р19, предположительно относящихся к fra-району плазмиды.

4.3.3.2. Определение нуклеотидной последовательности клонированных фрагментов ДНК плазмиды р19.

4.3.3.3. Характеристика секвенированных фрагментов ДНК.

4.3.3.3.1. Общая характеристика секвенированных фрагментов ДНК.

4.3.3.3.2. Инактивация предполагаемых конъюгативных генов плазмиды р19.

4.3.3.3.3. Характеристика г ер-района плазмиды р19.

4.3.3.3.4. Характеристика ORF плазмиды р19, которым можно приписать определенную функцию. Выделение ¿га-района р19.

4.3.3.3.5. Характеристика or/Т района плазмиды р19.

4.3.4. Поиск у других плазмид систем конъюгации, гомологичных системе конъюгации р19.

4.3.4.1. Способность других крупных плазмид из белорусской коллекции к конъюгации.

4.3.4.2. Поиск генов конъюгации р19 на других крупных плазмидах из природных штаммов B.subtilis с помощью ПЦР.

4.3.4.3. Сопоставление in silico конъюгативной системы плазмиды р19 с аналогичными системами других грам-положительных бактерий.

5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Генетические свойства и структура плазмид природных штаммов Bacillus subtilis»

Bacillus subtilis является вторым по значимости (после E.coli) объектом бактериальной генетики и физиологии и наиболее изученным видом грам-положительных бактерий. Ряд свойств В. subtilis делают ее перспективным объектом генетической инженерии. В.subtilis экологически безопасна: она исходно непатогенна, и организм человека не является для нее постоянным хозяином. В.subtilis не требовательна к условиям роста. Как и другие бациллы, В.subtilis секретирует белки в культуральную среду и служит важным промышленным объектом для получения различных ферментов. Одной из старейших областей применения В. subtilis является использование ее для ферментация соевых бобов; получаемые пищевые продукты широко распространены в странах юго-восточной Азии. Штаммы В.subtilis используются и в качестве хозяев для экспрессии рекомбинантных ДНК и продукции в их клетках чужеродных белков. В сельском хозяйстве используется также способность штаммов В. subtilis подавлять рост патогенов растений.

Для лабораторного штамма В.subtilis 168 была определена полная нуклеотидная последовательность генома (Kunst et al., 1997). Дальнейшее изучение генетики этой бактерии требует определения нуклеотидных последовательностей и исследования функциональной активности внехромосомных компонентов генома - плазмид и фагов, а также изучения особенностей геномов других штаммов В.subtilis, используемых в промышленном производстве и выделяемых из природных источников.

Плазмиды часто несут гены, в определенных условиях дающие селективное преимущество содержащим их клеткам. Многие известные свойства бактерий могут определяться плазмидными генами: устойчивость к антибиотикам, солям тяжелых металлов, ультрафиолетовому облучению, синтез бактериоцинов и антибиотиков, способность к деградации органических и неорганических соединений или фиксации азота; плазмиды могут содержать островки патогенности с генами, определяющими вирулентность и синтез токсинов, или нести гены клеточного метаболизма.

Лабораторный штамм В.subtilis 168 не содержит плазмид. Долгое время в качестве векторов для клеток В.subtilis использовались плазмиды других грам-положительных микроорганизмов - стафилококков и стрептококков. Позже плазмиды были обнаружены в клетках некоторых природных и промышленных штаммах B.subtilis; подавляющее их большинство не определяет каких-либо заметных свойств бактериальной клетки, т.е. плазмиды являются криптическими.

Многие крупные плазмиды различных микроорганизмов несут гены, определяющие способность бактериальных клеток к конъюгации. Наряду с трансформацией и трансдукциеи, конъюгация является способом горизонтального переноса генов у микроорганизмов. Возможен конъюгативный перенос плазмид между бактериями, принадлежащими к разным видам, родами и даже царствам про- и эукариот. Механизм, сходный с конъюгацией, обуславливает передачу Т-ДНК Ti-плазмид Agrobacteriiim в клетки высших растений. Быстрое распространение устойчивости к антибиотикам за счет конъюгации создает серьезные проблемы для медицины, как и распространение генов, обуславливающих вирулентность и продукцию токсинов.

До недавнего времени считалось, что основными способами горизонтального переноса генов у B.subtilis является трансформация и трансдукция. К началу нашей работы была описана лишь одна конъюгативная плазмида подвида B.subtilis (natto); конъюгация происходила с низкой частотой и осталась практически не исследованной. Таким образом, существовало несоответствие между изученностью и востребованностью B.subtilis и отсутствием сведений о плазмидах этого микроорганизма, а также их участия в процессе конъюгации.

Целью данной работы являлось изучение структуры и функций криптических плазмид из коллекций природных штаммов Bacillus subtilis, выделенных из почв Москвы, Московской области и различных районов Белоруссии. Такое широкомасштабное изучение плазмид, находящихся в штаммах B.subtilis, предпринято впервые. Мы надеемся, что результаты нашей работы позволят глубже понять закономерности организации геномов плазмид бацилл, а также будут использованы в биотехнологических работах по конструированию новых векторов и их горизонтальному переносу.

В задачи исследования входило:

1. Поиск и характеристика критических плазмид из природных штаммов B.subtilis, относящихся к московской и белорусской коллекциям.

2. Определение нуклеотидной последовательности некоторых мелких плазмид и их фрагментов.

3. Рестрикционный и гибридологический анализ мелких плазмид, позволяющий установить степень их родства и наличие у них тех или иных генов.

4. Поиск в природных штаммах B.subtilis крупных плазмид, способных осуществлять конъюгативный перенос ДНК.

5. Характеристика процесса конъюгации, осуществляемого плазмидами из природных штаммов B.subtilis.

6. Определение нуклеотидной последовательности и изучение строения генов /га-района конъюгативных плазмид из природных штаммов B.subtilis.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Полуэктова, Елена Ульриховна

7. ВЫВОДЫ

1. Проведен анализ плазмид из природных штаммов B.subtilis, выделенных в Москве и Московской области (московская коллекция) и различных районах Белоруссии (белорусская коллекция). В 24 из 42 штаммов московской коллекции обнаружены плазмиды. Охарактеризованы 32 мелкие плазмиды из 29 штаммов обеих коллекций. Определена нуклеотидная последовательность двух плазмид: р1414 (7949 пн) и pl516S (9881 пн). По величине, характеру рестрикции и гомологии ДНК исследованные мелкие плазмиды составляют однородную группу.

2. На основании данных сиквенса и гибридизации установлено, что у изученных мелких плазмид имеются следующие модули и входящие в них гены: mob (гомологичные гены, присутствуют у всех проверенных плазмид, кроме одной); hsp (гомологичные гены, встречаются у большинства плазмид), rap (имеются у некоторых плазмид и обладают не столь выраженной гомологией). Гены модуля par не обнаружены ни у одной плазмиды. Ген hsp, кодирующий белок - гомолог белков теплового шока, обнаружен нами в составе мелких плазмид впервые.

3. В клетках B.subtilis впервые обнаружен и полностью секвенирован IS-элемент - \SBsu2 (1383 пн), находящийся на плазмиде. Установлено, что гомологи данного IS-элемента присутствуют в геноме различных штаммов B.subtilis.

4. Обнаружено, что плазмида р19 (97 тпн) из штамма B.subtilis 19 белорусской коллекции способна эффективно осуществлять конъюгативный перенос ДНК. Эффективность переноса значительно превосходит таковую для единственной известной конъюгативной плазмиды B.subtilis {natío) - pLS20. С помощью инсерционного мутагенеза плазмида р19 была маркирована геном устойчивости к хлорамфениколу, что позволило изучать различные виды и свойства конъюгативного переноса.

5. Изучены параметры самопереноса р 19 и мобилизационного переноса pUB 110. Перенос идет как на твердой, так и в жидкой среде и может осуществляться в клетки других видов бацилл. Частота самопереноса достигает 100%, частота мобилизационного переноса на два порядка ниже. Перенос р19 начинается сразу после контакта клеток-партнеров; мобилизационный перенос начинается лишь через 60 минут. Частота самопереноса мало зависит от изменения количественного соотношения клеток донора и реципиента и существенно зависит от того, какие штаммы используются в качестве партнеров. Мобилизационный перенос происходит в широком диапазоне температур (21°-37°С). Мобилизация осуществляется, вероятно, по механизму донации.

6. Впервые для крупных плазмид B.subtilis определена нуклеотидная последовательность ДНК значительной части конъюгативной плазмиды р19 (33506 пн). На этой последовательности идентифицировано 39 открытых рамок считывания (ORF). Идентифицирован rep-район плазмиды р19, обусловливающий репликацию плазмиды и состоящий из гена rep (ORF8) и ориджина репликации. 20 ORF (19914 пн) могут быть отнесены к /га-району, обусловливающему конъюгативный перенос ДНК. Идентифицированы ORF, кодирующие белки-гомологи релаксазы, лизоцим-подобного белка, VirD4-, VirB4-, VirB 11-подобных белков плазмиды pTi A. tumefaciens; идентифицирован ориджин конъюгативного переноса.

7. Крупные плазмиды из штаммов белорусской коллекции составляют однородную группу, отличающуюся от других известных крупных плазмид грам-положительных микроорганизмов по строению rep- и /га-районов.

8. Судя по результатам компьютерного анализа предполагаемых продуктов ORF, принадлежащих к /га-району р19, конъюгативная система этой плазмиды имеет частичное сходство с конъюгативными системами ряда грам-положительных микроорганизмов (роды Bacillus, Clostridium, Exiguobacterium, Listeria), хотя и существенно отличается от них.

9. Конъюгативный перенос ДНК достаточно широко распространен у природных штаммов B.subtilis и может играть существенную роль в горизонтальном распространении генов.

б.Заключение.

В работе охарактеризована большая группа плазмид из природных штаммов В.зиЫШя. Изученные свойства плазмид позволяют лучше понять эволюцию плазмид и их роль в жизнедеятельности бактериальной клетки. Данные плазмиды могут быть использованы для создания векторов, а также в качестве маркеров для характеристики штаммов В.зиЫШя и близких бацилл. Последнее особенно относится к обнаруженному в нашей работе мобильному элементу 18.0.57/2, который может быть использован для характеристики и идентификации штаммов бацилл.

Мы полагаем, что наиболее важным результатом работы является обнаружение и характеристика плазмиды р19 из природного штамма В.яиЬИНз. способной с высокой частотой осуществлять конъюгативный перенос ДНК. В настоящее время подобная плазмида является уникальной для ВлиЫШя. Данные о свойствах подобной плазмиды расширяют представление о механизмах горизонтального переноса генов у бацилл и могут быть использованы для переноса генетического материала между штаммами и видами бацилл в лабораторной и биотехнологической практике.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Полуэктова, Елена Ульриховна, 2010 год

1. Азизбекян P.P., Смирнова Т.А., Споро- и кристаллообразование у Bacillus thuringiensis. Успехи микробиологии. М., Наука. 1988. С.82-105.

2. Гайденко Т.А., Хайкинсон М.Я., Звенирогодский В.К, Жданов В.Г., Степанов А.И. Выделение и характеристика плазмиды из термотолерантного штамма Bacillus licheniformis. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 1987. Т. 12. С. 16-20.

3. Каменева C.B. Конъюгативные транспозоны бактерий. Генетика. 1998. Т.34. С.23-31.

4. Каменек JI.К.,Каменск Д.В., Тюлъпинева A.A., Терпиловский М.А. Действие дельта-эндотоксина Bacillus thuringiensis в отношении фитопагогенных грибов родов Phytophthora и Fusarium. Биотехнология. 2008. С.76-89.

5. Канапина А.Ш. Плазмиды бацилл, родственных Bacillus subtilis. Молекулярная генетика; микробиолоия и вирусология. 1992. Т. С.5-10.

6. Канапина А.Ш., Канапин А А., Прозоров A.A. Определение и сравнительный анализ нуклеотидной последовательности фрагментов минирепликона криптической плазмиды р1414 из почвенного штамма Bacillus subtilis. Генетика. 1995. Т.31. С.1201-1209.

7. Козловский Ю.Е., Прозоров A.A. Система рестрикции-модификации у штаммов бацилл, близких к Bacillus subtilis. ДАН СССР. 1981. Т.258. С.1457-1459.

8. Корецкая Н.Г., Светоч O.E., Добрица А.П. Конъюгативный перенос плазмид между Bacillus spp. ДАН СССР. 1998. Т.303. С.488-491.

9. Кузнецова Н.И., Смирнова Т.А., Шамшина Т.Н., Ганушкина Т.Н., Азизбекян P.P. Штамм Bacillus thuringiensis, токсичный для комнатной мухи. Биотехнология. 1995. №3-4. С.11-14.

10. Лагодич A.B., Штанюк Я.В., Прозоров A.A., Титок М.А. Характеристика систем репликации плазмид природных штаммов Bacillus subtilis. Молекулярная биология. 2004. Т.38. С.1-5.

11. Лагодич A.B. Характеристика плазмид природных штаммов Bacillus subtilis. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Минск. 2005.

12. Лотарева О.В., Прозоров A.A. Конъюгативный перенос плазмид у Bacillus subtilis в условиях почвенных микрокосмов. Микробиология. 2003. Т.72. С.780-784.

13. Лотарева О.В., Шиловский И.П., Прозоров A.A. Явление плазмидного ретропереноса при конъюгации у Bacillus subtilis. Генетика. 2006. Т.42. С.1735-1738.

14. Лотарева О.В., Незаметдинова В.З., Прозоров A.A. Конъюгативный перенос хромосомных генов у Bacillus subtilis. Генетика.2007. Т.43. С.898-904.

15. Лотарева О.В., Прозоров A.A. Особенности передачи некоторых хромосомных генов при конъюгации у Bacillus subtilis. Генетика. 2009. Т.45. С.595-600.

16. Лукин С.А., Малгтина Т.В., Прозоров A.A. Аллозимная вариабельность у штаммов . почвенных бацилл, близких к Bacillus subtilis. Генетика. 1994. Т.ЗО. С.181-184.

17. Маниатис Т., Фрич Э., СэмбрукД. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. М., Мир, 1984.

18. Незаметдинова В.З., Канапина А.Ш., Козловский Ю.Е., Прозоров A.A. Критические плазмиды почвенных штаммов бацилл. Генетика. 1992. Т.27. С.49-55.

19. Прозоров A.A. Трансформация у бактерий. М., Наука, 1988.

20. Прозоров A.A. Конъюгация у бацилл. Микробиология. 2003. Т.72. С.517-527.

21. Прозоров A.A., Даниленко В.И. Системы «токсин-антитоксин» у бактерий: инструмент апоптоза или модуляторы метаболизма? Микробиология. 2010. Т.79. С.147-159.

22. Ракитин А.Л. Конструирование модельных систем для селекции генноинженерных штаммов Bacillus subtilis — продуцентов рибофлавина. Автотореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. М., 2000.

23. Смирнова Т.А., Богданова Т.Л., Гальперин М.Ю., Григорьева Т.М., Азизбекян P.P. Гомологичная и гетерологичная трансцепция Сгу+-плазмид Bacillus- thuringiensis. Мол.генетика, микробиол.и вирусол. 1987. Т.10. С.23-27.

24. Стукалин Г.С., Козловский Ю.Е., Василяускас Ю.Ф., Прозоров А.А. Амилолитическая активность почвенных бацилл, родственных Bacillus subtilis. Микробиология. 1984. Т.53. С.1007-1011.

25. Титок М.А. Плазмиды грамположительных бактерий. Минск, издательство БГУ, 2004.

26. Чан Кам Ван, Кузин Ю.Ю., Козловский Ю.Е., Прозоров А.А. Изучение способности к генетической трансформации у выделенных из почвы бацилл, близких к Bacillus subtilis. Генетика. 1985. Т.21. С.1953-1959.

27. Akhtar P., AnandS.P., Watkins S.C., Khan S.A. The tubulin-like RepX protein encoded by the pXOl plasmid forms polymers in vivo in Bacillus anthracis. J.Bacteriol. 2009. V.191. P.2493-2500.

28. Amadio A.F., Benintende G.B., Zandomeni R.O. Complete sequence of three plasmids from Bacillus thuringiensis INTA-FR-4 environmental isolate and comparision with related plasmids from the Bacillus cereus group. Plasmid. 2009. V.63. P.172-182.

29. Anagnostopoulos C., Spizizen J. Requirements for transformation in Bacillus subtilis. J.Bacteriol. 1961. V.81. P.741-746.

30. Anand S.P., Mitra P., Naqvi A., Khan S.A. Bacillus anthracis and Bacillus cereus PcrA helicases can support DNA unwinding and in vitro rollin-gcircle replication of plasmid pT181 of Staphylococcus aureus. J.Bacteriol. 2004. V.186. P.2195-2199.

31. Andrup L., Damgaard J., Wasserman K. Mobilization of small plasmids in Bacillus thuringiensis subsp. israelensis is accompanied by specific aggregation. J. Bacteriol. 1993. Y.175. P.6530-6536.

32. Andrup L., Damgaard J., Wasserman К, Вое L., Madsen S.M., Hansen F.G. Complete nucleotide sequence of the Bacillus thuringiensis subsp. israelensis plasmid pTX14-3 and its correlation with biological properties. Plasmid. 1994. V.31. P.72-88.

33. Andrup L., Jorgensen O., Wilcks A., Smidt L., Jensen G. Mobilization of "nonmobilizable" plasmids by the aggregation-mediated conjugational system of Bacillus thuringiensis. Plasmid. 1996. V.36. P.75-85.

34. Andrup L. Conjugation in Gram-positive bacteria and kinetics of plasmid transfer. APMIS suppl. 84. 1998. V.106. P.47-55.

35. Andrup L., Smidt L., Andersen K„ Boe L. Kinetics of conjugative transfer: a study of the plasmid pX016 from Bacillus thuringiensis subsp. israelensis. Plasmid. 1998, V.40. P.30-43.

36. Andrup L., Jensen G.B., Wicks A., Smidt L„ Hoflack L., Mahillon J. The patchwork nature of rolling-circle plasmids: comparision of six plasmids from two distinct Bacillus thuringiensis serotypes. Plasmid. 2003. V.49. P.205-232.

37. Andrup L., Barford K.K., Jensen G.B., Smidt L. Detection of large plasmids from the Bacillus cereus group. Plasmid. 2008. V.59. P.139-143.

38. Aronson A.I., Beckman W. Tansfer of chromosomal genes and plasmids in Bacillus thuringiensis. Appl.Eviron.Microbiol. 1987. V.53. P.1525-1530.

39. Auchtung J.M., Lee C.A., Monso R.E., Lehman A.P., Grossman A.D. Regulation of Bacillus subtilis mobile genetic element by intercellular signaling and the global DNA damage response. PNAS USA. 2005. V.102. P. 2554-12559.

40. Auchtung J.M., Lee C.A., Garrison K.L., Grossman A.D. Identification and characterization of the immunity repressor (ImmR) that controls the mobile genetic element ICEÄsl of Bacillus subtilis. Molec. Microbiol. 2007. V.64. P.1515-1528.

41. Baas P.D. DNA replication of single-stranded Escherichia coli DNA phages. Biochem.Biophys.Acta. 1985. V.825. P.l 11-139.

42. BabicA., Lindner A.B., Vulic M., Stewart E. J., RadmanM. Direct visualization of horizontal gene transfer. Sience. 2008. V.319. P. 1533-1536.

43. Backert S., Meissner K., Borner T. Unique features of the mitochondrial rolling circle-plasmid mpl from the higher plant Chenopodium album (L). Nucleic Acids Res. 1997. V.25. P.582-589.

44. Bannam T.L., Teng W.L., Bulach D., Lyras D., Rood J.I. Functional identification of conjugational and replication regions of the tetracycline resistance plasmid pCW3 from Clostridiumperfringens. J.Bacteriol. 2006. V.188. P.4942-4951.

45. Bashkirov V.l., Khasanov F.K., Prozorov A.A. Illegitimate recombination in Bacillus subtilis: nucleotide sequence of recombination DNA junctions. Mol.Gen.Genet. 1987. V.210. P.578-580.

46. Bates S., Cashmore A.M., Wilkins B.M. IncP plasmids are unusually effective in mediating conjugation of Escherichia coli and Sacharomyces cerevisiae: involvement of Tra2 mating system. J. Bacteriol. 1998. V.180, P.6538-6543.

47. Battisti L., Green B., Thome C.B. Mating system for transfer of plasmids among Bacillus anthracis, Bacillus cereus, and Bacillus thuringiensis. J.Bacteriol. 1985. V.162. P.543-550.

48. Baum J A., Gilbert M.P. Characterization and comparative sequence analysis of replication origins from three large Bacillus thuringiensis plasmids. J.Bacteriol. 1991. V.173. P.5280-5289.

49. Baum J.A., Gonzalez Jr. J.M. Mode of replication, size and distribution of naturally occurring plasmids in Bacillus thuringiensis. FEMS Microbiol.Lett. 1992. V.98. P.143-148.

50. Bayer M, Iberer R., Bischof K., Rassi E., Stabentheiner E., Zellnig G., Koraimann G. Functional and mutational analysis of pi9, a DNA transfer protein with muramidase activity. J.Bacteriol. 2001. V.183. P.3176-3183.

51. Becker E., Herrera N.C., Gunderson F.Q., DermanA.J., Dance A.L., Sims J., Larsen R.A., Pogliano J. DNA segregation by the bacterial actin AlfA during the Bacillus subtilis growth and development. EMBO J. 2006. Y.25. P.5919-5931.

52. Berg 71, Firth N., Apisiridej S., Hettiaratchi A., Leelaporn A., Skurray R. Complete nucleotide sequence of pSK41: evolution of Staphylococcal conjugative multiresistance plasmids. J.Bacteriol. 1998. V.180. P.4350-4359.

53. Bernhard K., Schrempf H., Goebel W. Bacteriocin and antibiotic resistance plasmids in Bacillus cereus and Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 1978. V.133. P. 897-903.

54. Berns K.I. Parvovirus replication. Microbiol.Rev. 1990. V.54. P.316-329.

55. Bignell C., Thomas C.M. The bacterial ParA-ParB partitioning proteins. J.Biotechnol. 2001. V.91.P.1-34.

56. Bingham A.H.A., Bruton C.J., Atkinson T. Isolation and characterization of four plasmids from antibiotic-resistant thermophilic bacilli. J. Gen. Microbiol. 1979. V.l 14. P.401-408.

57. Birnboim H.C., Doly J. A rapide alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. Nucleic Acids Res. 1979. V.7. P.1513-1523.

58. Bongiorni C., Stoessel R., Schoemaker D., Perego M. Rap phosphatase of virulent plasmid pXOl inhibits Bacillus anthracis sporulation. J.Bacteriol. 2006. V.188. P.487-498.

59. Brantl S., Behnke D., Alonso J.C. Molecular analysis of the replication region of the Streptococcus agalactiae plasmid pIP501 in Bacillus subtilis. Comparison with plasmids pAMßl and pSM19035. Nucleic Acids Res. 1990. Y.18. P.4783-4790.

60. Brantl S., Wagner E.G.H. Antisense RNA-mediated transcriptional attenuation: an in vitro study of plasmid pTl 81. Mol.Microbiol. 2000. V.35. P.1469-1482.

61. Brautaset T., Jakobsen O.M., Flickinger M.C., Valla S., Ellingsen T.E. Plasmid-dependent methylotrophy in thermotolerant Bacillus methanolicus. J.Bacteriol. 2004. V.1896. P.1229-1238.

62. Bron S., BolhuisA., Tjalsma H., Holsappel S., Vene ma G., van Dijl J.M. Protein secretion and possible roles for multiple signal peptidases for precursor processing in Bacilli. J. Biotechnol. 1998. V.64. P.3-13.

63. Bruand C., Le Chatelier E., Ehrlich S.D., Jannerie L. A fourth class of theta replicating plasmids: the pAMßl family from Gram- positive bacteria. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1993. V.90. P.11668- 11672.

64. Bruand C., Ehrlich S.D. Transcription-driven DNA replication of plasmid pAM-beta 1 in Bacillus subtilis. Mol. Microbiol. 1998. V.30. P.135-145.

65. Bruand C., Ehrlich S.D. UvrD-dependent replication of rolling-circle plasmids in Escherichia coli. Molec.Microbiol. 2000. V.35. P.204-210.

66. Buchanan-Wollaston V, Passiatore J.E., Cannon F. The mob and oriT mobilization functions of a bacterial plasmid promote its transfer to plants. Nature. 1987. V.328. P. 172175.

67. Budzik J. M., Marraffini L.A., Schneewind O. Assembly of pili on the surface Bacillus cereus vegetative cells. Molec. Microbiol. 2007. V.66. P.495- 510.

68. Burrus V., Pavlovic G., Decaris B., Guedon G. Conjugative transposons: the tip of the iceberg. Mol. Microbiol. 2002b. V.46. P.601-610.

69. Burrus V., Walder M.K. Shaping bacterial genomes with integrative and conjugative elements. Res. Microbiol. 2004. V.155. P.376-386.

70. Cahan R., Friman H., Nitzan Y. Antibacterial activity of CytlAa from Bacillus thuringiensis subsp. israelensis. Microbiology. 2008. V.154. P.3529-3536.

71. Cao T. B., Saier M. H., Jr. Conjugal type IV macromolecular transfer systems of Gramnegative bacteria: organismal distribution, structural constraints and evolutionary conclusions. Microbiology. 2001. V.147. P.3201-3214.

72. Carlton B C., Helinski D.R. Heterogenous circular DNA elements in vegetative cultures of Bacillus megaterium. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1969. V.64. P.592-599.

73. Carlton B.C., Swith M.P.W. Size distribution of the closed circular deoxyribonucleic acid molecules of Bacillus megaterium'. sedimentian velocity and electron microscope measurements. J. Bacteriol. 1974. V.117. 1201-1209.

74. Caryl J.A., O'Neill A.J. Complete nucleotide sequence of pGOl, the prototype conjugative plasmid from the staphylococci. Plasmid. 2009. V.62. P.35-38.

75. Ceglowski P., Lurz R., Alonso J.C. Functional analysis of pSM19035-derived replicons in Bacillus subtilis. FEMS Microbiol.Lett. 1993. V.109. P.145-150.

76. Chambers S.P., Prior S.E., Barstow D.A., Minton N.P. The pMTL nic-cloning vectors. I. Improuved pUC polylinker regions to facilitate the use of sonicated DNA for nucleotide sequencing. 1988. Gene. V.68. P. 139-149.

77. ChangS., Cohen S.N. High frequency transformation of Bacillus subtilis protoplasts by plasmid DNA. Mol.Gen.Genet. 1979. V.168. P.lll-115.

78. Chao L., Qiyu B., Fuping S., Ming S., Dafang H., Guiming L., Ziniu Y. Complete nucleotide sequence of pBMB67, a 67-kb plasmid from Bacillus thuringiensis strain YBT-1520. Plasmid. 2007. V.57. P.44-54.

79. Chen Y., Erickson P. In vitro assembly studies of FtsZ/tubulin-like proteins (TubZ) from Bacillus plasmids. J.Biol.Chem. 2008. V.283. P.8102-8109.

80. Christie P.J. Type IV secretion: intercellular transfer of macromolecules by systems ancestrally related to conjugation machines. Molec.Microbiol. 2001. V.40. P.294-305.

81. Christie P.J., Atmakuri K., Krishnamoorthy V., Jakubowski S., Cascales E. Biogenesis, architecture, and function of bacterial type IV secretion system. Annu. Rev. Microbiol. 2005. V.59. P.451-485.

82. Christie P. J., Cascales, E. Structural and dynamic properties of bacterial type IV secretion systems (review). Mol. Membr. Biol. 2005. V.22. P.51-61.

83. Christie-Oleza J.A., Lanfranconi M.P., Nogales B., Lalucat J., Bosch R. Conjugative interaction induces transposition of \SPst9 in Pseudomonas stutzeri. J.Bacteriol. 2009. V.191. P.1239-1247.

84. Clark A. J., and Warren G. J. Conjugal transmission of plasmids. Annu. Rev. Genet. 1979. V.13. P.99-125

85. Clewell D.B., Jaworski D.D., Flartnagan S.E., Zitzow L.A., Su Y.A. The conjugative transposon Tn916 of Enterococcus faecal is: structural analysis and some key factors involved in movement. Dev. Biol. Stand. 1995. V.85. P.l 1-17.

86. Clewell D.B. Properties of Enterococcus faecalis plasmid pAD, a member of a widely dessiminated family of feromone-responding, conjugative, virulence elements encoding cytolysin. Plasmid. 2007. V.58. P.205-227.

87. Cooper T.F., Heinemann J.A. Postsegregational killing does not increase plasmid stability but acts to mediate the exclusion of competing plasmids. Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 2000. V.23. P.12643-13648.

88. Dai Z., Sirard J.-C., Mock M., Koehler T. M. The atxA gene product activates transcription of the anthrax toxin genes and is essential for virulence. Mol. Microbiol. 1995. V.16. P.l 171—1181.

89. Darabi A., Forough R„ Bhardwaj G., Watabe M., Goodarzi G., Gross S.C., Watabe K. Identification and nucleotide sequence of the minimal replicon of the low-copy-number plasmid pBS2. Plasmid. 1989. V.22. P.281-286.

90. De Boever E.H., Clewell D.B., Fraser CM. Enterococcus faecalis conjugative plasmid pAM373: complete nucleotide sequence and genetic analyses of sex pheromone response. Molec.Microbiol. 2000. V.37. P.1327-1341.

91. Del Solar G., Moscoso M., Espinosa M. Rolling-circle replicating plasmids from grampositive and -negative bacteria: a wall falls. Mol.Microbiol. 1993. V.8. P.789-796.

92. Del Solar G., Acebo P., Espinosa M. Replication control of plasmid pLSl: efficient regulation of plasmid copy number is exerted by the combined action of two plasmid components, CopG and RNAII. Mol.Microbiol. 1995. V. 18. P.913-924.

93. Del Solar G., Giraldo R., Riuz-Echevarria M.J., Espinosa M., Diaz-Orejas R. Replication and control of circular bacterial plasmids. MicrobiolMolec.Biol.Rev. 1998. Y.62. P.434-464.

94. Del Solar G., Espinosa M. Plasmid copy number control: an ever-growing story. Molec. Microbiol. 2000. V.37. P.492-500.

95. Devine K.M., Hogan S.T., Higgins D.G., McConnell D.J. Replication and segregational stability of Bacillus plasmid pBAAl. J.Bacteriol. 1989. V.171. P.l 166-1172.

96. Di Franco C., Pisaneschi G., Beccari E. Molecular analysis of two rolling-circle replicating cryptic plasmids, pBMYdx and pBMYl, from the soil gram-positive Bacillus mycoides. Plasmid. 2000. V.44. P.280-284.

97. Dobritsa A.P., Dobritsa S.V., Tanyashin V.I. Isolation and characterization of plasmid from the Bacillus brevis var Q.-B. cells. Mol. Gen. Genet 1978. V.164. P.195-204.

98. Dougherty B.A., Hill C., Weidman J.F., Richardson D.R., Venter J.C., Ross R.P. Sequence and analysis of the 60 kb conjugative, bacteriocin-producing plasmid pMRCOl from Lactococcus lactis DCP3147. Molec.Microbiol. 1998. V.29. P.1029-1038.

99. Draper O., Cesar C.E., Machon C., de la Cruz F., Lloza M. Site-specific recombinase and integrase activities of a conjugative relaxase in recipient cells. Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 2000. V.102, P.16385-16390.

100. Ehrlich S.D. Replication and expression of plasmids from Staphylococcus aureus in Bacillus subtilis. Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 1977. V.74. P.1433-1436.

101. Firth N., Ippen-Ihler K., Skurray R.A. Structure and function of the F factor and mechanism of conjugation. In: Escherichia coli and Salmonella cellular and molecular biology. ASM Press, Washington, D.C. 1996. P. 2377-2401.

102. Flannagan S.E., Zitzow L.A., Su Y.A., Clewell D.B. Nucleotide sequence of the 18-kb conjugative transposon Tn916 from Enterococcus faecalis. Plasmid. 1994. V.32. P.350-354.

103. Franke A. E., Clewell D. B. Evidence for a chromosome-borne resistance transposon (Tn916) in Streptococcus faecalis that is capable of "conjugal" transfer in the absencc of a plasmid. J. Bacteriol. 1981. V. 145. P.494-502.

104. Frost L., Ippen-Ihler K., Skurray R.A. Analysis of the sequence and gene products of the transfer region of the F sex factor. Microbiol.Rev. 1994. Y.58, P. 162-210.

105. Gamel P.H., Piot J.C. Characterization and properties of a novel plasmid vector for Bacillus thuringiensis displaying compatibility with host plasmids. Gene. 1992. V120. P. 17-26.

106. Garcillan-Barcia M.P., de la Cruz F. Why is entry exlusion an essential feature of conjugative plasmids? Plasmid. 2008. V.60. P.l-18.

107. Garcillan-Barcia M.P., Francia M.V., de la Cruz F. The diversity of conjugative relaxases and its application in plasmid classification. FEMS Microbiol.Rev. 2009. V.33. P.657-687.

108. Gasson M.G., Swindell S., Maeda S., Dodd H.M. Molecular rearrangement of lactose plasmid DNA associated with high-frequency transfer and cell-aggregation in Lactococcus lactis 111. Mol.Microbiol. 1992. V.6. P.3213-3223.

109. Geist C., Brantl S. Tra M protein of plasmid RI: in vitro selection of the target region reveals two consensus 7 bp binding motifs spaced by a 4 bp linker of defined sequence. Plasmid. 2008. V.59. P.20-35.

110. Gennaro M.L. Genetic evidence for replication enhancement from a distance. Proc.Natl.Acad,Sci.USA. 1993. V.90. P.5529-5533.

111. Gleave A., Mountains A., Thomas C. Use of a novel cassette to label phenotipically a cryptic plasmid of Bacillus subtilis and map loci involved in its stable maintenance. J. of Gen. Microbiol. 1990. V.136. P.905-912.

112. Gomis-Ruth F.X., Moncalian G., de la Cruz F., Coll M. Conjugative plasmid protein TrwB, an integral membrane type IV secretion system coupling protein. J.Biol.Chem. 2002. V.277. P.7556-7566.

113. Gonzalez J., Carlton B.C. A large transmissible plasmid is required for crystal toxin production in Bacillus thuringiensis subsp.israelensis. Plasmid. 1984. V.ll. P.38-38.

114. Grandjean V., Nguen J., Hauck Y., Hirschbein L. Establishment of a new replicon generated from an integrational plasmid and a cxyptic pUBllO origin-like region in Bacillus subtilis. Plasmid. 1993. V.30. P.l-30.

115. Grass A., Ehrlich S.D. The family of highly interralated single-stranded deoxyribonucleic acids plasmids. 1989. Microbiol.Rev. V.53. P.231-241.

116. Green B.D., Battisti L., Thome C.B. Involvement of Tn 4430 in transfer of Bacillus anthracis plasmids mediated by Bacillus thuringiensis plasmid pX012. J. Bacterid. 1989. V.171. P.104-113.

117. Grohmann E., Muth G., Espinosa M. Conjugative plasmid transfer in gram-positive bacteria. Microbiol.Molec.Biol.Rev. 2003. V.67. P.277-301.

118. Guerout-Fleury A.-M., Shazand K, Frandsern N., Stagier P. Antibiotic-resistance cassettes for Bacillus subtilis. 1995. Gene. V.167. P.335-336.

119. Guglielmetti S., Mora D., Manachini P.L., Parini C. Genetic relationship among Bacillus licheniformis rolling-circle-replicating plasmids and complete nucleotide sequence of pBL63.1, an atypical replicon. Plasmid. 2005. V.54. P.93-103.

120. Haima P., Sinderen D., Schotting H., Bron S., Venema G. Development of a p-galactosidase a-complementation system for molecular cloning in Bacillus subtilis. Gene. 1990. V.86. P. 63-69.

121. Haima P., Bron S., Venema G. Novel plasmid marker rescue transformation system for molecular cloning in Bacillus subtilis enabling direct selection of recombinants. Molec.Gen.Genet. 1990. V.223. P.185-191.

122. Ilames B.D., Higgins S.J. Nucleic acid hybridization. A practical approach. IRL Press.

123. Helgason E. Okstad O.A., Caugant D.A.,Johansen H.A., Fouet A., Mock M, Hegna I., Kolsto A.B. Bacillus anthracis, Bacillus cereus, and Bacillus thuringiensis one species on the basis of genetic evidence. Appl.Environ.Microbiol. 2000. V.66. P.2627-2630.

124. Helmann J.D. Complication and analysis of Bacillus subtilis sigma A-dependent promoter sequences: evidence extended contact between RNA polymerase and upstream promoter DNA. //Nucl. Acid Res. 1995. v. 23. p. 2351-2360.

125. Hofemeister J., Israeli-Reehar M., Dubnau D. Integration of plasmid pE194 at multiple sites on the Bacillus subtilis chromosome. Mol. Gen. Genet. 1983. V.189. P.58-68.

126. Hoflack L., Wilcks A., Andrup L., Mahillon J. Functional insights into pGI2, a cryptic rolling-circle replicating plasmid from Bacillus thuringiensis. Microbiology. 1999. V.145. P.1519-1530.

127. Holtwick R., von Walbrunn A., Keveloh H., Meinhardt F. A novel rolling-circle replicating plasmid from Pseudomonas putida P8: molecular characterization and use as vector. Microbiology. 2001. V.147. P.337-344.

128. Hoshino T., Ikeda T., Narushima H., Tomizuka N. Isolation and characterization of antibiotic-resistance plasmids in thermophilic bacilli. Can. J. Microbiol. 1985a. V.31. P.339-345.

129. Hoshino T., Ikeda T„ Tomizuka N., Furukawa K. Nucleotide sequence of the tetracycline resistance gene of pTHT15, a thermophilic Bacillus plasmid: comparison with staphylococcal TcR controls. Gene. 1985b. V.37. P.131-138.

130. Hoshino T., Ikeda T., Furukawa K., Tomizuka N. Genetic relationship between pUBllO antibiotic-resistance plasmids obtained from thermophilic bacilli. Can. J. Microbiol. 1985c. V.31. P.614-619.

131. Hu X., Hansen B.M., Yuan Z., Johansen J.E., Eilenberg J., Hendriksen N.B., Smidt L„ Jensen G.B. Transfer and expression of the mosquitocidal pBtoxis in Bacillus cereus group strain. FEMS Microbiol.Lett. 2005. V.245. P.239-247.

132. Huang J., Guo S., Mahillon J., Van der Auwera G., Wang L., Han D., Yu Z, Sun M. Molecular characterization of a DNA fragment harboring the replicon of pBMB165 from Bacillus thuringiensis subsp. tenebrionis. BMC Genomics. 2006. V.7.270.

133. Imanaka T., Fujii M., Aiba S. Isolation and characterization of antibiotic resistance plasmids from thermophilic bacilli and construction of deletion plasmids. J. Bacterid. 1981. V.146. P.1091-1097.

134. Jmanaka T., Ano T., Fujii M, Aiba S. Two replication determinants of an antibiotic-resistance plasmids, pTB19, from a thermophilic bacillus. J. Gen. Microbiol. 1984. V.130. P.1399-1408.

135. Janniere L., BruandC., Ehrlich S. D . Structurally stable Bacillus subtilis cloning vectors. Gene. 1990. V.87. P.53-61.

136. Janniere L., Gruss A., Ehrlich S. Plasmids. In: Bacillus subtilis and other gram-positive bacteria: biochemistry, physiology and molecular genetics. Sonenshein A.L., Hoch J.A., Losick R., eds, Amer.Soc.for Microbiol. 1993. Washington, D.C. P.625-644.

137. Jaworski D. D., Clewell D. B. A functional origin of transfer (oriT) on the conjugative transposon Tn916. J. Bacteriol. 1995. Y.177. P.6644-6651.

138. Khan S.A. Plasmid rolling-circle replication: highlights of two decades of research. Plasmid. 2005. V.53. P.126-136.

139. Kimura K, Inatsu Y., Itoh Y. Frequency of the insertion sequence IS4&zd among Bacillus subtilis strains isolated from fermented soybean foods in Southeast Asia. Biosci.Biotechnol.Biochem. 2002. Y.66. P. 1994-1996.

140. Kimura K, Itoh Y. Determination and characterization of IS45ral-insertion loci and identification of a new insertion sequence element of the IS256 family in a natto starter. Biosci.Biotechnol.Biochem. 2007. V.71. P.2458-2464.

141. Koehler T.M., Torne C.B. Bacillus subtilis (natto) plasmid pLS20 mediates interspecies plasmid transfer. ¿Bacterid. 1987. V.169. P.5271-5278.

142. Kramer M.G., Espinosa M„ Misra T.K, Khan S.A. Characterization of a single-strand origin, ssoU, required for broad host range replication of rolling-circle plasmids. Mol.Microbiol. 1999. V.33. P.466-475.

143. Kunnimalaiyaan M., Stevenson D.M., Zhou Y., Vary P.S. Analysis of the replicon region and identification of a rRNA operon on pBM400 of Bacillus megaterium QM B1551. Molec.Microbiol. 2001. Y.39. P.1010-1021.

144. Kunnimalaiyaan M., Vary P.S. Molecular characterization of plasmid pBM300 from Bacillus megaterium QM B1551. Appl.Eviron.Microbiol. 2005. V.71. P.3068-3076.

145. Kurenbach B., Bohn C., Abudukerim M., Szewzyk U., Grohmann E. Intergenic transfer of the Enterococcus faecalis plasmid pIP501 to Escherichia coli and Streptomyces lividans and sequence analysis of its tra region. Plasmid. 2003. V.50. P.86-93.

146. Kuroki A., Ohtani N., Tsuge K, Tomita M., Itaya M. Conjugational transfer system to shuttle giant DNA cloned by Bacillus subtilis (BGM) vector. Gene. 2007. V.399. P.72-80.

147. KwakJ. H., Weisblum B. Regulation of plasmid pE194 replication: control of cop-repF operon transcription by Cop and of repF translation by countertranscript RNA. J. Bacteriol. 1994. V.176. P. 5044-5051.

148. Lacey R, Chopra I. Genetic studies of a multiresistant strain of Staphylococcus aureus. J.Med.Microbiol. 1974. Y.7. P.285-297.

149. Lambert C.M., Hyde H., Strike P. Conjugal mobility of the multicopy plasmids NTP1 and NTP16. Plasmid. 1987. Y.18. P.99-110.

150. Lanka E., Wilkins B. DNA processing reactions in bacterial conjugation. Ann.Rev.Biochem. 1995. V.64, P. 141-169.

151. Lederberg J., Tatum E.L. Gene recombination in E. coli. Nature. 1946. V.158. P.558.

152. Lee C.A., BabicA., Grossman A.D. Autonomous plasmid-like replication of a conjugative transposon. Molec. Microbiol. 2010. V.75. P.268-279.

153. Le Hegarat J. C., Anagnostopulos C. Detection and characterization of naturally occuring plasmids in Bacillus subtilis. Mol. Gen. Genet 1977. V.157. P.167-174.

154. Lereclus D., Lecadet M.M., Ribier J., Dedonder R. Molecular relationships among plasmids of Bacillus thuringiensis: conserved sequences through 11 cristalliferous strains. Mol. Gen.Genet. 1982. V.186. P. 391-398.

155. Lereclus D., GuoS., Sanchis V., Lecadet M.-M. Characterization of two Bacillus thuringiensis plasmids whose replication is thermosensitive in B. subtilis. FEMS Microbiol.Lett. 1988. V.49. P.417-422.

156. Lovett P.S., Bramucci M.G. Plasmid deoxyribonucleic acid in Bacillus subtilis and Bacillus pumilus. J. Bacteriol. 1975. V. 124. P.484-490.

157. Lovett P.S., Duvall E.J., Keggins K.M. Bacillus pumilus plasmid pPLlO: properties and insertion into Bacillus subtilis 168 by transformation. J. Bacteriol. 1976. V. 127. P.817-828.

158. MacDowell D.G., Mann N.H. Characterization and sequence analysis of a small plasmid from Bacillus thuringiensis var.kurstaki HD1-DIPEL. Plasmid. 1991. V.25. P.l 13-120.

159. Mahillon J., Chandler M. Insertion sequences. Microbiol.Molec.Biol.Rev. 1998. V.62. P.725-774.

160. Marenda M., Barbe V., Gourgues G., Mangenot S., Sagne E., Citti C. A new integrative conjugative element occurs in Mycoplasma agalactiae as chromosomal and free circular forms. J. Bacteriol. 2006. V.188. P.4137-4141.

161. Mason V.P., StrettN., Hassanali T., OsbornA.M. Diversity and linkage of replication and mobilization genes in Bacillus rolling-circle replicating plasmids from diverse geographical origins. FEMS Microbiol.Ecol. 2002. V.42. P.235-241.

162. Meijer W.J.J., de Boer A. J., van Tongeren S., Venema G., Bron S. Characterization of the replication region of the Bacillus subtilis plasmid pLS20: a novel type of replicon. Nucl.Acids Res. 1995b. V.23. P.3214-3223.

163. Moller-Jensen J., BorchJ., DamM., Jensen R.B., Roepstorff P., Gerdes K. Bacterial mitosis. 2003. Mol.Cell. V.12. pl477-1487.

164. Monod M., Denoya G., Dubnau D. Sequence and properties of pIM13, a macrolide-lincosamide-streptogramin B resistance plasmid. J. Bacteriol. 1986. V.167. P.138-147.

165. Morton T. M., Eaton D. M., Johnston J. L., Archer G. L. DNA sequence and units of transcription of the conjugative transfer gene complex (trs) of Staphylococcus aureus plasmid pGOl. J. Bacteriol. 1993. V.175. P. 4436-^*447.

166. Muller A.K., Rojo S„ Alonso J.C. The level of the pUBl 10 replication initiatior protein is autoregulated, wich provides an additional control for plasmid copy number. Nucleic Acids Res. 1995. V.23. P.1894-1900.

167. NagaiT., Tran L.-S.P., Inatsu Y., Itoh Y. A new IS4 family insertion sequence, IS4Ä?wl, responsible for genetic instability of poly-y-glutamic acid production in Bacillus subtilis. J.Bacteriol. 2000. Y.182. P.2387-2392.

168. Nguyen H.H., Nguyen A.D., Ferreire R.C., Ferreira L.C.S., Tran L.T., Schumann W. Construction of plasmid-based expression vectors for Bacillus subtilis exhibiting full structural stability. Plasmid. 2005. V.54. P.241-148.

169. Noirot-Gros M.F., Bidnenko V., Ehrlich S.D. Active site of the replication protein of the rolling circle plasmid pC194. The EMBO J. 1994. V.13. P.4412-4420.

170. Okinaka, R., Cloud K, Hampton., Hoffmaster A. R„ Hill K., Keim P., Koehler T., Lamke G., Kumano S., Manter D., Martinez Y., Ricke D., Svensson R., Jackson P. Sequence, assembly and analysis of pXOl and pX02. J.Appl.Microbiol. 1999a. V.87. P.261-262.

171. Osborn A.M., Boltner D. When phage, plasmids, and transposons collide: genomic islands, and conjugative- and mobilizable-transposons as a mosaic continuum. Plasmid. 2002. Y.48. P.202-212.

172. Oskam L., Hillenga D.J., Venema G., Bron S. The large Bacillus plasmid pTB19 contains two integrated rolling-circle plasmids carrying mobilization functions. Plasmid. 1991. V.26. P.30-39.

173. Ozawa K, Iwahana H. Involvement of a transmissible plasmid of heat-stable exotoxin and delta-endotoxin in Bacillus thuringiensis subspecies darmstadiensis. Curr.Microbiol. 1986. V.13. P.337-340.

174. Panned J., Okinaka R.T., Sabin R., Kuske C.R. Bacillus anthracis pXOl plasmid sequence conservation among closely related bacterial species. J. Bacteriol. 2002. V.184. P.134-141.

175. Parini C., Fortina M.G., Manachini P.L., de Rossi E., Riccardi G. Detection and characterization of naturally occurring plasmids in Bacillus licheniformis. FEMS Microbiol.Lett. 1991. V.81. P.329-334.

176. Parini G, Guglielmetti S., Mora D., Ricci G. Complete sequence and structural organization of pFL5 and PFL7, two cryptic plasmids from Bacillus licheniformis. Plasmid. 2004. V.51. P. 192-202.

177. Perego M., Brannigan J. A. Pentapeptide regulation of aspartylphosphate phosphatases. Peptides. 2001. V.22. P.1541-1547.

178. PolakJ., NovickR. Closely related plasmids from Staphylococcus aureus and soil bacilli. Plasmid. 1982. V.7. P. 152-162.

179. Pomerantsev A.P., Camp A., Leppla S.H. A new minimal replicon of Bacillus anthracis plasmid pXOl. J.Bacteriol. 2009. V.191. P.5134-5146.

180. Projan S.J., Novick R. Comparative analysis of five related Stapylococcal plasmids. Plasmid. 1988. V.19. P.203-221.

181. Pujol C., ChedinF., Ehrlich S.D., Janniere L. Inhibition of a naturally occurring rolling-circle replicon in derivatives of the theta-replicating plasmid pIP501. Molec.Microbiol. 1998. V.29. P.709-718.

182. Reddy A., Battisti L., Thome C.B. Identification of self-transmissible plasmids in four Bacillus thuringiensis subspecies. J.Bacteriol. 1987. V.169. P.5263-5270.

183. Reisner A., Holler B.M., Molin S., Zehner E.L. Synergistic effects in mixed Escherichia coli biofilms: conjugative plasmid transfer drives biofilm expansion. J.Bacteriol. 2006. V.188. P.3582-3588.

184. Rosso M.-L., Vary P.S. Distribution of Bacillus megaterium QM B1551 plasmids among other B.megaterium strains send Bacillus species. Plasmid. 2005. V.53. P.205-217.

185. Sakaya N., Kaneco S., Matsunaga S., Itaya M. Experimental basis for a stable plasmid, pLS30, to shuttle between Bacillus subtilis species by conjugational transfer. J.Biochem. 2006. V.139. P.557-561.

186. Salyers A.A., Shoemaker N.B., Stevens A.M., Li L.-Y. Conjugative transposons: an unusual and diverse set of integrated gene transfer elements. Microbiol. Rev. 1995. V.59. P.579-590.

187. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 1977. Y.74. P.5463-5467.

188. Scheer-Abramowitz, J., T. J. Gryczan, and D. Dubnau. Origin and mode of replication of plasmids pE194 and pUBl 10. Plasmid. 1981. V.6. P.67-77.

189. Scholle M.D., White C.A., Kunnimalaiyaan M., Vary P.S. Sequencing and characterization of pBM400 from Bacillus megaterium QM B1551. Appl.Eviron.Microbiol. 2003. V.69. P.6888-6898.

190. Schroder G., Lanka E. The matting pair formation system of conjugative plasmids A versatile secretion machinery for transfer of proteins and DNA. Plasmid. 2005. V.54. P.l-25.

191. Schwarz F., Perreten V, Teuber M. Sequence of the 50-kb conjugative multiresistance plasmid pRE25 from Enterococcus faecalis RE25. Plasmid. 2001. V.46. P. 170-187.

192. Seery L.T., Nolan N.C., Sharp P.M., Devine K.M. Comparative analysis of the pC194 group of rolling circle plasmids. Plasmid. 1993. V.30. P.185-196.

193. Salinger L.B., McGregor M.F., Khachatourians G.G., Hynes M.F. Mobilization of closely related plasmids pUBl 10 and pBC16 by Bacillus plasmid pX0503 requires transacting open readinf frame f3. J.Bacteriol. 1990. V.172. P.3290-3297.

194. Simpson F.E., Skurray R.A., Firth N. A single gene on the staphylococcal multiresistance plasmid pSK41 encodes a novel partitioning system. J.Bacteriol. 2003. Y.185. P.2143-2152.

195. Southern E.M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis. J.Mol.Biol. 1975. V.98. P.503-517.

196. Spizizen J. Transformation of biocamicalli deficient strains of Bacillus subtilis by deoxiribonucleate. Proc.Nat.Acad.Sci.USA. 1958. V.44. P.1072-1078.

197. Srivatsan A., Han Y., Peng J., Tehranchi A.K., Gibbs R., Wang J.D., Chen R. High-precision, whole-genome sequencing of laboratory strains facilitates genetic studies. PLoS Genet. 2008. V.4. 8.

198. Stahl S.R. Plasmids in Bacillus stearothermophilus coding for bacteriocinogeny and temperature resistance. Plasmid. 1991. V.26. P.94-107.

199. Stenz R., Gasson M., Shearman C. The Tra domain of the Lactococcal CluA surface protein is a unique domain that contributes to sex factor DNA transfer. J.Bacteriol. 2006. V.188. P.2106-2114.

200. Stroms ten N. J., Benson S. D., Burnett R. M., BamfordD.H., Bamford J.K.H. The

201. Bacillus thuringiensis linear double-stranded DNA phage Bam35, which is highly similar to the Bacillus cereus linear plasmid pBClinl5, has a prophage state. J. Bacteriol. 2003. V.185.P. 6985-6989.

202. Szpirer C., Top E., Couturier M., Mergeay M. Retrotransfer or gene capture: a feature of conjugative plasmids, with ecological and evolutionary significance. Microbiology. 1999. V.145. P. 3321-3329.

203. Tanaka T., Koshikawa T. Isolation and characterization of four types of plasmids from B. subtilis (natto). J. Bacteriol. 1977. V.131. P. 699-701.

204. Tanaka T., Kuroda M., Sakaguchi K. Isolation and characterization of four plasmids from B.subtilis. J. Bacteriol. 1977. V.129. P.M87-1494.

205. Tanaka T., Oguro M. A novel Bacillus natto plasmid pLS32 capable of replication in Bacillus subtilis. FEBS Letters. 1998. V.422. P.243-246.

206. Tanaka T., Ishida H., Maehara T. Characterization of the replication region of plasmid pLS32 from the natto strain of Bacillus subtilis. J.Bacteriol. 2005. V.187. P.4315-4326.

207. Tang M„ Bideshi D.K., Park H.-W., Federici B.A. Minireplicon from pBtoxis of Bacillus thuringiensis subsp. israelensis. Appl.Environ.Microbiol. 2006. V.72. P.6948-6954.

208. Telford J.L., Barocchi M.A., Margarit R., Grandi G. Pili in gram-positive pathogens. Nat.Rev.Microbiol. 2006. V.4. P.509-519.

209. I.Thomas CM. Paradigm of plasmid organization. Mol.Microbiol. 2000. V.37. P.485-491.

210. Thomas D.J.I., Morgan J.A.W., Whipps J.M., Saunders JR. Plasmid transfer between Bacillus thuringiensis subsp. israelensisn strains in laboratory culture, river water, and dipteran larvae. Appl.Environ.Microbiol. 2001. V.67. P.330-338.

211. Thompson J.K., Collins M.A. Completed sequence of plasmid pIP501 and origin of spontaneous deletion derivatives. Plasmid. 2003. V.50. P.28-35.

212. Timmery S., Modrie P., Minet O., Mahillon J. Plasmid capture by the Bacillus thuringiensis conjugative plasmid pX016. J. Bacteriol. 2009. V. 191. P.2197-2205

213. Tinsley E., Naqvi A., Bourgogne A., Koehler T., Khan S. Isolation of a minireplicon of the virulence plasmid pX02 of Bacillus anthracis and characterization of the plasmid-encoded RepS replication protein. J. Bacteriol. 2004. V.186. P.2717-2723.

214. Tinsley E., Khan S.A. A novel FtsZ-like protein is involved in replication of the anthrax toxin-encoding pXOl plasmid in Bacillus anthracis. J.Bacteriol. 2006. 188. P.2829-2835.

215. Tinsley E., Khan S. A. Bacillus anthracis-based in vitro system supports replication of plasmid pX02 as well as rolling-circle-replicating plasmids. Appl.Environ.Microbiol. 2007. V.73. P.5005-5010.

216. Titok M.A., Chapius J., Selezneva Y.V., Lagodich A.V., Prokidevich V.A., Ehrlich S.D., Janniere L. Bacillus subtilis soil isolates: plasmid replicon analysis and construction of a new theta-replicating vector. Plasmid. 2003. Y.49. P.53-62.

217. Tjalsma K, van den Dolder J., Meijer W.J.J., Venema G., Bron S., van Dijl J.M. The plasmid-encoded signal peptidase SipP can functionalli replace the major signal peptidases SipS and SipT of Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 1999. V.142. P.2448-2454.

218. To mil a H., Yke Y. Genetic analysis of transfer-related regions of the vancomycin resistance Enterococcus conjugative plasmid pHTp: identification of ori'T and a putative relaxase gene. J.Bacteriol. 2005. Y.187. P.7727-7737.

219. Tourasse N.J., Stabell F.B., Reiter L., Kolsto A.-B. Unusual group II introns in bacteria of the Bacillus cereus group. J.Bacteriol. 2005. V.187. P.5437-5451.

220. Toussaint A., Merlin C. Mobile elements as a combination of functional modules. Plasmid. 2002. V.47. P.26-35.

221. Uozumi T., Ozaki A., Beppu T., Arima K. New cryptic plasmid of Bacillus subtilis and restriction analysis of other plasmids found by general screening. J.Bacteriol. 1980. V.142. P.315-318.

222. Van der Auwera G., Mahillon J. TiiXOl, a germination-associated class II transposon horn Bacillus anthracis. Plasmid. 2005. V.53. P.251-257.

223. Van der Auwera G. A, Andrup L., Mahillonl J. Conjugative plasmid pAW63 brings new insights into the genesis of the Bacillus anthracis virulence plasmid pX02 and of the Bacillus thuringiensis plasmid pBT9727. BMC Genomics. 2005. V.6. 103.

224. Van der Auwera G., Timmery S., Hoton F., Mahillon J. Plasmid exchanges among members of the Bacillus cereus group in foodstuffs. InternJ.Food Microbiol. 2007. V.113. P.164-172.

225. Van der Auwera G., Timmery S., Mahillon J. Self-transfer and mobilization capabilities of the pX02-like plasmid pBT9727 from Bacillus thuringiensis subsp. konkukian 97-27. Plasmid. 2008. V.59. P.134-138.

226. Vogel J., Andrew II., Wong S., Isberg R. Conjugative transfer by the virulence system of Legionella pneumophila. Science. 1998. V.279. P.873-876.

227. Waters V.L. Conjugation between bacterial and mammalian cells. Nature Genetics. 2001. V.29. P.375-376.

228. Weaver K.E., Kwong S.M., Firth N., Francia M.V. The RepAN replicon of Grampositive bacteria: a family of broadly distributed but narrow host range plasmids. Plasmid. 2009. V.61. P.94-109.

229. Wilcks A., Jayaswal N., Lereclus II, Andrup L. Characterization of plasmid pAW63, a second self-transmissible plasmid in Bacillus thuringiensis subsp. kurstaki HD73. Microbiology. 1998. V.144. P.1263-1270.

230. Wiclks A., Smidt L., Okstad O.A., Kolsto A.-B., Mahillon J., Andrup L. Replication mechanism and sequence analysis of the replicon of the pAW63, a conjugative plasmid from Bacillus thuringiensis. J.Bacteriol. 1999. V.181. P.3193-3200.

231. Wilks A., Smidt L., Bahl M.I., Hansen B.M., Andrup L., Hendriksen N.B., Licht T.R. Germination and conjugation of Bacillus thuringiensis subsp. israelensis in the intestine of gnotobiotic rats. J.Appl.Microbiol. 2008. V.104. P.1252-1259.

232. Wu E., Jun L., Yuan Y., Yan J., Berry C., Yuan Z. Characterization of a cryptic plasmid from Bacillus sphaericus strain LP1-G. Plasmid. 2007. V.57. P.296-305.

233. Xiong Z., JiangY., Oi D., Lu H., Yang F„ Yang J., Chen L„ Sun L., Xu X, Xue Y., Zhu Y., Jin Q. Complete genome sequence of the extremophilic Bacillus cereus .strain Q1 with industrial applications. J.Bacteriol. 2009. V.191. P. 1120-1121.

234. Yasukawa H., Hase T„ Sakai A., Masamune Y. Rolling-circle replication of the plasmid pKYM isolated from a Gram-negative bacterium. Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 1991. V.88. P.10282-10286.

235. Yeo H.-J., Waksman G. Unveiling molecular scaffolds of the type IV secretion system. ¿Bacterid. 2004. V.186. P.1919-1926.

236. Yoshimura K, Yamamoto O., Seki T., Oshima Y. Distribution of heterogeneous and homologous plasmids in Bacillus spp (corrected version). Appl. Environ. Microbiol. 1983. V.46. P.1268-1275.

237. Yuan Y.M., Hu X.M., Liu H.Z., Hansen B.M., Yuan Z.M. Kinetics of plasmid transfer among Bacillus cereus group strains within lepidopteran larvae. Arch.Microbiol. 2007. V.187. P.425-431.

238. Zawadzki P., Riley M.A., Cohan F.M. Homology among nearly all plasmids infecting three Bacillus species. ¿Bacterid. 1996. V.178. P.191-198.

239. Zhao A.C., Ansari R.A., Schmidt M.C., Khan S.A. An oligonucleotide inhibits oligomerization of a rolling circle initiator protein at the pT181 origin of replication. J.Biol.Chem. 1998. V.273. P.16082-16089.