Динамика образования и элиминации фосфорилированного гистона Н2АХ в клетках млекопитающих после рентгеновского облучения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Фирсанов, Денис Владимирович

• Фирсанов, Денис Владимирович
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Фирсанов, Денис Владимирович

Список сокращений.

Введение.

I. Обзор итературы.

1. Индукция и репарация двунитевых разрывов ДНК.

1.1. Сложные повреждения ДНК.

1.2. Двунитевые разрывы ДНК: простой случай сложных повреждений.

1.3. Репарация путем гомологичной рекомбинации.

1.4. Негомологичное воссоединение концов.

2. Динамика хроматина и репарация двунитевых разрывов ДНК.

2.1. Структура хроматина.

2.2. Структура хроматина и репарация двунитевых разрывов ДНК.

2.3. Дестабилизация хромосом способствует убикитинированию хроматина.

3. Фосфорилирование Н2АХ в сайтах двунитевых разрывов ДНК в культивируемых клетках млекопитающих и тканях.

3.1. Протеин киназы, вовлеченные в фосфорилирование Н2АХ.

3.2. Механизмы индукции и дефосфорширования у-Н2АХ во время репарации двунитевых разрывов ДНК.

3.3. Локализация фокусов у-Н2АХв контексте хроматина.

3.4. Кинетика фосфорилирования/дефосфорилирования Н2АХ в культивируемых клетках млекопитающих.

3.5. Фосфорилирование Н2АХ после малых доз ионизирующего облучения.

3.6. «Эффект свидетеля» после облучения.

3.7. Фосфорилирование Н2АХ в тканях мышей после генотоксических стрессов.

II. Материалы и методы.

1. Линии клеток.

2. Пациенты.

3. Выделение лимфоцитов из периферической крови человека.

4. Работа с материалом от экспериментальных животных.

5. Рентгеновское облучение.

6. Иммунофлуоресцентный и иммуногистохимический анализ.

6.1. Не прямой гшмунофлуоресценцентный анализ.

6.2. Не прямой иммуногистохимический анализ.

6.3. Приготовление отпечатков тканей, фиксация и гшмуногистохимиядляконфокалъноймикроскопии.

7. Иммуноблоттинг.

8. Приготовление метафазных пластинок хромосом.

9. ПЦР в реальном времени.

10. Микроскопический анализ.

III. Результаты и обсуждения.

1. Исследование фокусов уН2АХ в клеточных культурах после рентгеновского облучения.

2. Форсколин снижает уровень фосфорилирования гистона Н2АХ в клетках человека после ионизирующего облучения.

3. Фосфорилирование гистона ШАХ в лимфоцитах человека.

4. Межтканевые вариации в эффективности фосфорилирования гистона Н2АХ у мышей С57В1 после рентгеновского облучения.

5. Динамика образования и элиминации уН2АХ в тканях сирийского хомячка после рентгеновского облучения.

6. Однократное внутрибрюшинное введение мышам НАДФ+ приводит к увеличению уровня уН2АХ в сердце после рентгеновского облучения животных.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Динамика образования и элиминации фосфорилированного гистона Н2АХ в клетках млекопитающих после рентгеновского облучения»

Актуальность проблемы. Репарация ДНК является фундаментальным клеточным процессом, обеспечивающим стабильность генома. Считается, что ДР ДНК наиболее опасны для дальнейшей судьбы клеток, так как они могут привести к клеточной гибели или неопластической трансформации (Томилин, 2002).

Долгое время оставалось неясным, какие именно факторы обеспечивают правильность воссоединения ДР ДНК. В конце 20-го века было выяснено, что одним из ранних этапов ответа клетки на возникновение ДР после ИО является фосфорилирование гистона ШАХ по серину 139, которое происходит в мегабазных доменах хроматина вокруг ДР ДНК. Такая фосфорилированная форма Н2АХ носит название уН2АХ, и образующиеся после облучения компактные скопления уН2АХ (фокусы) можно визуализировать в ядрах клеток с помощью специфических антител к фосфорилированному С-концу белка (Rogakou et al., 1998, 1999). Фокусы уН2АХ обнаруживаются также в клетках, обработанных радиомиметиком блеомицином, который используется в противоопухолевой терапии (Tomilin et al., 2001). Фокусы уН2АХ выявляются в клетках уже в первые минуты после ИО. Их количество достигает максимального значения через 3060 мин и коррелирует с количеством ДР в геноме. Показано, что за фосфорилирование Н2АХ ответственны, по крайней мере, три протеинкиназы: ATM, DNA-PK и ATR (Motoyama, Naka, 2004; Stiff et al., 2004). Затем происходит медленная элиминация этих фокусов, коррелирующая с динамикой репарации ДР ДНК (Nazarov et al., 2003; Svetlova et al., 2007). Время, в течение которого элиминируется 50 % фокусов уН2АХ, образовавшихся после воздействия ИО, прямо пропорционально радиочувствительности клеток, что говорит о возможности использования динамики появления и элиминации уН2АХ как маркера клеточной радиочувствительности (Olive, Banath, 2004). В литературе есть данные, что образование фокусов уН2АХ и их элиминация в клетках крови после прохождения человеком медицинских обследований с использованием рентгеновского излучения может являться полезным биомаркером в определении радиочувствительности пациентов после облучения в дозах порядка ~10мЗв (Rothkam et al., 2007). При изучении фокусов уН2АХ в лимфоцитах человека после ИО ex vivo было показано, что динамика их элиминации не зависит от возраста испытуемых, что в целом говорит о стабильности кинетики репарации ДР ДНК (Sedelnikova et al., 2008). Однако динамика образования уН2АХ в начальные моменты времени после ИО ех vivo, которая может служить показателем эффективности клеточного ответа на повреждение генома у испытуемых, изучена не была.

В некоторых органах млекопитающих (тимус, семенники) наблюдается быстрое появление (через 1 ч) и исчезновение уН2АХ (через 24 ч), в других (например, в эпителиальных клетках тонкого кишечника) фосфорилирование проходит дольше, как предполагается из-за различной активности протеинкиназ (Yoshida et al., 2003). В исследованиях на клетках мозга эмбрионов мышей показано быстрое фосфорилирование ШАХ через 1 ч после ИО, через 24 ч уН2АХ полностью исчезал в нейронах, одновременно наблюдалась апоптотическая гибель клеток-предшественников нейронов (Nowak et al., 2006). У мышей были показаны различия в уровне образования уН2АХ после ИО между ухом, печенью и почкой, что говорит о тканеспецифичности ответа на повреждения ДНК (Koike et al., 2008). Однако в целом на фоне большого количества исследований образования и элиминации уН2АХ после ИО в клетках, растущих в культуре, данные о динамике уН2АХ в отдельных тканях млекопитающих не достаточно полны.

Известно, что в местах повреждений ДНК активируется PARP, которая рибозилирует белки хроматина вокруг повреждений, используя в качестве субстрата НАД* (Surjyana et al., 2010). Гиперактивация PARP может привести к значительному уменьшению содержания внутриклеточного НАД* и гибели клетки путем некроза (Carson et al., 1986), то есть энергетические процессы в клетках могут играть одну из ключевых ролей в ответе на повреждения ДНК и в репарации ДР.

Таким образом, изучение динамики образования и элиминации гистона уН2АХ после ИО в различных модельных системах (культуры клеток, не стимулированные к делению лимфоциты человека, различные органы грызунов) представляется актуальной задачей, как для фундаментальных исследований, так и для практической медицины.

Цели и задачи исследования. Цель данной работы заключалась в изучении динамики образования и элиминации фосфорилированной формы гистона ШАХ (уН2АХ) после рентгеновского облучения и способов регуляции этих процессов на моделях культивируемых клеток, лимфоцитов здоровых людей и терминально дифференцированных клетках мышей и сирийских хомячков. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать динамику образования и элиминации уН2АХ в облученных клетках после рентгеновского облучения культуры клеток в дозе 1Гр;

2. Изучить влияние на динамику образования и элиминации уН2АХ после рентгеновского облучения культуры клеток пищевой добавки форсколина, который активирует аденилатциклазу, приводя к увеличению внутриклеточного содержания цАМФ;

3. Изучить влияние возраста человека на динамику образования фокусов уН2АХ в начальные моменты времени после рентгеновского облучения ex vivo;

4. Исследовать динамику образования и элиминации уН2АХ в сердце, почке, печени и мозге взрослых мышей и сирийских хомячков после тотального рентгеновского облучения животных в дозах 3 и 5 Гр;

5. Изучить влияние на эффективность фосфорилирования гистона ШАХ в сердце мышей внутрибрюшинного введения НАДФ+ (как одного из способов поддержания внутриклеточного содержания НАД+ после возникновения повреждений ДНК) сразу же после рентгеновского облучения животных в дозе 3 Гр.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Максимальный ответ различных популяций клеток на рентгеновское облучение, выраженный в образовании фосфорилированной формы гистона Н2АХ, происходит через 20-60 мин после воздействия как в системах in vitro и ex vivo, так и in vivo;

2. Предобработка культуры клеток форсколином приводит к снижению уровня фосфорилирования ШАХ после рентгеновского облучения в дозах 1 и 10 Гр;

3. Между тканями млекопитающих, имеющих низкий уровень пролиферации (сердце, почка, печень, мозг), после рентгеновского облучения в дозах 3 и 5 Гр наблюдаются значимые различия как по уровню образования уШАХ, так и по эффективности элиминации уШАХ из хроматина.

Научная новизна работы. Впервые показано, что добавление к клеточной среде за несколько часов до рентгеновского облучения в дозе 1 и 10 Гр форсколина снижает количество фосфорилированного ШАХ в культивируемых клетках, но не влияет на количество фокусов уШАХ и частоту хромосомных аберраций, что свидетельствует о неизменности индукции и репарации двунитевых разрывов ДНК. Впервые показано, что возраст человека не влияет на динамику образования фокусов уН2АХ в лимфоцитах периферической крови в первый час после рентгеновского облучения. Впервые показано, что между непролиферирующими тканями млекопитающих (сердце, почка, печень, мозг) после рентгеновского облучения в дозах 3 и 5 Гр существуют значимые различия как по количеству образованного уШАХ, так и по эффективности элиминации уН2АХ из хроматина. Впервые показано, что однократное внутрибрюшинное введение НАДФ+ сразу же после рентгеновского облучения в дозе 3 Гр приводит к увеличению количества уН2АХ в сердце мышей. Таким образом, сердце как популяция клеток со сниженной реакцией на рентгеновское облучение может быть стимулировано к более эффективному ответу на облучение.

Личный вклад автора. Все экспериментальные процедуры, описанные в работе, были проведены автором лично. Материалы, вошедшие в представленную работу, обсуждались и публиковались совместно с соавторами и научными руководителями.

Финансовая поддержка работы. Работа проводилась при поддержке РФФИ (гранты № 07-04-00315-а по теме «Эпигенетические модификации гистонов и их роль в контроле репарации, транскрипции и репликации гетерохроматина в клетках млекопитающих», № 10-04-00807-а по теме «Индуцированное ионизирующей радиацией фосфорилирование гистона Н2АХ в хроматине клеток млекопитающих и его функциональная роль в ответе клеток на повреждение ДНК») и Президиума РАН (Программа «Молекулярно-клеточная биология»).

Научно-практическое значение работы. Полученные результаты вносят вклад в понимание участия уН2АХ в ответе клеток на рентгеновское облучение. Данные о влиянии форсколина и НАДФ на уровень образования и элиминации уН2АХ могут служить платформой для дальнейших исследований, направленных на изучение уровня распределения уН2АХ в местах двунитевых разрывов ДНК, динамики восстановления структуры хроматина и репарации двунитевых разрывов ДНК. Эти процессы, безусловно, играют важную роль в реакции организма на противоопухолевую терапию. Данные о межтканевых вариациях в эффективности образования и элиминации уН2АХ в различных клеточных популяциях in vivo должны быть приняты во внимание при анализе ответа организма на облучение и могут служить основой для клинических исследований с прогностической целью перед проведением радиотерапии, а также для экспресс-скрининга клеточных популяций на радиорезистентность.

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Фирсанов, Денис Владимирович

Выводы

1. Максимальный ответ различных популяций клеток на рентгеновское облучение, выраженный в образовании фосфорилированной формы гистона ШАХ (уШАХ), наблюдается через 20-60 мин после воздействия как в системах in vitro и ex vivo, так и in vivo.

2. Предобработка культуры клеток форсколином приводит к снижению уровня фосфорилирования ШАХ после рентгеновского облучения в дозах 1 и 10 Гр.

3. Добавление к клеткам форсколина до облучения не влияет на количество фокусов уШАХ и частоту хромосомных аберраций после рентгеновского облучения в дозе 1 Гр.

4. Возраст доноров, не влияет на динамику образования фокусов уШАХ (их количества) в лимфоцитах, облученных ex vivo.

5. Между различными тканями млекопитающих (сердце, почка, печень, мозг) после рентгеновского облучения в дозах 3 и 5 Гр наблюдаются значимые различия как по уровню образования уШАХ, так и по эффективности элиминации уШАХ из хроматина;

6. При однократном внутрибрюшинном введении мышам НАДФ+ после облучения в дозе 3 Гр наблюдается увеличение уровня уН2АХ в сердце.

Заключение

По результатам вышеизложенного можно сделать заключение, что между тканями млекопитающих, имеющих низкий уровень пролиферации сердце, почка, печень, мозг), после рентгеновского облучения в дозах 3 и 5 Гр наблюдаются значимые различия как по уровню образования уН2АХ, так и по эффективности элиминации уН2АХ из хроматина. Элиминация фокусов уН2АХ в клетках миокарда сильно замедлена по сравнению с клетками других органов. Максимум фосфорилирования гистона Н2АХ в ответ на рентгеновское облучение в различных популяциях клеток отмечается в пределах 1 ч после воздействия. Предобработка культуры клеток форсколином приводит к снижению уровня фосфорилирования Н2АХ после рентгеновского облучения в дозах 1 и 10 Гр.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Фирсанов, Денис Владимирович, 2012 год

1. Гаврилов Б.А., Фирсанов Д.В., Веженкова И.В., Соловьева Л.В., Михайлов В.М., Томилин Н.В. 2007. Выявление фосфорилированного гистона ШАХ в дифференцированных клетках после рентгеновского облучения. Доклады Академии Наук. 414(1): 123-125.

2. Ерохина И. Л. 1968. Динамика пролиферации клеточных элементов дифференцируещегося миокарда мыши. Цитология 10 (11): 1391— 1409.

3. Томилин Н.В. 1983. Генетическая стабильность клетки. Л.:Наука156 с.

4. Томилин Н.В. 2002. Репарация двунитевых разрывов ДНК и стабильность хромосом в клетках высших эукариот. В кн.: Бреслеровские чтения. СПб: Наука. 70-84.

5. Томилин Н.В. 2005. Репарация ДНК и ее роль в канцерогенезе. В кн.: IX Российский онкологический конгресс. М.: Изд-во Рос. Акад. Гос. Службы при Презеденте РФ. 72-75.

6. Томилин Н.В., Светлова М.П., Соловьева Л.В. 2007. Репарация двойных разрывов ДНК и модификации гистонов в хроматине. В сборнике: Бреслеровские чтения. СПб: 19.

7. Фирсанов Д.В., Кропотов A.B., Михайлов В.М. 2011. НАДФ увеличивает уровень фосфорилированного гистона ШАХ в сердце мышей после рентгеновского облучения. Цитология. 53(4): 355-358.

8. Фирсанов Д.В., Кропотов A.B., Томилин Н.В. 2011. Фосфорилирование гистона ШАХ в лимфоцитах человека как возможный показатель эффективности клеточного ответа на радиационное повреждение генома. Цитология. 53(7): 586-590.

9. Adiga S.K., Toyoshima М., Shimura Т., Takeda J., Uematsu N., Niwa O. 2007. Delayed and stage specific phosphorylation of ШАХ duringpreimplantation development of y-irradiated mouse embryos. Reproduction 133(2):415^422.

10. Agadzhanian A.V., Suskov I.I. 2010. Genomic instability in chidren born after the Chernobyl nuclear accident (in vivo and in vitro studies). Genetika 46(6):834-843.

11. Ahn J.H., McAvoy Т., Rakhilin S.V., Nishi A., Greengard P., Nairn A.C. 2007. Protein kinase A activates protein phosphatase 2A by phosphorylation of the B56delta subunit. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104(8): 2979-2984.

12. Ahnesorg P., Smith P., Jackson S.P. 2006. XLF interacts with the XRCC4-DNA ligase IV complex to promote DNA nonhomologous end-joining. Cell 124:301-313.

13. Allen D.O., Ahmed B. and Naseer K. 1986. Relationships between cyclic AMP levels and lipolysis in fat cells after isoproterenol and Forskolin stimulation. J. Pharmacol. Exp. Ther. 238 (2): 659-664.

14. Altaf M., Auger A., Covic M., Cote J. 2009. Connection between histone H2A variants and chromatin remodeling complexes. Biochem Cell Biol. 87:35-50.

15. An J., Huang Y.C., Xu Q.Z., Zhou L.J., Shang Z.F., Huang В., Wang Y., Liu X.D., Wu D.C., Zhou P.K. 2010. DNA-PKcs plays a dominant role in the regulation of H2AX phosphorylation in response to DNA damage and cell cycle progression. BMC Mol Biol 11:18.

16. Asaithamby A., Chen D.J. 2009. Cellular responses to DNA doublestrand breaks after low-dose gamma-irradiation.Nucleic Acids Res 37(12):3912-3923.

17. Auger A., Galarneau L., Altaf M., Nourani A., Doyon Y., Utley R.T. 2008. Eafl is the platform for NuA4 molecular assembly that evolutionary links chromatin acetylation to ATP-dependent exchange of histone H2A variants. Mol Cell Biol. 28:2257-70.

18. Ayoub N., Jeyasekharan A.D., Bernal J.A., Venkitaraman A.R. 2008. HP 1-beta mobilization promotes chromatin changes that initiate the DNA damage response. Nature 453:682-6.

19. Azzam E.I., de Toledo S.M., Little J.B. 2003. Oxidative metabolism, gap junctions and the ionizing radiation-induced bystander effect. Oncogene 22(45):7050-7057.

20. Banäth J.P., Klokov D., MacPhail S.H., Banuelos C.A., Olive P.L. 2010. Residual gammaH2AX foci as an indication of lethal DNA lesions. BMC Cancer 10:4.

21. Banäth J.P., Macphail S.H., Olive P.L. 2004. Radiation sensitivity, H2AX phosphorylation, and kinetics of repair of DNA strand breaks in irradiated cervical cancer cell lines. Cancer Res 64(19):7144-7149.

22. Barski A., Cuddapah S., Cui K., Roh T.Y., Schönes D.E., Wang Z. 2007. High-resolution profiling of histone methylations in the human genome. Cell 129:823-37.

23. Bassing C.H., Alt F.W. 2004. H2AX may function as an anchor to hold broken chromosomal DNA ends in close proximity. Cell Cycle 3(2): 149-153.

24. Beels L., Werbrouck J., Thierens H. 2010. Dose response and repair kinetics of gamma-H2AX foci induced by in vitro irradiation of whole blood and T-lymphocytes with X- and gamma-radiation. Int J Radiat Biol 86(9):760-768.

25. Berkovich E., Monnat RJ. Jr, Kastan M.B. 2007. Roles of ATM and NBS1 in chromatin structure modulation and DNA double-strand break repair. Nat Cell Biol 9(6):683-690.

26. Bird A.W., Yu D.Y., Pray-Grant M.G., Qiu Q., Harmon K.E., Megee P.C. 2002. Acetylation of histone H4 by Esal is required for DNA double-strand break repair. Nature 419:411-5.

27. Birger Y., West K.L., Postnikov Y.V., Lim J.H., Furusawa T., Wagner J.P. 2003. Chromosomal protein HMGN1 enhances the rate of DNA repair in chromatin. EMBO J. 22:1665-75.

28. Blakely W.F., Dodgen D.P., Holwittz E., Dizdaroglu M. 1987. Chemical characterization of DNA damaged by hydrogen peroxide. Annu. Rad. Res. Soc. Meet. 1.

29. Bonner W.M. 2003. Low-dose radiation: Thresholds, bystander effects, and adaptive responses. Proc Natl Acad Sei U S A 100(9):4973-4975.

30. Bonner W.M., Redon C.E., Dickey J.S., Nakamura A.J., Sedelnikova O.A., Solier S., Pommier Y. 2008. yffiAX and cancer. Nat. Rev. Cancer 8(12): 957-967.

31. Botuyan M.V., Lee J., Ward I.M., Kim J.E., Thompson J.R., Chen J. 2006. Structural basis for the methylation statespecific recognition of histone H4-K20 by 53BP1 and Crb2 in DNA repair. Cell 127:1361-73.

32. Brower-Toland B., Wacker D.A., Fulbright R.M., Lis J.T., Kraus W.L., Wang M.D. 2005. Specific contributions of histone tails and their acetylation to the mechanical stability of nucleosomes. J Mol Biol. 346:135^16.

33. Burma S., Chen B.P., Murphy M., Kurimasa A., Chen D.J. 2001. ATM phosphorylates histone H2AX in response to DNA double-strand breaks. J Biol Chem 276(45):42462^12467.

34. Cairns B.R. 2005. Chromatin remodeling complexes: strength in diversity, precision through specialization. Curr Opin Genet Dev. 15:185-90.

35. Carrier F., Georgel P.T., Pourquier P., Blake M., Kontny H.U., Antinore M.J. 1999. Gadd45, a p53-responsive stress protein, modifies DNA accessibility on damaged chromatin. Mol Cell Biol. 19:1673-85.

36. Carson D.A., Seto S., Wasson D.B., Carrera C.J. 1986. DNA strand beaks, NAD metabolism, and programmed cell death. Exp. Cell Res.164: 273-281.

37. Chan H.M., Narita M., Lowe S.W., Livingston D.M. 2005. The p400 ElA-associated protein is a novel component of the p53—>p21 senescence pathway. Genes Dev. 19:196-201.

38. Chanoux R.A., Yin В., Urtishak K.A., Asare A., Bassing C.H., Brown E.J. 2009. ATR and H2AX cooperate in maintaining genome stability under replication stress. J Biol Chem 284(9):5994-6003.

39. Chen L., Trujillo K., Sung P., Tomkinson A.E. 2000. Interactions of the DNA ligase IV-XRCC4 complex with DNA ends and the DNA-dependent protein kinase. J. Biol. Chem. 275: 26196-26205.

40. Chodaparambil J.V., Barbera A.J., Lu X., Kaye K.M., Hansen J.C., Luger K. 2007. A charged and contoured surface on the nucleosome regulates chromatin compaction. Nat Struct Mol Biol. 14:1105-7.

41. Choi J.K., Howe L.J. 2009. Histone acetylation: truth of consequences? Biochem Cell Biol. 87:139-50.

42. Chowdhury D., Keogh M.C., Ishii H., Peterson C.L., Buratowski S., Lieberman J. 2005. gamma-H2AX dephosphorylation by protein phosphatase 2A facilitates DNA double-strand break repair. Mol. Cell 20(5): 801-809.

43. Chowdhury D., Xu X., Zhong X., Ahmed F., Zhong J., Liao J., Dykxhoorn DM., Weinstock D.M., Pfeifer G.P., Lieberman J. 2008. A PP4-phosphatase complex dephosphorylates gamma-H2AX generated during DNA replication. Mol Cell 31(l):33—46.

44. Clapier C.R., Cairns B.R. 2009. The biology of chromatin remodeling complexes. Annu Rev Biochem. 78:273-304.

45. Cruet-Hennequart S., Glynn M.T., Murillo L.S., Coyne S., Carty M.P. 2008. Enhanced DNA-PK-mediated RPA2 hyperphosphorylation in DNA polymerase eta.-deficient human cells treated with cisplatin and oxaliptatin. DNA Rep. (Amst.). 7: 582- 596.

46. Dahle J., Kaalhus O., Stokke T., Kvam E. 2005. Bystander effects may modulate ultraviolet A and B radiation-induced delayed mutagenesis. Radiat Res 163(3): 289-295.

47. Dickey J.S., Baird B.J., Redon C.E., Sokolov M.V., Sedelnikova O.A., Bonner W.M. 2009. Intercellular communication of cellular stress monitored by gamma-H2AX induction. Carcinogenesis 30(10): 1686-1695.

48. Dinant C., de Jager M., Essers J., van Cappellen W.A., Kanaar R., Houtsmuller A.B., Vermeulen W.J. 2007. Activation of multiple DNA repair pathways by sub-nuclear damage induction methods. J Cell Sci 120(15):2731-2740.

49. Doil C., Mailand N., Bekker-Jensen S., Menard P., Larsen D.H., Pepperkok R. 2009. RNF168 binds and amplifies ubiquitin conjugates on damaged chromosomes to allow accumulations of repair proteins. Cell 136:435-46.

50. Douglas P., Moorhead G.B., Ye R., Lees-Miller S.P. 2001. Protein phosphatases regulate DNA-dependent protein kinase activity. J Biol Chem 276(22): 18992-18998.

51. Douglas P., Zhong J., Ye R., Moorhead G.B., Xu X., Lees-Miller S.P. 2010. Protein phosphatase 6 interacts with the DNA-dependent protein kinase catalytic subunit and dephosphoiylates gamma-H2AX. Mol Cell Biol 30(6): 13681381.

52. Downs J.A., Allard S., Jobin-Robitaille O., Javaheri A., Auger A., Bouchard N. 2004. Binding of Chromatin-Modifying Activities to Phosphorylated Histone H2A at DNA Damage Sites. Mol Cell 16:979-90.

53. Doyon Y., Cote J. 2004. The highly conserved and multifunctional NuA4 HAT complex. Curr Opin Genet Dev. 14:147-54.

54. Doyon Y., Selleck W., Lane W.S., Tan S., Cote J. 2004. Structural and functional conservation of the NuA4 histone acetyltransferase complex from yeast to humans. Mol Cell Biol. 24:1884-96.

55. Endt H., Sprung C.N., Keller U., Gaipl U., Fietkau R., Distel L.V. 2010. Detailed Analysis of DNA Repair and Senescence Marker Kinetics Over the Life Span of a Human Fibroblast Cell Line. J Gerontol A Biol Sei Med Sei.

56. Englander E.W. Wilson S.H. 1992. DNA damage response of cloned DNA beta-polymerase promoter is blocked in mutant cell lines deficient in protein kinase A. Nucleic Acids Res. 20(21): 5527-5531.

57. Fabrikant J.I. 1968. The kinetics of cellular proliferation in regenerating liver. J. Cell Biol. 36(3): 551-565.

58. Fernandez-Capetillo O., Celeste A., Nussenzweig A. 2003. Focusing on foci: H2AX and the recruitment of DNA-damage response factors. Cell Cycle 2(5):426-427.

59. Fernandez-Capetillo O., Lee M., Nussenzweig A. 2004. H2AX: the histone guardian of the genome. DNA Repair. 3: 959-967.

60. Ferreira H., Somers J., Webster R., Flaus A., Owen-Hughes T. 2007. Histone tails and the H3 alphaN helix regulate nucleosome mobility and stability. Mol Cell Biol. 27:4037-48.

61. Firsanov D., Vasilishina A., Kropotov A., Mikhailov V. 2012. Dynamics of yH2AX formation and elimination in mammalian cells after X-irradiation. Biochimie. 94 (11): 24162422.

62. Fuchs M., Gerber J., Drapkin R., Sif S., Ikura Т., Ogryzko V. 2001. The p400 complex is an essential El A transformation target. Cell 106:297-307.

63. Gagou M.E., Zuazua-Villar P., Meuth M. 2010. Enhanced H2AX phosphorylation, DNA replication fork arrest, and cell death in the absence of Chkl. Mol Biol Cell 21(5):739-752.

64. Galanty Y., Belotserkovskaya R., Coates J., Polo S., Miller K.M., Jackson S.P. 2009. Mammalian SUMO E3-ligases PIAS1 and PIAS4 promote responses to DNA double-strand breaks. Nature 462:935-9.

65. Galleani J., Miranda C., Pierotti M.A., Greco A. 2009. H2AX phosphorylation and kinetics of radiation-induced DNA double strand break repair in human primary thyrocytes.Thyroid 19(3):257-264.

66. Georgakilas A.G. 2008. Processing of DNA damage clusters in human cells: current status of knowledge. Mol. BioSyst. 4: 30-35.

67. Gevry N., Chan H.M., Laflamme L., Livingston D.M., Gaudreau L.2007. p21 transcription is regulated by differential localization of histone H2A.Z. Genes Dev. 21:1869-81.

68. Goodarzi A.A., Noon A.T., Deckbar D., Ziv Y., Shiloh Y., Lobrich M.2008. ATM signaling facilitates repair of DNA double-strand breaks associated with heterochromatin. Mol Cell 31:167-77.

69. Goodarzi A.A., Noon A.T., Jeggo P.A. 2009. The impact of heterochromatin on DSB repair. Biochem Soc Trans. 37:569-76.

70. Groth A., Rocha W., Verreault A., Almouzni G. 2007. Chromatin challenges during DNA replication and repair. Cell 128:721-33.

71. Grudzenski S., Raths A., Conrad S., Rübe C.E., Löbrich M. 2010. Inducible response required for repair of low-dose radiation damage in human fibroblasts. Proc Natl Acad Sei U S A 107(32): 14205-1410.

72. Guenther M.G., Levine S.S., Boyer L.A., Jaenisch R., Young R.A. 2007. A chromatin landmark and transcription initiation at most promoters in human cells. Cell 130:77-88.

73. Heyer W.D. 1994. The search for the right partner: homologous pairing and DNA strand exchange proteins in eukaryotes. Experientia. 50: 223233.

74. Hooker A.M., Bhat M., Day T.K., Lane J.M., Swinburne S.J., Morley A.A., Sykes P J. 2004. The linear no-threshold model does not hold for low-dose ionizing radiation. Radiat Res 162(4):447-452.

75. Huen M.S., Grant R., Manke I., Minn K., Yu X., Yaffe M.B. 2007. RNF8 transduces the DNA-damage signal via histone ubiquitylation and checkpoint protein assembly. Cell 131:901-14.

76. Huyen Y., Zgheib O., Ditullio R.A. Jr, Gorgoulis V.G., Zacharatos P., Petty T.J. 2004. Methylated lysine 79 of histone H3 targets 53BP1 to DNA double-strand breaks. Nature 432:406-11.

77. Iijima K., Ohara M., Seki R., Tauchi H. 2008. Dancing on damaged chromatin: functions of ATM and the RAD50/MRE11/NBS1 complex in cellular responses to DNA damage. J Radiat Res (Tokyo) 49(5):451-464.

78. Ikura T., Tashiro S., Kakino A., Shima H., Jacob N., Amunugama R., Yoder K., Izumi S., Kuraoka I., Tanaka K., Kimura H., Ikura M., Nishikubo S., Ito T., Muto A., Miyagawa K., Takeda S., Fishel R., Igarashi K., Kamiya K. 2007.

79. DNA damage-dependent acetylation and ubiquitination of H2AX enhances chromatin dynamics. Mol Cell Biol 27(20):7028-7040.

80. Iliakis G. 2009. Backup pathways of NHEJ in cells of higher eukaryotes: cell cycle dependence. Radiother Oncol 92(3):310—315.

81. Ionizing radiation: levels and effects (1972) A report of the United Nations Scientific Committee on the effects of atomic radiation to the general assembly with annexes, v. I, N. Y.

82. Ishii K., Misonoh J. 1996. Induction of radio-adaptive response by low-dose X-irradiation on chromosome aberrations in human embryonic fibroblasts. Physiol Chem Phys Med NMR 28(2):83-90.

83. Jackson S.P. 2002. Sensing and repairing DNA double-strand breaks. Carcinogenesis. 23(5): 687-696.

84. Jazayeri A., Falck J., Lukas C., Bartek J., Smith G.C., Lukas J., Jackson S.P. 2006. ATM- and cell cycle-dependent regulation of ATR in response to DNA double-strand breaks. Nat Cell Biol 8(1): 37-45.

85. Jeggo P.A., Lobrich M. 2005. Artemis links ATM to double-strand breaks rejoining. Cell Cycle. 4: 42-44.

86. Jha S., Shibata E., Dutta A. 2008. Human Rvbl/Tip49 is required for the histone acetyltransferase activity of Tip60/NuA4 and for the downregulation of phosphorylation on H2AX after DNA damage. Mol Cell Biol 28(8):2690-2700.

87. Jiang X., Xu Y., Price B.D. 2010. Acetylation of H2AX on lysine 36 plays a key role in the DNA double-strand break repair pathway. FEBS Lett. 584:2926-30.

88. Kalocsay M., Hiller N.J., Jentsch S. 2009. Chromosome-wide Rad51 spreading and SUMO-H2A.Z-dependent chromosome fixation in response to a persistent DNA double-strand break. Mol Cell 33(3):335-343.

89. Karlsson K.H., Radulescu I., Rydberg В., Stenerlow B. 2008. Repair of radiation-induced heat-labile sites is independent of DNA-PKcs, XRCC1 and PARP. Radiat. Res. 169: 506-512.

90. Kashiwaba S., Kitahashi K., Watanabe Т., Onoda F., Ohtsu M., Murakami Y. 2010. The mammalian IN080 complex is recruited to DNA damage sites in an ARP8 dependent manner. Biochem Biophys Res Commun 402(4):619-625.

91. Kastan M.B. 2008. DNA damage responses: mechanisms and roles in human disease. 2007 G.H.A. clowes memorial award lecture, Mol. Cancer Res. 6: 517-524.

92. Kim H., Chen J., Yu X. 2007. Ubiquitin-binding protein RAP80 mediates BRCAl-dependent DNA damage response. Science 316:1202-5.

93. Koike M., Mashino M., Sugasawa J., Koike A. 2007. Dynamic change of histone H2AX phosphorylation independent of ATM and DNA-PK in mouse skin in situ. Biochem Biophys Res Commun 363(4):1009-1012.

94. Koike M., Mashino M., Sugasawa J., Koike A. 2008a. Histone H2AX phosphorylation independent of ATM after X-irradiation in mouse liver and kidney in situ. J. Radiat. Res. (Tokyo) 49(4): 445-449.

95. Koike M., Sugasawa J., Yasuda M., Koike A. 2008b. Tissue-specific DNA-PK-dependent H2AX phosphorylation and gamma-H2AX elimination after X-irradiation in vivo. Biochem Biophys Res Commun 376(l):52-55.

96. Kolas N.K., Chapman J.R., Nakada S., Ylanko J., Chahwan R., Sweeney F.D. 2007. Orchestration of the DNAdamage response by the RNF8 ubiquitin ligase. Science 318:1637-40.

97. Kruhlak M.J., Celeste A., Dellaire G., Fernandez-Capetillo O., Muller W.G., McNally J.G. 2006. Changes in chromatin structure and mobility in living cells at sites of DNA double-strand breaks. J Cell Biol. 172:823-34.

98. Kuikka J.T. 2009. Low-dose radiation risk and the linear no-threshold model. Int J of Low Radiation 6(2): 157-163.

99. Kurz E., Lees-Miller S. 2004. DNA damage-induced activation of ATM and ATM-dependent signaling pathways. DNA Repair 3(8-9):889-900.

100. Kusch T., Florens L., Macdonald W.H., Swanson S.K., Glaser R.L., Yates J.R. 3rd, Abmayr S.M., Washburn M.P., Workman J.L. 2004. Acetylation by Tip60 is required for selective histone variant exchange at DNA lesions. Science 306(5704):2084-2087.

101. Laurenza A., Sutkowski E.M. and Seamon K.B. 1989. Forskolin: A specific stimulator of adenylyl cyclase or a diterpene with multiple sites of action? TIPS. 101.442-446.

102. Lavin M.E. 2007. ATM and the Mrel 1 complex combine to recognize and signal DNA double-strand breaks. Oncogene 26: 7749-58.

103. Li X., Lee Y.K., Jeng J.C., Yen Y., Schultz D.C., Shih H.M. 2007. Role for KAP1 serine 824 phosphorylation and sumoylation/desumoylation switch in regulating KAPl-mediated transcriptional repression. J Biol Chem. 282:3617789.

104. Li X., Lin H.H., Chen H., Xu X., Shih H.M., Ann D.K. 2010. SUMOylation of the transcriptional co-repressor KAP1 is regulated by the serine and threonine phosphatase PP1. Sei Signal 3:32.

105. Lieber M.R. 2010. The mechanism of double-strand DNA break repair by the non-homologous DNA end-joining pathway. 2010. Annu. Rev. Biochem. 1-1: 1-31.

106. Lieber M.R., Grawunder U., Wu X., Yaneva M. 1997. Tying loose ends: roles of Ku and DNA-dependent protein kinase in the repair of doublestrand breaks. Curr. Opin. Genet. Dev. 7: 99-104.

107. Löblich M., Kühne K., Rothkamm K. 2000. Joining of correct and incorrect DNA double strand break ends in normal human and ataxia telangiectasia fibroblasts. Genes. Chromosomes and Cancer 27: 59-68.

108. Löbrich M., Rief N., Kühne M., Heckmann M., Fleckenstein J., Rübe C., Uder M. 2005. In vivo formation and repair of DNA double-strand breaks after computed tomography examinations. Proc Natl Acad Sei U S A 102(25):8984-8989.

109. Löbrich M., Shibata A., Beucher A., Fisher A., Ensminger M., Goodarzi A.A., Barton O., Jeggo P.A. 2010. gammaH2AX foci analysis for monitoring DNA double-strand break repair: strengths, limitations and optimization. Cell Cycle 9(4):662-669.

110. Luger K., Mader A.W., Richmond R.K., Sargent D.F., Richmond T.J. 1997. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution. Nature 389:251-60.

111. Luijsterburg M.S., Dinant C., Lans H., Stap J., Wiernasz E., Lagerwerf S. 2009. Heterochromatin protein 1 is recruited to various types of DNA damage. J Cell Biol. 185:577-86.

112. Ma Y., Pannicke U., Lu H., Niewolik D., Schwarz K., Lieber M.R. 2005. The DNA-dependent protein kinase catalytic subunit phosphorylation sites in human artemis. J. Biol. Chem. 280 : 33839-33846.

113. Macürek L., Lindqvist A., Voets O., Kool J., Vos H.R., Medema R.H. 2010. Wipl phosphatase is associated with chromatin and dephosphorylates gammaH2AX to promote checkpoint inhibition. Oncogene 29(15):2281-2291.

114. Mailand N., Bekker-Jensen S., Faustrup H., Melander F., Bartek J., Lukas C. 2007. RNF8 ubiquitylates histones at DNA double-strand breaks and promotes assembly of repair proteins. Cell 131:887-900.

115. Mao Z., Bozzella M., Seluanov A., Gorbunova V. 2008. DNA repair by nonhomologous end joining and homologous recombination during cell cycle in human cells. Cell Cycle 7(18): 2902-2906.

116. Meek K. 2009. New targets to translate DNA-PK signals. Cell Cycle. 8: 3809.

117. Meek K., Gupta S., Ramsden D.A., Lees-Miller S.P. 2004. The DNA-dependent protein kinase: the director at the end. Immunol Rev. 200: 132141.

118. Meyn R.E., Jenkins W.T. 1983. Variation in normal and tumor tissue sensitivity of mice to ionizing radiation-induced DNA strand breaks in vivo. Cancer Res 43 (12 Pt l):5668-5673.

119. Moon S.H., Nguyen T.A., Darlington Y., Lu X., Donehower L.A.2010. Dephosphorylation of gammaH2AX by WIP1: An important homeostatic regulatory event in DNA repair and cell cycle control. Cell Cycle 9(11).

120. Morris J.R., Boutell C., Keppler M., Densham R., Weekes D., Alamshah A., 2009. The SUMO modification pathway is involved in the BRCA1 response to genotoxic stress. Nature 462:886-90.

121. Morrison A.J., Highland J., Krogan N.J., Arbel-Eden A., Greenblatt J.F., Haber J.E., Shen X. 2004. IN080 and gamma-H2AX interaction links ATP-dependent chromatin remodeling to DNA damage repair. Cell 119(6):767-775.

122. Motoyama N., Naka K. 2004. DNA damage tumor suppressor genes and genomic instability. Curr Opin Genet Dev. 14(1): 11-16.

123. Moysich K.B., Menezes R.J., Michalek A.M. 2002. Chernobyl-related ionising radiation exposure and cancer risk: an epidemiological review. Lancet Oncol 3(5):269-279.

124. Murga M., Jaco I., Fan Y., Soria R., Martinez-Pastor B., Cuadrado M. 2007. Global chromatin compaction limits the strength of the DNA damage response. J Cell Biol. 178: 1101-8.

125. Murr R., Loizou J.I., Yang Y.G., Cuenin C., Li H., Wang Z.Q. 2006. Histone acetylation by Trrap-Tip60 modulates loading of repair proteins and repair of DNA double-strand breaks. Nat Cell Biol. 8: 91-99.

126. Musa L.N., Ramakrishnan M., Li J., Kartha S., Liu P., Pesteil RG and Hershenson M.B. 1999. Forskolin inhibits cyclin D1 expression in cultured airway smooth-muscle cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 20. 352-358.

127. Nakada S., Chen G.I., Gingras A.C., Durocher D. 2008. PP4 is a gamma H2AX phosphatase required for recovery from the DNA damage checkpoint. EMBO Rep 9(10): 1019-1026.

128. National Council on Radiation Protection. 2001. Evaluation of the Linear-Nonthreshold Dose-Response Model for Ionizing Radiation (NCRP Report No 136).

129. Nikjoo H., Khvostunov I.K. 2003. Biophysical model of the radiation-induced bystander effect. Int. J. Radiat. Biol. 79(1): 43-52.

130. Nikjoo H., O'Neill P., Wilson W.E., Goodhead D.T. 2001. Computational approach for determining the spectrum of DNA damage induced by ionizing radiation. Radiat Res 156(5 Pt 2):577-583.

131. Noon A.T., Shibata A., Rief N., Lobrich M., Stewart G.S., Jeggo P.A. 2010. 53BPl-dependent robust localized KAP-1 phosphorylation is essential for heterochromatic DNA double-strand break repair. Nat Cell Biol. 12:177-84.

132. Nowak E., Etienne О., Millet P., Lages С.S., Mathieu C., Mouthon M.A., Boussin F.D. 2006. Radiation-induced H2AX phosphorylation and neural precursor apoptosis in the developing brain of mice. Radiat. Res. 165(2): 155-164.

133. Nuta О., Darroudi F. 2008. The impact of the bystander effect on the low-dose hypersensitivity phenomenon. Radiat Environ Biophys 47(2):265-274.

134. Olive P.L., Banath J.P. 2004. Phosphorylation of histone H2AX as a measure of radiosensitivity. Int J Radiat Oncol Biol Phys 58(2):331-335.

135. Otsuki M., Seki M., Kawabe Y.-i., Inoue E., Dong Y.P., Abe Т., Kato G., Yoshimura A., Tada S., Enomoto T. 2007. WRN counteracts the NHEJ pathway upon camptothecin exposure. Biochem. Biophys. Res. Commun. 355: 477-482.

136. Paull T.T., Rogakou E.P., Yamazaki V., Kirchgessner C.U., Gellert M., Bonner W.M. 2000. A critical role for histone H2AX in recruitment of repair factors to nuclear foci after DNA damage. Curr Biol 10(15):886—895.

137. Peng J.C., Karpen G.H. 2008. Epigenetic regulation of heterochromatic DNA stability. Curr Opin Genet Dev. 18:204-11.

138. Perrpotti D. and Neviani P. 2008. Protein phosphatase 2A (PP2A), a drugable tumor suppressor in Phl(+) leukemias. Cancer Metastasis Rev. 27. 159— 168.

139. Pokholok D.K., Harbison C.T., Levine S., Cole M., Hannett N.M., Lee T.I. 2005. Genome-wide map of nucleosome acetylation and methylation in yeast. Cell 122:517-27.

140. Pospelova T.V., Demidenko Z.N., Bukreeva E.I., Pospelov V.A., Gudkov A.V., Blagosklonny M.V. 2009. Pseudo-DNA damage response in senescent cells. Cell Cycle 8(24):4112-4118.

141. Povirk L.F., Zhou Т., Zhou R., Cowan M.J., Yannone S.M. 2007. Processing of З'-phosphoglycolate-terminated DNA double-strand breaks by artemis nuclease. J. Biol. Chem. 282: 3547-3558.

142. Redon C., Pilch D., Rogakou E., Sedelnikova O., Newrock K., Bonner W. 2002. Histone H2A variants H2AX and H2AZ. Curr Opin Genet Dev 12(2): 162-169.

143. Robinson P.J., An W., Routh A., Martino F., Chapman L., Roeder R.G. 2008. 30 nm chromatin fibre decompaction requires both H4-K16 acetylation and linker histone eviction. J Mol Biol. 381:816—25.

144. Rogakou E.P., Boon C., Redon C., Bonner W.M. 1999. Megabase chromatin domains involved in DNA double-strand breaks in vivo. J. Cell Biol. 146(5):905-916.

145. Rogakou E.P., Pilch D.R., Orr A.H., Ivanova V.S., Bonner W.M. 1998. DNA double-stranded breaks induce histone H2AX phosphorylation on serine 139. J. Biol. Chem. 273(10):5858-5868.

146. Rothkamm К., Balroop S., Shekhdar J., Fernie P., Goh V. 2007. Leukocyte DNA damage after multi-detector row CT: a quantitative biomarker of low-level radiation exposure. Radiology. 242(1): 244-251.

147. Rothkamm К., Löbrich M. 2003. Evidence for a lack of DNA doublestrand break repair in human cells exposed to very low x-ray doses. Proc Natl Acad Sei U S A 100(9):5057-5062.

148. Rubbi C.P., Milner J. 2003. p53 is a chromatin accessibility factor for nucleotide excision repair of DNA damage. EMBO J. 22:975-86.

149. Rübe C.E., Fricke A., Wendorf J., Stützel A., Kühne M., Ong M.F., Lipp P., Rübe С. 2010. Accumulation of DNA double-strand breaks in normaltissues after fractionated irradiation. Int J Radiat Oncol Biol Phys 76(4): 1206— 1213.

150. Rübe C.E., Zhang S., Miebach N., Fricke A., Rübe C. 2011. Protecting the heritable genome: DNA damage response mechanisms in spermatogonial stem cells. DNA Repair 10(2):159—168.

151. Rydberg B. 2000. Radiation-induced heat-labile sites that convert into DNA double-strand breaks. Radiat. Res. 153: 805-812.

152. Sak A., Stueben G., Groneberg M., Böcker W., Stuschke M. 2005. Targeting of Rad51-dependent homologous recombination: implications for the radiation sensitivity of human lung cancer cell lines. Br J Cancer 92(6): 1089-1097.

153. Sancar A., Lindsey-Boltz L.A., Unsal-Kacmaz K., Linn S. 2004. Molecular mechanisms of mammalian DNA repair and the DNA damage checkpoints. Annu. Rev. Biochem. 73: 39-85.

154. Sanders S.L., Portoso M., Mata J., Bahler J., Allshire R.C., Kouzarides T. 2004. Methylation of histone H4 lysine 20 controls recruitment of Crb2 to sites of DNA damage. Cell 119:603-14.

155. Seamon K.B., Padgett W. and Daly W. 1981. Forskolin: Unique diterpene activator of adenylate cyclaser in membranes and in intact cells. Proc Natl Acad Sei USA. 78. 3363-3367.

156. Sewing A., Burger C., Brusselbach S., Schalk C., Lucibello FC and Muller R. 1993. Human cyclin D1 encodes a labile nuclear protein whose synthesisis directly induced by growth factors and suppressed by cyclic AMP. J. Cell Sci. 104. 545-555.

157. Schultz L.B., Chehab N.H., Malikzay A., Halazonetis T.D. 2000. p53 binding protein 1(53BP1) is an early participant in the cellular response to DNA double-strand breaks. J Cell Biol 151(7): 1381-1390.

158. Sedelnikova O.A., Bonner W.M. 2006. y-H2AX in Cancer Cells. Cell Cycle 5(24):2909-2913.

159. Sedelnikova O.A., Horikawa I., Redon C., Nakamura A., Zimonjic D.B., Popescu N.C., Bonner W.M. 2008. Delayed kinetics of DNA double-strand break processing in normal and pathological aging. Aging Cell 7(1):89-100.

160. Sedelnikova O.A., Pilch D.R., Redon C., Bonner W.M. 2003. Histone H2AX in DNA damage and repair. Cancer Biol Ther 2(3):233-235.

161. Shao C., Lyng F.M., Folkard M., Prise K.M. 2006. Calcium fluxes modulate the radiation-induced bystander responses in targeted glioma and fibroblast cells. Radiat Res. 166(3): 479-487.

162. Shiotani B., Zou L. 2009. Single-stranded DNA orchestrates an ATM-to-ATR switch at DNA breaks. Mol Cell 33(5):547-558.

163. Shogren-Knaak M., Ishii H., Sun J.M., Pazin M.J., Davie J.R., Peterson C.L. 2006. Histone H4-K16 acetylation controls chromatin structure and protein interactions. Science 311:844-7.

164. Shrivastav M., De Haro L.P., Nickoloff J.A. 2008. Regulation of DNA double-strand break repair pathway choice. Cell Res 18(1): 134-147.

165. Shroff R., Arbel-Eden A., Pilch D., Ira G., Bonner W.M., Petrini J.H. 2004. Distribution and dynamics of chromatin modification induced by a defined DNA double-strand break. Curr Biol. 14:1703-11.

166. Sinha M., Peterson C.L. 2009. Chromatin dynamic during repair of chromosomal DNA double-strand breaks. Epigenomics 1: 371-85.

167. Sobhian В., Shao G., Lilli D.R., Culhane A.C., Moreau L.A., Xia B. 2007. RAP80 targets BRCA1 to specific ubiquitin structures at DNA damage sites. Science 316:1198-202.

168. Sokolov M.V., Dickey J.S., Bonner W.M., Sedelnikova O.A. 2007. gamma-H2AX in bystander cells: not just a radiation-triggered event, a cellular response to stress mediated by intercellular communication. Cell Cycle 6(18):2210-2212.

169. Solovjeva L.V., Pleskach N.M., Firsanov D.V., Svetlova M.P., Serikov V.B., Tomilin N.V. 2009. Forskolin decreases phosphorylation of histone H2AX in human cells induced by ionizing radiation. Radiat Res 171(4):419-424.

170. Soubeyrand S., Pope L., De Chasseval R., Gosselin D., Dong F., de Villartay J-P., Hache R.J.G. 2006. Artemis phosphorylated by DNA-dependent protein kinase associates preferentially with discrete regions of chromatin. J. Mol. Biol. 358: 1200-1211.

171. Squatrito M., Gorrini C., Amati B. 2006. Tip60 in DNA damage response and growth control: many tricks in one HAT. Trends Cell Biol 16(9):433—442.

172. Stenerlow В., Karlsson K.H., Cooper В., Rydberg B. 2003. Measurement of prompt DNA double-strand breaks in mammalian cells without including heat-labile sites : results for cell deficient in nonhomologous end joining. Radiat. Res. 159: 502-510.

173. Stewart G.S., Panier S., Townsend K., Al-Hakim A.K., Kolas N.K., Miller E.S. 2009. The RIDDLE syndrome protein mediates a ubiquitin-dependent signaling cascade at sites of DNA damage. Cell 136:420-34.

174. Stewart G.S., Wang B., Bignell C.R., Taylor A.M., Elledge S.J. 2003. MDC1 is a mediator of the mammalian DNA damage checkpoint. Nature 421(6926):961-966.

175. Stiff T., O'Driscoll M., Rief N., Iwabuchi K., Lobrich M., Jeggo P.A. 2004. ATM and DNA-PK function redundantly to phosphorylate H2AX after exposure to ionizing radiation. Cancer Res 64(7) :2390-2396.

176. Stucki M., Jackson S.P. 2006. gammaH2AX and MDC1: anchoring the DNA-damage-response machinery to broken chromosomes. DNA Repair 5(5):534-543.

177. Sun Y., Jiang X., Chen S., Fernandes N., Price B.D. 2005. A role for the Tip60 histone acetyltransferase in the acetylation and activation of ATM. Proc Natl Acad Sci USA 102:13182-7.

178. Sun Y., Jiang X., Price B.D. 2010. Tip60: Connecting chromatin to DNA damage signaling. Cell Cycle 9.

179. Sun Y., Jiang X., Xu Y., Ayrapetov M.K., Moreau L.A., Whetstine J.R. 2009. Histone H3 methylation links DNA damage detection to activation of the tumour suppressor Tip60. Nat Cell Biol. 11:1376-82.

180. Sun Y., Xu Y., Roy K., Price B.D. 2007. DNA damage-induced acetylation of lysine 3016 of ATM activates ATM kinase activity. Mol Cell Biol. 27:8502-9.

181. Svetlova M., Solovjeva L., Nishi K., Nazarov I., Siino J., Tomilin N. 2007. Elimination of radiation-induced gamma-H2AX foci in mammalian nucleuscan occur by histone exchange. Biochem. Biophys. Res. Commun. 358(2):650-654.

182. Tarsounas M., Davies D., West S.C. 2003. BRCA-2-dependent and independent formation of RAD51 nuclear foci. Oncogene. 22: 1115-1123.

183. Taucher-Scholz K., Kraft G. 1999. Influence of radiation quality on the yield of DNA strand breaks in SV40 DNA irradiated in solution. Radiat. Res. 151(5): 595-604.

184. Telford D.J., Stewart B.W. 1989. Micrococcal nuclease: its specificity and use for chromatin analysis. Int J Biochem. 21:127-37.

185. Tomilin N.V., Solovjeva L.V., Svetlova M.P., Pleskach N.M., Zalenskaya I.A., Yau P.M., Bradbury E.M. 2001. Visualization of focal nuclear sites of DNA repair synthesis induced by bleomycin in human cells. Radiat. Res. 156(4): 347-354.

186. Toth K., Brun N., Langowski J. 2006. Chromatin compaction at the mononucleosome level. Biochemistry 45:1591-8.

187. Tsukuda T., Fleming A.B., Nickoloff J.A., Osley M.A. 2005. Chromatin remodelling at a DNA double-strand break site in Saccharomyces cerevisiae. Nature 438:379-83.

188. Tubiana M., Feinendegen L.E., Yang С., Kaminski J.M. 2009. The linear no-threshold relationship is inconsistent with radiation biologic and experimental data. Radiology 251(1): 13-22.

189. Vakoc C.R., Sachdeva M.M., Wang H., Blobel G.A. 2006. Profile of histone lysine methylation across transcribed mammalian chromatin. Mol Cell Biol. 26:9185-95.

190. Vens C., Hofland I., Begg A.C. 2007. Involvement of DNA polymerase beta in repair of ionizing radiation damage as measured by in vitro plasmid assays. Radiat. Res. 168(3): 281-291.

191. Wang В., Elledge S.J. 2007. Ubcl3/Rnf8 ubiquitin ligases control foci formation of the Rap80/Abraxas/Brcal/Brcc36 complex in response to DNA damage. Proc Natl Acad Sci USA 104:20759-63.

192. Wang C., Jurk D., Maddick M., Nelson G., Martin-Ruiz C., von Zglinicki T. 2009. DNA damage response and cellular senescence in tissues of aging mice. Aging Cell 8(3):311-323.

193. Wang H., Wang M., Wang H., Bocker W., Iliakis G. 2005. Complex H2AX phosphorylation patterns by multiple kinases including ATM and DNA-PK in human cells exposed to ionizing radiation and treated with kinase inhibitors. J Cell Physiol 202(2):492-502.

194. Wang X., Hayes J.J. 2008. Acetylation mimics within individual core histone tail domains indicate distinct roles in regulating the stability of higherorder chromatin structure. Mol Cell Biol. 28:227-36.

195. Ward I.M., Chen J. 2001. Histone H2AX is phosphorylated in an ATR-dependent manner in response to replicational stress. J Biol Chem 276(51):47759-47762.

196. Ward I.M., Minn K., Chen J. 2004. UV-induced ataxia-telangiectasia-mutated and Rad3-related (ATR) activation requires replication stress. J Biol Chem 279(11):9677-9680.

197. Ward J.F. 1990. The yield of DNA double-strand breaks produced intracellularly by ionizing radiation. A review Int. J. Radiat. Biol. 57: 1141-1150.

198. Ward J.F. 1994. The complexity of DNA damage: relevance to biological consequences. Int. J. Radiat. Biol. 66: 427-432.

199. Ward J.F. 2000. Complexity of damage produced by ionizing radiation. Cold Spring Harb. Simp. Quant. Biol. 65: 377-382.

200. Ward J.F., Kuo I. 1976. Strand breaks, base release, and postirradiation changes in DNA y-irradiated in dilute 02-saturated aqueous solution. Radiat. Res. 66: 485^198.

201. Wei F., Xie Y., He L., Tao L., Tang D. 2011. ERK1 and ERK2 kinases activate hydroxyurea-induced S-phase checkpoint in MCF7 cells by mediating ATR activation. Cell Signal 23(l):259-268.

202. Wu P.-Y., Frit P., Malivert L., Revy P., Biard D., Salles В., Calsou P. 2007. Interplay between cernunnos-XLF and nonhomologous end-joining proteins at DNA ends in the cell. J. Biol. Chem. 282: 31937-31943.

203. Wyman C., Kanaar R. 2006. DNA double-strand break repair: all's well that ends well. Annu. Rev. Genet. 40: 363-383.

204. Xu Y., Sun Y., Jiang X., Ayrapetov M.K., Moskwa P., Yang S., Weinstock D.M., Price B.D. 2010b. The p400 ATPase regulates nucleosome stability and chromatin ubiquitination during DNA repair. J Cell Biol 191(1):31-43.

205. Yajima H., Lee K.J., Zhang S., Kobayashi J., Chen B.P. 2009. DNA double-strand break formation upon UV-induced replication stress activates ATM and DNA-PKcs kinases. J Mol Biol 385(3):800-810.

206. Yan C., Lu J., Zhang G., Gan Т., Zeng Q., Shao Zh., Duerksen-Hughes P.J. and Yang J. 2011. Benzoa.pyrene induces complex H2AX phosphorylation patterns by multiple kinases including ATM, ATR, and DNA-PK. Toxicol In Vitro 25(1):91—99.

207. Yang J., Yu Y., Hamrick H.E., Duerksen-Hughes P.J. 2003. ATM, ATR and DNA-PK: initiators of the cellular genotoxic stress responses. Carcinogenesis 24(10): 1571-1580.

208. Yano K.-i., Morotomi-Yano K., Akiyama H. 2009. Cernunnos/XLF: a new player in DNA double-strand break repair. Int. J. Biochem. Cell Biol. 41: 1237-1240.

209. Yatagai F., Suzuki M., Ishioka N., Ohmori H., Honma M. 2008. Repair of I-Scel induced DSB at a specific site of chromosome in human cells: influence of low-dose, low-dose-rate gamma-rays. Radiat Environ Biophys 47(4):439-444.125 )h

210. Ye J., Ai X., Eugeni E.E., Zhang L., Carpenter L.R., Jelinek M.A.2005. Histone H4 lysine 91 acetylation a core domain modification associated with chromatin assembly. Mol Cell 18:123-30.

211. Yoshida K., Yoshida S.H., Shimoda C., Morita T. 2003. Expression and radiation-induced phosphorylation of histone H2AX in mammalian cells. J. Radiat. Res. (Tokyo) 44(1): 47-51.

212. Yu Т., MacPhail S.H., Banath J.P., Klokov D., Olive P.L. 2006. Endogenous expression of phosphorylated histone H2AX in tumors in relation to DNA double-strand breaks and genomic instability. DNA Repair 5(8):935-946.

213. Yu Y., Mahaney B.L., Yano K.-I., Ye R., Fang S., Douglas P., Chen D.J., Lees-Miller S.P. 2008. DNA-PK and ATM phosphorylation sites in XLF/Cernuimos are not required for repair of DNA double-strand breaks. DNA Rep. (Amst.). 7: 1680-1692.

214. Yuan J., Chen J. 2010. MRE11-RAD50-NBS1 complex dictates DNA repair independent of H2AX. J Biol Chem 285(2): 1097-1104.

215. Zeng L., Yap K.L., Ivanov A.V., Wang X., Mujtaba S., Plotnikova O. 2008. Structural insights into human KAP1 PHD finger-bromodomain and its role in gene silencing. Nat Struct Mol Biol. 15:626-33.

216. Ziv Y., Bielopolski D., Galanty Y., Lukas C., Taya Y., Schultz D.C.2006. Chromatin relaxation in response to DNA double-strand breaks is modulated by a novel ATM- and KAP-1 dependent pathway. Nat Cell Biol. 8:870-6.