Факторы, определяющие рибонуклеазную активность миметиков рибонуклеаз: структура химических рибонуклеаз, последовательность и пространственная организация РНК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Тамкович, Николай Вячеславович

• Тамкович, Николай Вячеславович
• кандидат химических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат химических наук Тамкович, Николай Вячеславович

Оглавление.

Список сокращений.

Введение.

1. Глава 1. Функциональные группы природных рибонуклеаз, определяющие специфичность взаимодействия и эффективность расщепления РНК (Обзор литературы).

1.1. Введение.

1.2. Семейство РНКазы А.

1.2.1. Аминокислотные остатки, формирующие активный центр РНКазы А и их функции.

1.2.1.1. Ни>12 и Нк;119.

1.2.1.2.1уэ41.

1.2.1.3. Аэр121.

1.2.1.4. С1п11.

1.2.2. Механизм расщепления РНК под действием РНКазы А.

1.2.3. Структурные элементы РНКазы А, отвечающих за связывание с фосфатными группами субстрата (субсайты связывания Р0, Р2 и РЗ).

1.2.4. Структурные элементы, определяющие специфичность РНКазы А (субсайты связывания В1, В2, ВЗ).

1.2.4.1. Пиримидин-связывающий сайт (субсайт В1).*.

1.2.4.2. Аденин-связывающий сайт (субсайт В2).

1.2.4.3. Другие сайты связывания нуклеотидов.

1.2.5. Структуры активного центра других представителей суперсемейства РНКазы А.

1.3. Семейство рибонукпеазы Т1.

1.3.1. Рибонуклеаза Т1.

1.3.2. Аминокислотный состав и строение активного центра РНКазы Т1.

1.3.3. Механизм расщепления фосфодиэфирной связи РНК под действием РНКазы Т1.

1.3.4. Сайт связывания гуанина РНКазы Т1.

1.3.5. Сайт связывания нуклеотида, следующего после расщепляемой связи (N1 субсайт)

1.3.6. Структуры активного центра других представителей суперсемейства РНКазы Т1.

1.3.7. Сопоставление функционально-структурных особенностей РНКаз А и Т1.

1.4. Химические рибонуклеазы.

1.4.1. Химические рибонуклеазы с интеркалятором в качестве РНК-связывающего домена

1.5.2. Химические рибонуклеазы с поликатионными структурами в качестве РНК-связывающего домена.

1.5.3. Химические рибонуклеазы с олигопептидом в качестве РНК-связывающего домена

1.5.4. Химические рибонуклеазы с циклическими катионными структурами в качестве РНКсвязывающих доменов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Факторы, определяющие рибонуклеазную активность миметиков рибонуклеаз: структура химических рибонуклеаз, последовательность и пространственная организация РНК»

РНК - важнейший участник большинства биохимических процессов, происходящих как внутри клетки, так и во внеклеточном пространстве. Разработка методов направленного воздействия на РНК открывает возможность регулировать различные клеточные процессы, в том числе экспрессию генов, передачу внутриклеточных сигналов и инактивировать геномы РНК-содержащих вирусов. Одним из наиболее простых методов воздействия на РНК является её избирательное разрушение под действием агентов, не затрагивающих ДНК, белки и другие биополимеры. В структуре молекулы РНК уже заложена способность к саморасщеплению: речь идёт о 2'-гидроксильной группе рибозы, которая участвует во внутримолекулярной реакции трансэтерификации. Таким образом, роль катализатора состоит в том, чтобы в нужный момент запустить этот процесс. В природе функцию активаторов или катализаторов реакции трансэтерификации выполняют рибонукпеазы [1-3]. Кроме того, эту реакцию могут катализировать вода [4-6], ионы металлов [7-9], основания [10-12], биогенные полиамины [13, 14] и другие химические соединения, проявляющие кислотно-основные свойства при нейтральных рН или способные влиять на конформацию фосфодиэфирных связей РНК. Однако все эти соединения являются малоэффективными катализаторами. Создание высокоэффективных катализаторов искусственного происхождения является актуальной задачей биоорганической химии на протяжении уже нескольких десятилетий [13, 15-19]. В последние годы в нашем институте и других лабораториях мира было получено большое число низкомолекулярных соединений, способных расщеплять РНК в физиологических условиях [17, 20-23]. По селективности их можно разделить на два класса: химические рибонуклеазы - небольшие соединения, способные расщеплять любую РНК по определённому или по любым типам связей, и сайт-специфичные рибонуклеазы - представляющие собой конъюгаты химических соединений, проявляющих рибонуклеазную активность, с олигонуклеотидами, обеспечивающими направленное расщепление РНК вблизи участка связывания олигонуклеотида [24, 25].

Наиболее эффективные низкомолекулярные искусственные рибонуклеазы построены из нескольких функциональных блоков - доменов, если использовать аналогию с ферментами. Успех создания эффективной искусственной рибонуклеазы определяется: а) удачной комбинацией функциональных доменов в составе соединения и б) оптимальным строением самих функциональных доменов. Однако, на настоящий момент не найден алгоритм получения эффективных катализаторов расщепления фосфодиэфирных связей, а существующие эффективные химические рибонуклеазы найдены, преимущественно, путём скрининга разнообразных соединений [26].

Давно известно, что фосфодиэфирные связи, находящиеся между цитидином и аденином и между уридином и аденином (СрА, 11рА) наиболее легко подвергаются расщеплению как спонтанному, так и под действием рибонуклеаз, в то время как остальные фосфодиэфирные связи РНК проявляют разнообразную чувствительность к расщеплению [14]. Исследования чувствительности различных фосфодиэфирных связей к расщеплению велись по двум основным направлениям: изучение влияния пространственной структуры РНК на устойчивость к гидролизу определённых фосфодиэфирных связей [27-29] и влияние последовательности или контекста, в котором расположена фосфодиэфирная связь, на её стабильность [14, 30-32]. Анализ накопленных данных по расщеплению РНК позволил сделать вывод, что эффективность расщепления связи в РНК зависит не только от элемента пространственной структуры, в котором она расположена, но и контекста её окружения. Таким образом, фокус исследований сместился от факторов, определяемых макроструктурой РНК, до взаимодействий, определяемых свойствами элементов структуры (нуклеотидов), влияющих на конформацию фосфодиэфирной связи и её устойчивость к расщеплению [27, 33].

На данный момент систематизировать и сравнить имеющиеся данные разных исследователей по расщеплению РНК не представляется возможным, поскольку они получены на разных моделях и в разных условиях, однако актуальность такого анализа несомненна, особенно ввиду перспективы их использования в качестве новых лекарственных препаратов. Для такой систематизации необходим анализ взаимосвязи между различными экспериментальными данными по изменению свойств фосфодиэфирной связи РНК от структуры и последовательности и, с другой стороны, искусственной рибонуклеазы.

Целью настоящей работы являлось изучение факторов, определяющих эффективность расщепления фосфодиэфирных связей РНК искусственными рибонуклеазами: влияние последовательности и пространственной структуры РНК и структуры и состава искусственных рибонукпеаз.

В рамках заявленной цели решались следующие задачи:

1. Определить функции и оптимальное строение, а так же вклад в рибонуклеазную активность доменов химических рибонуклеаз - конъюгатов 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана и имидазолсодержащей группы;

2. Изучить рибонуклеазную активность новых пептидоподобных соединений;

3. Изучить влияние последовательности РНК на эффективность протекания реакции трансэтерификации под действием химической рибонуклеазы АВ11ЗСЗ и конъюгата антисмыслового олигонуклеотида и РНК-расщепляющей группы.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Тамкович, Николай Вячеславович

Выводы

1. Проведён детальный анализ функциональной роли доменов в составе искусственных рибонуклеаз серии ABnLkCm, конъюгатов 1,4-дазабицикло[2.2.2]октана и имидазола. Показано, что

- изменение длины линкера между РНК-связывающим и каталитическим доменами в пределах от 1 до 5 метиленовых звеньев (2.5 - 7.5 А) не влияет на рибонуклеазную активность соединений;

- зависимость рибонукпеазной активности соединений от величины суммарного положительного заряда РНК-связывающего домена имеет колоколообразный вид с оптимумом в области заряда +4;

- подтверждено участие в катализе реакции трансэтерификации остатка имидазола каталитического домена, обусловленное его кислотно-основными свойствами; необходимость формирования кислотно-основной пары для расщепления РНК искусственными рибонуклеазами показано 10-кратным ускорением реакции соединением AB2L1C1 в присутствии имидазола в концентрации 150 мМ;

- показано, что увеличение суммарного заряда РНК-связывающего домена соединений приводит к значительному снижению вклада гидрофобного фрагмента А в проявляемую ими рибонуклеазную активность.

2. Исследована рибонуклеазная активность нескольких серий новых соединений, представляющих собой тетрапептиды, различающихся расстоянием между С- и N-концевыми аминокислотами (серии К и R) и аналогичные соединения, но содержащие N-алкилированый остаток 1,4-дазабицикло[2.2.2]октана у N-концевой аминокислоты (серия К-D и R-D). Показано, что

- соединения, содержащие пару аминокислот Lys.Glu, в целом проявляют значительно большую (в 2 раза) активность, чем соединения содержащие пару Arg.Glu;

- в случае тетрапептидов увеличение длины линкера от 1 до 5 метиленовых звеньев приводит к 1.5 - 2 кратному увеличению рибонукпеазной активности;

- увеличение сродства тетрапептидов к РНК за счёт введения N-замещенного остатка 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана приводит к снижению на порядок концентрации, при которой наблюдается наибольшая рибонуклеазная активность таких соединений с сохранением её высокого уровня.

3. Исследована рибонуклеазная активность соединений, представляющих собой моно-, ди-и трипептиды, соединённые линкером разной степени гидрофобности (серии L1 и L2) и идентифицированы наиболее активные соединения. Показано, что

- рибонуклеазная активность соединений внутри серии определяется их аминокислотным составом: наибольшую рибонуклеазную активность проявляют соединения, пептидные фрагменты которых содержат функциональные группы, способные формировать пары кислота - основание (амино-/карбоксильная группа, аминогруппа/имидазол). - на основе анализа характера зависимости рибонуклеазной активности соединений L1 и L2 от рН можно утверждать, что расщепление проходит по механизму кислотно-основного катализа с участием функциональных групп пептидных фрагментов.

4. Впервые изучено влияние однонуклеотидных замен на чувствительность фосфодиэфирных связей в линейных и структурированных РНК с гомологичными последовательностями к расщеплению искусственной рибонуклеазой. Показано, что однонукпеотидная замена существенным образом меняет чувствительность близкорасположенных связей к расщеплению. При замене любого из цитидинов в последовательности CACA на урацил, образующиеся UA связи расщепляются значительно медленнее, чем СА, а замена одного из аденинов на гуанин в этой последовательности значительно снижает скорость расщепления оставшейся связи СА. На примере связи C56G57 тРНКРЬе (транскрипт полученный in vitro) показано, что однонуклеотидная замена меняет чувствительность к расщеплению связи, расположенной в одноцепочечном участке на расстоянии 6-8 нуклеотидов от точки замены. Изменение эффективности расщепления связи C56G57 вследствие однонуклеотидных замен не коррелирует с изменением пространственной структуры тРНК в результате однонуклеотидных замен.

5. При использовании дрожжевой TPHKPhe дикого типа и серии мутантных TPHKPhe, различающихся однонуклеотидной заменой в участке 61-65 CACAG показано, что относительная эффективность расщепления связей в этом участке сохрагяется при переходе от искусственной рибонуклеазы к конъюгату антисмыслового олигонуклеотида и имидазолсодержащей конструкции. Таким образом, соединение AB1L3C3 можно использовать для поиска последовательностей РНК, содержащих связи, чувствительные к расщеплению конъюгатами антисмысловых олигонуклеотидов и РНК-расщепляющих конструкции.

1.6. Заключение

В настоящем литературном обзоре рассмотрено строение природных и искусственных рибонуклеаз и принципы их взаимодействия с РНК. Хотя искусственные рибонуклеазы создаются, главным образом, как искусственные аналоги природных ферментов в большинстве случаев они имитируют фермент только функционально. Само название -рибонуклеазы - показывает, что их функцией является разрушение РНК. Однако адекватно сравнивать ферменты и искусственные рибонуклеазы не совсем корректно, поскольку они и катализируемые ими реакции значительно различаются по физическим, термодинамическим и кинетическим параметрам.

Физические характеристики - это главным образом размер молекулы. По этому параметру искусственные рибонуклеазы значительно выигрывают, так как небольшие размеры молекулы являются существенным достоинством для биологически активных соединений, а молекулярные веса наиболее крупных их представителей искусственных рибонуклеаз редко превосходят 1 кДа. Однако различие в размерах определяющим образом сказывается на других характеристиках, поскольку маленькие молекулы не могут включить широкий спектр функциональных групп, способных функционировать совместно. Сравнение кинетических параметров (Km и kcat) реакции трансэтерификации катализируемой искусственными и природными рибонукпеазами показывает, что kcat ферментов выше в 104 - 108 раза, a Km большинства искусственных рибонуклеаз невозможно определить, что наиболее четко отражает высказанный тезис.

Рассмотрим на основе имеющихся данных, почему различается эффективность связывания с РНК искусственных и природный рибонуклеаз. Как было показано ранее, межнукпеотидными фосфатами связывание РНК ферментом происходит в результате многоточечного контакта и включает несколько типов взаимодействия, при этом в процессе связывания, за счёт определенной геометрии сайта связывания происходит селекция субстрата. В случае искусственных рибонуклеаз связывание, как правило, происходит за счёт одного типа взаимодействия, отличающегося низкой эффективностью. Более того, в силу небольших размеров искусственных рибонуклеаз в них сложно сформировать определённые структуры (субсайты), способные дискриминировать гетероциклические основания. Исключением, пожалуй, является олигонуклеотид-пептидный конъюгат рер-9 эффективно узнающий в РНК остатки гуанина [15].

Причина значительного падения эффективности катализа реакции трансэтерификации, при переходе от природных к искусственным рибонуклеазам не столь очевидны, поскольку искусственные рибонуклеазы содержат в своём составе функциональные группы, способные проводить кислотно-основной катализ по типу РНКаз А и Т1. В работах, направленных на изучение механизма катализа, проводимого ферментами, показано, что высокий каталитический эффект достигается ферментами в значительной степени за счет способности стабилизировать в ходе реакции переходное состояние [3, 6]. Эта стабилизация главным образом осуществляется за счёт обширных электростатических взаимодействий в активном сайте фермента [1, 89, 108], что сложно достичь в искусственных рибонуклеазах. Как уже говорилось, существует два альтернативных механизма протекания реакции трансэтерификации (ДИ- и МИ-механизмы), причём ДИ-механизм считается более предпочтительным для ферментов, так как согласно ему происходит большее перераспределение заряда, что более предпочтительно для фермента [3, 6]. Это происходит вследствие изменения структуры фермента в ходе реакции, позволяющего разрушать старые и формировать новые водородные связи. Искусственные рибонуклеазы неспособны проводить таких изменений в ходе реакции, что, вероятно, способствует проведению катализируемой ими реакции трансэтерификации по МИ-механизму, в частности, триэфирному, как это предполагается для рибозимов и ДНКзимов [227]. В пользу этого предположения свидетельствует термодинамические расчёты, по результатам которых в воде в отсутствие фермента реакция трансэтерификация энергетически более выгодна при формировании моноанионного интермедиата [6].

Другой подход к объяснению причин высокой эффективности ферментативного катализа рассмотрен в работе [227]. Авторы разбили процесс катализа на четыре независимых друг от друга составляющих и назвали их стратегиями катализа на устранение причин препятствующих его эффективному протеканию: невозможность закрепления атомов в благоприятном расположении для формирования пентокоординированного состояния (а катализ, максимальное усиление в 102); большой негативный заряд дианионного состояния ((3 катализ, максимальное усиление в 105); плохая нуклеофильность 2'-гидроксильной группы (у катализ, максимальное усиление в 106); и 5'-оксианион, как плохая уходящая группа (б катализ, максимальное усиление в 106). Такие ферменты как РНКаза А осуществляют все типы катализа, за счёт этого константа скорости расщепления РНК под действием РНКазы А более, чем в 1012 раз выше, чем константа скорости спонтанного гидролиза РНК [35, 227]. Стратегии катализа типа (3, у. и б проводятся за счёт переноса протона, причём в случае (3 и б протон предоставляется катализатором (кислотный катализ), а в случае у - принимается от субстрата (основной катализ). Ввиду указанных выше ограниченных структурных возможностей искусственных рибонуклеаз реализация всех типов катализа в одной молекуле маловероятна, однако спектр комбинаций используемых стратегий катализа обширен и зависит от функциональных групп, входящих в их состав. Условно искусственные рибонукпеазы можно поделить по стратегии катализа на три группы. Наиболее редкая группа проявляет катализ по типу (36 или арб характеризуется смещением оптимума кривой зависимости скорости расщепления РНК от рН в область кислых рН и наличием в составе кластера положительно заряженных функциональных групп [217]. Вторая группа проявляет характерный для ферментов кислотно-основной механизм, заключающийся в комбинациях стратегий ру, 5у или рбу. Как правило, рибонукпеазы из этой группы содержат функциональные группы типа имидазола, способные проявлять свойства как кислот, так и оснований, а кривая рН зависимости имеет оптимум при нейтральных значениях [228]. Искусственные рибонукпеазы третьей группы применяют у или ау стратегии катализа. Соединения, относящиеся к этой группе, могут не иметь функциональных групп, кислотно-основную пару, так как механизм их действия основан на гидрофобных и электростатических взаимодействиях, приводящих к формированию или поддержанию структуры фосфодиэфирной связи РНК, благоприятной для протекания реакции трансэтерификации. Скорость расщепления РНК такими соединениями возрастает с ростом рН [226]. Хотя большинство искусственных рибонуклеаз реализуют ограниченный набор стратегий катализа, причём используя их потенциал не на 100%, они способны ускорять реакцию трансэтерификации на 4 - 8 порядков по сравнению со спонтанным гидролизом [211, 217].

Предложенное разделение на группы искусственных рибонуклеаз основывается на химических свойствах, связанных с процессами протонирования и депротонирования, в то время как а катализ может реализовываться в любой из этих групп, так как его реализация не зависит от рН. Известно, что формирование "in line" структуры фосфодиэфирной связи РНК способно ускорять реакцию трансэтерификации не более, чем в 100 раз [1, 32]. Однако реализация а катализа искусственными рибонуклеазами встречается редко, так как это предполагает прочные взаимодействия молекулы РНКазы с субстратом, способные влиять на конформацию её нуклеотидов. Известно, что большинство искусственных рибонуклеаз расщепляют РНК по CpA/UpA мотивам, являющимеся "горячими точками" РНК в наибольшей степени склонными к спонтанному гидролизу [14, 229], то есть либо их конформация более приближена к "in line", либо эти связи более подвижны, что позволяет им с большей вероятностью принять нужную конформацию. В настоящее время интенсивно исследуются влияние структуры и последовательности РНК на устойчивость отдельной фосфодиэфирной связи к расщеплению. Получение таких данных актуально для дизайна искусственных рибонуклеаз сайт-направленного действия, особенно, при выборе последовательности мишени. Отсутствие у искусственных рибонуклеаз способности менять структуру фосфодиэфирной связи является одним из ключевых их отличий от природных рибонуклеаз и, возможно, достоинством этих соединений. Преодоление этого позволит искусственно создавать молекулы, расщепляющие РНК по любой выбранной связи. Важный шаг в этом направлении сделан авторами работы [217], в которой представлены искусственные рибонуклеазы, проявляющие GpX специфичность и способные формировать фермент субстратные комплексы по типу природных ферментов.

2. Глава 2.

Экспериментальная часть

2.1. Материалы

2.1.1. Реактивы и препараты

В работе использовали рибонуклеозидтрифосфаты, акриламид, N-N'-метиленбисакриламид, агарозу, LiCI04l DTT, MgCI2, EDTA, Трис, TEMED, BSA, бромфеноловый синий, ксиленцианол, краситель "Stains-All" производства фирмы "Sigma" (США); глицерин фирмы "Serva" (Германия); SDS, имидазол, формамид, персульфат аммония фирмы "Fluka" (Швейцария); мочевину фирмы "ICN" (США). Прочие реактивы были отечественного производства марки "о.с.ч" или "х.ч".

Ферменты Т4 РНК-лигаза, Т4 полинуклеотид-киназа, РНКаза Т1 фирмы "Fermentas" (Литва); бактериальная щелочная фосфатаза производства "Sigma, США"; эндонуклеазы рестрикции Fok I и SsfêUI производства "Сибэнзим" (Россия), РНК-полимераза фага Т7 производства Лаборатории биоорганической химии ферментов ИХБФМ СО РАН. у32Р]АТР и [5-32Р]рСр с удельной активностью ~ 4000 Кю/ммоль производства "Биосан" (Россия).

В работе использовали спектрофотометр "Миллихром" (НПО "Научприбор", г. Орел, Россия), вакуумную сушку для акриламидных гелей "LABCONCO" (США), рН-метр "Orion-41 OA" (США), счетчик радиоактивности "Canberra Packard" (США), фосфоримиджер "Molecular Imager" фирмы "Bio-Rad" (США), центрифугу "Eppendorf 5415" (Германия). Гели радиоавтографировали с использованием рентгеновской пленки "РЕНЕКС" (Россия).

Искусственные рибонуклеазы, использованные в работе, были синтезированы в Лаборатории органического синтеза ИХБФМ СО РАН к.х.н. Д. А. Коневцом, к.х.н. Л. С. Королёвой под руководством д.х.н. В. Н.Сильникова.

Для приготовления всех буферных растворов и реакционных проб использовали воду, онищенную на установке MlliiQ фирмы Millipore (США). Все буферы подвергали стерилизации фильтрованием через нитроцеллюлозный фильтр (0,22 мкм) фирмы Millipore (США).

2.1.2. Плазмиды

Для получения фрагмента HIV-1 РНК и TPHKPhe реакцией транскрипции in vitro использовали плазмиды pHIV1, любезно предоставленую профессором Г. Дж. Гроссом (Лаборатория биохимии, Университет г. Вюрзбурга, Германия), и pYC90, любезно предоставленную к.х.н. H.A. Моор (ИХБФМ СО РАН), ПЦР-продукты, полученные амплификацией плазмиды pYC90 с использованием праймеров, несущих однобуквенную замену, любезно предоставленые м.н.с. А.Н. Зенковым (ИХБФМ СО РАН).

2.1.3. Олигорибонуклеотиды и РНК

Олигорибонуклеотиды, представленные в таблице 3, были синтезированы в Группе химии олигорибонуклеотидов ИХБФМ СО РАН фосфитамидным методом на синтезаторе ASM-102U (ТОО "БИОССЕТ", Новосибирск) и очищены ионообменной и обращеннофазовой хроматографией или препаративным электрофорезом в денатурирующих условиях. Чистоту олигонуклеотидов проверяли с помощью электрофореза в 15% ПААГ в денатурирующих условиях, визуализацию олигонуклеотидов в геле проводили с помощью окраски Stains-All. Природная TPHKPhe из дрожжей была любезно предоставлена проф. Ж. Кайтом, IBCM, Страсбург, Франция.

2.1.4. Олигодезоксирибонукпеотиды

Олигодезоксирибонуклеотиды, представленные в таблице 4, были синтезированы в технологической лаборатории ИХБФМ СО РАН с помощью стандартного фосфитамидного метода и выделены с помощью ионообменной и обращенно-фазовой ВЭЖХ.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Тамкович, Николай Вячеславович, 2008 год

1. Min D., Xue S., Li H., Yang W. 'In-line attack' conformational effect plays a modest role in an enzyme-catalyzed RNA cleavage: a free energy simulation study// Nucleic Acids Res. 2007. V. 35. P. 4001-4006.

2. Gu J., Wang J., Leszczynski J. Molecular basis of the recognition process: hydrogen-bonding patterns in the guanine primary recognition site of ribonuclease T1// J. Phys. Chem. B. 2006. V. 110. P. 13590-13596.

3. Mignon P., Steyaert J., Loris R., Geerlings P., Loverix S. A nucleophile activation dyad in ribonucleases. A combined X-ray crystallographic/ab initio quantum chemical study// J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 36770-36774.

4. Klahn M., Rosta E., Warshel A. On the mechanism of hydrolysis of phosphate monoesters dianions in solutions and proteins//J. Am. Chem. Soc. 2006. V. 128. P. 15310-15323.

5. Oivanen M., Kuusela S„ Lonnberg H. Kinetics and Mechanisms for the Cleavage and Isomerization of the Phosphodiester Bonds of RNA by Bronsted Acids and Bases// Chem Rev.1998. V. 98. P. 961-990.

6. Glennon T.M., Warshel A. Energetics of the catalytic reaction of ribonuclease A: A computational study of alternative mechanisms.// J. Am. Chem. Soc. 1998. V. 120. P. 1023410247.

7. Trawick B.N., Daniher A.T., Bashkin J.K. Inorganic Mimics of Ribonucleases and Ribozymes: From Random Cleavage to Sequence-Specific Chemistry to Catalytic Antisense Drugs// Chem. Rev. 1998. V. 98. P. 939-960.

8. Ciesiolka J., Michalowski D., Wrzesinski J., Krajewski J., Krzyzosiak W.J. Patterns of cleavages induced by lead ions in defined RNA secondary structure motifs// J. Mol. Biol. 1998. V. 275. P. 211-220.

9. Morrow J.R. Artificial ribonucleases//Adv. Inorg. Biochem. 1994. V. 9. P. 41-74.

10. Shinozuka K., Nakashima Y., Shimizu K., Sawai H. Synthesis and characterization of polyamine-based biomimetic catalysts as artificial ribonuclease// Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2001. V. 20. P. 117-130.

11. Bashkin J.K., Frolova E.I., Sampath U.S. Sequence-specific cleavage of HIV mRNA by a ribozyme mimic.// J. Am. Chem. Soc. 1994. V. 116. P. 5981-5982.

12. Yoshinan K., Komiyama M. Facile cleavage of RNAs by oligoamines. Correlation between amine structure and catalytic activity// Nucleic Acids Symp. Ser. 1991. P. 23-24.

13. Bibillo A., Ziomek K., Figlerowicz M., Kierzek R. Nonenzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides. V. The elements affecting the process of self-hydrolysis// Acta Biochim. Pol.1999. V. 46. P. 145-153.

14. Kierzek R. Hydrolysis of oligoribonucleotides: influence of sequence and length// Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 5073-5077.

15. Mironova N.L., Pyshnyi D.V., Shtadler D.V., Fedorova A.A., Vlassov V.V., Zenkova M.A. RNase T1 mimicking artificial ribonuclease// Nucleic Acids Res. 2007. V. 35. P. 2356-2367.

16. Podyminogin M.A., Vlassov V.V., Giege R. Synthetic RNA-cleaving molecules mimicking ribonuclease A active center. Design and cleavage of tRNA transcripts// Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 5950-5956.

17. Zenkova M., Beloglazova N., Sil'nikov V., Vlassov V., Giege R. RNA cleavage by 1,4-diazabicyclo2.2.2.octane-imidazole conjugates// Meth. Enzymol. 2001. V. 341. P. 468-490.

18. Tung C.H., Wei Z, Leibowitz M.J., Stein S. Design of peptide-acridine mimics of ribonuclease activity// Proc. Natl. Acad Sci. USA. 1992. V. 89. P. 7114-7118.

19. Kierzek R. Nonenzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides// Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 5079-5084.

20. Koroleva L.S., Serpokrylova I.Y., Vlassov V.V., Silnikov V.N. Design and synthesis of metalfree artificial ribonucleases// Protein Pept. Lett. 2007. V. 14. P. 151-163.

21. Власов В.В., Сильников В.Н., Зенкова М.А. Химические рибонуклеазы// Молекуляр. биология. 1998. Т. 32. С. 62-70.

22. HanerR., Hall J. The sequence-specific cleavage of RNA by artificial chemical ribonucleases// Antisense Nucleic Acid Drug Dev. 1997. V. 7. P. 423-430.

23. Niittymaki Т., Lonnberg H. Artificial ribonucleases// Org. Biomol. Chem. 2006. V. 4. P. 15-25.

24. Ushijima K., Gouzu H., Hosono K, Shirakawa M., Kagosima K, Takai K., Takaku H. Site-specific cleavage of tRNA by imidazole and/or primary amine groups bound at the 5'-end of oligodeoxyribonucleotides// Biochim Biophys Acta. 1998. V. 1379. P. 217-223.

25. Сильников B.H., Лукьянчук Н.П., Шишкин Г.В., Жиже Р., Власов В.В. Имидазолсодержащие производные, моделирующие активный центр РНКазы А. Синтез и РНК-расщепляющая активность.//Докл. Акад. Наук. 1999. Т. 364. С. 690-694.

26. Kuznetsova I.L., Zenkova М.А., Gross H.J., Vlassov V.V. Enhanced RNA cleavage within bulge-loops by an artificial ribonuclease// Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. 1201-1212.

27. Bibillo A., Figlerowicz M., Ziomek K., Kierzek R. The nonenzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides. VII. Structural elements affecting hydrolysis// Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2000. V. 19. P. 977-994.

28. Zagorowska I., Kuusela S., Lonnberg H. Metal ion-dependent hydrolysis of RNA phosphodiester bonds within hairpin loops. A comparative kinetic study on chimeric ribo/2-O-methylribo oligonucleotides// Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 3392-3396.

29. Kaukinen U., Lonnberg H., Perakyla M. Stabilisation of the transition state of phosphodiester bond cleavage within linear single-stranded oligoribonucleotides// Org. Biomol. Chem. 2004. V. 2. P. 66-73.

30. Kaukinen U., Lyytikainen S., Mikkola S„ Lonnberg H. The reactivity of phosphodiester bonds within linear single-stranded oligoribonucleotides is strongly dependent on the base sequence// Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. P. 468-474.

31. Soukup G.A., Breaker R.R. Relationship between intemucleotide linkage geometry and the stability of RNA// RNA. 1999. V. 5. P. 1308-1325.

32. Hosaka H., Sakabe I., Sakamoto K, Yokoyama S., Takaku H. Sequence-specific cleavage of oligoribonucleotide capable of forming a stem and loop structure// J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 20090-20094.

33. Raines R.T. Ribonuclease All Chem. Rev. 1998. V. 98. P. 1045-1066.

34. Oh B.K., Frank D.N., Pace N.R. Participation of the З'-ССА of tRNA in the binding of catalytic Mg2+ ions by ribonuclease P// Biochemistry. 1998. V. 37. P. 7277-7283.

35. Варфоломеев С.Д., Гуревич К.Г. Биокинетика. М.: Фаир-Пресс, 1998, 715

36. Barnard Е.А. Biological function of pancreatic ribonuclease// Nature. 1969. V. 221. P. 340-344.

37. Smith B.D., Raines R.T. Genetic selection for critical residues in ribonucleases// J Moi Biol. 2006. V. 362. P. 459-478.

38. Rutkoski T.J., Kurten E.L., Mitchell J.C., Raines R.T. Disruption of shape-complementarity markers to create cytotoxic variants of ribonuclease A// J. Mol. Biol. 2005. V. 354. P. 41-54.

39. Beintema J.J., Schuller C., Irie M., Carsana A. Molecular evolution of the ribonuclease superfamily// Prog. Biophys. Mol. Biol. 1988. V. 51. P. 165-192.

40. Kartha G., Bello J., HarkerD. Tertiary structure of ribonuclease// Nature. 1967. V. 213. P. 862865.

41. Rico M., Bruix M., Santoro J., Gonzalez C., Neira J.L., Nieto J.L., Herranz J. Sequential 1H-NMR assignment and solution structure of bovine pancreatic ribonuclease All Eur. J. Biochem. 1989. V. 183. P. 623-638.

42. Robertson A.D., Purisima E.O., Eastman M.A., Scheraga H.A. Proton NMR assignments and regular backbone structure of bovine pancreatic ribonuclease A in aqueous solution// Biochemistry. 1989. V. 28. P. 5930-5938.

43. Udgaonkar J.B., Baldwin R.L. NMR evidence for an early framework intermediate on the folding pathway of ribonuclease A// Nature. 1988. V. 335. P. 694-699.

44. Richardson J.S. The anatomy and taxonomy of protein structure//Adv. Protein Chem. 1981. V. 34. P. 167-339.

45. Klink T.A., Woycechowsky K.J., Taylor K.M., Raines R.T. Contribution of disulfide bonds to the conformational stability and catalytic activity of ribonuclease A// Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. P. 566-572.

46. McPherson A., Brayer G., Morrison R. Structure of the crystalline complex between ribonuclease A and D(pA)4// Biophys. J. 1986. V. 49. P. 209-219.

47. McPherson A., Brayer G., Cascio D., Williams R. The mechanism of binding of a polynucleotide chain to pancreatic ribonuclease// Science. 1986. V. 232. P. 765-768.

48. Birdsall D.L., McPherson A. Crystal structure disposition of thymidylic acid tetramer in complex with ribonuclease All J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 22230-22236.

49. Fontecilla-Camps J.C., de Llorens R., le Du M.H., Cuchillo C.M. Crystal structure of ribonuclease A.d(ApTpApApG) complex. Direct evidence for extended substrate recognition// J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 21526-21531.

50. Zegers I., Maes D., Dao-Thi M.H., Poortmans F., Palmer R., Wyns L. The structures of RNase A complexed with З'-СМР and d(CpA): active site conformation and conserved water molecules//-Protein Sci. 1994. V. 3. P. 2322-2339.

51. AguilarC.F., Thomas P.J., Mills A., Moss D.S., Palmer R.A. Newly observed binding mode in pancreatic ribonuclease//J. Mol. Biol. 1992. V. 224. P. 265-267.

52. Nogues M.V., Vilanova M., Cuchillo C.M. Bovine pancreatic ribonuclease A as a model of an enzyme with multiple substrate binding sites// Biochim. Biophys. Acta. 1995. V. 1253. P. 16-24.

53. Pares X., Nogues M.V., de Llorens R., Cuchillo C.M. Structure and function of ribonuclease A binding subsites// Essays Biochem. 1991. V. 26. P. 89-103.

54. Mousaoui M., Cuchillo C.M., Nogues M.V. A phosphate-binding subsite in bovine pancreatic ribonuclease A can be converted into a very efficient catalytic site.// Protein Science. 2006. P. 99109.

55. Barnard E.A. Ribonucleases//Annu. Rev. Biochem. 1969. V. 38. P. 677-732.

56. Hemes D.G., Mathias A.P., Rabin B.R. The active site and mechanism of action of bovine pancreatic ribonuclease. 3. The pH-dependence of the kinetic parameters for the hydrolysis of cytidine 2',3-phosphate// Biochem. J. 1962. V. 85. P. 127-134.

57. Thompson J.E., Venegas F.D., Raines R.T. Energetics of catalysis by ribonucleases: fate of the 2',3-cyclic phosphodiester intermediate// Biochemistry. 1994. V. 33. P. 7408-7414.

58. Trautwein K., Holliger P., Stackhouse J., Benner S.A Site-directed mutagenesis of bovine pancreatic ribonuclease: lysine-41 and aspartate-121// FEBS Lett. 1991. V. 281. P. 275-277.

59. Roberts G.C., Dennis E.A., Meadows D.H., Cohen J.S., Jardetzky O. The mechanism of action of ribonuclease// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1969. V. 62. P. 1151-1158.

60. Gerlt J.A., Gassman P.G. Understanding the rates of certain enzyme-catalyzed reactions: proton abstraction from carbon acids, acyl-transfer reactions, and displacement reactions of phosphodiesters//Biochemistry. 1993. V. 32. P. 11943-11952.

61. Quirk D.J., Raines R.T His . Asp catalytic dyad of ribonuclease A: histidine pKa values in the wild-type, D121N, and D121A enzymes// Biophys. J. 1999. V. 76. P. 1571-1579.

62. Schultz L.W., Quirk D.J., Raines R.T His.Asp catalytic dyad of ribonuclease A: structure and function of the wild-type, D121N, and D121A enzymes// Biochemistry. 1998. V. 37. P. 8886-8898.

63. Veenstra T.D., Lee L. NMR study of the positions of His-12 and His-119 in the ribonuclease A-uridine vanadate complex// Biophys. J. 1994. V. 67. P. 331-335.

64. Lin M.C., Gutte B., Caldi D.G., Moore S., Merrifield R.B. Reactivation of des (119-124) ribonuclease A by mixture with synthetic COOH-terminal peptides; the role of phenylalanine-120// J. Biol. Chem. 1972. V. 247. P. 4768-4774.

65. Lin M.C., Gutte B., Moore S., Merrifield R.B. Regeneration of activity by mixture of ribonuclease enzymically degraded from the COOH terminus and a synthetic COOH-terminal tetradecapeptide// J. Biol. Chem. 1970. V. 245. P. 5169-5170.

66. Quirk D.J., Park C., Thompson J.E., Raines R.T. His.Asp catalytic dyad of ribonuclease A: conformational stability of the wild-type, D121N, D121A, and H119A enzymes// Biochemistry. 1998. V. 37. P. 17958-17964.

67. Watt E.D., Shimada H., Kovrigin E.L., Loria J.P. The mechanism of rate-limiting motions in enzyme function// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 11981-11986.

68. Toiron C., Gonzalez C., Bruix M., Rico M. Three-dimensional structure of the complexes of ribonuclease A with 2',5-CpA and 3',5'-d(CpA) in aqueous solution, as obtained by NMR and restrained molecular dynamics// Protein Sci. 1996. V. 5. P. 1633-1647.

69. Borkakoti N. The active site of ribonuclease A from the crystallographic studies of ribonuclease-A-inhibitor complexes//Eur. J. Biochem. 1983. V. 132. P. 89-94.

70. Wlodawer A., Miller M., Sjolin L. Active site of RNase: neutron diffraction study of a complex with uridine vanadate, a transition-state analog// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. V. 80. P. 36283631.

71. Burbaum J. J., Raines R.T., Albery W.J., Knowles J.R. Evolutionary optimization of the catalytic effectiveness of an enzyme// Biochemistry. 1989. V. 28. P. 9293-9305.

72. Albery W.J., Knowles J.R. Evolution of enzyme function and the development of catalytic efficiency// Biochemistry. 1976. V. 15. P. 5631-5640.

73. FindlayD., Hemes D.G., Mathias A.P., Rabin B.R., Ross C.A. The active site and mechanism of action of bovine pancreatic ribonuclease// Nature. 1961. V. 190. P. 781-784.

74. Usher D.A., Erenrich E.S., Eckstein F. Geometry of the first step in the action of ribonuclease-A (in-line geometry-uridine2',3,-cyclic thiophosphate- 31 P NMR)// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. V. 69. P. 115-118.

75. Usher D.A., Richardson D.I., Jr., Eckstein F. Absolute stereochemistry of the second step of ribonuclease action// Nature. 1970. V. 228. P. 663-665.

76. Ladner J.E., Wladkowski B.D., Svensson L.A., Sjolin L, Gilliland G.L X-ray structure of a ribonuclease A-uridine vanadate complex at 1.3 A resolution// Acta. Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. 1997. V. 53. P. 290-301.

77. Warshel A., Sharma P.K., Kato M., Xiang Y., Liu H., Olsson M.H. Electrostatic basis for enzyme catalysis// Chem. Rev. 2006. V. 106. P. 3210-3235.

78. Ui N. Isoelectric points and conformation of proteins. I. Effect of urea on the behavior of some proteins in isoelectric focusing// Biochim. Biophys. Acta. 1971. V. 229. P. 567-581.

79. Felsenfeld G., Sandeen G., Vonhippel P.H. The Destabilizing Effect Of Ribonuclease On The Helical Dna Structure// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1963. V. 50. P. 644-651.

80. Jensen D.E., von Hippel P.H. DNA "melting" proteins. I. Effects of bovine pancreatic ribonuclease binding on the conformation and stability of DNA// J. Biol. Chem. 1976. V. 251. P. 7198-7214.

81. Record M.T., Jr., Woodbury C.P., Lohman T.M. Na+ effects on transition of DNA and polynucleotides of variable linear charge density// Biopolymers. 1976. V. 15. P. 893-915.

82. FisherB.M., Grilley J.E., Raines R.T. A new remote subsite in ribonuclease A// J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 34134-34138.

83. Irie M., Watanabe H., Ohgi K., Tobe M., Matsumura G., Arata Y., Hirose T., Inayama S. Some evidence suggesting the existence of P2 and B3 sites in the active site of bovine pancreatic ribonuclease A// J. Biochem (Tokyo). 1984. V. 95. P. 751-759.

84. Sawada F., Irie M. Interaction of uridine-2'(3'),5'-diphosphate withibonuclease A and carboxymethylribonuclease A//J. Biochem (Tokyo). 1969. V. 66. P. 415-418.

85. Richardson R.M., Pares X., Llorens R., Nogues M.V., Cuchillo C.M. Nucleotide binding and affinity labelling support the existence of the phosphate-binding subsite p2 in bovine pancreatic ribonuclease A// Biochim. Biophys. Acta. 1988. V. 953. P. 70-78.

86. Pares X., Llorens R„ Arus C., Cuchillo C.M. The reaction of bovine pancreatic ribonuclease A with 6-chloropurineriboside 5'-monophosphate. Evidence on the existence of a phosphate-binding sub-site// Eur. J. Biochem. 1980. V. 105. P. 571-579.

87. Cuchillo C.M., Moussaoui M„ Barman T., Travers F., Nogues M.V. The exo- or endonucleolytic preference of bovine pancreatic ribonuclease A depends on its subsites structure and on the substrate size// Protein Sci. 2002. V. 11. P. 117-128.

88. Beintema J. J., Campagne R.N. Molecular evolution of rodent insulins// Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4. P. 10-18.

89. Wlodawer A., Svensson L.A., Sjolin L., Gilliland G.L. Structure of phosphate-free ribonuclease A refined at 1.26 A// Biochemistry. 1988. V. 27. P. 2705-2717.

90. Fisher B.M., Ha J.H., Raines R.T. Coulombic forces in protein-RNA interactions: binding and cleavage by ribonuclease A and variants at Lys7, Arg10, and Lys66// Biochemistry. 1998. V. 37. P. 12121-12132.

91. Beintema J.J. Presence of a basic amino acid residue at either position 66 or 122 is a condition for enzymic activity in the ribonuclease superfamily// FEBS Lett. 1989. V. 254. P. 1-4.

92. Anderson C.F., Record M.T., Jr. Salt-nucleic acid interactions// Annu Rev Phys Chem. 1995. V. 46. P. 657-700.

93. Park C., Raines R.T. Catalysis by ribonuclease A is limited by the rate of substrate association// Biochemistry. 2003. V. 42. P. 3509-3518.

94. Haffner P.H., Wang J.H. Chemical kinetic and proton magnetic resonance studies of 5'-adenosine monophosphate binding to ribonuclease A// Biochemistry. 1973. V. 12. P. 1608-1617.

95. Beintema J.J. Structure, properties and molecular evolution of pancreatic-type ribonucleases.// Life Chem.Rep. 1987. V. 4. P. 333-389.

96. Bruenger A., Brooks, C. & Karplus, M. Active site dynamics of ribonuclease.// Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1985. V. 82. P. 8458-8462.

97. Sorrentino S., Libonati M. Human pancreatic-type and nonpancreatic-type ribonucleases: a direct side-by-side comparison of their catalytic properties//Arch. Biochem. Biophys. 1994. V. 312. P. 340-348.

98. Tarragona-Fiol A., Eggelte H.J., Harbron S., Sanchez E., Taylorson C.J., Ward J.M., Rabin B.R. Identification by site-directed mutagenesis of amino acids in the B2 subsite of bovine pancreatic ribonuclease A// Protein Eng. 1993. V. 6. P. 901-906.

99. Witzel H., Barnard E.A. Mechanism and binding sites in the ribonuclease reaction. II. Kinetic studies on the first step of the reaction// Biochem Biophys Res Commun. 1962. V. 7. P. 295-299.

100. Gilliland GL D.J., Pechik I, Svensson LA & Sjolin L. The active site of bovine pancreatic ribonuclease: an example of solvent modulated specificity.// Protein Pept. Lett. 1994. V. 1. P. 6065.

101. Wodak S.Y. The structure of cytidilyl(2',5')adenosine when bound to pancreatic ribonuclease S// J. Mol. Bio!. 1977. V. 116. P. 855-875.

102. Leónidas D.D., Shapiro R., Irons L.I., Russo N., Acharya K.R. Crystal structures of ribonuclease A complexes with 5'-diphosphoadenosine 3'-phosphate and 5'-diphosphoadenosine 2'-phosphate at 1.7 A resolution// Biochemistry. 1997. V. 36. P. 5578-5588.

103. Jardine A.M., Leónidas D.D., Jenkins J.L., Park C., Raines R.T., Acharya K.R., Shapiro R. Cleavage of 3',5'-pyrophosphate-linked dinucleotides by ribonuclease A and angiogenin// Biochemistry. 2001. V. 40. P. 10262-10272.

104. Hatzopoulos G.N., Leónidas D.D., Kardakaris R„ Kobe J., Oikonomakos N.G. The binding of IMP to ribonuclease A// FEBS J. 2005. V. 272. P. 3988-4001.

105. Seshadrí K, Rao V.S., Vishveshwara S. Interaction of substrate uridyl 3',5'-adenosine with ribonuclease A: a molecular dynamics study// Biophys. J. 1995. V. 69. P. 2185-2194.

106. Irie M., Mikami F., Monma K., Ohgi K., Watanabe H., Yamaguchi R., Nagase H. Kinetic studies on the cleavage of oligouridylic acids and poly U by bovine pancreatic ribonuclease A/I J. Biochem (Tokyo). 1984. V. 96. P. 89-96.

107. Boque L., Gracia Coll M., Vilanova M., Cuchillo C.M., Fita I. Structure of ribonuclease A derivative II at 2.1-A resolution// J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 19707-19712.

108. Strydom D.J., FettJ.W., Lobb R.R., Alderman E.M., Bethune J.L., Riordan J.F., Vallee B.L. Amino acid sequence of human tumor derived angiogenin// Biochemistry. 1985. V. 24. P. 54865494.

109. Kurachi K., Davie E.W., Strydom D.J., Riordan J.F., Vallee B.L. Sequence of the cDNA and gene for angiogenin, a human angiogenesis factor// Biochemistry. 1985. V. 24. P. 5494-5499.

110. Mosimann S.C., Ardelt W., James M.N. Refined 1.7 A X-ray crystallographic structure of P-30 protein, an amphibian ribonuclease with anti-tumor activity// J. Mol. Biol. 1994. V. 236. P. 11411153.

111. Ardelt W., Mikulski S.M., Shogen K. Amino acid sequence of an anti-tumor protein from Rana pipiens oocytes and early embryos. Homology to pancreatic ribonucleases// J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 245-251.

112. Liao Y.D. A pyrimidine-guanine sequence-specific ribonuclease from Rana catesbeiana (bullfrog) oocytes// Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 1371-1377.

113. Titani K„ Takio K., Kuwada M„ Nitta K„ Sakakibara F., Kawauchi H., Takayanagi G., Hakomori S. Amino acid sequence of sialic acid binding lectin from frog (Rana catesbeiana) eggs// Biochemistry. 1987. V. 26. P. 2189-2194.

114. Lou Y.C., Huang Y.C., Pan Y.R., Chen C., Liao Y.D. Roles of N-terminal pyroglutamate in maintaining structural integrity and pKa values of catalytic histidine residues in bullfrog ribonuclease 3// J. Mol. Biol. 2006. V. 355. P. 409-421.

115. Leland P.A., Raines R.T. Cancer chemotherapy-ribonucleases to the rescue// Chem. Biol. 2001. V. 8. P. 405-413.

116. Arnold U., Schulenburg C., Schmidt D., Ulbrích-Hofmann R. Contribution of structural peculiarities of onconase to its high stability and folding kinetics// Biochemistry. 2006. V. 45. P. 3580-3587.

117. Acharya K.R., Shapiro R., Allen S.C., Riordan J.F., Vallee B.L. Crystal structure of human angiogenin reveals the structural basis for its functional divergence from ribonuclease// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 2915-2919.

118. Nogues M.V., Moussaoui M„ Boix £., Vilanova M., Ribo M., Cuchillo C.M. The contribution of noncatalytic phosphate-binding subsites to the mechanism of bovine pancreatic ribonuclease A// Cell Mol. Life Sci. 1998. V. 54. P. 766-774.

119. Liao Y.D., Huang H.C., Leu Y J., Wei C.W., Tang P.C., Wang S.C. Purification and cloning of cytotoxic ribonucleases from Rana catesbeiana (bullfrog)// Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 4097-4104.

120. Russo N., Acharya K.R., Vallee B.L., Shapiro R. A combined kinetic and modeling study of the catalytic center subsites of human angiogeninII Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 804-808.

121. Hartley R.W. Homology between prokaryotic and eukaryotic ribonucleases// J. Mol. Evol. 1980. V. 15. P. 355-358.

122. Sato K., Egami F. The specificity of T1 ribonuclease.// C R Seances Soc. Biol. Fil. 1957. V. 151. P. 1792-1796.

123. Heinemann U., Saenger W. Specific protein-nucleic acid recognition in ribonuclease T1-2'-guanylic acid complex: an X-ray study// Nature. 1982. V. 299. P. 27-31.

124. Osterman H.L., Walz F.G., Jr. Subsites and catalytic mechanism of ribonuclease T1: kinetic studies using GpA, GpC, GpG, and GpU as substrates// Biochemistry. 1978. V. 17. P. 4124-4130.

125. Irie M. A kinetic study on ribonuclease T1 using dinucleoside phosphates as substrates// J. Biochem (Tokyo). 1968. V. 63. P. 649-653.

126. Kanaya S., Uchida T. Purification of ribonuclease T1 by affinity chromatography// J. Biochem (Tokyo). 1981. V. 89. P. 591-597.

127. Jo ChitesterB., Walz F.G., Jr. Kinetic studies of guanine recognition and a phosphate group subsite on ribonuclease T1 using substitution mutants at GIu46 and Lys41// Arch. Biochem. Biophys. 2002. V. 406. P. 73-77.

128. Walz F.G., Jr. Upstream subsite interactions for oligonucleotide binding with ribonuclease T1// Biochim. Biophys. Acta. 1997. V. 1350. P. 183-188.

129. Egami F., Oshima T., Uchida T. Specific interaction of base-specific nucleases with nucleosides and nucleotides// Mol. Biol. Biochem. Biophys. 1980. V. 32. P. 250-277.

130. Backmann J., Doray C.C., Grunert H.P., Landt O., Hahn U. Extended kinetic analysis of ribonuclease T1 variants leads to an improved scheme for the reaction mechanism// Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. V. 199. P. 213-219.

131. Heinemann U., Saenger W. Crystallographic study of mechanism of ribonuclease T1-catalysed specific RNA hydrolysis// J. Biomol. Struct. Dyn. 1983. V. 1. P. 523-538.

132. De Vos S„ Doumen J., Langhorst U., Steyaert J. Dissecting histidine interactions of ribonuclease T1 with asparagine and glutamine replacements: analysis of double mutant cycles at one position// J. Mol. Biol. 1998. V. 275. P. 651-661.

133. Steyaert J., Hallenga K., Wyns L., Stanssens P. Histidine-40 of ribonuclease T1 acts as base catalyst when the true catalytic base, glutamic acid-58, is replaced by alanine// Biochemistry. 1990. V. 29. P. 9064-9072.

134. Loverix S., Winqvist A., Stromberg R., Steyaert J. Mechanism of RNase T1: concerted triester-like phosphoryl transfer via a catalytic three-centered hydrogen bond// Chem. Biol. 2000. V. 7. P. 651-658.

135. Sugio S., Amisaki T., Ohishi H., Tomita K. Refined X-ray structure of the low pH form of ribonuclease T1-2'-guanylic acid complex at 1.9 A resolution// J. Biochem (Tokyo). 1988. V. 103. P. 354-366.

136. Ami R., Heinemann U., Tokuoka R., Saenger W. Three-dimensional structure of the ribonuclease T1 2-GMP complex at 1.9-A resolution// J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 1535815368.

137. Inagaki F., Shimada I., Miyazawa T. Binding modes of inhibitors to ribonuclease T1 as studied by nuclear magnetic resonance// Biochemistry. 1985. V. 24. P. 1013-1020.

138. Takahashi K. The structure and function of ribonuclease T1. IX. Photooxidation of ribonuclease T1 in the presence of rose bengal// J. Biochem (Tokyo). 1970. V. 67. P. 833-839.

139. Walz F.G., Jr. Spectrophotometry titration of a single carboxyl group at the active site of ribonuclease T1// Biochemistry. 1977. V. 16. P. 4568-4571.

140. Koepke J., Maslowska M., Heinemann U., Saenger W. Three-dimensional structure of ribonuclease T1 complexed with guanylyl-2',5'-guanosine at 1.8 A resolution// J. Mol. Biol. 1989. V. 206. P. 475-488.

141. Sugio S., Oka K, Ohishi H., Tomita K, Saenger W. Three-dimensional structure of the ribonuclease T1 X 3-guanylic acid complex at 2.6 A resolution// FEBS Lett. 1985. V. 183. P. 115118.

142. Kostrewa D., Choe H.W., Heinemann U., Saenger W. Crystal structure of guanosine-free ribonuclease T1, complexed with vanadate (V), suggests conformational change upon substrate binding// Biochemistry. 1989. V. 28. P. 7592-7600.

143. Zegers I., Verheist P., Choe H.W., Steyaert J., Heinemann U., Saenger W., Wyns L. Role of histidine-40 in ribonuclease T1 catalysis: three-dimensionalstructures of the partially active His40Lys mutant// Biochemistry. 1992. V. 31. P. 11317-11325.

144. Koellner G., Choe H.W., Heinemann U., Grunert H.P., Zouni A., Hahn U., Saenger W. His92Ala mutation in ribonuclease T1 induces segmental flexibility. An X-ray study// J. Mol. Biol. 1992. V. 224. P. 701-713.

145. Koellner G., Grunert H.P., Landt O., Saenger W. Crystal structure of the Tyr45Trp mutant of ribonuclease T1 in a complex with 2-adenylic acid//Eur. J. Biochem. 1991. V. 201. P. 199-202.

146. Martinez-Oyanedel J., Choe H.W., Heinemann U., Saenger W. Ribonuclease T1 with free recognition and catalytic site: crystal structure analysis at 1.5 A resolution// J. Mol. Biol. 1991. V. 222. P. 335-352.

147. Malin R„ Zieienkiewicz P., Saenger W. Structurally conserved water molecules in ribonuclease T1// J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 4848-4852.

148. Steyaert J., Haikal A.F., Wyns L., Stanssens P. Subsite interactions of ribonuclease T1: Asn36 and Asn98 accelerate GpN transesterification through interactions with the leaving nucleoside N// Biochemistry. 1991. V. 30. P. 8666-8670.

149. Steyaert J., Wyns L., Stanssens P. Subsite interactions of ribonuclease T1: viscosity effects indicate that the rate-limiting step of GpN transesterification depends on the nature of N// Biochemistry. 1991. V. 30. P. 8661-8665.

150. Zegers I., Loris R., Dehoiiander G., Fattah Haikal A., Poortmans F., Steyaert J., Wyns L. Hydrolysis of a slow cyclic thiophosphate substrate of RNase T1 analyzed by time-resolved crystallography// Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. P. 280-283.

151. Thompson J.E.R., R.T. Value of general acid-base catalysis to ribonuclease A.// J. Am. Chem. Soc. 1994. V. 116. P. 5467-5468.

152. Herschlag D. Ribonuclease revisited: catalysis via the classical general acid-base mechanism or a triester-like mechanism?// J. Am. Chem. Soc. 1994. V. 116. P. 11631-11635.

153. Breslow R., Chapman W.H., Jr. On the mechanism of action of ribonuclease A: relevance of enzymatic studies with a p-nitrophenylphosphate ester and a thiophosphate ester// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 10018-10021.

154. Wladkowski B.D., Krauss, M. & Stevens, W.J. Transphosphorylation catalyzed by ribonuclease A: computational study using ab initio effective fragment potentials.// J. Am. Chem. Soc. 1995. V. 117. P. 10537-10545.

155. Eckstein F., Schulz H.H., Ruterjans H., Haar W., Maurer W. Stereochemistry of the transesterification step of ribonuclease T 1// Biochemistry. 1972. V. 11. P. 3507-3512.

156. Pletinckx J., Steyaert J., Zegers I., Choe H.W., Heinemann U., Wyns L. Crystallographic study of Glu58Ala RNase T1 x 2'-guanosine monophosphate at 1.9-A resolution// Biochemistry. 1994. V. 33. P. 1654-1662.

157. Ding J., Koellner G., Grunert H.P., Saenger W. Crystal structure of ribonuclease T1 complexed with adenosine 2'-monophosphate at 1.8-A resolution// J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 15128-15134.

158. Czaja R., Struhalla M„ Hoschler K., Saenger W., Strater N. Hahn U. RNase T1 variant RV cleaves single-stranded RNA after purines due to specific recognition by the Asn46 side chain amide// Biochemistry. 2004. V. 43. P. 2854-2862.

159. Campbell M.K., Ts'o P.O. Binding of purine nucleoside monophosphates by ribonuclease T-1. A model system for protein nucleic acid interaction// Biochim. Biophys. Acta. 1971. V. 232. P. 427-435.

160. Hirono S., Kollman P.A. Calculation of the relative binding free energy of 2'GMP and 2AMP to ribonuclease T1 using molecular dynamics/free energy perturbation approaches// J. Mol. Biol. 1990. V. 212. P. 197-209.

161. Lovehx S., Doumen J., Steyaert J. Additivity of protein-guanine interactions in ribonuclease T1// J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 9635-9639.

162. Granzin J., Puras-Lutzke R., Landt O., Grunert H.P., Heinemann U., Saenger W., Hahn U. RNase T1 mutant Glu46Gln binds the inhibitors 2'GMP and 2AMP at the 3' subsite// J. Mol. Biol. 1992. V. 225. P. 533-542.

163. Steyaert J., Opsomer C„ Wyns L, Stanssens P. Quantitative analysis of the contribution of Glu46 and Asn98 to the guanosine specificity of ribonuclease T1// Biochemistry. 1991. V. 30. P. 494-499.

164. Hirono S., Kollman P.A. Relative binding free energy calculations of inhibitors to two mutants (Glu46—Ala/Gin) of ribonuclease T1 using molecular dynamics/free energy perturbation approaches// Protein Eng. 1991. V. 4. P. 233-243.

165. Hubner В., Haensler M., Hahn U. Modification of ribonuclease T1 specificity by random mutagenesis of the substrate binding segment// Biochemistry. 1999. V. 38. P. 1371-1376.

166. Hoschler K., Hoier H., Hubner В., Saenger W„ Orth P., Hahn U. Structural analysis of an RNase T1 variant with an altered guanine binding segment// J. Mol. Biol. 1999. V. 294. P. 12311238.

167. Czaja R., Perbandt M., Betzel C„ Hahn U. Purine activity of RNase T1RV is further improved by substitution of Trp59 by tyrosine// Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. V. 336. P. 882-889.

168. Walz F.G., Jr., Osterman H.L., Libertin C. Base-group specificity at the primary recognition site of ribonuclease T for minimal RNA substrates//Arch. Biochem. Biophys. 1979. V. 195. P. 95102.

169. Yoshida H. The ribonuclease T1 family// Methods Enzymol. 2001. V. 341. P. 28-41.

170. Noguchi S., Satow Y., Uchida Т., Sasaki C„ Matsuzaki T. Crystal structure of Ustilago sphaerogena ribonuclease U2 at 1.8 A resolution// Biochemistry. 1995. V. 34. P. 15583-15591.

171. Breslow R., Xu R. Recognition and catalysis in nucleic acid chemistry.// Proc. Natl. Acad. Sci. 1986. V. 90. P. 1201-1207.

172. Fouace S., Gaudin C., Picard S., Corvaisier S., Renault J., Carboni В., Felden B. Polyamine derivatives as selective RNaseA mimics// Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. 151-157.

173. Bibillo A., Figlerowicz M., Kierzek R. The non-enzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides VI. The role of biogenic polyamines// Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 3931-3937.

174. Vlassov V.V., ZuberG., Felden В., BehrJ.P., Giege R. Cleavage of tRNA with imidazole and spermine imidazole constructs: a new approach for probing RNA structure// Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3161-3167.

175. Зенгер В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот. М.: Мир, 1987, с. 584.

176. Walt F., Lima V., Crooke S.T. Highly efficient endonucleolytic cleavage of RNA by a Cys2His2 zinc-finger peptide.// Proc. Natl. Acad. Sei. 1999. V. 96. P. 10010-10015.

177. Mironova N.L., Pyshnyi D.V., Ivanova E.M., Zenkova M.A., Gross H.J., Vlassov V.V. Covalently attached oligodeoxyribonucleotides induce RNase activity of a short peptide and modulate its base specificity// Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. 1928-1936.

178. Michaelis К, Kaiesse M. Selective cleavage of unpaired uridines with a tyrosine-cyclen conjugate// Chembiochem. 2001. V. 2. P. 79-83.

179. Зенкова М.А., Чумакова Н.Л., Власов A.B., Комарова Н.И., Веньяминова А.Г., Власов В.В., Сильников В.Н. Синтетические конструкции, функционально имитирующие рибонуклеазу А.// Мол. Биология. 2000. Т. 34. С. 456-460.

180. Коневец Д.А., Зенкова M.A., Сильников B.H., Власов B.B. Синтетические молекулы, катализирующие гидролиз РНК// Докл. РАН. 1998. Т. 360. С. 554-558.

181. Burakova Е.А., Kovalev N.A., Kuznetsova IL., Zenkova M.A., Vlasov V.V., Sil'nikov V.N. Polycationic catalysts for phosphodiester bond cleavage on the basis of 1,4-diazabicyclo[2.2.2.octane]// Bioorg. Khim. 2007. V. 33. P. 563-570.

182. Kovalev N., Burakova E„ Silnikov V., Zenkova M., Vlassov V. Artificial ribonucleases: from combinatorial libraries to efficient catalysts of RNA cleavage// Bioorg. Chem. 2006. V. 34. P. 274286.

183. Kovalev N.A., Medvedeva D.A., Zenkova M.A., Vlassov V.V. Cleavage of RNA by an amphiphilic compound lacking traditional catalytic groups// Bioorg. Chem. 2008. V. 36. P. 33-45.

184. Emilsson G.M., Nakamura S., Roth A., Breaker R.R. Ribozyme speed limits// Rna. 2003. V. 9. P. 907-918.

185. Белоглазова Н.Г., Тамкович H.B., Никитин П.А., Кузнецова И.П., Зенкова М.А., Власов В.В. Искусственные рибонуклеазы новый класс для биологии и медицины.// Вестник ВОГиС. 2006. Т. 10. С. 382 - 395.

186. Dock-Bregeon A.C., Moras D. Conformational changes and dynamics of tRNAs: evidence from hydrolysis patterns// Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 1987. V. 52. P. 113-121.

187. Milligan J.F., Uhlenbeck O.C. Synthesis of small RNAs using T7 RNA polymerase// Methods Enzymol. 1989. V. 180. P. 51-62.

188. England Т.Е., Bruce A.G., Uhlenbeck O.C. Specific labeling of 3' termini of RNA with T4 RNA ligase// Methods Enzymol. 1980. V. 65. P. 65-74.

189. Silberklang M., Prochiantz A., Haenni A.L., Rajbhandary U.L. Studies on the sequence of the З'-terminal region of turnip-yellow-mosaic-virus RNA// Eur. J. Biochem. 1977. V. 72. P. 465-478.

190. Donis-Keller H., Maxam A.M., Gilbert W. Mapping adenines, guanines, and pyrimidines in RNA// Nucleic Acids Res. 1977. V. 4. P. 2527-2538.

191. Власов A.B., Власов В.В., Жьеже Р. Катализируемый имидазолом гидролиз РНК как реакция для исследования вторичной структуры РНК и комплексов РНК с олигонуклеотидами//Докл. Акад. Наук. 1996. Т. 349. С. 411-413.

192. Ehresmann С., Baudin F., Mougel М., Romby P., Ebel J.P., Ehresmann B. Probing the structure of RNAs in solution// Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 9109-9128.

193. Giege R., Felden В., Zenkova M.A., Sil'nikov V.N., Vlassov V.V. Cleavage of RNA with synthetic ribonuclease mimics// Meth. Enzymol. 2000. V. 318. P. 147-165.

194. Endo M., Hirata K., Inokawa Т., Matsumura K., Komiyama M„ lhara Т., Sueda S., Takagi M. Site-specific hydrolysis of yeast tRNAPhe by anthraquinone-glycine and anthraquinone-iminodiacetate conjugates// Nucleic Acids Symp. Ser. 1995. P. 109-110.

195. Zhong M., Kallenbach N.R. Mapping tRNA and 5S RNA tertiary structures by charge dependent Fe(ll)-catalyzed cleavage// J. Biomol. Struct. Dyn. 1994. V. 11. P. 901-911.

196. Komiyama M., Inokawa T. Selective hydrolysis of tRNA by ethylenediamine bound to a DNA oligomer//J. Biochem (Tokyo). 1994. V. 116. P. 719-720.

197. Komiyama M„ Inokawa Т., Shiiba Т., Takeda N., Yoshinari K, Yashiro M. Molecular design of artificial hydrolytic nucleases and ribonucleases// Nucleic Acids Symp. Ser. 1993. P. 197-198.

198. Guan L.L., Totsuka R„ Kuwahara J., Otsuka M., Sugiura Y. Cleavage of yeast tRNA(phe) with Ni(lll) and Co(lll) complexes of bleomycin// Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993. V. 191. P. 1338-1346.

199. Huttenhofer A., Hudson S., Noller H.F., Mascharak P.K. Cleavage of tRNA by Fe(ll)-bleomycin// J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 24471-24475.

200. Isel C., Ehresmann C., Keith G., Ehresmann В., Marquet R. Initiation of reverse transcription of HIV-1: secondary structure of the HIV-1 RNA/tRNA(3Lys) (template/primer)// J Mol Biol. 1995. V. 247. P. 236-250.

201. Riepe A., Beier H., Gross H.J. Enhancement of RNA self-cleavage by micellar catalysis// FEBS Lett. 1999. V. 457. P. 193-199.

202. Wang D.A., Narang A.S., Kotb M„ Gaber A.O., Miller D.D., Kim S.W., Mahato R.I. Novel branched poly(ethylenimine)-cholesterol water-soluble lipopolymers for gene delivery// Biomacromolecules. 2002. V. 3. P. 1197-1207.

203. Thomas M., Lu J.J., Ge Q„ Zhang C„ Chen J., Klibanov A.M. Full deacylation of polyethylenimine dramatically boosts its gene delivery efficiency and specificity to mouse lung// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. P. 5679-5684.

204. Da Poian A.T., Carneiro F.A., Stauffer F. Viral membrane fusion: is glycoprotein G of rhabdoviruses a representative of a new class of viral fusion proteins?// Braz. J. Med. Biol. Res. 2005. V. 38. P. 813-823.

205. Breslow R., Labelle M. Sequential general base-acid catalysis in the hydrolysis of RNA by imidazole//J. Amer. Chem. Soc. 1986. V. 108. P. 2655-2659.

206. Wilson W.D., Wang Y.H., Kusuma S., Chandrasekaran S., Boykin D.W. The effect of intercalator structure on binding strength and base-pair specificity in DNA interactions// Biophys. Chem. 1986. V. 24. P. 101-109.

207. Досон P., Эллиот Д., Эллиот Э., Джонс К. Справочник биохимика. Пер. с англ. М.: Мир, 1991, 544 (R.M.C. Dawson, D.C. Elliot, W.H. Elliot, K.M. Jones. Data for boichemical research. Oxford; Oxford University Press; 1986)

208. Kaukinen U„ Venalainen Т., Lonnberg H., Perakyla M. The base sequence dependent flexibility of linear single-stranded oligoribonucleotides correlates with the reactivity of the phosphodiester bond// Org. Biomol. Chem. 2003. V. 1. P. 2439-2447.

209. Maglott E.J., Deo S.S., Przykorska A., Glick G.D. Conformational transitions of an unmodified tRNA: implications for RNA folding// Biochemistry. 1998. V. 37. P. 16349-16359.

210. Petyuk V.A., Zenkova M.A., Giege R., Vlassov V. V. Hybridization of antisense oligonucleotides with the 3'part of tRNA(Phe)// FEBS Lett. 1999. V. 444. P. 217-221.

211. Helm M., Brule H., Degoul F„ Cepanec C„ Leroux J.P., Giege R„ Florentz C. The presence of modified nucleotides is required for cloverleaf folding of a human mitochondrial tRNA// Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 1636-1643.

212. Serebrov V., Vasilenko K.S., Kholod N.S., Kiselev L.L. Mg2+ ions differently affect the physical properties of tRNA(Phe) and the transcript of its gene.// Mol. Biol (Mosk). 1997. V. 31. P. 894-900.

213. Nagaswamy U., Gao X., Martinis S.A., Fox G.E. NMR structure of a ribosoma! RNA hairpin containing a conserved CUCAA pentaloop// Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 5129-5139.

214. JuckerF.M., Pardi A. GNRA tetraloops make a U-turn// Rna. 1995. V. 1. P. 219-222.

215. Freier S.M., Hill K.O., Dewey T.G., Marky L.A., BreslauerK.J., TurnerD.H. Solvent effects on the kinetics and thermodynamics of stacking in poly(cytidylic acid)// Biochemistry. 1981. V. 20. P. 1419-1426.

216. Giege R„ Puglisi J.D., Florentz C. tRNA structure and aminoacylation efficiency// Prog Nucleic Acid Res. Mol Biol. 1993. V. 45. P. 129-206.

217. Downs W.D., Cech T.R. An ultraviolet-inducible adenosine-adenosine cross-link reflects the catalytic structure of the Tetrahymena ribozyme// Biochemistry. 1990. V. 29. P. 5605-5613.

218. Branch A.D., Benenfeld B.J., Robertson H.D. Ultraviolet light-induced crosslinking reveals a unique region of local tertiary structure in potato spindle tuber viroid and HeLa 5S RNA// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985.V. 82. P. 6590-6594.

219. Atmadja J., Brimacombe R., Blocker H., Frank R. Investigation of the tertiary folding of Escherichia coli 16S RNA by in situ intra-RNA cross-linking within 30S ribosomal subunits// Nucleic Acids Res. 1985. V. 13. P. 6919-6936.

220. Bergstrom D.E., Leonard N.J. Photoreaction of 4-thiouracil with cytosine. Relation to photoreactions in Escherichia coli transfer ribonucleic acids// Biochemistry. 1972. V. 11. P. 1-9.

221. Favre A., Yaniv M., Michelson A.M. The photochemistry of 4-thiouridine in Escherichia coli t-RNA Val1// Biochem. Biophys. Res. Commun. 1969. V. 37. P. 266-271.

222. Behlen L.S., Sampson J.R., Uhlenbeck O.C. An ultraviolet light-induced crosslink in yeast tRNA(Phe)// Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 4055-4059.

223. Jovine L, Djordjevic S., Rhodes D. The crystal structure of yeast phenylalanine tRNA at 2.0 A resolution: cleavage by Mg(2+) in 15-year old crystals// J. Mol. Biol. 2000. V. 301. P. 401-414.

224. Norberg J., Nilsson L. Stacking Free Energy Profiles for All 16 Natural Ribodinucleoside Monophosphates in Aqueous Solution //J. Am. Chem. Soc. 1995. V. 117. P. 10832-10840.

225. Inners L.D., Felsenfeld G. Conformation of polyribouridylic acid in solution// J. Mol. Biol. 1970. V. 50. P. 373-389.

226. Cannistraro V.J., Subbarao M.N., Kennell D. Specific endonucleolytic cleavage sites for decay of Escherichia coli mRNA// J. Mol. Biol. 1986. V. 192. P. 257-274.

227. Burkard M.E., Kierzek R., Turner D.H. Thermodynamics of unpaired terminal nucleotides on short RNA helixes correlates with stacking at helix termini in larger RNAs// J. Mol. Biol. 1999. V. 290. P. 967-982.

228. Filimonov V.V., Privalov P.L. Thermodynamics of base interaction in (A)n and (A.U)n// J. Mol. Biol. 1978. V. 122. P. 465-470.

229. Suurkuusk J., Alvarez J., Freire E., Biltonen R. Caiorimetric determination of the' heat capacity changes associated with the conformational transitions of polyriboadenylic acid and polyribouridylic acid//Biopolymers. 1977. V. 16. P. 2641-2652.

230. Li Y., Breaker R.R. Kinetics of RNA Degradation by Specific Base Catalysis of Transesterification Involving the 2-Hydroxyl Group II J. Am. Chem. Soc. 1999. V. 121. P. 53645372.

231. Ezra F.S., Lee C.H., Kondo N.S., Danyluk S.S., Sarma R.H. Conformational properties of purine-pyrimidine and pyrimidine-purine dinucleoside monophosphates// Biochemistry. 1977. V. 16. P. 1977-1987.