Участие актинового цитоскелета и Н+-АТФазы плазмалеммы в гормональной регуляции роста мужского гаметофита петунии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, кандидат биологических наук Воронков, Александр Сергеевич

• Воронков, Александр Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Воронков, Александр Сергеевич

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ПЫЛЬЦЕВАЯ ТРУБКА КАК МОДЕЛЬ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ ПОЛЯРНОГО РОСТА (обзор литературы).

1. Цитоскелет пыльцевой трубки.

1.1. Микрофиламенты.

1.2. Актин-связывающие белки.

1.2.1. Профгтин.

1.2.2. АДФ/кофилин.

1.2.3. Виллин.

1.2.4. Гелъзолин/фрагмин.

1.2.5. Агр2/3 комплекс.

1.2.6. Формгт.

1.3. Микротрубочки (тубулиновый цитоскелет).

1.4. Белки, связанные с микротрубочками.

2. Цитоскелет генеративной клетки.

3. Регуляция полярного роста пыльцевой трубки.

3.1. Трансмембранные ионные потоки.

3.2. Движение цитоплазмы.

3.3. Движение органелл.

3.4. Везикулярный транспорт.

3.5. Экзо- и эндоцитоз.

3.6. Сигнальные пути в прорастающей пыльцевой трубке.

3.6.1. Са - центральная сигнальная молекула.

3.6.2. Кальмодулин.

3.6.3. Фосфоинозитиды и фосфолипиды.

3.6.4. Протеинкиназы и каскад фосфорилирования.

3.6.5. вТРазы.

3.7. Актиновый цитоскелет как мишень для сигнальных путей.

3.8. Гормональная регуляция прорастания и роста мужского гаметофита.

4. Цель исследования.

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1. Растительный материал.

2.2. Вегетативное размножение растений петунии.

2.3. Культивирование пыльцевых зерен петунии.

2.4. Регистрация изменений мембранного потенциала мужского гаметофита петунии.

2.5. Визуализация актиновых филаментов пыльцевых трубок петунии.

2.6. Определение содержания фитогормонов методом ВЭЖХ.

ГЛАВА 3. ДЕЙСТВИЕ ИНГИБИТОРОВ ПОЛИМЕРИЗАЦИИ АКТИНА

НА ПРОРАСТАНИЕ И РОСТ МУЖСКОГО ГАМЕТОФИТА.

3.1. Актиновый цитоскелет мужского гаметофита петунии.

3.2. Действие ингибиторов полимеризации актина на структуру актинового цитоскелета пыльцевых трубок.

3.3. Влияние ингибиторов полимеризации актина на прорастание и рост мужского гаметофита.

3.4. Влияние латрункулина Б на динамику содержания фитогормонов в прорастающем мужском гаметофите.

ГЛАВА 4. ВЛИЯНИЕ ЭКЗОГЕННЫХ ФИТОГОРМОНОВ НА

АКТИНОВЫЙ ЦИТОСКЕЛЕТ ПЫЛЬЦЕВЫХ ТРУБОК ПЕТУНИИ.

4.1. ИУК.

4.2. АБК.

4.3. ГК3.

4.4. Кинетин.

ГЛАВА 5. ВЛИЯНИЕ ЭКЗОГЕННЫХ ФИТОГОРМОНОВ НА

ПОЛЯРИЗАЦИЮ ПЛАЗМАЛЕММЫ in vitro ПРОРАСТАЮЩЕГО

МУЖСКОГО ГАМЕТОФИТА ПЕТУНИИ.

5.1. Действие фитогормонов на Н+-АТФазу плазмалеммы мужского гаметофита.

5.1.1. ИУК, АБК и ГК3.

5.1.2. Кинетин.

5.2. Зависимость гормон-индуцированной гиперполяризации плазмалеммы от концентрации ионов Са во внеклеточной среде.

5.2.1. ИУК, АБК и ГК3.

5.2.2. Кинетин.

5. 3. Участие НАДФН-оксидазы в гормон-индуцированной стимуляции электрогеннои активности Н^-АТФазы плазмалеммы.

5.3.1. Влияние Н202 на поляризацию плазмалеммы.

5.3.2. Возможная медиаторная роль Н202 в гормон-индуцированной стимуляции ft-АТФазы плазмалеммы.

ГЛАВА 6. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Участие актинового цитоскелета и Н+-АТФазы плазмалеммы в гормональной регуляции роста мужского гаметофита петунии»

Одна из фундаментальных проблем половой репродукции растений состоит в выяснении механизмов гормональной регуляции полярного роста мужского гаметофита (Ковалева и др., 2000, 2005; Kovaleva and Zakharova, 2003; Chen and Zhao, 2008; Wu et. al., 2008; Kovaleva et al., 2009).

Прорастание пыльцы и поддержание полярного роста пыльцевой трубки требуют как временной, так и пространственной координации многих клеточных функций, в том числе динамической организации элементов цитоскелета, внутриклеточного транспорта везикул, несущих материал для построения клеточной стенки в ходе экзо- и эдоцитоза, трансмембранного транспорта основных физиологически важных ионов (Н+, Са2+, К+), а также транзиторных изменений параметров внутриклеточного ионного гомеостаза, таких как рН и рСа (Astrom et al., 1991, 1995; Feijo et al., 1995; Franklin-Tong, 1999; Hepler et al., 2001; Vidali and Hepler, 2001; Camacho and Malho, 2003; Holdaway-Clarke and Hepler, 2003; Ceretal et al., 2008; Cheung and Wu, 2008).

Недавно обнаружено, что в плазматической мембране мужского гаметофита

24* функционируют верапамил/нифедипин ингибируемые Са каналы, которые активируются при деполяризации этой мембраны. Эти каналы отвечают за поглощение клетками внеклеточного кальция и тем самым за генерацию в них кальциевого сигнала. Экзогенные фитогормоны способны к транзиторной модуляции цитоплазматического рН (рНс) пыльцевых зерен петунии (Андреев и др., 2007). Характер гормон-индуцированного сдвига рНс существенным образом зависит от физиологического состояния мужского гаметофита. рНс снижался в случае гидратированных пыльцевых зерен, но в заметной степени возрастал при их прорастании и этот эффект оказался чувствительным к ортованадату - ингибитору Н+-АТФазы плазмалеммы растительных клеток, что указывает на возможную роль этого фермента в механизме действия фитогормонов.

Кроме того, из литературы известно, что активацию Са2+ каналов в плазмалемме растительных клеток могут вызывать активные формы кислорода (АФК) (Murata et al., 2001), которые включаются в механизм действия фитогормонов, в частности АБК (Pei et al., 2000; Jiang and Zhang, 2002, 2003).

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Воронков, Александр Сергеевич

выводы

1. Фитогормоны регулируют прорастание и полярный рост мужского гаметофита, изменяя пространственную организацию актинового цитоскелета:

• ИУК стимулирует рост пыльцевой трубки, повышая общее содержание полимерного актина. Основное увеличение происходит в апикальной и субапикальной зонах трубки;

• АБК и ГК3 стимулируют рост пыльцевой трубки, перераспределяя актин в апикальную зону;

• кинетин ингибирует рост пыльцевой трубки, снижая содержание актина во всех её зонах.

2. Ингибитор полимеризации актина латрункулин Б вызывает нарушения пространственной организации цитоскелета, снижает содержание эндогенной ИУК и, как следствие, тормозит прорастание и блокирует полярный рост мужского гаметофита.

3. ИУК, АБК и ГК3, стимулирующие прорастание и рост мужского гаметофита, вызывают гиперполяризацию его плазмалеммы. Цитокинин, ингибирующий эти процессы, не вызывает изменения мембранного потенциала плазмалеммы.

4. Фитогормон-индуцируемая гиперполяризация плазмалеммы прорастающего мужского гаметофита обусловлена стимуляцией электрогенной активности Н+-АТФазы, функционирующей в этой мембране.

5. Стимуляция электрогенной активности Н+-АТФазы на плазмалемме мужского гаметофита под действием фитогормонов опосредована поступлением ионов Са2+ из внеклеточной среды и генерацией АФК, вероятно, обусловленной ативностью НА ДФН-оксид азы, также функционирующей в этой мембране.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Установлено, что фитогормоны регулируют прорастание и полярный рост мужского гаметофита, влияя на пространственную организацию актинового цитоскелета и на транспорт ионов, поляризуя плазмалемму.

ИУК стимулирует прорастание и полярный рост пыльцевых трубок, повышая содержание полимерного актина в их апикальной и субапикальной зонах. АБК и ГКз стимулируют прорастание и рост, перераспределяя актин в апикальную зону. Увеличение количества полимерного актина в апексе пыльцевой трубки ускоряет полярный рост за счёт интенсификации тока цитоплазмы и апикально-направленного везикулярного транспорта. С другой стороны, кинетин снижает количество полимерного актина по всей длине пыльцевой трубки, что тормозит её рост. Было показано, что разрушение актинового цитоскелета под влияиием латрункулина Б, ингибитора полимеризации актина, приводит к снижению содержания эндогенной ИУК и ингибированию роста мужского гаметофита.

Установлено, что в первые минуты воздействия ИУК, АБК и ГК3) ускоряющих полярный рост, происходит гиперполяризация плазмалеммы, обусловленная стимуляцией электрогенной активности Н+-АТФазы. Увеличение рН цитоплазмы мужского гаметофита, а именно сё защелачивание, можно объяснить активацией Н -АТФазы, транспортирующей Н во внеклеточную среду (Андреев и др., 2007). Кинетин, тормозящий прорастание и рост, не вызывал изменений мембранного потенциала мужского гаметофита.

Связывание Са -селективным комплексоном ЭГТА и блокирование кальциевых каналов верапамилом позволило продемонстрировать, что стимуляция элекгрогеннои активности

Н-АТФазы под влиянием фитогормонов зависит от поступления ионов Са из внеклеточной среды в цитоплазму. Фактором, обеспечивающим открытие Са-каналов плазмалеммы, вероятно, являются продуцируемые НАДФН-оксидазой АФК, которые таким образом могут включаться в механизм действия фитогормонов у растений.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Воронков, Александр Сергеевич, 2010 год

1. Андреев И.М., Тимофеева Г.В., Минкина Ю.В., Ковалева Л.В. (2007) Изменения внутриклеточного рН пыльцевых зерен Petunia hybrida под действием экзогенных фитогормонов. Физиология растений 54(5): 707-714

2. Андреюк Д. С., Матвеева Н.П., Тукеева М.И., Ермаков И.П. (2000) Динамика неорганических ионов в микроспоре и пыльцевых зернах табака в развитии мужского гаметофита. Онтогенез 31: 114-119

3. Брейгина М.А., Смирнова А.В., Матвеева Н.П., Ермаков И.П. (2009) Изменения мембранного потенциала в процессе прорастания пыльцевого зерна и роста пыльцевой трубки Цитология 51: 815-822

4. Ковалёва Л.В., Захарова Е.В. (2004) Гаметофитио-спорофитные взаимодействия в системе пыльца-пестик. 4. Гормональный статус и механизм самонесовместимости. Физиология растений 51(3): 446-451

5. Ковалёва Л.В., Захарова Е.В., Минкина Ю.В. (2002) Фитогормопальная регуляция роста мужского гаметофита в системе пыльца-пестик. ДАН 385(4): 552-555

6. Ковалева Л.В., Ракитин В.Ю., Добровольская А.А. (2000) Этилен -регулятор роста пыльцевых трубок в спорофитных тканях пестика у петунии самосовместимого и самонесовместимого клонов. ДАН 370(6): 832-833

7. Матвеева Н.П., Андреюк Д.С., Войцех О.О., Ермаков И.П. (2003) Регуляторные изменения внутриклеточного рН и выход из пыльцевыхзерен СГна начальном этапе прорастания in vitro. Физиология растений 50: 360-365

8. Матвеева Н.П., Войцех О.О., Андреюк Д.С., Ермаков И.П. (2002) Роль Н+-АТФазы и альтернативной оксидазы в регуляции величины внутриклеточного рН на разных стадиях развития мужского гаметофита табака. Онтогенез 33: 436-443

9. Скоробогатова И.В., Захарова Е.В., Карсункина Н.П., Курапова П.Б., Соркина Г.Л., Кислин Е.Н. (1999) Изменения содержания фитогормонов в проростках ячменя в онтогенезе и при внесении регуляторов, стимулирующих рост. Агрохимия 8: 49-53

10. Alexander М.Р. (1969) Differential Staining of Aborted and Non Aborted Pollen. Biotech. Histochem. 44: 117-122

11. Allwood E.G., Anthony R.G., Smertenko A.P., Reichelt S., Drobak B.K., Doonan J.H.,Weeds A.G., Hussey P.J. (2002) Regulation of the pollen-specific actin-depolymerizing factor L1ADF1. Plant Cell 14: 2915-2927

12. Allwood E.G., Smertenko A.P., Hussey P.J. (2001) Phosphorylation of plant actin-depolymerising factor by calmodulin-like domain protein kinase. FEBS Lett 499: 97-100

13. Andre E., Lottspeich F., Schleicher M., Noegel A. (1988) Severin, gelsolin, and villin share a homologous sequence in regions presumed to contain F-actin severing domains. J Biol Chem 263: 722-727

14. Astrom H. (1997) The structure and function of tobacco pollen tube cytoskeleton. Dissertation Biocentri Viikki Universitatis Helsingiensis 10: 1-47

15. Astrom H., Sorri O., Raudaskoski M. (1995) Role of microtubules in the movement of the vegetative nucleus and generative cell in tobacco pollen tube. Sexual Plant Reproduction 8: 61-69

16. Astrom H., Virtanen I., Raudaskoski M. (1991) Cold-stability in the pollen tube cytoskeleton. Protoplasma 160: 99-107

17. Baluska F., I-Ilavacka A. (2005) Plant formins come of age: something special about cross-walls. New Phytol 168: 499-503

18. Baluska F., Samaj J., Wojtaszek P., Volkmann D., Menzel D. (2003) Cytoskeleton-plasma membrane-cell wall continuum in plants: emerging links revisited. Plant Physiol. 133: 482-491

19. Barendse G.W.M., Pereira A.S.R., Berkers P.A., Driessen F.M., van Eyden-Emonson A. and Linskens II.F. (1970) Growth hormons in pollen, styles and ovaries of Petunia hybrida and Lilium species. Acta. Bot. Neerl. 19: 175-186

20. Bar-Sagi D., Hall A. (2000) Ras and Rho GTPases: a family reunion. Cell 103: 227-238

21. Bartolo ME, Carter JV. (1992) Lithium decreases cold-induced microtubule depolymerization in mesophyll cells of spinach. Plant Physiol 99: 1716-1718

22. Bednarska E. (1991) Calcium uptake from the stigma by germinating pollen in Petunia officinalis L. and Ruscus asculeatus L. Sex Plant Reprod 4: 36-38

23. Blackbourn H.D., Jackson A.P. (1996) Plant clathrin heavy chain: sequence analysis and restricted localization in growing pollen tubes. J Cell Sci 109: 777787

24. Bonder E.M., Mooseker M.S. (1986) Cytochalasin В slows but does not prevent monomer addition at the barbed end of the actin filament. J.Gell Biol. 102: 282288.

25. Bretscher A., Weber K. (1979) Villin: the major microfilament-associated protein of the intestinal microvillus. Proc Natl Acad Sci USA 76: 2321-2325

26. Brown S.S., Spudich J.A. (1982) Mechanism of action of cytochalasin: evidence that it binds to actin filament ends. J.Cell Biol. 88: 487-491

27. Cai G., Moscatelli A., Del Casino C., Cresti M. (1996) Cytoplasmic motors and pollen tube growth. Sex Plant Reprod 9: 59-64

28. Camacho L., Malho R. (2003) Endo-exocytosis in the pollen tube apex is differentially regulated by Ca2+ and GTPases. J. Exp Bot 54: 83-92

29. Canut H., Carrasco A., Galaud J-P., Cassan C., Bouyssou H., Vita N., Ferrara P., Pont-Lezica R. (1998) High affinity RGD-binding sites at the plasma membrane of Arabidopsis thaliana link the cell wall. Plant J 16: 63-71.

30. Carlsson L., Nystrom LE., Sundkvist I., Markey F., Lindberg U (1977) Actin polymerizability is influenced by profilin, a low molecular weight protein in non-muscle cells. J Mol Biol 115: 465^183

31. Chan J, Jensen C.G., Jensen L.C.W., Bush M., Lloyd C.W. (1999) The 65-kDa carrot microtubule-associated protein forms regularly arranged filamentous cross-bridges between microtubules. PNAS 96: 14931-14936

32. Chen C.Y., Wong E.I., Vidali L., Estavillo A., Hepler P.K., Wu H-M., Cheung A.Y. (2002) The regulation of actin organization by actin-depolyerizing factor in elongation pollen tubes. The Plant Cell 14: 2176-2190

33. Chen C.Y.H., Cheung A.Y., Wu H.M. (2003) Actin-depolymerizing factor mediates Rac/Rop GTPase-regulated pollen tube growth. Plant Celll5: 237-249

34. Chen D., Zhao J. (2008) Free IAA in stigmas and styles during pollen germination and pollen tube growth of Nicotiana tabacum. Physiol. Plant. 134(1): 202-215

35. Cheung A.Y. and Wu H.M. (2008) Structural and signaling networks for the polar cell growth machinery in pollen tubes. Annu. Rev. Plant Biol. 59: 542-572

36. Cheung A.Y., Chen C.Y-h., Glaven R.H., de Graaf B.H.J., Vidali L., Hepler P.K., Wu H-m. (2002) Rab2 GTPase regulates vesicle trafficking between the endoplasmic reticulum and Golgi bodies and is important to pollen tube growth. Plant Cell 14: 945-962

37. Cheung A.Y., Duan Q.H., Costa S.S., de Graaf B.H.J., Di Stilio V.S., Feijo J. et al. (2008) The dynamic pollen tube cytoskelcton: live cell studies using actin-bilding and microtubule-binding reporter proteins, Mol. Plant 1: 686-702

38. Cheung A.Y., Wu H.M. (2004) Overexpression of an Arabidopsis forming stimulates supernumerary actin cable formation from pollen tube cell membrane. Plant Cell 16: 257-269

39. Cheung A.Y., Wu H-M. (2001) Pollen tube guidance right on target. Science 293: 1441-1442

40. Cremona O., Di Paolo G., Wenk M.R., Luthi A., Kim W.T., Takei K., Daniell L., Nemoto Y., Shears S.B., Flavell R.A., McCormick D.A., De Camilli P. (1999) Essential role of phophoinositol metabolism in synaptic vesicle recycling. Cell 99: 179-188

41. Cvrckova F., Rivero F., Bavlnka B. (2004). Evolutionarily conserved modules in actin nucleation: lessons from Dictyostelium discoideum and plants. Protoplasma 224: 15-31.

42. De Graaf В., Cheung A.Y., Andreyeva Т., Levasseur K., Kieliszewski K., Wu H-M. (2005) Rab 11 GTPase regulated membrane trafficking is crucial for tip-focused pollen tube growth in tobacco. The Plant Cell 17: 2564-2579

43. Deeks M.J., Hussey P.J., Davies B. (2002) Formins: intermediates in signaltransduction cascades that affect cytoskeletal reorganization. Trends Plant Sci 7: 1360-1385

44. Delmer D.P. (1999) Cellulose biosynthesis: exciting times for a difficult field of study. Ann Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 50: 245-276

45. Derksen J., Piersen E.S., Traas J.A. (1985) Microtubules in vegetative and generative cell of pollen tubes. Eur. J. Cell Biol 38: 142-148

46. Derksen J., Rutten Т., Lichtscheidl Т.К., de Win A.H.N., Pierson E.S., Rongen G. (1995 a) Quantitative analysis of the distribution of organelles in tobacco pollen tubes: implication for exocytosis and endocytosis. Protoplasma 188: 267276

47. Derksen J., Rutten Т., van Amstel Т., de Win A., Doris F., Steer M. (1995 6) Regulation of pollen tube growth. Acta BotNeerl 44: 93-119

48. Djakovic S., Dyachok J., Burke M., Frank M.J., Smith L.G. (2006) BRICK1/HSPC300 functions with SCAR and the ARP2/3 complex to regulate epidermal cell shape in Arabidopsis. Development 133: 1091-1100

49. Driouich A., Faye L., Staehelin L.A. (1993) The plant Goldgi apparatus: a factory for complex polysaccharides and glycoprotein. TIBS 18: 210-214

50. Drobak B.K, Watkins P.A.C., Valenta R., Dove S.K., Lloyd C.W., Staiger C.J. (1994) Inhibition of plant plasma membrane phosphoinositide phospholipase С by the actin-binding protein, profilin. Plant J 6: 389-400

51. Dutta R., Robinson K.R. (2004) Identification and characterization of stretch-activated ion channels in pollen protoplasts. Plant Physiol. 135: 1398-1406

52. Ehrenberg В., Montana V., Wei M.D., Wuskell J.P., and Loew L.M. (1988) Membrane potential can be determined in individual cells from the nerstian dstribution of cationic dyes. Biophys. J. 53: 785-794

53. Evangelista M., Zigmond S., Boone C. (2003) Formins: signaling effectors for assembly and polarization of actin filaments. Journal of Cell Science 116: 26032611

54. Feierbach В., Chang F. (2001) Roles of the fission yeast formin for 3p in cell polarity, actin cable formation and symmetric cell division. Curr Biol 11: 1656— 1665

55. Feijo J.A., Malho R., Obermeyer G. (1995) Ion dynamics and its possible role during in vitro pollen germination and tube growth. Protoplasma 187: 155-167

56. Feijo JA, Sainhas J, Hackett GR, Kunkel JG, Hepler PK (1999) Growing pollen tubes possess a constitutive alkaline band in the clear zone and a growth-dependent acidic tip. J Cell Biol 144: 483-496

57. Felle H.H. (2001) pH: signal and messenger in plant cells. Plant Biology 3: 577591

58. Ferguson C., Teeri T.T., Siika-aho M., Read S.M., Bacic A. (1998) Location of cellulose and callose in pollen tubes and grains of Nicoliana tabacum. Planta 206: 452-460

59. Fisher DD, Gilroy S, Cyr JB. (1996) Edivence for opposing effexts of calmodulin on cortical microtubules. Plant Physiol 112: 1079-1087

60. Franke W.W., Herth W., Van der Woude W.J., Morre D.J. (1972) Tubular and filamentous structurea in pollen tube: possible involvement as guide elements in protoplasmic streaming and vectorial migration of secretory veacles. Planta 105: 317-341

61. Frankling-Tong V.E. (1999) Signaling and the modulation of pollen tube growth. Plant cell 11: 727-738

62. Frankling-Tong V.E., Drobak B.K., Allan A.C., Watkins P.A.C., Trewavas A.J. (1996) Growth of pollen tubes of Papaver rhoeas is regulated by a slow-moving calcium wave propagated by inositol 1, 4, 5-trisphosphate. Plant Cell 8: 13051321

63. Fu Y. (2010) The actin cytoskeleton and signaling network during pollen tube tip growth. Journal of Integrative Plant Biology 52(2): 131-137

64. Fu Y., Wu G., Yang Z., (2001) Rop GTPase-dependent dynamics of tip-localized F-actin controls tip growth in pollen tubes. Journal of Cell Biology 152: 1019-1032

65. Geitmann A., Cresti M. (1998) Ca2+ channel control the rapid expansion in pulsating growth of Petunia hybrida pollen tube. J Plant Physiol 152: 439-447

66. Geitmann A., Emons A.M. (2000) The cytoskeleton in plant and fungal cell tip growth. J. Microsc. 198: 218-245

67. Geitmann A., Li Y-Q., Cresti M. (1995) The role of cytoskeleton and dictyosome activity in the pulsatory growth of Nicotiana tabacum and Petunia hybrida pollen tube. Bot Acta 109: 102-109

68. Gibbon B.C., Kovar D.R., Staiger C.J. (1999) Latrunculin В has different effect on pollen germination and tube growth. The Plant Cell 11: 2349-2363

69. Gibbon B.C., Zonia L.E., Kovar D.R., Hussey P.J., Staiger CJ (1998) Pollen profilin function depends on interaction with proline-rich motifs. Plant Cell 10: 981-994

70. Goldraij A., Kondo K., Lee C.B., Hancock C.N., Sivaguru M., Vazquez-Santana S., Kim S., Phillips Т.Е., Cruz-Garcia F., McClure B. (2006) Compartmentalization of S-RNase and Ht-B degradation in self-incompatible Nicotiana. Nature 439: 805-810

71. Grabski S., Arnoys E., Busch В., Schindler M. (1998) Regulation of actin tension in plant cells by kinases and phosphatases. Plant Physiol. 116: 279-290

72. Gu Y., Fu Y., Dowd P., Li S., Vernoud V. (2005) A Rho-family GTPase controls actin dynamics and tip growth via two counteracting downstream pathway in pollen tubes. Journal of Cell Biology 169: 127-138

73. Gungabissoon R.A., Jiang C-J., Drobak B.K., Maciver S.K., Hussey P.J. (1998) Interaction of maize actin-depolymerising factor with actin and phosphoinositides and its inhibition of plant phospholipase C. Plant J 16: 689696

74. Hall A. (1998) Rho GTPases and the actin cytoskeleton. Science 279: 509-514

75. Harmon A.C., Gribskov M., Harper J.F. (2000) CDPKs a kinase for every Ca2+ signal? Trends Plant Sci 5: 154-159

76. Hepler P.K., Vidali L., Cheung A.Y. (2001) Polarized cell growth in higher plants. Annual Review of Cell and Development Biology 17: 159-187

77. Heslop-Harrison J, Heslop-Harrison Y. (1996) Microtubules and the positioning of the vegetative nucleus and generative cell in the angiosperm pollen tube: a quantitative study. Proc R Soc Lond В 263: 1299-1304.

78. Hess M.W., Valenta R. (1997) Profilin revealed in pollen nuclei: immunoelectron microscopy of high-pressure frozen Ledebouria socialis Roth (Hyacinthaceae). Sex Plant Reprod 10: 283-287

79. Hicks G.R., Rojo E., Hong S., Carter D.G., Raikhcl N.V. (2004) Germinating pollen has tubular vacuoles, displays highly dynamic vacuole biogenesis, and requires VACUOLESS1 for proper function. Plant Physiology 134: 1227-1239

80. Holdaway-Clarke T.L., Feijo J.A., Hackett G.R., Kunkel J.G. and Hepler P.K. (1997) Pollen tube growth and the intracellular cytosolic calcium gradient oscillate in phase while extracellular calcium influx is delayed. Plant Cell. 9: 1999-2010

81. Holdaway-Clarke T.L., Hepler P.K. (2003) Control of pollen tube growth: role of ion gradient and fluxes. New Phytol 159: 539-563

82. I-Iuang S., McDowell J.M., Weise M.J., Meagher R.B. (1996) The Arabidopis profilin gene family. Evidence for an ancient split between constitutive and pollen-specific profilin genes. Plant Physiol 111: 115-126

83. Iwano M., Entani Т., Shiba H., Takayama S., Isogai A. (2004) Calcium crystals in the anther of Petunia: the existence and biological significance in the pollination process. Plant Cell Physiol. 45: 40-47

84. Jaffe L.A., Weisenseel M.H., Jaffe L.F. (1975) Calcium accumulation within the growing tips of pollen tubes. J. Cell Biology. 67: 488-492

85. Janmey P.A., Matsudaira P.T. (1988) Functional comparison of villin and gelsolin: effects of Ca~ , KC1, and polyphosphoinositides. J Biol Chem 263: 16738-16743

86. Jiang C-J., Sonobe S. (1993) Identification and preliminary characterization of a 65 kDa higher-plant microtubule-associated protein. J Cell sci 105: 891-901

87. Jiang M., Zhang J. (2002) Involvement of plasma-membrane NADPII oxidase in abscisic acid- and water stress-induced antioxidant deferese in leaves of maize seedlinge. Planta 215:1022-1030

88. Jiang M., Zhang J. (2003) Cross-talk between calcium and reactive oxygen species originated from NADPH oxidase in abscisic acid-induced antioxidation defence in leaves of maize seedlings. Plant Cell Environ 26: 929-939

89. Joo J.H., Bae Y.S., Lee J.S. (2001) Role of auxin-induced reactive oxygen species in root gravitropism. Plant Physiol 126: 1055-1060

90. Karpova T.S., Tatchell K., Cooper J.A. (1995) Actin filaments in yeast are unstable in the absence of capping protein or fimbrin. J. Cell. Biol. 131: 14381493

91. Klahre U., Becker C., Schmitt AC, Kost B. (2006) Interaction with NtRhoGDI2 is essential for normal NtRac5 localization and activity in tobacco pollen tubes. Plant Journal 46: 1018-1031

92. Kohno Т., Shimmen Т. (1988) Meshanism of Ca2+ inhibition of cytoplasmic streaming in lily pollen tubes. J Cell Sci 91: 501-509

93. Kost В., Lemichez E., Spielhofer P., Hong Y., Tolias K., Carpenter C., Chua N.H. (1999) Rac homologues and compartmentalized phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate act in a common pathway to regulate polar pollen tube growth. J Cell Biol 145: 317-330

94. Kost В., Spielhofer P., Chua N.H. (1998) A GFP-mouse talin fusion protein labels plant actin filaments in vivo and visualizes the actin cytoskeleton in growing pollen tubes. Plant J. 16: 393-401

95. Kovaleva L., Zakharova E. (2003) Hormonal control of pollen-pistil interactions at the progamic phase of fertilization after compatible and incompatible pollination in petunia (.Petunia hybrida L.). Sex. Plant. Reprod. 16: 191-196

96. Kovaleva L.V., Zakharova E.V., Minkina Y.V., Voronkov A.S. (2009) Effects of flavonols and phytohormones on germination and growth of petunia male gametophyte. Allelopathy J. 23(1): 51-62

97. Kovar D.R., Drobak B.K., Collings D.A., Staiger C.J. (2001) The characterization of ligand-specific maize (Zea mays) profilin mutants. Biochem J 358: 49-57

98. Kovar D.R., Drobak B.K., Staiger C.J. (2000) Maize profilin isoforms are functionally distinct. Plant Cell 12: 583-598

99. Lancelle S.A., Cresti M., Hepler P.K. (1997) Growth inhibition and recovery in freeze-substituted Lilium longiflorum pollen tubes: structural effects of caffeine. Protoplasma 196: 21-33

100. Li H., Bacic A., Read S.M. (1999) Role of a callose synthase zymogen in regulating wall deposition in pollen tubes of Nicotiana alata. Planta 208: 528538

101. Li Y., Zee S-Y., Liu Y-M., Huang B-Q., Yen L-F (2001) Circular F-actin bundles and a G-actin gradient in pollen and pollen tubes of Lilium davidii. Planta 213: 722-730

102. Li Y-Q., Faleri C., Geitmann A., Zhang H-Q., Cresti M. (1995) Immunogold localization of arabinogalaetan proteins, unesterified and esterified pectins in pollen grains and pollen tubes of Nicotiana tabacum L. Protoplasma 189: 26-36

103. Limmongkon A., Giuliani C., Valenta R., Mittermann I., Heberle-Bors E., Wilson C. (2004) Map kinase phosphorylation of plant profilin. Biochem Biophys Res Commun 324: 382-386

104. Lin Y., Wang Y., Zhu J., Yang Z. (1996) Localization of a rhoGTPase implies a role in tip growth and movement of the generative cell in pollen tubes. The Plant Cell 8: 293-303.

105. Lopez I., Anthony R.G., Maciver S.K., Jiang C-J., Khan S., Weeds A.G., Hussey P.J. (1996) Pollen specific expression of maize genes encoding actin depolymerizing factor-like proteins. Proc Natl Acad Sci USA 93: 7415-7420

106. Lovey-Wheeler A., Wilsen K.L., Baskin T.I., Hepler P.K. (2005) Enhanced fixation reveals the apical cortical fringe of actin filaments as a consistent feature of the pollen tube. Planta 221: 95-104

107. Lynch E.D., Lee M.K., Morrow J.E., Welcsh P.L., Leon P.E., King M.C. (1997) Nonsyndromic deafness DFNA1 associated with mutation of a human homolog of the Drosophila gene diaphanous. Science 278: 1315-1318

108. Maclean-Fletcher S., Pollard T.D. (1980) Mechanism of action of cytochalasin В on actin. Cell. 20: 329-341

109. Malho R. (1998) Role of 1,4,5-Inositol triphosphate-induced Ca2+ release in pollen tube orientation. Sex. Plant Reprod. 11: 231-235

110. Malho R., Camacho L. (2004) Signalling the cytoskeleton in pollen tube germination and growth. In: Hussey P.J. (ed) The plant cytoskeleton in cell differentiation and development. Ann. Plant Review Series, Blackwell, Oxford 10: 240-264.

111. Malho R., Liu Q., Monteiro D., Rato C., Camacho L., Dinis A. (2006) Signalling pathways in pollen germination and tube growth. Protoplasma 228: 21-30

112. Malho R., Read N.D., Pais M.S., Trewavas A.J. (1994) Role of cytosolic free calcium in the reorientation of pollen tube growth. Plant J 5: 331-341.

113. Malho R., Read N.D., Trewavas A.J., Pais M.S. (1995) Calcium channel activity during pollen tube growth and reorientation. Plant Cell 7: 1173-1184

114. Malho R., Trewavas A.J. (1996) Localized apical increases of cytosolic free calcium control pollen tube orientation. Plant Cell 8: 1835-1949

115. Martin T.F.J. (1998) Phosphoinositide lipids as signaling molecules: common themes for signal transduction, cytoskeletal regulation, and membrane trafficking. Annu. Rev. Cell Biol. 14: 231-264

116. Mascarenhas J.P., Lafountain J. (1972) Protoplasmic streaming, cytochalasin B, and growth of the pollen tube. Tissue Cell 4: 11-14

117. Mathur J., Mathur N., Hulskamp M. (2002) Simultaneous visualization of peroxisomes and cytoskeletal elements reveals actin and not microtubulebased peroxisome motility in plants. Plant Physiol. 128: 1031-1045

118. McKinney E.C., Kandasamy M.K., Meagher R.B. (2002) Arabidopsis contains ancient classes of differentially expressed actin related protein genes. Plant Physiol 128: 997-1007

119. Messcrli M., Robinson K.R. (1997) Tip localized Ca2+pulses are coincident with peak pulsatile growth rates in pollen tubes of Lulium longiflorum. Cell Sci. 100: 1269-1278

120. Messerli M., Robinson K.R. (1998) Cytoplasmic acidification and current influx follow growth pulses ofLilium longiflorum pollen tube. Plant J. 16(1): 87-91

121. Messerli M.A., Creton R., Jaffe L.F., Robinson K.R. (2000) Periodic increases in elongotion rate precedes increases in cytosolic Ca2+ during pollen tube growth. Dev Biol 222: 84-98

122. Messerli M.A., Danuser G., Robinson K.R. (1999) Pulsative influxes of H+, K+ and С a" lag growth pulses of Lilium longiflorum pollen tubes. J Cell Sci 112(10): 1497-1509

123. Miki-Hirosige H., Yamanaka Y., Nakamura S., Kurata S., Hirano II. (2004) Changes of protein profiles during pollen development in Lilium longiflorum. Sex Plant Reprod 16: 209-214

124. Miller D.D., Lancelle S.A., Hepler P.K. (1996) Actin filaments do not form a dense meshowork in Lilium longiflorum pollen tube tips. Protoplasma. 195: 123132

125. Miller DD., Callanam DA., Gross DJ., Hepler PK. (1992) Free Ca2+ gradient in growing pollen tubes of Lilium. J Cell Sci 101: 7-12

126. Mironov V., De Veylder L., Van Montagu M., Inze D. (1999) Cyclin-dependent kinases and cell division in plants the nexus. Plant Cell 11: 509-521

127. Mollet J-C, Park S-Y., Nothnagel EA., Lord EM. (2000) A lily stylar pectin is necessary for pollen tube adhesion to an in vitro stylar matrix. Plant Cell 12: 1737-1750

128. Monteiro D., Castanho Coelho P., Rodrigues C., Camacho L., Quader H., Malho R. (2005) Modulation of endocytosis in pollen tube growth by phospoinositides and phospholipids. Protoplasma 226: 31-38

129. Moore I., Diefenthal Т., Zarsky V., Shell J., Palme K. (1997) A homolog of the mammalian GTPase Rab2 is present in Arabidopsis and is expressed predominantly in pollen grains and seedlings. Proc Natl Acad Sci USA 94: 762767

130. Moscatelli A., Cai G., Ciampolini F., Cresti M. (1998) Dynein heavy chain-related polypeptides are associated with organelles in pollen tubes of Nicotiana tabacum. Sex Plant Reprod 11: 31-40

131. Moscatelli A., Del Casino C., Lozzi L., Cai G., Scalli M., Tiezzi A., Cresti M. (1995) High molecular weight polypeptides related to dynein heavy chains in Nicotiana tabacum pollen tubes. J Cell Sci 108: 1117-1125

132. Moutinho A., Hussey P.J., Trewavas A.J., Malho R. (2001) cAMP acts as a second messenger in pollen tube growth and reorientation. Proc Natl Acad Sci USA 98: 10481-10486

133. Moutinho A., Love J., Trewavas A.J., Malho R. (1998) Distribution of calmodulin protein and mRNA in growing pollen tubes. Sex Plant Reprod 11: 131-139

134. Munnik T. (2001) Phosphatidic acid: an emerging plant lipid second messenger. Trends Plant Csi. 6: 227-233

135. Murashige Т., Skoog E. (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497

136. Nakayasu Т., Yokota E., Shimmen T. (1998) Purification of an actin-binding protein composed of 115-kDa polypeptide from pollen tubes of lily. Biochem Biophys Res Commun 249: 61-65

137. O'Neill S.D., Nadeau J.A., Zhang X.S., Bui A.Q., Plalevy A.H. (1993) Interorgan regulation of ethylene biosynthetic genes by pollination. Plant Cell 5: 419-432

138. Palevitz B.A., Tiezzi A. (1992) Organization, composition and function of the generative cell and sperm cytoskeleton. Int Rev Cytol 140: 149-185

139. Palmgren M.G. (2001) Plant plasma membrane H+-ATPase: powerhouse for nutrient uptake. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 52: 817-945

140. Parton RM, Fischer-Parton S, Trewavas AJ, Watahiki MJ. (2003) Pollen tubes exhibit periodic membrane frafficking events in the absence of apical extension. Journal of Cell Science 116: 2707-2719.

141. Pei Z.M., Murata Y., Benning G., Thomine S., Klusene В., Allen G.J., Grill E., Sehroeder J.I. (2000) Calcium channels activated by hydrogen peroxide mediate abscisic acid signalling in guard cells. Nature 406: 731-734

142. Perdue T.D., Parthasarathy M.V. (1985) In situ localization of F-actin in pollen tubes. Eur J Cell Biol 39: 13-20

143. Picton J.M., Steer M.W. (1983) Evidence for the role of Ca2+ ions in tip extension in pollen tubes. Protoplasma. 115: 11-17

144. Pierson E.S., Cresti M. (1992) Cytoskeleton and cytoplasmic organization of pollen and pollen tube. Int. Rev. Cytol 140: 73-125

145. Pierson E.S., Derksen J., Traas J.A. (1986) Organization of microfilaments and microtubule in pollen tubes grown in vitro or in vivo in various angiosperms. Eur. J. Cell Biol. 41: 14-18

146. Pierson E.S., Miller D.D., Callaham D.A., van Aken J., Hackett G., Hepler P.K. (1996) Tip-localized calcium entry fluctuates during pollen tube growth. Dev Biol 174: 160-173

147. Pollard T.D., Beltzner C.C. (2002) Structure and function of the Arp2/3 complex. Curr Opin Struct Biol 12: 768-774

148. Potocky M., Elias M., Profotova В., Novotna Z., Valentova O., Zarsky V. (2003) Phosphatide acid produced by phospholipase D is required for tobacco pollen tube growth. Planta 217(1): 122-130

149. Putnam-Evans С., Harmon A.C., Palevitz В.A., Fechneimer M., Cormier M.J. (1989) Calcium-dependent protein kinase is localized with F-actin in plant cells. Cell Motil. Cytoskeleton 12: 12-22

150. Rato C., Monteiro D., Hepler P.K., Malho R. (2004) Calmodulin activity and cAMP signalling modulate growth and apical secretion in pollen tubes. Plant J 38: 887-897

151. Raudaskoski M., Astrom H., Laitiainen E. (1997) The regulation of tobacco pollen tube cytoskeleton: okadaic acid inhibition of the generative cell mitosis. Cell Biol Int 21: 889-891

152. Raudaskoski M., Astrom H., Laitiainen E. (2001) Pollen tube cytoskeleton: structure and function. J Plant Growth Regul 20: 113-130

153. Raudaskoski M., Astrom IT, Penttila K., Virtanen I., Louhelainen J. (1987) Role of the microtubule cytoskeleton in pollen tube: an immunocytochemical and ultrastructural approach. Biol Cell 61: 177-188

154. Read S.M., Clarke A.E., Bacic A. (1993) Requirements for division of the generative nucleus in cultured pollen tubes of Nicotiana. Protoplasma 174: 101115

155. Ren H., Xiang Y. (2007) The function of actin-binding proteins in pollen tube growth. Protoplasma 230: 171-182

156. Robinson K.R., Messerli M.A. (2002) Pulsating ion fluxes and growth at the pollen tube tip. STKE 162: 51-53

157. Roy S.J., Holdaway-Clarke T.L., Hackett G.R., Kunkel J.G., Lord E.M., Hepler P.K. (1999) Uncoupling secretion and tip growth in lily pollen tubes: evidence for the role of calcium in exocytosis. Plant J. 19: 379-386

158. Schleicher M., Andre E., Hartmann H., Noegel A.A. (1988) Actin-binding proteins are conserved from slime molds to man. Dev Genet 9: 521-530

159. Schlupmann H., Bacic A., Read S.M. (1993) A novel callose synthase from pollen tubes of Nicotiana. Planta 191: 470-481

160. Schmidt A., Hall A. (2002) Guanine nucleotide exchange factor for Rho GTPases: turning on the switch. Genes Dev. 16(13): 1587-609.

161. Schuurink R.C., Chan P.V., Jones R.L. (1996) Modulation of calmodulin mRNA and protein level in barley alcurone. Plant Physiol 111: 371-380

162. Shaw S.L., Dumais J., Long S.R. (2000) Cell surface expansion in polarly growing root hairs of Medicago truncatula. Plant Physiol. 124: 959-969

163. Snowman B.N., Geitmann A., Clarke S.R., Staiger C.J., Franklin F.C.H., Emons A.M.C., Franklin-Tong V.E. (2000) Signalling and the cytoskeleton of pollen tubes of Papaver rhoeas. Ann Bot 85: 49-57

164. Snowman B.N., Kovar D.R., Shevchenko G., Franklin-Tong V.E., Staiger C.J. (2002) Signal-mediated depolymerization of actin in pollen during the self-incompatibility response. Plant Cell 14: 2613-2626

165. Sondheimer E. and Linskens H.F. (1974) Control of in vitro germination and tube extension of Petunia hybrida pollen. Koninkl. Nederl. Akademie van wetenschappen Amsterdam. Reprinted from Proceeding 77(2): 116-124

166. Sorri O., Astrom H., Raudaskoski M. (1996) Actin and tubulin expression and isotype pattern during tobacco pollen tube growth. Sex Plant Reprod 9: 255-263

167. Spector I., Shochet N.R., Blasberger D., Kashman Y. (1989) Latrunculins: Novel marine macrolides that disrupt microfilament organization and affect cell growth. I. Comparison with cytochalasin D. Cell Motil. Cytoskel. 13: 127- 144

168. Staiger C.J.(2000) signaling to the actin cytoskeleton in plants.Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 51: 257-288

169. Staiger C.J., Hussey P.J. (2004) Actin and actin-modulating proteins. In: Hussey P.J. The plant cytoskeleton in cell differentiation and development. Oxford p. 32-80

170. Staiger CJ, Goodbody КС., Hussey PJ„ Valenta R., Drobak BK., Lloyd CW (1993) The profilin multigene family of maize: differential expression of three isoforms. Plant J 4: 631-641

171. Steer M.W. (1988) Plasma membrane turnover in plant cells. J Exp Bot 39: 987996

172. Steer M.W., Steer J.L. (1989) Pollen tube tip growth. New Phytol 111: 323-358

173. Stevenson J.M., Perera I.Y., Heilmann I., Persson S., Boss W.F. (2000) Inositol signaling and plant growth. Trends Plant Sci. 5: 252-258

174. Sun II.Q., Yamamoto M., Mejillano M., Yin H.L. (1999) Gelsolin, a multifunctional actin regulatory protein. J Biol Chem 274: 33179-33182

175. Sweeney D.A., Siddhanta A., Shieids D. (2002) Fragmentation and re-assembly of the Golgi apparatus in vitro a requirement for phosphatidic acid and phosphatidylinositol 4,5-bisphosohate synthesis. J Bol. Chem. 77: 3030-3039

176. Szymanski D.B. (2005) Breaking the WAVE complex: the point of Arabidopsis trichomes. Curr Opin Plant Biol 8: 1-10

177. Tanenbaum S.E. (1978) Cytochalasin: biochemical and cell biological aspects. Elsevier/North-Holland Biomedical Press, Amsterdam p.326

178. Tao Z., Ren H. (2003) Regulation of gelsolin to plant actin filaments and its distribution on pollen. Sci China 46: 379-388

179. Taylor L., Hepler P. (1997) Pollen germination and tube growth. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 48: 461-491

180. Taylor P., Kenrick J., Li Y., Kaul V., Gunning B.E.S., Knox R.B. (1989) The male germ unit of Rhododendron: quantitative cytology, three-dimensional reconstruction, isolation and detection using fluorescent probes. Sex Plant Reprod 2: 254-264

181. Tiezzi A. (1991) The pollen tube cytoskeleton. Electron Microsc Rev 4: 205-219

182. Tiezzi A., Moscatelli A., Cai G., Bartalesi A., Cresti M. (1992) An immunoreactive homolog of mammalian kinesin in Nicotiana tabacum pollen tubes. Cell Motil Cytosk21: 132-137

183. Trewavas A.J., Malho R. (1997) Signal perception and transduction: the origin of the phenotype. Plant Cell 9: 1181-1195

184. Ueda К., Tanaka I. (1994) The basic proteins of male gametic nuclei isolated from pollen grains of Lilium longiflorum. Planta 192: 446-452

185. Urbanic E., Ware B.R. (1989) Actin filament capping and cleaving activity of cytochalasing B, D, E and H. Arch. Bioch. Bioph. 269: 181-187

186. Vantard M., Blanchoin L. (2002) Actin polymerization processes in plant cell. Curr. Opin. Plant Biol. 5: 502-506

187. Vidali L., Hepler P.K. (1997) Characterization and localization of profiling in pollen grains and tubes of Lilium longiflorum. Cell Motil Cytoskeleton 36: 323338

188. Vidali L., Hepler P.K. (2001) Actin and pollen tube growth. Protoplasma 215: 64-76

189. Vidali L., McKenna S.T., Hepler P.K. (2001) Actin polymerization is essential for pollen tube growth. Mol. Boil. Cell 12: 2534-2545

190. Wang L., Liu Y-M., Li Y. (2005) Comparison of F-actin fluorescent labeling method in pollen tubes of Lilium davidii. Plant Cell Rep. 24: 266-270

191. Wick S.M., Seagull R.W., Osborn M., Weber K., Gunning B.E.S. (198 ^Immunofluorescence microscopy of organized microtubule arrays in structurally stabilized meristematic plant cells. J. Cell Biol. 89: 685-690

192. Woolley G.A., Kapral M.K., and Deber C.M. (1987) Potential sensitive membrane association of a fluorescent dye. FEBS Lett. 224: 337-342

193. Wu J., Qin Y., Zhao J. (2008) Pollen tube growth is affected by exogenous hormones and correlated with hormone changes in styles in Torenia fournieri L. Plant Growth Regul. 55: 137-148

194. Xu II., Swoboda I., Bhalla P.L., Singh M.B. (1999) Male gametic cell-specific expression of H2A and H3 histone genes. Plant Mol Biol 39: 607-614

195. Xu X., Zi H., Sun Y., Ren H. (2004) Dynamic organization of actin cytoskeleton during the polarity formation and germination of pollen ptoplasts. Chin Sci Bull 16: 1702-1706

196. Yang Z. (2002) Small GTPases : versatile signaling switches in plants. The Plant Cell (in press)

197. Yeoh S., Pope В., Mannherz H.G., Weeds A. (2002) Determining the differences in actin binding by human ADF and cofilin. J Mol Biol 315: 911-925

198. Yi K., Guo C., Chen D., Zhao В.,Yang В., Ren H. (2005) Cloning and functional characterization of a formin-like protein (AtFH8) from Arabidopsis. Plant Physiology 138: 1071-1082

199. Yokota E., Shimmen T. (1999) The 135-kDa actin-bundling protein from lily pollen tubes arranges F-actin into bundles with uniform polarity. Planta 209: 264-266

200. Yu F.X., Johnston P.A., Sudhof T.C., Yin ILL. (1990) gCap39, a calcium ionand polyphosphoinositide-regulated actin capping protein. Science 250: 1413-1415

201. Yu FI-S., Russell S.D. (1993) Three-dimensional ultrastructure of generative cell mitosis in the pollen tube ofNicotiana tabacum. Eur J Cell Biol 61: 338-348

202. Yu X.C., Li M.J., Gao G.F., Feng II.Z., Geng X.Q., Peng C.C., Zhu, S.Y., Wang X.J., Shen Y.Y., Zhang D.P. (2006) Abscisic acid stimulates a calcium dependent protein kinase in grape berry, Plant Physiol. 140: 558-579

203. Zielinski R.E. (1998) Calmodulin and calmodulin-binding proteins in plants. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 49: 697-725

204. Zonia L., Cordeiro S., Feijo J.A. (2001) Ion dynamics and hydrodynamics in the regulation of pollen tube growth. Sex Plant Reproduction. 14: 111-116

205. Zonia L., Cordeiro S., Tupy J., Feijo J.A. et al. (2002) Oscillatory chloride efflux at the pollen tube apex has a role in growth and cell volume regulation and is targeted by inositol 3,4,5,6-tetrakisphosphate. Plant Cell. 2002. 14: 2233-2249