Система рестрикции-модификации Sse91: клонирование, организация генов и сравнительный анализ структуры белков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Гончар, Данила Александрович

• Гончар, Данила Александрович
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Гончар, Данила Александрович

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ФЕРМЕНТЫ СИСТЕМ РЕСТРИКЦИИ-МОДИФИКАЦИИ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

2.1. Характеристика систем рестрикции-модификации бактерий

2.1 Л. Распространение и функции систем рестрикциимодификации

2.1.2. Специфичность эндонуклеаз рестрикции по отношению к природным модификациям оснований

2.1.3. Биологическая роль метилирования ДНК у прокариот

2.1.4. Классификация систем рестрикции-модификации

2.2. ДНК-метилтрансферазы

2.2.1. Классификация ДНК-метилтрансфераз

2.2.2. Особенности пространственной структуры ДНК-метилтрансфераз систем РМтипаП

2.3. Эндонуклеазы рестрикции

2.3.1. Изошизомеры

2.3.2. Особенности структуры эндонуклеаз рестрикции типа II

2.3.3. Связывание ДНК эндонуклеазами рестрикции и локализация сайта-мишени

2.3.4. Узнавание субстрата эндонуклеазами рестрикции

2.3.5. Механизм катализа расщепления фосфодиэфирной связи эндонуклеазами рестрикции

2.3.6. Влияние двухвалентных ионов металлов на процесс катализаА

2.4. Структура оперонов систем рестрикции-модификации

2.5. Регуляция экспрессии генов систем рестрикции-модификации

2.5.1. Регуляция С-белками

2.5.2. Другие способы регуляции

2.6. Эволюционные связи систем рестрикции-модификации

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1 Материалы

3.2 Методы

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. Характеризация эндонуклеазы рестрикции 8Бе

4.1.1. Выделение эндонуклеазы рестрикции 8$е

4.1.2. Определение специфичности эндонуклеазы рестрикции 8Бе91 и оптимальных условий реакции

4.1.3. Определение места гидролиза ДНК эндонуклеазой рестрикции &<?Р/

4.2. Клонирование гена ДНК-метилтрансферазы 8эе

4.3. Определение основания, метилируемого метилтрансферазой 8Бе

4.4. Анализ аминокислотной последовательности М.8зе

4.4.1. Метилтрансфераза $$е91 принадлежит к классу Б п

4.4.2. Родственные связи М.5зе91 с представителями класса

4.5. Получение препарата рекомбинантной метилтрансферазы 8Бе

4.6. Определение оптимальных условий для работы рекомбинантной М.8зе

4.7. Установление структуры оперона системы рестрикции-модификации 8эе

4.8. ОРТ1 является геном, кодирующим С.8зе

4.9. ОРТ2 является геном, кодирующим К.8зе

4.10. Получение рекомбинантной эндонуклеазы рестрикции 8эе

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Система рестрикции-модификации Sse91: клонирование, организация генов и сравнительный анализ структуры белков»

Бактериальные системы рестрикции-модификации (системы РМ) являются одним из интереснейших объектов, изучаемых в молекулярной биологии. Несмотря на большое число обнаруженных и охарактеризованных систем РМ микроорганизмов и установление их роли в защите бактериальной клетки от вторжения чужеродной ДНК, биологическое значение этих систем остается неизвестным. Система РМ включает в себя как минимум два фермента: сайт-специфические эндонуклеазу рестрикции (рестриктазу) и ДНК-метилтрансферазу (метилазу). После открытия первых ферментов систем рестрикции-модификации казалось, что их функция не вызывает сомнений. Два фермента специфически узнают одну и ту же короткую последовательность ДНК: один фермент - защищает хозяйскую ДНК (метилаза), другой - уничтожает чужеродную, главным образом фаговую (рестриктаза). Однако чем больше открывалось новых ферментов рестрикции-модификации и чем глубже изучались их генетическая организация и механизмы действия, тем больше возникало сомнений в том, что защита ДНК клетки-хозяина - единственная функция этих ферментов.

Одной из фундаментальных проблем современной молекулярной биологии является проблема белок-нуклеинового взаимодействия. Эндонуклеазы рестрикции и ДНК-метилтрансферазы входят в ряд наиболее удобных объектов для исследования этой проблемы. Это обусловлено целым рядом уникальных свойств данных ферментов, таких как высокая субстратная специфичность, огромное разнообразие узнаваемых последовательностей (более 250), а также небольшой молекулярный вес и относительная простота организации. На сегодняшний день значительное количество генов, относящихся к системам РМ, клонировано, выделены рекомбинантные белки и получены кристаллы ферментов. Это позволило достигнуть существенного прогресса в понимании той роли, которую играют процессы специфического метилирования и расщепления ДНК в жизнедеятельности клетки. В то же время успешное развитие многих направлений молекулярной биологии и генетической инженерии немыслимо без расширения ассортимента эндонуклеаз рестрикции, которые являются одними из ключевых инструментов в этих областях науки.

Поэтому особенную актуальность сегодня приобретает решение таких задач, как открытие новых систем рестрикции-модификации, изучение структуры и механизмов регуляции оперонов систем РМ, получение суперпродуцентов ферментов рестрикции-модификации, выявление ключевых аминокислотных последовательностей, отвечающих за связывание с сайтом узнавания на ДНК и катализ, а также поиск доказательств наличия эволюционных связей у различных групп ферментов.

Целью данной работы явилось изучение системы рестрикции-модификации II типа Sse9I из бактериального штамма Sporosarcina species 9D. В задачи настоящего исследования входило:

- установление субстратной специфичности и места расщепления ДНК новой эндонуклеазой рестрикции Sse9I;

- получение геномной библиотеки штамма Sporosarcina species 9D в E.coli с целью обнаружения плазмиды, несущей ген ДНК-метилтрансферазы Sse9I;

- определение основания модифицируемого метилтрансферазой Sse9I, клонирование гена sse9IM в экспрессирующий вектор и получение гомогенного препарата рекомбинантной M.Sse9I;

- определение нуклеотидной последовательности и порядка расположения генов в опероне системы рестрикции-модификации Sse9I;

- сравнительный анализ аминокислотных последовательностей белков системы рестрикции-модификации Sse9I с последовательностями близкородственных полипептидов.

- клонирование гена эндонуклеазы рестрикции Sse9I в экспрессирующий вектор и получение препарата рекомбинантного фермента;

Основные положения, которые выносятся на защиту:

1. Новая эндонуклеаза рестрикции II типа Sse9I из бактериального штамма Sporosarcina species 9D узнаёт последовательность ДНК 5'-ААТТ-3' и расщепляет её перед первым остатком аденина.

2. Рекомбинантная плазмида pSse9/l содержит фрагмент ДНК Sporosarcina species 9D, который включает ген ДНК-метилтрансферазы Sse9I. M.Sse9I модифицирует внутренний остаток аденина в сайте узнавания с образованием 5'-Ат6АТТ-3' и относится к классу D12 ДНК-метилтрансфераз. Ген sse9IM клонирован в экспрессирующий вектор, и выделен гомогенный препарат рекомбинантной M.Sse9I.

3. Оперон системы рестрикции-модификации Sse9I включает три гена, расположенные в порядке: sse9IC-sse9IR-sse9IM. Гены кодируют контрольный белок (C.Sse9I), эндонуклеазу рестрикции (R.Sse9I) и ДНК-метилтрансферазу (M.Sse9I), соответственно.

4. Аминокислотная последовательность C.Sse9I проявляет сходство с контрольными белками систем РМ типа II. Гену sse9IC предшествует последовательность ДНК, гомологичная участкам связывания С-белков ряда систем рестрикции-модификации.

5. Аминокислотная последовательность R.Sse9I обнаруживает наибольшую гомологию с участками эндонуклеаз рестрикции Muni и EcoRI, которые ответственны за узнавание общей внутренней тетрануклеотидной последовательности ДНК ААТТ.

6. Предсказана пространственная структура эндонуклеазы рестрикции Sse9I на основе сходства ключевых аминокислотных остатков изучаемого фермента и соответствующих элементов R.MunI и R.EcoRI.

7. Ген sse9IR клонирован в экспрессирующий вектор, и получен препарат рекомбинантной эндонуклеазы рестрикции Sse9I.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Гончар, Данила Александрович

6. выводы

1. Из природных изолятов выделен бактериальный штамм Sporosarcina species 9D, являющийся продуцентом эндонуклеазы рестрикции II типа Sse9I. Показано, что R.Sse9I узнаёт последовательность ДНК 5'-ААТТ-3' и расщепляет её перед первым остатком аденина.

2. Получена геномная библиотека штамма Sporosarcina species 9D, в которой выявлена плазмида pSse9/l, несущая ген ДНК-метилтрансферазы Sse9I. Показано, что M.Sse9I модифицирует внутренний остаток аденина в сайте узнавания с образованием 5'-А(ш6)АТТ-3' и относится к классу Dj2 ДНК-метилтрансфераз. Ген sse9IM клонирован в экспрессирующий вектор, и выделен гомогенный препарат рекомбинантной M.Sse9I.

3. Определена нуклеотидная последовательность и порядок расположения генов, входящих в оперон системы рестрикции-модификации Sse9I: sse9IC-sse9IR-sse9IM. Гены кодируют контрольный белок (C.Sse9I), эндонуклеазу рестрикции (R.Sse9I) и ДНК-метилтрансферазу (M.Sse9I), соответственно.

4. Установлено, что аминокислотная последовательность C.Sse9I проявляет сходство с контрольными белками систем РМ и имеет наибольшую гомологию, 74%, с C.PvuII. Непосредственно перед геном sse9IC выявлена последовательность ДНК, гомологичная участкам связывания С-белков ряда систем рестрикции-модификации.

5. Показано, что аминокислотная последовательность R.Sse9I обнаруживает гомологию с эндонуклеазами рестрикции Muni (5-CAATTG-3') и EcoRI (5'-GAATTC-3'), главным образом за счёт консервативных мотивов PD/E.EXK и GNAXER, ответственных за катализ и узнавание общей внутренней тетрануклеотидной последовательности ДНК ААТТ.

6. Предложена модель пространственной структуры эндонуклеазы рестрикции 8Бе91 на основе сходства ключевых структурных элементов фермента с 11.Мип1 и 11.ЕсоШ.

7. Ген эндонуклеазы рестрикции 8зе91 клонирован в экспрессирующий вектор, и получен препарат рекомбинантного фермента.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Изучение специфического взаимодействия белков с ДНК остаётся одной из интереснейших задач современной молекулярной биологии. Ферменты систем рестрикции-модификации благодаря целому ряду уникальных свойств служат прекрасной моделью для экспериментов в этой области. На сегодняшний день у представителей самых разных родов прокариотического царства открыто около 2000 различных систем рестрикции-модификации, узнающих более чем 250 нуклеотидных последовательностей. Клонирование значительного количества генов, относящихся к системам рестрикции-модификации, получение высокоочищенных препаратов ферментов и исследование их кристаллической структуры позволило существенно продвинуться в понимании механизмов специфического взаимодействия с ДНК эндонуклеаз рестрикции и ДНК-метилтрансфераз. Сегодня, несомненно, сохраняет свою актуальность решение таких задач, как изучение генетической структуры и способов регуляции экспрессии генов систем РМ, получение рекомбинантных ферментов рестрикции-модификации, установление аминокислотных участков, вовлеченных в процессы связывания с сайтом узнавания на ДНК и катализа, а также выявление признаков эволюционного родства, как между отдельными группами ферментов, так и между микроорганизмами-хозяевами.

Проведенные в ходе данной работы исследования направлены именно на решение этих фундаментальных задач. Предметом настоящего исследования явилась новая система рестрикции-модификации Sse9I из бактериального штамма Sporosarcina species 9D. В ходе работы была охарактеризована эндонуклеаза рестрикции, узнающая последовательность ДНК 5'-ААТТ-3'. Изучение системы РМ Sse9I представляет интерес не только с точки зрения новизны, но и с эволюционной точки зрения, т.к. её сайт узнавания является внутренней частью последовательностей узнавания хорошо изученных систем рестрикции-модификации EcoRI (5'-GAATTC-3') и Muni (5'-CAATTG-3')

Гены ДНК-метилтрансферазы и эндонуклеазы рестрикции клонированы в E.coli, и выделены рекомбинантные ферменты. Определён порядок расположения генов в опероне системы РМ Sse9I. Проведён сравнительный анализ аминокислотных последовательностей M.Sse9I, R.Sse9I и C.Sse9I с последовательностями родственных белков. Оказалось, что несмотря на наличие всех консервативных мотивов, присущих тбА-метилтрансферазам, M.Sse9I наиболее гомологична метилазам, узнающим сайт 5'-CATG-3'. Тогда как M.EcoRI и M.MunI относятся к другим классам ДНК-метилтрансфераз. Анализ первичной структуры R.Sse9I, напротив, выявил крайне незначительный уровень гомологии аминокислотной последовательности в целом, но обнаружил существенное сходство с эндонуклеазами рестрикции Muni и EcoRI в пространственном расположении элементов вторичной структуры и локализации ключевых аминокислотных остатков, вовлеченных в специфичное узнавание сайта-мишени и катализ. Показана высокая гомология C.Sse9I с последовательностями контрольных белков систем РМ, а перед геном sse9IC, в районе предполагаемого промотора обнаружена последовательность, которая с большой вероятностью служит местом связывания С-белка.

Вся система рестрикции-модификации Sse9I кодируется тремя последовательно расположенными генами sse9IC-sse9IR-sse9IM. Подобное расположение генов в опероне не является необычным для систем рестрикции-модификации, но некоторые особенности организации оперона определённо представляют интерес. Во-первых, это наличие альтернативных старт-кодонов у генов sse9IC и sse9IR, присутствие которых может быть связано с регуляцией экспрессии гена эндонуклеазы рестрикции. Во-вторых, очень близкое расположение предполагаемого С-бокса к стартовому кодону гена, кодирующего С-белок. В-третьих, размер гена sse9IR (531 п.н.) оказался значительно меньше, чем у большинства генов эндонуклеаз рестрикции типа II, которые состоят примерно из 700-1500 п.н. Соответственно, и сам белок R.Sse9I (всего 176 аминокислотных остатков) является одним из самых маленьких среди эндонуклеаз рестрикции. В то же время тот факт, что аминокислотная последовательность R.Sse9I обладает наибольшим сходством с участками R.EcoRI и R.MunI, вовлеченными в процесс узнавания тетрануклеотида ААТТ, подтверждает существование общего механизма специфичного узнавания субстрата у ферментов данной группы.

Логическим продолжением данной работы будет, во-первых, клонирование обоих вариантов гена sse9IC, получение рекомбинантного белка C.Sse9I и подтверждение факта его связывания с С-боксом. Во-вторых, изучение влияния C.Sse9I на экспрессию генов sse9IR и sse9IM. В-третьих, несомненный интерес представляет получение рекомбинантной эндонуклеазы рестрикции Sse9I в кристаллическом виде и проведение её рентгено-структурного анализа, опираясь на данные по рестриктазам Muni и EcoRI.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Гончар, Данила Александрович, 2007 год

1. Абдурашитов М.А., Беличенко O.A., Шевченко A.B., Дегтярев С.Х. 1996. N.BstSE сайт-специфическая никаза из Bacillus stearothermophilus SE-589. Молекулярная биология. 30, 1261-1267.

2. Абдурашитов М.А., Охапкина С.С., Нетесова H.A., Голикова Л.Н., Гончар Д.А., Дегтярев С.Х. 2003. Уникальная система рестрикции-модификации Faul: клонирование и сравнительный анализ структуры белков. Молекулярная биология. 37, 619-624.

3. Белавин П.А., Дедков B.C., Дегтярев С.Х. 1988. Метод определения эндонуклеаз рестрикции в колониях бактерий. Прикл. Биохим. Микробиол. 24,121-124.

4. Боринская С.А., Янковский Н.К. 1999. Структура прокариотических геномов. Молекулярная биология. 33, 941-957.

5. Воробьева О.В., Васильев С.А., Карягина A.C., Орецкая Т.С., Кубарева Е.А. 2000. Анализ контактов между ДНК и белком в комплексе метилтрансфераза &о11-промоторная область генов системы рестрикции-модификации ¿VöII. Молекулярная биология. 34, 174-180.

6. Дегтярев С.Х., Колыхалов A.A., Речкунова Н.И., Дедков B.C. 1989. Установление субстратной специфичности эндонуклеазы рестрикции Faul. Биоорг. химия. 15,130-132.

7. Дегтярев С.Х., Колыхалов A.A., Речкунова Н.И. и др. 1990. Bsil -новая необычная эндонуклеаза рестрикции. Молекулярная биология. 24, 244-247.

8. Дегтярев С.Х., Речкунова Н.И. 1988. Определение чистоты препаратов эндонуклеаз рестрикции. Изв. Сиб. Отд. Акад. Наук СССР. 14,102-105.

9. Железная J1.A., Кайнов Д.Е., Юнусова А.К., Матвиенко Н.И. 2003. Регуляторный С-белок системы модификации-рестрикции EcoRV. Биохимия. 68, 125-132.

10. Краев А.С, Кравец А.Н., Чернов Б.К., Скрябин К.Г., Баев A.A. 1985. Система рестрикции-модификации EcoRV: гены, ферменты, синтетические субстраты. Молекулярная биология. 19, 278-284.

11. Льюин Б. 1987. Гены. М.: «Мир». 1-544.

12. Соловьев В.В., Кель А.Э., Рогозин И.Б., Колчанов H.A. 1988. Использование ЭВМ в молекулярной биологии. Учеб. Пособие. Новосиб. Унт. Новосибирск. 1-92.

13. Щелкунов С.Н. 1994. Генетическая инженерия: Учеб. пособие в 2 ч. Ч. 1. Новосибирск: Изд-во Новосиб. ун-та. 1-304.

14. Янулайтис А. 1989. Ферменты рестрикции модификации и их применение. Итоги науки и техники. Биотехнология. ВИНИТИ. 17, 1-203.

15. Ahmad I., Rao D.N. 1996. Chemistry and biology of DNA methyltransferases. CRCRev. Biochem. Mol. Biol. 31, 361-380.

16. Anderson J.E. 1993. Restriction endonucleases and modification methylases. Curr. Opin. Struct. Biol. 3, 24-30.

17. Aravind L., Makarova K.S., and Koonin E.V. 2000. Survey and summary: holliday junction resolvases and related nucleases: identification of new families, phyletic distribution and evolutionary trajectories. Nucleic Acids Res. 28, 34173432.

18. Arrand J.R., Myers P.A. 1978. A new restriction endonuclease from Streptomyces albus G.J. Mol. Biol. 118,127-135.

19. Beese L.S., and Steitz T.A. 1991. Structural basis for the 3'-5' exonuclease activity of Escherichia coli DNA polymerase I: a two metal ion mechanism. EMBOJ. 10, 25-33.

20. Behrens В., Noyer-Weidner M., Pawlek В., Lauster R., Balganesh T.S., Trautner T.A. 1987. Organization of multispecific DNA methyltransferases encoded by temperate Bacillus subtilis phages. EMBO J. 6,1137-1142.

21. Bickle T.A., and Kriiger D.H. 1993. Biology of DNA restriction. Microbiol. Rev. 57,434-450.

22. Bolivar F., Rodriguez R.L., Greene P.J., Betlach M.C., Heyneker H.L., Boyer H.W., Crosa J.H., Falkow S. 1977. Construction and characterization of new cloning vehicles. A multipurpose cloning system. Gene. 2,95.

23. Bujnicki J.M. 2000. Phylogeny of the restriction endonuclease-like superfamily inferred from comparison of protein structures. J. Mol. Evol. 50, 39-44.

24. Bujnicki J.M., Radlinska M., Zaleski P., Piekarowicz A. 2001. Cloning of the Haemophilus influenzae Dam methyltransferase and analysis of its relationship to the Dam methyltransferase encoded by the HP1 phage. Acta Biochim. Pol. 48, 969-983.

25. Bujnicki J.M., Rychlewski L., Radlinska M. 2001. Polyphyletic evolution of type II restriction enzymes revisited: two independent sources of second-hand folds revealed. Trends Biochem. Sci. 26, 9-11.

26. Calvin K., Blumenthal R.M. 1995. Characterization of pPvul, the autonomous plasmid from Proteus vulgaris that carries the genes of the PvuW restriction-modification system. Gene. 157,73-79.

27. Campbell J.L., Kleckner N. 1990. E. coli oriC and the dnaA gene promoter are sequestered from dam methyltransferase following the passage of the chromosomal replication fork. Cell. 62, 967-979.

28. Carugo O., Argos P. 1997. NADP-dependent enzymes. II: Evolution of the mono- and dinucleotide binding domains. Proteins. 28,29-40.

29. Chambers S.P., Prior S.E., Barstow D.A., Minton N.P. 1998. The pMTLnic" cloning vectors. I. Improved pUC polylinker regions to facilitate the use of sonicated DNA for nucleotide sequencing. Gene. 68,139-149.

30. Chang A.C.Y. and Cohen S.N. 1978. Construction and characterization of amplifiable multicopy DNA cloning vehicles derived from the pl5A cryptic miniplasmid. J.Bacteriol. 134, 1141-1156.

31. Cheng X. 1995 (1). Structure and function of DNA methyltransferases. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 124, 293-318.

32. Cheng X. 1995 (2). DNA modification by methyltransferases. Curr. Opin. Struct. Biol. 5,4-10.

33. Cheng X., Kumar S., Posfai J., Pflugrath J.W., Roberts R.J. 1993. Crystal structure of the Hhäl DNA methyltransferase complexed with S-adenosyl-L-methionine. Cell. 74,299-307.

34. Dedkov V.S., Rechkunova N.I., Prihod'ko E.A., et al. 1995. CciNI, an isoschizomer of NotI from Curtobacterium citreum recognizes 5'-GC j Cocoes'. Gene. 157, 99-100.

35. Deibert M., Grazulis S., Janulaitis A., Siksnys V., Huber R. 1999. Crystal structure of Muni restriction endonuclease in complex with cognate DNA at 1. 7Ä resolution. EMBOJ., 18, 5805-5816.

36. Dryden D.T. Bacterial DNA Methyltransferases. 1999. In: S-adenosylmethionine-dependent methyltransferases: structures and functions. Eds. Cheng X., Blumenthal R.M. Singapore: World Scientific. 283-340.

37. Dryden D.T., Murray N.E., Rao D.N. 2001. Nucleoside triphosphate-dependent restriction enzymes. Nucleic Acids Res. 29, 3728-3741.

38. Dunn D.B., Smith J.D. 1955. Occurrence of a new base in the deoxyribonucleic acid of a strain of Bacterium coli. Nature. 175, 336-337.

39. Eberhard J., Oza J., Reich N.O. 2001. Cloning, sequence analysis and heterologous expression of the DNA adenine-(N(6)) methyltransferase from the human pathogen Actinobacillus actinomycetemcomitans. FEMS Microbiol. Lett. 195,223-229.

40. Feng D.-F., and Doolittle R.F. 1987. Progressive sequence alignments as a prerequisite to correct phylogenetic trees. J. Mol. Evol. 25, 351-360.

41. Fräser C.M., Gocayne J.D., White O., Adams M.D., Clayton R.A. et al. 1995. The minimal gene complement of Mycoplasma genitalium. Science. 270, 397-403.

42. Galburt E.A., Chevalier B., Tang W., Jurica M.S., Flick K.E., Monnat R.J., Stoddard B.L. 1999. A novel endonuclease mechanism directly visualized for I-Ppol. Nature Struct. Biol. 6, 1096-1099.

43. Goldman S., Navon Y., Fish F. 1987. Phase variation in Bordetella pertussis is accompanied by changes in DNA modification. Microb. Pathog. 2, 327-338.

44. Gong W., O'Gara M., Blumenthal R.M., Cheng X. 1997. Structure of PvwII DNA-(cytosine N4) methyltransferase, an example of domain permutation and protein fold assignment. Nucleic Acids Res. 25,2702-2715.

45. Gowher H., Leismann O., Jeltsch A. 2000. DNA of Drosophila melanogaster contains 5-methylcytosine. EMBOJ. 19, 6918-6923.

46. Greene P.J., Poonian M.S. 1975. Restriction and modification of a self-complementary octanucleotide containing the EcoRI substrate. J. Mol. Biol. 99, 237-261.

47. Greene P.J., Gupta M., Boyer H. 1981. Sequence analysis of DNA encoding the EcoRl endonuclease and methylase. J. Biol. Chem. 256, 143-153.

48. Guyot J.B., Grassi J., Hahn U., Guschlbauer W. 1993. The role of the preserved sequences of Dam methylase. Nucleic Acids Res. 21,3183-3190.

49. Hadi S.M., Bachi B., Iida S., Bickle T.A. 1983. DNA restriction-modification enzymes of phage PI and plasmid pl5B. Subunit functions and structural homologies. J. Mol. Biol. 165,19-34.

50. Heidmann S., Seifert W., Kessler C., Domdey H. 1989. Cloning, characterization and heterologous expression of the Smal restriction-modification system. Nucleic Acids Res. 17, 9783-9796.

51. Heithoff D.M., Sinsheimer R.L., Low D.A., Mahan M.J. 1999. An essential role for DNA adenine methylation in bacterial virulence. Science. 284, 967-970.

52. Heitman J. 1992. How the EcoRI endonuclease recognizes and cleaves DNA. BioEssays. 14,445-454.

53. Heitman J. 1993. On the origins, structures and functions of restriction-modification enzymes. Genet. Eng. 15,57-108.

54. Himmelreich R., Hilbert H., Plagens H., Pirkl E., Li B.C., Herrman R., et al. 1996. Complete sequence analysis of the genome of the bacterium Mycoplasma pneumoniae. Nucleic Acids Res. 24,4420-4449.

55. Horton J.R., and Cheng X. 2000. PvuII endonuclease contains two calcium ions in active sites. J. Mol. Biol. 300,1049-1056.

56. Horton J.R., Blumenthal R.M., Cheng X. 2004. Restriction endonucleases: structure of the conserved catalytic core and the role of metal ions in DNA cleavage. In: Restriction Endonucleases. Pingoud A. (ed.). Springer. Berlin, pp. 361-392.

57. Horton N.C., and Perona J.J. 2004. DNA cleavage by EcoRV endonuclease: two metal ions in three metal ion binding sites. Biochemistry. 43, 6841-6857.

58. Hotchkiss R.D. 1948. The quantitative separation of pureness, pyrimidines, and nucleosides by paper chromatography. J. Biol. Chem. 168,315-332.

59. Huai Q., Colandene J.D., Chen Y., Luo F., Zhao Y., Topai M.D., Ke H. 2000. Crystal structure of Nael an evolutionary bridge between DNA endonuclease and topoisomerase. EMBOJ. 19,3110-3118.

60. Hubbard T.J.P., Murzin A.G., Brenner S.E., Chothia C. 1997. SCOP: a structural classification of proteins database. Nucleic Acids Res. 25,236-239.

61. Ives C.L., Nathan P.D., and Brooks J.E. 1992. Regulation of the BamHI restriction-modification system by a small intergenic open reading frame, bamHIC, in both Escherichia coli and Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 174, 7194-7201.

62. Janosi L., Yonemitsu H., Hong H., Kaji A. 1994. Molecular cloning and expression of a novel hydroxymethylcytosine- specific restriction enzyme (PvwRtslI) modulated by glucosylation of DNA. J. Mol. Biol. 242, 45-61.

63. Janulaitis A., Klimasauskas S., Petrusyte M., Butkus V. 1983. Cytosine modification in DNA by Bcnl methylase yields N4-methylcytosine. FEBS Lett. 161,131-134.

64. Janulaitis A., Petrusyte M., Maneliene Z., Klimasauskas S., Butkus V. 1992. Purification and properties of the Eco51\ restriction endonuclease and methylase-prototypes of a new class (type IV). Nucleic Acids Res. 20, 6043-6049.

65. Janulaitis A., Vaisvila R., Timinskas A., Klimasauskas S., Butkus V. 1992. Cloning and sequence analysis of the genes coding for Eco51\ type IV restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res. 20,6051-6056.

66. Jeltsch A. 1994. Die restriktionsendonuklease EcoRI: Untersuchungen zur evolution, linearen diffusion, DNA-erkennung und zum mechanismus der DNAspaltung. Doctoral thesis. Universität Hannover, Germany.

67. Jeltsch A., Alves J., Maass G., Pingoud A. 1992. Hypothesis on the catalytic mechanism of EcoRI and EcoRV. FEBS Lett. 314,4-8.

68. Jeltsch A., Alves J., Wolfes H., Maass G., Pingoud A. 1993. Substrate-assisted catalysis in the cleavage of DNA by the EcoRI and EcoRV restriction enzymes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 90, 8499-8503.

69. Jeltsch A., Alves J., Wolfes H., Maass G., Pingoud A. 1994. Pausing of the restriction endonuclease EcoRI during linear diffusion on DNA. Biochemistry. 33, 10215-10219.

70. Jeltsch A., Kröger M., and Pingoud A. 1995. Evidence for an evolutionary relationship among type-II restriction endonucleases. Gene. 160, 7-16.

71. Jeltsch A., and Pingoud A. 1998. Kinetic characterization of linear diffusion of the restriction endonuclease EcoRV on DNA. Biochemistry. 37,2160-2169.

72. Jeltsch A., Pleckaityte M., Selent U., Wolfes H., Siksnys V., Pingoud A. 1995. Evidence for substrate-assisted catalysis in the DNA cleavage of several restriction endonucleases. Gene. 157,157-162.

73. Johnson M.S., Sutcliffe M.J., Blundell T.L. 1990. Molecular anatomy: Phyletic relationships derived from three-dimensional structures of proteins./. Mol. Evol. 30,43-59.

74. Kan N.C., Lautenberger J.A., Edgell M.H., Hutchison C.A. 1979. The nucleotide sequence recognized by the Escherichia coli Kl2 restriction and modification enzymes./. Mol. Biol. 130,191-209.

75. Kelleher J. and Raleigh E.A. 1991. A normal activity in Escherichia coli K12 that directs restriction of DNA modified at CG dinucleotides. J. Bacteriol. 173, 5220-5223.

76. King G., Murray N.E. 1994. Restriction enzymes in cells, not eppendorfs. Trends Microbiol. 2,465-469.

77. Kita K., Kotani H., Sugisaki H., Takanami M. 1989. The Fokl restriction-modification system. I. Organization and nucleotide sequences of the restriction and modification genes. J. Biol. Chem. 264, 5751-5756.

78. Kita K., Suisha M., Kotani H., Yanase H., Kato N. 1992. Cloning and sequence analysis of the StsI restriction-modification gene: presence of homology to Fokl restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res. 20,4167-4172.

79. Klimasauskas S., Kumar S., Roberts R.J. and Cheng X. 1994. Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell. 76,357-369.

80. Klimasauskas S., Timinskas A., Menkevicius S., Butkiene D., Butkus V., Janulaitis A. 1990. Sequence motifs characteristic of DNA cytosine-N4. methyltransferases: similarity to adenine and cytosine-C5 DNA-methylases. Exp.Biol. 1,4-12.

81. Knowle D., Lintner R.E., Tourna Y.M., and Blumenthal R.M. 2005. Nature of the promoter activated by C.PvuII, an unusual regulatory protein conserved among restriction-modification systems. J. Bacteriol. 187,488-497.

82. Korona R., Korona B., Levin B.R. 1993. Sensitivity of naturally occurring coliphages to type I and type II restriction and modification. J. Gen. Microbiol. 139,1283-1290.

83. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. 1993. Conserved sequence motif DPPY in region IV of the phage T4 Dam DNA-N6-adenine.-methyltransferase is important for S-adenosyl-L-methionine binding. Nucleic Acids Res. 21,4659-4662.

84. Kossykh V.G., Schlagman S.L. and Hattman S.M. 1995. Phage T4 DNA N6-adenine.-methyltransferase. Overexpression, purification, and characterization. J. Biol. Chem. 270,14389-14393.

85. Kovall R.A., and Matthews B.W. 1998. Structural, functional and evolutionary relationships between lambda-exonuclease and the type II restriction endonucleases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95, 7893-7897.

86. Kumar S., Cheng X., Klimasauskas S., Sha M., Posfai J., Roberts R.J., Wilson G.G. 1994. The DNA (cytosine-5) methyltransferases. Nucleic Acids Res. 22,1-10.

87. Laemmli, U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227, 680-685.

88. Lambert C, Leonard N, De Bolle X, Depiereux E. 2002. ESyPred3D: Prediction of proteins 3D structures. Bioinformatics. 18, 1250-1256.

89. Lauster R., Trautner T.A., and Noyer-Weidner M. 1989. Cytosine-specific type II DNA-methyltransferases: a conserved enzyme core with variable target-recognizing domains. J. Mol. Biol. 206, 305-312.

90. Lindroth A.M., Cao X., Jackson J.P., Zilberman D., McCallum C.M., Henikoff S., Jacobsen S.E. 2001. Requirement of CHROMOMETHYLASE3 for maintenance of CpXpG methylation. Science. 292,2077-2080.

91. Lu M., Campbell J.L., Boye E., Kleckner N. 1994. SeqA: a negative modulator of replication initiation in E.coli. Cell. 77,413-426.

92. Lukacs C.M., and Aggarwal A.K. 2001. Bglll and Muni: what a difference a base makes. Curr. Opin. Struct. Biol. 11,14-18.

93. Lukacs C.M., Kucera R., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 2000. Understanding the immutability of restriction enzymes: crystal structure of Bglll and its DNA substrate at 1.5 À resolution. Nat. Struct. Biol. 7, 134-140.

94. Lunnen K.D., Barsomian J.M., Camp R.R. 1988. Cloning type-II restriction and modification genes. Gene. 74,25-32.

95. Malone T., Blumenthal R.M., Cheng X. 1995. Structure, guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyl-transferases and suggests a catalytic mechanism for these enzymes. J. Mol. Biol. 253, 618-632.

96. Martin A.M., Sam M.D., Reich N.O., Perona J.J. 1999. Structural and energetic origins of indirect readout in site-specific DNA cleavage by a restriction endonuclease. Nature Struct. Biol. 6,269-277.

97. May B.J., Zhang Q., Li L.L., Paustian M.L., Whittam T.S., Kapur V. 2001. Complete genomic sequence of Pasteurella multocida, Pm70. Proc. Natl. Acad. Set U.S.A. 98, 3460-3465.

98. McClarin J.A., Frederick C.A., Wang B.C., Greene P., Boyer H.W., Grable J., Rosenberg J.M. 1986. Structure of the DNA-EcoRI endonuclease recognition complex at 3 Â resolution. Science. 234, 1526-1541.

99. McGeehan J.E., Streeter S.D., Papapanagiotou I., Fox G.C., and Kneale G.G. 2005. High-resolution crystal structure of the restriction-modification controller protein C.Ahdl from Aeromonas hydrophila. J. Mol. Biol. 346, 689-701.

100. Meisel A., Bickle T.A., Kruger D.H., Schroeder C. 1992. Type-Ill restriction enzymes need two inversely oriented recognition sites for DNA cleavage. Nature. 355,467-469.

101. Meisel A., Mackeldanz P., Bickle T.A., Kruger D.H., Schroeder C. 1995. Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. EMBOJ. 14,2958-2966.

102. Miner Z., Hattman S. 1988. Molecular cloning, sequencing, and mapping of the bacteriophage T2 dam gene. J. Bacteriol. 170,5177-5184.

103. Modrich P. 1989. Methyl-directed DNA mismatch correction. J. Biol. Chem. 264, 6597-6600.

104. Naito T., Kusano K., Kobayashi I. 1995. Selfish behavior of restriction-modification systems. Science. 267, 897-899.

105. Neidle S. 1994. DNA structure and recognition. IRL Press, New York.

106. Nelson M., Christ C., Schildkraut I. 1984. Alteration of apparent restriction endonuclease recognition specificities by DNA methylases. Nucleic Acids Res. 12, 5165-5173.

107. New England Biolabs Catalog. 1995. New England Biolabs, Inc. 32 Tozer Road Beverly, MA 01915-5599, USA. P. 8.

108. New England Biolabs Catalog. 2005-2006. New England Biolabs, Inc. 32 Tozer Road Beverly, MA 01915-5599, USA. P. 230-247.

109. Newman A.K., Rubin R.A., Kim S.H., Modrich P. 1981. DNA sequences of structural genes for EcoRI DNA restriction and modified enzymes. J. Biol. Chem. 256,2131-2139.

110. Newman M., Strzelecka T., Dorner L.F., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 1994. Structure of restriction endonuclease BamHI and its relationship to EcoRI. Nature. 368, 660-664.

111. Nikolajeva S., Beyer A., Friedel M., Hollunder J., Wilhelm T. 2005. Common patterns in type II restriction enzyme binding sites. Nucleic Acids Res. 33, 27262733.

112. O'Gara M., McCloy K., Malone T., Cheng X. 1995. Structure-based alignment of three AdoMet-dependent methyltransferases. Gene. 157,135-138.

113. Pearson W.R., Lipman D.J. 1988. Improved tools for biological sequence comparison. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 85,2444-2448.

114. Pingoud A., Jeltsch A. 1997. Recognition and cleavage by type-II restriction endonucleases. Eur. J. Biochem. 246, 1-22.

115. Pingoud A., Jeltsch A. 2001. Structure and function of type II restriction endonucleases. Nucleic Acids Res. 29, 3705-3727.

116. Pingoud A., Fuxreiter M., Pingoud V., Wende W. 2005. Type II restriction endonucleases: structure and mechanism. Cell. Mol. Life Sci. 62,685-707.

117. Pingoud V., Sudina A., Geyer H., Bujnicki J.M., Lurz R., Lûder G., Morgan R., Kubareva E., Pingoud A. 2005. Specificity changes in the evolution of Type II restriction endonucleases. J. Biol. Chem. 280,4289-4298.

118. Polaczek P., Kwan K., Liberies D.A., Campbell J.L. 1997. Role of architectural elements in combinatorial regulation of initiation of DNA replication in Escherichia coli. Mol. Microbiol. 26, 261-275.

119. Raleigh E.A. and Wilson G. 1986. Escherichia coli K-12 restricts DNA containing 5-methylcytosine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 83, 9070-9074.

120. Ramalingam R., Prasad R., Shivapriya R., Dharmalingam K. 1992. Molecular cloning and sequencing of mcrA locus and identification of McrA protein in Escherichia coli. J. Biosci. 17, 217-232.

121. Reinisch K.M., Chen L., Verdine G.L., Lipscomb, W.N. 1995. The crystal structure of HaeIII methyltransferase covalently complexed to DNA: an extrahelical cytosine and rearranged base pairing. Cell. 82, 143-153.

122. Revel H.R. 1967. Restriction of nonglucosylated T-even bacteriophage: properties of permissive mutants of Escherichia coli B and K12. Virology. 31, 688701.

123. Roberts R.J. 1978. Restriction and modification enzymes and their recognition sequences. Gene. 4,183-193.

124. Roberts R.J., Belfort M., Bestor T. et al. 2003. A nomenclature for restriction enzymes, DNA-methyltransferases, homing endonucleases and their genes. Nucleic Acids Res. 31,1805-1812.

125. Roberts R.J., Halford S.E. 1993. Type II restriction endonucleases. In: Nucleases, 2nd edn., ed. Linn S.M., Lloyd R.S., Roberts R.J. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, N.Y. 35-88.

126. Roberts R.J., Vincze T., Posfai J. and Macelis D. 2003. REBASE: restriction enzymes and methyltransferases. Nucleic Acids Res. 31, 418-420.

127. Roberts R.J., Vincze T., Posfai J. and Macelis D. 2005. REBASE restriction enzymes and DNA methyltransferases. Nucleic Acids Res. 33, D230-D232.

128. Robinson C.R., Sligar S.G. 1998. Changes in solvation during DNA binding and cleavage are critical to altered specificity of the EcoRJ endonuclease. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95,2186-2191.

129. Sambrook J., Fritsch E.F. and Maniatis T. 1989. Molecular Cloning: A laboratory manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York.

130. Sapranauskas R., Sasnauskas G., Lagunavicius A., Vilkaitis G., Lubys A., Siksnys V. 2000. Novel subtype of type lis restriction enzymes. J. Biol. Chem. 275,30878-30885.

131. Seeber S., Kessler C., and Gotz F. 1990. Cloning, expression and characterization of the Sau3AI restriction and modification genes in Staphylococcus carnosus TM300. Gene. 94, 37-43.

132. Shields S.L., Burbank D.E., Grabherr R., Van Etten J.L. 1990. Cloning and sequencing the cytosine methyltransferase gene M.CviJI from Chlorella virus IL-3A. Virology. 176, 16-24.

133. Schluckebier G., Labahn J., Granzin J., Schildkraut I. and Saenger W. 1995. A model for DNA binding and enzyme action derived from crystallographic studies of the Taql N6-adenine-methyltransferase. Gene. 157,131-134.

134. Schluckebier G., O'Gara M., Saenger W., Cheng X. 1995. Universal catalytic domain structure of AdoMet-dependent methyltransferases. J. Mol. Biol. 247, 1620.

135. Siebert P.D., Chenchik A., Kellog D.E., Lukyanov K.A. 1995. An improved PCR method for walking in uncloned genomic DNA. Nucleic Acids Res. 23, 10871088.

136. Siksnys V., Skirgaila R., Sasnauskas G., Urbanke C., Cherny D., Grazulis S., Huber R. 1999. The CfrlOI restriction enzyme is functional as a tetramer. J. Mol. Biol. 291, 1105-1118.

137. Siksnys V., Timinskas A., Klimasauskas S., Butkus V., Janulaitis A. 1995. Sequence similarity among type-II restriction endonucleases, related by their recognized 6-bp target and tetranucleotide-overhang cleavage. Gene. 157, 311-314.

138. Siksnys V., Zareckaja N., Vaisvila R., Timinskas A., Stakenas P., Butkus V., Janulaitis A. 1994. CAATTG-specific restriction-modification muni genes from Mycoplasma: sequence similarities between R.MunI and R.EcoRI. Gene. 142,1-8.

139. Simoncsits A., Tjôrnhammar M.L., Raskô T., Kiss A., Pongor S. 2001. Covalent joining of the subunits of a homodimeric type II restriction endonuclease: single-chain PvuII endonuclease. J. Mol. Biol. 309, 89-97.

140. Smith H.O., Annau T.M., Chandrasegaran S. 1990. Finding sequence motifs in groups of functionally related proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 87, 826-830.

141. Smith C.L., Klco S.R. and Cantor C.R. 1987. In: Davies K. (ed.). Genome Analysis: A Practical Approach. IRL Press. Oxford. UK.

142. Smith H.O. and Nathans D. 1973. A suggested nomenclature for bacterial host modification and restriction systems and their enzymes. J. Mol. Biol. 81,419423.

143. Smith M.A., Read C.M., Kneale G.G. 2001. Domain structure and subunit interactions in the type I DNA methyltransferase M.EcoR\2A\. J. Mol. Biol. 314, 41-50.

144. Sohail A., Ives C.L., Brooks J.E. 1995. Purification and characterization of C.BamHI, a regulator of the BamHI restriction-modification system. Gene. 157, 227-228.

145. Stahl F., Wende W., Jeltsch A., Pingoud A. 1996. Introduction of asymmetry in the naturally symmetric restriction endonuclease EcoRV to investigateintersubunit communication in the homodimeric protein. Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 93, 6175-6180.

146. Stefan C., Xia Y., Van Etten J.L. 1991. Molecular cloning and characterization of the gene encoding the adenine methyltransferase M.CviRI from Chlorella virus XZ-6E. Nucleic Acids Res. 19,307-311.

147. Sternberg N., Coulby J. 1990. Cleavage of the bacteriophage PI packaging site (pac) is regulated by adenine methylation. Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 87, 8070-8074.

148. Stewart F.J., Raleigh E.A. 1998. Dependence of McrBC cleavage on distance between recognition elements. Biol. Chem. 319, 611-616.

149. Stewart F.J., Panne D., Bickle T.A. and Raleigh E.A. 2000. Methyl-specific DNA binding by McrBC, a modification-dependent restriction enzyme. J. Mol. Biol. 298,611-622.

150. Stöver T., Köhler E., Fagin U., Wende W., Wolfes H., Pingoud A. 1993. Determination of the DNA bend angle induced by the restriction endonuclease EcoRV in the presence of Mg2+. J. Biol. Chem. 268, 8645-8650.

151. Studier F. W., Bandyopadhyay P.K. 1988. Model for how type I restriction enzymes select cleavage sites in DNA. Proc. Nat. Acad. Sei. USA. 85,4677-4681.

152. Sugisaki H., Kita K., Takanami M. 1989. The Fok\ restriction modification system II. Presence of two domains in Fokl methylase responsible for modification of different DNA strands. J. Biol. Chem. 264,5757-5761.

153. Tao T., and Blumenthal R.M. 1992. Sequence and characterization ofpvuIIR, the PvuII endonuclease gene, and oipvuIIC, its regulatory gene. J. Bacteriol. 174, 3395-3398.

154. Tao T., Bourne J.C., Blumenthal R.M. 1991. A family of regulatory genes associated with type II restriction- modification systems. J. Bacteriol. 173, 13671375.

155. Taylor J.D., Badcoe I.G., Clarke A.R., Haiford S.E. 1991. EcoRV restriction endonuclease binds all DNA sequences with equal affinity. Biochemistry. 30, 8743-8753.

156. Thielking V., Selent U., Köhler E., Landgraf Z., Wolfes H., Alves J., Pingoud A. 1992. Mg2+ confers DNA binding specificity to the EcoRV restriction endonuclease. Biochemistry. 31, 3727-3732.

157. Timinskas A., Butkus V., Janulaitis A. 1995. Sequence motifs characteristic for DNA cytosine-N4. and DNA [adenine-N6] methyltransferases. Classification of all DNA methyltransferases. Gene. 157,3-11.

158. Tomb J.F., White 0., Kerlavage A.R., Clayton R.A., Sutton G.G. et al. 1997. The complete genome sequence of the gastric pathogen Helicobacter pylori. Nature. 388, 539-547.

159. Torreblanca J., Casadesus J. 1996. DNA adenine methylase mutants of Salmonella typhimurium and a novel dam- regulated locus. Genetics. 144, 15-26.

160. Tran P.H., Korszun Z.R., Cerritelli S., Springhorn S.S., Lacks S.A. 1998. Crystal structure of the DpnM DNA adenine methyltransferase from the Dpnll restriction system of Streptococcus pneumoniae bound to S-adenosylmethionine. Structure. 6, 1563-1575.

161. Van Etten J.L., Xia Y., Burbank D.E. 1989. Viruses infecting a eukaryotic green alga are a new source of DNA methyltransferases and DNA site-specific endonucleases. J. Cell Biochem. Suppl. 0, 199.

162. Venclovas C., Timinskas A., Siksnys V. 1994. Five-stranded ß-sheet sandwiched with two a-helices: a structural link between restriction endonucleases EcoRI and EcoRV. Proteins. 20, 279-282.

163. Vertino P.M. Eukaryotic DNA Methyltransferases. 1999. In: S-adenosylmethionine-dependent methyltransferases: structures and functions. Eds. Cheng X., Blumenthal R.M. Singapore: World Scientific, 341-372.

164. Vijesurier R.M., Carlock L., Blumenthal R.M., Dunbar J.C. 2000. Role and mechanism of action of C.PvuII, a regulatory protein conserved among restriction-modification systems. J. Bacteriol. 182,477-487.

165. Wah D.A., Hirsch J.A., Dorner L.F., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 1997. Structure of the multimodular endonuclease Fokl bound to DNA. Nature. 388, 97100.

166. Wah D.A., Bitinaite J., Schildkraut I., Aggarwal A.K. 1998. Structure of Fokl has implications for DNA cleavage. Proc. Natl Acad. Sei. USA. 95,10564-10569.

167. Wahnon D.C., Shier V.K., Benkovic S.J. 2001. Mechanism-based inhibition of an essential bacterial adenine DNA methyltransferase: rationally designed antibiotics. J. Am. Chem. Soc. 123,976-977.

168. Waite-Rees P.A., Keating C.J., Moran L.S., Slatko B.E., et al. 1991. Characterization and expression of the Escherichia coli Mrr restriction system. J. Bacteriol. 173, 5207-5219.

169. Walsh C.P., Chaillet J.R., Bestor T.H. 1998. Transcription of IAP endogenous retroviruses is constrained by cytosine methylation. Nat. Genet. 20,116-117.

170. Webb J.L., King G., Ternent D., Titheradge A.J., Murray N.E. 1996. Restriction by EcoYA is enhanced by co-operative interactions between target sequences and is dependent on DEAD box motifs. EMBOJ. 15,2003-2009.

171. Wenner J.R., and Bloomfield V.A. 1999. Buffer effects on EcoRV kinetics as measured by fluorescent staining and digital imaging of plasmid cleavage. Anal. Biochem. 268,201-212.

172. Willcock D.F., Dryden D.T., Murray N.E. 1994. A mutational analysis of the two motifs common to adenine methyl transferases. EMBOJ. 13,3902-3908.

173. Wilson G.G. 1992. Amino acid sequence arrangements of DNA-methyltransferases. Methods Enzymol. 216,259-279.

174. Wilson G.G., and Murray N.E. 1991. Restriction and modification systems. Annu. Rev. Genet. 25, 585-627.

175. Windolph S., and Alves J. 1997. Influence of divalent cations on inner-arm mutants of restriction endonuclease EcoRI. Eur. J. Biochem. 244,134-139.

176. Winkler F.K. 1992. Structure and function of restriction endonucleases. Curr. Opin. Struct. Biol. 2,93-99.

177. Wintjens R., and Rooman M. 1996. Structural classification of HTH DNA binding domains and protein-DNA interaction modes. J. Mol. Biol. 262,294-313.

178. Xia Y., Burbank D., Uher L. et al. 1987. IL-3A virus infection of Chlorella-like green alba induces a DNA-restriction endonuclease with novel sequence specifity. Nucleic Acids Res. 15, 1063.

179. Yoder J.A., Walsh C.P., Bestor T.H. 1997. Cytosine methylation and the ecology of intragenomic parasites. Trends Genet. 13,335-340.

180. Yuan R. 1981. Structure and mechanism of multifunctional restriction endonucleases. Annu. Rev. Biochem. 50,285-315.

181. Yanisch-Perron C., Vieira J., Messing J. 1985. Improved M13 phage cloning vectors and host strains: nucleotide sequences of the M13mpl8 and pUC19 vectors. Gene. 33,103-119.

182. Zhang J. and Madden T.L. 1997. PowerBLAST: A new network BLAST application for interactive or automated sequence analysis and annotation. Genome Res. 7,649-656.

183. Zabarovsky E.R., Allikmets R.L. 1986. An improved technique for the efficient construction of gene libraries by partial filling-in of cohesive ends. Gene. 42,119-123.