Алкалофильные и алкалотолерантные грибы: разнообразие, особенности экофизиологии и биохимии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.12, кандидат наук Бондаренко, София Андреевна

• Бондаренко, София Андреевна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Бондаренко, София Андреевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Грибы в щелочных условиях

1.1.1. Возникновение и распространение щелочных условий

1.1.2. История изучения грибов в щелочных местообитаниях

1.1.3. Характер адаптации грибов к щелочным условиям

1.1.4. Разнообразие алкалофильных и алкалотолерантных грибов

1.1.5. Облигатно алкалофильный род Sodiomyces

1.2. Механизмы адаптации грибов к внешнему pH

1.2.1. История изучения механизмов адаптации грибов к внешнему 22 pH

1.2.2. Изменение состава мембранных липидов у грибов в условиях стресса

1.2.3. Растворимые углеводы цитозоля грибов в условиях стресса

1.2.4. Адаптация щелочеустойчивых грибов к сопутствующим абиотическим факторам

1.3. Прикладное значение экстремофильных грибов

1.4. Природные условия районов исследования

1.4.1. Озеро Магади (Кения)

1.4.2. Озеро Баскунчак

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Материалы 3

2.2. Среды выделения и культивирования микромицетов

2.3. Методы выделения, культивирования и хранения микромицетов

2.4. Идентификация изолятов по морфолого-культуральным признакам

2.5. Идентификация изолятов молекулярными методами

2.6. Филогенетический анализ

2.7. Исследование особенностей физиологии изолятов

2.8. Исследование растворимых углеводов цитозоля, мембранных и запасных липидов

2.8.1. Модельные объекты

2.8.2. Схема постановки опытов

2.8.3. Анализ липидов

2.8.4. Анализ растворимых углеводов цитозоля 46 ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Грибы содовой почвы побережья озера Магади (Кения)

3.1.1. Характеристика образцов почвы и количественная оценка

грибов

3.1.2. Таксономическое разнообразие микромицетов

3.1.3. Описание новых видов рода Sodiomyces

3.1.4. Особенности физиологии изолятов

3.2. Грибы хлоридных почв побережья озера Баскунчак

3.2.1. Характеристика образцов почвы и количественная оценка

грибов

3.2.2. Таксономическое разнообразие микромицетов

3.2.3. Описание БоШотусвз зр. поу

3.2.4. Особенности физиологии изолятов

3.3. Грибы дерново-подзолистой и окультуренной почв средней полосы России

3.3.1. Характеристика образцов почвы и количественная оценка

грибов

3.3.2. Таксономическое разнообразие микромицетов

3.3.3. Особенности физиологии изолятов 70 3.4. Роль растворимых углеводов цитозоля, мембранных и запасных липидов в адаптации алкалофильных и алкалотолерантных грибов к внешнему pH

3.4.1. Алкалофильные грибы

3.4.2. Алкалотолерантные грибы 84 ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. Грибы содовой почвы побережья озера Магади (Кения)

4.2. Щелочеустойчивые грибы хлоридных почв побережья озера Баскунчак

4.3. Щелочеустойчивые грибы дерново-подзолистой и окультуренной

почв средней полосы России

4.4. Роль растворимых углеводов цитозоля, мембранных и запасных липидов в адаптации алкалофильных и алкалотолерантных грибов к внешнему pH

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ 109 СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

ЛИТЕРАТУРА

ПРИЛОЖЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ДАГ - диацилглицерины КЛ - кардиолипины

криоСЭМ - низкотемпературная сканирующая микроскопия ЛФЭ - лизофосфатидилэтаноламин СА - сусло-агар

СЖК - свободные жирные кислоты СЛ - сфинголипиды СМ - световая микроскопия СТ - стерины

СЭМ - сканирующая электронная микроскопия

ТАГ - триацилглицерины

ФИ - фосфатидилинозиты

ФК - фосфатидные кислоты

ФС - фосфатидилсерины

ФХ - фосфатидилхолины

ФЭ - фосфатидилэтаноламины

ЩА - щелочной агар

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Алкалофильные и алкалотолерантные грибы: разнообразие, особенности экофизиологии и биохимии»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Грибы известны как основная группа деструкторов, обладающая широкой физиологической пластичностью и высоким адаптационным потенциалом к различным абиотическим факторам. Большинство культивируемых видов для роста и развития предпочитают кислые условия. Если алкалофильные и алкалотолерантные прокариоты исследованы достаточно хорошо (Заварзин, 2006; Jones et al., 1998; Sorokin et al., 2014), то изучение грибов, устойчивых к высоким значениям pH, началось сравнительно недавно. Большой вклад в развитие этой темы внес ряд отечественных исследований микромицетов содовых озёр и солончаков Кулундинской степи, Забайкалья, пустыни Гоби, Танзании (Биланенко, Георгиева, 2005; Георгиева, 2006; Георгиева и др., 2008; Биланенко и др., 2011; Георгиева и др., 2012а; Георгиева и др., 2012б; Grum-Grzhimaylo et al., 2013а; Grum-Grzhimaylo et al., 2013b; Grum-Grzhimaylo et al., 2016). Авторами была разработана комплексная методика выделения и идентификации функционального звена сообществ щелочных местообитаний, впервые было доказано явление облигатной алкалофилии у грибов (Grum-Grzhimaylo et al., 2013а; Grum-Grzhimaylo et al., 2016). Проведенное масштабное исследование поставило новые вопросы о разнообразии, распространении и роли алкалофильных и алкалотолерантных грибов как в стабильно щелочных местообитаниях (изучена лишь небольшая их доля), так и в местообитаниях (засолённых и незасолённых), где защелачивание может возникать локально. Актуальным остается и вопрос о механизмах адаптации щёлочеустойчивых грибов к высоким значениям pH. В литературе такие данные отрывочны, все исследования проводятся на алкалотолерантах, но не на алкалофилах (Sanders, Slayman, 1982; Denison, 2000; Hesse et al., 2002; Caracuel et al., 2003; Benito et al., 2009). Нет информации о роли изменений состава растворимых углеводов цитозоля и мембранных липидов в приспособлении к внешнему pH, хотя эти механизмы адаптации известны как одни из важнейших при действии многих других факторов стресса.

Цели и задачи исследования

Целью работы стало изучение разнообразия, особенностей экофизиологии и механизмов адаптации алкалофильных и алкалотолерантных грибов, изолированных из почв с разными значениями pH и различными типами засоления. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Выделить щёлочеустойчивые грибы из стабильно щелочных почв содового озера Магади (Кения); нейтральных гиперсолёных почв озера Баскунчак (Россия); кислых дерново-подзолистых и нейтральных окультуренных почв средней полосы России;

2. Изучить таксономическое разнообразие и провести филогенетический анализ выделенных грибов;

3. Определить характер адаптации изолятов к высоким значениям pH и другим абиотическим факторам (температуре, солёности);

4. Исследовать динамику растворимых углеводов цитозоля алкалофильных и алкалотолерантных грибов в ответ на изменение внешнего pH;

5. Изучить динамику мембранных и запасных липидов алкалофильных и алкалотолерантных грибов в ответ на изменение внешнего pH.

Научная новизна

В работе впервые даётся оценка функционального разнообразия грибов

одного из самых экстремальных местообитаний на Земле - содового озера Магади

в Кении. Описаны два новых облигатно алкалофильных вида грибов, обитающих

на побережье озера: Sodiomyces tronii S.A. Bondarenko, Grum-Grzhim., Debets &

Bilanenko и Sodiomyces magadii S.A. Bondarenko, Grum-Grzhim., Debets &

Bilanenko. Впервые показано присутствие алкалофильных грибов в нейтральных

почвах хлоридного засоления (оз. Баскунчак) - как факультативных, так и

облигатных (Sodiomyces sp. nov.) алкалофилов. Впервые охарактеризовано

алкалотолерантное сообщество микромицетов кислых и нейтральных почв.

Впервые показано принципиальное различие в механизмах адаптации

алкалофильных и алкалотолерантных грибов к внешнему рН. Для алкалофилов

ключевым осмолитом на всех стадиях роста и при различных значениях рН

7

является трегалоза, а у алкалотолерантов - маннит и арабит. Впервые у облигатного алкалофила 1топИ обнаружено доминирование небислойных фосфолипидов, фосфатидных кислот, в составе мембранных липидов в активной фазе роста и рост долей стеринов и сфинголипидов при снижении рН, что указывает на образование рафтов в мембранах.

Теоретическая и практическая значимость работы

Изучение щёлочеустойчивых грибов имеет большую фундаментальную значимость, поскольку расширяет наше представление о происхождении, эволюции и механизмах алкалофилии и алкалотолерантности у эукариот. Практическая ценность состоит в возможности использования алкалофильных и алкалотолерантных грибов как продуцентов новых уникальных метаболитов (ферментов, антимикробных соединений). Полученные в настоящей работе культуры включены в коллекцию экстремофильных грибов кафедры микологии и альгологии Биологического факультета МГУ имени М.В. Ломоносова. Культуры служат модельными объектами на практических занятиях по физиологии грибов на кафедре. На базе коллекции ведутся исследования щёлочеустойчивых гидролитических ферментов; совместно с ФГБНУ НИИ по изысканию новых антибиотиков имени Г.Ф. Гаузе проводится поиск новых веществ с антибиотической активностью; вместе с группой экспериментальной микологии ФИЦ Биотехнологии РАН ведутся исследования механизмов адаптации грибов к высоким значениям рН, температуры, концентрациям солей и к полистрессу.

Личный вклад соискателя

Выбор и обоснование научной тематики исследования, получение результатов, их анализ и интерпретация сделаны при решающем участии автора. Полевые сборы, работа по выделению, поддержанию и идентификации культур, все эксперименты выполнены самостоятельно автором или при его непосредственном активном участии. Автор освоил методы обработки и анализа данных, обобщил и представил полученный материал, сформулировал выводы. Опубликованные работы написаны автором лично при участии научного

руководителя и коллег. Текст диссертации написан автором по плану, согласованному с научным руководителем.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Алкалофильные грибы (облигатные и факультативные) присутствуют в гиперсолёных почвах побережий озёр как содового типа засоления со стабильно щелочными условиями (оз. Магади, рН 11), так и хлоридного типа с близкими к нейтральному значениями рН (оз. Баскунчак, рН 7.7).

2. Алкалотолерантные грибы распространены гораздо шире, они отмечены как на побережьях содового и хлоридного озёр, так и в кислых дерново-подзолистых и окультуренных нейтральных почвах.

3. Таксономическое разнообразие и количественные показатели щёлочеустойчивых грибов невысоки. Алкалофильные и алкалотолерантные грибы отмечены исключительно среди аскомицетов, преимущественно в семействе Plectosphaerellaceae (Glomerellales, Sordariomycetes).

4. Опубликованы два новых облигатно алкалофильных вида Sodiomyces magadii и & ^т из почв побережья оз. Магади, приведено описание Sodiomyces sp. nov. из почв побережья оз. Баскунчак. Особенности морфологии и физиологии (отношение к рН, концентрациям хлористого натрия, температуре) свидетельствуют об адаптации к росту в щелочных и солёных условиях и функциональной значимости этих видов в биотопе.

5. Ответ на изменение внешнего рН у алкалофильных и алкалотолерантных грибов различен. Трегалоза играет большую роль в ответе алкалофильных грибов на изменение внешнего рН. У алкалотолерантов защитные механизмы включают изменение соотношения двух основных осмолитов - арабита и маннита.

6. Алкалофильный гриб & ^пИ обладает уникальным составом мембранных липидов - на ранних стадиях роста этот гриб содержит большое количество небислойных липидов (фосфатидных кислот), в кислых условиях возрастает доля стеринов и сфинголипидов, что свидетельствует о формировании рафтов.

Апробация работы

Результаты работы были представлены на международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов-2014» (Москва, 2014); X международном конгрессе по Экстремофилам (Санкт-Петербург, 2014); Третьем Международном Микологическом Форуме (Москва, 2015); Всероссийской конференции с международным участием «Биоразнообразие и экология грибов и грибоподобных организмов Северной Евразии» (Екатеринбург, 2015); XVII Конгрессе Европейских Микологов (Funchal Madeira, Португалия, 2015); научной конференции «Ломоносовские чтения -2016» (Москва, 2016); III Всероссийской конференции «Фундаментальная гликобиология» (Владивосток, 2016); Четвёртом съезде микологов России (Москва, 2017); XIII Международной конференции по исследованию солёных озёр (Улан-Удэ, 2017); 1-ом Российском Микробиологическом Конгрессе (Пущино, 2017); IV Всероссийской конференции «Фундаментальная гликобиология» (Киров, 2018); Ежегодной научной конференции ФИЦ Биотехнологии РАН (Москва, 2018); заседаниях кафедры микологии и альгологии Биологического факультета МГУ.

Публикации

По теме диссертации опубликовано 20 печатных работ, отражающих её основное содержание. Среди них 5 статей в рецензируемых журналах, 4 - в сборниках статей, 11 тезисов докладов.

Благодарности

Я искренне благодарю своего научного руководителя к.б.н. Елену

Николаевну Биланенко за помощь и поддержку на всех этапах выполнения

диссертационной работы, за тот бесценный научный опыт, который был получен

благодаря её участию, а также за прекрасный материал, привезенный с озера

Баскунчак. Я благодарю д.б.н. Веру Михайловну Терёшину и других сотрудников

группы экспериментальной микологии ФИЦ Биотехнологии РАН - Е.А.

Януцевич, Н.А. Синицыну, О.А. Данилову за плодотворное сотрудничество в

изучении биохимических особенностей алкалофильных и алкалотолерантных

10

грибов. Большое спасибо моим коллегам - А.А. Грум-Гржимайло, М.Л. Георгиевой, О.В. Камзолкиной, Л.Ю. Кокаевой, В.В. Алёшину за научные консультации и неоценимую помощь в решении сложных вопросов, Лаборатории генетики Университета Вагенинген (Нидерланды) за предоставленную возможность совместной работы. Особая благодарность Е.М. Селивановой и О.В. Провоторовой, без них не состоялась бы поездка в Кению. Спасибо О.А. Огневой за помощь в анализе почвенных образцов и регулярную дружескую поддержку. Спасибо друзьям и семье за терпение, понимание и помощь.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Грибы в щелочных условиях

1.1.1. Возникновение и распространение щелочных условий

Щелочные условия со стабильно высокими значениями pH возникают в таких природных местообитаниях, как содовые озера и содовые солончаки, где защелачивание происходит, как правило, за счет аккумуляции карбоната и бикарбоната натрия, в результате углекислотного выветривания пород, бедных кальцием и магнием (Заварзин, 2006; Grant, 2006). Возникновению содового засоления озер способствуют отсутствие поверхностного стока и слабый дренаж, а эвапоритовые процессы суммируют результаты углекислотного выветривания для области водосбора (Заварзин, 2006). Сложные и разнообразные процессы могут приводить и к защелачиванию почв. Преимущественно это почвы содового засоления, среди которых выделяют содовые, содово-хлоридные, содово-сульфатные почвы и почвы с участием соды (Засоленные почвы..., 2006).

Наиболее характерно содовое засоление для аридных зон в поясе лесостепей, полупустынь, саванн, хотя встречается не только там. В России места содового засоления распространены в Западной Сибири (Барабинская и Кулундинская степи) и в Забайкалье (Кункурская степь) (Засоленные почвы., 2006). Что касается мирового распространения содового засоления, то примеры содовых озер и солончаков известны в Северной, Центральной и Южной Америке, в Европе, Азии (Сибирь, Монголия, Тибет), по всей Африке и в Австралии (Grant, 2006).

Водно-солевой режим щелочных почв и содовых солончаков сильно зависит от атмосферных осадков и иссушения (в особенности это касается почв). В содовых озерах наблюдается менее резкое изменение минерализации воды при изменении атмосферных условий. Это самые стабильные из сильнощелочных местообитаний, здесь может поддерживаться значение pH более 11.5 (Заварзин и др., 1999; Jones et al., 1998).

С точки зрения гидрохимических процессов, повышенной щелочности, как правило, сопутствует удаление кальция как макрокомпонента. Доминирующим катионом становится натрий, доминирующими анионами -карбонат/бикарбонатные и хлоридные ионы. В результате сдвига в соотношении CO2/HCO3-/CO3-/OH- в зависимости от минерализации эти анионы создают более или менее мощную щелочную буферную систему (с pH вплоть до 12) (Заварзин, 2006; Grant, 2006).

Нестабильные локальные щелочные условия могут возникать повсеместно в результате деятельности микроорганизмов за счет процессов аммонификации, сульфатредукции и фотосинтеза (Заварзин, 2006; Jones et al., 1998). Этот факт, несомненно, должен способствовать широкому распространению видов, приспособленных к высоким значениям pH.

Огромный вклад в создание щелочных условий вносит и человеческая деятельность - работа цементных мануфактур, бумажно-целлюлозных предприятий, разработка шахт, сток разнообразных отходов, сельскохозяйственная деятельность (в особенности, внесение некоторых удобрений в почву) сопровождаются локальным защелачиванием среды, вплоть до pH 11 (Jones et al., 1998).

1.1.2. История изучения грибов в щелочных местообитаниях

По данным литературы большинство микромицетов для своего роста и

развития предпочитают слабокислые условия (Мирчинк, 1988). С другой

стороны, известна широкая физиологическая пластичность грибов, их

способность выживать в различных экстремальных условиях. Еще в 1923 году

было показано, что некоторые микромицеты (Fusarium oxysporum, F. bullatum,

Penicillium variabile) способны к росту в крайне щелочных условиях (при pH 11)

(Johnson, 1923). Несмотря на это, до недавнего времени считалось, что грибы не

встречаются в сообществах стабильно щелочных местообитаний, сведения о

микромицетах, связанных с высокими значениями pH среды, оставались

отрывочными. Первый алкалофильный вид Acremonium alcalophilum был

выделен из компоста вблизи свинарников в 1993 году (Okada et al., 1993). Работы

13

по изучению микобиоты почв Индонезии (рН 7-8) (Nagai et а1., 1995) и известняковых пещер Японии (Nagai et а!., 1998) также показали, что на щелочную среду возможно выделение алкалофильных и алкалотолерантных микромицетов. Обнаружены в гиперсоленых щелочных почвах и дрожжевые грибы. Так, новый алкалофильный представитель базидиальных дрожжей Ьвисо8роп^ит sp. и ряд алкалотолерантных дрожжей были изолированы из содовых солончаков Кулундинской степи (Лисичкина и др., 2003; Лисичкина, Чернов, 2007).

К сожалению, в большинстве работ, характеризующих разнообразие грибов, связанных со щелочными местообитаниями, нельзя судить об истинных типах адаптации изолятов к щелочным условиям, так как это требует сравнения их роста при разных значениях рН. Используемые методы выделения на нейтральные среды не могут дать четкого представления об алкалотолерантном и алкалофильном звене сообществ. На нейтральные среды удается выделить в основном только широко распространенные в районе исследований виды фетап е1 а1., 2004).

Большой вклад в развитие представлений о микобиоте содовых озер и солончаков внес ряд отечественных работ по микромицетам Кулундинской степи, Забайкалья, пустыни Гоби, Танзании (Биланенко, Георгиева, 2005; Георгиева, 2006; Георгиева и др., 2008; Биланенко и др., 2011; Георгиева и др., 2012а; Георгиева и др., 2012б; Огиш-Ог7Ышау1о е1 а1., 2013а; Огиш-Ог7Ышау1о е1 а1., 2013Ь). Метод выделения грибов на щелочную агаризованную среду (Георгиева, 2006) показал эффективность для выявления алкалофильных и алкалотолерантных аскомицетов щелочных местообитаний. Проверка скорости роста изолятов на средах с разными значениями рН позволила определить их адаптивное отношение к этому абиотическому фактору. Использование молекулярно-генетических методов позволило прояснить положение многих грибов внутри системы аскомицетов, что зачастую практически невозможно сделать по морфолого-культуральным признакам - большинство алкалофильных

и алкалотолерантных микромицетов относятся к трудным для идентификации анаморфным видам родов Acremonium, Verticillium и схожих с ними acremonium-подобным морфотипам. В 2016 году была опубликована статья, обобщающая современные представления о разнообразии, филогении, морфологии и физиологии алкалофильных и алкалотолерантных микромицетов содовых местообитаний (Grum-Grzhimaylo et al., 2016). Описаны новые для науки таксоны (Grum-Grzhimaylo et al., 2013a; Grun-Grzhimaylo et al., 2013b; Grum-Grzhimaylo et al., 2016):

Новые виды

Sodiomyces alkalinus Bilanenko & M. Ivanova ex Grum-Grzhim., Debets & Bilanenko

S. magadii Bondarenko, Grum-Grzhim., Debets & Bilanenko

S. tronii Bondarenko, Grum-Grzhim., Debets & Bilanenko

Emericellopsis alkalina Georgieva

Chordomyces antarcticus Bilanenko, Georgieva & Grum-Grzhim.

Alternaria kulundii Bilanenko, Georgieva & Grum-Grzhim.

A. petuchovskii Bilanenko, Georgieva & Grum-Grzhim.

A. shukurtuzii Bilanenko, Georgieva & Grum-Grzhim. Новые роды

Sodiomyces Grum-Grzhim., Debets & Bilanenko

Chordomyces Bilanenko, Georgieva & Grum-Grzhim. Новая секция

Alternaria sect. Soda Bilanenko, Georgieva & Grum-Grzhim.

Для прокариотических алкалофильных и алкалотолерантных организмов известно, что условия локального защелачивания в кислых и нейтральных почвах (см. раздел Возникновение и распространение щелочных условий) играют большую роль в их распространении (Заварзин, 2006; Jones et al., 1998). В литературе имеются данные о том, что и грибы, способные к росту при высоких

значениях внешнего pH, выделяются из разных типов почв, в том числе с нейтральной или даже кислой реакцией среды (Nagai et al., 1995; Kladwang et al., 2003; Eliades et al., 2006). Вопрос о распространении алкалофильных и алкалотолерантных грибов в лесных почвах и почвах, подвергшихся окультуриванию (вспахивание, внесение удобрений и т.д.), требует более детального изучения с использованием подходящего для данной группы комплекса методов.

Последние годы благодаря развитию высокопроизводительного секвенирования широкое распространение получило изучение микробного разнообразия соленых озер молекулярными методами без выделения микроорганизмов в чистую культуру. Большая часть таких работ посвящена прокариотам (Wani et al., 2006; Xiong et al., 2012; Antony et al., 2013), но есть и работы по грибам (Dudhagara et al., 2015; Kambura et al., 2016). Методы высокопроизводительного секвенирования позволяют обнаружить огромное скрытое биоразнообразие экстремальных экосистем, в том числе, множество новых для науки таксонов (Luo et al., 2013). Однако такие исследованя не дают представления о реальной функциональной роли организмов, а также требуют крайне аккуратного подхода (в т.ч. к подбору праймеров, анализу данных). Классические методы выделения и поддержания микроорганизмов в культуре по-прежнему актуальны для адекватной оценки экстремофильных сообществ и для решения прикладных задач.

1.1.3. Характер адаптации грибов к щелочным условиям

Если проверять все виды, выделенные из щелочных местообитаний, на отношение к действию фактора рН, то часть из них предпочтет нейтральные и даже кислые его значения, что означает толерантность, или способность выживать в щелочных условиях, и лишь незначительная часть видов будет нуждаться в высоких значениях рН среды для своего развития. О влиянии факторов стресса на грибы принято судить по снижению скорости роста /

подавлению роста (на твердых питательных средах) или по изменениям биомассы, если речь идет о жидких средах.

Классификация типов адаптации к высоким значениям внешнего pH, предложенная в статье «On the diversity of fungi from soda soils» (Grum-Grzhimaylo et al., 2016), приводится ниже (рис. 1).

Алкалофильные грибы имеют оптимум для роста в области щелочных значений рН среды (выше 8):

• Облигатные алкалофилы - оптимум для роста в области щелочных значений рН (8 - 10), не растут при кислых значениях рН ниже 4-5;

• Факультативные алкалофилы - оптимум для роста в области щелочных значений рН, растут в широком диапазоне кислых значениях внешнего рН.

Алкалотолерантные грибы растут в широком диапазоне значений рН, включая щелочные, но оптимум для роста имеют в нейтральной и даже кислой области:

• Сильные алкалотолеранты - скорость роста в щелочной области значений pH среды не снижена или снижена незначительно;

• Умеренные алкалотолеранты - в щелочной области значений pH скорость роста снижается примерно в два раза по сравнению с нейтральной;

• Слабые алкалотолеранты - скорость роста в щелочной области значений pH снижена больше, чем в два раза по сравнению нейтральной.

в

I-

и о о.

о о.

о

Алкалотолеранты:

-сильные

- умеренные

- слабые

РН

Рис. 1. Классификация типов адаптации грибов к высоким значениям внешнего рН (по Grum-ОгеЫшау1о е! а1., 2016).

1.1.4. Разнообразие алкалофильных и алкалотолерантных грибов

Важную роль в определении разнообразия алкалофильных и алкалотолерантных грибов сыграло развитие методов молекулярной филогенетики, показав полифилетичность этой группы грибов, обладающих, как правило, анаморфами acremonium-, verticillium- или gliocladium-типа (Grum-Grzhimaylo et al., 2016).

Алкалотолерантные микромицеты можно изолировать из различных субстратов на щелочную среду. Это грибы из самых разных таксономических групп аскомицетов. Многие из них относятся к Sordariomycetes (Plectosphaerellaceae, Bionectriaceae и др.), Dothideomycetes (Pleosporaceae) (Grum-Grzhimaylo et al., 2016).

Алкалофилы среди микромицетов встречаются реже. Эта группа грибов также имеет полифилетическое происхождение. Среди них отмечены представители таких таксономических групп, как Dothideomycetes (Alternaria sect. Soda, Pleosporaceae), Sordariomycetes - Sordariomycetidae (Thielavia sp., Chaetomiaceae) и Hypocreomycetidae (Emericellopsis alkalina, Hypocreales). Но наиболее богата алкалофильными представителями другая группа внутри Hypocreomycetidae - семейство Plectosphaerellaceae. Это семейство включает Acremonium alcalophilum - первый алкалофильный гриб, выделенный из компостов вблизи свинарников (Okada et al., 1993), облигатных алкалофилов рода Sodiomyces, факультативных алкалофилов Acrostalagmus luteoalbus, Chordomyces antarcticus, Verticillium zaregamsianum (Grum-Grzhimaylo et al., 2016).

1.1.5. Облигатно алкалофильный род Sodiomyces

Явление облигатной алкалофилии у грибов крайне редко, впервые оно было обнаружено у Sodiomyces alkalinus (Plectosphaerellaceae, Sordariomycetes), который был изолирован из образцов щелочных почв (pH выше 10) содовых солончаков Западной Сибири, Монголии, Танзании. Помимо этого рода,

облигатная алкалофилия известна только у двух изолятов Thielavia Бр. (Chaetomiaceae, Sordariomycetes) из содовых почв Кункурской степи (Россия) и Араратской долины (Армения) (Огиш-Ог7Ышау1о е! а1., 2016).

По морфологическим характеристикам Sodiomyces alkalinus впервые был описан как Heleococcum alkalinum (БИапепко е! а1., 2005). Дальнейший молекулярно-генетический анализ последовательностей ГТ81 и 2 (включая 5.88 рДНК), 288 рДНК (LSU), 188 рДНК (88и) и белок-кодирующих генов RPB2 и ТБЕ-1а позволил выделить этот вид в отдельный новый род Sodiomyces внутри семейства Plectosphaerellaceae, близко к другому алкалофильному грибу Acremonium alсalophilum (Огиш-Ог7Ышау1о е! а1., 2013а).

Детально описан жизненный цикл & alkalinus (Козлова, 2006; Grum-Ог7Ышау1о е! а1., 2013а). Показано, что в культуре гриб образует как бесполое, так и половое спороношение (рис. 2). Конидиальная стадия напоминает Acremonium. Конидии образуются в слизистых головках, мицелий сильно тяжистый. Плодовые тела оригинального sodiomyces-типа - замкнутые, с многослойным перидием. Оболочки сумок растворяются рано, аскоспоры освобождаются пассивно в массе слизи. Такой тип аском, по всей видимости, служит адаптацией к экстремальным внешним условиям среды (Огиш-Ог7Ышау1о е! а1., 2013а). Гриб гомоталличный, что характерно для экстремальных условий, поскольку гомоталлизм способствует снижению внутрипопуляционного полиморфизма (Дьяков, 1999; Kis-Papo е! а1., 2003). Генетический анализ 18 штаммов & alkalinus подтверждает значительное генетическое сходство исследованных локусов даже для изолятов, выделенных из мест обитания, удаленных на тысячи километров друг от друга ^гит-Ог7Ышау1о е! а1., 2013а).

Рис. 2. Жизненный цикл Sodiomyces alkalinus (Козлова, 2006).

Для типового изолята S. alkalinus секвенирован и опубликован в свободном доступе геном (https://genome.jgi.doe.gov/Sodal1/Sodal1.home.html). Его исследование показало, что количество генов, кодирующих активные в отношении углеводов ферменты (Carbohydrate Active enZYmes), у S. alkalinus вдвое меньше, чем у его ближайших фитопатогенных родственников. В частности, у этого алкалофильного гриба редуцированы ферменты, участвующие в разложении лигнина, целлюлозы, гемицеллюлозы и пектина, полностью отсутствуют ферменты, расщепляющие сахарозу (Grum-Grzhimaylo et al., in press). Хотя S. alkalinus способен к эффективному росту на многих сложных растительных субстратах (Grum-Grzhimaylo et al., 2013a), похоже, что для него, в отличие от большинства других представителей семейства Plectosphaerellaceae, питание растительными остатками не является предпочтительным. Это согласуется с местами его обнаружений, которые близки к воде и полностью лишены растительности. Вместо этого побережье изобилует высокобелковыми субстратами - здесь в массе развиваются рачки, прокариоты (в т.ч.

цианобактериальные пленки и маты). S. alkalinus in vitro демонстрирует очень высокую общую протеолитическую активность в щелочной области значений pH, в 17 раз выше, чем у промышленного продуцента протеаз Aspergillus oryzae (Grum-Grzhimaylo, 2015; Grum-Grzhimaylo, in press). Также показано, что для гриба характерны ферменты, участвующие в деградации клеточной стенки бактерий - лизоцим, DD-пептидаза, аминокислотная рацемаза, с наибольшей их экспрессией в щелочных условиях (Grum-Grzhimaylo, in press). Последние два фермента получены в результате горизонтального переноса генов прокариот и встречаются у ближайшего алкалофильного родственника Sodiomyces -Acremonium alcalophilum, но не у других изученных представителей Plectosphaerellaceae. Тесная ассоциация с другими организмами подтверждается неспособностью S. alkalinus самостоятельно продуцировать витамины тиамин и биотин (Grum-Grzhimaylo, 2015; Grum-Grzhimaylo, in press).

Помимо перечисленных выше исследований, у S. alkalinus изучен фактор транскрипции PacC, участвующий в сигнальной трансдукции при изменении внешнего pH, показана его консервативность (Grum-Grzhimaylo, 2015). У нескольких изолятов гриба обнаружены двуцепочечные РНК миковирусы (Hrabakova et al., 2017). S. alkalinus оказался крайне перспективным модельным объектом для изучения явления облигатной алкалофилии у грибов. 1.2. Механизмы адаптации грибов к внешнему pH 1.2.1. История изучения механизмов адаптации грибов к внешнему pH Все известные исследования, касающиеся механизмов адаптации грибов к щелочным значениям pH, проведены на нейтрофильных видах, таких как Aspergillus niger (Hesse et al., 2002), A. nidulans (Denison, 2000), Fusarium oxysporum (Caracuel et al., 2003), Neurospora crassa (Sanders, Slayman, 1982), Ustilago maydis (Benito et al., 2009).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Бондаренко, София Андреевна, 2018 год

ЛИТЕРАТУРА

1. Балнокин Ю.В. 2005. Растения в условиях стресса // Физиология растений / Ред. Ермаков И.П. М.: Академия. С. 510-588.

2. Баранова А.А., Георгиева М.Л., Биланенко Е.Н., Андреев Я.А., Рогожин Е.А., Садыкова В.С. 2017. Антимикробный потенциал алкалофильных микромицетов Emericellopsis alkalina // Прикладная биохимия и микробиология. T. 53. № 6. С. 616-624.

Baranova A.A., Georgieva M.L., Bilanenko E.N., Andreev Ya.A., Rogozhin E.A., Sadykova V.S. 2017. Antimicrobial potential of alkalophilic micromycetes Emericellopsis alkaline // Applied Biochemistry and Microbiology. Vol. 53. N 6. P. 703-710.

3. Биланенко Е.Н., Георгиева М.Л. 2005. Микромицеты солончаков Южной Сибири (Кулундинская степь) // Микология и фитопатология. Т. 39. № 4. С. 6-13.

4. Биланенко Е.Н., Георгиева М.Л., Козлова М.В., Грум-Гржимайло А. А. 2011. Микромицеты щелочных засоленных местообитаний / Микология сегодня. / М.: Национальная Академия Микологии. Т. 2. С. 150-162.

5. Бондаренко С.А., Георгиева М.Л., Биланенко Е.Н. 2016. Алкалотолерантные микромицеты в кислых и нейтральных почвах умеренных широт // Микробиология. Т. 85. № 6. С. 722-731.

Bondarenko S.A., Georgieva M.L., Bilanenko E.N. 2016. Alkalitolerant Micromycetes in Acidic and Neutral Soils of the Temperate Zone // Microbiology. Vol. 85. N 6. Р. 754-761.

6. Георгиева М.Л., Коновалова О.П., Бубнова Е.Н., Биланенко Е.Н. 2008. Виды рода Acremonium Link в щелочных и засоленных местообитаниях // Материалы научной конференции, посвященной 70-летию Беломорской биологической станции МГУ. М.: Гриф и К. С. 224-228.

7. Георгиева М.Л., Толстых И.В., Биланенко Е.Н., Катруха Г.С. 2009. Спектр антимикробной активности у мицелиальных грибов щелочных засоленных почв // Микология и фитопатология. Т. 43. № 6. С. 84-91.

8. Георгиева М.Л., Грум-Гржимайло А.А., Ямнова И.А., Биланенко Е.Н. 2012а. Мицелиальные грибы в почвах сульфатно-содового засоления пустыни Гоби (Монголия) // Микология и фитопатология. Т. 46. № 1. C. 27-32.

9. Георгиева М.Л., Лебедева-Верба М.П., Биланенко Е.Н. Мицелиальные грибы в почвах Западного Забайкалья // Почвоведение. 2012б. № 12. C. 13101319.

10. Георгиева М.Л. 2006. Микромицеты в щелочных засоленных почвах: Дис. канд. биол. наук. М.: МГУ. 157 с.

11. Гребенюк С.И. 2002. К изучению растительности окрестностей озера Баскунчак // Бюллетень Ботанического сада Саратовского государственного университета. №. 1. C. 31-35.

12. Дьяков Ю.Т. 1999. Системы размножения грибов и их эволюция // Микология и фитопатология. Т. 33. № 3. С. 137-149.

13. Заварзин Г.А., Жилина Т.Н., Кевбрин В.В. 1999. Алкалофильное микробное сообщество и его функциональное разнообразие // Микробиология. Т. 68. С. 579599.

Zavarzin G.A., Zhilina T.N., Kevbrin V.V. 1999. The alkaliphilic microbial community and its functional diversity // Microbiology. N 68. P. 503-521.

14. Заварзин Г.А. 2006. Алкалофильное микробное сообщество как аналог наземной биоты протерозоя / Эволюция биосферы и биоразнообразия / M.: Т-во научных изданий КМК. 2006. С. 97-119.

15. Заварзин Г.А. 2012. Омброфилы как первичные обитатели суши / Ранняя колонизация суши. Серия «Геобиологические системы в прошлом» / М.: ПИН РАН. С.4-28.

16. Засоленные почвы России. 2006. М.: Академкнига. 856 с.

17. Зеленковский П.С., Куриленко В.В. 2013. Природно-техногенная система соляного озера Баскунчак и особенности эксплуатации её ресурсов // Вестник Санкт-Петербургского университета. Серия 7. Геология. География. № 4. С. 3352.

18. Кириленко Т.С. 1978. Определитель почвенных сумчатых грибов. Киев: Наукова Думка. 263 с.

19. Козлова М.В. 2006. Жизненный цикл галоалкалотолерантного аскомицета Heleococcum alkalinum Bilanenko et Ivanova: Дисс. канд. биол. наук. М.: МГУ. 219 с.

20. Лисичкина Г.А., Бабьева И.П., Сорокин Д.Ю. 2003. Алкалотолерантные дрожжи из природных биотопов // Микробиология. Т. 72. № 5. С. 695-698.

21. Лисичкина Г.А. Чернов И.Ю. 2007. Дрожжи в содовых солончаках Кулундийской степи // Микология и фитопатология. 2007. Т. 41. № 4. С. 331-336.

22. Лысенко Т.М. 2013. Характеристика растительного покрова солонцовых почв особо охраняемых природных территорий озер Эльтон и Баскунчак // Вектор науки ТГУ. 2013. №2. С. 24.

23. Лысенко Т.М. 2015. История изучения растительного покрова засоленных почв лесостепной и степной зон в Поволжье // История ботаники в России. К 100-летнему юбилею РБО. С. 110-118.

24. Мирчинк Т.Г. 1988. Почвенная микология. М.: Изд-во Моск. Ун-та. 220 с.

25. Ножевникова А.Н., Бочкова Е.А., Плакунов В.К. 2015. Мультивидовые биопленки в экологии, медицине и биотехнологии // Микробиология. T. 84 №. 6. С. 623-644.

Nozhevnikova A.N., Botchkova E.A., Plakunov V.K. Multi-species biofilms in ecology, medicine, and biotechnology // Microbiology. 2015. Vol. 84. N 6. P. 731-750.

26. Озерская С.М. 1980. Структура комплексов почвенных грибов-микромицетов двух лесных биогеоценозов зоны смешанных лесов: Автореф. дис. канд. биол. наук. М.: МГУ. 24 с.

27. Попова Л.Г. 2007. №+-АТФазы галотолерантных водорослей: Автореф. дис. докт. биол. наук. М.: МГУ. 54 с.

28. Раппопорт А.В., Лысак Л.В., Марфенина О.Е., Рахлеева А.А., Строганова М.Н., Терехова В.А., Митрофанова Н.В. 2013. Актуальность проведения почвенно-экологических исследований в ботанических садах (на примере Москвы

и Санкт-Петербурга) // Бюллетень Московского общества испытателей природы. Т. 118. № 5. С. 45-56.

29. Смолянюк Е.В., Биланенко Е.Н., Терёшина В.М., Качалкин А.В., Камзолкина О.В. 2013. Влияние концентрации хлористого натрия в среде на состав мембранных липидов и углеводов цитозоля гриба Fusarium sp. // Микробиология. Т. 82. № 5. С. 1-10.

30. Терёшина В.М., Меморская А.С., Котлова Е.Р., Феофилова Е.П. 2010. Состав мембранных липидов и углеводов цитозоля в условиях теплового шока у Aspergillus niger // Микробиология. T. 79. № 1. С. 45-51.

31. Терёшина В.М., Меморская А.С., Котлова Е.Р. 2011. Влияние различных тепловых воздействий на состав мембранных липидов и углеводов цитозоля у мицелиальных грибов // Микробиология T. 80. № 4. С. 447-453.

Tereshina V.M., Memorskaya A.S., Kotlova E.R. 2011. The effect of different heat influences on composition of membrane lipids and cytosol carbohydrates in mycelial fungi // Microbiology. Vol. 80. N 4. P. 455-460.

32. Феофилова Е.П., Усов А.И., Мысякина И.С., Кочкина Г.А. 2014. Трегалоза: особенности химического строения, биологические функции и практическое значение // Микробиология. Т. 83. № 3. С. 271-271.

Feofilova E.P., Usov A.I., Mysyakina I.S., Kochkina G.A. 2014. Trehalose: chemical structure, biological functions, and practical application // Microbiology. Vol. 83. N 3. P. 184-194.

33. Януцевич Е.А., Данилова О.А., Гроза Н.В., Терёшина. 2016. Мембранные липиды и углеводы цитозоля у Aspergillus niger в условиях осмотического, окислительного и холодового воздействий // Микробиология. Т. 85. № 3. С. 283292.

Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Groza N.V., Tereshina V.M. 2016. Membrane lipids and cytosol carbohydrates in Aspergillus niger under osmotic, oxidative, and cold impact // Microbiology. Vol. 85. N 3. P. 302-310.

34. Aguilera A., González-Toril E., Souza-Egipsy V., Amaral-Zettler L., Zettler E., Amils R. 2010. Phototrophic biofilms from Rio Tinto, an extreme acidic environment, the prokaryotic component // Microbial Mats. Springer Netherlands. P. 469-481.

35. Alvarez F.J., Douglas L.M., Konopka J.B. 2007. Sterol-rich plasma membrane domains in fungi // Eukaryot Cell. N 6. P. 755-763.

36. Ansell R., Granath K., Hohmann S., Thevelein J.M., Adler L. 1997. The two isoenzymes for yeast NAD+-dependent glycerol 3-phosphate dehydrogenase encoded by GPD1 and GPD2 have distinct roles in osmoadaptation and redox regulation // The EMBO journal. Vol. 16. P. 2179-2187.

37. Antony C.P., Kumaresan D., Hunger S., Drake H.L., Murrell J.C., Shouche Y.S. 2013. Microbiology of Lonar Lake and other soda lakes // The ISME journal. Vol. 7. N 3. P. 468.

38. Arst H.N., Peñalva M.A. 2003. pH regulation in Aspergillus and parallels with higher eukaryotic regulatory systems // Trends Genet Vol. 19. P. 224-231.

39. Arx J.A. 1981. The genera of fungi sporulating in pure culture. Cramer. Vaduz. 424 p.

40. Balogh G., Péter M., Glatz A., Gombos I., Torok Z., Horváth I., Harwood J.L., Vígh L. 2013. Key role of lipids in heat stress management // FEBS Lett. N 587. P. 1970-1980.

41. Bataeva Y.V., Dzerzhinskaya I. S., Astafyeva O.V., Satkalieva M.C., Yakovleva L.V., Kondratenko E.I., Magzanova D.K., Baimuhambetova A.S. 2015. Investigation of specific microorganisms in the salt lakes of Southern Russia // African Journal of Microbiology Research. Vol. 9. N 38. P. 2051-2056.

42. Beck J.G., Mathieu D., Loudet C., Buchoux S., Dufourc E.J. 2007. Plant sterols in "rafts": a better way to regulate membrane thermal shocks // The FASEB Journal. Vol. 21. N 8. P. 1714-1723.

43. Benito B., Garciadeblás B., Pérez-Martín J., Rodríguez-Navarro A. 2009. Growth at high pH and sodium and potassium tolerance in media above the cytoplasmic pH depend on ENA ATPases in Ustilago maydis // Eukaryot Cell. Vol. 8. P. 821-829.

44. Bensch K., Groenewald J. Z., Dijksterhuis J., Starink-Willemse M., Andersen B., Summereil B.A., Crous P.W. 2010. Species and Ecological Diversity within the

Cladosporium cladosporioides Complex (Davidiellaceae, Capnodiales) // Stud. Mycol. Vol. 67. P. 1-94.

45. Bilanenko E., Sorokin D., Ivanova M., Kozlova M. 2005. Heleococcum alkalinum, a new alkalitolerant ascomycete from saline soda soils // Mycotaxon. Vol. 91. P. 497 - 507.

46. Biological Soil Crusts: Structure, Function and Management. 2001. Eds. Belnap. J., Lange O.I. Springer, Verlag Berlin, Heidelberg. 503 p.

47. Bondarenko S.A., Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Grum-Grzhimaylo A.A., Kotlova E.R., Kamzolkina O.V., Bilanenko E.N., Tereshina V.M. 2017. Membrane lipids and soluble sugars dynamics of the alkaliphilic fungus Sodiomyces tronii in response to ambient pH // Extremophiles. Vol. 21. P. 743-754.

48. Brown A.D., Simpson J.R. 1972. Water relations of sugartolerant yeasts: the role of intracellular polyols // J. Gen. Microbiol. Vol. 72. P. 589-591.

49. Caracuel Z., Casanova C., Roncero M.I.G., Pietro A.D., Ramos J. 2003. pH Response Transcription Factor PacC Controls Salt Stress Tolerance and Expression of the P-Type Na+-ATPase Ena1 in Fusarium oxysporum // Eukaryotic cell. 2003. Vol. 2. N 6. P. 1246-1252.

50. Carlucci A., Raimondo M.L., Santos J., Phillips A.J.L. 2012. Plectosphaerella species associated with root and collar rots of horticultural crops in southern Italy // Persoonia. Vol. 28. P. 34 - 48.

51. Carreira C., Staal M., Falkoski D., Vries R.P., Middelboe M., Brussaard C.P. 2015. Disruption of photoautotrophic intertidal mats by filamentous fungi

// Environmental microbiology. Vol. 17. N 8. P. 2910-2921.

52. Cheng J., Park T.S., Fischl A.S., Xiang S.Y. 2001. Cell cycle progression and cell polarity require sphingolipid biosynthesis in Aspergillus nidulans // Molecular and cellular biology. Vol. 21. N 18. P. 6198-6209.

53. Cole G.A., Brown R.J. 1967. The chemistry of Artemia habitats // Ecology. Vol. 48. N 5. P. 858-861.

54. Cooney D.G., Emerson R. 1964. Thermophilic Fungi. An Account of their Biology, Activities and Classification. San Francisco, W.H. Freeman. 185 p.

55. Crowe J.H. 2007. Trehalose as a "chemical chaperone": fact and fantasy // Adv. Exp. Med. Biol. Vol. 594. P. 143-158.

56. Darriba D., Taboada G.L., Doallo R., Posada D. jModelTest 2: more models, new heuristics and parallel computing // Nat. Methods. 2012. Vol. 9. N 8. 13 p.

57. Davis D.J., Burlak C., Nicholas P. 2000. Osmotic pressure of fungal compatible osmolytes // Mycological Research. Vol. 104. N 7. P. 800-804.

58. Davis D. 2003. Adaptation to environmental pH in Candida albicans and its relation to pathogenesis // Curr. Genet. Vol. 44. P. 1-7.

59. Degenkolb T., Kirschbaum J., Brückner H. 2007. New sequences, constituents, and producers of peptaibiotics: an updated review // Chemistry & biodiversity. Vol. 4. N 6. P. 1052-1067.

60. Denison S. 2000. pH Regulation of Gene Expression in Fungi // Fungal Genetics and Biology. Vol. 29. P. 61-71.

61. Domsch K.H., Gams W., Anderson T.H. 1980. Compendium of soil fungi. Academic Press. Vol. 1. 859 p. Vol. 2. 391 p.

62. Domsch K.H., Gams W., Anderson T.H. 2007. Compendium of soil fungi. Second edition. IHW-Verlag & Verlagsbuchhadlung. 700 p.

63. Dudhagara P., Ghelani A., Bhavsar S., Bhatt S. 2015. Metagenomic data of fungal internal transcribed Spacer and 18S rRNA gene sequences from Lonar lake sediment, India // Data Brief. Vol. 4. P. 266-268.

64. Elander R.P. 2003. Industrial production of ß-lactam antibiotics // Applied microbiology and biotechnology. Vol. 61. N 5-6. P. 385-392.

65. Elbein A.D., Pan Y.T., Pastuszak I., Carroll D. 2003. New insights on trehalose: A multifunctional molecule // Glycobiology Vol. 13. P. 17-27.

66. Eliades L.A., Cabello M.N., Voget C.E. 2006. Contribution to the study of alkalophilic and alkalitolerant Ascomycota from Argentina // Darwiniana. Vol. 44. P. 64-73.

67. Espeso E.A., Arst H.N. 2000. On the mechanism by which alkaline pH prevents

119

expression of an acid-expressed gene // Mol Cell Biol. Vol. 20. P. 3355-3363.

68. Fillinger S., Chaveroche M.K., Van Dijck P., de Vries R., Ruijter G., Thevelein J., d'Enfert C. 2001. Trehalose is required for the acquisition of tolerance to a variety of stresses in the filamentous fungus Aspergillus nidulans // Microbiology. Vol. 147. N 7. P. 1851-1862.

69. Freitas J.S., Silva E.M., Leal J., Gras D.E., Martinez-Rossi N.M., Dos Santos L.D., Palma M.S., Rossi A. 2011. Transcription of the Hsp30, Hsp70, and Hsp90 heat shock protein genes is modulated by the PalA protein in response to acid pH-sensing in the fungus Aspergillus nidulans // Cell Stress and Chaperones. Vol. 16. N 5. P. 565572.

70. Gams W. 1971. Cephalosporium- artige Schimmelpilze (Hyphomycetes). Gustav Fischer Verlag, Stuttgart. 261 p.

71. Giraldo A., Gene J., Sutton D.A., Madrid H., De Hoog G.S., Cano J., Decock C., Crous P.W., Guarro J. 2015. Phylogeny of Sarocladium (Hypocreales) // Persoonia: Molecular Phylogeny and Evolution of Fungi. Vol. 34. P. 10-24.

72. Gostincar C., Ohm R.A., Kogej T., Sonjak S., Turk M., Zajc J., Zalar P., Grube M., Sun H., Han J., Sharma A. 2014. Genome sequencing of four Aureobasidium pullulans varieties: biotechnological potential, stress tolerance, and description of new species // BMC genomics. Vol. 15. N 1. P. 549.

73. Grant W.D. 2004. Life at low activity // Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. Vol. 359. P. 1249-1267.

74. Grant W.D. 2006. Alkaline Environments and Biodiversity. Extremophilies. Eolss Publishers, Oxford, UK. 20 p.

75. Grant W.D., Jones B.E. 2016. Bacteria, archaea and viruses of soda lakes // Soda Lakes of East Africa / Ed. M. Schagerl. Springer. P. 97-147.

76. Grishkan I., Nevo E., Wasser S.P. 2003. Soil micromycete diversity in the hypersaline Dead Sea coastal area, Israel // Mycological Progress. Vol. 2. N 1. P. 19-28.

77. Grum-Grzhimaylo A.A., Debets A.J.M., van Diepeningen A.D., Georgieva M.L., Bilanenko E.N. 2013a. Sodiomyces alkalinus, a new alkaliphilic ascomycete within the Plectosphaerellaceae // Persoonia. Vol. 31. P. 147-158.

78. Grum-Grzhimaylo A.A., Georgieva M.L., Debets A.J.M, Bilanenko E.N. 2013b. Are alkalitolerant fungi of the Emericellopsis lineage (Bionectriaceae) of marine origin // IMA fungus. Vol. 4. N 2. P. 213-228.

79. Grum-Grzhimaylo A.A. 2015. On the biology and evolution of fungi from soda soils // Dissertation. Wageningen University. 232 p.

80. Grum-Grzhimaylo A.A., Georgieva M.L., Bondarenko S.A., Debets A.J.M., Bilanenko E.N. 2016. On the diversity of fungi from soda soils // Fungal Diversity. Vol. 76. P. 27-74.

81. Grum-Grzhimaylo A.A., Falkoski D.L., van den Heuvel J., Jiménez C.A.V., Min B., Choi I.G., Lipzen A., Daum C.G. , Aanen D.K., Tsang A., Henrissat B., Bilanenko E.N., de Vries R.P., van Kan J.A.L., Grigoriev I.V., Debets A.J.M. The obligate alkalophilic soda-lake fungus Sodiomyces alkalinus has shifted to a protein diet // Molecular Ecology. In press. 31 p.

82. Guindon S., Gascuel O.A. 2003. Simple, fast, and accurate algorithm to estimate large phylogenies by maximum likelihood // Syst. Biol. Vol. 52. P. 696-704.

83. Gunde-Cimerman N., Ramos J., Plemenitas A. 2009. Halotolerant and halophilic fungi // Mycological Research. Vol. 11. N 113. P. 1231-1241.

84. Harding M.W., Marques L.L., Howard R.J., Olson M.E. 2009. Can filamentous fungi form biofilms? // Trends in microbiology. Vol. 17. N 11. P. 475-480.

85. Hecker L.I., Sussman A.S. 1973 Activity and Heat Stability of Trehalase from the Mycelium and Ascospores of Neurospora // J Bacteriol. Vol. 115. P. 582-591.

86. Hesse S.J.A., Ruijter G.J.G., Dijkema C., Visser J. 2002. Intracellular pH homeostasis in the filamentous fungus Aspergillus niger // Eur J Biochem. Vol. 269. P. 3485-3494.

87. Hirooka Y., Kawaradani M., Sato T. 2014. Description of Gibellulopsis chrysanthemi sp. nov. from leaves of garland chrysanthemum // Mycol. Progress. Vol. 12. N 1. P. 13-19.

88. Hohmann S. 2002. Osmotic stress signaling and osmoadaptation in yeasts // Microbiol Mol Biol Rev. Vol. 66. P. 300-372.

89. Hoog de G.S., Guarro J., Gene J., Figueras M.J. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd edition. Centraalbureau voor Schimmelcultures. Reus: Universitat Rovira i Virgili. 1126 p.

90. Horikoshi K. 2006. Alkaliphiles - genetic properties and applications of enzymes. Springer. 270 p.

91. Hrabakova L., Grum-Grzhimaylo A.A., Koloniuk I., Debets A.J.M., Sarkisova T., Petrzik K. 2017. The alkalophilic fungus Sodiomyces alkalinus hosts beta- and gammapartitiviruses together with a new fusarivirus // PLoS ONE. Vol. 12. N. 11. 20 p.

92. Hosono K. 1992. Effect of salt stress on lipid composition and membrane fluidity of the salt tolerant yeast Zygosaccharomyces rouxii // Microbiology. Vol. 138. N 1. P. 91-96.

93. Huelsenbeck J. P., Ronquist F. 2001. MrBayes: bayesian inference of phylogenetic trees // Bioinformatics. Vol. 17. N 8. P. 754-755.

94. Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Groza N.V., Kotlova E.R., Tereshina V.M. 2016. Heat shock response of thermophilic fungi: membrane lipids and soluble carbohydrates under elevated temperatures // Microbiology. Vol. 162. N 6. P. 989-999.

95. Iturriaga G., Suarez R., Nova-Franco B. 2009. Trehalose metabolism: From osmoprotection to signaling // International journal of molecular sciences. Vol. 10. N 9. P. 3793-3810.

96. Jenkins G.M. 2003. The emerging role for sphingolipids in the eukaryotic heat shock response // Cell Mol Life Sci. Vol. 60. P. 701-710.

97. Jennings D.H. 1984. Polyol metabolism in fungi // Adv Microb Physiol. Vol. 25. P. 149-93.

98. Johnson H.W. 1923. Relationships between hydrogen ion, hydroxyl ion and salt concentrations and the growth of seven soil molds // Iowa State College. Agricultural Experiment Station. 1923. Vol. 76. P. 307-344.

99. Jones B.F., Eugster H.P., Rettig S.L. 1977. Hydrochemistry of the Lake Magadi basin, Kenya // Geochimica et Cosmochimica Acta. Vol. 41. N 1. P. 53-72.

100. Jones B.E., Grant W.D., Duckworth A.W., Owenson G.G. 1998. Microbial diversity of soda lakes // Extremophiles. Vol. 2. P. 191-200.

101. Jones B.E., Grant W.D. 1999. Microbial diversity and ecology of the soda lakes of East Africa // Microbial Biosystems: New Frontiers. Proceedings of the 8-th International Symposium on Microbial Ecology. Halifax. P. 681-687.

102. Kambura A.K., Mwirichia R.K., Kasili R.W., Karanja E.N., Makonde H.M., Boga H.I. 2016. Bacteria and Archaea diversity within the hot springs of Lake Magadi and Little Magadi in Kenya // BMC microbiology. Vol.16. N 1. P. 136-148.

103. Katoh K., Standley D.M. 2013. MAFFT multiple sequence alignment software version 7: improvements in performance and usability // Mol Biol Evol. Vol. 30. N 4. P. 772-780.

104. Kavembe G.D., Kautt A.F., Machado-Schiaffino G., Meyer A. 2016. Eco-morphological differentiation in Lake Magadi tilapia, an extremophile cichlid fish living in hot, alkaline and hypersaline lakes in East Africa // Molecular ecology. Vol. 25. N 7. P. 1610-1625.

105. Kis-Papo T., Oren A., Wasser S.P., Nevo E. 2003. Survival of filamentous fungi in hypersaline Dead Sea water // Microbial Ecology. Vol. 45. N 2. P. 183-190.

106. Kladwang W., Bhumirattana A., Hywel-Jones N. 2003. Alkaline-tolerant fungi from Thailand // Fungal Diversity. Vol. 13. P. 69-83.

107. Kogej T., Gorbyshina A.A., Gunde-Cimerman N. 2006. Hypersaline conditions induce changes in cell-wall melanization and colony structure in a halophilic and a xerophilic black yeast species of the genus Trimmatostroma // Mycological Research. V. 110. N 6. P. 713-724.

108. Kogej T., Stein M., Volkmann M., Gorbushina A.A., Galinski E.A., Gunde-Cimerman N. 2007. Osmotic adaptation of the halophilic fungus Hortaea werneckii: role of osmolytes and melanization // Microbiology Vol. 153. P. 4261 - 4273.

109. Kooijman E.E., Chupin V., de Kruijff B., Burger K.N.J. 2003. Modulation of membrane curvature by phosphatidic acid and lysophosphatidic acid // Traffic. Vol. 4. P. 162-74.

110. Krienitz L., Schagerl M. 2016. Tiny and tough: microphytes of East African soda lakes // // Soda Lakes of East Africa / Ed. M. Schagerl. Springer. P.149-177.

111. Krulwich T.A., Sachs G., Padan E. 2011. Molecular aspects of bacterial pH sensing and homeostasis // Nature Reviews Microbiology. Vol. 9. P. 330-343.

112. Kuncic K.M., Kogej M., Drobne D., Gunde-Cimerman N. 2010. Morphological response of the halophilic fungal genus Wallemia to high salinity // Applied and Environmental Microbiology. Vol. 76. N 1. P. 329-337.

113. Kutuzova I.A., Kokaeva L.Y., Pobedinskaya M.A., Krutyakov Y.A., Scolotneva E.S., Chudinova E.M., Elansky S.N. 2017. Resistance of Helminthosporium solani strains to the fungicides applied for tuber treatment // Journal of Plant Pathology. Vol. 99. N 3. P. 635-642.

114. Kwasna H., Chelkowski J., Zajkowski P. 1991. Grzyby (Mycota), tom XXII. Sierpik (Fusarium). Warszawa-Krakow, PAN. 137 p.

115. Landraud P., Chuzeville S., Billon-Grande G., Poussereau N., Bruel C. 2013. Adaptation to pH and Role of PacC in the Rice Blast Fungus Magnaporthe oryzae // PLoS One. Vol. 8. N 7. 10 p.

116. Levery S.B., Momany M., Lindsey R., Toledo M.S., Shayman J.A., Fuller M., Brooks K., Doong R.L., Straus A.H., Takahashi H.K. 2002. Disruption of the glucosylceramide biosynthetic pathway in Aspergillus nidulans and Aspergillus fumigatus by inhibitors of UDP-Glc:ceramide glucosyltransferase strongly affects spore germination, cell cycle, and hyphal growth // FEBS Lett. Vol. 525. P. 59-64.

117. Li Z. 2009. Advances in Marine Microbial Symbionts in the China Sea and Related Pharmaceutical Metabolites // Mar. Drugs. Vol. 7. P. 113-129.

118. Luo W., Kotut K., Krienitz L. 2013. Hidden diversity of eukaryotic plankton in the soda lake Nakuru, Kenya, during a phase of low salinity revealed by a SSU rRNA gene clone library // Hydrobiologia. Vol. 702. P. 95-103.

119. Maddison W.P., Maddison D.R. 2015. Mesquite: a modular system for evolutionary analysis. Version 3.03 http://mesquiteproject.org.

120. Maheshwari R., Bharadwaj G. 2000. Mahalingeshwara K. Thermophilic Fungi: Their Physiology and Enzymes // Micribiology and molecular biology reviews. Vol. 64. N 4. P. 461-488.

121. Matagi S.V. 2004. A biodiversity assessment of the Flamingo Lakes of eastern Africa // Biodiversity. Vol. 5. N 1. P. 13-26.

122. McMahon H.T., Gallop J.L. 2005. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling // Nature. Vol. 438. P. 590-596.

123. Melack J.M., Kilham P. 1974. Photosynthetic rate of phytoplankton in East African alkaline saline lakes // Limnol Oceanogr. Vol. 19. P. 743-755.

124. Muñiz C.C., Zelaya T.E.C., Esquivel G.R., Fernández F.J. 2007. Penicillin and cephalosporin production: A historical perspective // Revista Latinoamericana de Microbiología. Vol. 49. N 3-4. P. 88-98.

125. Muruga B.N., Anyango B. 2013. A Survey of Extremophilic Bacteria in Lake Magadi, Kenya // American Journal of Molecular and Cellular Biology. Vol. 2. N 1. P. 14-26.

126. Nagai K., Sakai T., Rantiatmodjo R.M., Suzuki K., Gams W., Okada G. 1995. Studies on the distribution of alkali-tolerant soil fungi I // Mycoscience. Vol. 36. N 3. P. 247-254.

127. Nagai K., Suzuki K., Okada G. 1998. Studies on the distribution of alkalophilic and alkali-tolerant soil fungi II: Fungal flora two limestone caves in Japan // Mycoscience. Vol. 39. P. 293-298.

128. Oduor S.O., Schagerl M. 2007. Temporal trends of ion contents and nutrients in three Kenyan Rift Valley saline-alkaline lakes and their influence on phytoplankton biomass // Hydrobiologia. Vol. 584. N 1. P. 59-68.

129. Okada G., Niimura Y., Sakata T., Uchimura T., Ohara N., Suzuki H., Kozaki M. 1993. Acremonium alcalophilum, a new alkalophilic cellulolytic hyphomycete // Trans. Mycol. Soc. Japan. Vol. 34. P. 171-185.

130. Oorschot C.A.N. 1980. A revision of Chrysosporium and allied genera // Studies in mycology. 1980. Vol. 20. 69 p.

131. Oren A. 2002. Diversity of halophilic microorganisms: environments, phylogeny, physiology, and applications // Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology. Vol. 28. N 1. P. 56-63.

132. Oren A., Gunde-Cimerman N. 2012. Fungal life in the Dead Sea // Biology of Marine Fungi / Springer, Berlin, Heidelberg. P. 115-132.

133. Penalva M.A., Arst H.N. 2002. Regulation of Gene Expression by Ambient pH in Filamentous Fungi and Yeasts // Micribiology and molecular biology reviews. Vol. 66. N 3. P. 426-446.

134. Péter M., Glatz A., Gudmann P., Gombos I., Tôrôk Z., Horvath I., Vigh L., Balogh, G. 2017. Metabolic crosstalk between membrane and storage lipids facilitates heat stress management in Schizosaccharomycespombe // PloS one. Vol. 12. N3. 22 p.

135. Petrovic U., Gunde-Cimerman N., Plemenitas A. 1999. Salt stress affects sterol biosynthesis in the halophilic black yeast Hortaea werneckii // FEMS Microbiology Letters. V. 180. P. 325-330.

136. Piper P.W. 1993. Molecular events associated with acquisition of heat tolerance by the yeast Saccharomyces cerevisiae // FEMS Microbiol Rev. Vol. 11. P. 339-355.

137. Platara M., Ruiz A., Serrano R., Palomino A., Moreno F. Arino J. 2006. The Transcriptional Response of the Yeast Na+-ATPase ENA1 Gene to Alkaline Stress Involves Three Main Signaling Pathways // Journal of biological Chemistry. Vol. 281. N. 48. P. 36632-36642.

138. Rambaut A., Drummond A.J. 2007. Tracer v. 1.5. Computer program and documentation distributed by the authors at http://beast.bio.ed.ac.uk/Tracer

139. Raper K.B., Fennell D.I. 1965. The genus Aspergillus. Baltimore, The Williams and Wilkins Company. 686 p.

140. Raper K.B., Thom C., Fennell D.I.A. 1968. Manual of the Penicillin. New York and London, Hafner Publishing Company. 875 p.

141. Ravindran C., Varatharajan G.R., Rajasabapathy R., Vijayakanth S., Kumar A.H. Meena R.M. 2012. A role for antioxidants in acclimation of marine derived pathogenic fungus (NIOCC 1) to salt stress // Microbial pathogenesis. Vol. 53. N 3-4. P.168-179.

142. Ravindran C., Naveenan T. 2011. Adaptation of marine derived fungus Chaetomium globosum (NIOCC 36) to alkaline stress using antioxidant properties // Process Biochem. Vol. 46. P. 847-857.

143. Richter K., Haslbeck M., Buchner J., 2010. The heat shock response: life on the verge of death // Molecular cell. Vol. 40. N 2. P. 253-266.

144. Rollins J. 2003. The Sclerotinia sclerotiorum pac1 gene is required for sclerotial development and virulence // Mol Plant Microbe Interact. Vol. 16. P. 785-795.

145. Saad D.S., Kinsey G.C., Kim S., Gaylarde C.C. 2004. Extraction of genomic DNA from filamentous fungi in biofilms on water-based paint coatings // International biodeterioration and biodegradation. Vol. 54. N 2. P. 99-103.

146. Salano O.A. 2011. Isolation and Characterization of Fungi from Lake Magadi of the Kenyan Rift Valley // A thesis submitted in partial fulfilment for the degree of Master of Science in Biotechnology in the Jomo Kenyatta University of Agriculture and Technology. Nairobi. 129 p.

147. Samson R. A. 1974ro Paecilomyces and some allied Hyphomycetes // Stud. Mycol. Vol. 6. 119 p.

148. Sanders D., Slayman C.L. 1982. Control of intracellular pH. Predominant role of oxidative metabolism, not proton transport, in the eukaryotic microorganism Neurospora // The Journal of general physiology.Vol. 80. N 3. P. 377-402.

149. Sarookhani M.R., Moazzami N. 2007. Isolation of Acremonium species producing cephalosporine C (CPC) from forest soil in Gilan province, Iran // African Journal of Biotechnology. Vol. 6. N 22. P. 2506-2510.

150. Schagerl M., Renaut R.W. 2016. Dipping into the soda lakes of East Africa // Soda Lakes of East Africa / Ed. M. Schagerl. Springer. P. 3-24.

151. Sepcic K., Zalar P., Gunde-Cimerman N. 2011. Low Water Activity Induces the Production of Bioactive Metabolites in Halophilic and Halotolerant Fungi // Mar. Drugs. Vol. 9. P. 43-58.

152. Shen B., Hohmann S., Jensen R.G., Bohnert A.H. 1999. Roles of sugar alcohols in osmotic stress adaptation. Replacement of glycerol by mannitol and sorbitol in yeast // Plant Physiol. Vol. 121. P. 45-52.

153. Simmons L., Cameron Coates R., Clark B.R., Engene N., Gonzalez D., Esquenazi E., Dorrestein P.C., Gerwick W.H. 2008. Biosynthetic origin of natural products isolated from marine microorganism-invertebrate assemblages // PNAS. Vol. 105. N 12. P. 4587-4594.

154. Simons K., Sampaio J.L. 2011. Membrane organization and lipid rafts. Cold Spring Harb Perspect Biol. 18 p. doi: 10.1101/cshperspect.a004697

155. Siskind L.J. 2005. Mitochondrial ceramide and the induction of apoptosis. J Bioenerg Biomembr. Vol. 37. P. 143-153.

156. Smolyanyuk E.V., Bilanenko E.N., Tereshina V.M., Kachalkin A.V., Kamzolkina O.V. 2013. Effect of sodium chloride concentration in the medium on the composition of the membrane lipids and carbohydrates in the cytosol of the fungus Fusarium sp. // Microbiology. Vol. 82. N 5. P. 600-608.

157. Sorokin D.Y., Berben T., Melton E.D., Overmars L., Vavourakis C.D., Muyzer G. 2014. Microbial diversity and biogeochemical cycling in soda lakes // Extremophiles. Vol. 18. N 5. P. 791-809.

158. Steiman R., Ford L., Ducros V., Lafond J.L., Guiraud P. 2004. First survey of fungi in hypersaline soil and water of Mono Lake area (California) // Antonie van Leeuwenhoek. Vol. 85. N 1. P.69-83.

159. Stöver B.C., Müller K.F. TreeGraph 2: Combining and visualizing evidence from different phylogenetic analyses // BMC Bioinformatics. 2010. Vol. 11. N 7. 9 p.

160. Suihko M.L., Alakomi H.L., Gorbushina A., Fortune I., Marquardt J., Saarela M. 2007. Characterization of aerobic bacterial and fungal microbiota on surfaces of historic Scottish monuments // Systematic and applied microbiology. Vol. 30. N 6. P. 494-508.

161. Sukumaran J., Holder M.T. DendroPy: A Python library for phylogenetic computing // Bioinformatics. 2010. Vol. 26. N 12. P. 1569-1571.

162. Swan T.M., Watson K. 1997. Membrane fatty acid composition and membrane fluidity as parameters of stress tolerance in yeast // Canadian journal of microbiology. Vol. 43. N 1. P. 70-77.

163. Turk M., Abramovic Z., Plemenitas A., Gunde-Cimerman N. 2007. Salt stress and plasma-membrane fluidity in selected extremophilic yeasts and yeast-like fungi // FEMS Yeast Research. N 7. P. 550-557.

164. Vigh L., Escriba P.V., Sonnleitner A., Sonnleitner M., Piotto S., Maresca B., Horvath I., Harwood J.L. 2005. The significance of lipid composition for membrane activity: new concepts and ways of assessing function // Progress in lipid research. Vol. 44. N 5. P. 303-344.

165. Wani A.A., Surakasi V.P., Siddharth J., Raghavan R.G., Patole M.S., Ranade D., Shouche Y.S. 2006. Molecular analyses of microbial diversity associated with the Lonar soda lake in India: an impact crater in a basalt area // Research in Microbiology. Vol. 157. P. 928-937.

166. Wannet W.J., Aben E.M., van der Drift C., Van Griensven L.J., Vogels G.D., Den Camp H.J.O. 1999. Trehalose phosphorylase activity and carbohydrate levels during axenic fruiting in three Agaricus bisporus strains // Current microbiology. Vol. 39. N 4. P. 205-210.

167. Xiong J., Liu Y., Lin X., Zhang H., Zeng J., Hou J., Yang Y., Yao T., Knight R., Chu H. 2012. Geographic distance and pH drive bacterial distribution in alkaline lake sediments across Tibetan Plateau // Environ Microbiol. Vol. 14. P. 2457-2466.

168. Yancey P.H. 2005. Organic osmolytes as compatible, metabolic and counteracting cytoprotectants in high osmolarity and other stresses // J Exp Biol. Vol. 208. P. 2819-2830.

169. Yanutsevich E.A., Memorskaya A.S., Groza N.V., Kochkin G.A., Tereshina V.M. 2014. Heat Shock Response in the Thermophilic Fungus Rhizomucor miehei // Microbiology. Vol. 83. N 5. P. 498-504.

170. Yu R.K., Koerner T.A., Scarsdale J.N., Prestegard J.H. 1986. Elucidation of glycolipid structure by proton nuclear magnetic resonance spectroscopy // Chem Phys Lipids. Vol. 42. P. 27-48.

171. Zajc J., Kogej T., Galinski E.A., Ramos J., Gunde-Cimerman N. 2014. Osmoadaptation strategy of the most halophilic fungus, Wallemia ichthyophaga, growing optimally at salinities above 15% NaCl // Appl. Environ. Microbiol. Vol. 80. N 1. P. 247-256.

172. Zare R., Gams W.D., Starink-Willemse M., Summerbell R.C. 2007. Gibellulopsis, a suitable genus for Verticillium nigrescens, and Musicillium, a new genus for V. theobromae // Nova Hedwigia. Vol. 85. N 3-4. P. 463-489.

173. Zhang T., Sun X., Xu Q., Candelas L.G., Li H. 2013. The pH signaling transcription factor PacC is required for full virulence in Penicillium digitatum // Applied microbiology and biotechnology. Vol. 97. N 20. P. 9087-9098.

174. Zou C.G., Tu H.H., Liu X.Y., Tao N., Zhang, K.Q. 2010. PacC in the nematophagous fungus Clonostachys rosea controls virulence to nematodes // Environmental microbiology. Vol. 12. N 7. P. 1868-1877.

175. Zwickl D.J. 2006. Genetic algorithm approaches for the phylogenetic analysis of large biological sequence datasets under the maximum likelihood criterion // Dissertation. University of Texas at Austin. Texas. 115 p.

ПРИЛОЖЕНИЕ 1 Прописи сред для выделения и культивирования микромицетов.

Щелочной агар (ЩА; рН 10.0 - 10.5)

Минеральный компонент (на 1 л среды) Ш2СО3 - 24 г КаНСОз - 6 г №С1 - 6 г КШз - 1 г К2НРО4 - 1 г Н2О - 500 мл Питательный компонент (на 1 л среды)

Солодовый экстракт (15 °Баллинга) - 200 мл Дрожжевой экстракт - 1 г Вода - 300 мл Агар - 8 г

Компоненты среды стерилизовали раздельно 30 минут при избыточном давлении 0.5 атм, после остывания до 50 °С сливали вместе.

Сусло-агар (СА; рН 6.5) Солодовый экстракт (15 °Баллинга) - 200 мл Агар - 20 г Н2О - 1 л