Эндонуклеазы рестрикции Ssoll, PspGI и Mbol: изучение свойств и определение ДНК-связывающих мотивов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Судьина, Анна Евгеньевна

• Судьина, Анна Евгеньевна
• кандидат химических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат химических наук Судьина, Анна Евгеньевна

Условные сокращения

Введение

Глава 1. Эндонуклеазы рестрикции как компоненты системы рестрикции-модификации

ДНК: классификация, структура и функции (Обзор литературы)

1.1. Общая характеристика систем рестрикции-модификации

1.2. Функции систем рестрикции-модификации

1.3. Номенклатура систем рестрикции-модификации

1.4. Классификация систем рестрикции-модификации

1.5. Организация систем рестрикции-модификации 1-го, П-го и Ш-го типов

1.5.1. Системы рестрикции-модификации 1-го типа

1.5.2. Системы рестрикции-модификации Ш-го типа

1.5.3. Системы рестрикции-модификации П-го типа

1.5.3.1. Классификация систем Р-М П-го типа

1.6. Эндонуклеазы рестрикции П-го типа

1.6.1. Структурная организация эндонуклеаз рестрикции ЭР П-го типа

1.6.2. Механизмы взаимодействия ЭР П-го типа с ДНК

1.6.2.1. Стадия связывания ДНК ферментом

1.6.2.2. Конформационные изменения ДНК и ЭР при образовании фермент-субстратного комплекса

1.6.2.3. Специфическое узнавание ДНК ЭР и формирование каталитически активного фермент-субстратного комплекса

1.6.3. Каталитические механизмы расщепления ДНК эндонуклеазами рестрикции

1.6.3.1. Переход от узнавания к катализу

1.6.3.2. Механизм гидролиза фосфодиэфирной связи

1.6.3.3. Структура активного центра ЭР П-го типа

1.6.3.4. Механизм катализа с участием одного иона металла

1.6.3.5. Механизм катализа с участием двух ионов металла

1.6.3.6. Механизм катализа с участием трех ионов металла

1.6.4. Применение эндонуклеаз рестрикции П-го типа в молекулярно-биологической практике

Глава 2. Эндонуклеазы рестрикции SsoII, PspGI и Mbol: изучение свойств и определение ДНК-связывающих доменов (Обсуждение результатов)

2.1. Сравнительный анализ первичной структуры ЭР SsoII, PspGI и Mbol

2.2. Разработка нового метода тестирования активности ЭР П-го типа

2.3. Изучение биохимических свойств ЭР SsoII, PspGI и Mbol

2.3.1. Определение параметров взаимодействия ЭР SsoII, PspGI и Mbol с ДНК

2.3.2. Влияние pH среды и концентрации NaCl на активность ЭР SsoII,

PspGI и Mbol

2.3.3. Влияние концентрации ионов Mg2+ на активность ЭР SsoII,

PspGI и Mbol

2.4. Определение функционально важных аминокислотных остатков ЭР SsoII, PspGI и Mbol, участвующих в узнавании и связывании ДНК-субстрата, методом сайт-направленного мутагенеза

2.5. Зондирование контактов в комплексах ЭР SsoII, PspGI и Mbol с ДНК-субстратами методом аффинной модификации

2.5.1. Использование ДНК-субстатов, содержащие фосфорилдисульфидную группу, для анализа взаимодействий в комплексе ЭР SsoII и PspGI с ДНК

2.5.2. Модификация ЭР PspGI под действием азидофенацилбромида

2.5.3. Анализ ДНК-белковых взаимодействий в комплексах ЭР SsoII и

Mbol с ДНК с помощью 2' -альдегидсодержащих субстратов

2.6. Построение филогенетического дерева для ЭР П-го типа и моделирование структуры активных центров ЭР SsoII и PspGI

2.6.1. Эволюционная взаимосвязь между различными ЭР П-го типа

2.6.2. Сравнение вторичной структуры ЭР SsoII, PspGI и Mbol и моделирование структуры активных центров ЭР SsoII и PspGI

Глава 3. Экспериментальная часть

3.1. Реактивы и материалы

3.2. Приборы и методы

3.3. Общие методики

3.3.1. Сравнительный анализ аминокислотных последовательностей

ЭР И-го типа

3.3.2. Синтез иммобилизованных олигонуклеотидов

3.3.3. Введение 32Р- и флуоресцентной меток в олигонуклеотиды

3.3.4. Проведение ферментативных реакций

3.3.5. Синтез протяженных ДНК-дуплексов

3.3.6. Выделение препаратов природной и мутантных форм ЭР SsoII,

PspGI и Mbol

3.3.7. Определение четвертичной структуры ЭР SsoII, PspGI и Mbol и стехиометрии их комплексов с ДНК методом гель-фильтрации

3.3.8. Исследование равновесного связывания ЭР SsoII, PspGI и Mbol с ДНК-дупл ексами

3.3.9. Определение константы скорости гидролиза ДНК-субстратов

ЭР SsoII, PspGI и Mbol

3.3.10. Исследование зависимости активности ЭР SsoII, PspGI и Mbol от рН среды

3.3.11. Исследование зависимости активности ЭР SsoII, PspGI и Mbol от концентрации NaCl и MgCh

3.3.12. Реакция ЭР SsoII и PspGI с ДНК-дуплексами, содержащими фосфорилдисульфидную группу

3.3.13. Фотохимическая модификация ДНК азидофенацильными производными ЭР PspGI

3.3.14. Ковалентное присоединение ЭР SsoII и Mbol к ДНК-дуплексам, содержащим 2' -альдегидную группу

3.3.15. Молекулярное моделирование активных центров ЭР SsoII и PspGI 158 Выводы 160 Список литературы

УСЛОВНЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

ЭР — эндонуклеаза рестрикции

МТаза - ДНК-метилтрансфераза

Р-М — рестрикция-модификация

AdoMet - 5-аденозил-1-метионин

AdoHcy - 5-аденозил-Х-гомоцистеин ш5С-МТаза - С5-цитозиновая ДНК-метилтрансфераза ш4С-МТаза - //4-цитозиновая ДНК-метилтрансфераза ш6А-МТаза — М5-адениновая ДНК-метилтрансфераза

НК - нуклеиновая кислота п.н. — пара нуклеотидов

N — любой из четырех нуклеотидов (dA, dG, dC или dT) W - dA или dT R - dA или dG Y — dC или dT

Pu и Py — пуриновые и пиримидиновые нуклеотиды dU — 2' -дезоксиуридин

HsdS (S) — субъединица ЭР 1-го типа, отвечающая за субстратную специфичность HsdM (М) - субъединица ЭР 1-го типа, отвечающая за связывание кофактора AdoMet HsdR (R) - субъединица ЭР 1-го типа, обладающая эндонуклеазной активностью TRD («target recognition domain») - домен МТаз, отвечает за субстратную специфичность

Mod - субъединица ЭР Ill-го типа, обладающая МТазной активностью

Res — субъединица ЭР Ш-го типа, обладающая эндонуклеазной активностью

PDB («protein data bank») - база данных трехмерных структур макромолекул

РСА - ренттеноструктурный анализ

ЯМР - ядерный магнитный резонанс

КД - круговой дихроизм

АТФ - аденозинтрифосфат

Ме+ — ион металла pss - фосфорилдисульфидная группировка X — остаток 2' -0-(2-оксоэтил)уридина wt («wild type») - природная форма фермента ПААГ - полиакриламидный гель ед.акт. - единица активности отн.акт. — относительная активность

ВЭЖХ — высокоэффективная жидкостная хроматография

ДСН - додецилсульфат натрия

АФБ - азидофенацилбромид

АФ — азидофенацильное производное

УФ - ультрафиолетовое излучение

УДГ - урацил ДНК-гликозилаза

MALDI-TOF — масс-спектрометрия с ионизацией методом лазерной матричной десорбции («Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization, Time Of Flight») БСА — бычий сывороточный альбумин Трис - трис-(гидроксиметил)-аминометан

HEPES — ЛГ-2-гидроксиэтилпиперазин-ЛГ' -2-этансульфоновая кислота MES - 2-(Лг-морфолино)этансульфоновая кислота PMSF - фенилметансульфонилфторид ЭДТА - этилендиаминтетраацетат натрия

ДТТ - трео-2,3 -дигидрокси-1,4-димеркаптобутан (1,4-дитиотреит) ДТЭ - э/?«/и/?о-2,3-Дигидрокси-1,4-димеркаптобутан (1,4-дитиоэритрит) LB — питательная среда Лурия-Бертани

Для обозначения нуклеотидных и аминокислотных звеньев, олиго- и полинуклеотидов использовали символы, рекомендованные Комиссией по номенклатуре Международного союза чистой и прикладной химии (IUPАС) и Международного союза биохимиков (IUB). Префикс «d» (дезокси) при обозначении олигодезоксирибонуклеотидов и ДНК-дуплексов опущен.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Эндонуклеазы рестрикции Ssoll, PspGI и Mbol: изучение свойств и определение ДНК-связывающих мотивов»

Эндонуклеазы рестрикции (ЭР) Н-го типа узнают в ДНК специфическую, часто палиндромную, последовательность нуклеотидов и гидролизуют ДНК в определенных положениях внутри или рядом с данной последовательностью. ЭР отвечают за защиту бактериальной клетки от проникновения вирусной ДНК [1]. Также показано участие эндонуклеаз рестрикции в рекомбинационном процессе in vivo, поскольку образованные ими фрагменты чужеродной ДНК могут встраиваться в ДНК клетки-хозяина [2,3].

Бурное развитие в последние десятилетия молекулярной биологии и генетической инженерии напрямую связано с открытием и изучением эндонуклеаз рестрикции 11-го типа. Они широко используются для конструирования рекомбинантных молекул ДНК и картирования ДНК. Кроме этого, для 15 ЭР П-го типа на сегодняшний момент расшифрована пространственная структура как свободного фермента, так и ДНК-белкового комплекса [4, 5]. Сопоставление данных рентгеноструктурного анализа (РСА) с результатами многочисленных биохимических исследований позволило использовать эндонуклеазы рестрикции П-го типа как модельные системы при изучении структурных аспектов ai специфического ДНК-белкового взаимодействия и механизма Mg -зависимого гидролиза фосфодиэфирных связей в ДНК. Наличие структурной гомологии не только среди ЭР И-го типа, но и некоторых других ферментов, обладающих нуклеазной активностью, позволяет выдвинуть предположение о том, что все ферменты рестрикции имеют общего, хотя и далекого, предшественника [6]. В пользу данной теории говорит также наличие в этих ферментах общих консервативных блоков, отвечающих за катализ субстрата.

Тем не менее, остается непонятным детальный механизм специфического фермент-субстратного узнавания, регулирования каталитической активности ЭР, а также эволюционная; и структурная взаимосвязь между различными ферментами рестрикции. Дальнейшее изучение эндонуклеаз рестрикции И-го типа и получение новых сведений о структуре и свойствах комплексов ЭР с ДНК приведет не только к ответам на эти вопросы, но i и позволит успешно проводить эксперименты по направленному изменению или расширению специфичности эндонуклеаз рестрикции.

Целями настоящего исследования являлись сравнительный анализ аминокислотных последовательностей различных ЭР П-го типа, выявление новых консервативных мотивов в первичной структуре ЭР и определение их роли во взаимодействии ферментов рестрикции с ДНК.

В результате анализа нами были найдены 30 ЭР П-го типа, которые, несмотря на низкий уровень гомологии, отличия в специфичности и характере взаимодействия с ДНКсубстратом, содержат в первичной структуре консервативный блок из ~ 90 аминокислотных остатков. В этом участке было выделено 3 мотива, С1, С2 и К1. Один из них гомологичен широко встречающемуся как во многих эндонуклеазах рестрикции, так и в некоторых других ферментах, каталитическому мотиву (РВ).(В/Е)ХК [6], и, соответственно, отвечает за катализ (К1). Два других, С1 и С2, не были ранее охарактеризованы в литературе. Однако на основании сравнения с данными РСА и результатами биохимических исследований некоторых ЭР нами было выдвинуто предположение о том, что они отвечают за связывание ДНК-субстрата. Первый связывающий мотив С1 может быть вовлечен во взаимодействие с углеводофосфатным остовом, тогда как второй — С2, вероятно, участвует в образовании контактов с гетероциклическими основаниями.

Из проанализированной группы ЭР для сравнительного исследования были выбраны 3 различные эндонуклеазы рестрикции П-го типа. Выбор ферментов был обусловлен их различиями в свойствах и субстратной специфичности. Эндонуклеазы БбоН, МЬо1 и РэрОТ узнают в двутяжевой ДНК следующие последовательности нуклеотидов (место расщепления обозначено стрелкой):

БбоП 5'.4-ССЫСС .3' N = А, в, С или Т 3'свиссТ. . .5'

РэрИ 5'.4'ССУ?СС .3' = А или Т

3'. ссиссТ.5'

МЬо1 5/.4'САТС .3' 3' СТАСТ. .5'

Эндонуклеазы БбоП и РзрИ обладают достаточно большой степенью гомологии в первичной структуре, поскольку взаимодействуют со схожими участками узнавания в ДНК. Тем не менее, ЭР БбоП относится к классу мезофильных ферментов [7], в то время как РзрС1 была найдена в термофильных бактериях [8]. Особый интерес представляло сравнительное изучение особенностей функционирования и выявление гомологичных участков в первичной структуре ЭР ЗбоН и РзрФ с третьей ЭР МЬо1. ЭР МЬо1 узнает в ДНК принципиально отличную последовательность нуклеотидов [9] и, соответственно, имеет низкий уровень гомологии аминокислотной последовательности с двумя другими ферментами. Нами впервые проведено детальное изучение биохимических свойств ЭР БбоП, МЬо1 и Рзр01. Определены кинетические и термодинамические параметры взаимодействия всех трех ферментов с ДНК и найдены оптимальные условия их функционирования.

Для проверки гипотезы об участии консервативных аминокислотных остатков мотивов С1 и С2 ЭР БбоП, Рэрв! и МЬо1 в связывание ДНК-субстрата был использован метод сайтнаправленного мутагенеза. Анализ сближенности выделенных аминокислотных остатков с ДНК и их участие в формировании неспецифического и специфического фермент-субстратного комплексов проводили методом аффинной модификации белков и ДНК. Использовали ДНК-лиганды, содержащие фосфорилдисульфидную межнуклеотидную группировку и 2' -альдегидсодержащие ДНК-дуплексы. Также был применен метод фотохимической модификации ДНК азидофенацилсодержащими производными белков.

Подтверждение выдвинутого нами предположения об участии консервативных мотивов С1 и С2 ЭР БвоП, Рзр01 и МЬо1 в связывании субстрата позволило сделать вывод о том, что, несмотря на отсутствие значительной гомологии в первичной структуре и отличие в субстратных свойствах, данные ферменты имеют схожие механизмы узнавания ДНК. Этот факт может являться свидетельством того, что выделенная группа из 30 ЭР П-го типа произошла от общего предшественника. Построенное для этих ферментов филогенетическое дерево позволило установить предполагаемую эволюционную взаимосвязь между ними.

Отдельной задачей в рамках настоящего исследования являлась разработка метода тестирования активности ЭР П-го типа с помощью иммобилизованных на твердой фазе олигодезоксирибонуклеотидных субстратов.

Работа содержит литературный обзор, посвященный эндонуклеазам рестрикции, их классификации, структуре и функциям.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Судьина, Анна Евгеньевна

выводы

1. Впервые детально изучены особенности взаимодействия эндонуклеаз рестрикции SsoII, PspGI и Mbol с ДНК. Продемонстрировано, что данные ферменты принадлежат к классу эндонуклеазы рестрикции ИР типа.

2. С помощью выравнивания аминокислотных последовательностей 30 ЭР П-го типа и сравнения с данными РСА для ЭР CiflOI и NgoMIV в структуре ферментов рестрикции выявлен консервативный блок, включающий в себя примерно 90 аминокислотных остатков. Внутри блока выделено 3 мотива, предположительно отвечающие за взаимодействие с углеводофосфатным остовом ДНК (С1), образование контактов с гетероциклическими основаниями (С2) и катализ (К1).

3. Методами сайт-направленного мутагенеза и ковалентного присоединения белка к ДНК доказано участие консервативных аминокислотных остатков ЭР SsoII, PspGI и Mbol, относящихся к мотивам С1 и С2, в связывании ДНК-субстрата. Дифференцированы остатки аргининов и лизинов из мотивов С1 и С2 в ЭР SsoII, PspGI и Mbol, которые взаимодействуют с ДНК на стадии неспецифического связывания или участвуют в формировании специфического комплекса с ДНК.

4. На основе выявленной гомологии в первичной структуре ЭР И-го типа построено филогенетическое дерево, продемонстрирована эволюционная взаимосвязь между ферментами выбранной группы.

5. Разработан метод тестирования активности эндонуклеаз рестрикции П-го типа с использованием олигонуклеотидных субстратов, иммобилизованных на полимерном носителе.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Судьина, Анна Евгеньевна, 2004 год

1. Price С., Bickle T. А. 1986. A possible role for DNA restriction in bacterial evolution. Microbiol.1. Sci. 3,296-299.

2. Arber W. 1979. Promotion and limitation of genetic exchange. Science. 205,361-365.

3. Schiestl R.H., Petes T.D. 1991. Integration of DNA fragments by illegitimate recombination in

4. Saccharomyces cerevisiae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88,7585-7589.

5. Pingoud A., Jeltsch A. 2001. Structure and function of type II restriction endonucleases. Nucleic1. Acids Res. 29,3705-3727.

6. Roberts R.J., Macelis D. 2003. REBASE restriction enzymes and methylases. Nucleic Acids1. Res. 31,418-420.

7. Bujnicki J.M. 2001. Understanding the evolution of restriction-modification systems: Clues fromsequence and structure comparisons. Acta Biochim. Pol. 48, 935-967.

8. Упорова T.M., Карташова И.М.,Скрипкин E.A., Лопарева Е., Никольская И.И. 1985.

9. Эндонуклеазы рестрикции из Shigella sonnei 47. Вопросы медицинской химии. 31, 2, 131136.

10. Morgan R., Xiao J., Xu S. 1998. Characterization of an extremely thermostable restrictionenzyme, PspGI, from a Pyrococcus strain and cloning of the PspGI restriction-modification system in Escherichia coli. Appl. Environ. Microbiol. 64,10,3669-3673.

11. Ueno T., Ito H., Kimizuka F., Kotani H., Nakajima K. 1993. Gene structure and expression of the

12. Mbol restriction—modification system. Nucleic Acids Res. 21,2309-2313.

13. Bertani G., Weigle J.J. 1953. Host-controlled variation in bacterial viruses. J. Bacteriol. 65, 113-121.

14. Luria S.E., Human M.L. 1952. A nonhereditary, host-induced variation of bacterial viruses. J. Bacteriol. 64, 557-569.

15. Arber W., Dussoix D. 1962. Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. Host controlled modification of bacteriophage lambda. J. Mol. Biol. 5,18-36.

16. Cerritelli S., Springhorn S.S., Lacks S.A. 1989. DpnA, a methylase for single-stranded DNA in the Dpnll restriction system, and its biological function. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 86, 92239227.

17. Konez C., Kiss A., Venetianer P. 1978. Biochemical characterisation of the restriction-modification system of Bacillus sphaericus. Eur. J. Biochem. 98, 523-529.

18. Wells R.D., Neuendorf S.K. 1981. Cleavage of single-stranded viral DNAs by certain restriction endonucleases. In Gene Amplification and Analysis. Ed. Chirikjian J.G. Holland: Elsevier, pp. 101-111.

19. Suri B., Nagaraja V., Bickle T.A. 1984. Bacterial DNA modification. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 108, 1-9.

20. Hattman S. 1971. Variation of 6-methylaminopurine content in bacteriophage P22 deoxyribonucleic acid as a function of host specificity. J. Virol. 7,690-691.

21. Brockes J.P., Brown P.R., Murray K. 1972. The deoxyribonucleic acid modification enzyme of bacteriophage PI: Purification and properties. Biochem. J. 127,1-10.

22. Boyer H.W., Chow L.T., Dugaiczyk A., Hedgpeth J., Goodman H.M. 1973. DNA substrate site for the .EcoRII restriction endonuclease and modification methylase. Nature New Biol. 244,4043.

23. Hattman S., Gold E., Plotnik A. 1972. Methylation of cytosine residues in DNA controlled by a drug resistance factor. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 69, 187-190.

24. Janulaitis A., Klimasauskas S., Petrusyte M., Butkus V. 1983. Cytosine modification in DNA by Bcnl methylase yields 7/4-methylcytosine. FEBSLett. 161,131-134.

25. McClelland M., Nelson M. 1988. The effect of site-specific methylation on restriction endonucleases and modification methyltransferases. Gene. 74,291-304.

26. Marinus M.G. 1987. DNA methylation in Escherichia coli. Annu. Rev. Genet. 21,113-131.

27. Barras F., Marinus M.G. 1989. The great GATC: DNA methylation in E.coli. Trends Genet. 5, 139-143.

28. Jones M., Wagner R., Radman M. 1987. Mismatch repair of deaminated 5-methylcytosine. J. Mol. Biol. 194, 155-159.

29. Radman M., Wagner R. 1986. Mismatch repair in Escherichia coli. Annu. Rev. Genet. 20, 523538.

30. Hattman S., Wilkinson J., Swinton D., Schlagman S., MacDonald P.M., Mosig G. 1985 Common evolutionary origin of the phage T4 dam and host Escherichia coli dam DNA-adenine methyltransferase genes. J. Bacteriol. 164,932-937.

31. Schneider-Scherzer E., Auer B., de Groot E.J., Schweiger M. 1990. Primary structure of a DNA (JV6-Adenine)-methyltransferase from Escherichia coli virus Tl. J. Biol. Chem. 265, 60866091.

32. Connaughton J.F., Kaloss W.D., Vanek P.G., Nardone G.A., Chirikjian J.G. 1990. The complete sequence of the Bacillus amyloliquefaciens proviral H2, BamHI methylase gene. Nucleic Acids Res. 18,4002.

33. Behrens B., Noyer-Weidner M., Pawlek B., Lauster R., Balganesh T.S., Trautner T.A. 1987. Organization of multispecific DNA methyltransferases encoded by temperate Bacillus subtilis phages. EMBOJ. 6, 1137-1142.

34. Trautner T.A., Balganesh T.S., Pawlek B. 1988. Chimeric multispecific DNA methyltransferases with novel combination of target recognition. Nucleic Acids Res. 16, 66496658.

35. Lacks S., Greenberg B. 1977. Complementary specificity of restriction endonucleases of Diplococcuspneumoniae with respect to DNA methylation. J. Mol. Biol. 114, 153-168.

36. Belforti M. 1989. Bacteriophage introns: parasites within parasites? Trends Genet. 5,209-213.

37. Dujon B. 1989. Group I introns as mobile genetic elements: facts and mechanistic speculations. Gene. 82,91-114.

38. Chu F.K., Maley G., Pedersen-Lane J., Wang A.M., Maley F. 1990. Characterization of the restriction site of a prokaryotic intron-encoded endonuclease. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 87, 3574-3578.

39. Colleaux L., D'Auriol L., Galibert F., Dujon B. 1988. Recognition and cleavage site of the intron-encoded omega transposase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 85,6022-6026.

40. Monteilhet C., Perrin A., Theirry A., Colleaux L., Dujoi B. 1990. Purification and characterization of the in vitro activity of I-Sce I, a novel and highly specific endonuclease encoded by a group I intron. Nucleic Acids Res. 18,1407-1413.

41. Muscarella D.E., Ellison E.L., Ruoff B.M., Vogt V.M. 1990. Characterization of I-Ppo, an intron-encoded endonuclease that mediates homing of a group I intron in the ribosomal DNA of Physarum polycephalum. Moll. Cell Biol. 10,3386-3396.

42. Quirk S.M., Bell-Pedersen D., Belfort M. 1989. Intron mobility in the T-even phages: high frequency inheritance of group I introns promoted by intron open reading frames. Cell. 56,455465.

43. Van Etten J.L., Xia Y., Burbank D.E. 1989. Viruses infecting a eukaryotic green alga are a new source of DNA methyltransferases and DNA site-specific endonucleases. J. Cell Biochem. Suppl. 0,199.

44. Wilson G.G., Murray N.E. 1991. Restriction and modification systems. Annu. Rev. Genet. 25, 585-627.

45. Murray N.E. 2000. Type I restriction systems: sophisticated molecular machines (a legacy of Bertani and Weigle). Microbiol Mol. Biol. Rev. 64,412-434.

46. Rao D.N., Saha S., Krishnamurthy V. 2000. The ATP dependent restriction enzymes. Prog. Nucleic Acids Res. Mol. Biol. 64, 1-63.

47. Dryden D.T.F., Murray N.E., Rao D.N. 2001. Nucleoside triphosphate-dependent restriction enzymes. Nucleic Acids Res. 29,3728-3741.

48. Pingoud A., Jeltsch A. 1997. Recognition and cleavage of DNA by type II restriction endonucleases. Eur. J. Biochem. 246,1-22.

49. Kovall R.A., Matthews B.W. 1999. Type II restriction endonucleases: structural, functional and evolutionary relationships. Curr. Opin. Chem. Biol. 3, 578-583.

50. Galburt E.A., Stoddard B.L. 2002. Catalytic mechanisms of restriction and homing endonucleases. Biochemistry. 41, 13851-13860.

51. Kobayashi I., Nobusato A., Kobayashi-Takahashi N., Uchiyama I. 1999. Shaping the genome-restriction-modification systems as mobile genetic elements. Curr. Opin. Genet. Dev. 9, 649656.

52. Kobayashi I. 2001. Behaviour of restriction-modification systems as selfish mobile elements and their impact on genome evolution. Nucleic Acids Res. 29,3742-3756.

53. Hurst L.D., Atlan A., Bengtsson B.0.1996. Genetic conflicts. Q. Rev. Biol. 71,317-364.

54. Kobayashi I. 1998. Selfishness and death: raison d'etre of restriction, recombination and mitochondria. Trends Genet. 14,368-374.

55. Handa N., Ichige A., Kusano K., Kobayashi I. 2000. Cellular responses to postsegregational killing by restriction-modification genes. JBacteriol. 182,2218-2229.

56. Kusano K., Naito T., Handa N., Kobayashi I. 1995. Restriction-modification systems as genomic parasites in competition for specific sequences. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92, 11095-11099.

57. Smith H.O., Nathans D. 1973. A suggested nomenclature for bacterial host modification and restriction systems and their enzymes. J. Mol. Biol. 81,419-423.

58. Szybalski W., Blumenthal R.M., Brooks J.E., Hattman S., Raleigh E.A. 1988. Nomenclature for bacterial genes coding for class II restriction endonucleases and modification methyltransferases. Gene. 74,279-280.

59. Klein R., Baranyi U., Rossler N., Greineder B., Scholz H., Witte A. 2002. Natrialba magadii virus ^Ch 1 : first complete sequence and functional organization of a virus infecting a haloalkaliphilic archaeon. Mol. Microbiol. 45, 851-863.

60. Karreman C., Waard A. 1990. Agmenellum quadruplicatum MAqul, a novel modification methylase. J. Bacteriol. 172,266-272.

61. Davies G.P., Martin I., Sturrock S.S., Cronshaw A., Murray N.E., Dryden D.T. 1999. On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes. J.Mol.Biol. 290, 565-579.

62. Kaue L., Piekarowicz A. 1978. Purification and properties of a new restriction endonuclease from Haemophilus influenzae Rf. Eur. J. Biochem. 92,417-426.

63. Dila D., Sutherland E., Moran L., Slatko B., Raleigh E.A. 1990. Genetic and sequence organization of the mcrBC locus of Escherichia coli K12. J. Bacteriol. 172,4888-4900.

64. Janosi L., Yonemitsu H., Hong H., Kaji A. 1994. Molecular cloning and expression af a novel hydroxymethylcytosine-specific restriction enzyme (PvuRts II) modulated by glucosylation of DNA. J. Mol. Biol. 242,45-61.

65. Yuan R., Hamilton D.L., Burckhardt J. 1980. DNA translocation by the restriction enzyme from Ecoli K. Cell. 20,237-244.

66. Studier F.W., Bandyopadhayay P.K. 1988. Model for how type I restriction enzymes select cleavage sites in DNA. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 85,4677-4681.

67. Ellis D.J., Dryden D.T.F., Berge T., Edwardson J.M., Henderson R.M. 1999. Direct observation of DNA translocation and cleavage by the EcoKI endonuclease using atomic force microscopy. Nat. Struct. Biol. 6,15-17.

68. Janscak P., MacWilliams M.P., Sandmeier U., Nagaraja V., Bickle T.A. 1999. DNA translocation blockage, a general mechanism of cleavage site selection by type I restriction enzymes. EMBOJ. 18,2638-2647.

69. Gough J.A., Murray N.E. 1983. Sequence diversity among related genes for recognititon of specific targets in DNA molecules. J. Mol.Biol. 166,1-19.

70. Loenen W.A.M., Daniel A.S., Braymer H.D., Murray N.E. 1987. Organization and sequence of the hsd genes of Escherichia coli K-12. J. Mol. Biol. 198, 159-170.

71. Price C., Lingner J., Bickle T.A., Firman K., Glover S.W. 1989. Basis for changes in DNA recognition by EcoR124 and EcoR124/3 type I DNA restriction and modification enzymes. J. Mol. Biol. 205,115-125.

72. Fuller-Pace F.V., Murray N.E. 1986. Two DNA recognition domains of the specificity polypeptides of a family of type I restriction enzymes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 83, 93689372.

73. Kannan P., Cowan G.M., Daniel A.S., Gann A.A., Murray N.E. 1989. Conservation of organization in the specificity polypeptides of two families of type I restriction enzymes. J. Mol. Biol. 209,335-344.

74. Dryden D.T.F., Cooper L.P., Murray N.E. 1993. Purification and characterization of the methyltransferase from the type I restriction and modification sysem of Escherichia coli K12. J. Biol. Chem. 268,13228-13236.

75. Willcock D.F., Dryden D.T.F., Murray N.E. 1994. A mutational analysis of the two motifs common to adenine methyltransferases. EMBO J. 13,3902-3908.

76. Dryden D.T.F., Sturrock S.S., Winter M. 1995. Structural modelling of a type I DNA methyltransferase. Nature Struct. Biol. 2,632-635.

77. Kelleher J.E., Daniel A.S., Murray N.E. 1991. Mutations that confer de novo activity upon a maintenance methyltransferase. J. Mol. Biol. 221,431-440.

78. Cooper L.P., Dryden D.T.F. 1994. The domains of a type I DNA methyltransferase: interactions and role in recognition of DNA methylation. J. Mol. Biol. 236,1011-1021.

79. Dryden D.T., Cooper L.P., Thorpe P.H., Byron O. 1997. The in vitro assembly of the EcoKI type I DNA restriction/modification enzyme and its in vivo implications. Biochemistry. 36, 1065-1076.

80. Webb J.L., King G., Ternent D., Titheradge A.J.B., Murray N.E. 1996. Restriction by EcoKI I is enhanced by cooperative interactions between target sequences and is dependent on DEAD box motifs. EMBO J. 15,2003-2009.

81. Davies G.P., Powell L.M., Webb J.L., Cooper L.P., Murray N.E. 1998. EcoKI with an amino acid substitution in any one of seven DEAD-box motifs has impaired ATPase and endonuclease activities. Nucleic Acids Res. 26,4828-4836.

82. Bird L.E., Subramanya H.S., Wigley D.B. 1998. Helicases: a unifying structural theme? Curr. Opin. Struct. Biol. 8,14-18.

83. Janscak P., Sandmeier U., Bickle T.A. 1999. Single amino acid substitutions in the HsdR subunit of the type IB restriction enzyme EcoAI uncouple the DNA translocation and DNA cleavage activities of the enzyme. Nucleic Acids Res. 27,2638-2643.

84. Davies G.P., Kemp P., Molineux I.J., Murray N.E. 1999. The DNA translocation and ATPase activities of restriction-deficient mutants of EcoKI. J. Mol. Biol. 292, 787-796.

85. Titheradge A.J.B., King J., Ryu J., Murray N.E. 2001. Families of restriction enzymes: an analysis prompted by molecular and genetic data for type ID restriction and modification systems. Nucleic Acids Res. 29,4195-4205.

86. Boyer H.W., Roulland-Dussoix D. 1969. A complementation analysis of the restriction and modification of DNA in Escherichia coli. J. Mol. Biol. 41,459-472.

87. Glover S.W., Colson C. 1969. Genetics of host-controlled restriction and modification of DNA in Escherichia coli. Genet. Res. 13,227-240.

88. Murray N.E., Gough J.A., Suri B., Bickle T.A. 1982. Structural homologies among type I restriction-modification systems. EMBOJ. 1,535-539.

89. Arber W., Wauters-Willems D. 1970. Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. XII. The two restriction and modification systems of strain 15T-. Mol. Gen. Genet. 108, 203217.

90. Daniel A.S., Fuller-Pace F.V., Legge D.M., Murray N.E. 1988. Distribution and diversity of hsd genes in Escherichia coli and other enteric bacteria. J. Bacteriol. 170,1775-1782.

91. Price C., Prifl T., Bickle T.A. 1987. EcoR124 and EcoR124/3: the first members of a new family of type I restriction and modification systems. Eur. J. Biochem. 167,111-115.

92. Janscak P., Dryden D.T.F., Firman K. 1998. Analysis of the subunit assembly of the type IC restriction-modification enzyme EcoR124I. Nucleic Acids Res. 26,4439-4445.

93. Tyndall C., Meister J., Bickle T.A. 1994. The Escherichia coliprr region encodes a functional type IC DNA restriction system closely integrated with an anticodon nuclease gene. J. Mol. Biol. 237,266-274.

94. Titheradge A.J.B., Ternent D., Murray N.E. 1996. A third family of allelic hsd genes in Salmonella enterica: sequence comparison with related proteins identify conserved regions implicated in restriction of DNA. Mol. Microbiol. 22,437-447.

95. Bullas L.R., Colson C., Neufeld B. 1980. Deoxyribonucleic acid restriction and modification systems in Salmonella: chromosomally located systems of different serotypes. J. Bacteriol. 141,275-292.

96. Loenen W.A.M. 2003. Tracking EcoKI and DNA fifty years on: a golden story full of surprises. Nucleic Acids Res. 31,7059-7069.

97. Boyer H.W. 1971. DNA restriction and modification mechanisms in bacteria. Annu: Rev. Microbiol. 25, 153-176.

98. Bickle T.A., KrugerD.H. 1993. Biology of DNA restriction. Microbiol. Rev. 57,434-450.

99. Hadi S.M., Bachi B., Iida S., Bickle T.A. 1983. DNA restriction-modification enzymes of phage PI and plasmid pl5B. Subunit functions and structural homologies. J. Mol. Biol. 165,19-34.

100. Piekarowicz A. 1984. Preferential cleavage by restriction endonuclease Hinflll. Acta Biochim. Pol. 31,453-464.

101. De Backer O., Colson C. 1991. Two step-cloning and expression in Escherichia coli of the DNA restriction-modification system StyLTl of Salmonella typhimurium. J. Bacteriol. 173, 1321-1327.

102. Dartois V., Backer O., Colson C. 1993. Sequence of the Salmonella typhimurium StyLI restriction-modification genes. Homologies with EcoPl and EcoP15I type III R-M systems and presence of helicase domains. Gene. 127,105-110.

103. Su P., Hseih H., Kong A.S., Dunn N.W. 1999. LlaFI, a type III restriction and modification system in Lactococcus lactis. Appl. Environ. Microbiol. 65, 686-693.

104. Rao D.N., Page M., Bickle T.A. 1989. Cloning, overexpression and the catalytic properties of EcoPl51 modification methylase from Escherichia coli. J. Mol. Biol. 209, 599-606.

105. Reddy Y.V.R., Rao D.N. 2000. Binding of EcoPl 51 DNA methyltransferase to DNA reveals a large structural distortion within the recognition sequence. J. Mol. Biol. 298,597-610.

106. Meisel A., Bickle T.A., Kruger D.H., Schroeder C. 1992. Type III restriction enzymes need two inversely oriented recognition sites for DNA cleavage. Nature. 355,467-469.

107. Janscak P., Sandmeier U., Szczelkun M.D., Bickle T.A. 2001. Subunit assembly and mode of DNA cleavage of the type III restriction endonucleases EcoPlI and EcoP15I. J. Mol. Biol. 306, 417-431.

108. Saha S., Rao D.N. 1995. ATP hydrolysis is required for DNA cleavage by EcoPl restriction enzyme. J. Mol. Biol. 247, 559-567.

109. Meisel A., Mackeldanz P., Bickle T.A., Kruger D.H., Schroeder C. 1995. Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. EMBO J. 14,2958-2966.

110. Bist P., Sistla S., Krishnamurthy V., Acharya A., Chandrakala B., Rao D.N. 2001. S-Adenosyl-Z-methyonine is required for DNA cleavage by type III restriction enzymes. J. Mol. Biol. 310, 93-109.

111. Sznyter L.A., Slatko B., Moran L., O'Donnell K.H., Brooks J.E. 1987. Nucleotide sequence of the Ddel restriction-modification system and characterization of the methylase protein. Nucleic Acids Res. 15, 8249-8266.

112. Newman A.K., Rubin R.A., Kim S.-H., Modrich P. 1981. DNA sequences of structural genes for EcoRI DNA restriction and modification enzymes. J. Biol. Chem. 256,2131-2139.

113. Kiss A., Posfai G., Keller C.C., Venetianer P., Roberts,R.J. 1985. Nucleotide sequence of the BsuRI restriction-modification system. Nucleic Acids Res. 13, 6403-6421.

114. Slatko B.E., Croft R., Moran L.S., Wilson G.G. 1988. Cloning and analysis of the Haelll and Haell methyltransferase genes. Gene. 74,45-50.

115. Lacks S.A., Mannarelli B.M., Springhorn S.S., Greenberg B. 1986. Genetic basis of the complementary Dpnl and DpnII restriction systems of S.pneumoniae: an intercellular cassette mechanism. Cell 46,993-1000.

116. Kita K., Kotani H., Sugisaki H., Takanami M. 1989. The Fokl restriction-modification system. I: Organization and nucleotide sequences of the restriction and modification genes. J. Biol. Chem. 264,5751-5756.

117. Walder R.Y., Walder J.A., Donelson J.E. 1984. The organization and complete nucleotide sequence of the PstI restriction-modification system. J. Biol. Chem. 259, 8015-8026.

118. Karreman C., de Waard A. 1988. Cloning and complete nucleotide sequences of the type II restriction-modification genes of Salmonella infantis. J. Bacteriol. 170,2527-2532.

119. Heidmann S., Seifert W., Kessler C., Domdey H. 1989. Cloning, characterization and heterologous expression of the Smal restriction-modification system. Nucleic Acids Res. 17, 9783-9796.

120. Janulaitis A., Vaisvila R., Timinskas A., Klimasauskas S., Butkus V. 1992. Cloning and sequence analysis of the genes coding for Eco57I type IV restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res. 20,6051-6056.

121. Roberts R.J., Cheng X. 1998. Base flipping. Annu. Rev. Biochem. 67, 181-198.

122. Ehrlich M., Gama-Sosa M.A., Carreira L.H., Ljungdahl L.G., Kuo,K.C., Gehrke C.W. 1985. DNA methylation in thermophilic bacteria: A^-methylcytosine, 5-methylcytosine, and N6-methyladenine. Nucleic Acids Res. 13, 1399-1412.

123. Ehrlich M., Wilson G.G., Kenneth C.K., Gehrke C.W. 1987. A^-Methylcytosine as a minor base in bacterial DNA. J. Bacteriol. 169,939-943.

124. Cheng X., Balendrian K., Schildkraut I., Anderson J.E. 1994. Structure of PvuII endonuclease with cognate DNA. EMBOJ. 13,3927-3935.

125. Newman M., Strzelecka T., Dorner L.F., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 1995. Structure of BamHI endonuclease bound to DNA: Partial folding and unfolding on DNA binding. Science. 269,656-663.

126. Newman M., Lunnen K., Wilson G., Greci J., Schildkraut I., Phillips S.E. 1998. Crystal structure of restriction endonuclease Bgll bound to its interrupted DNA recognition sequence. EMBOJ. 17,5466-5476.

127. Jeltsch A., Alves J., Maass G., Pingoud A. 1992. On the catalytic mechanism of EcoRI and EcoRV. A detailed proposal based on biochemical results, structural data and molecular modelling. FEBS Lett. 304,4-8.

128. Chandrasegaran S., Smith H.O. 1988. Amino acid sequence homologies among twenty-five restriction endonucleases and methylases. In Structure and Expression. Eds. Sarma M.H., Sarma RH. Guilderland, NY: Adenine, pp. 149-156.

129. Berman H.M., Westbrook J., Feng Z., Gilliand G., Bhat T.N., Weissig H., Shindyalov I.N., Bourne P.E. 2000. The protein data bank. Nucleic Acids Res. 28,235-242.

130. Newman M., Strzelecka T., Dorner L.F., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 1994. Structure of restriction endonuclease BamHI phased at 1.95 A resolution by MAD analysis. Structure. 2, 439-452.

131. Viadiu H., Aggarwal A.K. 1998. The role of metals in catalysis by the restriction endonuclease BamHI. Nat. Struct. Biol. 5, 910-916.

132. Viadiu H., Aggarwal A.K. 2000. Structure of BamHI bound to non-specific DNA: a model for DNA sliding. Mol. Cell. 5, 889-895.

133. Lukacs C.M., Kucera R, Schildkraut I., Aggarwal A.K. 2000. Understanding the immutability of restriction enzymes: crystal structure of Bglll and its DNA substrate at 1.5 A resolution. Nat. Struct. Biol. 7, 134-140.

134. Lukacs C.M., Kucera R., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 2001. Crystal structure of free Bglll reveals an unprecedented scissor-like motion for opening an endonuclease. Nat. Struct. Biol. 8, 126-130.

135. Bozic D., Grazulis S., Siksnys V., Huber R. 1996. Crystal structure of Citrobacter jreundii restriction endonuclease CfrlOI at 2.15 A resolution. J Mol Biol. 255,176-186.

136. Kim Y.C., Grable J.C., Love R., Greene P.J., Rosenberg J.M. 1990. Refinement of EcoRI endonuclease crystal structure: a revised protein chain tracing. Science. 249, 1307-1309.

137. McClarin J.A., Frederick C.A., Wang B.C., Greene P., Boyer H.W., Grable J., Rosenberg J.M. 1986. Structure of the DNA-EcoRI endonuclease recognition complex at 3A resolution. Science. 234,1526-1541.

138. Zhou X.E., Wang Y., Reuter M., Mucke M., Kruger D.H., Meehan E.J., Chen L. 2004. Crystal structure of type HE restriction endonuclease EcoRII reveals an autoinhibition mechanism by a novel effector-binding fold. J. Mol. Biol. 335, 307-319.

139. Perona J.J., Martin A.M. 1997. Conformational transitions and structural deformability of EcoRV endonuclease revealed by crystallographic analysis. J. Mol. Biol. 273,207-225.

140. Thomas M.P., Brady R.L., Halford S.E., Sessions R.B., Baldwin G.S. 1999. Structural analysis of a mutational hot-spot in the EcoRV restriction endonuclease: a catalytic role for a main chain carbonyl group. Nucleic Acids Res. 27,3438-3445.

141. Horton N.C., Connolly B.A., Perona J.J. 2000. Inhibition of EcoRV endonuclease by deoxyribo-3'-S-phosphorothiolates: a high-resolution X-ray crystalographic study. J. Am. Chem. Soc. 122,3314-3324.

142. Wah D.A., Hirsch J.A., Dorner L.F., Schlidkraut I., Aggarwal A.K. 1997. Structure of the multimodular endonuclease Fokl bound to DNA. Nature. 388,97-100.

143. Wah D.A., Bitinaite J., Schlidkraut I., Aggarwal A.K. 1998. Structure of the restriction endonuclease Fokl has implications for DNA cleavage. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 95, 1056410569.

144. Horton N.C., Dorner L.F., Perona J.J. 2002. Sequence selectivity and degeneracy of a restriction endonuclease mediated by DNA intercalation. Nat. Struct. Biol. 9,42-47.

145. Deibert M., Grazulis S., Janulaitis A., Siksnys V., Huber R. 1999. Crystal structure of Muni restriction endonuclease in complex with cognate DNA at 1.7 A resolution. EMBO J. 18, 58055816.

146. Huai Q., Colandene J.D., Chen Y., Luo F., Zhao Y., Topai M.D., Ke H. 2000. Crystal structure of Nael an evolutional bridge between DNA endonuclease and topoisomerase. EMBO J. 19, 3110-3118.

147. Huai Q., Colandene J.D., Topai M.D., Ke H. 2001. Structure of Nael-DNA complex reveals dual-mode DNA recognition and complete dimer rearrangement. Nat. Struct: Biol. 8, 665-669.

148. Deibert M., Grazulis S., Sasnauskas G., Siksnys V., Huber R. 2000. Structure of the tetrameric restriction endonuclease NgoMIV in complex with cleaved DNA. Nat. Struct. Biol. 9, 792-799.

149. Athanasiadis A., Vlassi M., Kotsifaki D., Tucker P.A., Wilson K.S., Kokkinidis M. 1994. Crystal structure of PvuII endonuclease reveals extensive structural homologies to EcoRV. Nat. Struct. Biol. 1,469-475.

150. Horton J.R., Bonventre J., Cheng X. 1998. How is modification of the DNA substrate recognized by the PvuII restriction endonuclease? Biol. Chem. 379,451-458.

151. Horton J.R., Cheng X. 2000. PvuII endonuclease contains two calcium ions in active sites. J. Mol. Biol. 300,1049-1056.

152. Tran P.H., Korszun Z.R., Cerritelli S, Springhorn S.S., Lacks S.A. 1998. Crystal structure of the Dpnm DNA adenine methyltransferase from the DpnII restriction system of Streptococcus pneumoniae bound to S-Adenosylmethionine. Structure. 6,1563-1575.

153. Reinisch K.M., Chen L., Verdine G.L., Lipscomb W.N. 1995. The crystal structure of Haelll methyltransferase convalently complexed to DNA: an extrahelical cytosine and rearranged base pairing. Cell. 82, 143-153.

154. Cheng X., Kumar S., Posfai J., Pflugrath J.W., Roberts RJ. 1993. Crystal structure of the Hhal DNA methyltransferase complexed with S- adenosyl-L-methionine. Cell. 74,299-307.

155. Klimasauskas S., Kumar S., Roberts R.J., Cheng X. 1994. Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell. 76,357-369.

156. O'Gara M., Klimasauskas S., Roberts R.J., Cheng X. 1996. Enzymatic C5-cytosine methylation of DNA: mechanistic implications of new crystal structures for HhaL methyltransferase-DNA-AdoHcy complexes. J. Mol. Biol. 261,634-645.

157. O'Gara M., Roberts R.J., Cheng X. 1996. A structural basis for the preferential binding of hemimethylated DNA by Hhal DNA methyltransferase. J. Mol. Biol. 263, 597-606.

158. O'Gara M., Zhang X., Roberts R.J., Cheng X. 1999. Structure of a binary complex of Hhal methyltransferase with 5'-Adenosyl-Z,-Methionine formed in the presence of a short nonspecific DNA oligonucleotide. J. Mol. Biol. 287,201-209.

159. Osipiuk J., Walsh M.A., Joachimiak A. 2003. Crystal structure of MboIIA methyltransferase. Nucleic Acids Res. 31,5440-5448.

160. Gong W., O'Gara M., Blumenthal R.M., Cheng X. 1997. Structure of PvuII DNA-(cytosine-A/4)-methyltransferase, an example of domain permutation and protein fold assignment. Nucleic Acids Res. 25,2702-2715.

161. Scavetta R.D., Thomas C.B., Walsh M., Szegedi S., Joachimiak A., Gumport R.I., Churchill M.E.A. 2000. Structure of RsrI methyltransferase, a member of the N6-Adenine B class of DNA methyltransferases. Nucleic Acids Res. 28, 3950-3961.

162. Thomas C.B., Scavetta R.D., Gumport R.I., Churchill M.E.A. 2003. Structures of liganded and unliganded RsrI M>-Adenine-DNA methyltransferase: a distinct orientation for active cofactor binding. J. Biol. Chem. 278,26094-26101.

163. Schluckebier G., Kozak M., Bleimling N., Weinhold E., Saenger W. 1997. Differential binding of S-adenosylmethionine, S-adenosylhomocysteine and sinefungin to the adenine-specific DNA methyltransferase M.Taql. J. Mol. Biol. 265, 56-67.

164. Goedecke K., Pignot M., Goody R.S., Scheidig A.J., Weinhold E. 2001. Structure of the N6-adenine DNA methyltransferase M.Taql in complex with DNA. Nat. Struct. Biol. 8,121-125.

165. Kong H. 1998. Analyzing the functional organization of a novel restriction modification system, the Bcgl system. J. Mol. Biol. 279, 823-832.

166. Kruger D.H., Barcak G.J., Reuter M., Smith H.O. 1988. EcoRII can be activated to cleave refractory DNA recognition sites. Nucleic Acids Res. 16, 3997-4008.

167. Reuter M., Kupper D., Meisel A., Schroeder C., Kruger D.H. 1998. Cooperative binding properties of restriction endonuclease EcoRII with DNA recognition sites. J. Biol. Chem. 273, 8294-8300.

168. Janulaitis A., Petrusyte M., Maneliene Z., Klimasauskas S., Butkus V. 1992. Purification and properties of the Eo57I restriction endonuclease and methylase-prototypes of a new class (type IV). Nucleic Acids Res. 20, 6043-6049.

169. Bitinaite J., Wah D.A., Aggarwal A.K., Schildkraut I. 1998. Fokl dimerization is required for DNA cleavage. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95, 10570-10575.

170. Stankevicius K., Lubys A., Timinskas A., Vaitkevicius D., Janulaitis A. 1998. Cloning and analysis of the four genes coding for BpulOI restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res. 26,1084-1091.

171. Looney M.C., Moran L.S., Jack W.E., Feehery G.R., Benner J.S., Slatko B.E., Wilson G.G. 1989. Nucleotide sequence of the Fokl restriction-modification system: separate strand-specificity domains in the methyltransferase. Gene. 80,193-208.

172. Vitor J.M., Morgan R.D. 1995. Two novel restriction endonucleases from Campylobacter jejuni. Gene. 157, 109-110.

173. Piekarowicz A., Golaszewska M., Sunday A.O., Siwinska M., Stein D.C. 1999. The HaelV restriction modification system of Haemophilus aegyptius is encoded by a single polypeptide. J. Mol. Biol. 293,1055-1065.

174. Mucke M., Kruger D.H., Reuter M. 2003. Diversity of type II restriction endonucleases that require two DNA recognition sites. Nucleic Acids Res. 31, 6079-6084.

175. Gabbara S., Bharwat A.S. 1992. Interaction of EcoRII endonuclease with DNA substrates containing single recognition sites. J. Biol. Chem. 267, 18623-18630.

176. Pein C.D., Reuter M., Cech D., Kruger D.H. 1989. Oligonucleotide duplexes containing CC(A/T)GG stimulate cleavage of refractory DNA by restricton endonuclease EcoRII. FEBS Lett. 245,141-144.

177. Colandene J.D., Topai M.D. 1998. The domain organization of Nael endonuclease: separation of binding and catalysis. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 95,3531-3536.

178. Reuter M., Schneider-Mergener J., Kupper D., Meisel A., Mackeldanz P., Kruger D.H., Schroeder C. 1999. Regions of endonuclease EcoRII involved in DNA target recognition identified by membrane-bound peptide repertoires. J. Biol. Chem. 274, 5213-5221.

179. Siksnis V., Skirgaila R., Sasnauskas G., Urbanke C., Cherny D., Grazulis S., Huber R. 1999. The CfrlOI restriction enzyme is functional as a tetramer. J. Mol. Biol. 291, 1105-1118.

180. Wentzell L.M., Noobs T.J., Halford S.E. 1995. The Sfil restriction endonuclease makes a four-strand DNA break at two copies of its recognition sequence. J. Mol. Biol. 248, 581-595.

181. Szybalski W., Kim S.C., Hasan N., Podhajska A.J. 1991. Class-IIS restriction enzymes. Gene. 100,13-26.

182. Li L., Wu L.P., Chandrasegaran S. 1992. Functional domains in Fokl restriction endonuclease. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 89,4275-4279.

183. Vanamee E.S., Santagata S., Aggarwal A.K. 2001. Fokl requires two specific DNA sites for cleavage. J. Mol. Biol. 309, 69-78.

184. Bath A.J., Milsom S.E., Gormley N.A., Halford S.E. 2002. Many type IIS restriction endonucleases interact with two recognition sites before cleaving DNA. J. Biol. Chem. 277, 4024-4033.

185. Hseih P.C., Xiao J.P., O'Loane D., Xu S.Y. 2000. Cloning, expression and purification of a thermostable nonhomodimeric restriction enzyme, Bsll. J. Bacteriol. 182,949-955.

186. Ho D.K., Wu J.C., Santi D.V., Floss H.G. 1991. Stereochemical studies of the C-methylation of deoxycytidine catalyzed by Hhal methylase and the A^methylation of deoxyadenosine catalyzed by EcoRI methylase. Arch. Biochem. Biophys. 284, 264-269.

187. Dryden D.T. 1999. Bacterial DNA methyltransferases, in S-Adenosylmethionine-dependent Methyltransferases: Structure and functions. Eds. Cheng X. et al. World Scientific Inc., Singapore, pp. 283-340.

188. Vertino P.M. 1999. Eukaryotic DNA methyltransferases, in S-Adenosylmethionine-dependent Methyltransferases: Structure and functions. Eds. Cheng X. et al. World Scientific Inc., Singapore, pp. 341-372.

189. Smith H.O., Wilcox K.W. 1970. A restriction enzyme from Hemophilus influenzae. I. Purification and general properties. J. Mol. Biol. 51, 379-391.

190. Stephenson F.H., Ballard B.T., Boyer H.W., Rosenberg J.M., Greene P.J. 1989. Comparison of the nucleotide and amino acid sequences of the RsrI and EcoRI restriction endonucleases. Gene. 85,1-13.

191. Withers B.E., Ambroso L.A., Dunbar J.C. 1992. Structure and evolution of the Xcyl restriction-modification system. Nucleic Acids Res. 20, 6267-6273.

192. Morgan R.D., Camp R.R., Wilson G.G., Xu S.-Y. 1996. Molecular cloning and expression of Nlalll restriction-modification system in E.coli. Gene. 183,215-218.

193. Siksnys V., Timinskas A., Klimasauskas S., Butkus V., Janulaitis A. 1995. Sequence similarity among type-II restriction endonucleases, related by their recognized 6-bp target and tetranucleotide-overhang cleavage. Gene. 157,311-314.

194. Harrison S.C., Aggarwal A.K. 1990. DNA recognition by proteins with the helix-turn-helix motif. Annu. Rev. Biochem. 59, 933-969.

195. Pabo C.O., Sauer R.T. 1992. Transcription factors: structural families and principles of DNA recognition. Annu. Rev. Biochem. 61, 1053-1095.

196. Posfai J., Bhagwat A.S., Posfai G., Roberts,R.J. 1989. Predictive motifs derived from cytosine methyltransferases. Nucleic Acids Res. 17,2421-2435.

197. Kovall R.A., Matthews B.W. 1998. Structural, functional and evolutionary relationships between lambda-exonuclease and the type II restriction endonucleases. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 95, 7893-7897.

198. Aggarwal A.K. 1995. Structure and function of restriction endonucleases. Curr. Opin. Struct. Biol. 5,11-19.

199. Venclovas C., Timinskas A., Siksnys V. 1994. Five-stranded P-sheet with two a-helices: a structural link between restriction endonucleases EcoRI and EcoRV. Proteins. 20,279-282.

200. Newman M., Strzelecka T., Dorner L.F., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 1994. Structure of restriction endonuclease BamHI and its relationship to EcoRI. Nature. 368, 660-664.

201. Ban C., Yang W. 1998. Structural basis for MutH activation in E.coli mismatch repair and relationship of MutH to restriction endonucleases. EMBO J. 17, 1526-1534.

202. Tsutakawa S.E., Jingami H., Morikawa K. 1999. Recognition of a TG mismatch: the crystal structure of very short patch repair endonuclease in complex with a DNA duplex. Cell. 99,615623.

203. Hickman A.B., Li Y., Mathew S.V., May E.W., Craig N.L., Dyda F. 2000. Unexpected structural diversity in DNA recombination: the restriction endonuclease connection. Mol. Cell. 5,1025-1034.

204. Tsutakawa S.E., Morikawa K. 2001. The structural basis of damaged DNA recognition and endonucleolytic cleavage for very short patch repair endonuclease. Nucleic Acids Res. 29, 3775-3783.

205. Lagunavicius A., Siksnys V. 1997. Site-directed mutagenesis of putative active site residues of Muni restriction endonuclease: replacement of catalytically essential carboxylate residues triggers DNA binding specificity. Biochemistry. 36,11086-11092.

206. Nastri H.G., Evans P.D., Walker I.H., Riggs P.D. 1997. Catalytic and DNA binding properties of PvuII restriction endonuclease mutants. J. Biol. Chem. 272,25761-25767.

207. Tamulaitis G., Solonin A.S., Siksnys V. 2002. Alternative arrangements of catalytic residues at the active sites of restriction enzymes. FEBS Lett. 518,17-22.

208. Martin J.L. 1995. Thioredoxin a fold for all reasons. Structure. 3,245-250.

209. Todd A.E., Orengo C.A., Thornton J.M. 2001. Evolution of function in protein supefamilies, from a structural perspective. J. Mol. Biol. 307,1113-1143.

210. Kinch L.N., Grishin N.V. 2002. Evolution of protein structures and functions. Curr. Opin. Struct. Biol. 12,400-408.

211. Robinson C.R., Sligar S.G. 1998. Changes in solvation during DNA binding and cleavage are critical to altered specificity of the EcoRI endonuclease. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 95, 21862191.

212. Shimamoto N. 1999. One-dimensional diffusion of proteins along DNA. Its biological and chemical significance revealed by single-molecule measurements. J. Biol. Chem. 274, 1529315296.

213. Ehbrecht H.-J., Pingoud A., Urbanke C., Maass G., Gualerzi C. 1985. Linear diffusion of restriction endonucleases on DNA. J. Biol. Chem. 260,6160-6166.

214. Jeltsch A., Wenz C., Stahl F., Pingoud A. 1996. Linear diffusion of the restriction endonuclease EcoRV on DNA is essential for the in vivo function of the enzyme. EMBO J. 15, 5104-5111.

215. Jack W.E., Terry B.J., Modrich P. 1982. Involvement of outside DNA sequences in the major kinetic path by which EcoRI endonuclease locates and leaves its recognition sequence. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 79,4010-4014.

216. Terry B.J., Jack W.E., Modrich P. 1985. Facilitated diffusion during catalysis by EcoRI endonuclease: nonspecific interactions in EcoRI catalysis. J. Biol. Chem. 260,13130-13137.

217. Stanford N.P., Szczelkun M.D., Marko J.F., Halford S.E. 2000. One and three dimensional pathways for proteins to reach specific DNA sites. EMBO J. 19,6546-6557.

218. Jeltsch A., Alves J., Wolfes H, Maass G., Pingoud A. 1994. Pausing of the restriction endonuclease EcoRI during linear diffusion on DNA. Biochemistry. 33,10215-10219.

219. Jeltsch A., Pingoud A. 1998. Kinetic characterization of linear diffusion of the restriction endonuclease EcoRV on DNA. Biochemistry. 37,2160-2169.

220. Kostrewa D., Winkler F.K. 1995 Mg2+ binding to the active site of EcoRV endonuclease: a crystallographic study of complexes with substrate and product DNA at 2 Angstrom resolution. Biochemistry. 34, 683-696.

221. Horton N.C., Perona J.J. 1998. Role of protein-induced bending in the specificity of DNA recognition: crystal structure of EcoRV endonuclease complexes with d(AAAGAT) + d(ATCTT). J. Mol. Biol. 277, 779-787.

222. Werner M.H., Gronenborn A.M., Clore G.M. 1996. Intercalation, DNA kinking, and the control of transcription. Science. 271,778-784.

223. Lewis M., Chang G., Horton N.C., Kercher M.A., Pace H.C., Schumacher M.A., Brennan R.G., Lu P. 1996. Crystal structure of the lactose operon repressor and its complexes with DNA and inducer. Science. 271,1247-1254.

224. Topai M.D., Thresher R.J., Conrad M., Griffith J. 1991. Nael endonuclease binding to pBR322 DNA induces looping. Biochemistry. 30,2006-2010.

225. Milsom S.E., Halford S.E., Embleton M.L., Szczelkun M.D. 2001. Analysis of DNA lopping interactions by type II restriction enzymes that require two copies of their recognition sites. J. Mol. Biol. 311, 515-527.

226. Reuter M., Kupper D., Meisel A., Schroeder C., Kruger D.H. 1998. Cooperative binding properties of restriction endonuclease EcoRII with DNA recognition sites. J. Biol. Chem. 273, 8294-8300.

227. Wentzel L.M., Halford S.E. 1998. DNA looping by the Sfil restriction endonuclease. J. Mol. Biol. 281,433-444.

228. Katiliene Z., Katilius E., Woodbury N.W. 2003. Single molecule detection of DNA looping by NgoMIV restriction endonuclease. Biophys. J. 84,4053-4061.

229. Yang C.C., Topai M.D. 1992. Nonidentical DNA-binding sites of endonuclease Nael recognize different families of sequences flanking the recognition site. Biochemistry. 31, 96579664.

230. Horton N.C., Perona J.J. 2000. Crystallographic snapshots along a protein-induced DNAbending pathway. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 97,5729-5734.

231. Stahl F., Wende W., Jeltsch A., Pingoud A. 1996. Introduction of asymmetry in the naturally symmetric restriction endonuclease EcoRV to investigate intersubunit communication in the homodimeric protein. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 93,6175-6180.

232. Thielking V., Selent U., Kohler E., Landgraf Z., Wolfes H., Alves J., Pingoud A. 1992. Mg2+ confers DNA binding specificity to the EcoRV restriction endonuclease. Biochemistry. 31, 3727-3732.

233. Vipond I.B., Halford S.E. 1995. Specific DNA recognition by EcoRV restriction endonuclease induced by calcium ions. Biochemistry. 34,1113-1119.

234. Skirgaila R., Siksnys V. 1998. Ca2+-ions stimulate DNA binding specificity of CfrlOI restriction enzyme. Biol. Chem. 379, 595-598.

235. Lagunavicius A., Grazulis S., Balciunaite E., Vainius D., Siksnys V. 1997. DNA binding specificity of Muni restriction endonuclease is controlled by pH and calcium ions: involvement of active site carboxylate residues .Biochemistry. 36,11093-11099.

236. Gormley N.A., Bath A.J., Halford S.E. 2000. Reactions of Bgll and other type II restriction endonucleases with discontinuous recognition sites. J. Biol. Chem. 275,6928-6936.

237. Zebala J., Choi J., Barany F. 1992. Characterization of steady state, single-turnover and binding kinetics of the TaqI restriction endonuclease. J. Biol. Chem. 267, 8097-8105.

238. Harrison S.C. 1991. A structural taxonomy of DNA-binding domains. Nature. 353, 715-719.

239. Nelson H.C.M. 1995. Structure and function of DNA-binding proteins. Curr. Opin. Genet. Dev. 5, 180-189.

240. Berger J.M., Fass D., Wang J.C., Harrison S.C. 1998. Structural similarities between topoisomerases that cleave one or both DNA strands. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95, 78767881.

241. Wenz C., Jeltsch A., Pingoud A. 1996. Probing the inderect readout of the restriction enzyme EcoRV. J. Biol. Chem. 271, 5565-5573.

242. Martin A.M., Sam M.D., Reich N.O., Perona,J.J. 1999. Structural and energetic origins of indirect readout in site-specific DNA cleavage by a restriction endonuclease. Nat. Struct. Biol. 6,269-277.

243. Stahl F., Wende W., Jeltsch A., Pingoud A. 1998. The mechanism of DNA cleavage by the type II restriction enzymeEcoRV: Asp36 is not directly involved in DNA cleavage but serves to couple indirect readout to catalysis. Biol. Chem. 379,467-473.

244. Stanford N.P., Halford S.E., Baldwin G.S. 1999. DNA cleavage by the EcoRV restriction endonuclease: pH dependence and proton transfers in catalysis. J. Mol. Biol. 288, 105-116.

245. Wende W., Stahl F., Pingoud A. 1996. The production and characterization of artificial heterodimers of the restriction endonuclease EcoRV. Biol. Chem. Hoppe Seyler. 377,625-632.

246. Simoncsits A., Tjornhammar M.-L., Rasko T., Kiss A., Pongor S. 2001. Covalent joining of the subunits of a homodimeric type II restriction endonuclease: single-chain PvuII endonuclease. J. Mol. Biol. 309, 89-97.

247. Jeltsch A., Wenz C., Wende W., Selent U., Pingoud A. 1996. Engineering novel restriction endonucleases: principles and applications. Trends Biotechnol. 14,235-238.

248. Lanio T., Jeltsch A., Pingoud A. 2000. On the possibilities and limitations of rational protein design to expand the specificity of restriction enzymes: a case study employing EcoRV as the target. Protein Eng. 13,275-281.

249. Knowles J.R. 1980. Enzyme-catalyzed phosphoryl transfer reactions. Annu. Rev. Biochem. 49, 877-919.

250. Fersht A. 1999. Structure and mechanism in protein science: a guide to enzyme catalysis and protein folding. W.H. Freeman and Co., New York, pp. 245-272.

251. Bencovic S.J., Schray K.J. 1973. Chemical basis of biological phosphoryl transfer, in The enzymes. Ed. Boyer P.D. Academic Press, New York, NY, vol. VIII, pp. 201-238.

252. Connolly B.A., Eckstein F., Pingoud A. 1984. The stereochemical course of the restriction endonuclease EcoRI-catalyzed reaction. J. Biol. Chem. 259, 10760-10763.

253. Grasby J.A., Connolly B.A. 1992. Stereochemical outcome of the hydrolysis reaction catalyzed by the EcoRV restriction endonuclease. Biochemistry. 31, 7855-7861.

254. Hollfelder F., Herschlag D. 1995. The nature of the transition state for enzyme-catalyzed phosphoryl transfer. Hydrolysis of Oaryl phosphorothioates by alkaline phosphotase. Biochemistry. 34, 12255-12264.

255. Jeltsch A., Alves J., Wolfes H., Maass G., Pingoud A. 1993. Substrate-assisted catalysis in the cleavage of DNA by the EcoRI and EcoRV restriction enzymes. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 90, 8499-8503.

256. Vipond I.B., Baldwin G.S., Halford S.E. 1995. Divalent metal ions at the active sites of the EcoRV and EcoRI restriction endonucleases. Biochemistry. 34, 697-704.

257. Usher D.A., Richardson D.I., Eckstein F. 1970. Absolute stereochemistry of the second step of ribonuclease action. Nature. 228,663-665.

258. Usher D.A., Erenrich E.S., Eckstein F. 1972. Geometry of the first step in the action of ribonuclease-A (in-line geometry-uridine-2',3'-cyclic thiophosphate- 31P NMR). Proc. Natl Acad. Sci. USA. 69,115-118.

259. Murray J.B., Scott W.G. 2000. Does a single metal ion bridge the A-9 and scissile phosphate groups in the catalytically active hammerhead ribozyme structure? J. Mol. Biol. 296,33-41.

260. Rupert P.B., Ferre-D'Amare A.R. 2001. Crystal structure of a hairpin ribozyme-inhibitor complex with implications for catalysis. Nature. 410,780-786.

261. Anderson J.E. 1993. Restriction endonucleases and modification methylases. Curr. Opin. Struct. Biol. 3,24-30.

262. Pieper U., Pingoud A. 2002. A mutational analysis of the PD.D/EXK motif suggests that McrC harbors the catalytic center for DNA cleavage by the GTP-dependent restriction enzyme McrBC from Escherichia coli. Biochemistry. 41, 5236-5244.

263. Bond C.S., Kvaratskhelia M., Richard D., White M.F., Hunter W.N. 2001. Structure of Hjc, a Holliday junction resolvase, from Sulfolobus solfataricus. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 98, 55095514.

264. Nishino T., Komori K., Tsuchiya D., Ishino Y., Morikawa K. 2001. Crystal structure of the Archaeal Holliday junction resolvase Hjc and implications for DNA recognition. Structure. 9, 197-204.

265. Sapranauskas R., Sasnauskas G., Lagunavicius A., Vilkaitis G., Lubys A., Siksnys V. 2000. Novel subtype of type IIS restriction enzymes. J. Biol. Chem. 275,30878-30885.

266. Stuckey J.A., Dixon J.E. 1999. Crystal structure of a phospholipase D family member. Nat. Struct. Biol. 6,278-284.

267. Groll D.H., Jeltsch A., Selent U., Pingoud A. 1997. Does the restriction endonuclease EcoRV employ a two-metal-ion mechanisn for DNA cleavage? Biochemistry. 36,11389-11401.

268. Horton N.C., Newberry K.J., Perona J.J. 1998. Metal ion-mediated substrate-assisted catalysis in type II restriction endonuclease. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 95,13489-13494.

269. Chevalier B.S., Monnat R.J., Stoddard B.L. 2001. The homing endonuclease I-Crel uses three metals, one of which is shared between the two active sites. Nat. Struct. Biol. 8,312-316.

270. Xu S.Y., Schildkraut I. 1991. Isolation of BamHI variants with reduced cleavage activities. J. Biol. Chem. 266,4425-4429.

271. Baldwin G.S., Sessions R.B., Erskine S.G., Halford S.E. 1999. DNA cleavage by the EcoRV restriction endonuclease: roles of divalent metal ions in specificity and catalysis. J. Mol. Biol. 288, 87-103.

272. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. 1984. Методы генетической инженерии: Молекулярное клонирование. М., 480 с.

273. Щелкунов С.Н. 1987. Конструирование гибридных молекул ДНК. Новосибирск: Наука, 168 с.

274. Williams R.J. 2003. Restriction endonucleases: classification, properties, and applications. Mol. Biotechnol. 3,225-243.

275. Heitman J. 1993. On the origins, structure and functions of restriction-modification enzymes. Genet. Eng. (N.-Y.). 15, 57-108.

276. Roberts R.J., Halford S.E. 1993. Type II restriction endonucleases. Cold Spring Harbor Press, Cold Spring Harbor, N.Y., 243 p.

277. Danna K., Nathans D. 1971. Specific cleavage of simian virus 40 DNA by restriction endonuclease of Hemophilus influenzae. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 68,2913-2917.

278. Sheflyan G., Kubareva E.A., Kuznetsova S.A., Karyagina A.S., Nikolskaya I.I., Gromova E.S., Shabarova Z.A. 1996. Cross-linking fo SsoII restriction endonuclease to cognate and non-cognate DNAs. FEBSLett. 390,307-310.

279. Громова E.C., Кубарева E.A., Елов A.A., Акатова Е.А., Никольская И.И., Шабарова З.А. 1991. Расщепление субстратов конкатемерного типа эндонуклеазами рестрикции Mval и SsoII. Биохимия. 56,552-559.

280. Виноградова М.Н., Громова Е.С., Упорова Т.М, Никольская И.И., Шабарова З.А. 1987. Эндонуклеаза рестрикции SsoII: взаимодействие с модифицированными субстратами. Докл. Акад. Наук. 295, 3,732-736.

281. Petrauskene O.V., Schmidt S., Karyagina A.S., Nikolskaya I.I., Gromova E.S., Cech D. 1995. The interaction of DNA duplexes containing 2-aminopurine with restriction endonucleases EcoRII and SsoII. Nucleic Acids Res. 23, 12,2192-2197.

282. Gromova E.S., Shabarova Z.A. 1990. DNA-protein interactions: the use of synthetic oligo- and polynucleotides for studying single-stranded-DNA-binding proteins and restriction endonucleases. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 39,1-47.

283. Jeltsch A., Pleckaityte M., Selent U., Wolfes H., Siksnys V., Pingoud A. 1995. Evidence for substrate-assisted catalysis in the DNA cleavage of several restriction endonucleases. Gene. 157,157-162.

284. Пятраускене O.B., Кубарева E.A., Громова E.C. 1991. Спектрофотометрический метод изучения расщепления ДНК-дуплексов эндонуклеазами рестрикции. Молекулярная биология. 25,1424-1426.

285. Waters T.R., Connolly В.А. 1992. Continuous spectrophotometric assay for restriction endonucleases using synthetic oligodeoxynucleotides and based on the hyperchromic effect. Anal. Biochem. 204,204-209.

286. Glasner W., Merkl R., Schmidt S., Cech D., Fritz H.J. 1992. Fast quantitative assay of sequence-specific endonuclease activity based on DNA sequencer technology. Biol. Chem. Hoppe-Seyler. 373,1223-1225.

287. Yebra M.J., Bhagwat A.S. 1993. A rapid and sensitive method to measure DNA endonuclease activity. Nucleic Acids Res. 21, 5797-5798.

288. Eisenschmidt K., Lanio Т., Jeltsch A., Pingoud A. 2002. A fluorimetric assay for on-line detection of DNA cleavage by restriction endonucleases. J. Biotechnol. 96, 185-191.

289. Webb T.R., Matteucci M.D. 1986. Hybridization triggered cross-linking of deoxyoligonucleotides. Nucleic Acids Res. 14,7661-7674.

290. Sung W.L. 1982. Synthesis of 4-(l,2,4-Triazol-l-yl)pyrimidin-2(lH)-one ribonucleotide and its application in synthesis of oligoribonucleotides. J. Org. Chem. 47,3623-3628.

291. Mullah В., Andrus A. 1997. Automated synthesis of double dye-labeled oligonucleotides using tetramethylrhodamine (TAMRA) solid supports. Tetrahedron Lett. 38, 5751-5754.

292. Carey J.l 991. Gel retardation. Methods Enzymol. 208,103-117.

293. Greene P.J., Poonian M.S., Nussbaum A.L., Tobias L., Garfin D.E., Boyer H.W., Goodman H.M. 1975. Restriction and modification of a self-complementary octanucleotide? Containing the EcoRI substrate. J. Mol. Biol. 99,237-261.

294. Kita K., Hiraoka N., Kimizuka F., Obayahi A., Kojima H., Takahashi H., Saito H. 1985. Interaction of the restriction endonuclease Seal with its substrates. Nucleic Acids Res. 13,70157024.

295. Боресков Ю.Г., Титеева Г.Р., Берлин Ю.А. 1988. Синтетические олигодезоксирибонуклеотиды в изучении эндонуклеазы рестрикции Mspl. Биоорганическая химия. 14,333-339.

296. Kirsch R.D., Joly Е. 1998. An improved PCR-mutagenesis strategy for two-site mutagenesis or sequence swapping between related genes. Nucleic Acids Res. 26, 1848-1850.

297. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. 1977. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 74,5463-5467.

298. Edman P. 1956. On the mechanism of the phenyl isothiocyanate degradation of peptides. Acta Chem. Scand. 10,761-768.

299. Edman P., Needleman S.P. 1970. Protein sequence determination. Springer Verlag, BerlinHeidelberg, New York, pp.211-256.

300. Metelev V.G., Kubareva E.A., Vorob'eva O.V., Romanenkov !A.S., Oretskaya T.S. 2003. Specific conjugation of DNA binding proteins to DNA templates through thiol-disulfide exchange. FEBS Lett. 538,48-52.

301. Метелев В.Г., Кубарева Е.А, Романова Е.А., Орецкая Т.С. 2003. Синтез и свойства олигодезоксирибонуклеотидов с моно- и дифосфорилдисульфидными межнуклеотидными группы. Биоорганическая химия. 29, 57-63.

302. Laemmli U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of the bacteriophage T4. Nature. 227,680-685.

303. Tate J.J., Persinger J., Bartholomew В. 1998. Survey of four different photoreactive moieties for DNA photoaffinity labeling of yeast RNA polymerase III transcription complexes. Nucleic Acids Res. 26, 1421-1426.

304. Burgin A.B., Pace N.R. 1990. Mapping the active site of ribonuclease P RNA using a substrate containing a photoaffinity agent. EMBO J. 9,4111-4118.

305. Yang S.W., Nash H.A. 1994. Specific photocrosslinking of DNA-protein complexes: identification of contacts between integration host factor and its target DNA. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 91, 12183-12187.

306. Mayer A.N., Barany F. 1995. Photoaffinity cross-linking of TaqI restriction endonuclease using an aryl azide linked to the phosphate backbone. Gene. 153,1-8.

307. Dumoulin P., Oertel-Buchheit P., Granger-Schnarr M., Schnarr M. 1993. Orientation of the LexA DNA-binding motif on operator DNA as inferred from cysteine-mediated phenyl-azide crosslinking. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 90,2030-2034.

308. Spanggord R.J., Beal P.A. 2000. Site-specific modification and RNA crosslinking of the RNA-binding domain of PKR. Nucleic Acids Res. 28,1899-1905.

309. Sharkady S.M., Nolan J.M. 2001. Bacterial ribonuclease P holoenzyme crosslinking analysis reveals protein interaction sites on the RNA subunit. Nucleic Acids Res. 29,3848-3856.

310. Турутин Д.В., Зацепин Т.С., Тимченко М.А., Кубарева Е.А., Орецкая Т.С. 2002. Ковалентное присоединение фактора транскрипции NF-кВ к ДНК-лиганду, содержащему 2'-альдегидную группу. Молекулярная биология. 36, 877-879.

311. Shevchenko A., Wilm М., Vorm О., Mann М. 1996. Mass spectrometric sequencing of proteins silver-stained Polyacrylamide gels. Anal. Chem. 68, 850-858.

312. Steen H., Petersen J., Mann M., Jensen O.N. 2001. Mass spectrometric analysis of a UV-cross-linked protein-DNA complex: tryptophans 54 and 88 of E.coli SSB cross-link to DNA. Protein science. 10, 1989-2001.

313. Rappsilber J., Ishihama Y., Mann M. 2003. Stop and go extraction tips for Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization, nanoelectrospray, and LC/MS sample pretreatment in proteomics. Anal. Chem. 75, 663-670.

314. Felsenstein J. 1989. PHYL1P Phylogeny Inference Package (Version 3.2). Cladistics. 5, 164166.

315. Altschul S.F., Madden T.L., Schaffer A.A., Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D.J. 1997. Gapped BLAST and P SI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res. 25,3389-3402.

316. Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. 1994. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice. Nucleic Acids Res. 22, 4673-4680.

317. Ташлицкий B.H., Орецкая Т.С. 1997. Оптимизация условий ион-парной ВЭЖХ олигонуклеотидов. Биоорганическая химия. 23, 732-741.

318. Gough G.R., Brunden M.J., Gilham Р.Т. 1983. 2' (3' )-0-Benzoyluridine 5'-linked to glass: an all-purpose support for solid phase synthesis of oligodeoxyribonucleotides. Tetrahedron Lett. 24, 5321-5324.

319. Birnboim H.C., Doly Y. 1979. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant DNA. Nucleic Acids Res. 7, 1513-1521.

320. Guex N., Peitsch M.C. 1997. SWISS-MODEL and the Swiss-Pdb Viewer: an environment for comparative protein modeling. Electrophoresis. 18,2714-2723.

321. Eisenberg D., Luthy R., Bowie J.U. 1997. VERIFY3D: assessment of protein models with three-dimensional profiles. Methods Enzymol. 277, 396-404.

322. Scott W.R.P., Hunenberger P.H., Tironi I.G., Mark A.E., Billeter S.R., Fennen J., Torda A.E., Huber Т., Kruger P., van Gunsteren W.F. 1999. The GROMOS biomolecular simulation program package. J. Phys. Chem. 103, 3596-3607.