Расщепление различных структурных элементов РНК под действием химических рибонуклеаз тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Кузнецова, Ирина Львовна

• Кузнецова, Ирина Львовна
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кузнецова, Ирина Львовна

Список сокращений

Введение

Глава 1. Структура боковых петель РНК и их чувствительность к расщеплению

Обзор литературы)

1.1. Основные элементы вторичной структуры РНК

1.2. Методы исследования структуры боковых петель в ДНК- и РНК-дуплексах

1.3. Структура боковых петель в составе РНК

1.3.1. Боковая петля, состоящая из одного основания 12 1.3.1.1 Структура однозвенных А петель, полученная с помощью ЯМР и РСА

1.3.1.2. Структура однозвенной А петли в составе ДНК.РНК дуплекса

1.3.1.3. Расчетная конформация однозвенной А петли в составе дуплекса

1.3.2. Однозвенные G-содержащие петли

1.3.3. Однозвенные U-содержащие петли

1.3.4. Однозвенные С-содержащие петли

1.3.5. Структура петель, содержащих более одного нуклеотида

1.3.6. Влияние ионов Мд2+ на структуру боковой петли

1.4. Изучение структуры РНК, содержащих петли, с помощью электрофореза в нативных условиях и метода индуцированного электрическим полем временного двулучепреломления (transient electric birefringence)

1.5. Термодинамические характеристики дуплексов, содержащих боковые петли

1.6. Чувствительность фосфодиэфирных связей в боковых петлях РНК к расщеплению

1.6.1. Зависимость стабильности РНК от геометрических параметров межнулеотидной связи

1.6.2. Расщепление РНК в боковых петлях

1.6.2.1. Расщепление боковых петель РНК ионами металлов

1.6.2.2. Расщепление искусственных боковых петель РНК конъюгатами олигонуклеотидов и комплексов металлов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Расщепление различных структурных элементов РНК под действием химических рибонуклеаз»

Молекулы РНК выполняют в организме множество разноплановых функций от переноса генетической информации до катализа биохимических реакций [1-4]. Геномы вироидов и многих вирусов представляют собой молекулы РНК [5,6]. В связи с важной биологической ролью РНК, крайне актуальной является задача разработки методов направленного воздействия на РНК с целью регуляции биологических процессов в клетке в терапевтических целях и с целью инактивации геномов вирусов. Интерес также представляет создание низкомолекулярных химических соединений, способных расщеплять РНК по определенным нуклеотидным последовательностям или в пределах определенных элементов чувствительных структур РНК. Изучение свойств таких соединений, получивших название искусственных или химических рибонуклеаз, может помочь выявить роль факторов, обеспечивающих высокую эффективность катализа, осуществляемого природными ферментами. Соединения, способные расщеплять РНК, представляют интерес в качестве реагентов для исследования структуры РНК, для целей биотехнологии.

Химические рибонуклеазы могут быть использованы в качестве каталитических доменов в конъюгатах олигонуклеотидов для сайт-направленного расщепления РНК. Химические соединения, катализирующие расщепление определенных РНК и способные проникать в клетки, служить в качестве регуляторов экспрессии генов, а также противовирусными агентами, инактивирующими РНК-содержаще вирусы (вирус HIV 1, вирус клещевого энцефалита, вирус гриппа и т. д.).

В последние годы было создано большое число низкомолекулярных соединений, способных расщеплять РНК в физиологических условиях [7]. В их число входят комплексы некоторых металлов [8,9], органические соединения, содержащие низкоосновные аминосоединения [10,11] и остатки имидазола [12,13], а также конструкции на основе олиго- и полипептидов [14-16]. Несмотря на интенсивные исследования, ведущиеся с целью создания химических рибонуклеаз, до настоящего времени не удалось получить эффективных конструкций для расщепления РНК, обладающих активностью, близкой к активности природных катализаторов. Сегодня еще не установлены механизмы, обуславливающие различия в реакционной способности фосфодиэфирных связей в различных нуклеотидных последовательностях: по невыясненным причинам различные катализаторы преимущественно расщепляют РНК по фосфодиэфирным связям, находящимся в Pyr-А последовательностях [17,18]. Исследование факторов, определяющих специфичность и эффективность расщепления РНК химическими рибонуклеазами, является актуальным для создания высокоэффективных искусственных рибонуклеаз, способных расщеплять молекулы РНК со скоростью, близкой к расщеплению природными ферментами.

Целью настоящей работы являлось изучение расщепления структурных элементов РНК искусственными рибонуклеазами различной природы. В ходе исследования решались следующие задачи: определение рибонуклеазной активности химических рибонуклеаз, представляющих собой короткие катионные пептиды и соединения на основе 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана;

- изучение влияния последовательности и пространственной структуры РНК на эффективность реакции трансэтерификации под действием этих химических рибонуклеаз;

- изучение расщепления фосфодиэфирных связей в боковых петлях РНК под действием химических рибонуклеаз.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Кузнецова, Ирина Львовна

выводы

1. Исследовано расщепление различных РНК, отличающихся размером и характером пространственной структуры, новыми соединениями, представляющими собой короткие катионные пептиды, имитирующие активный центр РНКазы А, и химические конструкции на основе двух остатков 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана, несущих липофильные фрагменты на четвертизованных атомах азота (соединения Dxn). Показано, что

- короткие катионные пептиды расщепляют РНК в физиологических условиях преимущественно по фосфодиэфирным связям в СА и UA мотивах, расположенных в одноцепочечных участках и участках с напряженной структурой;

- в случае коротких синтетических РНК мишеней наблюдается корреляция между рибонуклеазной активностью катионных пептидов и их суммарным положительным зарядом. В случае природных РНК дипептид КНа (соединение 2L2) и трипептид HKR проявляют наиболее высокую рибонуклеазную активность, а корреляции между суммарным положительным зарядом соединений и их рибонуклеазной активностью не обнаружено;

- соединения Dxn с наибольшей эффективностью расщепляют фосфодиэфирные связи в СА и UA мотивах как в одноцепочечных, так и в двуцепочечных участках РНК, и с несколько меньшей эффективностью связи в СС, CU, CG, UG, UC, AG и GG мотивах;

- рибонуклеазная активность соединений Dxn возрастает с увеличением длины олигометиленового фрагмента и зависит от положения замещенных остатков диазабициклоокгана в бензольном кольце: рибонуклеазная активность падает в ряду пара > мета >орто изомеров.

2. Впервые систематически изучена чувствительность к расщеплению фосфодиэфирных связей в 1 - 7-звенных боковых петлях, формируемых в РНК путем гибридизации с олигонуклеотидами, под действием различных соединений: трипептидов (KHR), соединений на основе 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана (Dpi2) и его конъюгатов с имидазолом (ABL4C3). Показано, что

- эффективность расщепления РНК зависит от длины боковой петли, положения в ней расщепляемой фосфодиэфирной связи и от природы РНК-связывающего фрагмента химической рибонуклеазы (1,4-диазабицикло[2.2.2]окган или катионный пептид). Однозвенные боковые петли не расщепляются искусственными рибонуклеазами. В отсутствие ионов Мд2+ наиболее эффективному расщеплению всеми соединениями, подвергается фосфодиэфирная связь в СА мотиве, расположенном в апикальном положении в петлях длиной 4, 6 и 7 оснований, причем для соединения ABL4C3 (конъюгата 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана и имидазола) скорость расщепления в этих боковых петлях была в 2 -3 раза выше, чем скорость расщепления в остальных участках молекулы РНК.

- в присутствии ионов Мд2+, под действием соединений на основе 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана (Dpi 2) и имидазола (ABL4C3) наблюдается преимущественное расщепление РНК по связям в 4 и 7-звенных петлях, которое достигает 55% и 75% от общей степени расщепления РНК, соответственно. На основании полученных данных предложена бинарная система для селективного расщепления РНК, состоящая из олигонуклеотида, формирующего боковую петлю в РНК, и соединения ABL4C3.

Заключение

В данном обзоре рассмотрены структуры боковых петель РНК, полученные с помощью РСА, ЯМР спектроскопии и расчета минимальной энергии. Нуклеотиды в боковой петле РНК могут принимать две основные конформации: основание может принимать выпетленную наружу конформацию или находиться в стэкинге внутри спирали. Возможно, что нуклеотиды в боковой петле способны находится и в том, и в другом состоянии из-за их физической подвижности. Выпетленная конформация стабилизируется межмолекулярными и внутримолекулярными связями, и наблюдается для большинства однозвенных G, U и С петель. Смещение равновесия в сторону конформации с выпетливанием или стэкинг-взаимодействий зависит от типа выпяченного основания и фланкирующих его нуклеотидов, а также от температуры и состава буфера. В случае U-петель большой вклад в структуру вносят Хугстиновские взаимодействия. Однозвенные А-петли наиболее конформационно подвижны и могут принимать как вывернутую, так и спрятанную в спираль конформации, однако стэкинг-взаимодействия внутри спирали являются наиболее энергетически выгодными для этих петель. В петлях, состоящих из более чем одного нуклеотида, наблюдается большее структурное разнообразие, которое возникает вследствие формирования сети водородных связей и стэкинг-взаимодействий между нуклеотидами внутри летли, а также нуклеотидами в петле и фланкирующими их парами оснований.

При анализе РНК-дуплексов, несущих боковую петлю с помощью метода задержки в геле и метода индуцированного электрическим полем временного двулучепреломления было показано, что пиримидин-содержащие боковые петли вносят больший изгиб в структуру спирали, чем пурин-содержащие петли. Во всех случаях угол изгиба возрастает при увеличении размера петли. Стабильность петли зависит от комбинации нуклеотидного состава петли и фланкирующих ее пар оснований. Боковые петли, содержащие более одного нуклеотида, ввиду их бесконечного множества, могут образовывать всевозможные третичные структуры РНК. На сегодняшний день известна только одна конценсусная последовательность, названная "изгиб с поворотом", для которой можно предсказать общий вид третичной структуры РНК. Для других многозвенных боковых петель необходимо детальное изучение образуемой ими структуры.

Согласно представленным данным, боковые петли РНК более чувствительны к расщеплению под действием широкого спектра РНК-расщепляющих соединений, чем апикальные петли шпилек и одноцепочечные участки, и являются привлекательной мишенью для конструирования конъюгатов олигонуклеотидов для сайт-направленного расщепления РНК. Однако систематическое исследование расщепления различных боковых петель РНК было проведено только для ионов металлов.

РОССИЙСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ БИБЛИОТЕКА

ГЛАВА 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. Материалы

2.1.1. Реактивы и препараты

В работе использовали дезоксирибонуклеозидтрифосфаты, дидезоксирибонуклеозидтрифосфаты, рибонуклеозидтрифосфаты, акриламид, N-N'-метиленбисакриламид, агарозу, бактериальную среду LB, бакто-агар, трипсин, культуральную среду DMEM, LiCI04, DTT, MgCI2, EDTA, HEPES, Трис, TEMED, BSA, бромфеноловый синий, ксиленцианол, краситель "Stains-All" производства фирмы "Sigma" (США); гпицерин фирмы "Serva" (Германия); SDS, формамид, персульфат аммония фирмы "Fluka" (Швейцария); мочевину фирмы "ICN" (США). Прочие реактивы были отечественного производства марки "о.с.ч" или "х.ч".

Ферменты Т4 РНК-лигаза, Т4 полинуклеотид-киназа, РНКаза Т1, РНКаза ONE, РНКаза U2, ДНКаза I (без РНКаз) фирмы "Promega" (США); бактериальная щелочная фосфатаза, РНКаза Т2 и V1 производства "Boehringer Mannheim" (Германия); эндонуклеазы рестрикции SsfNI и Bst2U\ производства "Сибэнзим" (Россия), РНК-полимераза фага Т7 и Taq ДНК-полимераза, производства Лаборатории биоорганической химии ферментов ИХБФМ СО РАН.

Клетки Escherichia coli штамм XL-Blue, любезно предоставленные к.б.н. Филиппенко М. Л. (ИХБФМ СО РАН). у32Р]АТР и [5-32Р]рСр с удельной активностью ~ 4000 Кю/ммоль производства "Биосан" (Россия).

В работе использовали амппификатор OMN-E фирмы "Hybaid" (США), спектрофотометр "Милихром" (НПО "Научприбор", г. Орел, Россия), вакуумную сушку для акриламидных гелей "LABCONCO" (США), рН-метр "Orion 41 OA" (США), счетчик радиоактивности "Canberra Packard" (США), фосфоримиджер "Molecular Imager" фирмы "Bio-Rad" (США), центрифуги "Contron Т-42К" (Франция) и "Eppendorf 5415" (Германия), "J21-Beckman" (США). Гели радиоавтографировали с использованием рентгеновской пленки "РЕНЕКС" (Россия).

Искусственные рибонуклеазы, использованные в работе, синтезированы в Лаборатории органического синтеза ИХБФМ СО РАН к. х. н. Д. А. Коневцом, аспирантами Н. А. Ждан и Е. А. Бураковой под руководством д.х.н. В. Н.Сильникова.

Для приготовления всех буферных растворов и реакционных проб использовали воду, очищенную на установке MilliQ фирмы Millipore (США). Все буферы подвергали стерилизации фильтрованием через нитроцеллюлозный фильтр (0,22 мкм) фирмы Millipore (США).

2.1.2. Плазмиды

Для получения М2 РНК вируса гриппа, "minihelix" тРНК, тРНК™1® реакцией транскрипции in vitro использовали плазмиды pSVK3M2 из коллекции ЛБНК ИХБФМ СО РАН, TYA-22, любезно предоставленную профессором Р. Жьеже (IBMC du CNRS, Страсбург, Франция) и pYC90, любезно предоставленную к.х.н. Н.А. Моор.

2.1.3. Олигорибонуклеотиды и РНК

Олигорибонуклеотиды ONIO r(UUCAUGUAAA) и ON21 r(UCGAAUUUCCACAGAAUUCGU) были синтезированы в фуппе химии олигорибонуклеотидов ИХБФМ СО РАН фосфитамидным методом на синтезаторе ASM-102U (ТОО "БИОССЕТ", Новосибирск) и очищены ионообменной и обращеннофазовой хроматографией или препаративным электрофорезом в денатурирующих условиях. Чистоту олигонуклеотидов проверяли с помощью электрофореза в 15% ПААГ в денатурирующих условиях, визуализацию олигонуклеотидов в геле проводили с помощью окраски Stains-All. 96-звенный фрагмент РНК HIV1 и 190-звенный фрагмент MDR1 РНК были любезно предоставлены к.б.н. Мироновой Н.Л. и к.б.н. Костенко Е. В. (ИХБФМ СО РАН).

2.1.4. Олигодезоксирибонуклеотиды

Олигодезоксирибонуклеотиды были синтезированы в технологической лаборатории ИХБФМ СОРАН с помощью стандартного фосфитамидного метода и выделены с помощью ионообменной и обращенно-фазовой ВЭЖХ.

Для амплификации 96-звенного фрагмента М2 РНК вируса гриппа в качестве праймеров использовали олигонуклеотиды M2-96-dir

ACAAGCTTTAATACGACTCACTATAGGGCCTTCTACGGAAGGAGTACC и M2-96-rev

- CGAGACAAAATGACTGTCGTCAGC.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кузнецова, Ирина Львовна, 2005 год

1. Yarns М. Boundaries for an RNA world // Curr. Opin. Chem. Biol. 1999. V. 3. P. 260-267.

2. Doudna J.A. and Rath V.L. Structure and function of the eukaryotic ribosome: the next frontier// Cell. 2002. V. 109. P. 153-156.

3. Doherty E.A., BateyR.T., Masquida B. and Doudna J.A. A universal mode of helix packing in RNA// Nat. Struct. Biol. 2001. V. 8. P. 339-343.

4. Sanger H. L., Klotz G., Riesner D., Gross H.J. and Kleinschmidt A.K. Viroids are single-stranded covalently closed circular RNA molecules existing as highly base-paired rod-like structures//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. V. 73. P. 3852-3856.

5. Jewell N.A. and Mansky L.M. In the beginning: genome recognition, RNA encapsidation and the initiation of complex retrovirus assembly // J. Gen. Virol. 2000. V. 81. P. 1889-1899.

6. Zenkova M.A. Artificial Nucleases. In Nucleic Acids and Molecular Biology, Heidelberg, Springer Verlag. 2004. V. 13.

7. Trawick B.N., Daniher A.T. and Bashkin J.K. Inorganic mimics of ribonucleases and ribozymes: from random cleavage to sequence-specific chemistry to catalytic antisense drugs // Chem. Rev. 1998. V. 98. P. 939-960.

8. Morrow J.R. Artificial ribonucleases //Adv. Inorg. Biochem. 1994. V. 9. P. 41-74.

9. Shinozuka K., Nakashima Y., Shimizu K. and Sawai H. Synthesis and characterization of polyamine-based biomimetic catalysts as artificial ribonuclease // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2001. V. 20. P. 117-130.

10. Yoshinari K. and Komiyama M. Facile cleavage of RNAs by oligoamines. Correlation between amine structure and catalytic activity // Nucleic Acids Symp. Ser. 1991. N. 25. P. 2324.

11. Podyminogin M.A., Vlassov V.V. andGiege R. Synthetic RNA-cleaving molecules mimicking ribonuclease A active center. Design and cleavage of tRNA transcripts // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 5950-5956.

12. Zenkova M., Beloglazova N., Sil'nikov V., Vlassov V. and Giege R. RNA cleavage by 1,4-diazabicyclo2.2.2.octane-imidazole conjugates // Methods Enzymol. 2001. V. 341. P. 468-490.

13. Perello M., BarbierB. and Brack A. Hydrolysis of oligoribonucleotides by alpha-helical basic peptides//Int. J. Pept. Protein Res. 1991. V. 38. P. 154-160.

14. Tung C.H., Wei Z, Leibowitz M.J. and Stein S. Design of peptide-acridine mimics of ribonuclease activity// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 7114-7118.

15. Kierzek R. Hydrolysis of oligoribonucleotides: influence of sequence and length // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 5073-5077.

16. Kaukinen U., Lyytikainen S., Mikkola S. and Lonnberg H. The reactivity of phosphodiester bonds within linear single-stranded oligoribonucleotides is strongly dependent on the base sequence // Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. P. 468-474.

17. Smith J.S. and Nikonowicz E.P. NMR structure and dynamics of an RNA motif common to the spliceosome branch-point helix and the RNA-binding site for phage GA coat protein // Biochemistry. 1998. V. 37. P. 13486-13498.

18. Borer P.N., Lin Y., Wang S., Roggenbuck M.W., Gott J.M., Uhienbeck O.C. and Peiczer I. Proton NMR and structural features of a 24-nucleotide RNA hairpin // Biochemistry. 1995. V. 34. P. 6488-6503.

19. De Guzman R.N., Wu Z.R., Stalling C.C., Pappalardo L., Borer P.N. and Summers M.F. Structure of the HIV-1 nucleocapsid protein bound to the SL3 psi-RNA recognition element // Science. 1998. V. 279. P. 384-388.

20. Hansen J.L., Ippolito J.A., Ban N., Nissen P., Moore P.B. and Steitz T.A. The structures of four macrolide antibiotics bound to the large ribosomal subunit // Mol. Cell. 2002. V. 10. P. 117128.

21. Hansen J.L., Moore P.B. and Steitz T.A. Structures of five antibiotics bound at the peptidyl transferase center of the large ribosomal subunit // J. Mol. Biol. 2003. V. 330. P. 1061-1075.

22. Ippolito J.A. and Steitz T.A. The structure of the HIV-1 RRE high affinity rev binding site at 1.6 A resolution // J. Mol. Biol. 2000. V. 295. P. 711-717.

23. Fourmy D., Yoshizawa S. and Puglisi J.D. Paromomycin binding induces a local conformational change in the A-site of 16 S rRNA // J. Mol. Biol. 1998. V. 277. P. 333-345.

24. Ogle J.M., Brodersen D.E., demons W.M., Tarry M.J., Carter A.P. and Ramakrishnan V. Recognition of cognate transfer RNA by the 30S ribosomal subunit // Science. 2001. V. 292. P. 897-902.

25. Carter A.P., demons W.M., Brodersen D.E., Morgan-Warren R.J., Hartsch Т., Wimberly В. T. and Ramakrishnan V. Crystal structure of an initiation factor bound to the 30S ribosomal subunit II Science. 2001. V. 291. P. 498-501.

26. Hansen J.L., Schmeing T.M., Moore P.B. and Steitz T.A. Structural insights into peptide bond formation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. P. 11670-11675.

27. Kim C.H., Kao C.C. and Tinoco /.Jr. RNA motifs that determine specificity between a viral replicase and its promoter// Nat. Struct. Biol. 2000. V. 7. P. 415-423.

28. Wimberly B.T., Brodersen D.E., demons W.M.Jr., Morgan-Warren R.J., Carter A.P., Vonrhein C., Hartsch T. and Ramakrishnan V. Structure of the 30S ribosomal subunit // Nature. 2000. V. 407. P. 327-339.

29. Robertus J.D., Ladner J.E., Finch J.T., Rhodes D., Brown R.S., Clark B.F. and Klug A. Structure of yeast phenylalanine tRNA at 3 A resolution // Nature. 1974. V. 250. P. 546-551.

30. Kim S.H., Suddath F.L., Quigley G.J., McPherson A., Sussman J.L., Wang A.H., Seeman N.C. and Rich A. Three-dimensional tertiary structure of yeast phenylalanine transfer RNA // Science. 1974. V. 185. P. 435-440.

31. Wyatt J.R. and Tinoco I.Jr. RNA structural elements and RNA function. In The RNA World, eds. R. Gesteland and J. Atkins, NY, Cold Spring Harbor Laboratory press, Cold Spring Harbor. 1993. P. 465-496.

32. Woese C.R. and Gutell R.R. Evidence for several higher order structural elements in ribosomal RNA// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 3119-3122.

33. Nikulin A., Serganov A., Ennifar E., Tishchenko S., Nevskaya N. Shepard W., Portier C., Garber M., Ehresmann В., Ehresmann C., Nikonov S. and Dumas P. Crystal structure of the S15-rRNA complex II Nat. Struct. Biol. 2000. V. 7. P. 273-277.

34. Klein D.J., Schmeing T.M., Moore P.B., and Steitz T.A. The kink-turn: a new RNA secondary structure motif// EMBO J. 2001. V. 20. P. 4214-4221.

35. Cech T.R. Self-splicing of group I introns // Annu. Rev. Biochem. 1990. V. 59. P. 543-568.

36. Moore M.J., Query C.C. and Sharp P.A. Splicing of precursors to mRNA by the splicosome. In The RNA World, eds. R. Gesteland and J. Atkins, NY, Cold Spring Harbor Laboratory press, Cold Spring Harbor. 1993. P. 303-357.

37. Wittop Koning Т.Н. and Schumperli D. RNAs and ribonucleoproteins in recognition and catalysis // Eur. J. Biochem. 1994. V. 219. P. 25-42.

38. Wimberty В., Varani G. and Tinoco I.Jr. The conformation of loop E of eukaryotic 5S ribosomal RNA// Biochemistry. 1993. V. 32. P. 1078-1087.

39. Frank D.N., Ellington A.E. and Pace N.R. In vitro selection of RNase P RNA reveals optimized catalytic activity in a highly conserved structural domain // RNA. 1996. V. 2. P. 11791188.

40. Schmitz M. and Tinoco I.Jr. Solution structure and metal-ion binding of the P4 element from bacterial RNAse P RNA// RNA. 2000. V. 6. P. 1212-1225.

41. Iwai S., Pritchard C., Mann D.A., Karn J. and Gait M.J. Recognition of the high affinity binding site in rev-response element RNA by the human immunodeficiency virus type-1 rev protein // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 6465-6472.

42. PuglisiJ.D., Tan R., Calnan B.J., FrankelA.D. and Williamson J.R. Conformation of the TAR RNA-arginine complex by NMR spectroscopy // Science. 1992. V. 257. P. 76-80.

43. Correll C.C., Munishkin A., Chan Y.L., Ren Z., Wool I.G. and Steitz T. A. Crystal structure of the ribosomal RNA domain essential for binding elongation factors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 13436-13441.

44. Xiong Y. and Sundaralingam M. Two crystal forms of helix II of Xenopus laevis 5S rRNA with a cytosine bulge II RNA. 2000. V. 6. P. 1316-1324.

45. Jiang L, Suri A.K., Fiala R. and Patel D.J. Saccharide-RNA recognition in an aminoglycoside antibiotic-RNA aptamer complex II Chem. Biol. 1997. V. 4. P. 35-50.

46. Carter A.P., Clemons W.M., Brodersen D.E., Morgan-Warren R.J., Wimberty B.T. and Ramakrishnan V. Functional insights from the structure of the 30S ribosomal subunit and its interactions with antibiotics // Nature. 2000. V. 407. P. 340-348.

47. Batey R.T., Rambo R.P. and Doudna J.A. Tertiary Motifs in RNA Structure and Folding // Angew Chem Int Ed Engl. 1999. V. 38. P. 2326-2343.

48. Зенгер В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот. Москва, "Мир". 1987. С. 261

49. Dock-Bregeon А.С., Chewier В., Podjarny A., Johnson J., de Bear J.S., Gough G.R., Gilham P.T. and Moras D. Crystallographic structure of an RNA helix: UfUAJeAfe // J. Mol. Biol. 1989. V. 209. P. 459-474.

50. Pyle A.M. Metal ions in the structure and function of RNA // J. Biol. Inorg. Chem. 2002. V. 7. P. 679-690.

51. AuffingerP. and Westhof E. RNA solvation: a molecular dynamics simulation perspective // Biopolymers. 2000. V. 56. P. 266-274.

52. Auffinger P. and Westhof E. Hydrophobic groups stabilize the hydration shell of. 2-0-methylated RNA duplexes //Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2001. V. 40. P. 4648-4650.

53. AuffingerP. and WesthofE. Water and ion binding around r(UpA)12 and d(TpA)i2 oligomers--comparison with RNA and DNA (CpG)12 duplexes // J. Mol. Biol. 2001. V. 305. P. 1057-1072.

54. Hermann T. and Patel D.J. Stitching together RNA tertiary architectures // J. Mol. Biol. 1999. V. 294. P. 829-849.

55. Weeks K.M. and Crothers D.M. Major groove accessibility of RNA // Science. 1993. V. 261. P. 1574-1577.

56. Gralla J. and Crothers D.M. Free energy of imperfect nucleic acid helices. II. Small hairpin loops // J. Mol. Biol. 1973. V. 73. P. 497-511.

57. Dale Т., Smith R. and Serra M.J. A test of the model to predict unusually stable RNA hairpin loop stability // RNA. 2000. V. 6. P. 608-615.

58. Antao V.P. and Tinoco I. Jr. Thermodynamic parameters for loop formation in RNA and DNA hairpin tetraloops II Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 819-824.

59. Antao V.P., Lai S.Y. and Tinoco I.Jr. A thermodynamic study of unusually stable RNA and DNA hairpins // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. P. 5901-5905.

60. Butcher S.E., Allain F.H. and Feigon J. Solution structure of the loop В domain from the hairpin ribozyme // Nat. Struct. Biol. 1999. V. 6. P. 212-216.

61. Correll C.C., Freeborn В., Moore P.B. and Steitz T.A. Metals, motifs, and recognition in the crystal structure of a 5S rRNA domain // Cell. 1997. V. 91. P. 705-712.

62. Cate J.H., Gooding A.R., Podell E., Zhou K., Golden B.L., Szewczak A.A., Kundrot C.E., Cech T.R. and Doudna J.A. RNA tertiary structure mediation by adenosine platforms // Science.1996. V. 273. P. 1696-1699.

63. Tamura M. and Holbrook S.R. Sequence and structural conservation in RNA ribose zippers // J. Mol. Biol. 2002. V. 320. P. 455-474.

64. Schroeder R., Barta A. and Semrad K. Strategies for RNA folding and assembly // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2004. V. 5. P. 908-919.

65. Seggerson K. and Moore P.B. Structure and stability of variants of the sarcin-ricin loop of 28S rRNA: NMR studies of the prokaryotic SRL and a functional mutant // RNA. 1998. V. 4. P. ;1203-1215.

66. Moine H., Cachia С., WesthofE., Ehresmann B. and Ehresmann C. The RNA binding site of S8 ribosomal protein of Escherichia coli: Selex and hydroxyl radical probing studies // RNA.1997. V. 3. P. 255-268.

67. Luebke K.J. and Tinoco I.Jr. Sequence effects on RNA bulge-induced helix bending and a conserved five-nucleotide bulge from the group I introns // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 1167711684.

68. Cate J.H., Gooding A.R., Podell E., Zhou K„ Golden B.L, Kundrot C.E., Cech T.R. and Doudna J.A. Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing II Science. 1996. V. 273. P. 1678-1685.

69. Portmann S., Grimm S., Workman C., Usman N. and Egli M. Crystal structures of an A-form duplex with single-adenosine bulges and a conformational basis for site-specific RNA self-cleavage//Chem. Biol. 1996. V. 3. P. 173-184.

70. Joshua-Tor L., Frolow F., Appella E., Hope H., Rabinovich D. and Sussman J.L Three-dimensional structures of bulge-containing DNA fragments II J. Mol. Biol. 1992. V. 225. P. 397431.

71. Joshua-Tor L, Rabinovich D., Hope H., Frolow F., Appella E., and Sussman J.L The three-dimensional structure of a DNA duplex containing looped-out bases // Nature. 1988. V. 334. P. 82-84.

72. Nikonowicz E.P., Meadows R.P. and Gorenstein D.G. NMR structural refinement of an extrahelical adenosine tridecamer d(CGCAGAATTCGCG)2 via a hybrid relaxation matrix procedure II Biochemistry. 1990. V. 29. P. 4193-4204.

73. Tereshko V., Wallace S.T., Usman N., Wincott F.E. and Egli M. X-ray crystallographic observation of "in-line" and "adjacent" conformations in a bulged self-cleaving RNA/DNA hybrid // RNA. 2001. V. 7. P. 405-420.

74. Sudarsanakumar С., Xiong Y. and Sundaralingam M. Crystal structure of an adenine bulge in the RNA chain of a DNA.RNA hybrid, d(CTCCTCTTC)-r(gaagagagag) // J. Mol. Biol. 2000. V. 299. P. 103-112.

75. Xiong Y. and Sundaralingam M. Crystal structure of a DNA.RNA hybrid duplex with a polypurine RNA r(gaagaagag) and a complementary polypyrimidine DNA d(CTCTTCTTC) // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 2171-2176.

76. Zacharias M. and Sk/enar H. Conformational analysis of single-base bulges in A-form DNA and RNA using a hierarchical approach and energetic evaluation with a continuum solvent model //J. Mol. Biol. 1999. V. 289. P. 261-275.

77. Szewczak A.A. and Moore P.B. The sarcin/ricin loop, a modular RNA//J. Mol. Biol. 1995. V. 247. P. 81-98.

78. Szewczak A.A., Moore P.B., Chang Y.L. and Wool I.G. The conformation of the sarcin/ricin loop from 28S ribosomal RNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 9581-9585.

79. Xiong Y., Deng J., Sudarsanakumar C. and Sundaralingam M. Crystal structure of an RNA duplex r(gugucgcac)(2) with uridine bulges //J. Mol. Biol. 2001. V. 313. P. 573-582.

80. Wedekind J. E. and McKay D. B. Crystal structure of a lead-dependent ribozyme revealing metal binding sites relevant to catalysis // Nat. Struct. Biol. 1999. V. 6. P. 261-268.

81. Diener J.L. and Moore P.B. Solution structure of a substrate for the archaeal pre-tRNA splicing endonucleases: the bulge-helix-bulge motif// Mol. Cell. 1998. V. 1. P. 883-894.

82. Ippolito J.A. and Steitz T.A. A 1.3-A resolution crystal structure of the HIV-1 trans-activation response region RNA stem reveals a metal ion-dependent bulge conformation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 9819-9824.

83. Deng J., Xiong Y., Sudarsanakumar C., Shi K. and Sundaralingam M. Crystal structures of two forms of a 14-mer RNA/DNA chimer duplex with double UU bulges: a novel intramolecular U*(A x U) base triple // RNA. 2001. V. 7. P. 1425-1431.

84. Chen Y.W., Bycroft M. and Wong K.B. Crystal structure of ribosomal protein L30e from the extreme thermophile Thermococcus celer: thermal stability and RNA binding // Biochemistry. 2003. V. 42. P. 2857-2865.

85. Pitt S.W., MajumdarA., Serganov A., Patel D.J. and Al-Hashimi H.M. Argininamide binding arrests global motions in HIV-1 TAR RNA: comparison with Mg2+-induced conformational stabilization // J. Mol. Biol. 2004. V. 338. P. 7-16.

86. Bhattacharyya A., Murchie A.I. and Lilley D.M. RNA bulges and the helical periodicity of double-stranded RNA//Nature. 1990. V. 343. P. 484-487.

87. Bhattacharyya A. and Lilley D.M. The contrasting structures of mismatched DNA sequences containing looped-out bases (bulges) and multiple mismatches (bubbles) // Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 6821-6840.

88. Lilley D.M. Kinking of DNA and RNA by base bulges // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 7140-7142.

89. Zacharias M. and Hagerman P.J. Bulge-induced bends in RNA: quantification by transient electric birefringence // J. Mol. Biol. 1995. V. 247. P. 486-500.

90. Groebe D.R. and Uhlenbeck O.C. Thermal stability of RNA hairpins containing a four-membered loop and a bulge nucleotide // Biochemistry. 1989. V. 28. P. 742-747.

91. Znosko B.M., Silvestri S.B., Volkman H., Boswell B. and Serra M.J. Thermodynamic parameters for an expanded nearest-neighbor model for the formation of RNA duplexes with single nucleotide bulges// Biochemistry. 2002. V. 41. P. 10406-10417.

92. Longfellow C.E., Kierzek R. and Turner D.H. Thermodynamic and spectroscopic study of bulge loops in oligoribonucleotides // Biochemistry. 1990. V. 29. P. 278-285.

93. Papanicolaou C., Gouy M. and Ninio J. An energy model that predicts the correct folding of both the tRNA and the 5S RNA molecules // Nucleic Acids Res. 1984. V. 12. P. 31-44.

94. Zhu J. and Wartell R.M. The effect of base sequence on the stability of RNA and DNA single base bulges // Biochemistry. 1999. V. 38. P. 15986-15993.

95. Li Y. and Breaker R.R. Kinetics of RNA degradation by specific base catalysis of transesterification involving the 2'-hydroxyl group // J. Am. Chem. Soc. 1999. V. 121. P. 53645372.

96. Soukup G.A. and Breaker R.R. Relationship between internucleotide linkage geometry and the stability of RNA// RNA. 1999. V. 5. P. 1308-1325.

97. Oivanen M., Kuusela S. and Lonnberg H. Kinetics and mechanisms for the cleavage and isomerization of the phosphodiester bonds of RNA by bronsted acids and bases // Chem. Rev. 1998. V. 98. P. 961-990.

98. Thompson J.E., Kutateladze T.G., Schuster M.C., Venegas F.D., Messmore J.M. and Rains R.T. Limits to catalysis by ribonuclease A11 Bioorg. Chem. 1995. V. 23. P. 471-481.

99. Usher D.A. and McHale A.H. Hydrolytic stability of helical RNA: a selective advantage for the natural 3',5'-bond // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. V. 73. P. 1149-1153.

100. Sassanfar M. and Szostak J.W. An RNA motif that binds ATP // Nature. 1993. V. 364. P. 550-553.

101. Ferrin Т.Е., Huang C.C., Jarvis L.E. and Langridge R. The MIDAS display system // J. Mol. Graphics. 1988. V. 6. P. 13-27.

102. Hosaka H., Sakabe I., Sakamoto K., Yokoyama S. and Takaku H. Sequence-specific cleavage of oligoribonucleotide capable of forming a stem and loop structure // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 20090-20094.

103. Bibillo A., Figlerowicz M., Ziomek K. and Kierzek R. The nonenzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides. VII. Structural elements affecting hydrolysis // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2000. V. 19. P. 977-994.

104. Zagorowska I., Kuusela S. and Lonnberg H. Metal ion-dependent hydrolysis of RNA phosphodiester bonds within hairpin loops. A comparative kinetic study on chimeric ribo/2'-0-methylribo oligonucleotides // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 3392-3396.

105. Ciesiolka J., Michalowski D., Wrzesinski J., Krajewski J. and Krzyzosiak W.J. Patterns of cleavages induced by lead ions in defined RNA secondary structure motifs // J. Mol. Biol. 1998. V. 275. P. 211-220.

106. Husken D., Goodall G., Blommers M.J., Jahnke W., Hall J., Haner R., and Moser H.E Creating RNA bulges: cleavage of RNA in RNA/DNA duplexes by metal ion catalysis // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 16591-16600.

107. Kaukinen U., Bieleki, L, Mikola, S., Adamiak, R.W. and, Lonnberg, H. The cleavage of phosphodiester bonds within small RNA bulges in the presence and absence of metal ion catalysts//J. Chem. Soc. Perkin Trans. 2. 2001. V. 2. P. 1024-1031.

108. Vlassov V., Abramova Т., Godovikova Т., Giege R. and Silnikov V. Sequence-specific cleavage of yeast tRNA(Phe) with oligonucleotides conjugated to a diimidazole construct // Antisense Nucleic Acid Drug Dev. 1997. V. 7. P. 39-42.

109. Hall J., Husken D., Pieles U., Moser H. E. and Haner R. Efficient sequence-specific cleavage of RNA using novel europium complexes conjugated to oligonucleotides // Chem. Biol. 1994. V. 1.P. 185-190.

110. Kolasa K., Morrow J. and Sharma A. Trivalent lanthanide ions do not cleave RNA in DNA-RNA hybrids // Inorg. Chem. 1993. V. 32. P. 3983 3984.

111. Hall J., Husken D. and Haner R. Towards artificial ribonucleases: the sequence-specific cleavage of RNA in a duplex // Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 3522-3526.

112. De Mesmaeker A., Haener R., Martin P. and Moser H. Nucleic Acids and Molecular Biology // Acc. Chem. Res. 1995. V. 28. P. 366 374.

113. HanerR., Hall J., Pfutzer A. and Husken D. Development of artificial ribonucleases // Pure and Appl. Chem. 1998. V. 70. P. 111-116.

114. Putnam W.C., Daniher A.T., TrawickB.N. andBashkin J.K. Efficient new ribozyme mimics: direct mapping of molecular design principles from small molecules to macromolecular, biomimetic catalysts// Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 2199-2204.

115. Astrom H. and Stromberg R. Synthesis of new OBAN's and further studies on positioning of the catalytic group//Org. Biomol. Chem. 2004. V. 2. P. 1901-1907.

116. Astrom H., Williams N.H. and Stromberg R. Oligonucleotide based artificial nuclease (OBAN) systems. Bulge size dependence and positioning of catalytic group in cleavage of RNA-bulges // Org. Biomol. Chem. 2003. V. 1. P. 1461-1465.

117. Niittymaki T. and Lonnberg H. Sequence-selective cleavage of oligoribonucleotides by 3d transition metal complexes of 1,5,9-triazacyclododecane-functionalized 2-O-methyl oligoribonucleotides// Bioconjug. Chem. 2004. V. 15. P. 1275-1280.

118. Madder A., Ehrl R. and Stromberg R. Stabilization of RNA bulges by oligonucleotides containing 2'-naphthylmethyl-2'-deoxytubercidine II Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2003. V. 22. P. 1289-1291.

119. Nakano S., Uotani Y., Uenishi K., Fujii M. and Sugimoto N. Site-selective RNA cleavage by DNA bearing a base pair-mimic nucleoside // J. Am. Chem. Soc. 2005. V. 127. P. 518-519.

120. ГловерД. Клонирование ДНК. Методы. Мир. 1988.

121. Maniatis Т., Fritsch Е., and Sambrook J. (1989) Molecular cloning. A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor Laboratory Press. P. 1.21 -1.74

122. England Т.Е., Bruce A.G. and Uhlenbeck O.C. Specific labeling of 3' termini of RNA with T4 RNA ligase // Methods Enzymol. 1980. V. 65. P. 65-74.

123. Silberklang M., Prochiantz A., Haenni A. L. and Rajbhandary U. L. Studies on the sequence of the З'-terminal region of turnip-yellow-mosaic-virus RNA // Eur. J. Biochem. 1977. V. 72. P. 465-478.

124. Ehresmann C., Baudin F., Mougel M., Romby P., Ebel J. P., and Ehresmann B. Probing the structure of RNAs in solution // Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 9109-9128.

125. Meador J.Z*. and Kennell D. Cloning and sequencing the gene encoding Escherichia coli ribonuclease I: exact physical mapping using the genome library // Gene. 1990. V. 95. P. 1-7.

126. Vlassov A., Vlassov V. and Uhlenbeck O. RNA hydrolysis catalyzed by imidazole as a reaction for studying the secondary structure of RNA and complexes of RNA with oligonucleotides II Dokl. Akad. Nauk. 1996. V. 349. P. 411-413.

127. Donis-Keller H. Site specific enzymatic cleavage of RNA // Nucleic Acids Res. 1979. V. 7. P. 179-192.

128. Petyuk V.A., Zenkova M.A., Giege R. and Vlassov V.V. Hybridization of antisense oligonucleotides with the 3'part of tRNA(Phe) // FEBS Lett. 1999. V. 444. P. 217-221.

129. Mathews D.H., Sabina J., Zuker M. and Turner D.H. Expanded sequence dependence of thermodynamic parameters improves prediction of RNA secondary structure // J. Mol. Biol. 1999. V. 288. P. 911-940.

130. Lane D., Prentki P. and Chandler M. Use of gel retardation to analyze protein-nucleic acid interactions// Microbiol. Rev. 1992. V. 56. P. 509-528.

131. Morrow J.R. Hydrolytic cleavage of RNA catalyzed by metal ion complexes // Met. Ions Biol. Syst. 1996. V. 33. P. 561-592.

132. Morrow J.R. and Iranzo O. Synthetic metallonucleases for RNA cleavage // Curr. Opin. Chem. Biol. 2004. V. 8. P. 192-200.

133. Vlassov V.V., Zuber G., Felden В., Behr J.P. and Giege R. Cleavage of tRNA with imidazole and spermine imidazole constructs: a new approach for probing RNA structure // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3161-3167.

134. RiepeA., BeierH. and Gross H.J. Enhancement of RNA self-cleavage by micellar catalysis II FEBS Lett. 1999. V. 457. P. 193-199.

135. Silnikov V. and Vlassov V. Design of site-specific RNA-cleaving reagents H Russian Chemical Reviews. 2001. V. 70. P. 491-508.

136. Breslow K. and Labelle M. Sequential general base-acid catalysis in the hydrolysis of RNA by imidazole II J. Am. Chem. Soc. 1986. V. 108. P. 2655-2659.

137. Sprinzl M. On the structure of phenylalanine tRNA from yeast. Spin-label studies // Eur. J. Biochem. 1974. V. 49. P. 595-605.

138. Giege R., Felden В., Zenkova M.A., Sil'nikov V.N. and Vlassov V.V. Cleavage of RNA with synthetic ribonuclease mimics II Methods Enzymol. 2000. V. 318. P. 147-165.

139. Zhong M. and Kailenbach N.R. Mapping tRNA and 5S RNA tertiary structures by charge dependent Fe(ll)-catalyzed cleavage//J. Biomol. Struct. Dyn. 1994. V. 11. P. 901-911.

140. Endo M., Hirata К., Inokawa Т., Matsumura К., Komiyama M., Ihara Т., Sueda S. and Takagi M. Site-specific hydrolysis of yeast tRNAPhe by anthraquinone-glycine and anthraquinone-iminodiacetate conjugates//Nucleic Acids Symp. Ser. 1995. 109-110.

141. Komiyama M. and Inokawa T. Selective hydrolysis of tRNA by ethylenediamine bound to a DNA oligomer// J. Biochem. (Tokyo). 1994. V. 116. P. 719-720.

142. Komiyama M., Inokawa Т., Shiiba Т., Takeda N. Yoshinari K. and Yashiro M. Molecular design of artificial hydrolytic nucleases and ribonucleases // Nucleic Acids Symp. Ser. 1993. N. 29. P. 197-198.

143. Guan L.L., Totsuka R., Kuwahara J., Otsuka M. and Sugiura Y. Cleavage of yeast tRNA(phe) with Ni(lll) and Co(lll) complexes of bleomycin // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993. V. 191. P. 1338-1346.

144. Huttenhofer A., Hudson S., Noller H. F. and Mascharak P. K. Cleavage of tRNA by Fe(ll)-bleomycin // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 24471-24475.

145. Vlassov V. and Vlassov A. Cleavage of RNA by imidazole. In Artificial Ribonucleases ("Nucleic Acids and Molecular Biology"), Heidelberg, Springer Verlag, V. 13. 2004. P. 49-88.

146. Зенкова M., Чумакова H., Власов А., Комарова H., Вениаминова А., Власов В., Сильников В. Синтетические конструкции, функционально имитирующие рибонуклеазу А // Молекул. Биология. 2000. Т. 34. С. 456-460.

147. Strater N., Lipscomb N., Klabunde Т. and Krebs В. Two-metal ion catalysis in enzymatic acyl- and phosphoryl-transfer reactions // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1996. V. 35. P. .20242055.

148. Wilcox D.E. Binuclear Metallohydrolases // Chem. Rev. 1996. V. 96. P. 2435-2458.

149. Kovall R.A. and Matthews B.W. Type II restriction endonucleases: structural, functional and evolutionary relationships // Curr. Opin. Chem. Biol. 1999. V. 3. P. 578-583.

150. Isel С., Ehresmann С., Keith G., Ehresmann B. and Marquet R. Initiation of reverse transcription of HIV-1: secondary structure of the HIV-1 RNA/tRNA(3Lys) (template/primer) // J. Mol. Biol. 1995. V. 247. P. 236-250.

151. Helm M., Brule H., Degoul F., Cepanec C., Leroux J.P., Giege R. and Florentz C. The presence of modified nucleotides is required for cloverleaf folding of a human mitochondrial tRNA//Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 1636-1643.

152. Calnan B.J., Tidor В., Biancalana S., Hudson D. and Frankel A.D. Arginine-mediated RNA recognition: the arginine fork//Science. 1991. V. 252. P. 1167-1171.

153. Kierzek R. Nonenzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 5079-5084.

154. Martin K. and Helenius A. Nuclear transport of influenza virus ribonucleoproteins: the viral matrix protein (M1) promotes export and inhibits import//Cell. 1991. V. 67. P. 117-130.

155. Fischer W.B. and Sansom M.S. Viral ion channels: structure and function // Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1561. P. 27-45.

156. Ito Т., Gorman O.T., Kawaoka Y., Bean W.J. and Webster R.G. Evolutionary analysis of the influenza A virus M gene with comparison of the M1 and M2 proteins // J. Virol. 1991. V. 65. P. 5491-5498.

157. Dimitrov R.A. and Zuker M. Prediction of hybridization and melting for double-stranded nucleic acids // Biophys. J. 2004. V. 87. P. 215-226.

158. Misra V.K. and Draper D.E. On the role of magnesium ions in RNA stability// Biopolymers. 1998. V. 48. P. 113-135.

159. Zenkova M. and Beloglazova N. Site-specific artificial ribonucleases: conjugates of oligonucleotides with catalytic groups. In Artificial Nucleases ("Nucleic Acids and Molecular Biology"), Heidelberg, Springer Verlag, V. 13. 2004. P. 189-222.

160. Kuzuya A., Mizoguchi R., Morisawa F., Machida К and Komiyama M. Metal ion-induced site-selective RNA hydrolysis by use of acridine-bearing oligonucleotide as cofactor // J. Am. Chem. Soc. 2002. V. 124. P. 6887-6894.