Действие ауксина на пассивный транспорт катионов через плазмалемму клеток колеоптилей кукурузы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Рудашевская, Елена Леонидовна

• Рудашевская, Елена Леонидовна
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Рудашевская, Елена Леонидовна

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Действие ауксина на мембранный потенциал растительной клетки.

2.2. Действие ауксина на Н+-АТФазу плазмалеммы.

2.3. Действие ауксина на пассивный транспорт ионов через плазмалемму.

2.3.1.1С-каналы плазмалеммы и их регуляция ауксином.

2.3.2. Анионные каналы плазмалеммы и их регуляция ауксином.

2.4. Рецепция ауксинового сигнала.

2.4.1. Ауксин-связывающие белки.

2.4.2. Участие АСБ1 в ауксин-зависимых реакциях.

2.4.3. Особенности локализации АСБ I в плазмапемме растительных клеток.:.

2.4.4. Гипотетические модели рецептора ауксина.

2.5. Роль ионов кальция в трансдукции ауксинового сигнала.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1. Получение растительного материала.

3.2. Выделение везикул плазмалеммы.

3.3. Определение содержания белка в мембранной фракции.

3.4. Определение АТФазной активности везикулярной фракции мембран.

3.5. Спектрофлуориметрическое определение изменений трансмембранного потенциала.

3.6. Использовавшиеся растворы и реактивы.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Действие ауксина на генерацию трансмембранного потенциала на резикулах плазмалеммы.

4.2. Влияние ингибиторов Са2+- и К+-каналов на ИУК-индуцируемую генерацию трансмембранного потенциала.

4.3. Влияние ауксин-связывающих белков на ауксин-индуцируемую генерацию трансмембранного потенциала.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Действие ауксина на пассивный транспорт катионов через плазмалемму клеток колеоптилей кукурузы»

Адаптация растений к изменяющимся условиям окружающей среды, смена морфогенетических программ определяются процессами, протекающими на уровне клетки, и ее компетентностью к различным воздействиям, в том числе гормональным.

Растительный гормон ауксин обладает широким спектром действия. Под его контролем находятся такие физиологические реакции, как деление, растяжение, дифференцировка клеток и тканей растения, включение генетических программ органообразования. Ответы клетки на гормональное воздействие являются результатом сложных последовательностей протекающих в ней реакций с участием вторичных мессенджеров и определяются рецепцией сигнала и непосредственными изменениями в первый момент действия гормона.

Весь спектр ответных реакций клетки можно условно подразделить на быстрые (первые секунды и минуты) и медленные (часы, сутки). Одной из быстрых ауксин-зависимых реакций является изменение экспрессии специфических генов. В настоящее время выделено несколько семейств генов, отвечающих на ауксиновое воздействие в пределах 3-30 минут. К ним относятся гены, активация которых ассоциирована с ауксин-индуцированным ростом и с ауксин-индуцированным делением клеток.

Другой быстрой реакцией растительной клетки, проявляющейся в первые моменты ауксинового воздействия, является изменение мембранного потенциала клетки. Плазматическая мембрана непосредственно контактирует с любым раздражителем, в том числе и гормональным. В связи с этим механизм регуляции ауксином изменений мембранного потенциала (МП), а значит и транспорта ионов через плазмалемму, как одного из первых этапов его действия на клетку, представляет особый интерес.

В настоящее время известно, что вызываемая ауксином гиперполяризация мембранного потенциала обусловлена активацией Н+-АТФазы плазмалеммы. Однако механизм предшествующей ауксин-индуцированной деполяризации остается невыясненным. Показано, чтодеполяризация МП является 5 специфичной реакцией на ауксин и определяется, по-видимому, изменениями в интенсивности транспорта различных ионов через плазмалемму. В экспериментах на замыкающих клетках устьиц показано, что ауксин влияет на работу калиевых и хлорных каналов плазмалеммы посредством ауксин-связывающих белков и вторичных мессенджеров. Однако, эти данные получены на высоко специализированных клетках и требуется дополнительное исследование для доказательства универсальности указанных реакций.

В настоящее время особая роль в трансдукции ауксинового сигнала отводится ионам Са . Колебания уровня ионов кальция в цитоплазме являются универсальным механизмом внутриклеточной регуляции различных процессов, от ионного транспорта до генной экспрессии. Известно, что ауксин вызывает сложные колебательные изменения концентрации ионов кальция в цитоплазме. Эти осцилляции кальция сопровождаются осцилляциями рН цитоплазмы. Остается невыясненным, изменение какого из этих факторов является первичным. Существуют данные, указывающие на возможность увеличения концентрации ионов кальция в цитоплазме в первые секунды ауксинового воздействия. Одним из возможных путей увеличения концентрации кальция в цитоплазме является вход ионов в цитоплазму посредством активации кальциевых каналов плазмалеммы. Однако влияние ауксина на системы пассивного транспорта ионов через плазматическую мембрану остается в значительной степени не изученным.

В связи с этим, целью настоящей работы являлось изучение возможности действия ауксина на транспорт ионов К и Са через плазматическую мембрану в качестве первичной ауксин-зависимой реакции. Особое внимание уделялось выяснению специфичности действия гормона и определению возможного участия ауксин-связывающих белков в наблюдаемых ауксин-зависимых реакциях. 6

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Рудашевская, Елена Леонидовна

ВЫВОДЫ

1)Физиологически активные ауксины ИУК и 1-НУК вызывают генерацию К+-диффузионного потенциала на мембранах везикул плазмалеммы при отсутствии ионов кальция в среде. Неактивные аналоги 2-НУК или индол подобным действием не обладают.

2)ИУК и 1-НУК индуцируют транспорт ионов Са2+, что приводит к генерации трансмембранного потенциала на мембранах везикул плазмалеммы. 2-НУК подобного действия на транспорт ионов Са2+ не оказывала.

94

3)Нифедипин и верапамил (ингибиторы Са -каналов) полностью блокировали как ауксин-зависимый транспорт ионов Са , так и ионов К .

4)Тетраэтиламмоний (ингибитор К+-каналов) не оказывал влияния на ауксин-зависимый транспорт ионов Са2+ и К+.

5)Введение в модельную систему антител D16 к ауксин-связывающему сайту АСБ 1 приводило к индукции транспорта ионов калия и кальция и снижению ауксин-зависимого потенциала, генерируемого на мембранах везикул плазмалеммы.

6)Предобработка везикул плазмалеммы преиммунными пептидами Dlópre привела к увеличению индуцируемого ауксином трансмембранного потенциала.

7)Введение в модельную систему антител Liz к С-концевому домену АСБ 1 и преиммунных пептидов Liz pre не оказывало влияния на ауксин-зависимые реакции.

8)Сделан вывод о прямом действии физиологически активных ауксинов на кальциевые каналы плазмалеммы. Ауксин активирует транспорт ионов кальция и калия через данные каналы посредством взаимодействия с ауксин-связывающим белком 1.

109

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Рудашевская, Елена Леонидовна, 1999 год

1. Болдырев A.A. // Введение в биомембранологию. М., Изд-во МГУ. -1990. -207с.

2. Воробьев JI.K. Регулирование ионного транспорта: теоретические и практические аспекты минерального питания растений. // Итоги науки и техники: Физиология растений. М. ВИНИТИ, -1988. -Т.5.

3. Ивкова М.Н., Печатников В.А., Ивков В.Г., Плетнев В.В. О механизме флуоресцентного ответа карбоцианинового зонда diS -С3-(5) на изменение трансмембранного потенциала. //Биофизика. -1983. -Т.28, Вып.1. -С. 160-170.

4. Крутецкая З.И., Лонский A.B. Биофизика мембран. СПб, Изд-во СпбГУ. -1994.-287 с.

5. Люттге У., Хигинботам Н. Передвижение веществ в растениях. М., Колос. -1984. -С.408.

6. Максимов Г.Б., Инге-Вечтомова Н.И., Батов А.Ю. Электрофизиологические характеристики плазмалеммы клеток корней и колеоптилей кукурузы. // Электрофизиологические методы в изучении функционального состояния растений. -Москва, ТСХА. -1988. -С.60-71.

7. Полевой В.В. Роль ауксина в системах регуляции у растений. Л.,Наука. -1986. -С.80.

8. Ю.Полевой В.В. Эволюция гормональной системы растений. Эволюция функций в растительном мире.-Л.,Изд-во ЛГУ. -1985. -С. 216-229.110

9. П.Полевой ВВ., Саламатова Т.С., Максимов Г.Б., Попова Р.К. Действие ауксина на рост и биопотенциал колеоптилей кукурузы. Рост и гормональная регуляция жизнедеятельности растений. Иркутск. -1974. -С.47-65.

10. Полевой В.В., Шарова Е.И., Танкелюн О.В. О роли Н+-помпы в действии ИУК на биопотенциал и рост отрезков колеоптилей кукурузы. // Физиол. Раст. -1989. -Т. 36, № 5. -С.998-1002.

11. Танкелюн О.В., Полевой В.В. Изучение мембранных АТФаз колеоптилей кукурузы. // Физиология и биохимия культурных растений. -1981. -Т. 13, №2, -С.180-187.

12. Тихая Н.И., Максимов Г.Б. Выделение плазмалеммы из растительных клеток. // Методы изучения мембран растительных клеток. Л., Изд-во ЛГУ. -1986. -С.20-28.

13. Тихая Н.И., Максимов Г.Б., Коренькова Н.В., Вахмистров Д.Б. Полная активность К,М§-АТФазы и ориентация везикул мембранных препаратов растительных клеток. //Физиол. раст. -1984. -Т.31,В.5. -С.882-888.

14. Шишова М.Ф. Электрофизиологические ауксинзависимые реакции клеток колеоптилей кукурузы. // Автореф. канд. дисс. ЛГУ, Л. -1990. -16 с.

15. Штальберг Р. Влияние ауксина на биоэлектрические потенциалы колеоптилей кукурузы. //Автореф. дисс. канд. биол. наук. Л. -1979. -19с.

16. Alexandre J., Lassalles J.P., Kado R.T. Opening of Ca2+ channels in isolated red beet root vacuole membrane by inositol-1,4,5-triphosphate. // Nature. -1990. -V.343. -P.567-570.

17. Allen G.J., Muir S.R., Sanders D. Release of Ca2+ from individual plant vacuoles by both InsP3 and cyclic ADP-ribose. // Science. -1995. -V.268. -P.735-737.

18. Allen G.J., Sanders D. Osmotic stress enhances the competence of Beta vulgaris vacuoles to respond to inositol 1,4,5 triphosphate. // The Plant J. -1994. -V.6. -P.687-695.

19. Anderson J.A., Huprikar S.S., Kochian L.V., Lucas W.J., Gaber R.F. Functional expression of a probable Arabidopsis thaliana potassium channel in Sachcaromyces cerevisiae. II Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1992. -V.89. -P.3736-3740.1.l

20. Barbier-Brygoo H. Tracking auxin receptors using functional approaches. // Critical Reviews in Plant Sciences. 1995. -V.14, N1. -P. 1-25.

21. Barbier-Brygoo H., Ephritikhine G., Klambt D., Ghislain M., Guern J. Functional evidence for an auxin receptor at the plasmalemma of tobacco mesophyll protoplasts. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1989. -V.86. -P.891-895.

22. Barbier-Brygoo H., Ephritikhine G., Klambt D., Maurel Ch., Palme K., Schell J., Guern J. Perception of the auxin signal at the plasma membrane of tobacco mesophyll protoplasts.//The PlantJornal. -1991. -V.1,N1. -P.83-93.

23. Bates G.W., Goldsmith M.H.M. Rapid responses of the plasma membrane potential in oat coleoptiles to auxin and other weak acids. // Planta. -1983. -V.159. -P.231-237.

24. Batt S., Wilkins M.B., Venis M.A. Auxin binding to corn coleoptile membranes: kinetics and specifity. //Planta. -1976. -V.130. -P.7-13.

25. Bennett M.J., Marchant A., Green H.G., May S.T., Ward S.P., Millner P.A., WalkerA.R., Schuly B., Feldmann K.A. Arabidopsis AUX1 gene; a permease-like regulator of root gravitropism. // Sciense. -1996. -V.273. -P.949-950.

26. Bilang J., Macdonald H., King P.J., Sturm A. A soluble auxin-binding protein from Hyascyamus muticus is a glutathione S-transferase. // Plant Physiol. -1993. -V. 102. -P.29-34.

27. Blatt M.R. Plant potassiun channels double up. // Trends Plant Sci. -1997. -V.2. -P.244-246.

28. Blatt M R., Armstrong F. K+channels of stomatal guard cells: abscisic acid-evoked control of the outward rectifier mediated by cytoplasmic pH. // Planta. -1993. -V.191. -P.330-341.

29. Blatt M.R, Thiel G. K+ channels of stomatal guard cells: Bimodal control of the K+ inward rectifier evoked by auxin. //Plant J. -1994. SI.5. -P.55-68.

30. Blatt M.R., Thiel G., Trentham D R. Reversible inactivation of K+ channels of Vicia stomatal guard cells folowing thephotolysis of caged inositol 1,4,5-trisphosphate. //Nature. -1990. -V.346. -P.766-768.

31. Braam J., Davis R.W. Rain-, wind-, and touch-induced expression of calmodulin and calmodulin-related genes inArabidopsis. //Cell. -1990. -V.60. -P.357-364.

32. Bradford M. A rapid and sensitive method for the quentation of microgramm quentaties of protein utilising the principle of protein-dye binding. // Analitical Biochemistry. -1976. -№1,2. -P.248-254.

33. Brosnan J.M., Sanders D. Inositol triphosphate-mediated Ca2+ release in beet microsomes is inhibited by heparin. //FEBS Lett. -1990. -V.260. -P.70-72.

34. Buckhout T.J., Young K.A., Law P.S., Morre D.J. In vitro promotion by auxin of divalent ion release from soy-bean membranes. // Plant Physiol. -1981. -V.68, №2. -P.512-515.

35. Bush D.S. Calcium regulation in plant cells and its role in signaling. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. -1995. -V.46. -P.95-122.

36. Campos N., Bako L., Feldwich J., Schell J., Palme K. A protein from maize labeled with azido-IAA has novel (3-glucosidase activity. // The Plant J. -1992. -V.2. -P.675-684.

37. Canut H., Carrasco A., Rossignol M., Ranjeva R. Is vacuole the richast store of IP3-mobilizable calcium in plant cells? // Plant Sci. -1993. -V.90. -P.135-143.

38. Chanson A. Active transport of proton and calcium in higher plant cells. // Plant Physiol. Biochem. -1993. -V.31,N6. -P.943-955.

39. Cleland R.E., Lomax T. Hormonal controle of H+ excretion from oat cells. Regulation of cell membrane activities in plants. // Eds. Marre E., Cifferri O., Elsevier, Amsterdam. -1977. -P.161-169.113

40. Cosgrove D.J., Hedrich R. Stretch-activated chloride, potassium, and calcium channels coexisting in plasma membranes of guard cells of Vicia faba L. II Planta. -1991.-V.186. -P.143-153.

41. Cross J.W. Cycling of auxin-binding protein through the plant cell: pathways in auxin signal transduction. //NewBiol. -1991. -V.8. -P.813-819.

42. Czempinski K., Zimmermann S., Ehrhardt T., Mueller-Roeber B. New structure and function in plant K+ channels: KCOl, an outward rectifier with a steep Ca2+ dependency. //EMBO J. -1997. -V.16. -P.2567-2573.

43. Dawson A.P. Calcium signaling: how do IP3 receptors work? // Curr. Biol. -1997. -V7. -P.544-547.

44. De Boer A.K., Watson B.A., Cleland R.E. Purification and identification of the FC-binding proteins from oat root plasma membrane. // Plant Physiology. -1989. -V.89, N1. -P.250-259.

45. De Michelis M.I., Carnelli A., Rasi-Caldogno F. The Ca2+ pump of the plasma membrane of Arabidopsis thaliana characteristics and sensitivity to fluorescein derivatives. //Botanica Acta. -1993. -V106. -P.20-25.

46. Diekmann W., Venis M., Robinson D.G. Auxins induce clustering of the auxin-binding protein at the surface of maize coleoptile protoplasts. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1995. -V.92. -P.3425-3429.

47. Dietrich P., Hedrich R. Interconversion of fast and slow gating modes of GCAC1, a Guard Cell Anion Channel. // Planta. -1994. -V.195. -P.301-304.

48. Ding J.P., Pickard B.G. Mechanosensory calcium-selective cation channels in epidermal cells. // The Plant J. -1993. -V.3. -P.83-100.

49. Droeback B.K. The plant phosphoinositide system. // Biochem. J. -1992. -V.288. -P.697-712.

50. Droebak B.K., Ferguson I.B. Release of Ca from plant hypocotyl microsomes by inositol-1,4,5 triphosphate. // Biochem. Biophys. Res. Comm. -1985. -V.130. -P. 1241-1246.

51. Einspahr K.J., Thompson G.A.Jr. Transmembrane signaling via phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate hydrolysis in plants. // Plant Physiol. -1990. -V.93. -P.361-366.114

52. Ephritikhine G., Barbier-Brygoo H., Muller J.-F. and Guern J. Auxin effect on the transmembrane potential difference of wild-type and mutant tobacco protoplasts exhibiting a differential sensitiving to auxin. // Plant Physiol. -1987. -V.83, -P.801-804.

53. Etherton B. Effect of indole-3-acetic acid on membrane potentials of oat coleoptile cells. //PlantPhysiol. -1970. -V.45,№4. -P.527-528.

54. Evans D.E., Briars S.A., Williams L.E. Active calcium transport by plant cell membranes. //J. Exp. Bot. -1991. -V.42. -P.285-303.

55. Fairely-Grenot K., Assmann S.M. Evidence for G-protein regulation of inward K+ channel current in guard cells of faba bean. // Plant Cell. -1991. -V.3. -P. 10371044.

56. Feldwisch O., Lammerty M., Hartmann E., Feldwisch J., Palme K.,Lastorff B., Jaenicke L. Purification and characterization of a cAMP-binding protein of Volvax carterif. nagariensis. II Eur. J. Biochem. -1994. -Y.228. -P.480-489.

57. Felle H. Auxin causes oscillations of cytosolic free calcium and pH in Zea mays coleoptoles. //Planta. -1988. -V.174. -P.495-99.

58. Felle H.H. Aspects of Ca homeostasis in Riccia fluitans: reactions to perturbations in citosolic-free Ca2+. // Plant Sei. -1991. -V.74. -P.27-33.

59. Felle H., Brummer B., Berti A., Parish R.W. Indole-3-acetic acid and fusicoccin cause cytosolic acidification of corn coleoptile cells. // Proc. Natl Acad. Sei. USA. -1986. -V.83. -P.8992-8995.

60. Felle H., Peters W., Palme K. The electrical response of maize to auxins. // Biochim. Biophys. Acta. -1991. -V.1064,N2. -P.199-204.115

61. Fellner M., Ephritikhine G., Barbier-Brygoo H., Guern J. An antibody raised to a maize auxin-binding protein has ingibitory affects on cell division of tobacco mesophyll protoplasts. // Plant Physiol Biochem. -1996. -V.34. -P.133-138.

62. Francois J.-M., Berville A., Rossignol M. Development and line dependent variations of Petunia plasma membran H+-ATPase sensitivity to auxin. // Plant Science. -1992. -Y.87. -P. 19-27.

63. Gassmann W., Schroeder J.I. Inward-rectifying K+ channels in root hairs of wheat. A mechanism for aluminium-sensitive low-affinity K+ uptake and membrane potential control. //Plant Physiol. -1994. -V.105. -P.1399-1408.

64. Gaymard F., Pilot G., Lacombe B. et al. Identification and disruption of a plant Shaker-like outward channel involved in K+ release into the xylem sap. // Cell. -1998. -V.94. -P.647-655.

65. Gehring C.A., Irving H.R., Parish R.W. Effects of auxin and abscisic acid on cytosolic calcium and pH in plant cells. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1990a. -V.87. -P.9645-9649.

66. Gehring C.A., Williams D.A., Cody S.H., Parish R.W. Phototropism and geotropism in maize coleoptiles are spatially correlated with increases in cytosolic free calcium. //Nature. -1990b. -V.345. -P.528-530.

67. Gilroy S., Read N.D., Trewavas A.J. Elevation of cytoplasmic calcium by caged calcium or caged inositol triphosphate initiates stomatal closure. // Nature. -1990. -V.346. -P.769-771.

68. Goring H., Bleiss W. Changes of growth rate and osmotic potential under the influence of decreased pH and IAA. // Plasmalemma and Tonoplast. Funct. Plant Cell Proc. Int Workshop, Strasbourg, sept. 8-11, 1981, Amsterdam. -1982. -P.263-269.

69. Hager A., Debus G., Edel H.G., Stransky H., Serrano R Auxin induces exocytosis and the rapid synthesis of a high turnover pool of plasma-membrane H+ATPase. // Planta. -1991. -V.185. -P.527-537.

70. Hedrich R, Barbier-Brygoo H., Felle H. et al. General mechanisms for solute transport across the tonoplast of plant vacuoles: A patch-clamp survey of ion channels and proton pumps. //Botanica Acta. -1988. -V.101. -P.7-13.116

71. Hedrich R., Neher E. Cytoplasmic calcium regulates voltage dependant ion channels in plant vacuoles. //Nature. -1987. -V.329. -P.833-836.I

72. Hedrich R., Busch H, Raschke K. Ca and nucleotide dependent regulation of voltage dependent anion channels in the plasma membrane of guard cells. // EMBO J. -1990. -V.9. -P.3889-3892.

73. Henderson J., Atkinson A.E., Lazarus C.M., Hawes C.R., Napier R.M., Macdonald H., King L.A. Stable expression of maize auxin-binding protein in insect cell lines. //FEBS Lett. -1995. -V371. -P.293-296.

74. Hepler P.K., Wayne R.O. Calcium and plant development. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. -1985. -V.36. -P.397-439.

75. Hertel R. Auxin transport: binding of auxins and phytotropins to the carriers. Accumulation into and efflux from membrane vesicles. // Plant Hormone Receptors. -1987. -P.81-92.

76. Hertel R., Thomson K., Russo V. In vitro auxin binding to particulate cell fractions from maize coleoptiles. //Planta. -1972. -V.107. -P.325-340.

77. Hesse T., Palme K., Soil D. Molecular analysis of three maize 22 kD auxin-binding protein genes transient promoter expression and regulatory regions. // The Plant Journal. -1993. -V.4. -P.423-432.

78. Hicks G.R., Rayle D.L., Jones A.M., Lomax T.L. Specific photoaffinity labeling of two plasma membrane polypeptides with an azido auxin. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1989. -V.86. -P.4948-4952.

79. Hosoi S., lino M., Shimazaki K. Outward-rectifying K+ channels in stomatal guard cell protoplasts. // Plant Cell Physiol. -1988. -V.29. -P.907-911.

80. Huang J.W., Grunes D.L., Kochian L.V. Voltage-dependent Ca2+ influx into right-side-out plasma membrane vesicles isolated from wheat roots: characterization of a putative Ca2+ channel. //Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1994. -V.91. -P.3473-3477.

81. Ivkova M.N., Pechatnikov V.A., Ivkov V.G. Mechanism of fluogescent response of the probe diS -C3-(5) to transmembrane potential changes in a tectin vesicle suspension. //Gen. Physiol. Biophys. -1984. -V.3. -P.97-117.

82. Jamse R.B., Pierce W., Higinbotham N. The effect of indole acetic on cell electropotential and potassium flux in etiolated oat calioptile tissue. // Echanges117ioniques transmembranaires chez les vegetaux. Collog. Kouen P. ris. 1977. -P.469-476.

83. Jena P.K., Reddy A.S.N., Poovaiah B.W. Molecular cloning and sequencing of a cDNA for plant calmodulin signal-induced changes in the expression of calmodulin. //Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1989. -V.86. -P.3644-3648.

84. Johannes E., Brosnan J.M., Sanders D. Parallel pathways for intracellular Ca release from the vacuole of higher plants. // The Plant J. -1992. -V.2. -P.97-102.

85. Jones A.M. Auxin- binding proteins. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. -1994. -V.45. -P.393-420.

86. Jones A.M., Herman E. KDEL-containing auxin-binding protein is secreted to the plasma membrane and cell wall. // Plant Physiol. -1993. -V.101. -P.595-606.

87. Keller C.P., Van Volkenburgh E. The electrical response of Avena coleoptile cortex to auxins. Evidence in vivo for activation of a CI" conductance. // Planta -1996. -V.198. -P.404-412.

88. Ketchum K.A., Slayman C.W. Isolation of an ion channel gene from Arabidopsis thaliana using the H5 signature sequence from voltage-dependent K+ channels. // FEBS Lett. -1996. -V.378. -P19-26.

89. Klambt D. A view about the function of auxin-binding proteins at plasma membranes. //PlantMol. Biol. -1990. -V.14. -P.1045-1050.

90. Klucis E., Plolya G.M. Calcium-independent activation of two plant leaf calcium-regulated protein kinases by fatty acids. // Biochem. Biophys. Commun. -1987. -V.147. -P. 1041-1047.

91. Klusener B., Boheim G., Li H., Engelberth J., Weiler E.W. Gadolinium-sensitive, voltage-dependent calcium release channels in the endoplasmic reticulum of a higher plant mechanoreceptor organ. // EMBO J. -1995. -V. 14. -P.2708-2714.

92. Knight M.R., Smith S.M., Trewavas A.J. Wind-induced plant motion immediately increases cytusolic calcium. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1992. -V.89. -P.4967-4971.

93. Kurosaki F., Kaburaki H. Calmodulin-dependency of a Ca2+-pump of the plasma membrane of cultured carrot cells. //Plant Sci. -1994. -V.104. -P.23-30.118

94. Lagarde D., Basset M., Lepetit M., Conejero G., Gaymard F., Astruc S., Grignon C. Tissue-specific expression of Arabidopsis AKT1 gene is consistent with a role in K+ nutrition. // Plant J. -1996. -V.9. -P. 195-203.

95. Larsen P.M., Chen T.-L., Wolniak S.M. Neomysin reversibly disrupts mitotic spindle progression in stamen hair cells of Tradescantia. II J. Cell Sci. -1991. -V.98. -P.159-168.

96. Lazarus C.M., Macdonald H. Characterization of a strawberry gene for auxin-binding protein, and its expression in insect cells. // Plant Mol. Biol. -1996. -V.31. -P.267-277.

97. Lazarus C.M., Napier R.M., Yu L.-X., Lynas C., Venis M.A. Auxin-binding proteins antibodies and genes. // Molecular biology of plant development. / eds.: G.I.Jenkins, W.Schuch. -Company of Biologists, Cambridge. -1991. -P. 129-148.

98. Lee Y., Assmann S.M. Diacylglycerols induce both ion pumping in patch-clamp guard cells and opening of intact stomata. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1991.-V.88. -P.2127-2131.

99. Leshem Y.Y., Bar-Nes G. Hormon reseptor manipulation by hydrostatic pressure: interaction between Ca2+, membrane components and phosphatidylinositol in pea foliage microsomes. // Plant hormon reseptors. -1987. -P.155-162.

100. Leung J., Bouvier-Durand M., Morris P.-C., Guerrier D., Chefdor F., Giraudat J. Arabidopsis ABA response gene AB11: features of a calcium-modulated protein phosphatase. // Science. -1994. -V.264. -P.1488-1452.

101. Li W., Luan S., Schreiber S.L., Assmann S.M. Evidence for protein phosphatase 1 and 2A regulation of K+ channals in two types of leaf cells. // Plant Physiol. -1994. -V.106. -P.963-970.

102. Ling V., Zienlinski R.E. Cloning of cDNA sequence encoding the calcium-binding protein, calmodulin, from barley (Hordeum vulgare L). // Plant Physiol. -1989. -V.90. -P.714-719.

103. Lobler M., Klambt D. Auxin-binding proteins of corn {Zea mays L.) I. Purification by immunological methods and characterization. // J. Biol. Chem. -1985. -V.260. -P.9848-9853.119

104. Lohse G., Hedrich R. Characterization og the plasma membrane H+ATPase from Vicia faba cells. Modulation by extracellular factors and seasonal changers. // Planta. -1992. -V.188. -P.206-214.

105. Lohse G., Hedrich R. Anions modify the response of guard-cell anion channels to auxin. //Planta. -1995. -V.197, N.3. -P.546-552.

106. Lomax T.L., Hicks G.R. Specific auxin-binding proteins in the plasma membrane: receptors or transporters? // Biochem. Soc. Trans. -1992. -V.20. -P.64-69.

107. Luan S., Li W., Rusnak F., Assmann S.M., Schreiber S.L. Immunosuppressants implicate protein phosphatase regulation of K+ channals in guard cells. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1993. -V.90. -P.2202-2206.2 I

108. Lucantoni A., Polya G.M. Activation of wheat embryo Ca -regulated protein kinase by unsaturated fatty acids in the presence and absence of calcium. // FEBS Letters. -1987. -V.221. -P.33-36.

109. Maathuis F.J.M., Sanders D. Contrasting roles in ion transport of two K+-channel types in root cells of Arabidopsis thaliana. II Planta. -1995. -V.197. -P.456-464.

110. Macdonald H. Auxin perception and signal transduction. // Physiol. Plant. -1997. -V.100, N 3. -P.423-430.

111. Macdonald H., Jones A.M., King P.J. Photoaffmity labeling of solubel auxin-binding proteins. //J. Biol. Chem. -1991. -V.266. -P.7393-7399.

112. Malho R., Moutinho A., van der Luit A., Trewavas A.J. Spatial characteristics of calcium signaling: the calcium wave as a basic unit in plant cell calcium signaling. //Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. -1998. -V.353. -P.1463-1473.

113. Marre E., Lado P., Ferroni A., Ballarin D.A. Transmembran potential increase induced by auxin, benzyladenine and fusicoccin. Correlation with proton excretion and cell enlargement. //Plant Sci. Lett. -1974. -V.2,N5. -P.257-265.

114. Marshall J., Corzo A., Leigh R.A., Sanders D. Membrane potential-dependent calcium transport in right-side-out plasma membrane vesicles from Zea mays L. roots. //The Plant J. -1994. -V.5. -P.683-694.120

115. Marten I., Lohse G., Hedrich R. Plant growth hormones control voltage-dependent activity of anion channels in plasma membrane of guard cells. // Nature. -1991. -V.353. -P.758-762.

116. Martiny-Baron G., Scherer G.F.E. Phospholipid-stimulated protein kinase in plants. //J. Biol. Chem. -1989. -V.264. -P. 18052-18059.

117. Masson F., Ratotomavo M., Rossignol M. Characterization in tobacco leavs of structurally and functionally different membran fractions enriched in vanadate sensitiveH+-ATPase. //Plant Science. -1993. -Y.92. -P. 129-142.

118. Melin P.M., Pical J., Jergil B., Sommarin M. Polyphosphoinositide phospholipase C in wheat root plasma membranes. Partial purification and characterization. //Biochim. Biophys. Acta. -1992. -V.1123. -P. 163-169.

119. Merillon J.-M., Huguet F., Fauconneau B., Rideau M. Specific binding of verapamil to microsomal membranes of Catharantus roseus cell suspensions. // J. Plant Physiol. -1995. -V.146,N 3. -P.279-282.

120. Meyer K., Leube M.P., Grill E. A protein phosphatase 2C involved in ABA signal transduction in Arabidopsis thaliana. // Science. -1994. -V.264. -P. 14521455.

121. Millner P.A., Groarke D.A., White I.R. Synthetic peptides as probes of plant cell signalling G-proteins and the auxin signalling pathway. // A.R.Smith (eds). Plant Hormone Signal Perception and Transduction. -1996. -P.31-36.

122. Mizumo A., Hisashi O. Further examination of the effect of IAA and anoxia on the growth rate and the specially separate electrogenic ion pumps in bean hypocotyl. //Plant, Cell and Environ. -1973. -V.6, N3. -P.243-246.

123. Morre D.J., Bracker C.E. Ultrastructural alteration of plant plasma membranes indused by auxin and calcium ions. // Plant Physiol. -1976. -V.58. -P.544-547.121

124. Muir S.R., Bewell M.A., Sanders D., Allen G.J. Ligand-gated Ca2+channels and Ca2+ signaling in higher plants. //J. Exp. Bot. -1997. -V.48. -P.589-597.

125. Muller-Rober B., Ellenberg J., Provart N. et al. Cloning and electrophysiological analysis of KST1, an inward rectifying K+ channel expressed in potato guard cells. //EMBO J. -1995. -V.14. -P.2409-2416.

126. Nakamura R.L., McKendree W.L., Hirsch R.E., Sedbrook J.C., Gaber R.F., Sussman M.R. Expression of an Arabidopsis potassium channel gene in guard cells. //PlantPhysiol. -1995. -V.109. -P.371-374.

127. Napier R.M. Towards an understanding of ABP1. // J. Exp. Bot. -1995. -V.46. -P. 1787-1795.

128. Napier R.M., Venis M.A. Monoclonal antibodies detect an auxin-induced conformational change in the maize auxin-binding protein. Planta. 1990, 182, p.313-318.

129. Napier R.M., Venis M.A. Auxin action and auxin-binding proteins. Transley review No. 79. //NewPhytol. -1995. -V.129. -P. 167-201.

130. Napier R.M., Venis M.A., Bolton M.A., Butcher G.W., Richardson L.I. Preparation and characterisation of monoclonal and polyclonal antibodies to the maize membrane auxin-binding protein. //Planta. -1988. -V.176. -P.519-526.

131. Newhaus G., Bowler C., Kern R, Chua N.-H. Calcium/calmodulin-dependent and -independent photochrome signal transduction path ways. // Cell. -1993. -V.73. -P.937-952.

132. Palme K., Hesse T., Campos N., Garbers C., Yanofsky M.F., Schell J. Molecular analysis of an auxin binding protein gene located on chromosome 4 of Arabidopsis. //Plant Cell. -1992. -V.4. -P. 193-201.

133. Palmgren M.G., Sommarin M. Lysophosphatidylcholine stimulates ATP-dependent proton accumulation in isolated oat root plasma membrane vesicles. // Plant Physiol. -1989. -V.90. -P. 1009-1014.

134. Pineros M., Tester M. Plasma membrane Ca2+ channels in roots of higher plants and their role in aluminium toxicity. // Plant and Soil. -1993. -V. 155/156. -P. 119122.

135. Pineros M., Tester M. Characterization of a voltage-dependent Ca -selective channel from wheat roots. //Planta. -1995. -V.195. -P.478-488.

136. Pineros M., Tester M. Calcium channels in higher plant cells: selectivity, regulation and pharmacology. //J. Exp. Bot. -1997. -V.48. -P.551-577.

137. Ping Z., Yabe I., Muto S. Voltage-dependent Ca2+ channels in the plasma membrane and the vacuolar membrane of Arabidopsis thaliana. II Biochim. Biophys. Acta. -1992. -V.1112. -P.287-290.

138. Plakidou-Dymock S, Dymock D., Hooley R. A higher plant seven-transmembrane receptor that influences sensitivity to cytokinins. // Curr. Biol. -1998. -V.8. -P.315-324.

139. Polevoi V.V., Sinyutina N.F., Salamatova T.S., Inge-Vechtomova N.I., TankelyunO.V., Sharova E.I., Shishova M.F. Mechanism of auxin action: second messengers. // Plant Hormone Signal Perception and Transduction. -1996. P.223-231.

140. Pottosin I.I., Schonknecht G. Ion channel permeable for divalent and monovalent cations in native spinach thylakoid membranes. // J. Memb. Biol. -1996. -V.152. -P.223-233.

141. Rasi-Caldogno F., Pugliarello M.C., Olivari C., De Michelis M.I. Identification and characterization of the Ca2+-ATPase with drives active transport of Ca2+ at theplasma membrane of radish seedlings. // Plant Physiol. -1989. -V.90. -P. 14291434.

142. Rasi-Caldogno F., Carnelli A., De Michelis M.I. Identification of the plasma membrane Ca2+-ATPase and of its autoinhibitory domain. // Plant Physiol. -1995. -V.108. -P. 105-113.

143. Reid R.J., Smith F.A. Measurement of calcium fluxes in plants using 45Ca. // Planta. -1992. -V.186. -P.558-566.

144. Roberts D.M., Harmon A.C. Calcium-modulated protein: targets of intracellular calcium signals in plants. // Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol. -1992. -V.43. -P.375-414.

145. Roberts S.K., Tester M. Inward and outward K+-selective currents in the plasma membrane of protoplasts from maize root cortex and stele. // The Plant J. -1995. -V.8. -P.811-825.

146. Rubio F., Gassmann W., Schroeder J.I. Sodium-driven potassium uptake by the plant potassium transporter HKT1 and mutations conferring salt tolerance. // Science. -1995. -V.270. -P. 1660-1663.

147. Ruck A., Palme K., Venis M.A., Napier RM., Felle H. Patch-clamp analysis establishes a role for an auxin binding protein in the auxin stimulation of plasma membrane current in Zea mays protoplasts. // Plant J. -1993. -V.4. -P.41-46.

148. Santoni V., Vansuyt G., Rossignol M. The changing sensitivity to auxin of the plasma-membrane H+-ATPase: Relationship between plant development and ATPase content of membranes. //Planta. -1991. -V.185. -P.227-232.

149. Schachtman D.P., Schroeder J.I., Lucas W.J., Anderson J.A., Gaber R.F. Expression of an inward-rectifying potassium channel by the Arabidopsis KAT1 cDNA. // Science. -1992. -V.258. -P.1654-1658.124

150. Schaller G.E., Sussman M.R. Phosphorylation of the plasma-membran H+-ATPase of oat roots by a calcium-stimulated protein kinase. // Planta. -1988. -V.173. -P.509-518.

151. Schaller G.E., Harmon A., Sussman M.A. Characterization of a calcium- and lipid-dependent protein kinase associated with the plasma membrane of oat. // Biochemistry. -1992. -V.31. -P. 1721-1727.

152. Scherer G.F.E. Auxin-stimulated ATPase in membrane fractions from pumpkin hypocotils (Cucurbita maxima L ). // Planta. -1981. -V. 151, N5. -P.434-438.

153. Scherer G.F.E. Activation of phospholipase A by auxin and mastoparan in hypocotyl segments from zucchini and sunflower. // J. Plant Physiol. -1994. -Y.142. -P.432-437.

154. Schmidt C., Schelle I., Liao Y.J., Schroeder J.I. Strong regulation of slow anion channels and abscisic acid signalling in guard cells by phosphorylation and dephosphorylation events. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1995. -V.92. -P.9535-9539.

155. Schroeder J.I., Hagiwara S. Cytosolic calcium regulates ion channels in the plasma membrane of Viciafaba guard cells. //Nature. -1989. -V.338. -P.427-430.

156. Schroeder J.I., Schmidt C., Sheaffer J. Identification of high-affinity slow anion channel blockers and evidence for stomatal regulation by slow anion channels in guard cells. //The Plant Cell. -1993. -V.5. -P.1831-1841.

157. Schroeder J.I., Ward J.M., Gassmann W. Perspectives on the physiology and structure of inward-rectifying K+ channels in higher plants: biophysical implications for K+ uptake. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Structure. -1994. -Y.23. -P.441-471.

158. Schumaker K.S., Sze H. Inositol 1,4,5-triphosphate releases Ca from vacuolar membrane vesicles of oat roots. //J. Biol. Chem. -1987. -V.262. -P.3944-3946.

159. Sentenac H., Bonneaud N., Minet M., Lacroute F., Salmon J.-M., Gaymard F., Grignon C. Cloning and expression in yeast of a plant potassium ion transport system. // Sience. -1992. -V.256. -P.663-665.

160. Serrano R. Structure and function of plasma membrane ATPase. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant. Mol. Biol. -1989. -V.40. -P.61-94.125

161. Shen W.H., Daviond E., David C., Barbier-Brygoo H., Tempe J., Guern J. High sensitivity to auxin is a common feature of hairy root. // Plant Physiol. -1990. -V.94, -P.554-560.

162. Shimazaki K.-L, Kinoshita T., Nishimura M. Involvement of calmodulin-dependent myosin light chain kinase in blue light-dependent H+ pumping by guard cell protoplasts from Viciafaba L. //Plant Physiol. -1992. -V.99. -P. 1416-1421.

163. Shimomura S., Inohara N., Fukui T., Futai M. Different proteins of two types of auxin-binding sites in membranes from maize coleoptiles. // Planta. -1988. -V.175. -P.558-566.

164. Shimomura S., Watanable S. Auxin receptors in plasmalemma. Membrane. 1993, 18, p.34-42.

165. Shimomura S., Liu W., Inohara N., Watanabe S., Futai M. Structure of the gene for an auxin-binding protein and a gene for 7SL RNA from Arabidopsis thaliana. //Plant Cell Physiol. -1993. -V.34. -P.633-637.

166. Shorosh B.S., Dixon R.A. Molecular cloning of a putative plant endomembrane protein resembling vertebrate protein disulfide-isomerase and a phosphatidylinositol-specific phospholipase C. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1991. -V.88. -P.10941-10945.

167. Suzuki J.S., Wang S., Takemoto J.J. Syringomycin stimulated phosphorilation of the red beet plasma membrane H+ATPase. // Proc. Nate. Acad. Sci. USA. Supplement to Plant Physiol. -1991. -V.96, N1. -P.446.

168. Tate B.F., Scheller G.E., Sussman M.R., Crain R.C. Characterization of polyphosphoinositide phospholipase C from the plasma membrane of Avena sativa. //PlantPhysiol. -1989. -V.91. -P. 1275-1279.

169. Thiel G., Blatt M.R., Fricker M.D., White I.R., Millner P. Modulation of K+ channels in Vicia stomatal guard cells by peptide homologs to the auxin-binding protein C-terminus. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1993. -V.90. -P.l 1493-11497.

170. Thomson L.J., Xing T., Hall J.L, Williams L.E. Investigation of the calcium-transporting ATPases at the endoplasmic reticulum and plasma membrane of red beet (.Beta vulgaris). //Plant Physiol. -1993. -V.102. -P.553-564.

171. Thuleau P., Graziana A., Ranjeva R., Schroeder J.I. Solubilized proteins from carrot (Daucus carota L.) membranes bind calcium channel blockers and from calcium-permeable ion channels. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1993. -V.90. -P.765-769.

172. Tian H., Klambt D , Jones A.M. Auxin-binding protein 1 does not bind auxin within the endoplasmic reticulum despite this being the predominant subcellular location for this hormone receptor. // J. Biol. Chem. -1995. -V.270. -P.26962-26969.

173. Toda H., Yazawa M., Sakiyama F., Yagi K./ Amino acid sequence of calmodulin from wheat germ. // J. Biochem. -1985. -V.98. -P.833-842.

174. Tretyn A., Wagner G., Felle H. Signal transduction in Sinapis alba root hairs; auxins as external messengers. //J. Plant Physiol. -1991. -V.139. -P.187-193.

175. Trewavas A., Gilroy S. Signal transduction in plant cells. // Trends Genet.1992. -V.7. -P.356-361.

176. Tsien R.W., Tsien R.Y. Calcium channels, stores and oscillations. // Annu. Rev. Cell Biol. -1990. -V.6. -P.715-60.

177. Uozumi N., Gassmann W., Cao Y., Schroeder J.I. Identification of strong modifications in cation selectivity in an Arabidopsis inward rectifying potassium channel by mutant selection in yeast. // J. Biol. Chem. -1995. -V.270. -P.24276-24281.

178. Venis M.A., Thomas E.W., Barbier-Brygoo H., Ephritikhine G., Guern J. Impermeant auxin analogues have auxin activity. // Planta. -1990. -V.182. -P.232-235.

179. Venis M.A., Napier R.M., Barbier-Brygoo H., Maurel Ch., Perrot-Rechenmann C., Guern J. Antibodies to a peptide from the maize auxin-binding protein have auxin agonist activity. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1992. -V.89. -P.7208-7212.

180. Verhey S.D., Gaiser J.C., Lomax T.L. Protein kinases in zucchini. Characterisation of calciumrequiring plasma mambrane kinases. // Plant Physiol.1993.-V.103. -P.413-419.127

181. Very A.-A., Gaymard F., Bosseux C., Sentenac H., Thibaud J.-B. Expression of a cloned plant K+ channel in Xenopus oocytes: analysis of macroscopic currents. // The Plant J. -1995. -V.7. -P.321-332.

182. Vogelzang S.A., Prins H. Patch clamp analysis of the dominant plasma membrane K+ channel in root cell protoplasts of Plantago media L. Its significance for the P and K state. //J. Memb. Biol. -1994. -V.141. -P. 113-122.

183. Ward J.M., Schroeder J.I. Calcium-activated K+ channels and calcium-induced calcium release by slow vacuolar channels in guard cell vacuoles implicated in the control of stomatal closure. // The Plant Cell. -1994. -V.6. -P.669-683.

184. Ward J.M., Pei Z-M., Schroeder J.I Roles of ion channels in initiation of signal transduction in higher plants. // The Plant Cell. -1995. -V.7. -P.833-844.

185. Wegner L.H., De Boer A.H., Raschke K. Properties of the K+ inward rectifier in the plasma membrane of xylem parenchyma cells from barley roots: effects of TEA+, Ca2+, Ba2+ and La3+. // J. Membr. Biol. -1994. -V.142. -P.363-379.

186. Wegner L.H., Raschke K. Ion channels in the xylem parenchyma of barley roots: A procedure to isolate protoplasts from this tissue and a patch-clamp exploration of salt passageways into xylem vessels. // Plant Physiol. -1994. -V.105. -P.799-813.

187. White P.J. Characterization of a high-conductance, voltage-dependent cation channel from the plasma membrane of rye roots in planar lipid bilayers. // Planta. -1993.-V.191. -P.541-551.

188. White P.J. Characterization of a voltage-dependent cation-channel from the plasma membrane of rye (Secale cereale L.) roots in planar lipid bilayers. // Planta. -1994. -V.193. -P. 186-193.

189. White P.J. Specificity of ion channel inhibitors for the maxi cation channel in rye root plasma membranes. //J. Exp. Bot. -1996. -V.47. -P.713-716.128

190. White P.J. Cation channels in the plasma membrane of rye roots. // J. Exp. Bot. -1997. -V.48. -P.499-514.

191. White I.R., Wise A., Millner P.A. Evidence for G-protein-1 inked receptors in higher plants: stimulation of GTP-gamma-S binding to membrane fractions by the mastoparane analogue mas7. // Planta. -1993. -V.191. -P.285-288.

192. White P.J., Lemtiri-Chlieh F. Potassium currents across the plasma membrane of protoplasts derived from rye roots: a patch-clamp study. // J. Exp. Bot. -1995. -V.46. -P.497-511.

193. Williams L.E., Schueler S.B., Briskin D.P. Futher characterization of the red beet plasma membrane Ca -ATPase using GTP as an alternative substrate. // Plant Physiol. -1990. -Y.92. -P.747-754.

194. Wise A., Thomas P.G., White I.R., Millner P.A. Isolation of a putative receptor from Zea mays microsomal membranes that interacts with the G-protein, GPalphal. //FEBS Lett. -1994. -V.356. -P.233-237.

195. Yi H., Park D., Lee Y. In vivo evidence for the involvement of phospholipase A and protein kinase in the signal transduction pathway for auxin-induced corn coleoptile elongation. //Phisiologia Plantarum. -1996. -V.96. -P.359-368.

196. Zaina S., Reggiani R., Bertani A. Preliminary evidence for involvement of GTP-binding protein(s) in auxin signal transduction in rice (Oryza sativa L.) coleoptile. //J. Plant Physiol. -1990. -V.136. -P.653-658.

197. Zbell B. The IAA-influx carrier at the plasmalemma: Properties, regulation, and function in auxin transduction. // A.R.Smith et al. (eds.). Plant Hormone Signal Perception and Transduction. -1996. -P.49-55.

198. Zettl R., Schell J., Palme K. Photoaffinity labeling of Arabidopsis thaliana plasma membrane vesicles by 5-azido-7- H.-indole-3-acetic acid: identification of a glutathione S-transferase. I I Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1994. -V.91. -P.689-693.

199. Автор благодарен всем своим друзьям и родным за постоянную помощь, внимание, поддержку и терпение.