Диагностические возможности ПЦР в верификации диагноза инфекционного мононуклеоза, вызыванного вирусом Эпштейна-Барр тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.10, кандидат медицинских наук Прохорова, Наталья Александровна

• Прохорова, Наталья Александровна
• кандидат медицинских наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Прохорова, Наталья Александровна

Введение

Актуальность темы.6

Цель исследования.

Научная новизна.

Практическая значимость.

Апробация работы и внедрение в практику.8

Часть 1. Обзор литературы

Глава 1. Современные представления об этиологии, эпидемиологии и социальном значении герпетических инфекций.10

1.1. Роль вируса Эпштейна-Барр в заболеваниях человека.11

Глава 2. Современные представления о патогенезе Эпштейна-Барр вирусной инфекции.14

2.1. Патогенез латентной инфекции.18

Глава 3. Клиническая картина Эпштейна-Барр вирусной инфекции (EBV).

3.1. Клинические проявления инфекционного мононуклеоза. 20

3.2. Клиника активной хронической инфекции EBV. 23

3.3 Лимфопролиферативные заболевания, связанные с EBV. 26

Глава 4. Современные принципы диагностики Эпштейна-Барр вирусной инфекции. 27

Часть 2 Собственные наблюдения.

Глава 1. Материалы и методы исследования.

1.1. Объем исследования. 35

1.2. Специальные методы исследования

1.2.1. Полимеразная цепная реакция. 38

1.2.2. Методы ИФА для определения антител IgM и IgG к капсидному антигену (VCA) EBV, IgG к ядерному антигену (EBNA) EBV, IgG к раннему антигену (ЕА) EBV. 43

Глава 2. Клинико-лабораторная характеристика больных инфекционным мононуклеозом.

2.1. Общая характеристика обследованных больных. 45

2.2. Клинико-лабораторная характеристика периода разгара у больных с инфекционным мононуклеозом. 47

2.3. Клинико-лабораторная характеристика периода ранней реконвалесценции у больных инфекционным мононуклеозом. 59

2.4. Клинико-лабораторная характеристика катамнестического периода у больных с инфекционным мононуклеозом. 63

2.4.1. Клинико-лабораторная характеристика больных с инфекционным мононуклеозом через 6 месяцев от начала заболевания. 64

2.4.2. Клинико-лабораторная характеристика больных с инфекционным мононуклеозом через 12 месяцев от начала заболевания. 65

2.4.3. Клинико-лабораторная характеристика больных с инфекционным мононуклеозом через 24 месяца от начала заболевания. 66

2.5. Роль молекулярного метода (ПЦР) - определение ДНК ЕВУ в дифференциальной диагностике. 71

Глава 3. Сопоставление результатов молекулярно-генетического исследования методом ПЦР с динамикой специфических серологических маркеров у больных инфекционным мононуклеозом в различные фазы инфекционного процесса. 78

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Диагностические возможности ПЦР в верификации диагноза инфекционного мононуклеоза, вызыванного вирусом Эпштейна-Барр»

Актуальность темы.

Проблема специфической диагностики ЕВУ-инфекции, несмотря на длительную историю изучения, чрезвычайно актуальна из-за недостаточного использования в практическом здравоохранении современных лабораторных методов исследования. Хотя ЕВУ-инфекция имеет глобальное распространение (к 18 годам более 90% населения земного шара инфицировано вирусом Эпштейна-Барр [7, 54, 102]), но в большинстве случаев она носит персистирующий характер и не нуждается в противовирусном лечении. В тоже время, изменяющиеся условия окружающей среды, увеличение случаев приобретённого и врождённого иммунодефицита, обуславливают нарастание числа тяжёлых случаев инфекционного мононуклеоза, реактивации этой инфекции с полиорганной патологией [102].

Полиморфизм клинических проявлений Эпштейна-Барр вирусной инфекции обуславливает необходимость улучшения клинической и лабораторной диагностики заболевания. Наиболее перспективным является применение на практике молекулярно-генетических методов диагностики и, прежде всего полимеразной цепной реакции, которая позволяет выявлять присутствие ДНК вируса Эпштейна-Барр с острого периода до выздоровления, а у части пациентов и длительное время после перенесенного заболевания.

Количество исследований, посвященных изучению характера клинико-лабораторных проявлений инфекционного мононуклеоза в зависимости от стадии инфекционного процесса у взрослых пациентов в нашей стране, очень ограничено. Нуждается также в уточнении диагностическая значимость специфических методов ИФА и ПЦР в различные стадии инфекционного процесса.

Вышеизложенные данные обуславливают актуальность исследований, направленных на изучение клинико-лабораторной диагностики инфекционного мононуклеоза в динамике инфекционного процесса в сопоставлении с персистенции вируса в крови.

Цель исследования:

Изучить особенности персистенции ДНК EBV в сыворотке крови у больных инфекционным мононуклеозом на разных стадиях заболевания в сопоставлении с серологическими методами исследования (a-EBV VCA IgM, a-EBV VCA IgG, a-EBV EA IgG, a-EBV EBNA IgG, реакцией Хофф-Бауэра).

Задачи исследования:

1. Исследовать динамику серологических маркеров инфекции Эпштейна-Барр (a-EBV VCA IgM, a-EBV VCA IgG, a-EBV EA IgG, a-EBV EBNA IgG) у больных инфекционным мононуклеозом на различных стадиях обследования.

2. Изучить в динамике данные молекулярно-генетического исследования (ПЦР) у больных инфекционным мононуклеозом на различных стадиях обследования.

3. Сопоставить диагностическую значимость серологической и ПЦР (ДНК) диагностики в различные периоды инфекционного мононуклеоза.

4. Проанализировать клинические и лабораторные данные у больных инфекционным мононуклеозом в сопоставлении с данными серологических и молекулярно-генетических (ПЦР) исследований на различных этапах заболевания.

Научная новизна:

Впервые прослежена и установлена длительность активной репликации ДНК EBV у больных инфекционным мононуклеозом в динамике инфекционного процесса.

Показана возможность длительной (до 24 месяцев) активной репликации ДНК EBV у части больных с инфекционным мононуклеозом после острой фазы заболевания.

Проведен анализ диагностической значимости метода ПЦР, серологических методов (динамика антител к структурным белкам EBV и реакции Хофф-Бауэра) при динамическом наблюдении.

Установлено, что у больных инфекционным мононуклеозом в периоде реконвалесценции через 12-24 месяца выявлено интерметтирующее появление ДНК EBV при отсутствии выраженных клинических данных.

Впервые на клиническом материале показано дифференциально-диагностические возможности применения метода ПЦР (ДНК EBV) на ранних этапах инфекционного процесса, учитывая большой полиморфизм клинических проявлений инфекционного мононуклеоза.

Практическая значимость:

Впервые определена длительность активной репликации ДНК EBV методом ПЦР в сыворотке крови больных инфекционным мононуклеозом, что позволило установить сроки оптимального применения серологических и

ПЦР методов для верификации диагноза.

Впервые показано преимущество выявления ДНК EBV в сыворотке крови методом ПЦР в сравнении с общепринятыми серологическими исследованиями (реакция Хофф-Бауэра) как на ранних сроках заболевания, так и при обследовании лихорадящих больных с полилимфоаденопатией.

Установлено, что метод ПЦР может использоваться для дополнительной верификации диагноза EBV на различных стадиях инфекционного процесса, а также при затянувшейся реконвалесценции.

Полученные результаты исследования могут быть рекомендованы для разработки практических рекомендаций по диспансерному наблюдению за переболевшими EBV.

Апробация работы и внедрение в практику:

Работа выполнена на базе Инфекционной Клинической больницы №2 Департамента Здравоохранения г. Москвы, лаборатории ФГУН ЦНИИЭ Роспотребнадзора г. Москвы.

Тема диссертационной работы является фрагментом комплексной темы кафедры инфекционных болезней Московской Медицинской Академии им. И.М.Сеченова (зав. кафедрой, член-корреспондент РАМН, профессор С.Г.Пак) «Интоксикация при бактериальных и вирусных инфекциях. Патогенез и механизмы адаптации» 01.200.110439.

Рекомендации, полученные в результате исследования, внедрены в практику на кафедре инфекционных болезней ММА им. И.М.Сеченова, инфекционных отделений ИКБ №2 г. Москвы.

Все основные положения диссертации опубликованы в научных работах.

Материалы диссертационной работы были доложены на VII Российском съезде врачей-инфекционистов (октябрь 2006 года, Нижний Новгород), VI Всероссийской научно-практической конференции «Молекулярная диагностика» (28-30 ноября 2007 года, г. Москва)

Работа апробирована на заседании кафедры инфекционных болезней ММА им. И.М.Сеченова.

Заключение диссертации по теме «Инфекционные болезни», Прохорова, Наталья Александровна

ВЫВОДЫ:

1. Молекулярно-генетическое исследование (ПЦР) можно рекомендовать как основной метод для верификации диагноза у диагностически неясных больных с симптомами сходными с инфекционным мононуклеозом, учитывая полиморфизм клинических проявлений инфекции Эпштейна-Барр.

2. В периоде разгара острой EBV-инфекции у 100% больных методом молекулярно-генетической диагностики (ПЦР) подтвержден диагноз инфекционного мононуклеоза, вызванного вирусом Эпштейна-Барр, тогда как используемый метод Хофф-Бауэра подтверждает диагноз лишь в 75% случаев на ранних сроках заболевания.

3. В периоде реконвалесценции инфекционного мононуклеоза, вызванного вирусом Эпштейна-Барр, через 6 месяцев от начала заболевания у 67% больных, через 12 - у 34%, через 24 месяца у 32% пациентов методом ПЦР в сыворотке крови сохраняется персистенция вируса Эпштейна-Барр.

4. В периоде разгара EBV-инфекции у 85% , а в периоде ранней реконвалесценции у 90% больных выявляются a-EBV VCA IgM. В дальнейшем через 6, 12 и 24 месяца у наших пациентов a-EBV VCA IgM не определялись, т.е. a-EBV VCA IgM являются антителами острого периода заболевания.

В периоде разгара EBV-инфекции у 68% больных, а в периоде ранней реконвалесценции у 70% пациентов установлены a-EBV ЕА IgG; в дальнейшем через 6, 12, 24 месяца от начала заболевания эти антитела не выявляются.

В периоде разгара EBV-инфекции a-EBV EBNA IgG определялись у незначительного количества больных - 10%, тогда как к 12 месяцам они установлены у 97%, а к 24 месяцам -у 95% пациентов, следовательно, эти антитела можно рассматривать как маркер перенесенного заболевания. В периоде разгара заболевания и периоде ранней реконвалесценции a-EBV VCA IgG присутствовали у 53-61% больных, к 12 и 24 месяцам они выявлялись у 84-88% пациентов. Полученные данные могут в совокупности с другими маркерами использоваться для верификации диагноза Эпштейна-Барр вирусной инфекции, но не имеют самостоятельного значения для установления фазы инфекционного процесса.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ:

1. В диагностически неясных случаях у больных с симптомами инфекционного мононуклеоза целесообразно применять метод молекулярно-генетического исследования (ПЦР), который позволяет в короткие сроки при однократном исследовании подтвердить диагноз инфекции Эпштейна-Барр.

2. В периоде разгара заболевания необходимо рекомендовать исследование сыворотки крови на наличие a-EBV VCA IgM, которые позволяют дифференцировать первичное инфицирование от реактивации.

3. В периоде реконвалесценции через 6, 12, 24 месяца необходимо обследовать больных методом ПЦР для выявления сохраняющейся персистенции вируса.

4. Для подтверждения перенесенной Эпштейна-Барр вирусной инфекции целесообразно определять a-EBV EBNA IgG.

5. Полученные результаты исследования могут быть рекомендованы для разработки практических рекомендаций по диспансерному наблюдению за переболевшими EBV.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Прохорова, Наталья Александровна, 2008 год

1. Барииский И.Ф. XVI-Международная конференция по изучению герпесвирусов. //Вопросы вирусологии. 1992.-№1, стр.1.

2. Белова Е.Г. Клинико-лабораторная характеристика, состояние ротоглотки и факторов местного иммунитета у больных Эпштейна-Барр вирусным мононуклеозом.// Диссертация. К.м.н., 2000, 1-126.

3. Гранитов В.М. Герпесвирусная инфекция. М., 2001. - 26-33.

4. Данилюк Н.К. Вирус Эпштейна-Барр и серодиагностика, связанных с ним заболеваний. Информационный биллютень «Новости Вектор-Бест» 2000г.,№4,1-5.

5. Журавлева JI.A., Чуйкова К.И., Галактионова О.И. и др. Первый опыт лечения инфекционного мононуклеоза Анафероном детским. Журнал Детские инфекции, 2003, 3, 50-52.

6. Зайцева И.А., Хмилевская С.А. Влияние различных методов терапии на процессы аутосенсибилизации при инфекционном мононуклеозе. VI Российский съезд инфекционистов, 2003, стр.143

7. Краснов В.В. Инфекционный мононуклеоз. Клиника, диагностика, современные методы лечения. Нижегородская медицинская Академия 2003,1-44.

8. Мазепа В.Н., Бруснигина Н.Ф., Орлова К.Ф. и др. Выявление вирусов Epstein-Barr и Cytomegalovirus у детей различных возрастов с разными формами патологии. VII Российский съезд инфекционистов, октябрь 2006,162-163.

9. Малышев Н.А., Смагулов К.З.Б Каражас Н.В. и др. Цитомегаловирусная инфекция. Эпидемиология, клиника, диагностика, лечение и профилактика. Методическое пособие. 2001, 1-51.

10. Марданлы С.Г., Амелина Е.А., Федотова И.Э., Кирпичникова Г.И. и др. Герпесвирусные инфекции, особенности патогенеза, лабораторная диагностика. Справочник заведующего КДЛ. 2007 апрель, №4, 37-42.

11. Сенюта JI.H., Вовк З.В., Бида Т.П. и др. Особенности течения среднетяжелого и тяжелого инфекционного мононуклеоза у детей. VI Российский съезд инфекционистов, 2003, стр. 348-349.

12. Смелянская М.В., Мартынов А.В., Перемот С.Д. Обоснование применения иммунореабилитации больным с герпесвирусной персистенцией. VI Российский съезд инфекционистов, 2003, стр.361

13. Томилка Г.С., Щепилова О.В. Затяжная ангина как признак инфекционного мононуклеоза. VI Российский съезд инфекционистов, 2003, стр. 385.

14. Феклисова Л.В., Галкина Л.А., Казакова С.П. Дифференциальная лабораторная диагностика инфекционного мононуклеоза. VI Российский съезд инфекционистов, 2003, стр.400.

15. Хмилевская С.А., Зайцева И.А. Аутоиммунный профиль органов у больных острым Эпштейна-Барр вирусным инфекционным мононуклеозом. VII Российский съезд инфекционистов, октябрь 2006, 193.

16. Уразова О.И., Помогаева А.П. Ультроструктурная характеристика моноцитов периферической крови у здоровых детей и детей, больных инфекционным мононуклеозом. VI Российский съезд инфекционистов, 2003, стр.393.

17. Ющук Н.Д., Венгеров Ю.Я. Лекции по инфекционным болезням. Том 2 , 1999,106-115.

18. Шувалова Е.П. Инфекционные болезни. Москва «Медицина» 1982 , 216-219.

19. Allday M.J., Crawford D.H. Role of epithtlium in EBV persistence and pathogenesis of B-cell tumours. Lancer, 1988, 855-857.

20. Andersson A, Vetter V, Kreutzer L, and Bauer G. Avidities of IgG directed against viral capsid antigen or early antigen useful markers for significant Epstein -Barr virus serology. J Med Virol 1994; 43: 238-244.

21. Andreone P, Gramenzi A, Lorenzini S,et al: Posttransplantation lymphoproliferative disorders. Arch Intern Med 2003; 163: 1997-2004.

22. Babcock GJ, Decker LL, Thorley-Lawson DA. EBV persistence in memory B cells in vivo. Immunity 1998, 9, 395-404.

23. Babcock GJ, Decker LL, Freeman RB, et al. Epstein-Barr virus-infected resting memory B cells, not proliferating lymphoblasts, accumulate in the peripheral blood of immunosuppressed patients. Journal exp. Med. 1999, 190 567-576.

24. Bauer G. Rationale and rationelle EBV-Diagnostic. Clin Lab 1995; 41: 623634.

25. Bauer G. Simplicity through complexity: immunoblot with recombinant antigens as the new gold standart in Epstein -Barr virus serology. Clin Lab. 2001; 47: 223-230.

26. Benkerrou M, Jais J-P, Leblond V, et al. Anti-B-cell monoclonal antibody treatment of severe posttransplant B-lymphoproliferative disorder: prognostic factor and long-term outcome. Blood 1998; 92: 3137-3147.

27. Birx DL, Redfield RR, Tosato G. Defective regulation of Epstein-Barr virus infection in patients with acquired immunodeficiency syndrome (AIDS) or AIDS-related disorders. N. Engl. J. Med. 1986, 314, 874-879.

28. A.Brooks, J.Cook. Epstein-Barr Virus. Journal of Virology, 2004, 1-17

29. Caldwell RG, Wilson JB, Anderson SJ, et al. Epstein-Barr virus LMP2A drives B cell development and survival in the absence of normal B cell reception signal. Immunity 1998; 9: 405-411.

30. Choquet S, Leblond V, Herbrecht R, et al: Efficacy and safety of rituximab in B-cell post-transplantation lymphoproliferative disorders: Result of a prospective multicenter phase 2 study. Blood 2006; 107: 3053-3057.

31. Cohen JI, Lekstrom K. Epstein-Barr virus BARF1 protein is dispensable for B-cell transformation and inhibits alpha interferon secretion from mononuclear cells. J Virol 1999; 73: 7627-7632.

32. Cooper, N. R. Early Events in Human Herpesvirus Infection of Cells: In Cellular Receptors for Animal Viruses, ed .Wimmer, 1994; 365-388.Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York.

33. Dadmanesh F, Peterse JL, Sapino A, et al: Lymphoepithelioma-like carcinoma of the breast: lack of evidence of Epstein -Barr virus infection. Histopathology 2001, 38, 54-61.

34. Dambaugh T, Hennessy K, et al., U2 region of EBV DNA may encode Epstein-Barr nuclear antigen 2. Proc Natl acad Sci USA 1984; 81, 76327636.

35. Drebber U, Kasper HU, Krupacz J, et al. The role of Epstein -Barr virus in acute and chronic hepatitis. J Hepatol 2006; 44: 879-885.

36. Evans,A.S.,and J.C. Niederman . Viral infection of human, epidemiology and control. Plenum medical book company, New York. 1982; 253-281

37. Fan H, Gulley ML. Epstein -Barr viral load measurement as a marker of EBV-related disease. Mol Diagn 2001; 6: 279-289. (141)

38. Faulkner G.C., Burrows S.R., Khanna R., Moss D.J., Crawford D.H. X-linked agammaglobulinemia patients are not infected with Epstein-Barr virus: implications for the biology of the virus. J Virol, 1999; 73, 1555-1564.

39. Fingeroth J.D., Weis J J., TedderT.F., Strominger J.L.,Biro P.A. Epstein-Barr virus receptor of human B lymphocytes in the C3d receptor CR2. Proc. Natl Acad Sci USA, 1984; 4510-4514.

40. Flavell KJ, Murray PG. Hodgkin's disease and the Epstein -Barr virus. Mol Pathol 2000, 53, 262-269.

41. Gallagher A, Armstrong AA, MacKenzie J, et al. Detection of Epstein -Barr virus (EBV) genomes in the serum of patients with EBV-associated Hodgkin's disease. Int J Cancer 1999; 84: 442-448.

42. Gartner BC, Hess RD, Bandt D, et al. Evaluation of four commercially available Epstein -Barr virus enzyme immunoassays with an immunofluorescence assay as the reference method. Clin Diagnos Lab Immunol 2003; 10: 78-82.

43. Gratama JW, Oosterveer MAP, Zwann FE, Lepoutre J and all. Eradication of Epstein-Barr virus by allogeneic bone marrow transplantion: implication for sites of viral latency. Proc. Natl. Acad. Sci.,USA, 1988; 8693-8696.

44. Godshall SE, Kirchner JT. Infectious mononucleosis. Complexities of common syndrome. Postgrad. Med. 2000; 107: 175-179, 183-184, 186.

45. Gray JJ. Avidity of EBV VCA-specific IgG antibodies: distinction between recent primary infection, past and reactivation. J Virol Methods. 1995; 52: 95104.

46. Harrison M. McGraw-Hill Companies 2004-2005. Epstein-Barr virus infection, includiq Infectious mononucleosis Part 6, Chapter 165, 3078-3086.

47. Henderson S, Huen D, Rowe M, et al. Epstein-Barr virus-coded BHRF1 protein, A viral homolog of Bcl-2, protects human B cells fom programmed cell death Proc Natl Acad Sci USA 1993; 90: 8479-8483.

48. Henle G, Henle W. Immunofluorescence in cells derived from Burkett's lymphoma J Bacteriol 1966; 91: 1248-1256.

49. Hess RD. Routine Epstein-Barr virus Diagnostics from the Laboratory Perspective: Still Challenging after 35 years. Journal of Clinical Microbiology 2004; 42: 3381-3387.

50. Higgins CD, Swerdlow AJ, Macsween KF, et al: A study of risk factors for acquisition of Epstein-Barr virus and its subtypes. J Infect Dis 2007; 195: 474-482.

51. Holmes R. D., and R.J. Sokol. Epstein-Barr virus post-transplant lymphoproliferative disease. Pediatr. Transplant. 2002; 6: 456-464.

52. Hongxin F., Margaret I., Gulley M. Epstein-Barr viral load measurement as a marker of EBV-related disease. Molecular diagnosis vol. 6 № 4 2001.

53. Hopwood P, and Crawford DN. The role of EBV in post-transplant malignancies: a review. J Clin Pathol, 2000, 53, 248-254.

54. Hsu DH, de Waal Malefyt R, Fiorentino DF, et al. Expression of interleukin-10 activity by Epstein-Barr virus protein BCRF1. Science 1990; 250: 830832.

55. Jabs WJ, Hennig H, Kittel M, et al. Normalized quantification by real-time PCR of EBV load in patients at risk for posttransplant lymphoproliferative disorders. Journal clin. Microbiology, 39, 2001 564-569.

56. Jenson H, Mcintosh K, Pitt J,et al. Natural history of primary Epstein-Barr virus infection in children of mothers infected with human immunodeficiency virus type 1. J Infect Dis 1999; 179: 1395-1404.

57. Jeffrey I, Cohen MD. Epstein-Barr virus infection. The New England Journal of Medicine, 2000; 343: 456-467.

58. Johannsen E, Koh E, Mosialos G, Tong X, Kieff E et all. Epstein-Barr virus nuclear protein 2 transactivation of the latent membrane protein 1 promoter is mediated by J kappa and PU.l. J Virol 1995; 69: 253-262.

59. Kanegane H, Wakiguchi H, Kanegane C, et al. Increased cell-free viral DNA in fatal cases of CAEBV virus infection. Clin. Infection Diseases, 1999, 28, 906-909.

60. Khanna R, Moss DJ, Byrrows SR. Vaccine strategies against Epstein-Barr virus-associated diseases: lessons from studies on cytotoxic T-cell-mediated immune regulation. Immunol Rev 1999; 170: 49-64.

61. Khanna R, Burrows SR, and Moss DJ. Immune regulation in Epstein -Barr virus-associated diseases. Microbiol 1995, 59, 387-405.

62. Kieff E. Epstein-Barr virus and its replication. In: Fields B.N., Knipe D.M., Howley P.m., eds. Fields virology. 1996; 3rd ed Vol. 2 Philadelphia, 23432396.

63. Kimura H., Morishima T. Prognostic factor for CAEBV. The Journal of Infections Diseases, 2003,187, 527-533.

64. Kimura H., Morita M. Yabuta Y., et al. Quantitative analysis of Epstein-Barr virus load by using a real-time PCR assay. Clin Microbiol, 1999; 37, 132-136.

65. Kimura H, et all. Clinical and virologic characteristics of chronic active Epstein-Barr virus infection. Blood, 2001, 98, 280-286.

66. Komano J, Maruo S, Kurozumi K, Takada K, et al. Oncogenic role of Epstein-Barr virus-encoded RNAs in Burkitt's lymphoma cell line Akata. J Virol 1999; 73: 9827-9831.

67. Kulwichit W, Edwards RH, Davenport EM, Baskar JF et al. Expression of the Epstein-Barr virus latent membrane protein ,1 induces B cell lymphoma in transgenic mice. Proc Natl Acad Sei USA 1998; 95: 11963-11968.

68. Kuppers R. B cells under influence: transformation of B cells by Epstein -Barr virus. Nat. Rev. Immunol. 3, 2003, 801-812.

69. Latour S, Veillette A.: Molecular and immunological basis of X-linked lymphoproliferative disease. Immunol Rev 2003; 192: 212-224.

70. Lennette E.T., E.H. Lennette, D.A. Lennette. Diagnostic procedures for viral, rickettsial, and chlamydial infection, 7th ed. American public htalth associanion, Washington. 1995; 299-312.

71. Lennette, E.T., P.R. Murray, E. J. Baron, M.A. Pfaller, F.C. Tenover, and R.H. Yolken. Manual of clinical microbiology, 6 ed. ASM Press, Washington 1995; 905-910.

72. Levitskaya J, Shapiro A, Leonchiks A, et al. Inhibition of ubigutin /proteasome-dependenl protein degradation by the Gly-Ala repeat domain of the Epstein-Barr virus nuclear antigen 1. Proc Natl Acad Sci USA 1997; 94: 12616-12621.

73. Li,Q. and all. The EBV BZLF2 gene product associates with qH and qL Homoloqs of EBV and carries an epitope critical to infection of B cell but not epithelial cell. Journal of Virology 1995; 69, № 7, 3987-3994.

74. Li Q., Spriggs M.K., Kovats S. et all. Epstein-Barr virus uses HLA class II as cofactor for infection of lymphocytes. J. Virol 1997; 71, 4657-4662

75. Liebowitz D. Epstein-Barr virus and a cellular signaling pathway in lymphomas from immunosuppressed patients. N Engl J Med 1998; 338: 14131421.

76. Linde A, Kallin B, Dillner J, et al. Evalution of enzyme-linked immunosorbent assay with two syntetic peptides of Epstein -Barr virus for diagnosis of infectious mononucleosis. J Infect Dis. 1990; 161: 903-909.

77. Lo YMD, Chan LYS, Lo KW, et al. Quantitative analysis of cell-free Epstein -Barr virus DNA in plasma of patients with nasopharyngeal carcinoma. Cancer Res 1999; 59: 1188-1191.

78. Miller N, and Hutt-Fletcher, L. M. Epstein-Barr Virus enter B cells and epithelial cells by different routes. Journal of Virology 1992; 66, № 6, 34093414.

79. Miller CL, Burkhardt AL, Lee JH, et al. Integral membrane protein 2 of Epstein-Barr virus regulates reactivation from latency through dominant negative effects on protein-tyrosine kinases. Immunity 1995; 2: 155-166.

80. Moore KW, Vieira P, Fiorentino DF, et all. Homology of cytokines synthesis inhibitory factor (IL-10) to the Epstein-Barr virus gene BCRF1. Science 1990; 248: 1230-1234.

81. Mosialos G, Birkenbach M, Yalamanchili R, et al. The Epstein-Barr virus transforming protein LMP1 engages signaling protein for the tumor factor receptor family Cell 1995; 80: 389-399.

82. Murray PG, Young LS. The role of the EBV in human disease. Frontiers in Bioscience 2002; 7, 519-540.

83. Mutirangura A, Pornthanakasem W, Theamboonlers A, et al. Epstein-Barr viral DNA in serüm of patients with nasopharyngeal carcinoma. Clin Cancer Res 1998; 4: 665-669.

84. Negro F. The paradox of Epstein -Barr virus-associated hepatitis. Journal of Hepatology 2006; 44, 839-841.

85. Niedobitek G., Agathanggelou A., Herbst H., Whitehead L. and all. Epstein -Barr virus (EBV) infection in infection mononucleosis: virus latency, replication and phenotype of EBV infected cells. J. Pathol 1997; 182, 151159.

86. Ohga S, Nomura A, Takada H, et al. EBV load and cytokine gene expression in activated T cells of chronic active EBV infection. Journal Infection diseasis, 2001; 183,1-7.

87. Pathmanathan R, Prasad U, Sadler R, et al. Clonal proliferations of infected with Epstein-Barr virus in preinvasive lesions related to nasopharyngeal carcinoma. N Engl J Med 1995; 333: 693-698.

88. Paya CV, Fung JJ, Nalesnik MA, et al. Epstein -Barr virus-induced posttransplant lymphoproliferative disorders. Transplantation 1999; 68: 15171525.

89. Reedman BM and Klein G.Cellular localization of Epstein -Barr virus-associated complement-fixing antigen in producer and nonproducer lymphoblastoid cell lines. Int J Cancer 1973; 11: 499-520.

90. Rickinson AB, Moss DJ. Human cytotoxic T lymphocyte responses to Epstein-Barr virus infection. Annu Rev Immunol 1997; 15: 405-431.

91. Roizman, B. A Brief Introduction. In Virology, 1990, 2, 1787-1793. Raven Press, New York.

92. Roberts ТС, Storch GA. Multiplex PCR for diagnosis of AIDS-related central nervous system lymphoma and toxoplasmosis. Journal clin. Microbiol 1997; 35, 268-269

93. Rooney CM, Loftin SK, Holladay MS, et al. Early identification of Epstein -Barr virus-associated posttransplantation lymphoproliferative disease. Br J Haematol 1995; 89: 98-103.

94. Rooney CM, Smith CA,Ng CY, et all. Use of gene-modified virus-specific T lymphocytes to control Epstein -Barr virus-related lymphoproliferation. Lancet 1995, 345, 9-13.

95. Sample J, Young L, Martin, et all. Epstein -Barr virus infection. J Infec Dis 2002; 56: 456-462.

96. Schillinger M, Kampmann M, Murray G, et al. Variability of humoral immune response to acute Epstein -Barr virus infection: evalution of significance of serological marcers. Med Microbiol Lett. 1993; 2: 296-303.

97. Schooley RT. Goldman: Cecil Medicine, 23rd ed. Chapter 400 Epstein-Barr virus infection, 2007, 360-366.

98. Schubert J, Zens W, and Weissbrich B. Comparative evalution of the use of immunoblots and of IgG avidity assays as confirmatory tests for the diagnosis of acute EBV infections. J Clin Virol 1998; 11: 161-172.

99. Shibata D, Weiss LM: Epstein -Barr virus-associated gastric adenocarcinoma. Am J Pathol 1992,140, 769-774.

100. Sixbey J.W., Vesterinen E.H., Nedrud J.G., Raab-Traub N. and all. Replication of Epstein -Barr virus in human epithelial cell infected in vitro. Nature 1983; 306, 480-483.

101. Sixbey J.W, Nedrud J.G., Raab-Traub N. Hanes R.A., Pagano J.S. Epstein -Barr virus replication in oropharyngeal epithelial cells. N. Engl J. Med. 1984; 310,1225-1230.

102. Soots ML, Specificity of the Paul-Bunnell test.Br Med J 1969, 3, 415.

103. Straus S. The chronic mononucleosis syndrome. The Infection diseasis, 1988; 157, 280-286.

104. Straus S, Cohen JI, Tosato G, et al. NIH conference: Epstein-Barr virus infection: biology, pathogenesis,and management. Ann Intern Med 1993; 118: 45-58.

105. Svahn A, Magnusson M, Schloss G, et al. Evaluation of three commercial enzyme-linked immunosorbent assays and two latex agglutination assays for diagnosis of primary Epstein-Barr virus infection. J Clin Microbiol. 1997; 35: 2728-2732.

106. Takada K. Epstein -Barr virus and gastric carcinoma. Vol Pathol 2000, 53, 255-261.

107. Tsuchiya S. Diagnosis of Epstein -Barr virus-associated diseases. Crit Rev Oncol Hematol 2002; 44: 227-238.

108. Tynell E, Aurelius E, Brandell A,et al. Acyclovir and prednisolone treatment of acute infections mononucleosis: a multicenter, double-blind, placebo-controlled study. J Infect Dis 1996; 174: 324-331.

109. Vento S, Cainelli F. Is there a role for viruses in triggering autoimmune hepatitis? Autoimmun Rev 2004; 3: 61-69.

110. Wang F, Gregory C, Sample C, et al. Epstein -Barr virus latent membrane protein (LMP1) and nuclear protein 2 and 3C are effectors of phenotypic changes in lymphocytes EBNA-2 and LMP1 cooperanively induce CD 23. J Virol 1990; 64: 2309-2318.

111. Wang D, Liebowitz D, Kieff E. An EBV membrane protein expressed in immortalized lymphocytes transforms established rodent cells.Cell 1985;43: 831-840.

112. Weber B, Brunner M, Etienne W, et al. Evalution of 11 enzyme immunoassays for the detection of immunoglobulin M antibodies to Epstein -Barr virus. J Virol Methods 1996; 57: 87-93.

113. Weiss LM, Movahed LA, Warnke RA, et al. Detection of Epstein-Barr viral genomes in Reed-Sternberg cells of Hodgkin's disease. N Engl J Med 1989; 320: 502-506.

114. Winkelspecht B, Grasser F, Pees HW, et al. Anti-EBNA1 /anti-EBNA2 ratio decreases significantly in patients with progression of HIV infection. Arch Virol 1996; 141: 857-864.

115. Wohrabe P, Farber I, Wutzier P, and Uhlig R. Antibodes to Epstein -Barr virus-induced early antigens in blood donors. Acta Virol 1989; 33: 344-348.

116. Wolter T, Gassmann C, Vetter V, and Bauer G. Avidity determination: utilization of a basic immunological mechanism allows improvement of the serodiagnosis of infections. Clin Lab. 1997; 43: 125-135.

117. Yao Q.Y., Rickinson A.B., Epstein M.A. A re-examination of the Epstein -Barr virus carrier state in healthy seropositive individuals. Int J. Cancer 1985; 35, 35-42.

118. Yao Q.Y, Ogan P, Wood M, Rickinson A.B. Epstein -Barr virus-infected B cells persist in circulation of acyclovir-treated virus carries. Int. J. Cancer 1989; 43, 67-71.

119. Yates J, Warren N, Reisman D, Sugden B. A cis-acting element from the Epstein -Barr viral genome that permits stable replication of recombinant Plasmids in latency infected cells. Proc. Natl.Acad. Sei, USA 1984; 81, 38063810.

120. Yuge A, Kinoshita E, Moriuchi M, et al. Persistent hepatitis associated with chronic active Epstein -Barr virus infection. Pediatr Infect Dis J 2004; 23: 7476.

121. Uchida J, Yasui T, Takaoka-Shichijo Y, et al. Mimicry of CD40 signals by Epstein -Barr virus LMP1 in B lymphocyte responses. Science 1999; 286: 300-303.

122. Zeng Y, Zhang LG, Li HY, et al. Serological mass survey for early detection of nasopharyngeal carcinoma in Wuzhou City, China. Int J Cancer 1982; 29: 139-141.

123. MrGraw-Hill Companies. Part 6. Infection Diseases, Epstein-Barr virus infections, including infectious mononucleosis, 2004-2005, 3465-3469.

124. Yao QY, Rowe M, Martin B, Young LS, et al. The Epstein-Barr Virus carrier state: Dominance of a single growth-transforming isolate in the blood and in the oropharynx of healthy virus carriers. J Gen Virol, 1991, 72, 1579-1590.

125. Young LS, QY Yao, Rooney CM, et al. New type B isolates of Epstein-Barr virus from Burkitt's lymphoma and from normal individuals in endemic areas. J Gen Virol 1987, 68, 2853-2862.