Генетическая вариабельность микобактерий туберкулезного комплекса: роль в биологии, эпидемиологии и контроле тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, доктор наук Шитиков Егор Александрович

• Шитиков Егор Александрович
• доктор наук
• 2024

Оглавление диссертации доктор наук Шитиков Егор Александрович

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность и степень разработанности темы исследования

Цель и задачи исследования

Научная новизна исследования

Теоретическая и практическая значимость

Методология и методы исследования

Основные положения диссертации, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Публикации

Персональный вклад автора

Структура и объем диссертационной работы

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общая характеристика микобактерий туберкулезного комплекса

1.2. Генетические особенности представителей комплекса

1.3. Методы типирования MTBC

1.3.1. Анализ полиморфизма длины рестрикционных фрагментов IS6110

1.3.2. Сполиготипирование

1.3.3. MIRU-VNTR типирование

1.3.4. Анализ протяженных делеций

1.3.5. Анализ однонуклеотидных полиморфизмов

1.4. Эволюция MTBC

1.5. Филогенетическая структура MTBC

1.5.1. Структура MTBC, адаптированных к животным

1.5.2. Популяционная структура MTBC, адаптированных к человеку

1.6. Биологические последствия разнообразия MTBC

1.6.1. Изменения на уровне экспрессии генов и синтеза белков

1.6.2. Различия в бактериальном росте

1.6.3. Иммунологические последствия разнообразия MTBC

1.7. Разнообразие штаммов и эволюция лекарственной устойчивости

1.8. Кандидаты в противотуберкулезные препараты как перспектива контроля заболевания

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Бактериальные штаммы и образцы ДНК

2.2. Оценка антимикробного действия потенциальных противотуберкулезных препаратов

2.3. Геномные последовательности

2.4. Амплификация и секвенирование фрагментов генома M. tuberculosis

2.5. Полногеномное секвенирование

2.6. Транскриптомные исследования

2.6.1. Выделение РНК

2.6.2. РНК-секвенирование

2.7. Биоинформатическая обработка данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Коллекция геномных последовательностей охарактеризованных образцов MTBC

3.2. Унифицированная классификация MTBC на основе однонуклеотидных полиморфизмов

3.3. Наиболее полная карта регионов отличий MTBC

3.4. Генетические особенностиM. tuberculosis линии

3.4.1. НоменклатураM. tuberculosis линии 2 на уровне однонуклеотидных полиморфизмов

3.4.2. ОсобенностиM. tuberculosis линии 2 на уровне RD

3.4.3. Геномные особенностиM. tuberculosis линии 2 на уровне IS6110

3.5. M. tuberculosis L2.2.M4.5 (Beijing B0/W148) как пример "успешной" популяции

3.5.1. Эволюция лекарственной устойчивостиM. tuberculosis L2.2.M4

3.6. Лиганды к G-квадруплексам как потенциальные противотуберкулезные препараты

3.6.1. Поиск вероятных G4-формирующих последовательностей

3.6.2. Исследование антимикробной активности лигандов к G4

3.6.3. Влияние лигандов на экспрессию генов, связанных с G4s

3.6.4. Изменения в экспрессии систем репликации и репарации ДНК, опосредованные

лигандами G4

3.6.5. Функциональный анализ дифференциально экспрессирующихся генов

4. ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. Специфические SNPs как удобные маркеры популяции

4.2. RDs - вытесненный маркер эволюции

4.3. Генетическое разнообразиеM. tuberculosis линии 2: от эпидемиологии к биологии

4.3.1. SNPs для фундаментальной и прикладной науки

4.3.2. Роль IS6110 и RDs в эволюцииM. tuberculosis линии

4.4. G4 как потенциальные антимикробные мишени

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЯ

Приложение 1. Наиболее значимые публикации для составления выборки образцов

Приложение 2. Распределение образцов по странам

Приложение 3. Коллекция 670 образцов, включающая все разнообразие MTBC

Приложение 4. Филогенетические деревья отдельных линий MTBC

Приложение 5. SNP-баркоды для дифференциации MTBC

Приложение 6. Образцы для анализа регионов отличия

Приложение 7. Наиболее полный список регионов отличия

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Генетическая вариабельность микобактерий туберкулезного комплекса: роль в биологии, эпидемиологии и контроле»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность и степень разработанности темы исследования

Согласно данным Всемирной организации здравоохранения за 2021 год, туберкулез, вызываемый микобактериями туберкулезного комплекса (от англ. Mycobacterium tuberculosis complex, MTBC) является 13м в общем списке причин смертности населения и вторым (после COVID-19) среди инфекционных заболеваний [1]. К основным факторам, влияющим на распространенность туберкулеза в мире, относят развитие эпидемии ВИЧ, распространение лекарственно-устойчивых форм, усиление миграционных процессов и недостаточная эффективность системы здравоохранения [2-4].

В сложившейся ситуации крайне необходимы исследования, направленные на понимание разнообразия и эволюции патогена, организацию систем быстрой диагностики, своевременное выявление лекарственно устойчивых изолятов, и в целом, информированную адекватную реализацию Национальных программ борьбы с туберкулезом. При этом следует отметить, что генетическому разнообразию патогена в последние годы уделяется всё большая роль в прогнозе исхода туберкулезной инфекции и заболевания в целом [5,6]. Наработки в этой области позволили получить новые данные о структуре популяции и эволюции патогена, а также о связи между генетическим фоном бактерии, популяциями людей и характеристиками заболевания [7,8]. Исследования показали, что представители MTBC в целом являются высоко клональными, однако их можно разделить на филогенетические линии с выраженным дифференциальным географическим распределением, что свидетельствует о тесной коэволюции с макроорганизмом [7,8]. Более того, все больше данных свидетельствует о том, что генетическое разнообразие оказывает значительное влияние на экспрессию отдельных генов, скорость роста, частоту возникновения лекарственной устойчивости, патогенность и иммуногенность отдельных штаммов [6]. Последнее может пролить свет на молекулярные детерминанты иммунной защиты хозяина и вирулентности патогена, что станет возможной мишенью для разработки новых противотуберкулезных препаратов и вакцин [9].

Для расшифровки генетического разнообразия MTBC в мире все шире используются молекулярно-генетические методы, и, в частности, полногеномное секвенирование (от англ. Whole Genome Sequencing, WGS). При этом высокоэффективное параллельное секвенирование быстро стало практически рутинным исследованием, часто применяемым в практике научного работника и клинициста [10]. WGS позволяет решать фундаментальные научные задачи, направленные на изучение генетической вариабельности микробной популяции [11], пластичности генома [12], исследовать происхождение, эволюцию, филодинамику и

филогеографию патогена [8]. Разрешающая способность метода, совместно с совершенствованием методик анализа однонуклеотидных полиморфизмов (от англ. single nucleotide polymorphism, SNP), дали возможность сформировать представление об основных филогенетических линиях и сублиниях M. tuberculosis [8], о популяциях убиквитарных "генералистов" и эндемичных "специалистов" [13], способных по-разному реализовывать свой геномный потенциал.

Полученные фундаментальные знания и постепенное удешевление метода также позволяют решать прикладные медицинские задачи: эпидемиологический мониторинг [14], оценка причин возникновения эпидемических вариантов возбудителя [15], изучение динамики распространения инфекции, как в популяции в целом, так и среди определенных групп населения [16]. Появляется все больше информации о возможности применения WGS вместо фенотипических тестов для определения лекарственной устойчивости микобактерий. Всемирная организация здравоохранения уже использует полногеномное секвенирование для эпиднадзора за лекарственной устойчивостью [14,17], а в некоторых странах активно внедряются системы персонализированного лечения на основе секвенирования клинического материала [18,19]. При этом WGS позволяет не только предсказать резистентность к противотуберкулезным препаратам с вероятностью более 95% [20-22], но и найти компенсаторные мутации, увеличивающие жизнеспособность клетки [23], а при исследовании клинического материала, оценить весь сопутствующий микробиом в результате метагеномного анализа [24].

Суммируя вышеизложенное необходимо отметить, что полногеномное секвенирование, дополненное биоинформационным анализом - не волшебная палочка, но мощный инструмент, позволяющий раскрыть генетическую вариабельность микроорганизма, и тем самым приблизиться как к пониманию фундаментальных проблем биологической эволюции, так и решению актуальных задач современной медицины.

Цель и задачи исследования

Цель исследования

Совершенствование систем генотипирования микобактерий туберкулезного комплекса для повышения достоверности ассоциации между генетическими и фенотипическими признаками патогена

Задачи исследования

1. реконструкция филогенетических взаимоотношений представителей MTBC с

учетом современных методов SNP-типирования;

2. разработка и валидация унифицированной номенклатуры MTBC;

3. создание исчерпывающей карты регионов отличий MTBC, соотнесение результатов с филогенетическим деревом на основе SNPs;

4. изучение популяционной структуры, геномной организации и филогеографии представителей M. tuberculosis линии 2;

5. исследование геномной организации и мутационного профиля изолятов M. tuberculosis сублинии L2.2.M4.5 (Beijing B0/W148) в ассоциации с фенотипом;

6. анализ антимикобактериальной активности и механизма действия G4-стабилизирующих соединений BRACO-19 и TMPyP4, как потенциальных противотуберкулезных препаратов.

Научная новизна исследования

Новизна исследования заключается в комплексности подхода к генотипированию MTBC. Работа, базирующаяся на использовании глобальной выборки охарактеризованных представителей микобактерий туберкулезного комплекса, собрала воедино разные методы типирования патогена на уровне однонуклеотидных полиморфизмов, регионов отличий и вставок IS6110. Для создания номенклатуры MTBC на уровне однонуклеотидных полиморфизмов впервые было переработано более 10 отдельных классификаций, что делает её самой современной из ныне существующих. В свою очередь исследование выборки на уровне SNPs с последующим соотнесением с регионами отличий (от англ. region of difference, RD) и IS 6110 позволило получить уникальные данные о геномной организации патогена, а также соотнести их с фенотипическими проявлениями. Подход предоставил возможность создать наиболее полную карту регионов отличий MTBC, что не было сделано ранее из-за отсутствия биоинформатических решений по поиску крупных делеций. На уровне IS6110 удалось получить уникальные данные о распространении повторяющегося элемента и соотнести их с эволюцией патогена.

Также несомненной новизной работы является детальное описание популяционной структуры и филогеографии представителей M. tuberculosis линии 2, а также углубленный анализ отдельной сублинии M. tuberculosis Beijing B0/W148. Использование данных полногеномного секвенирования и байесовских подходов позволило на новом уровне исследовать структуру популяции, время зарождения изолятов и возникновения устойчивости к отдельным противотуберкулезным препаратам. Также анализ позволил определить маркеры и создать ПЦР системы для быстрой идентификации представителей линии 2, распространенных на территории России.

Исследование геномной организации патогена позволило рассмотреть геном в качестве мишени для G4-стабилизирующих соединений. Научная новизна представленной работы базируется в первую очередь на реализации новаторского подхода по подавлению роста бактерий за счет действия на геномные G4. Исследования бактериальных G4 носят догоняющий характер по отношению к эукариотическим, и в этом плане решаемая задача в значительной степени новая. При этом оригинальность исследования также определяется техническим решением в части верификации механизмов антибактериального действия: определение транскрипционного ландшафта бактерий под действием субингибирующих концентраций G4 лигандов ранее не проводилось.

Теоретическая и практическая значимость

Фундаментальная значимость работы состоит в реализации углубленного исследования генетической вариабельности представителей MTBC. Анализ на уровне однонуклеотидных полиморфизмов позволил разработать наиболее полную современную унифицированную номенклатуру представителей комплекса. Классификация может лечь в основу фундаментальных исследований по соотнесению генетической вариабельности со специфическими признаками патогена. Также классификация может стать базисом для масштабных эпидемиологических исследований и анализа эволюционных процессов. На уровне регионов отличия для представителей MTBC предложена исчерпывающая карта специфических делеций, которые, как показывают последние исследования, связаны с фенотипическими проявлениями. Для M. tuberculosis филогенетической линии 2 составлена карта распространения повторяющегося элемента IS6110. Выявлены общие и специфические сайты интеграции для генотипов. Анализ позволил подтвердить механизм транспозиции элемента и обнаружил специфические рекомбинационные явления, не столь подробно описанные ранее. Полученные результаты могут быть использованы для исследования других линий патогена и выявления сайтов интеграции, связанных с фенотипическими особенностями той или иной популяции.

Практическая значимость работы заключается в возможности применения унифицированной номенклатуры для широкого круга задач. Так, к примеру, установление филогенетических границ популяции позволяет дифференцировать отдельные эпидемиологически значимые популяции, что продемонстрировано на M. tuberculosis сублинии Beijing B0/W148. Анализ популяционной структуры патогена, времени образования генотипа и устойчивости к противотуберкулезным препаратам может помочь в составлении рекомендаций по ведению пациентов. Не менее значима возможность разработки быстрых методов идентификации соответствующих групп изолятов: в работе продемонстрированы способы выявления основных

сублиний M. tuberculosis линий 2, распространенных на территории России. Также знание геномной организации позволило рассмотреть принципиально новый способ контроля инфекции, основанный на ингибирующем действии G4 стабилизирующих соединений. Показано влияние лигандов BRACO-19 и TMPyP4 на модельный микроорганизм M. smegmatis. В ходе анализа обнаружено, что воздействие G4-лигандов на бактериальные клетки приводит к изменению экспрессии существенного количества генов, как связанных с G4, так и нет. Работа может лечь в основу дальнейших исследований механизмов действия G4-лигандов.

Методология и методы исследования

В представленной работе был использован комплексный подход к исследованию популяционной структуры представителей MTBC. Анализ научной литературы проводился формально-логическими методами, в работу брались преимущественно публикации последних лет. Исследования осуществлялись общенаучными методами: в работе использовались микробиологические, молекулярно-генетические, биоинформационные и статистические методы исследований. Также в работе применялись специфические методы обработки данных, не опубликованные ранее.

Основные положения диссертации, выносимые на защиту

1. Современные методы SNP-типирования позволяют надежно дифференцировать все разнообразие MTBC на 169 линий и сублиний M. tuberculosis и M. africanum и 9 адаптированных к животным видов.

2. Пятиуровневая цифровая номенклатура MTBC, в совокупности с системой SNP-баркодов и набором референсных геномов, представляется наиболее удобной классификацией для дальнейших исследований патогена.

3. Распределение генотип-специфичных протяженных делеций в регионах отличий соответствует SNP-типированию, при этом для 79 делеций найдено точное совпадение с генотипами, что позволяет их рассматривать в качестве маркеров для генотипирования и определения функциональной роли в эволюции.

4. Унифицированная классификация представителей M. tuberculosis линии 2 позволяет дифференцировать 37 генотипов, соответствующих как геномной организации на разных уровнях (расположение RD и IS6110), так и географическому распределению отдельных популяций.

5. Распространение в геноме повторяющегося элемента IS 6110 коррелирует с эволюцией как на уровне регионов отличий, так и на уровне SNP, что обусловлено механизмом "копирование-вставка". Роль элемента в пластичности генома может быть недооценена в связи с детекцией неканонического механизма рекомбинации.

6. Представители M. tuberculosis сублинии L2.2.M4.5 (Beijing B0/W148) являются высоко адаптированной популяций, характеризующейся устойчивостью к значительному количеству противотуберкулезных препаратов и разнообразием компенсаторных мутаций.

7. 04-связывающие соединения BRACO-19 и TMPyP4 ингибируют ростM. smegmatis и M. tuberculosis и могут рассматриваться как потенциальные противотуберкулезные препараты. При этом согласно результатам транскриптомных исследований мишени действия лигандов отличаются, а связь со стабилизацией генов с квадруплексными структурами в своем составе не прослеживается.

Степень достоверности и апробация результатов

Высокая степень достоверности полученных результатов работы достигается достаточным объемом информации, взятым для исследования. Репрезентативность данных полногеномного секвенирования, а также уровень обработки соответствуют современным исследованиям, проводимым по тематике. Сформулированные положения и выводы логично обоснованы последовательным и многосторонним анализом; основные результаты по ходу всего текста соотносятся со схожими исследованиями последних лет.

Результаты исследований представлены и обсуждены на 25 российских и международных семинарах, конгрессах и конференциях в 2016-2023 гг.: Кашкинские чтения (Санкт-Петербург, Россия, 2016, 2017, 2018, 2019, 2020); 13 th International Conference on Molecular Epidemiology and Evolutionary Genetics of Infectious Diseases, MEEGIDXIII (Антверпен, Бельгия, 2016); V съезд физиологов СНГ. V съезд биохимиков России (Сочи, Россия, 2016); 38th Annual Congress of the European Society of Mycobacteriology (Sibenik, Croatia, 2017); Всероссийская научно-практическая конференция с международным участием "Молекулярная диагностика 2017" (Москва, Россия, 2017); Koch-Metshnikof Forum on Tuberculosis (Москва, Россия, 2017); 42nd FEBS Congress (Иерусалим, Израиль, 2017); 39th annual congress of the European Society of Mycobacteriology (Dresden, Germany, 2018); 14th International Conference on Molecular Epidemiology and Evolutionary Genetics of Infectious Diseases, MEEGID XIV (Ситжес, Испания, 2018); V Международная конференция "П0СТГЕН0М'2018" В поисках моделей персонализированной медицины (Казань, Россия, 2018); Международная конференция "Молекулярные основы эпидемиологии, диагностики, профилактики и лечения актуальных

инфекций" Посвящена 110-летию Санкт-Петербургского института имени Пастера (Санкт-Петербург, Россия, 2018); Международный конгресс "VII съезд Вавиловского общества генетиков и селекционеров, посвященный 100-летию кафедры генетики СПбГУ, и ассоциированные симпозиумы" (ВОГИС), (Санкт-Петербург, Россия, 2019); 6th International Congress on Analytical Proteomics- ICAP (Лиссабон, Португалия, 2019); Всероссийская мультиконференция с международным участием "Биотехнология - медицине будущего" (Новосибирск, Россия, 2019); The 40th annual congress of the European Society of Mycobacteriology (Валенсия, Испания, 2019); II Объединенный научный форум VI Съезд физиологов СНГ, VI Съезд Биохимиков России, IX Российский симпозиум "Белки и пептиды" (Сочи, Россия, 2019); Молекулярная диагностика и биобезопасность (Москва, Россия, 2020); The 41st Annual Congress of the European Society of Mycobacteriology (онлайн, 2021); 3-й Российский микробиологический конгресс (Псков, Россия, 2021); International Congresses on the Evolution and Paleoepidemiology of Infectious Diseases (онлайн, 2022); Международный симпозиум - научная конференция "100 лет с именем Пастера" (Санкт-Петербург, Россия, 2023).

Исследование было поддержано Российским научным фондом (17-15-01412, Системное исследование клональных групп Mycobacterium tuberculosis семейства Beijing, циркулирующих на территории РФ; 19-75-10109, Геномные G-квадруплексы Mycobacterium tuberculosis как потенциальные мишени новых противотуберкулезных препаратов) и Российским фондом фундаментальных исследований (18-04-01035, Исследование роли повторяющегося элемента IS6110 в микро- и макроэволюции Mycobacterium tuberculosis филогенетической линии 2; 20-0400686, Применение методов глубокого машинного обучения в геномике Mycobacterium tuberculosis для создания открытой платформы по анализу эволюционных сигнатур патогена).

Публикации

Содержание работы отражено в 15 научных статьях из списка журналов, рекомендуемых ВАК для публикации основных результатов диссертаций на соискание ученой степени доктора и кандидата наук, а также получен патент РФ на изобретение.

Статьи в рецензируемых научных журналах:

1. Shitikov E, Kolchenko S, Mokrousov I, Bespyatykh J, Ischenko D, Ilina E, Govorun V. Evolutionary pathway analysis and unified classification of East Asian lineage of Mycobacterium tuberculosis. Sci Rep. 2017 Aug 23;7(1):9227. doi: 10.1038/s41598-017-10018-5. PMID: 28835627

2. Mokrousov I, Shitikov E, Skiba Y, Kolchenko S, Chernyaeva E, Vyazovaya A. Emerging peak on the phylogeographic landscape of Mycobacterium tuberculosis in West Asia: Definitely smoke, likely

fire. Mol Phylogenet Evol. 2017 Nov;116:202-212. doi: 10.1016/j.ympev.2017.09.002. Epub 2017 Sep 8. PMID: 28893611

3. Bespyatykh J, Smolyakov A, Guliaev A, Shitikov E, Arapidi G, Butenko I, Dogonadze M, Manicheva O, Ilina E, Zgoda V, Govorun V. Proteogenomic analysis of Mycobacterium tuberculosis Beijing B0/W148 cluster strains. J Proteomics. 2019 Feb 10;192:18-26. doi: 10.1016/j.jprot.2018.07.002. Epub 2018 Jul 24. PMID: 30009986

4. Shitikov E, Vyazovaya A, Malakhova M, Guliaev A, Bespyatykh J, Proshina E, Pasechnik O, Mokrousov I. Simple Assay for Detection of the Central Asia Outbreak Clade of the Mycobacterium tuberculosis Beijing Genotype. J Clin Microbiol. 2019 Jun 25;57(7):e00215-19. doi: 10.1128/JCM.00215-19. Print 2019 Jul. PMID: 31043465

5. Shitikov E, Guliaev A, Bespyatykh J, Malakhova M, Kolchenko S, Smirnov G, Merker M, Niemann S, Mokrousov I, Ilina E, Govorun V. The role of IS6//0 in micro- and macroevolution of Mycobacterium tuberculosis lineage 2. Mol Phylogenet Evol. 2019 0ct;139:106559. doi: 10.1016/j.ympev.2019.106559. Epub 2019 Jul 11. PMID: 31302224

6. Bespyatykh J, Shitikov E, Guliaev A, Smolyakov A, Klimina K, Veselovsky V, Malakhova M, Arapidi G, Dogonadze M, Manicheva O, Bespiatykh D, Mokrousov I, Zhuravlev V, Ilina E, Govorun V. System OMICs analysis of Mycobacterium tuberculosis Beijing B0/W148 cluster. Sci Rep. 2019 Dec 17;9(1):19255. doi: 10.1038/s41598-019-55896-z. PMID: 31848428

7. Bespyatykh J, Shitikov E, Bespiatykh D, Guliaev A, Klimina K, Veselovsky V, Arapidi G, Dogonadze M, Zhuravlev V, Ilina E, Govorun V. Metabolic Changes of Mycobacterium tuberculosis during the Anti-Tuberculosis Therapy. Pathogens. 2020 Feb 18;9(2):131. doi: 10.3390/pathogens9020131. PMID: 32085490

8. Acosta F, Norman A, Sambrano D, Batista V, Mokrousov I, Shitikov E, Jurado J, Mayrena M, Luque O, Garay M, Solís L, Muñoz P, Folkvardsen DB, Lillebaek T, Pérez-Lago L, Goodridge A, García de Viedma D. Probable long-term prevalence for a predominant Mycobacterium tuberculosis clone of a Beijing genotype in Colon, Panama. Transbound Emerg Dis. 2021 Jul;68(4):2229-2238. doi: 10.1111/tbed.13875. Epub 2020 Oct 28. PMID: 33048439

9. Bespiatykh D, Bespyatykh J, Mokrousov I, Shitikov E. A Comprehensive Map of Mycobacterium tuberculosis Complex Regions of Difference. mSphere. 2021 Aug 25;6(4):e0053521. doi: 10.1128/mSphere.00535-21. Epub 2021 Jul 21. PMID: 34287002

10. Shitikov E, Bespiatykh D, Malakhova M, Bespyatykh J, Bodoev I, Vedekhina T, Zaychikova M, Veselovsky V, Klimina K, Ilina E, Varizhuk A. Genome-Wide Transcriptional Response of Mycobacterium smegmatis MC2155 to G-Quadruplex Ligands BRACO-19 and TMPyP4. Front Microbiol. 2022 Mar 4;13:817024. doi: 10.3389/fmicb.2022.817024. eCollection 2022. PMID: 35308348

11. М. В. Зайчикова, Д. А. Беспятых, М. В. Малахова, И. Н. Бодоев, Т. С. Ведехина, В. А. Веселовский, К. М. Климина, А. М. Варижук, Е. А. Шитиков. Влияние субингибирующих концентраций G4-стабилизирующих лигандов на транскриптомный профиль Mycobacterium smegmatis. ВЕСТНИК РГМУ 3, 2022. DOI: 10.24075/vrgmu.2022.024

12. Шитиков Е.А., Беспятых Д.А., Бодоев И.Н., Зайчикова М.В. G-квадруплексы у бактерий: функциональная роль и перспективы использования в качестве биомишеней. Биомедицинская химия, 2022 том 68, вып. 2, с. 93-103. DOI: 10.18097/PBMC20226802093

13. Merker M, Rasigade JP, Barbier M, Cox H, Feuerriegel S, Kohl TA, Shitikov E, Klaos K, Gaudin C, Antoine R, Diel R, Borrell S, Gagneux S, Nikolayevskyy V, Andres S, Crudu V, Supply P, Niemann S, Wirth T. Transcontinental spread and evolution of Mycobacterium tuberculosis W148 European/Russian clade toward extensively drug resistant tuberculosis. Nat Commun. 2022 Aug 30;13(1):5105. doi: 10.1038/s41467-022-32455-1. PMID: 36042200

14. Shitikov E, Bespiatykh D. A revised SNP-based barcoding scheme for typing Mycobacterium tuberculosis complex isolates. mSphere. 2023 Jun 14:e0016923. doi: 10.1128/msphere.00169-23. PMID: 37314207

15. Mokrousov I, Vyazovaya A, Shitikov E, Badleeva M, Belopolskaya O, Bespiatykh D, Gerasimova A, Ioannidis P, Jiao W, Khromova P, Masharsky A, Naizabayeva D, Papaventsis D, Pasechnik O, Perdigao J, Rastogi N, Shen A, Sinkov V, Skiba Y, Solovieva N, Tafaj S, Valcheva V, Kostyukova I, Zhdanova S, Zhuravlev V, Ogarkov O. Insight into pathogenomics and phylogeography of hypervirulent and highly-lethal Mycobacterium tuberculosis strain cluster. BMC Infect Dis. 2023 Jun 23;23(1):426. doi: 10.1186/s12879-023-08413-7.

Патент

Патент 2735415 Российская Федерация, МПК C12Q 1/68 (2006.01). Способ выявления микобактерий туберкулеза Центрально-Азиатского эпидемического кластера генотипа Bеijing / Мокроусов И.В., Шитиков Е.А., Вязовая А.А., Скиба Ю.А., Малахова М.В., Беспятых Ю.А., Соловьева Н.С., Журавлев В.Ю., заявитель и патентообладатель: ФГБУ СПб НИИФ Минздрава России, ФБУН НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Пастера Роспотребнадзора, ФГБУ ФНКЦ ФХМ ФМБА России (RU). - № 2019136849; заявл. 15.11.2019; опубл. 02.11.2020, Бюл. № 31. - 2 с.

Персональный вклад автора

Личное участие автора заключалось в анализе научной литературы, планировании и выполнении молекулярно-генетических экспериментов, подготовке материалов для публикаций,

представлении устных и постерных докладов на конференциях. Идея исследования, цели, задачи и основные результаты работы сформулированы и получены автором лично. В частности, автором проводился анализ метаданных для формирования коллекции геномных последовательностей; соотнесение методов типирования и составление унифицированной классификации MTBC; анализ регионов отличия и соотнесение с уже опубликованными делециями; исследование эволюции повторяющегося элемента IS 6110; анализ генетических особенностей и филогеографии представителей M. tuberculosis линии 2 и распространенной в России сублинии L2.2.M4.5, а также выбор мишеней для создания ПЦР систем; исследование лигандов в качестве потенциальных антимикробных соединений, анализ их механизмов действия.

Выделение штаммов M. tuberculosis и определение их чувствительности к противотуберкулезным препаратам и G4-стабилизирующим соединениям проведено сотрудниками ФГБУ "СПб НИИФ" Минздрава России (СПбНИИФ). Разработка ПЦР систем в реальном времени для обнаружения сублиний L2.2.M4.9.2 (Clade A), L2.2.M4.5 (Beijing B0/W148), L2.2.M4.9.1 (CAO), а также микробиологические исследования проведены в лаборатории молекулярной генетики микроорганизмов ФГБУ ФНКЦ ФХМ им. Ю.М. Лопухина ФМБА России совместно с Малаховой М.В. Пробоподготовка и непосредственно полногеномное секвенирование проводилось сотрудниками лаборатории геномных исследований и вычислительной биологии ФГБУ ФНКЦ ФХМ им. Ю.М. Лопухина ФМБА России. Компьютерный и статистический анализ проведены в лаборатории молекулярной генетики микроорганизмов ФГБУ ФНКЦ ФХМ им. Ю.М. Лопухина ФМБА России совместно с Беспятых Д.А. Разработка ПЦР системы для выявления представителей сублинии L2.2.M4.9.1 проведена совместно с Мокроусовым И.В. и Вязовой А.А. (ФБУН НИИ эпидемиологии и микробиологии имени Пастера, Санкт-Петербург). Исследование популяционной структуры сублинии L2.2.M4.5 (Beijing B0/W148) проводилось совместно с сотрудниками Исследовательского центра Борстель, Центр легких Лейбница, Борстель, Германия.

Структура и объем диссертационной работы

Диссертация изложена на 192 страницах машинописного текста и состоит из введения, 4 глав (обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение), заключения, выводов и приложений. Иллюстративный материал включает 15 таблиц, 31 рисунок, 1 схему и 7 приложений. Список литературы содержит 385 наименований.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общая характеристика микобактерий туберкулезного комплекса

Микобактерии туберкулезного комплекса (от англ. Mycobacterium tuberculosis complex, MTBC) - группа тесно связанных видов кислотоустойчивых бактерий, способных вызывать туберкулез. Представители комплекса относятся к роду Mycobacterium, который включает в себя разнообразный спектр как свободноживущих, так и облигатных внутриклеточных бактерий. Микроорганизмы характеризуются восковидной клеточной стенкой, содержащей большое количество миколовых кислот, что отличает их от остальных представителей семейства актинобактерий. Хотя бактерии не являются строго грамположительными (их толстая клеточная стенка делает их непроницаемыми для окрашивания по Граму), они входят в эту группу из -за отсутствия внешней мембраны [25].

В настоящее время MTBC включает Mycobacterium tuberculosis sensu stricto и Mycobacterium africanum, являющиеся патогенами человека, а также виды, в основном поражающие диких и домашних млекопитающих: Mycobacterium bovis, Mycobacterium microti, Mycobacterium caprae, Mycobacterium pinnipedii, Mycobacterium suricattae, Mycobacterium mungi и Mycobacterium oryx [26] (рисунок 1).

M. mungi M. caprae

Рисунок 1. Разнообразие микобактерий туберкулезного комплекса.

M. tuberculosis и M. africanum - возбудители туберкулеза человека - являются наиболее известными представителями MTBC. Ежегодно в мире выявляется около 10 миллионов новых и 1,5 миллиона смертельных случаев заболевания [1]. Туберкулез представляет собой серьезное медицинское, социальное и экономическое бремя на глобальном уровне и в первую очередь в странах с низким и средним уровнем дохода. Широкому распространению инфекции способствует отсутствие эффективной вакцины, высокий уровень лекарственной устойчивости и соответственно длительные и дорогостоящие режимы приема препаратов, развитие эпидемии ВИЧ-инфекции, усиление миграционных процессов населения и недостаточная эффективность системы здравоохранения [2-4].

M. bovis обладает самым широким спектром хозяев, поражая людей, домашних и диких крупнорогатых животных и коз [27,28]. Микроорганизм обычно передается человеку через инфицированное молоко, хотя также может распространяться аэрозольно [29]; при этом следует отметить, что доля инфекций, вызываемых M. bovis, в общей структуре заболеваемости туберкулезом среди людей может достигать 12% [30]. Схожим спектром обладает M. caprae: бактерию выделяют из туберкулезных поражений крупного рогатого скота, свиней, оленей и диких кабанов. Также описано выделение микроорганизма от людей [31].

Бактерии вида M. microti первоначально были идентифицированный в Англии как патогены диких грызунов, таких как полевки (Microtus agrestis), лесные мыши (Apodemus sylvaticus) и землеройки (Sorex araneus). Этот микроорганизм вызывает естественные инфекции у широкого круга животных, но в последние годы всё чаще обнаруживается у домашних (кошек и собак) и диких животных (кабан и барсук) и домашнего скота (козы и крупный рогатый скот) [32]. В отношении человека M. microti редко регистрируется как зоонозный агент, однако его полный патогенный потенциал еще не до конца изучен [33,34].

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Шитиков Егор Александрович, 2024 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. WHO. Global tuberculosis report 2022. 2022.

2. Brown T.S. et al. Connecting the dots: understanding how human mobility shapes TB epidemics // Trends Microbiol. 2022. Vol. 30, № 11. P. 1036-1044.

3. Delogu G., Sali M., Fadda G. The biology of mycobacterium tuberculosis infection // Mediterr J Hematol Infect Dis. 2013. Vol. 5, № 1. P. e2013070.

4. Khan P.Y. et al. Transmission of drug-resistant tuberculosis in HIV-endemic settings // Lancet Infect Dis. 2019. Vol. 19, № 3. P. e77-e88.

5. Coscolla M., Gagneux S. Consequences of genomic diversity in Mycobacterium tuberculosis // Semin Immunol. 2014. Vol. 26, № 6. P. 431-444.

6. Gagneux S. Ecology and evolution of Mycobacterium tuberculosis // Nat Rev Microbiol. 2018. Vol. 16, № 4. P. 202-213.

7. Comas I. et al. Out-of-Africa migration and Neolithic coexpansion of Mycobacterium tuberculosis with modern humans // Nat Genet. 2013. Vol. 45, № 10. P. 1176-1182.

8. Napier G. et al. Robust barcoding and identification of Mycobacterium tuberculosis lineages for epidemiological and clinical studies // Genome Med. 2020. Vol. 12, № 1. P. 114.

9. Zumla A. et al. Towards host-directed therapies for tuberculosis // Nat Rev Drug Discov. 2015. Vol. 14, № 8. P. 511-512.

10. Meehan C.J. et al. Whole genome sequencing of Mycobacterium tuberculosis: current standards and open issues // Nat Rev Microbiol. 2019. Vol. 17, № 9. P. 533-545.

11. Ley S.D. et al. Deciphering Within-Host Microevolution of Mycobacterium tuberculosis through Whole-Genome Sequencing: the Phenotypic Impact and Way Forward // Microbiol Mol Biol Rev. 2019. Vol. 83, № 2. P. e00062-18.

12. Roychowdhury T., Mandal S., Bhattacharya A. Analysis of IS6110 insertion sites provide a glimpse into genome evolution of Mycobacterium tuberculosis // Sci Rep. 2015. Vol. 5. P. 12567.

13. Stucki D. et al. Mycobacterium tuberculosis lineage 4 comprises globally distributed and geographically restricted sublineages // Nat Genet. 2016. Vol. 48, № 12. P. 1535-1543.

14. Zignol M. et al. Genetic sequencing for surveillance of drug resistance in tuberculosis in highly endemic countries: a multi-country population-based surveillance study // Lancet Infect Dis.

2018. Vol. 18, № 6. P. 675-683.

15. Mokrousov I. Emerging resistant clone of Mycobacterium tuberculosis in west Asia // Lancet Infect Dis. 2016. Vol. 16, № 12. P. 1326-1327.

16. Jajou R. et al. Towards standardisation: comparison of five whole genome sequencing (WGS) analysis pipelines for detection of epidemiologically linked tuberculosis cases // Euro Surveill.

2019. Vol. 24, № 50. P. 1900130.

17. Ness T.E., DiNardo A., Farhat M.R. High Throughput Sequencing for Clinical Tuberculosis: An Overview // Pathogens. 2022. Vol. 11, № 11. P. 1343.

18. Groschel M.I. et al. Pathogen-based precision medicine for drug-resistant tuberculosis // PLoS Pathog. 2018. Vol. 14, № 10. P. e1007297.

19. Tagliani E. et al. EUSeqMyTB to set standards and build capacity for whole genome sequencing for tuberculosis in the EU // Lancet Infect Dis. 2018. Vol. 18, № 4. P. 377.

20. Chen M.L. et al. Beyond multidrug resistance: Leveraging rare variants with machine and statistical learning models in Mycobacterium tuberculosis resistance prediction // EBioMedicine. 2019. Vol. 43. P. 356-369.

21. Swargam S. et al. MycoVarP: Mycobacterium Variant and Drug Resistance Prediction Pipeline for Whole-Genome Sequence Data Analysis // Front Bioinform. 2021. Vol. 1. P. 805338.

22. Walker T.M. et al. The 2021 WHO catalogue of Mycobacterium tuberculosis complex mutations associated with drug resistance: A genotypic analysis // Lancet Microbe. 2022. Vol. 3, № 4. P. e265-e273.

23

24

25

26

27

28

29

30

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

Gygli S.M. et al. Antimicrobial resistance in Mycobacterium tuberculosis: mechanistic and evolutionary perspectives // FEMS Microbiol Rev. 2017. Vol. 41, № 3. P. 354-373. Zhou X. et al. Clinical Evaluation of Diagnosis Efficacy of Active Mycobacterium tuberculosis Complex Infection via Metagenomic Next-Generation Sequencing of Direct Clinical Samples // Front Cell Infect Microbiol. 2019. Vol. 9. P. 351.

Maitra A. et al. Cell wall peptidoglycan in Mycobacterium tuberculosis: An Achilles' heel for the TB-causing pathogen // FEMS Microbiol Rev. 2019. Vol. 43, № 5. P. 548-575. Vilayatï 'Ali Akbar, Farnia P. Atlas of Mycobacterium tuberculosis. Amsterdam ; Boston: Elsevier/AP, Academic Press is an imprint of Elsevier, 2017. 214 p.

Garnier T. et al. The complete genome sequence of Mycobacterium bovis // Proc Natl Acad Sci U S A. 2003. Vol. 100, № 13. P. 7877-7882.

O'Brien D.J. et al. Recent advances in the management of bovine tuberculosis in free-ranging wildlife // Vet Microbiol. 2011. Vol. 151, № 1-2. P. 23-33.

Velayati A.A. et al. Mycobacterium bovis infection in children in the same family: transmission

through inhalation // Monaldi Arch Chest Dis. 2007. Vol. 67, № 3. P. 169-172.

Taye H. et al. Global prevalence of Mycobacterium bovis infections among human tuberculosis

cases: Systematic review and meta-analysis // Zoonoses Public Health. 2021. Vol. 68, № 7. P.

704-718.

Prodinger W.M. et al. Mycobacterium caprae infection in humans // Expert Rev Anti Infect Ther. 2014. Vol. 12, № 12. P. 1501-1513.

Tagliapietra V. et al. Mycobacterium microti at the Environment and Wildlife Interface // Microorganisms. 2021. Vol. 9, № 10. P. 2084.

Frota C.C. et al. Genome structure in the vole bacillus, Mycobacterium microti, a member of the Mycobacterium tuberculosis complex with a low virulence for humans // Microbiology (Reading). 2004. Vol. 150, № Pt 5. P. 1519-1527.

Panteix G. et al. Pulmonary tuberculosis due to Mycobacterium microti: a study of six recent cases in France // J Med Microbiol. 2010. Vol. 59, № Pt 8. P. 984-989. Cousins D.V. et al. Tuberculosis in seals caused by a novel member of the Mycobacterium tuberculosis complex: Mycobacterium pinnipedii sp. nov // Int J Syst Evol Microbiol. 2003. Vol. 53, № Pt 5. P. 1305-1314.

Roe W.D. et al. Pathology and molecular epidemiology of Mycobacterium pinnipedii tuberculosis in native New Zealand marine mammals // PLoS One. 2019. Vol. 14, № 2. P. e0212363.

Alexander K.A. et al. Novel Mycobacterium tuberculosis complex pathogen, M. mungi // Emerg Infect Dis. 2010. Vol. 16, № 8. P. 1296-1299.

Alexander K.A. et al. Emerging Tuberculosis Pathogen Hijacks Social Communication Behavior in the Group-Living Banded Mongoose (Mungos mungo) // mBio. 2016. Vol. 7, № 3. P. e00281-16.

Alexander K.A. et al. Pathology of the Emerging Mycobacterium tuberculosis Complex Pathogen, Mycobacterium mungi, in the Banded Mongoose ( Mungos mungo) // Vet Pathol. 2018. Vol. 55, № 2. P. 303-309.

van Ingen J. et al. Characterization of Mycobacterium orygis as M. tuberculosis complex subspecies // Emerg Infect Dis. 2012. Vol. 18, № 4. P. 653-655.

Lomme J.R. et al. Mycobacterium tuberculosis infection in two East African oryxes // J Am Vet Med Assoc. 1976. Vol. 169, № 9. P. 912-914.

Thapa J. et al. Molecular characterization of Mycobacterium orygis isolates from wild animals of Nepal // Jpn J Vet Res. 2015. Vol. 63, № 3. P. 151-158.

Parsons S.D.C. et al. Novel cause of tuberculosis in meerkats, South Africa // Emerg Infect Dis. 2013. Vol. 19, № 12. P. 2004-2007.

Dippenaar A. et al. Whole genome sequence analysis of Mycobacterium suricattae // Tuberculosis (Edinb). 2015. Vol. 95, № 6. P. 682-688.

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

63

64

65

Steenken W., Oatway W.H., Petroff S.A. BIOLOGICAL STUDIES OF THE TUBERCLE BACILLUS : III. DISSOCIATION AND PATHOGENICITY OF THE R AND S VARIANTS OF THE HUMAN TUBERCLE BACILLUS (H(37)) // J Exp Med. 1934. Vol. 60, № 4. P. 515540.

Steenken W. Lysis of Tubercle Bacilli in Vitro // Experimental Biology and Medicine. 1935. Vol. 33, № 2. P. 253-255.

Cole S.T. et al. Deciphering the biology of Mycobacterium tuberculosis from the complete genome sequence // Nature. 1998. Vol. 393, № 6685. P. 537-544.

Chitale P. et al. A comprehensive update to the Mycobacterium tuberculosis H37Rv reference genome // Nat Commun. 2022. Vol. 13, № 1. P. 7068.

Comas I. et al. Human T cell epitopes of Mycobacterium tuberculosis are evolutionarily hyperconserved // Nat Genet. 2010. Vol. 42, № 6. P. 498-503.

Sreevatsan S. et al. Restricted structural gene polymorphism in the Mycobacterium tuberculosis complex indicates evolutionarily recent global dissemination // Proc Natl Acad Sci U S A. 1997. Vol. 94, № 18. P. 9869-9874.

Smith N.H. et al. Ecotypes of the Mycobacterium tuberculosis complex // J Theor Biol. 2006. Vol. 239, № 2. P. 220-225.

DeJesus M.A., Sacchettini J.C., Ioerger T.R. Reannotation of translational start sites in the genome of Mycobacterium tuberculosis // Tuberculosis (Edinb). 2013. Vol. 93, № 1. P. 18-25. Camus J.-C. et al. Re-annotation of the genome sequence of Mycobacterium tuberculosis H37Rv // Microbiology (Reading). 2002. Vol. 148, № Pt 10. P. 2967-2973.

DeJesus M.A. et al. Comprehensive Essentiality Analysis of the Mycobacterium tuberculosis Genome via Saturating Transposon Mutagenesis // mBio. 2017. Vol. 8, № 1. P. e02133-16. Simar S.R., Hanson B.M., Arias C.A. Techniques in bacterial strain typing: past, present, and future // Curr Opin Infect Dis. 2021. Vol. 34, № 4. P. 339-345. van Embden J.D. et al. Strain identification of Mycobacterium tuberculosis by DNA fingerprinting: recommendations for a standardized methodology // J Clin Microbiol. 1993. Vol. 31, № 2. P. 406-409.

McAdam R.A. et al. Characterization of a Mycobacterium tuberculosis insertion sequence belonging to the IS3 family // Mol Microbiol. 1990. Vol. 4, № 9. P. 1607-1613. Kremer K. et al. Comparison of methods based on different molecular epidemiological markers for typing of Mycobacterium tuberculosis complex strains: interlaboratory study of discriminatory power and reproducibility // J Clin Microbiol. 1999. Vol. 37, № 8. P. 2607-2618. Van Soolingen D. Molecular epidemiology of tuberculosis and other mycobacterial infections: main methodologies and achievements // J Intern Med. 2001. Vol. 249, № 1. P. 1-26. Niemann S. et al. Stability of IS6110 restriction fragment length polymorphism patterns of Mycobacterium tuberculosis strains in actual chains of transmission // J Clin Microbiol. 2000. Vol. 38, № 7. P. 2563-2567.

Diel R. et al. Epidemiology of tuberculosis in Hamburg, Germany: long-term population-based analysis applying classical and molecular epidemiological techniques // J Clin Microbiol. 2002. Vol. 40, № 2. P. 532-539.

van Soolingen D. et al. Molecular epidemiology of tuberculosis in the Netherlands: a nationwide

study from 1993 through 1997 // J Infect Dis. 1999. Vol. 180, № 3. P. 726-736.

Bifani P.J. et al. Origin and interstate spread of a New York City multidrug-resistant

Mycobacterium tuberculosis clone family // JAMA. 1996. Vol. 275, № 6. P. 452-457.

Allix C., Supply P., Fauville-Dufaux M. Utility of fast mycobacterial interspersed repetitive unit-

variable number tandem repeat genotyping in clinical mycobacteriological analysis // Clin Infect

Dis. 2004. Vol. 39, № 6. P. 783-789.

Small P.M. et al. Exogenous reinfection with multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis in patients with advanced HIV infection // N Engl J Med. 1993. Vol. 328, № 16. P. 1137-1144.

66

67

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

Small P.M. et al. Molecular strain typing of Mycobacterium tuberculosis to confirm cross-contamination in the mycobacteriology laboratory and modification of procedures to minimize occurrence of false-positive cultures // J Clin Microbiol. 1993. Vol. 31, № 7. P. 1677-1682. Yeh R.W. et al. Stability of Mycobacterium tuberculosis DNA genotypes // J Infect Dis. 1998. Vol. 177, № 4. P. 1107-1111.

van Soolingen D. et al. Predominance of a single genotype of Mycobacterium tuberculosis in countries of east Asia // J Clin Microbiol. 1995. Vol. 33, № 12. P. 3234-3238. Cowan L.S. et al. Variable-number tandem repeat typing of Mycobacterium tuberculosis isolates with low copy numbers of IS6110 by using mycobacterial interspersed repetitive units // J Clin Microbiol. 2002. Vol. 40, № 5. P. 1592-1602.

Warren R.M. et al. Clonal expansion of a globally disseminated lineage of Mycobacterium tuberculosis with low IS6110 copy numbers // J Clin Microbiol. 2004. Vol. 42, № 12. P. 57745782.

Suffys P.N. et al. Usefulness of IS6110-restriction fragment length polymorphism typing of Brazilian strains of Mycobacterium tuberculosis and comparison with an international fingerprint database // Res Microbiol. 2000. Vol. 151, № 5. P. 343-351.

Reyes A. et al. IS-seq: a novel high throughput survey of in vivo IS6110 transposition in multiple Mycobacterium tuberculosis genomes // BMC Genomics. 2012. Vol. 13. P. 249. Alonso H. et al. Mapping IS6110 in high-copy number Mycobacterium tuberculosis strains shows specific insertion points in the Beijing genotype // BMC Genomics. 2013. Vol. 14. P. 422. Comin J., Otal I., Samper S. In-depth Analysis of IS6110 Genomic Variability in the Mycobacterium tuberculosis Complex // Front Microbiol. 2022. Vol. 13. P. 767912. Makarova K.S. et al. Evolution and classification of the CRISPR-Cas systems // Nat Rev Microbiol. 2011. Vol. 9, № 6. P. 467-477.

Kamerbeek J. et al. Simultaneous detection and strain differentiation of Mycobacterium tuberculosis for diagnosis and epidemiology // J Clin Microbiol. 1997. Vol. 35, № 4. P. 907-914. Barnes P.F., Cave M.D. Molecular epidemiology of tuberculosis // N Engl J Med. 2003. Vol. 349, № 12. P.1149-1156.

Driscoll J.R. Spoligotyping for molecular epidemiology of the Mycobacterium tuberculosis complex // Methods Mol Biol. 2009. Vol. 551. P. 117-128.

Cowan L.S. et al. Transfer of a Mycobacterium tuberculosis genotyping method, Spoligotyping, from a reverse line-blot hybridization, membrane-based assay to the Luminex multianalyte profiling system // J Clin Microbiol. 2004. Vol. 42, № 1. P. 474-477. Gomgnimbou M.K. et al. "Spoligoriftyping," a dual-priming-oligonucleotide-based direct-hybridization assay for tuberculosis control with a multianalyte microbead-based hybridization system // J Clin Microbiol. 2012. Vol. 50, № 10. P. 3172-3179.

Bespyatykh J.A. et al. Spoligotyping of Mycobacterium tuberculosis complex isolates using

hydrogel oligonucleotide microarrays // Infect Genet Evol. 2014. Vol. 26. P. 41-46.

Coll F. et al. SpolPred: rapid and accurate prediction of Mycobacterium tuberculosis spoligotypes

from short genomic sequences // Bioinformatics. 2012. Vol. 28, № 22. P. 2991-2993.

Xia E., Teo Y.-Y., Ong R.T.-H. SpoTyping: fast and accurate in silico Mycobacterium

spoligotyping from sequence reads // Genome Med. 2016. Vol. 8, № 1. P. 19.

Brudey K. et al. Mycobacterium tuberculosis complex genetic diversity: mining the fourth

international spoligotyping database (SpolDB4) for classification, population genetics and

epidemiology // BMC Microbiol. 2006. Vol. 6. P. 23.

Sola C. et al. Mycobacterium tuberculosis phylogeny reconstruction based on combined numerical analysis with IS1081, IS6110, VNTR, and DR-based spoligotyping suggests the existence of two new phylogeographical clades // J Mol Evol. 2001. Vol. 53, № 6. P. 680-689. Demay C. et al. SITVITWEB--a publicly available international multimarker database for studying Mycobacterium tuberculosis genetic diversity and molecular epidemiology // Infect Genet Evol. 2012. Vol. 12, № 4. P. 755-766.

87. Couvin D. et al. Macro-geographical specificities of the prevailing tuberculosis epidemic as seen through SITVIT2, an updated version of the Mycobacterium tuberculosis genotyping database // Infect Genet Evol. 2019. Vol. 72. P. 31-43.

88. Nogueira C.L. et al. First insight into the molecular epidemiology of Mycobacterium tuberculosis in Santa Catarina, southern Brazil // Tuberculosis (Edinb). 2016. Vol. 97. P. 57-64.

89. Uzoewulu G.N. et al. Genetic diversity of Mycobacterium tuberculosis complex strains isolated from patients with pulmonary tuberculosis in Anambra State, Nigeria // Int J Mycobacteriol. 2016. Vol. 5, № 1. P. 74-79.

90. Comas I. et al. Genotyping of genetically monomorphic bacteria: DNA sequencing in Mycobacterium tuberculosis highlights the limitations of current methodologies // PLoS One. 2009. Vol. 4, № 11. P. e7815.

91. Fenner L. et al. "Pseudo-Beijing": evidence for convergent evolution in the direct repeat region of Mycobacterium tuberculosis // PLoS One. 2011. Vol. 6, № 9. P. e24737.

92. Supply P. et al. Variable human minisatellite-like regions in the Mycobacterium tuberculosis genome // Mol Microbiol. 2000. Vol. 36, № 3. P. 762-771.

93. Nadon C.A. et al. Development and application of MLVA methods as a tool for inter-laboratory surveillance // Euro Surveill. 2013. Vol. 18, № 35. P. 20565.

94. Weniger T. et al. MIRU-VNTRplus: a web tool for polyphasic genotyping of Mycobacterium tuberculosis complex bacteria // Nucleic Acids Res. 2010. Vol. 38, № Web Server issue. P. W326-331.

95. Frothingham R. Differentiation of strains in Mycobacterium tuberculosis complex by DNA sequence polymorphisms, including rapid identification of M. bovis BCG // J Clin Microbiol. 1995. Vol. 33, № 4. P. 840-844.

96. Supply P. et al. Identification of novel intergenic repetitive units in a mycobacterial two-component system operon // Mol Microbiol. 1997. Vol. 26, № 5. P. 991-1003.

97. Gutierrez M.C. et al. Predominance of ancestral lineages of Mycobacterium tuberculosis in India // Emerg Infect Dis. 2006. Vol. 12, № 9. P. 1367-1374.

98. Roring S. et al. Development of variable-number tandem repeat typing of Mycobacterium bovis: comparison of results with those obtained by using existing exact tandem repeats and spoligotyping // J Clin Microbiol. 2002. Vol. 40, № 6. P. 2126-2133.

99. Supply P. et al. Proposal for standardization of optimized mycobacterial interspersed repetitive unit-variable-number tandem repeat typing of Mycobacterium tuberculosis // J Clin Microbiol. 2006. Vol. 44, № 12. P. 4498-4510.

100. Mazars E. et al. High-resolution minisatellite-based typing as a portable approach to global analysis of Mycobacterium tuberculosis molecular epidemiology // Proc Natl Acad Sci U S A. 2001. Vol. 98, № 4. P. 1901-1906.

101. Gauthier M. et al. High-throughput mycobacterial interspersed repetitive-unit-variable-number tandem-repeat genotyping for Mycobacterium tuberculosis epidemiological studies // J Clin Microbiol. 2015. Vol. 53, № 2. P. 498-503.

102. Cowan L.S. et al. Evaluation of a two-step approach for large-scale, prospective genotyping of Mycobacterium tuberculosis isolates in the United States // J Clin Microbiol. 2005. Vol. 43, № 2. P. 688-695.

103. Allix-Beguec C. et al. Evaluation and strategy for use of MIRU-VNTRplus, a multifunctional database for online analysis of genotyping data and phylogenetic identification of Mycobacterium tuberculosis complex isolates // J Clin Microbiol. 2008. Vol. 46, № 8. P. 2692-2699.

104. Allix-Beguec C., Fauville-Dufaux M., Supply P. Three-year population-based evaluation of standardized mycobacterial interspersed repetitive-unit-variable-number tandem-repeat typing of Mycobacterium tuberculosis // J Clin Microbiol. 2008. Vol. 46, № 4. P. 1398-1406.

105. Bidovec-Stojkovic U., Zolnir-Dovc M., Supply P. One year nationwide evaluation of 24-locus MIRU-VNTR genotyping on Slovenian Mycobacterium tuberculosis isolates // Respir Med. 2011. Vol. 105 Suppl 1. P. S67-73.

106. Cardoso Oelemann M. et al. The forest behind the tree: phylogenetic exploration of a dominant Mycobacterium tuberculosis strain lineage from a high tuberculosis burden country // PLoS One. 2011. Vol. 6, № 3. P. e18256.

107. Supply P. et al. Linkage disequilibrium between minisatellite loci supports clonal evolution of Mycobacterium tuberculosis in a high tuberculosis incidence area // Mol Microbiol. 2003. Vol. 47, № 2. P. 529-538.

108. Merker M. et al. Evolutionary history and global spread of the Mycobacterium tuberculosis Beijing lineage // Nat Genet. 2015. Vol. 47, № 3. P. 242-249.

109. Shuaib Y.A. et al. Origin and Global Expansion of Mycobacterium tuberculosis Complex Lineage 3 // Genes (Basel). 2022. Vol. 13, № 6. P. 990.

110. Brosch R. et al. A new evolutionary scenario for the Mycobacterium tuberculosis complex // Proc Natl Acad Sci U S A. 2002. Vol. 99, № 6. P. 3684-3689.

111. Mostowy S. et al. Genomic analysis distinguishes Mycobacterium africanum // J Clin Microbiol. 2004. Vol. 42, № 8. P. 3594-3599.

112. Mostowy S. et al. Genomic deletions suggest a phylogeny for the Mycobacterium tuberculosis complex // J Infect Dis. 2002. Vol. 186, № 1. P. 74-80.

113. Hirsh A.E. et al. Stable association between strains of Mycobacterium tuberculosis and their human host populations // Proc Natl Acad Sci U S A. 2004. Vol. 101, № 14. P. 4871-4876.

114. Tsolaki A.G. et al. Functional and evolutionary genomics of Mycobacterium tuberculosis: insights from genomic deletions in 100 strains // Proc Natl Acad Sci U S A. 2004. Vol. 101, № 14. P.4865-4870.

115. Gagneux S. et al. Variable host-pathogen compatibility in Mycobacterium tuberculosis // Proc Natl Acad Sci U S A. 2006. Vol. 103, № 8. P. 2869-2873.

116. Hershberg R. et al. High functional diversity in Mycobacterium tuberculosis driven by genetic drift and human demography // PLoS Biol. 2008. Vol. 6, № 12. P. e311.

117. Mestre O. et al. Phylogeny of Mycobacterium tuberculosis Beijing strains constructed from polymorphisms in genes involved in DNA replication, recombination and repair // PLoS One. 2011. Vol. 6, № 1. P. e16020.

118. Filliol I. et al. Global phylogeny of Mycobacterium tuberculosis based on single nucleotide polymorphism (SNP) analysis: insights into tuberculosis evolution, phylogenetic accuracy of other DNA fingerprinting systems, and recommendations for a minimal standard SNP set // J Bacteriol. 2006. Vol. 188, № 2. P. 759-772.

119. Gutacker M.M. et al. Single-nucleotide polymorphism-based population genetic analysis of Mycobacterium tuberculosis strains from 4 geographic sites // J Infect Dis. 2006. Vol. 193, № 1. P. 121-128.

120. Coll F. et al. A robust SNP barcode for typing Mycobacterium tuberculosis complex strains // Nat Commun. 2014. Vol. 5. P. 4812.

121. The CRyPTIC Consortium. Genome-wide association studies of global Mycobacterium tuberculosis resistance to 13 antimicrobials in 10,228 genomes identify new resistance mechanisms // PLoS Biol. 2022. Vol. 20, № 8. P. e3001755.

122. Walker T.M. et al. Whole-genome sequencing to delineate Mycobacterium tuberculosis outbreaks: a retrospective observational study // Lancet Infect Dis. 2013. Vol. 13, № 2. P. 137146.

123. Richter E. et al. Evaluation of genotype MTBC assay for differentiation of clinical Mycobacterium tuberculosis complex isolates // J Clin Microbiol. 2003. Vol. 41, № 6. P. 26722675.

124. Walker T.M. et al. Whole-genome sequencing for prediction of Mycobacterium tuberculosis drug susceptibility and resistance: a retrospective cohort study // Lancet Infect Dis. 2015. Vol. 15, № 10. P.1193-1202.

125. Castro R.A.D., Borrell S., Gagneux S. The within-host evolution of antimicrobial resistance in Mycobacterium tuberculosis // FEMS Microbiol Rev. 2021. Vol. 45, № 4. P. fuaa071.

126

127

128

129

130

131

132

133

134

135

136

137

138

139

140

141

142

143

144

145

146

147

148

Merker M. et al. Transcontinental spread and evolution of Mycobacterium tuberculosis W148 European/Russian clade toward extensively drug resistant tuberculosis // Nat Commun. 2022. Vol. 13, № 1. P. 5105.

Sandgren A. et al. Tuberculosis drug resistance mutation database // PLoS Med. 2009. Vol. 6, № 2.P. e2.

Galagan J.E. et al. TB database 2010: overview and update // Tuberculosis (Edinb). 2010. Vol. 90, № 4. P. 225-235.

Kapopoulou A., Lew J.M., Cole S.T. The MycoBrowser portal: a comprehensive and manually annotated resource for mycobacterial genomes // Tuberculosis (Edinb). 2011. Vol. 91, № 1. P. 813.

Coll F. et al. PolyTB: a genomic variation map for Mycobacterium tuberculosis // Tuberculosis (Edinb). 2014. Vol. 94, № 3. P. 346-354.

Chernyaeva E.N. et al. Genome-wide Mycobacterium tuberculosis variation (GMTV) database: a new tool for integrating sequence variations and epidemiology // BMC Genomics. 2014. Vol. 15. P. 308.

Sekizuka T. et al. TGS-TB: Total Genotyping Solution for Mycobacterium tuberculosis Using Short-Read Whole-Genome Sequencing // PLoS One. 2015. Vol. 10, № 11. P. e0142951. Starks A.M. et al. Collaborative Effort for a Centralized Worldwide Tuberculosis Relational Sequencing Data Platform // Clin Infect Dis. 2015. Vol. 61Suppl 3, № Suppl 3. P. S141-146. Wattam A.R. et al. PATRIC, the bacterial bioinformatics database and analysis resource // Nucleic Acids Res. 2014. Vol. 42, № Database issue. P. D581-591.

Gabrielian A. et al. TB DEPOT (Data Exploration Portal): A multi-domain tuberculosis data analysis resource // PLoS One. 2019. Vol. 14, № 5. P. e0217410.

Phelan J.E. et al. Integrating informatics tools and portable sequencing technology for rapid detection of resistance to anti-tuberculous drugs // Genome Med. 2019. Vol. 11, № 1. P. 41. Yang T. et al. SAM-TB: a whole genome sequencing data analysis website for detection of Mycobacterium tuberculosis drug resistance and transmission // Brief Bioinform. 2022. Vol. 23, № 2. P. bbac030.

Banuls A.-L. et al. Mycobacterium tuberculosis: ecology and evolution of a human bacterium // J Med Microbiol. 2015. Vol. 64, № 11. P. 1261-1269.

Ebert D., Bull J.J. Challenging the trade-off model for the evolution of virulence: is virulence management feasible? // Trends Microbiol. 2003. Vol. 11, № 1. P. 15-20. VanderVen B.C. et al. The Minimal Unit of Infection: Mycobacterium tuberculosis in the Macrophage // Microbiol Spectr. 2016. Vol. 4, № 6.

Dheda K., Barry C.E., Maartens G. Tuberculosis // Lancet. 2016. Vol. 387, № 10024. P. 12111226.

Chisholm R.H. et al. Controlled fire use in early humans might have triggered the evolutionary emergence of tuberculosis // Proc Natl Acad Sci U S A. 2016. Vol. 113, № 32. P. 9051-9056. Stinear T.P. et al. Insights from the complete genome sequence of Mycobacterium marinum on the evolution of Mycobacterium tuberculosis // Genome Res. 2008. Vol. 18, № 5. P. 729-741. Wang J. et al. Insights on the emergence of Mycobacterium tuberculosis from the analysis of Mycobacterium kansasii // Genome Biol Evol. 2015. Vol. 7, № 3. P. 856-870. Reva O., Korotetskiy I., Ilin A. Role of the horizontal gene exchange in evolution of pathogenic Mycobacteria // BMC Evol Biol. 2015. Vol. 15 Suppl 1, № Suppl 1. P. S2. Strain Variation in the Mycobacterium tuberculosis Complex: Its Role in Biology, Epidemiology and Control / ed. Gagneux S. Cham: Springer International Publishing, 2017. Vol. 1019. Brennan M.J., Delogu G. The PE multigene family: a "molecular mantra" for mycobacteria // Trends Microbiol. 2002. Vol. 10, № 5. P. 246-249.

Gey van Pittius N.C. et al. Evolution and expansion of the Mycobacterium tuberculosis PE and PPE multigene families and their association with the duplication of the ESAT-6 (esx) gene cluster regions // BMC Evol Biol. 2006. Vol. 6. P. 95.

149

150

151

152

153

154

155

156

157

158

159

160

161

162

163

164

165

166

167

168

169

170

171

Gutierrez M.C. et al. Ancient origin and gene mosaicism of the progenitor of Mycobacterium tuberculosis // PLoS Pathog. 2005. Vol. 1, № 1. P. e5.

Blouin Y. et al. Progenitor "Mycobacterium canettii" clone responsible for lymph node tuberculosis epidemic, Djibouti // Emerg Infect Dis. 2014. Vol. 20, № 1. P. 21-28. Koeck J.-L. et al. Clinical characteristics of the smooth tubercle bacilli "Mycobacterium canettii" infection suggest the existence of an environmental reservoir // Clin Microbiol Infect. 2011. Vol. 17, № 7. P. 1013-1019.

Supply P. et al. Genomic analysis of smooth tubercle bacilli provides insights into ancestry and pathoadaptation of Mycobacterium tuberculosis // Nat Genet. 2013. Vol. 45, № 2. P. 172-179. Smith S.E. et al. Comparative genomic and phylogenetic approaches to characterize the role of genetic recombination in mycobacterial evolution // PLoS One. 2012. Vol. 7, № 11. P. e50070. Boritsch E.C. et al. Key experimental evidence of chromosomal DNA transfer among selected tuberculosis-causing mycobacteria // Proc Natl Acad Sci U S A. 2016. Vol. 113, № 35. P. 98769881.

Mortimer T.D., Pepperell C.S. Genomic signatures of distributive conjugal transfer among mycobacteria // Genome Biol Evol. 2014. Vol. 6, № 9. P. 2489-2500.

Boritsch E.C. et al. A glimpse into the past and predictions for the future: the molecular evolution

of the tuberculosis agent // Mol Microbiol. 2014. Vol. 93, № 5. P. 835-852.

Young D.B., Comas I., de Carvalho L.P.S. Phylogenetic analysis of vitamin B12-related

metabolism in Mycobacterium tuberculosis // Front Mol Biosci. 2015. Vol. 2. P. 6.

Zumbo A. et al. Functional dissection of protein domains involved in the immunomodulatory

properties of PE_PGRS33 of Mycobacterium tuberculosis // Pathog Dis. 2013. Vol. 69, № 3. P.

232-239.

Boritsch E.C. et al. pks5-recombination-mediated surface remodelling in Mycobacterium tuberculosis emergence // Nat Microbiol. 2016. Vol. 1. P. 15019.

Ernst J.D. The immunological life cycle of tuberculosis // Nat Rev Immunol. 2012. Vol. 12, № 8. P. 581-591.

Cadena A.M., Fortune S.M., Flynn J.L. Heterogeneity in tuberculosis // Nat Rev Immunol. 2017. Vol. 17, № 11. P. 691-702.

Bos K.I. et al. Pre-Columbian mycobacterial genomes reveal seals as a source of New World human tuberculosis // Nature. 2014. Vol. 514, № 7523. P. 494-497.

Kay G.L. et al. Eighteenth-century genomes show that mixed infections were common at time of peak tuberculosis in Europe // Nat Commun. 2015. Vol. 6. P. 6717. Baker O. et al. Human tuberculosis predates domestication in ancient Syria // Tuberculosis (Edinb). 2015. Vol. 95 Suppl 1. P. S4-S12.

Hershkovitz I. et al. Detection and molecular characterization of 9,000-year-old Mycobacterium tuberculosis from a Neolithic settlement in the Eastern Mediterranean // PLoS One. 2008. Vol. 3, № 10. P. e3426.

Lee O.Y.-C. et al. Mycobacterium tuberculosis complex lipid virulence factors preserved in the 17,000-year-old skeleton of an extinct bison, Bison antiquus // PLoS One. 2012. Vol. 7, № 7. P. e41923.

Ho S.Y.W., Larson G. Molecular clocks: when times are a-changin' // Trends Genet. 2006. Vol. 22, № 2. P. 79-83.

Duchene S. et al. Genome-scale rates of evolutionary change in bacteria // Microb Genom. 2016. Vol. 2, № 11. P. e000094.

Comas I., Gagneux S. A role for systems epidemiology in tuberculosis research // Trends Microbiol. 2011. Vol. 19, № 10. P. 492-500.

Chernick V. A new evolutionary scenario for the Mycobacterium tuberculosis complex // Pediatr Pulmonol. 2004. Vol. 38, № 1. P. 1.

Brites D. et al. A New Phylogenetic Framework for the Animal-Adapted Mycobacterium tuberculosis Complex // Front Microbiol. 2018. Vol. 9. P. 2820.

172

173

174

175

176

177

178

179

180

181

182

183

184

185

186

187

188

189

190

191

192

193

Smith N.H. et al. Bottlenecks and broomsticks: the molecular evolution of Mycobacterium bovis // Nat Rev Microbiol. 2006. Vol. 4, № 9. P. 670-681.

Yeboah-Manu D., de Jong B.C., Gehre F. The Biology and Epidemiology of Mycobacterium africanum // Adv Exp Med Biol. 2017. Vol. 1019. P. 117-133.

Baker L. et al. Silent nucleotide polymorphisms and a phylogeny for Mycobacterium tuberculosis // Emerg Infect Dis. 2004. Vol. 10, № 9. P. 1568-1577.

Gagneux S., Small P.M. Global phylogeography of Mycobacterium tuberculosis and implications for tuberculosis product development // Lancet Infect Dis. 2007. Vol. 7, № 5. P. 328-337. Gutacker M.M. et al. Genome-wide analysis of synonymous single nucleotide polymorphisms in Mycobacterium tuberculosis complex organisms: resolution of genetic relationships among closely related microbial strains // Genetics. 2002. Vol. 162, № 4. P. 1533-1543. Firdessa R. et al. Mycobacterial lineages causing pulmonary and extrapulmonary tuberculosis, Ethiopia // Emerg Infect Dis. 2013. Vol. 19, № 3. P. 460-463.

Ngabonziza J.C.S. et al. A sister lineage of the Mycobacterium tuberculosis complex discovered

in the African Great Lakes region // Nat Commun. 2020. Vol. 11, № 1. P. 2917.

Coscolla M. et al. Phylogenomics of Mycobacterium africanum reveals a new lineage and a

complex evolutionary history // Microb Genom. 2021. Vol. 7, № 2. P. 000477.

Futuyma D.J., Moreno G. THE EVOLUTION OF ECOLOGICAL SPECIALIZATION // Annu.

Rev. Ecol. Syst. 1988. Vol. 19, № 1. P. 207-233.

Coscolla M., Gagneux S. Does M. tuberculosis genomic diversity explain disease diversity? // Drug Discov Today Dis Mech. 2010. Vol. 7, № 1. P. e43-e59. Rose G. et al. Mapping of genotype-phenotype diversity among clinical isolates of mycobacterium tuberculosis by sequence-based transcriptional profiling // Genome Biol Evol. 2013. Vol. 5, № 10. P. 1849-1862.

Weiner B. et al. Independent large scale duplications in multiple M. tuberculosis lineages overlapping the same genomic region // PLoS One. 2012. Vol. 7, № 2. P. e26038. Voskuil M.I. et al. Inhibition of respiration by nitric oxide induces a Mycobacterium tuberculosis dormancy program // J Exp Med. 2003. Vol. 198, № 5. P. 705-713.

Shell S.S. et al. DNA methylation impacts gene expression and ensures hypoxic survival of Mycobacterium tuberculosis // PLoS Pathog. 2013. Vol. 9, № 7. P. e1003419. Zhu L. et al. Precision methylome characterization of Mycobacterium tuberculosis complex (MTBC) using PacBio single-molecule real-time (SMRT) technology // Nucleic Acids Res. 2016. Vol. 44, № 2. P. 730-743.

Theus S.A. et al. Differences in the growth of paired Ugandan isolates of Mycobacterium tuberculosis within human mononuclear phagocytes correlate with epidemiological evidence of strain virulence // Infect Immun. 2006. Vol. 74, № 12. P. 6865-6876. Homolka S. et al. Functional genetic diversity among Mycobacterium tuberculosis complex clinical isolates: delineation of conserved core and lineage-specific transcriptomes during intracellular survival // PLoS Pathog. 2010. Vol. 6, № 7. P. e1000988.

Sarkar R. et al. Modern lineages of Mycobacterium tuberculosis exhibit lineage-specific patterns of growth and cytokine induction in human monocyte-derived macrophages // PLoS One. 2012. Vol. 7, № 8. P. e43170.

Barczak A.K. et al. In vivo phenotypic dominance in mouse mixed infections with Mycobacterium tuberculosis clinical isolates // J Infect Dis. 2005. Vol. 192, № 4. P. 600-606. Tanveer M. et al. Reduced TNF-alpha and IFN-gamma responses to Central Asian strain 1 and Beijing isolates of Mycobacterium tuberculosis in comparison with H37Rv strain // Trans R Soc Trop Med Hyg. 2009. Vol. 103, № 6. P. 581-587.

Chavadi S. et al. Global effects of inactivation of the pyruvate kinase gene in the Mycobacterium tuberculosis complex // J Bacteriol. 2009. Vol. 191, № 24. P. 7545-7553. Melnyk A.H., Wong A., Kassen R. The fitness costs of antibiotic resistance mutations // Evol Appl. 2015. Vol. 8, № 3. P. 273-283.

194. Chen Y.-Y. et al. The pattern of cytokine production in vitro induced by ancient and modern Beijing Mycobacterium tuberculosis strains // PLoS One. 2014. Vol. 9, № 4. P. e94296.

195. Portevin D. et al. Human macrophage responses to clinical isolates from the Mycobacterium tuberculosis complex discriminate between ancient and modern lineages // PLoS Pathog. 2011. Vol. 7, № 3. P. e1001307.

196. Krishnan N. et al. Mycobacterium tuberculosis lineage influences innate immune response and virulence and is associated with distinct cell envelope lipid profiles // PLoS One. 2011. Vol. 6, № 9. P. e23870.

197. Rakotosamimanana N. et al. Variation in gamma interferon responses to different infecting strains of Mycobacterium tuberculosis in acid-fast bacillus smear-positive patients and household contacts in Antananarivo, Madagascar // Clin Vaccine Immunol. 2010. Vol. 17, № 7. P. 10941103.

198. Subbian S. et al. Early innate immunity determines outcome of Mycobacterium tuberculosis pulmonary infection in rabbits // Cell Commun Signal. 2013. Vol. 11. P. 60.

199. Mihret A. et al. Plasma Level of IL-4 Differs in Patients Infected with Different Modern Lineages of M. tuberculosis // J Trop Med. 2012. Vol. 2012. P. 518564.

200. Newton S.M. et al. A deletion defining a common Asian lineage of Mycobacterium tuberculosis associates with immune subversion // Proc Natl Acad Sci U S A. 2006. Vol. 103, № 42. P. 15594-15598.

201. Wang C. et al. Innate immune response to Mycobacterium tuberculosis Beijing and other genotypes // PLoS One. 2010. Vol. 5, № 10. P. e13594.

202. van Laarhoven A. et al. Low induction of proinflammatory cytokines parallels evolutionary success of modern strains within the Mycobacterium tuberculosis Beijing genotype // Infect Immun. 2013. Vol. 81, № 10. P. 3750-3756.

203. WHO. Meeting report of the WHO expert consultation on the definition of extensively drug-resistant tuberculosis. 2020.

204. Miotto P. et al. A standardised method for interpreting the association between mutations and phenotypic drug resistance in Mycobacterium tuberculosis // Eur Respir J. 2017. Vol. 50, № 6. P. 1701354.

205. WHO. The use of next-generation sequencing technologies for the detection of mutations associated with drug resistance in Mycobacterium tuberculosis complex: technical guide. 2018.

206. WHO. Catalogue of mutations in Mycobacterium tuberculosis complex and their association with drug resistance. 2021.

207. Campbell E.A. et al. Structural mechanism for rifampicin inhibition of bacterial rna polymerase // Cell. 2001. Vol. 104, № 6. P. 901-912.

208. Piton J. et al. Structural insights into the quinolone resistance mechanism of Mycobacterium tuberculosis DNA gyrase // PLoS One. 2010. Vol. 5, № 8. P. e12245.

209. Magnet S., Blanchard J.S. Molecular insights into aminoglycoside action and resistance // Chem Rev. 2005. Vol. 105, № 2. P. 477-498.

210. Haver H.L. et al. Mutations in genes for the F420 biosynthetic pathway and a nitroreductase enzyme are the primary resistance determinants in spontaneous in vitro-selected PA-824-resistant mutants of Mycobacterium tuberculosis // Antimicrob Agents Chemother. 2015. Vol. 59, № 9. P. 5316-5323.

211. Trauner A. et al. Evolution of drug resistance in tuberculosis: recent progress and implications for diagnosis and therapy // Drugs. 2014. Vol. 74, № 10. P. 1063-1072.

212. Fenner L. et al. Effect of mutation and genetic background on drug resistance in Mycobacterium tuberculosis // Antimicrob Agents Chemother. 2012. Vol. 56, № 6. P. 3047-3053.

213. Ford C.B. et al. Mycobacterium tuberculosis mutation rate estimates from different lineages predict substantial differences in the emergence of drug-resistant tuberculosis // Nat Genet. 2013. Vol. 45, № 7. P. 784-790.

214. Castro R.A.D. et al. The Genetic Background Modulates the Evolution of Fluoroquinolone-Resistance in Mycobacterium tuberculosis // Mol Biol Evol. 2020. Vol. 37, № 1. P. 195-207.

215

216

217

218

219

220

221

222

223

224

225

226

227

228

229

230

231

232

233

234

235

236

237

Dartois V.A., Rubin E.J. Anti-tuberculosis treatment strategies and drug development: challenges and priorities // Nat Rev Microbiol. 2022. Vol. 20, № 11. P. 685-701.

Spiegel J., Adhikari S., Balasubramanian S. The Structure and Function of DNA G-Quadruplexes // Trends Chem. 2020. Vol. 2, № 2. P. 123-136.

Mishra S. et al. Guanine quadruplexes and their roles in molecular processes // Crit Rev Biochem Mol Biol. 2021. Vol. 56, № 5. P. 482-499.

Waller Z.A.E. et al. Control of bacterial nitrate assimilation by stabilization of G-quadruplex DNA // Chem Commun (Camb). 2016. Vol. 52, № 92. P. 13511-13514. Beaume N. et al. Genome-wide study predicts promoter-G4 DNA motifs regulate selective functions in bacteria: radioresistance of D. radiodurans involves G4 DNA-mediated regulation // Nucleic Acids Res. 2013. Vol. 41, № 1. P. 76-89.

Mishra S.K. et al. Characterization of G-Quadruplex Motifs in espB, espK, and cyp51 Genes of Mycobacterium tuberculosis as Potential Drug Targets // Mol Ther Nucleic Acids. 2019. Vol. 16. P. 698-706.

Perrone R. et al. Mapping and characterization of G-quadruplexes in Mycobacterium tuberculosis gene promoter regions // Sci Rep. 2017. Vol. 7, № 1. P. 5743.

Shankar U. et al. Conserved G-Quadruplex Motifs in Gene Promoter Region Reveals a Novel Therapeutic Approach to Target Multi-Drug Resistance Klebsiella pneumoniae // Front Microbiol. 2020. Vol. 11. P. 1269.

Jain N. et al. G-quadruplex stabilization in the ions and maltose transporters gene inhibit Salmonella enterica growth and virulence // Genomics. 2020. Vol. 112, № 6. P. 4863-4874. Mishra S.K. et al. Characterization of highly conserved G-quadruplex motifs as potential drug targets in Streptococcus pneumoniae // Sci Rep. 2019. Vol. 9, № 1. P. 1791. Shankar U. et al. Exploring Computational and Biophysical Tools to Study the Presence of G-Quadruplex Structures: A Promising Therapeutic Solution for Drug-Resistant Vibrio cholerae // Front Genet. 2020. Vol. 11. P. 935.

Palomino J.-C. et al. Resazurin microtiter assay plate: simple and inexpensive method for detection of drug resistance in Mycobacterium tuberculosis // Antimicrob Agents Chemother. 2002. Vol. 46, № 8. P. 2720-2722.

Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. 1977 // Biotechnology. 1992. Vol. 24. P. 104-108.

Logsdon M.M., Aldridge B.B. Stable Regulation of Cell Cycle Events in Mycobacteria: Insights From Inherently Heterogeneous Bacterial Populations // Front Microbiol. 2018. Vol. 9. P. 514. Li H., Durbin R. Fast and accurate short read alignment with Burrows-Wheeler transform // Bioinformatics. 2009. Vol. 25, № 14. P. 1754-1760.

Danecek P. et al. Twelve years of SAMtools and BCFtools // Gigascience. 2021. Vol. 10, № 2. P. giab008.

Pedersen B.S., Quinlan A.R. Mosdepth: quick coverage calculation for genomes and exomes // Bioinformatics. 2018. Vol. 34, № 5. P. 867-868.

DePristo M.A. et al. A framework for variation discovery and genotyping using next-generation DNA sequencing data // Nat Genet. 2011. Vol. 43, № 5. P. 491-498.

Ewels P. et al. MultiQC: summarize analysis results for multiple tools and samples in a single report // Bioinformatics. 2016. Vol. 32, № 19. P. 3047-3048.

Steiner A. et al. KvarQ: targeted and direct variant calling from fastq reads of bacterial genomes // BMC Genomics. 2014. Vol. 15, № 1. P. 881.

Lipworth S. et al. SNP-IT Tool for Identifying Subspecies and Associated Lineages of Mycobacterium tuberculosis Complex // Emerg Infect Dis. 2019. Vol. 25, № 3. P. 482-488. Croucher N.J. et al. Rapid phylogenetic analysis of large samples of recombinant bacterial whole genome sequences using Gubbins // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 43, № 3. P. e15. Page A.J. et al. SNP-sites: rapid efficient extraction of SNPs from multi-FASTA alignments // Microb Genom. 2016. Vol. 2, № 4. P. e000056.

238

239

240

241

242

243

244

245

246

247

248

249

250

251

252

253

254

255

256

257

258

259

260

261

Minh B.Q. et al. IQ-TREE 2: New Models and Efficient Methods for Phylogenetic Inference in the Genomic Era // Mol Biol Evol. 2020. Vol. 37, № 5. P. 1530-1534.

Hoang D.T. et al. UFBoot2: Improving the Ultrafast Bootstrap Approximation // Mol Biol Evol. 2018. Vol. 35, № 2. P. 518-522.

Kalyaanamoorthy S. et al. ModelFinder: fast model selection for accurate phylogenetic estimates // Nat Methods. 2017. Vol. 14, № 6. P. 587-589.

Xu S. et al. Ggtree : A serialized data object for visualization of a phylogenetic tree and annotation data // iMeta. 2022. Vol. 1, № 4. P. e56.

Nurk S. et al. Assembling single-cell genomes and mini-metagenomes from chimeric MDA products // J Comput Biol. 2013. Vol. 20, № 10. P. 714-737.

Gurevich A. et al. QUAST: quality assessment tool for genome assemblies // Bioinformatics. 2013. Vol. 29, № 8. P. 1072-1075.