Галоалкалофильные метанотрофы: Выделение и характеристика тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Калюжная, Марина Георгиевна

• Калюжная, Марина Георгиевна
• кандидат биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Калюжная, Марина Георгиевна

Список сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Особенности биологии метанотрофных бактерий.

1.1. Морфология и цитология.

1.2. Физиология и биохимия.

1.3. Систематика метанотрофов.

1.4. Биотехнологический потенциал метанотрофов.

Глава 2. Экология метанотрофных бактерий.

2.1. Методы детекции и анализа метанотрофных популяций.

2.2. Роль метанотрофов в круговороте углерода биосферы.

Глава 3. Гало(алкало)фильные микроорганизмы.

3.1. Физиологические особенности.

3.2. Осморегуляция.

3.3. Поверхностные структуры.

3.4. Микробные сообщества содовых и гиперсоленых экосистем.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 4. Материалы и методы.

4.1. Объекты исследования.

4.2. Культивирование бактерий.

4.3. Выделение чистых культур.

4.4. Изучение физиологических свойств.

4.5. Определение активности ферментов.

4.6. Аналитические методы.

4.6.1. Определение фосфолипидного состава клеток.

4.6.2. Идентификация органических осмолитов.

4.6.3. Газохроматографический анализ жирных кислот.

4.6.4. Определение цитохромов.

4.6.5. Определение убихинонов.

4.6.6. Определение формиата.

4.7. Характеристика белков Б-слоя.

4.8. Молекулярно-генетические методы.

4.8.1. Выделение и очистка препаратов ДНК.

4.8.2. Определение нуклеотидного состава ДНК.

4.8.3. ДНК-ДНК гибридизация.

4.8.4. ПЦР-амплификация.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Глава 4. Детекция метанотрофов в соленых водоемах Крыма и содовых озерах Южного Забайкалья.

Глава 5. Метанотрофные бактерии (гипер)соленых и щелочных водоемов: выделение и характеристика.

5.1. Получение накопительных и выделение чистых культур.

5.2. Морфология и ультраструктура.

5.3. Физиолого-биохимические свойства.

5.4. Фосфолипидный и жирнокислотный состав.

5.5. Генотипические свойства.

5.6. Таксономическое положение новых изолятов.

Глава 6. Механизмы осмоадаптации метанотрофных изолятов.

6.1. Влияние условий культивирования на углеводный состав клеток.

6.2. Накопление осмопротекторных соединений.

6.3. Влияние условий культивирования на фосфолипидный состав клеток.

6.4. Влияние условий культивирования на жирнокислотный состав клеток.

6.5. Поверхностные образования (Б-слои).

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Галоалкалофильные метанотрофы: Выделение и характеристика»

Актуальность темы. Метанотрофы - физиологическая подгруппа аэробных метилотрофных бактерий, способных использовать метан в качестве источника углерода и энергии. Метанотрофы составляют основу бактериальных фильтров, снижающих эмиссию метана и других парниковых газов в атмосферу из большинства экосистем. К настоящему времени хорошо исследованы метанотрофные сообщества пресноводных, почвенных и морских биотопов (с соленостью < 5%). Первые сведения о выделении метанотрофных бактерий из соленых водоемов прибрежной зоны морей были представлены Hutton, Zobell (1949). Однако первое описание морских метанотрофов было дано Sieburth et al. (1987). Исследования морских экосистем свидетельствуют о присутствии и активной жизнедеятельности метанотрофных бактерий (Гальченко и др., 1989, 1991). Сообщалось о выделении метанотрофных бактерий, толерантных к 9% NaCl в ростовой среде, хотя чистые культуры не были описаны (Малашенко и др., 1995). На основании данных газохроматографического анализа потребления метана микробными матами гиперсоленых водоемов некоторые авторы (Слободкин, Заварзин, 1992; Conrad et al., 1995) пришли к выводу об отсутствии метаноокисления и метанотрофных бактерий при солености среды выше 9%. Напротив, с использованием более чувствительного и специфичного радиоизотопного метода было продемонстрировано градиентное потребление метана в экосистемах с соленостью до 30%, но природа микроорганизмов, ответственных за этот процесс, была неясна (Sokolov, Trotsenko, 1995). Таким образом, к началу нашей работы данные о присутствии и активности метанотрофов в (гипер)соленых водоемах были фрагментарными и противоречивыми, а щелочные озера вообще не изучались в этом отношении.

Цель и задачи исследования. В связи с вышеизложенным целью нашей работы было доказательство присутствия метанотрофных бактерий в соленых и содовых экосистемах, выделение и характеристика чистых культур метанотофов.

Для достижения указанной цели в работе решались следующие основные задачи:

1. Детекция и исследование распространения метанотрофных бактерий в рапных озерах Крыма и эпиконтинентальных содовых водоемах Юго-Восточной Сибири.

2. Выделение, изучение физиолого-биохимических свойств, определение таксономического положения метанотрофов из соленых и содовых водоемов.

3. Выяснение экофизиологической роли метанотрофных бактерий как компонента галоалкалофильного микробного сообщества.

4. Изучение адаптации метанотрофов к высокой минерализации и щелочным значениям рН.

Научная новизна работы. Впервые продемонстрировано присутствие метанотрофных бактерий в содовых и гиперсоленых экосистемах. Выделены и описаны первые (гало)алкалофильные метанотрофы, которые на основании фено- и генотипического анализа идентифицированы как новые виды рода Methylomicrobium: M.buryaticum, М. modestohalophilum иМ.alcaliphilum.

Впервые исследованы механизмы адаптации облигатных метанотрофов к таким экстремальным факторам внешней среды, как высокие значения рН и солености. Показано, что выделенные галоалкалофильные метанотрофы адаптируются к повышенной солености и рН, формируя гликопротеиновые слои на внешней поверхности клеточной стенки; накапливая внутриклеточные органические осмопротекторы (эктоин и глутамат) и повышая уровни отрицательно заряженных мембранных фосфолипидов.

Полученные результаты расширяют представления о биологии и таксономическом разнообразии, распространении метанотрофов.

Практическое значение. Выделенные метанотрофы устойчивы к высоким концентрациям солей и щелочным значениям рН, при этом ряд штаммов обладает растворимой ММО с широкой субстратной специфичностью, что позволяет считать их перспективными для биоремедиации окружающей среды. Способность галофильных метанотрофов к накоплению высоких внутриклеточных концентраций осмопротекторов, используемых для стабилизации биомолекул и клеток, позволяет рекомендовать данные культуры в качестве продуцентов эктоина. Способность галофильных метанотрофов формировать S-слои может представить интерес для современной биотехнологии и биомедицины.

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены на конференции памяти акад. Е.Н.Кондратьевой "Автотрофные микроорганизмы" (Москва, 1996), на II конференции молодых ученых г. Пущино (1997), на международной конференции "Microbial response to stress: what's new and how can it be applied?" (Sesimbra, Portugal, 1997), INT AS Symposium "Microbial ecology and biotechnology with reflection on extremophiles" (Moscow, 1997), European Congress on Biotechnology (Budapest, 1997), Всероссийской школе-конференции "Горизонты физико-химической биологии" (Пущино, 2000), на международном симпозиуме "Современные проблемы биохимии и физиологии микроорганизмов" (Пущино, 2000), Гордоновских конференциях "Molecular Basis of Microbial CI Metabolism" (Henniker, USA, 1998; New Haven, USA, 2000).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 13 работ.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 129 страницах и состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, заключительного обсуждения результатов, выводов и списка литературы, включающего 245 ссылок, содержит 21 таблицу и 26 рисунков.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Калюжная, Марина Георгиевна

выводы

1. С использованием микроскопических и молекулярно-биологических методов анализа обнаружено присутствие метанотрофных бактерий в образцах ила гиперсоленых водоемов Крыма и содовых озер Юго-Восточной Сибири. Впервые выделены в чистую культуру и охарактеризованы семь штаммов галофильных, галоалкалотолерантных и галоалкалофильных метанотрофов.

2. Особенностями выделенных культур являются: способность к росту в широком диапазоне солености и рН среды, поверхностные гликопротеиновые структуры (S-слои), преобладание Ci6:o в жирнокислотном составе клеток, присутствие одной формы (НАДФ+) изоцитратдегидрогеназы, ассимиляция NH/ посредством восстановительного аминирования и через глутаматный цикл, наличие растворимой формы метанмонооксигеназы у ряда штаммов.

3. На основании выявленных цитологических, физиолого-биохимических, генотипических особенностей и филогенетического анализа новые изоляты отнесены к роду Methylomicrobium с образованием трех новых видов: M.alcaliphihim, М modesiohalophilum и М. buryaticum.

4. Показано, что галоалкалофильные метанотрофы адаптируются к повышенной солености и рН, увеличивая содержание внутриклеточных органических осмопротекторов (эктоина и глутамата), повышая уровни отрицательно заряженных мембранных фосфолипидов и неразветвленных гексадекановых жирных кислот.

5. Анализ выделенных S-слоев показал, что чашевидные структуры M.alcaliphulum 20Z состоят из гликопротеиновых субъединиц с молекулярой массой 27, 47 и 80 kDa, тогда как поверхностные слои M.modestohalophilum IOS - только из 27 kDa субъединиц. Предполагается, что S-слои, являясь своеобразной "пориноподобной" системой, способствуют связыванию СН4 в условиях, ограничивающих его растворимость.

6. Полученные данные позволяют считать метанотрофные бактерии активным компонентом микробного сообщества, обеспечивающим возврат углерода метана в общий пул органического вещества гиперсоленых и содовых экосистем.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Калюжная, Марина Георгиевна, 2000 год

1. Андреев Л.В., Гальченко В.Ф. (1978). Жирнокислотный состав и идентификация метанотрофных бактерий. Доклады АН СССР, Т.239, № 6, с. 1465-1468.

2. Андреищева E.H., Звягильская P.A. (1999). Адаптация дрожжей к солевому стрессу. Прикладная биохимия и микробиология, Т.35, №3, с.243-256.

3. Беляев С.С., Лауринавичус К.С., Иванов М.В. (1975). Определение интенсивности процесса микробиологического окисления метана с использованием 14СН(. Микробиология, Т.44, № 3, с.542-545.

4. Беляев A.C., Черных H.A., Гальченко В.Ф., Иванов М.В. (1995). Детекция метилотрофов в природных образцах методом амплификации фрагмента moxF-rem. Микробиология, Т.64, № 6, с.788-791.

5. Биологические мембраны (1990). Методы: Пер. с англ./Под ред. Дж.Б. Финделея, У.Г. Эванса, Изд. "Мир", 424с.

6. Гальченко В.Ф., Шишкина В Н., Сузина Н.Г., Троценко Ю.А. (1977). Выделение и свойства новых штаммов облигатных метанотрофов. Микробиология, Т.46, № 5, с.890-897.

7. Гальченко В.Ф., Намсараев Б.Б., Мшенский Ю.Н., Нестеров А.И., Иванов М.В. (1984). Рост метанотрофных бактерий в присутствии метанола. Микробиология, Т.53, № 5, с.724-730.

8. Гальченко В.Ф., Андреев Л.В., Троценко Ю.А.(1986). Таксономия и идентификация облигатных метанотрофных бактерий. Пущино, ОНТИ НЦБИ АН СССР, 1986, 96с.

9. Гальченко В.Ф., Абрамочкина Ф.Н., Безрукова Л.В., Соколов E.H., Иванов М.В. (1988) Видовой состав аэробной метанотрофной микрофлоры Черного моря. Микробиология, Т.57, № 2, с.305-311.

10. Гальченко В.Ф., Иванов М.В., Леин А.Ю. (1989) Микробиологические и биохимические процессы в водной толще океана как показатели активности подводных гидротерм. Геохимия, № 8, с. 1075-1087.

11. Гальченко В.Ф. (1989). Метанотрофные бактерии водных экосистем. Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук.

12. Гальченко В.Ф. (1995). Бактериальный цикл метана в морских экосистемах. Природа, №6, с.35-48.

13. Герасименко JI.M., Дубинин A.B., Митюшина Л.Л., Заварзин Г.А.(1999). Микроскопическая зеленая водоросль из содовых озер. Микробиология, Т.68, № 5, с.696-700.

14. Гринберг Т.А. (1984). Образование и природа пигментов Methylomonas rubra. Микробиол.журнал, Т.46, № 6, с.69-71.

15. Горленко В.М., Намсараев Б.Б., Кулырова A.B., Заварзина Д.Г., Жилина Т.Н. (1999). Активность сульфатредуцирующих бактерий в донных осадках содовых озер Юго-Восточного Забайкалья. Микробиология, Т.68, № 5, с.664-670.

16. Доронина Н.В., Говорухина Н.И., Лысенко A.M., Троценко Ю.А. (1988). Анализ ДНК-ДНК гомологий у облигатно-метилотрофных бактерий. Микробиология, Т. 57, № 4, с.629-633.

17. Доронина Н.В., Троценко Ю.А. (1994). Способ хранения метилотрофных и гетеротрофных микроорганизмов. Прикл. биохимия и микробиол., Т.28, №4, с.631-635.

18. Доронина Н.В., Дармаева Ц.Д., Троценко Ю.А. (2001). Новые аэробные метилотрофные изоляты из содовых озер Южного Забайкалья. Микробиология (в печати).

19. Заварзин Г.А. (1993). Эпиконтинентальные содовых водоемы как предполагаемые реликтовые биотопы формирования наземной биоты. Микробиология, Т. 62, № 5, с.789-800.

20. Заварзин Г.А., Жилина Т.Н., Пикута Е.В. (1996). Вторичные анаэробы в галоалкалофильных сообществах озер Тувы. Микробиология, Т.65, № 4, с.546-553.

21. Заварзин Г.А., Жилина Т., Кевбрин В.В. (1999). Алкалофильное микробное сообщество и его функциональное разнообразие. Микробиология, Т. 68, № 5, с. 5 79599.

22. Зеленкова Н.Ф.(1988). Методы получения производных органических соединений для последующего газохроматографического анализа. Итоги науки и техники, Серия хроматография, Москва, Т.6, с. 140.

23. Иванов M.B. (1988). Микробиологические методы борьбы с метаном в угольных шахтах. Вестник АН СССР, Сер. Биол., № 3, стр. 16-26.

24. Исаченко Б.Л.(1951). Хлористые, сульфатные и содовые озера Кулундинской степи и биогенные процессы в них. Избранные труды. М.-Л., Издательство АН СССР, с. 143162.

25. Кашнер Д. (1981). Жизнь микробов в экстремальных условиях. Москва, Изд. "Мир", 520с.

26. Кевбрин В.В., Жилина Т.Н., Заварзин Г.А. (1999). Разложение целлюлозы анаэробным алкалофильным микробным сообществом. Микробиология, Т.68, № 5, с.686-695.

27. Малашенко Ю.Р., Романовская В.А., Лялько В.И. (1975). Участие микроорганизмов, окисляющих газообразные углеводороды в круговороте углерода биосферы. Изв. АН СССР. Серия биол., №5, с.682-693.

28. Малашенко Ю.Р., Романовская В.А., Троценко Ю.А. (1978.) Метанокисляющие микроорганизмы. Москва, "Наука", 198с.

29. Малашенко Ю.Р., Хайер Ю., Бергер У, Романовская В.А., Мучник Ф.В. (1993). Биология метанобразующих и метанокисляющих микроорганизмов. Киев, "Наукова думка", 255с.

30. Малашенко Ю.Р., Хайер Ю., Романовская В.А., Бергер У, Будкова E.H., Шатохина Э.С. (1995). Синтез и окисление метана бактериями в гипергалинных озерах. Микробиол. журнал. Т.57, №3, с.24-29.

31. Методы общей бактериологии (1983). Под ред. Ф. Герхардта и др. Изд. "Мир", T.I, с.360-361.

32. Моносов Э.З., Нетрусов А.И. (1976). Локализация энергогенераторов у метанокисляющих бактерий. Микробиология, Т.45, № 4, с.598-601.

33. Намсараев Б.Б., Жилина Т.Н. Кулырова A.B., Горленко В.М. (1999). Бактериальное образование метана в содовых озерах юго-восточного Забайкалья. Микробиология, Т.68, № 5, с.671-676.

34. Нестеров А.И., Иванов М.В. (1983). Экология метанотрофных бактерий. Успехи микробиологии, Т. 18, с.3-18.

35. Омельченко М.В., Савельева Н.Д., Васильева Л.В., Заварзин Г.А. (1992). Психрофильное метанотрофное сообщество из почвы тундры. Микробиология, Т.61, №6, с. 1072-1077.

36. Омельченко М.В., Васильева JI.B., Заварзин Г.А., Савельева Н.Д., Лысенко A.M., Митюшина Л.Л., Хмеленина В.Н., Троценко Ю.А. (1996). Новый психрофильный метанотроф рода Methylobacter. Микробиология, Т.65, № 3, с.339-343.

37. Перт С. Дж. (1978). Основы культивирования микроорганизмов и клеток. Изд. "Мир", 332 с.

38. Практикум по биохимии (1989). Под ред. С.Е.Северина, Г.А.Соловьевой. Изд. МГУ, 509с.

39. Романовская В.А., Будкова E.H., Тиньянова Н.З. (1984). Использование вспомогательных тестов для классификации метанокисляющих бактерий. Микробиол. журнал, Т.46, №5, с.20-23.

40. Романовская В.А., Столяр С.М., Малашенко Ю.Р (1991). Систематика метилотрофных бактерий. Киев, "Наукова думка", 212 с.

41. Северина Л.О. (1995). Бактериальные S-слои. Микробиология, Т.64, № 6, с.725-733.

42. Скулачев В.П. (1985). Натриевый цикл новый тип бактериальной энергетики. Биохимия, Т. 50, № 2, с. 179-183.

43. Слободкин Ф.И., Заварзин Г.А. (1992). Образование метана в галофильных цианобактериальных матах лагун озера Сиваш. Микробиология, Т.61, № 2, с.294-299.

44. Соколов И.Г., Романовская В.А. (1992). Механизмы облигатной метилотрофии. Микробиол. журнал, Т.54, № 5, с.87-104.

45. Сорокин Д.Ю., Турова Т.П., Кузнецов Б.Б., Брянцева И.А., Горленко В.М. (2000). Roseinatronobacter thiooxidans gen.nov., sp.nov., новая алкалофильная аэробная бактериохлорофил-а-содержащая бактерия из содовых озер. Микробиология, Т.69, № 1, с.89-97.

46. Спирин A.C. (1958). Спектрофотометрическое определение суммарного количества нуклеиновых кислот. Биохимия, Т.23, с.656-662.

47. Справочник биохимика (1991). Под ред. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Изд. "Мир", с. 406-408.

48. Сузина Н.Е., Фихте Б.А. (1986). Ультраструктурная организация метанотрофных бактерий. Пущино, ОНТИ НЦБИ АН СССР, 85 с.

49. Тухватуллин И.А., Коршунова Л.А., Гвоздев Р.И., Дольтон Г. (1996). Исследование Си-центра мембрансвязанной метанмонооксигеназы из субклеточных структур Methylococcus capsulatus (Bath). Биохимия, Т.61, № 7, с. 1241-1249.

50. Троценко Ю.А., Четина Е.В. (1988). Энергетический метаболизм метилотрофных бактерий. Успехи микробиологии. Т.22, с.3-34.

51. Тюрин B.C., Гальченко В.Ф. (1976). Субмикроскопическое строение мембранного аппарата метанотрофных бактерий. Микробиология, Т. 45, № 3, с.503-506.

52. Тюрин B.C., Горская J1.A., Кафтанова А.С., Логинова Т.М., Михайлов А.М. (1985). Особенности тонкого строения Methylococcus capsulatus при различных условиях культивирования. Микробиология, Т.21, №6, с.770-775.

53. Четина Е.В., Троценко Ю.А. (1981). Внутриклеточная локализация ферментов окисления С1-соединений у облигатных метанотрофов. Микробиология. Т.50, № 3, с.446-451.

54. Четина Е.В., Сузина Н.Е., Фихте Б.А., Троценко Ю.А. (1982). Влияние условий культивирования на организацию мембранного аппарата Methylomonas methanica. Микробиология, Т.51, №2, с.247-254.

55. Четина Е.В., Троценко Ю.А. (1987). Уровни аденин и пиридиннуклеотидов у метанотрофных бактерий. Микробиология, Т.56, с.369-393.

56. Шишкина В.Н., Троценко Ю.А. (1986). Уровни ассимиляции углекислоты метанотрофными бактериями. Микробиология, Т.55, №3, с.377-382.

57. Akkermans A.D.L., Mirza M.S., Harmsen H.J.M., Blok H.J., Herron P.R., Sessitsch A. and Akkermans W.M. (1994). Molecular ecology of microbes: A review of promises, pitfalls and true progress. FEMS Microbiol. Rev., V.15, № 2-3, p. 185-194.

58. Amaral J.A. and Knowles R. (1995). Growth of methanotrophs in oxygen and methane counter gradients. FEMS Microbiol. Lett., V.126, p.215-220.

59. Amaral J.A., Ren Т., Knowles R. (1998). Atmospheric methane consumption by forest soils and extracted bacteria at different pH values. Appl. Environ. Microbiol., V.64, № 7, p.2397-2402.

60. Ambler R.P., Dalton H., Meyer Т.Е., Bartsch R.G., Kamen M.D. (1986). The amino acid sequence of cytochrome c-555 from the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus. Biochem. J., V.233, p.333-337.

61. Anthony C., Zatman L.J. (1964). The microbial oxidation of methanol. The methanol-oxidizing enzyme of Pseudomonas sp. M27. Biochem. J., V.92, P.614-621.

62. Antony C. (1982). The biochemistry of methylotrophs. London: Acad.Press, 25 lp.

63. Anthony C. (1986). Bacterial oxidation of methane and methanol. Adv. Microb. Physiol., V.27, p. 113-210.

64. Anthony C. (1991). Assimilation of carbon in methylotrophs. In: Biology of methylotrophs (eds. Goldberg I. and Rokem J.S.), p.79-109. Butterworth-Heinemann, Stoneham, Mass.

65. Anthony C. (1992). The structure of bacterial quinoprotein dehydrogenases. Int.J.Biochem., V.24, p.29-39.

66. Aono R., Ito M., Joblin K.N. and Horikoshi K. (1995). A high cell wall negative charge is necessary for the growth of the alcaliphile Bacillus lentus C-125 at elevated pH. Microbiology, V. 141, p.2955-2964.

67. Arps P.J., Speer B.S., Kim Y.M. and Lidstrom M.E. (1995). The mxaAKL genes of Methylobacter albus BG8. Microbiology, V.141, № 11, p.2995-3004.

68. Asenjo J.A. and Suk J.S. (1986). Microbial conversion of methane into poly-P-hydroxybutirate (PHB): growth and intracellular product assimilation in a type II methanotroph. J. Ferment. Technol., V.64, № 4, p.271-278.

69. Bahl H. Scholz H., Bayan N, Chami M., Leblon G. et. al.(1997). Molecular biology of Slayers. FEMS Microbiol. Rev., V.20, № 1/2, p.48-98.

70. Bastien C., Machlin S., Zhang Y., Donaldson K., Hanson R.S. (1989). Organization of genes required for the oxidation of methanol to formaldehyde in three type II methylotrophs. Appl. Environ. Microbiol., V.55, p.3124-3130.

71. Beveridge T.J., Pouwels P., Sara M., Kotiranta A., Launatmaa K. et al. (1997). Functions of S-layers. FEMS Microbiol. Rev., V.20, № 1/2, p.99-149.

72. Bidle K.A., Kastner M., Bartlett D.H. (1999). A phylogenetic analysis of microbial communities associated with methane hydrate containing marine fluids and sediment in the Cascadia margin (ODP side 892B). FEMS Microbiol. Lett., V. 177, № 1, p. 101-108.

73. Blackmore M.A., Quayle I.R. (1970). Microbial growth on oxalate by a route not involving glyoxylate carboligase. Biochem. J., V.118, p.53-59.

74. Bodrossy L., Murrell J.C., Dalton H, Kalman M., Puskas L.G., Kovacs K.L. (1995). Heat-tolerant methanotrophic bacteria from the hot water effluent of a natural gas field. Appl. Environ. Microbiol., V.61, № 10, p.3549-3555.

75. Bodrossy L., Kovacs K.L., McDalton I.R, Murrell J.C. (1999). A novel thermophilic methane-oxidising y-Proteobacterium. FEMS Microbiol. Lett., V.170, № 2, p.335-341.

76. Boer W.E. and Hazeu W. (1972). Observations on the fine structure of a methane-oxidizing bacterium. Antonie van Leeuwenhoek, V. 38, p.33-47.

77. Booth I.R. and Higgins C.F. (1990). Enteric bacteria and osmotic stress: interacellular potassium glutamate as a secondary signal of osmotic stress? FEMS Microbiol. Rev., V. 75, p.23 9-246.

78. Borjesson G., Sund I., Tunlid A., Frostegard A.,Svensson H. (1998a). Microbial oxidation of CH4 at high partial pressures in an organic landfill cover soil under different moisture regimens. FEMS Microbiol.Ecol., V. 26, p.207-217.

79. Borjesson G., Sund I., Tunlid A., Svensson H. (1998b). Methane oxidation in landfill cover soils, as revealed by potential oxidation measurements and phospholipid fatty acid analyses. Soil Biol.Biochem., V. 30, № 10/11, p.1423-1433.

80. Bosse U. and Frenzel P. (1997). Activity and distribution of methane-oxidizing bacteria in flooded rice soil microcosms and rice plants (Oryza sativa). Appl.Environ.Microbiol., V. 63, №4, p. 1199-1207.

81. Bouvier P., Rohmer M., Benveniste P. and Ourisson G. (1976). A8-Steroids in the bacterium Methylobacterium capsulatus. Biochem. J., V. 159, №14, p.267-271.

82. Bowman J.P.,Skerratt J.H., Nichols P.D., Sly L.I.(1991). Phospholipid fatty acids and lipopolysaccharide fatty acid signature lipids in methane-utilizing bacteria. FEMS Microbiol. Ecol., V. 85, p. 15-22.

83. Bowman J.P., Sly L.I., Stackebrandt E. (1995). The phylogenetic position of family Methylococcaceae. Int. J. Syst. Bacterid., V. 45, № 1, p. 182-185.

84. Bowman J.P, McCammon S.A., Skeratt J.H. (1997). Methylosphaera hansonii gen.nov., sp.nov., a psychrophilic, group I methylotroph from Antartic marine-salinity, meromictic lakes. Microbiology (UK), V. 143, p. 1451-1459.

85. Buchholz L.A., Klump J.V, Collins M.L.P., Brantner C.A., Remsen C.C. (1995). Activity of methanotrophic bacteria in Green Bay sediments. FEMS Microbiol. Ecol., V. 16, p. 1-8.

86. Calhoun A. and King G.M. (1997). Regulation of root-associated methanotrophy by oxygen availability in the rhizosphere of two aquatic macrophytes. Appl.Environ.Microbiol, V. 63, № 8, p.3051-3058.

87. Carls R.A., Hanson R.S. (1971). Isolation and characterization of tricarboxylic acid cycle mutants of Bacillus subtilis. J. Bacteriol., V. 106, P.848-855.

88. Cavanaugh C.M. (1993). Methanotroph-invertebrate symbioses in the marine environment: ultrastructural, biochemical and molecular studies. In: Microbial Growth on Ci Compounds, (eds. J.C Murrell. and D P. Kelly), Intercept Press, Ltd., Andover, UK.

89. Chalvardjian A. and Rudniski E. (1970). Determination of lipid-phosphorus in the nanomolar range. Anal. Biochemistry, V. 36, №1, p.225-226.

90. Chistoserdova L., Vorholt J.A, Thauer R.K., Lidstrom M.E. (1998). Ci transfer enzymes and coenzymes linking methylotrophic and methanogenic archaea. Science, V. 281, p.99-102.

91. Collins M.D. (1985). Analysis of isoprenoid quinones. In: Methods in Microbiology, (ed. Gottschalk G), New York, Acad. Press, V. 18, p.329-366.

92. Collins M.D, Howarth O.W, Green P.N. (1986). Isolation and structural determination of a novel coenzyme from a metane-oxidizing bacterium. Arch. Microbiol. V. 146, p. 263-266.

93. Conrad R, Frenzel P, Cohen Y. (1995). Methane emission from hypersaline microbial mats: Lack of aerobic methane oxidation activity. FEMS Microbiol. Ecol, V. 16, p.297-306.

94. Cullins P.R. and de Kruiff B. (1979). Lipid polymorphism and the functional roles of lipids in biological membranes. Biochim. Biophys. Acta, V. 559, №2, p.399-420.

95. Dalton H. and Whittenbury R. (1976). The acetylene reduction technique as an assay for nitrogenase activity in the methane oxidation bacterium Methylococcus capsulaius strain Bath. Arch Microbiol, V. 106, p. 147-151.

96. Dalton H. and Leak D.J. (1985). Methane oxidation by microorganisms, p. 173-200. In: Microbial gas metabolism (eds. Pool R.K and Dow C.S.), Edition published by Acad. Press, London, LTD.

97. Dalton H. (1992). Methane oxidation by methanotrophs: physiological and mechanistic implication, p.85-114. In Methane and methanol utilizers (eds. Murrell J.C. and Dalton H.), Plenium Press, New York.

98. Dalton H, Wilkins P, Jiang Y. (1993). Structure and mechanism of action of the hydroxylase of soluble methane monooxygenase. In: Microbial Growth on CI Compounds, (eds. J.C.Murrell and D.P.Kelly), p.65-80.

99. Denhardt D.T. (1966). A membrane filter technique for determination of complementary DNA. Biochem. Biophys. Res. Com., V. 23, p. 641-646.

100. Dijken van J.P, Quayle J.R. (1977). Fructose metabolism in four Pseudomonas species. Arch. Microbiol., V. 114, p.281-286.

101. Dixon G.H., Kornberg H.L.(1959). Assay for key enzymes of glyoxylate cycle. Biochem. J., V. 72, P.3-11.

102. Dispirito A.A., Lipscomb J.D., Lidstrom M.E. (1990). Soluble cytochrome from the marine methanotrophMethylomonas sp. strain A4. J. Bacteriol., V.172, № 9, p.5360-5367.

103. Doherty D. (1970) L-glutamate dehydrogenase (yeast). In: Methods in Enzymol., XXVII A, p.850.

104. Dunfield P., Knowles R., Dumont R., Moore T.R. (1993). Methane production and consumption in temperate and subarctic peat soils: response to temperature and pH. Soil Biol. Biochem. V.25, № 3, p.321-326.

105. Fassel T.A., Buchholz L.A., Collins M.L.P, Remsen C.C. (1992). Localization of metanol dehydrogenase in two strains of methylotrophic bacteria detected by immunogold labeling. Appl. Environ. Microbiol., V.58, № 7, p.2302-2307.

106. Fang J., Barcelona M.J., Semrau J.D. (2000). Characterization of methanotrophic bacteria on the basis of intact phospholipid profiles. FEMS Microbiol. Lett., V.189, № 1, p. 67-72.

107. Ferenci T., Strom T., Quayle J.R. (1974). Purification and properties of 3-hexulose phosphate synthase and phospho-3-hexuloisomerase from Methylococcus capsulatus. Biochem. J., V.144, p.477-486.

108. Fesefeldt A. and Gliesche C.G. (1997). Identification of Hyphomicrobium spp. Using PCR-amplified fragments of the mxaF gene as a molecular marker. System. Appl. Microbiol., V20, p.387-396.

109. Fitch M.W., Graham D.W., Arnold R.G., Agarwal S.K., Phelps P., Speitel G.E., Georgiou G. (1993). Phenotypic characterisation of copper-resistant mutant of Methylosinus trichosporium OB3b. Appl. Environ. Microbiol., V.59, p.2771-2776.

110. Galchenko V.F., Lein A., Ivanov M. (1989). Biological sinks of methane. In Exchange of gases between terrestrial ecosystems and the atmosphere, (eds. Andreae M.O. and Schimel D.S.), p.59-71. John Wiley and Sons Ltd, Bernhard.

111. Galinski E.A.(1995). Osmoadaptation in bacteria. Adv. Microbiol. Physiol, (ed. Poole R.K.), Acad. Press, V.37, p.273-328.

112. Galinski E.A., Pfeiffer HP, Truper H.G. (1985). l,4,5,6-Tetrahydro-2-methyl-4-pyrimidine carboxylic acid, a novel cyclic amino acid from halophilic phototrophic bacteria of the genus Ectothiorhodospira. Eur. J. Biochem., V. 149, p. 135-139.

113. Galinski E.A., Truper H.G. (1994). Microbial behaviour in salt-stressed ecosystems. FEMS Microbiol Rev., V.15, p.95-108.

114. Ghisalba O. and Heinzer F. (1982). Methanol from methane a hypothetical microbial conversion compared with the chemical process. Experientia, V.38, № 2, p.218-223.

115. Gibert B., Abmus B., Hartmann A. and Frenzel P. (1998). In situ localization of two methanotrophic strains in the rhizosphere of rice plants. FEMS Microbiol. Ecol., V.25, №2, p.117-128.

116. Graham D.W., Korich D.G., LeBlanc R.P., Sinclair N.A., Arnold R.G.(1992). Application of colorimetric plate assay for soluble methane monooxygenase activity. Appl. Environ. Microbiol., V.58., № 7, p.2231-2236.

117. Grant W.D. and Jones B.E. (2000). Alkaline environments. In: Encyclopaedia of microbiology (ed. J.Lederberg), Acad. Press, V. 1, p. 126-133.

118. Green L., Prior S.D., Dalton H. (1985). Copper ions as inhibitor of protein C of soluble methane monoxygenase of Methylococcus capsulatus (bath). Eur. J. Biochem., V. 153, p. 137144.

119. Green L. and Dalton H. (1986). Steady-state kinetic analysis of soluble methane mono-oxygenase from Methylococcus capslatus (Bath). Biochem. J., V.236, № 1, p. 155-162.

120. Guckert J.B., Ringelberg D.B., White DC., Hanson R.S., Bratina B.J. (1991). Membrane fatty acids as phenotypic markers in the polyphasic taxonomy of methylotrophs within the Proteobacteria. J. Gen. Microbiol., V.137., p.2631-2641.

121. Hamer G. (1979). Biomass from natural gas. In: Economic Microbiol. Microbial biomass (ed. Rose A H), V4, Acad. Press, p.35-39.

122. Hanson R.S. and Hanson T.E. (1996). Methanotrophic bacteria. Microbiol. Rev., V.60, №2, p.439-471.

123. Higgins I.J., Best D.J., Hammond R.C. (1980). New findings in methane-utilizing bacteria highlight their importance in the biosphere and their commercial potential. Nature, V.286, № 5773, p.561-564.

124. Holmes A.J., Costello A., Lidstrom M.E., Murrell J.C. (1995a). Evidence that particulate methane monooxygenase and ammonia monooxygenase may be evolutionarily related. FEMS Microbiol. Lett., V.132, p.203-208.

125. Holmes A.J., Owens N.J., Murrell J.C. (1995b). Detection of novel marine methanotrophs using phylogenetic and functional gene probes after methane enrichment. Microbiology, V.141, №8, p. 1947-1955.

126. Holmes A.J., Roslev P., McDonald I.R., Iversen N., Henriksen K., Murrell J.C. (1999). Characterization of mehanotrophic bacterial populations in soils showing atmospheric methane uptake. Appl. Environ. Microbiol., V.65, № 8, p.3312-3318.

127. Iversen, N., Oremland, R.S., King, L.M. (1987). Big Soda Lake (Nevada) 3: Pelagic methanogenesis and anaerobic methane oxidation. Limnol. Oceanograph 32, p. 804-814.

128. Iwamoto T., Tani K., Nakamura K., Suzuki Y., Kitagawa M., Eguchi M. and Nasu M (2000). Monitoring impact of in situ bio stimulation treatment on groundwater bacterial community by DGGE. FEMS Microbiol. Ecol., V.32, p. 129-141.

129. Izumi Y., Asano Y., Tani Y., Ogata K. (1977). Formation of valine and leucine by analog-resistant mutants of an obligate methylotroph, Methylomonas aminofaciens. J. Ferment. Technol., V.55, № 5, p.452-458.

130. Jahnke L.L. (1992). The effect of growth temperature on the methyl sterol and phospholipid fatty acid composition of Methylococcus capsulatus (Bath). FEMS Microbiol. Lett., V.93, p.209-212.

131. Jahnke L.L., Summons R.E., Dowling L.M., Zahiralis K.D. (1995). Identification of methanotrophic lipid biomarkers in cold-seep mussel gills: chemical and isotopic analysis. Appl. Environ. Microbiol., V.62, № 2, p.576-582.

132. Jensen S., Ovreas L., Daae F., Torsvik A. (1998). Diversity in methane enrichments from agricultural soil revealed by DGGE separation of PCR amplified 16S rDNA fragments. FEMS Microbiol.Ecol., V.26, p. 17-26.

133. Joergensen L. (1985). Methane oxidation by Methylosinus trichosporium measured by membrane-inlet mass spectrometry. p.287-295.In: Microbial gas metabolism (ed. Pool R.K and Dow C.S.), Acad. Press, INC (London) LTD.

134. Johnson PA., Quayle J.R. (1964). Microbial growth on Cj-compounds. Oxidation of methanol, formaldehyde and formate of methanol-grown Pseudomonas AMI. Biochem. J., V.93, p.281-290.

135. Jones H.A. and Nedwell D.B. (1993). Methane emission and methane oxidation in land-fill cover soil. FEMS Microbiol.Ecol., V.l 02, p. 185-195.

136. Jones B E., Grant W.D., Collins N.C., Mwatha W.E. (1994). Alkaliphiles: diversity and identification. In: Bacterial diversity and systematics (ed. Priest et al.), p. 195-228, Plenium Press, New York.

137. Jones B E, Grant W.D., Duckworth A.W., Owenson G.G. (1998). Microbial diversity of soda lakes. Extremophiles, V.2, p. 191-200.

138. Joye S.B., Connell T.L., Miller L.G., Oremland R.S. and Jellison R.S. (1999). Oxidation of ammonia and methane in an alkaline, saline lake. Limnol.Oceanogr., V.44, № 1, p.178-188.

139. Karube I, Okada T. and Suzuki S. (1982). A methane gas sensor based on methane-oxidizing bacteria. Anal. Chim. Acta, V. 135, p.61-67.

140. Kates M.(1986). Influence of salt concentration on membrane lipids of halophilic bacteria. FEMS Microbiol. Rev, V.39, № 1, p.39-101.

141. King G.M. (1990). Regulation by light methane emissions from a wetland. Nature, V.345, №6275, p.513-515.

142. King G.M. and Adamsen A.RS. (1992). Effect of temperature on methane consumption in a forest soil and in pure cultures of the methanotroph Methylomonas rubra. Appl. Environ. Microbiol, V.58, № 9, p.2758-2763.

143. King G.M. (1993). Ecophysiological characteristics of obligate methanotrrophic bacteria and methane oxidation in situ. In: Microbial Growth on Ci Compounds (eds. J.C Murrell. and D P. Kelly), p.303-313. Intercept Press, Ltd, Andover, UK.

144. Koh S, Bowman J.P, Sayler G.S. (1993). Soluble methane monooxygenase production and trichloroethylene degradation by a type I methylotroph Methylomonas methanica 68-1. Appl.Environ. Microbiol. V.59, № 4, p.960-967.

145. Kornberg A, Horecker B.L. (1955). Glucose-6-phosphate dehydrogenase. In: Methods Enzymol, V.l, p.323.

146. Laemmli U.K. (1970). Cleavage of structural proteins during the assembry of head of bacteriophage T4. Nature (London), 227, p.680-685.

147. Lang E. and Lang H. (1972). Spezifische Farbreaktion zum direkten Nachweise der Ameisensaure. Z.Anal.Chem, V.260, № 16, p.8-10

148. Lee S.Y, Bollinger J, Bezdicek D. And Ogram A. (1996). Estimation of the abundance of uncultured soil bacterial strain by a competitive quantitative PCR method. Appl.Environ.Microbiol., V. 62, № 10, p.3787-3793.

149. Lee D.H, Noh S.A, Kim C.K. (2000). Development of molecular biological to analyze bacterial species diversity in freshwater and soil ecosystems. J.Microbiol, V.38, №1, p.11-17.

150. Libscomb J.D. (1994). Biochemistry of the soluble methane monooxygenase. Annu. Rev.Microbiol, V. 48, p.371-399.

151. Lidstrom M.E. (1992). The genetics and molecular biology of methanol utilizing bacteria (ed. Murrell J.C. and Dalton H.: Methane and methanol utilizers. Plenum Press, New York) p.183-206.

152. Lippert, K., Galinski, E.A. (1992). Enzyme stabilization by ectoine-type compatible solutes: protection against heating, freezing and drying. Appl. Microbiol. Biotech. V. 37, p.6165

153. Lloyd J.S., De Marco P., Dalton H., Murrell J.K. (1999). Heterologous expression of soluble methane monooxygenase genes in methanotrophs containing only particulate methane monooxygenase. Arch. Microbiol., V. 171, p.364-370.

154. Mancinelli R.L. (1995). The regulation of methane oxidation in soil. Annu. Rev. Microbiol., V. 49, p. 581-605.

155. Marmur J.A. (1961). A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from microorganisms. J. Mol. Biol., V. 3, p. 208-214.

156. McDonald I.R., Kenna E.M., Murrell J.C. (1995). Detection of methylotrophic bacteria in enviromental samples with the PCR Appl. Environ. Microbiol., V.61, № 1, p. 116-121

157. McDonald I.R., Hall G.H., Pickup R.W., Murrell J.C (1996). Methane oxidation potential and preliminary analysis of methanotrophs in blanket bog peat using molecular ecology techniques. FEMS Microbiol. Ecol., V.21, № 2, p. 197-211.

158. McDonald I.R. and Murell J.C. (1997a). The methanol dehydrogenase structural gene mxaF and its use as a functional gene probe for methanotrophs and methylotrophs. Appl. Environ. Microbiol., V.63, № 8, p.3218-3224.

159. McDonald I.R and Murrell J.C. (1997b). The particulate methane monooxygenase gene pmok and use as a functional gene probe for methanotrophs. FEMS Microbiol. Lett., V. 156, p.205-210.

160. McDonald I.R, Upton M., Hall G., Pickup R,W., Edwards C., Saunders J.R., Ritchie D.A., Murrell J.C. (1999). Molecular ecological analysis of methanogens and methanotrophs in blanket bog peat. Microbiol. Ecol., V. 38, p. 225-233.

161. Mesentsev A.V., Lamzin V.S., Tishkov V.I., Ustinnikova T.B., Popov V.O. (1997). Effect of pH on kinetic parameters of NAD+-dependent formate dehydrogenase. Biochem J., V. 321, № 2, p. 475-480.

162. Messner P., Allmaier G., Schaffer C., Wugeditsch T., Lortal S., Konig H., Niemetz R., Dorner M. (1997). Biochemistry of S-layers. FEMS Microbiol. Rev., V.20, №1/2, p.25-46.

163. Meyer J., Haubold R., Heyer J., Bôckel W. (1986). Contribution to the taxonomy of methanotrophic bacteria: correlation between membrane type and GC-value. J. Basic. Microbiol., V.26, № 3, p. 155-160.

164. Miguez C.B., Bourque D., Green C.W., Groleau D. (1997). Detection and isolation of methanotrophic bacteria possessimg soluble methane monooxygenase (sMMO) genes using the polymerase chain reaction (PCR). Microbiol. Ecol., V. 33, p. 21-31.

165. Morton J.D., Hayes K.R, Semrau J.D. (2000). Effect of copper speciation on whole-cell soluble methane monooxygenase activity in Methylosinus trichosporium OB3b. Appl. Environ. Microbiol., V. 66, № 4, p. 1730-1733.

166. Mountfort D.O., Pybus V., Wilson R. (1989). Metal ion-mediated accumulation of alcohol during alkane oxidation by whole cells of Methylosinus trichosporium. Enzyme Microb. Technol., V. 12, p. 343-348.

167. Murrell J.C and Dalton H. (1983a). Nitrogen fixation in obligate methanotrophs. J. Gen. Microbiol., V. 129, № 11, p. 3481-3486.

168. Murrell J.C and Dalton H. (1983b). Purification and properties of glutamine syntetase fromMethylococcus capsulatus (Bath). J. Gen. Microbiol., V. 129, p. 1187-1196.

169. Murrell J.C., McDonald I.R., Bourne D.G. (1998). Molecular methods for the study of methanotroph ecology. FEMS Microbiol.Ecol., V. 27, p. 103-114.

170. Murrell J.C., Dalton M. (1993). Purification and properties of glutamine syntetase from Methylococcus capsulatus (Bath). J.General Microbiol., V.129, p. 1187-1196.

171. Murrell J.C (1994). Molecular genetics of methane oxidation. Biodégradation, V. 5, p.145-160.

172. Nichols P.D., Smith G.A., Antworth C.P, Hanson R.S., White D.C. (1985). Phospholipid and lipopolysaccharide normal and hydroxy fatty acids as potential signatures for methane-oxidizing bacteria. FEMS Microbiol.Ecol., V. 31, № 6, p. 327-335.

173. Nielsen A.K., Gerdes K., Murrell J.C. (1997). Copper-dependent reciprocal transcriptional regulation of methane monooxygenase genes in Methylococcus capsulatus and Methylosinus trichosporium. Mol.Microbiol., V. 25, p. 399-409.

174. Oakley C.J.and Murrell J.C. (1988). nif H genes in the obligate methane oxidizing bacteria. FEMS Microbiol. Lett., V. 49, № 1, p. 53-57.

175. Ogahara T., Onmo M., Takayama M., Igarashi K., Kobayashi H. (1995). Accumulation of glutamate by osmotically stressed Escherichia coli is dependent on pH. J. Bacterid., V.177, № 20, p.5987-5990.

176. Oremland R.S. and Boone D.R. Methanolobus taylorii sp.nov., a new methylotrophic, estuarine methanogen (1994). Int. J. Syst. Bacteriol., V. 44, p. 573-575.

177. Oren A. (1999). Bioenergetic aspects of halophilism. Microbiol. Mol. Biol. Rev., V.63, №2, p.334-348.

178. Peters R, Galinski E.A., Truper H.G. (1990). The biosynthesis of ectoine. FEMS Microbiol. Lett., V. 71, № 1-2, p. 157-162.

179. Pomper B.K., Vorholt J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K. (1999). A methenyl tetrahydromethanopterin cyclohydrolase and a methenyl tetrahydrofolat cyclohydrolase inMethylobacterium extorquens AMI. Eur. J. Biochem., V. 261, p. 475-480.

180. Poolman B. and Glaasker E. (1998). Regulation of compatible solute accumulation in bacteria. Mol. Microbiol., V. 29, № 2, p. 397-407.

181. Prior S.D. and Dalton H. (1985). The effect of copper ions on membrane content and methane monooxygenase activity in methanol-grown cells of Methylococcus capsulaius (Bath). J. Gen. Microbiol., V. 131, p. 155-163.

182. Quayle J.R (1980). The microbial assimilation of CI compounds. Biochem. Soc.Trans., V.8, p.1-10.

183. Radajewski S., Ineson P., Parekh N., Murrell C.J.(2000). Stable-isotope probing as a tool in microbial ecology. Nature. V. 403, № 2, p. 646-649.

184. Ren T., Amaral J.A., Knowles R. (1997). The response of methane consumption by pure cultures of methanotrophic bacteria to oxygen. Can. J. Microbiol., V. 43, p. 925-928.

185. Roslev P. and Iversen N (1999). Radioactive fingerprinting of microorganism that oxidize atmospheric methane in different soils. Appl. Environ. Microbiol., V. 65, № 9., p.4064-4070.

186. Russell N.J. (1989). Adaptive modifications in membranes of halotolerant and halophilic microorganisms. J. Bioenerg. and Biomembr., V. 21, № 1, p.93-113.

187. Semrau J.D., Chistoserdov A., Lebron J., Costello A., Davagnino J., Kenna E., Holmes A.J., Finch R, Murrell J.C., Lidstrom M.E. (1995). Particulate methane monooxygenase genes in methanotrophs. J. Bacteriol. V. 177, p.3071-3079.

188. Schacterle L.B. and Pollack R.L. (1973). A simplified method for the quantitative assay of small amounts of protein in biological material. Anal. Biochem., V. 51, p.654-655.

189. Schishkina V.N. and Trotsenko Y.A. (1979). Pathways of ammonia assimilation in obligate methane utilizers. FEMS Microbiol. Lett., V.5, p. 187-191.

190. Schishkina V.N. and Trotsenko Y.A. (1982). Multiple enzymic lesions in obligate methanotrophic bacteria. FEMS Microbiol. Lett., V.13, p.237-242.

191. Schouten S., Bowman J.P, Rijpstra I.C., Damste J.S.S. (2000). Sterols in psychrophilic methanotroph, Methylosphaera hansonii. FEMS Microbiol. Lett., V.186, № 2, p.193-195.

192. Sieburth J.M., Jonson P.W., Ederhardt M.A., Sieracki M.E., Lidstrom M.E., Laux D. (1987). The first methane-oxidizing bacterium from the upper mixing layer of the deep ocean: Methylomonaspelagica sp.nov. Curr. Mcrobiol., V. 14, p.285-293.

193. Sleytr U.B. (1997). Basic and applied S-layer research: an overview. FEMS Microbiol. Rev., V.20, № 1/2, p.5-12.

194. Sleytr U.B. and Beveridge J. (1999). Bacterial S-layers. Trends Microbiology, V.7, № 6, p.253-260.

195. Sokolov A.P and Trotsenko Y.A. (1995). Methane consumption in (hyper)saline habitats of Crimea (Ukraine). FEMS Microbiol. Ecol., V. 18, p.299-304.

196. Sorokin, D.Y., Jones, B.E., Kuenen, J.G. (2000). A novel obligately methylotrophic, methane-oxidizing Methylomicrobium species from a highly alkaline environment. Extremophiles, V.4, p. 145-155.

197. Speer B.S., Chistoserdova L., Lidstrom M.E. (1994). Sequence of the gene for a NAD(P)-dependent formaldehyde dehydrogenase (class III alcohol dehydrogenase) from a marine methanotroph Methylobacter marinus A45. FEMS Microbiol. Lett., V.121, p.349-356.

198. Strom T, Ferenci T, Quayle J.K. (1974). The carbon assimilation pathways of Methylococcus capsulatus, Pseudomonas methanica and Methylosinus trichosporium. Biochem. J, V.l 44, p.465-476.

199. Stephen K.C, Hamilton J.H. (1974). Gluconeogenesis by Veilionella parvula M4: evidence for the indirect conversion of pyruvate to P-enolpyruvate. Can. J. Microbiol, V.20, p. 19-28.

200. Stirling D.I. and Dalton H. (1980). Oxidation of dimethyl ether, methyl formate and bromomethane by Methylococcus capsulatus (Bath). J. General Microbol, V. 116, p. 277-283.

201. Sundh I, Borga P, Nilsson M, Svensson B.H. (1995). Estimation of cell number of methanotrophic bacteria in boreal peatlands based on analysis of specific phospholipid fatty acids. FEMS Microbiol. Ecol, V.18, № 2, p.103-112.

202. Takeguchi M, Yamada T, Kamachi T. and Okura I. (1999a). Redox behavior of copper in particulate methane monooxygenase from Methylosinus trichosporium OB3b. BioMetals, V. 12, p.27-33.

203. Takeguchi M, Ohashi M, Okura I. (1999b). Role of iron in particulate methane monooxygenase from Methylosinus trichosporium OB3b. BioMetals, V. 12, p.27-33.

204. Tamaoka J, Komagata K, Kinoshita T, Shen G, Kodama T, Imai I, Minoda Y.(1985). Methylubiquinone, a new isoprenoid quinone in methane-oxidizing bacterium strain H-2. FEMS Microbiol. Lett, V 29, № 1/2, p.151-154.

205. Thiemann B. and Imhoff I.F. (1991). The effect of salt on the lipid composition of Ectotiorodospira. Arch. Microbiol, V. 156, № 5, p.376-384.

206. Tindall B.J. (1988). Procaryotic life in the alkaline, saline, athalassic environment. In Halophilic bacteria (Ed. Rodriguez-Valera F. Boca Raton), FL: CRC Press, p.31-67.

207. Trotsenko Y.A, Shishkina V.N, Govorukhina N.I, Sokolov A.P. (1987). Biochemical basis for obligate methylotrophy and obligate autotrophy: comparative aspects. Winogradsky Symp. on Lithoautotrophy, p.26.

208. Trotsenko Y.A. (1976). Isolation and characterization of obligate methanotrophic bacteria. In: Microbiol production and utilization of gases (H2, C02, CH4) (ed: H.G.Schlegel et al.) p.329-336.

209. Trotsenko Y.A. (1983). Methabolic features of methane- and methanol-utilizing bacteria. Acta Bacteriol, V.3, № 3, p.301-304.

210. Vacelet J, Boury-Esnault N, Fiala-Medioni A, Fisher C.R. (1995). A methanotrophic carnivorous sponge. Nature, V.377, p.296.

211. Ventosa A., Nieto J. J., Oren A. (1998). Biology of moderately halophilic aerobic bacteria. Microbiol. Mol. Biol. Rev., V.62, № 2, p.504-544.

212. Vorholt J.A., Chistoserdova L., Lidstrom M.E., Thauer R.K. (1998). The NADP-dependent methylene tetrahydromethanopterin dehydrogenase in Methylobacterium extorquens AMI. J.Bacteriol., V.180, №20, p.5351-5356.

213. DeVries G.E., Kues U., Stahl U. (1990). Physiology and genetics of methylotrophic bacteria. FEMS Microbiol. Rev., V.75, p.235-258.

214. Walsh D.A., Cooper R.H., Denton R.M., Bridges B.J., Randle P.S. (1976). Elementary reactions of the pig heart pyruvate dehydrogenase complex. Biochem. J., V.l 57, p.41-67.

215. Wallner G., Fuchs B., Spring S., Beisker W., Amann R. (1997). Flow sorting of microorganisms for molecular analysis. Appl. Environ. Microbiol., V.63, № 11, p.4223-4231.

216. Ward B.B., Martino P.P., Diarz M.C., Joe S.B. (2000). Analysis of ammonia-oxidizing bacteria from hypersaline Mono Lake, California, on the basis of 16S RNA sequences. Appl. Environ. Mcrobiol., V.66, № 7, p.2873-2884.

217. West A.E. and Schmidt S.K. (1998). Wetting stimulation atmospheric CH4 oxidation by alpine soil. FEMS Microbiol. Ecol., V.25, p.349-353.

218. Whalet S.C. and Reeburgh W.S. (1990). Consumption of atmospheric methane by tundra soils. Nature, V.346, p. 160-162.

219. Whittenbury R, Davies S.L., Dawey J.F., (1970). Exospores and cysts formed by methane-utilizing bacteria. J. Gen. Microbiol., V.61, p.219- 225.

220. Whittenbury R, Dalton H., Eccleston M., Reed H.L. (1975). The different types of methane oxidizing bacteria and some of their more unusual properties. Proc. First Internat. Symp. Microbial Growth on C1-Compounds, Tokyo, p. 1.

221. Whittenbury R. and Krieg N. (1984). Methylococcaceae fam. nov. In Bergey's Manual of Determinative Bacteriology, Vol. 1., p. 256-262. Williams and Wilkins, Baltimore.

222. Wintzingerode F.V., Gobel U.B., Stackebrandt E. (1997). Determination of microbial diversity in environmental samples: pitfalls of PCR-based rRNA analysis. FEMS Microbiol. Rev., V.21, p.213-229.

223. Wood W.A. (1971). Assay of enzymes representative of metabolic pathways. Methods Microbiol., V.6A, p.421.

224. Zatman L.J. (1981). A search for patterns in methylotrophic pathways. In: Microbial growth on CI compounds (ed. Dalton H.), p.42-54. Heyden, London.

225. Zheng D., Aim E.W., Stahl D.A., Raskin L. (1996). Characterization of universal small-subunit rRNA hybridization probes for quantitative molecular microbial ecology studies. Appl. Environ. Microbiol., V.62, № 12, p.4504-4513.

226. Zhilina T.N. and Zavarzin G.A. (1994). Alkaliphilic anaerobic community at pH 10. Cur. Microbiol., V.29, p.109-112.

227. Yoch D.C., Chen Y.P., Hardin M.G. (1990). Formate dehydrogenase from the methane oxidizer Methylosinus trichosporium OB3b. J. Bacteriol., V. 172, № 8, p.4456-4463.

228. Yumoto I., Yamasaki K., Sawabe T., Nakano K., Kawasaki K., Ezura Y and Shinano H. (1998). Bacillus horti sp.nov., a new gram-negative alkaliphilic bacillus. Int. J. Syst. Bacteriol., V.48, p.565-571.