Зависимость термотолерантности дрожжей от типа энергетического метаболизма тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Раченко, Елена Ивановна

• Раченко, Елена Ивановна
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Раченко, Елена Ивановна

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. РОСТ И ЭНЕРГЕТИЧЕСКИЙ МЕТАБОЛИЗМ ДРОЖЖЕЙ

2.1.1. Физиология метаболизма и роста дрожжей

2.1.2. Регуляция энергетического метаболизма дрожжей

2.1.3. Особенности строения дыхательного аппарата дрожжевой клетки

2.2. РЕАКЦИЯ ДРОЖЖЕЙ НА ТЕПЛОВОЙ ШОК И СВЯЗАННЫЕ С НЕЙ МИТОХОНДРИАЛЬНЫЕ ФУНКЦИИ

2.2.1. Митохондрии - основной источник АФК в дрожжевой клетке

2.2.2. Изменения в углеводном метаболизме

2.2.3. Синтез и функции белков теплового шока

2.2.4. Нзр104 - ключевой белок толерантности дрожжей сегеушае к стрессу

2.3. РЕГУЛЯЦИЯ ЭКСПРЕССИИ СТРЕССОВЫХ ГЕНОВ Б.СЕЯЕУШАЕ

2.3.1. Элемент теплового шока (#££) и фактор теплового шока (Я^)

2.3.2. Стрессовая реакция и цАМФ-зависимая протеинкиназа А

2.4. ВЫВОДЫ ИЗ ОБЗОРА ЛИТЕРАТУРЫ, ЦЕЛЬ И

ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1. ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ ШТАММЫ ДРОЖЖЕЙ И ПИТАТЕЛЬНЫЕ СРЕДЫ

3.2. ОПРЕДЕЛЕНИЕ РОСТОВЫХ ПАРАМЕТРОВ И ТЕМПЕРАТУРНАЯ ОБРАБОТКА

3.3. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ДЫХАТЕЛЬНОЙ АКТИВНОСТИ В

ЗАВИСИМОСТИ ОТ ТЕМПЕРАТУРЫ ИНКУБИРОВАНИЯ И

ДЕЙСТВИЯ МИТОХОНДРИАЛЬНЫХ ИНГИБИТОРОВ

3.4. ДЕЙСТВИЕ ИНГИБИТОРОВ ЭЛЕКТРОН-ТРАНСПОРТНОЙ ЦЕПИ МИТОХОНДРИЙ НА ТЕРМОТОЛЕРАНТНОСТЬ ДРОЖЖЕЙ

3.5. ОПРЕДЕЛЕНИЕ КАТАЛАЗНОЙ АКТИВНОСТИ

3.6. ВЫДЕЛЕНИЕ ДРОЖЖЕВОГО БЕЛКА

3.7. ОДНОМЕРНЫЙ ЭЛЕКТРОФОРЕЗ

3.8. ОКРАСКА И ОБЕСЦВЕЧИВАНИЕ ГЕЛЕЙ

3.9. ОПРЕДЕЛЕНИЕ КОНЦЕНТРАЦИИ БЕЛКОВ

3.10. ИММУНОБЛОТТИНГ

3.11. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ АНТИТЕЛ

3.12. ПОЛУЧЕНИЕ МУТАНТОВ ДЫХАТЕЛЬНОЙ НЕДОСТАТОЧНОСТИ

3.13. СТАТИСТИЧЕСКАЯ ОБРАБОТКА РЕЗУЛЬТАТОВ 68 4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. ТЕМПЕРАТУРНЫЕ ПАРАМЕТРЫ РОСТА ДРОЖЖЕЙ

4.1.1. Температурные параметры роста дрожжей и их толерантность к тепловому шоку

4.1.2. Влияние тиамина на термоустойчивость и термотолерантность дрожжей/), vanrijiae

4.2. ЗАВИСИМОСТЬ ТЕРМОТОЛЕРАНТНОСТИ ОТ ФУНКЦИОНИРОВАНИЯ МИТОХОНДРИЙ В ДРОЖЖЕВОЙ КЛЕТКЕ

4.2.1. Роль Нзр104 в развитии термотолерантности дрожжей

51. cerevlsiae

4.2.2. Термотолерантность дрожжей сегеушяе в зависимости от источника углерода в среде культивирования

4.2.3. Индукция синтеза Н5р104 в зависимости от функционирования митохондрий в клетках сегеушае

4.2.4. Сравнение термотолерантности & сбгеу/5ае родительского типа и мутанта дыхательной недостаточности

4.3. ИЗМЕНЕНИЕ ИНТЕНСИВНОСТИ ДЫХАНИЯ ДРОЖЖЕЙ ПРИ ПОВЫШЕНИИ ТЕМПЕРАТУРЫ. РОЛЬ КАТАЛАЗЫ В ТЕРМОТОЛЕРАНТНОСТИ ДРОЖЖЕВОЙ КЛЕТКИ

4.4. ДЕЙСТВИЕ ИНГИБИТОРОВ ЭЛЕКТРОН-ТРАНСПОРТНОЙ ЦЕПИ МИТОХОНДРИЙ НА ДЫХАТЕЛЬНУЮ АКТИВНОСТЬ ДРОЖЖЕЙ

4.4.1. Действие азида натрия и цианида натрия на дыхательную активность D. vanrijiae и R. rubra

4.4.2. Действие азида натрия и цианида натрия на дыхательную активность S.cerevisiae и С.albicans

4.5. ДЕЙСТВИЕ ИНГИБИТОРОВ ДЫХАНИЯ НА ТЕРМОТОЛЕРАНТНОСТЬ ДРОЖЖЕЙ

4.5.1. Действие ингибиторов дыхания на базовую термотолерантность дрожжей D. vanrijiae

4.5.2. Действие ингибиторов дыхания на базовую термотолерантность дрожжей R. rubra

4.5.3. Действие ингибиторов дыхания на базовую термотолерантность дрожжей S. cerevisiae

4.5.4. Действие ингибиторов дыхания на базовую термотолерантность дрожжей С. albicans

4.5.5. Механизм действия ингибиторов дыхания на термотолерантность дрожжей

4.5.6. Действие азида натрия на индуцированную термотолерантность S. cerevisiae

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Зависимость термотолерантности дрожжей от типа энергетического метаболизма»

Дрожжи являются одними из первых микроорганизмов, которые начал использовать человек. В Ветхом Завете (Исход, Главы 12 и 13) упоминается о закваске, вероятно, смеси различных видов дрожжей и бактерий, которую и поныне используют для выпечки хлеба в удаленных местностях. По этим же историческим причинам вид дрожжей Saccharomyces cerevisiae занял доминирующее положение на научной сцене и для многих людей стал синонимом дрожжей вообще.

Дрожжи очень широко распространены в природе и окружающей человека среде, и S. cerevisiae является одним из 800 описанных видов дрожжей (Kurtzman, Fell, 1998). Сам термин «дрожжи» таксономического значения не имеет. Под «дрожжами» в настоящее время понимают все грибные организмы, находящиеся в одноклеточной форме в ростовой фазе и размножающиеся преимущественно почкованием. Одноклеточные грибы, которые принято называть неноменклатурным термином «дрожжи», в зависимости от наличия и типа полового процесса распределяются по трем классам высших (септированных) грибных организмов: Ascomycetes, Basidiomycetes и Fungi Imperfecti, или Deuteromycetes (Рейвн и др., 1990).

В качестве объекта исследований для специалистов в области биохимии, генетики и молекулярной биологии дрожжи обладают рядом преимуществ и уникальных свойств. Дрожжи - одноклеточные микроорганизмы, растущие на простых по составу средах; к ним применимы почти все методы микробиологических исследований. Вместе с тем дрожжи - простейшие эукариотические организмы, обладающие митохондриями -наиболее совершенной системой превращения энергии окисления субстратов в АТФ и другие формы энергии, используемые клеткой. В этом отношении дрожжи с их полноценным дыхательным аппаратом близки клеткам высших организмов и значительно отличаются от прокариотов. Некоторые виды дрожжей (например, S. cerevisiae) способны расти как в аэробных, так и в анаэробных условиях. Лабильность дрожжевой клетки, ее зависимость от внешних условий среды и многообразие путей адаптации являются характерными чертами, свойственными микроорганизмам. Так, если половина жизни митохондрий растений составляет 5-10 дней, то половина жизни самой дрожжевой клетки - 1-3 часа. Всего лишь 6-8 часов необходимо для развития полноценных митохондрий с нормальными кристами при переходе дрожжей & сегеушае от анаэробных условий к аэробным. Однако появление ферментов дыхательной цепи, отсутствующих у анаэробно выращенных дрожжей, может быть ясно обнаружено уже через 10-30 мин аэробной адаптации. Поскольку клетки сегеугБае могут существовать, получая энергию не только за счет дыхания, но и за счет брожения, то можно получать штаммы с разнообразными митохондриальными (цитоплазматическими) мутациями, причем даже такими, которые полностью блокируют способность клетки к дыханию, что открыло путь для изучения генетики митохондрий (Звягильская, Котельникова, 1991).

Дыхательная цепь дрожжевых митохондрий построена по тому же типу, как у высших организмов и, в частности, содержит классический набор цитохромов. Тем не менее, она обладает и особенностями, отличающими ее от дыхательной цепи растений и млекопитающих. По строению дыхательной цепи разных видов дрожжей можно проследить эволюционное усложнение организации окислительного фосфорилирования: от двух точек сопряжения энергии у факультативных анаэробов (& сегеу1$1'ае) до более совершенного дыхательного аппарата у дрожжей с выраженным аэробным типом обмена (Звягильская, Котельникова, 1991).

Митохондрия - ключевая органелла, определяющая жизнь и смерть клетки. Являясь основным источником энергии для аэробно живущих организмов в нормальных условиях, митохондрии приобретают особое значение для жизнеспособности клетки в стрессовых условиях, в частности при тепловом шоке. В пользу этого утверждения говорит тот факт, что предотвращение денатурации и аггрегации важнейших белковых структур клетки, а также восстановление поврежденных действием высокой температуры молекул белков осуществляется АТФ-зависимыми шаперонами (Trott, Morano, 2003).

Тепловой шок часто сопровождается повышением концентрации активных форм кислорода (АФК), источником которых являются митохондрии. По этой причине усиление дыхательной активности митохондрий при тепловом шоке может иметь отрицательный результат для клетки. Но при этом в клетке существует многоуровневая защитная система, которая индуцируется при стрессовом воздействии и предотвращает накопление АФК, и подвергает деградации уже появившиеся (Skulachev, 2001).

К настоящему времени в литературе имеются лишь косвенные данные, позволяющие предполагать связь функциональной активности митохондрий и термотолерантности клетки. Показано, что во время теплового шока снижается уровень АТФ в клетке (Findly et al., 1983; Currie et al., 1999; Mallouk et al., 1999; Kabakov et al., 2002), и что митохондриальные ингибиторы вызывают индукцию тех же генов, что и тепловой шок (Ashburner, Bonner, 1979). Но до сих пор нет работ, обобщающих результаты исследований о роли митохондрий при тепловом шоке.

Большинство исследований, касающихся роли митохондрий в термотолерантности дрожжевой клетки, проведены на лабораторных штаммах S. cerevisiae. Результаты этих работ противоречивы и не дают полного представления о связи между термотолерантностью дрожжевой клетки и функциональной активностью митохондрий (Mitchel and Morrison, 1983; Weitzel et al., 1987; Patriarca and Maresca, 1990; Sánchez et al., 1992). Одной из возможных причин этих противоречий может быть наличие у S. cerevisiae альтернативного пути получения энергии - брожения. По этой причине в данной работе мы изучили роль дыхания при тепловом шоке, используя, кроме S. cerevisiae, и другие виды дрожжей, различающиеся по типу энергетического метаболизма.

При изучении процессов термотолерантности дрожжей S. cerevisiae основным предметом наших исследований был белок теплового шока с мол. массой 104 кД (Hspl04). Известно, что этот белок является ключевым компонентом защитной системы дрожжевой клетки S. cerevisiae от повреждающего действия высокой температуры и других стрессовых воздействий. К настоящему времени хорошо изучены структура, функции и локализация этого белка (Schirmer et al., 2001). Кроме дрожжей, гомологи Hspl04 с аналогичными функциями обнаружены в клетках растений, бактерий и у простейших (Lee et al., 1994; Schirmer et al., 1994, 1996; Singla et al., 1997; Wells et al., 1998; Keeler et al., 2000; Campbell et al., 2001; Eriksson et al., 2001; Nieto-Sotelo et al., 1999, 2002). Последние исследования дают основания предполагать, что Hspl04 участвует в регуляции дыхания в клетках S. cerevisiae (Lee et al., 1998; Lee et al., 2001). Чтобы доказать или опровергнуть эти предположения, в нашей работе мы попытались установить зависимость между синтезом Hspl04 и связанной с ним термотолерантности дрожжевой клетки и функционированием митохондрий.

Автор выражает большую признательность и благодарность своим научным руководителям д.б.н., профессору Войникову Виктору Кирилловичу и к.б.н. Рихванову Евгению Геннадьевичу за постоянное внимание к данной работе, а также к.б.н. Варакиной H.H., Русалевой Т.М., д.б.н. Боровскому Г.Б. за помощь в проведении ряда экспериментов, д.б.н. Побежимовой Т.П. и д.б.н. Колесниченко A.B. за конструктивные замечания при написании диссертации. Кроме того, автор благодарит весь коллектив лаборатории физиологической генетики за дружеское участие и поддержку.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Раченко, Елена Ивановна

6. выводы

1. Способность дрожжей переносить летальное действие кратковременного теплового шока (термотолерантность) не зависит от их максимальной температуры роста (термоустойчивости) и, вероятно, определяется скоростью роста дрожжей до теплового воздействия.

2. Термотолерантность дрожжевой клетки зависит от типа ее энергетического метаболизма. Дрожжи, растущие в условиях активного дыхательного метаболизма, более устойчивы к действию высокой температуры, чем дрожжи, ферментирующие глюкозу, что объясняется высоким конститутивным синтезом белков теплового шока, в частности Н8р104, и антиоксидантных ферментов.

3. Повышение температуры приводит к возрастанию дыхательной активности, что, вероятно, связано с увеличением энергозатрат клетки. Поскольку при тепловом шоке увеличивается количество ре1;ке-мутантов, можно предполагать, что повышение дыхательной активности приводит к усилению генерации АФК. Различия в термотолерантности ре1:ке-мутанта при тепловом шоке разной степени жесткости свидетельствуют о том, что митохондрии могут иметь для термотолерантности дрожжевой клетки и негативное и позитивное значение.

4. Действие ингибиторов дыхания на термотолерантность дрожжевой клетки от способа получения клеткой энергии. Если дрожжевая клетка получает энергию в основном за счет окислительного фосфорилирования, блокирование дыхательной цепи ингибиторами приводит к снижению термотолерантности. Когда дрожжевая клетка использует в основном гликолитический путь получения энергии, ингибирование процессов дыхания способствует лучшему переживанию клеткой условий теплового шока.

5. Наличие в дрожжевой клетке ярко выраженного цианидрезистентного дыхания свидетельствует о неспособности этого вида дрожжей сбраживать глюкозу.

6. Азид натрия различным образом действует на развитие базовой и индуцированной термотолерантности дрожжевой клетки, что свидетельствует о том, что механизмы индуцированной и базовой термотолерантности в дрожжевой клетке существенно различаются.

7. Индукция синтеза Шр104 при тепловом шоке зависит от функционирования митохондрий. В клетках дрожжей, несущих ре1;ке-мутацию или в условиях блокирования дыхательной цепи ингибиторами наблюдалось частичное подавление синтеза Нзр104.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Вопросам температурной адаптации клетки посвящено достаточно большое количество работ. Сопоставление данных, полученных на разных объектах (животных, растениях, микроорганизмах), дает оснований утверждать, что существуют общие механизмы, регулирующие ответ клетки на действие высокой температуры. Вероятно, эти механизмы обусловлены не столько систематической принадлежностью того или иного вида, а скорее условиями, оптимальными для его роста и размножения. В связи с этим, приобретение дополнительных знаний позволяет лучше понимать не только механизмы защитной реакции конкретного вида, но интерпретировать эти знания на другие организмы.

Н.Ф. Реймерс термин «устойчивость» (особи) трактует, как «ее способность переносить внешние воздействия, т.е. выносливость к ним.», а термин «толерантность - способность организмов выносить отклонения экологических факторов от оптимальных для себя.» (Популярный биологический словарь, 1990). Соответственно в научной литературе понятия термоустойчивость и термотолерантность используются как синонимы. Их применяют как для оценки способности к росту при повышении температуры, так и выживаемости при летальном тепловом шоке. Сравнивая способность разных видов дрожжей расти при максимальной температуре (термоустойчивость) и их способность переживать кратковременное летальное действие теплового шока (термотолерантность), мы пришли к выводу, что эти два явления определяются хотя и сходными, но различными механизмами. Поэтому под термином термотолерантность мы понимаем -способность организма выдерживать летальное воздействие теплового шока, а под термином термоустойчивость - способность к росту при температурах выше оптимальной. При этом термотолерантность дрожжей не зависит от их максимально возможной температуры роста, но существует обратная зависимость термотолерантности от скорости роста дрожжей до теплового воздействия.

Тепловой шок вызывает в клетке глобальные перестройки метаболизма: белкового, углеводного, липидного. Прежде всего, развитие термотолерантности любой эу- или прокариотической клетки связывают с синтезом специфического набора белков, которые получили название белки теплового шока. К настоящему времени существует достаточно подробная классификация этих белков, гомологичные белки с похожими функциями обнаружены у представителей разных царств живой природы. В этом отношении дрожжи не являются исключением. Среди прочих, особое место в развитии термотолерантности дрожжевой клетки (S. cerevisiae) занимает белок с мол. массой 104 кД. Как следует из результатов нашей работы, наличие этого белка в дрожжевой клетке необходимо не только для развития индуцированной термотолерантности, связь Hspl04 с которой отмечалась ранее (Sanchez, Lindquist, 1990, Sanchez et al., 1992). При действии летального теплового шока без предварительной мягкой тепловой обработки клетки, способные экспрессировать ген HSP104, также более устойчивы к действию высокой температуры, чем клетки hspl04 мутанта.

В зависимости от того, как дрожжевая клетка S. cerevisiae получает энергию в процессе метаболизма, различается степень ее термотолерантности. В условиях аэробного брожения термотолерантность дрожжевой клетки значительно ниже, чем в условиях дыхательного метаболизма. При этом активно дышащие клетки S. cerevisiae имели сравнительно высокий конститутивный уровень синтеза Hspl04, чего не наблюдалось в клетках с преобладанием бродильного метаболизма (Sanchez et al., 1992, гл. 4.2.3.). В клетках дрожжей S. cerevisiae, митохондрии которых неактивны по причине petite-мутации или действия ингибиторов электрон-транспортной цепи, при неизменном конститутивном уровне синтеза, индукция синтеза Hspl04 при повышении температуры снижалась (гл. 4.2.3, 4.5.6). Эти факты говорят в пользу утверждения о том, что индукция синтеза Hspl04 зависит от функциональной активности митохондрий. Чем опосредована эта зависимость, пока остается неясным. Дрожжи, выращиваемые на галактозе, были более устойчивы к действию высокой температуры, чем дрожжи, растущие на глюкозе, но делеция гена Н8Р104 существенно снижала термотолерантность дрожжей и в том и в другом случае. Мутанты дыхательной недостаточности, несмотря на низкий индуцированный уровень Нзр104, были менее чувствительны к действию теплового шока (45°С), чем дыхательно-компетентные дрожжевые клетки. Но термотолерантность реи1е-мутантов, имеющих мутацию по гену Н8Р104, была значительно ниже, чем у ре1ке-мутантов, не имеющих такой мутации. Это свидетельствует о том, что свои защитные функции Нзр104 выполняет и в клетках с нарушенной дыхательной активностью. Этот тезис дополнительно был подтвержден тем фактом, что при действии азида натрия, митохондриального ингибитора, дрожжевые клетки с функциональным геном Н8Р104, переживали тепловой шок с большей эффективностью, чем клетки к$р!04 мутанта.

Безусловно, Нзр104 не единственный фактор, определяющий термотолерантность дрожжевой клетки. Тем более, что выполнение этим белком своих функций происходит только в комплексе с Нзр40 и Ну/? 70 и отмечена его связь с другими шаперонами. Не последнюю роль в защите клетки от действия высокой температуры занимают антиоксидантные ферменты, поскольку известно, что тепловой шок часто сопровождается окислительным стрессом. Основным источником активных форм кислорода в дрожжевой клетке являются митохондрии, и, естественно, усиление дыхательной активности при повышении температуры приводит к увеличению концентрации АФК в клетке. При этом активно дышащие клетки, имеющие высокий конститутивный уровень синтеза не только белков теплового шока, но и антиоксидатных ферментов, гораздо лучше противостоят разрушительному действию окислительного стресса, сопровождающего тепловой шок. Но генерация АФК при разных температурах теплового шока различается. Об этом можно судить по результатам экспериментов, показавшим, что при 45°С уровень поглощения кислорода в два раза превышает аналогичные значения при 30°С на протяжении всего времени эксперимента, а при 50°С - дыхательная активность усиливается кратковременно и после 10 минут измерений падает ниже контрольного уровня. Вероятно, различия в скорости поглощения кислорода определяют концентрацию АФК в клетке: достаточно высокую при 45°С и минимальную при 50°С. По этой причине мутант дыхательной недостаточности был устойчивее родительского штамма при 45°С, поскольку при сравнительно низкой активности антиоксидатных ферментов, у ре^е-мутанта отсутствовал источник АФК. Напротив, при 50°С причины гибели вызваны, вероятно, денатурирующим действием высокой температуры и в этих условиях реШе-мутант был более уязвим, чем родительский штамм. Причины, по которым отсутствие функциональных митохондрий снижает термотолерантность дрожжевой клетки при 50°С, еще предстоит выяснить. Тем более что блокирование дыхания митохондриальными ингибиторами почти также действовало на термотолерантность дрожжей, растущих на среде с глюкозой, при тех же температурах теплового шока.

Совсем другой эффект ингибиторов мы наблюдали, когда исследовали их действие на термотолерантность дрожжей, получающих энергию только за счет окислительного фосфорилирования и ферментирующих видов дрожжей, растущих на среде с галактозой, которая обеспечивает высокий уровень дыхательного метаболизма в клетке. При этом наблюдалось резкое снижение выживаемости дрожжевых клеток, в которых дыхание было заблокировано азидом или цианидом. В нашей работе мы рассматриваем две основных, на наш взгляд, причины подавляющего действия ингибиторов на термотолерантность дрожжей с дыхательным типом метаболизма. Первая -это перевосстановление дыхательной цепи, и, как следствие, повышение уровня АФК в клетке. И вторая - потеря единственного источника энергии, которая является основным фактором для восстановления структур клетки, поврежденных в результате действия температуры и оксидантов.

Наличие в дрожжевой клетке альтернативных путей переноса электронов и получения энергии может привести к снижению производства вредных для клетки радикалов и компенсировать недостаток АТФ, образовавшийся в результате блокирования дыхания. При этом способность дрожжевой клетки к ферментации глюкозы оказывается предпочтительнее, чем активизирование функций альтернативной оксидазы, как было показано нами на примере дрожжей С. albicans.

Но если азид натрия повышал базовую термотолерантность дрожжей S. cerevisiae при росте на глюкозе, то индуцированная термотолерантность в присутствии этого ингибитора значительно снижалась. Причем одной из причин такого снижения мы считаем показанное нами частичное подавление индукции синтеза Hspl04. Поскольку развитие индуцированнной термотолерантности обусловлено также синтезом других белков теплового шока, антиоксидантных ферментов и т.д., подавляющий эффект ингибитора может определяться его действием и на другие компоненты защитной системы клетки.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Раченко, Елена Ивановна, 2003 год

1. Жданова-Пушкина С.М. Основы роста культур микроорганизмов // Л.: Изд-во Ленингр. ун-та.- 1983.- 188 с.

2. Меденцев А.Г., Акименко В.К. Развитие и активация цианидрезистентного дыхания у дрожжей Yarrowia lipolitica II Биохимия.-1999.-T. 64(8).-С. 1123-1131.

3. Меденцев А.Г., Аринбасарова А.Ю., Акименко В.К. Регуляция и физиологическая роль цианидрезистентной оксидазы у грибов и растений // Биохимия.- 1999.- Т.64(11).- С.1457-1472.

4. Плохинский H.A. Биометрия,- Новосибирск: Изд-во СО АН СССР.- 1961.-С. 9.

5. Рейвн П., Эверт Р., Айкхорн С. Современная ботаникаю- М: Мир.- 1990.

6. Рихванов Е.Г., Варакина Н.Н., Русалева Т.М., Раченко Е.И., Войников В.К. Действие ингибиторов цитохромоксидазного комплекса на термоустойчивость дрожжей // Микробиология.- 2003.- Т. 72(2).- С. 174179.

7. Рихванов Е.Г., Варакина Н.Н., Русалева Т.М., Раченко Е.И., Войников В.К. Действие малоната натрия на термоустойчивость дрожжей // Микробиология.- 2003.- Т. 72(6).- в печати.

8. Рихванов Е.Г., Варакина Н.Н., Русалева Т.М., Раченко Е.И., Киселева В.А., Войников В.К. Действие азида натрия на термотолерантность дрожжей Saccharomyces cerevisiae и Debaryomyces vanriji 11 Микробиология,- 2001.- Т. 70(3).- С. 295-299.

9. Руководство по изучению биологического окисления полярографическим методом.- М: Наука 1973 - 221 с.

10. Созинов Д.Ю., Рихванов Е.Г., Варакина Н.Н., Раченко Е.И., Войников

11. B.К. Влияние температуры послешоковой инкубации на выживаемость дрожжей Debaryomyces vanriji 11 Физиология растений- 1999.- Т.46(2).1. C.276-281.

12. Abbas-Terki Т., Donze О., Briand P.A., Picard D. Hspl04 interacts with Hsp90 cochaperones in respiring yeast // Mol Cell Biol.- 2001.- V. 21(22).- P. 75697575.

13. Ames B.N., Shigenaga M.K., Gold L. S. DNA lesions, inducible DNA repair, and cell division: three key factors in mutagenesis and carcinogenesis // Environ Health Perspect.- 1993.- V. 101.- P.35-44.

14. Ashburner M., Bonner J.J. The induction of gene activity in Drosophilla by heat shock // Cell.- 1979,- V. 17(2).- P. 241-254.

15. Benaroudj N., Lee D.H., Goldberg A.L. Trehalose accumulation during cellular stress protects cells and cellular proteins from damage by oxygen radicals // J Biol Chem.- 2001.-V. 276(26).-P. 24261-242617.

16. Boveris A., Costa L.E., Poderoso J.J., Carreras M.C., Cadenas E. Regulation of mitochondrial respiration by oxygen and nitric oxide // Ann N Y Acad Sci — 2000,- V. 899.-P. 121-135.

17. Boy-Marcotte E, Lagniel G, Perrot M, Bussereau F, Boudsocq A, Jacquet M, Labarre J. The heat shock response in yeast: differential regulations and contributions of the Msn2p/Msn4p and Hsflp régulons // Mol Microbiol.-1999,- V. 33(2).-P. 274-283.

18. Boy-Marcotte E., Tadi D., Perrot M., Boucherie H., Jacquet M. High cAMP levels antagonize the reprogramming of gene expression that occurs at the diauxic shift in Saccharomyces cerevisiae // Microbiology 1996.- V. 142(3).-P. 459-467.

19. Breunig K.D., Bolotin-Fukuhara M., Bianchi M.M., et al. Regulation of primary carbon metabolism in Kluyveromyces lactis II Enzyme Microb Technol-2000.- V. 26(9-10).-P. 771-780.

20. Brown-Peterson N.J., Salin M.L. Purification and characterization of a mesohalic catalase from the halophilic bacterium Halobacterium halobium U J. Bacteriol.- 1995.-V. 177(2).-P. 378-384.

21. Burke J.J., O'Mahony P.J., Oliver M.J. Isolation of Arabidopsis mutants lacking components of acquired thermotolerance // Plant Physiol 2000.- V. 123(2)-P. 575-588.

22. Cabiscol E., Belli G., Tamarit J., Echave P., Herrero E., Ros J. Mitochondrial Hsp60, resistance to oxidative stress, and the labile iron pool are closely connected in Saccharomyces cerevisiae IIJ Biol Chem 2002.- V. 277(46).- P. 44531-44538

23. Cabiscol E., Piulats E., Echave P., Herrero E., Ros J. Oxidative stress promotes specific protein damage in Saccharomyces cerevisiae II J Biol Chem 2000.-V. 275(35).- P. 27393-27398.

24. Cameron S., Levin L., Zoller M., Wigler M. cAMP-independent control of sporulation, glycogen metabolism, and heat shock resistance in S. cerevisiae // Cell.- 1988.- V. 53(4).-P. 555-566.

25. Chen S., Smith D.F. Hop as an adaptor in the heat shock protein 70 (HsplO) and Hsp90 chaperone machinery 11 J Biol Chem.- 1998.- V. 273(52).- P. 35194-35200.

26. Craig E.A., Gross C.A. Is Hsp70 the cellular thermometer? // Trends Biochem. Sci.- 1991.-V. 16.-P. 135-140.

27. Craig E.A., Jacobsen K. Mutations of the heat inducible 70 kilodalton genes of yeast confer temperature sensitive growth // Cell 1984,- V. 38(3).- P. 841849.

28. Currie S., Tufts B.L., Moyes C.D. Influence of bioenergetic stress on heat shock protein gene expression in nucleated red blood cells of fish // Am J Physiol.- 1999.- V. 276(2).-P. 990-996.

29. Dat J.F., Lopez-Delgado H., Foyer C.H., Scott I.M. Parallel changes in H202 and catalase during thermotolerance induced by salicylic acid or heat acclimation in mustard seedlings // Plant Physiol 1998.- V. 116(4).- P. 13511357.

30. Davidson J.F., Schiestl R.H. Cytotoxic and genotoxic consequences of heat stress are dependent on the presence of oxygen in Saccharomyces cerevisiae IIJ Bacteriol 2001.- V. 183(15).-P. 4580-4587.

31. Davidson J.F., Schiestl R.H. Mitochondrial respiratory electron carriers are involved in oxidative stress during heat stress in Saccharomyces cerevisiae // Mol Cell Biol.- 2001.- V. 21(24).- P. 8483-8489.

32. Davidson J.F., Whyte B., Bissinger P.H., Schiestl R.H. Oxidative stress is involved in heat-induced cell death in Saccharomyces cerevisiae // Proc Natl Acad Sci USA.- 1996,- V. 93(10).- P. 5116-5121.

33. De Deken R.H. The Crabtree effect: a regulatory system in yeast // J. Gen. Microbiol.- 1966.- V. 44(2).- P. 149-156.

34. De Virgilio C., Hottiger T., Dominguez J., Boiler T., Wiemken A The role of trehalose synthesis for the acquisition of thermotolerance in yeast. I. Genetic evidence that trehalose is a thermoprotectant // Eur J Biochem- 1994,- V. 219(1-2).-P. 179-186.

35. Dreher D., Junod A. F. Role of oxygen free radicals in cancer development // Eur. J. Cancer.- 1996.- V. 32A.- P. 30-38.

36. Dubaquie Y., Looser R., Funfschilling U., Jeno P., Rospert S. Identification of in vivo substrates of the yeast mitochondrial chaperonins reveals overlapping but non-identical requirement for Hsp60 and HsplO // EMBO J 1998.- V. 17(20).-P. 5868-5876.

37. Duchniewicz M., Germaniuk A., Westermann В., Neupert W., Schwarz E., Marszalek J. Dual role of the mitochondrial chaperone Mdjlp in inheritance of mitochondrial DNA in yeast // Mol Cell Biol.- 1999.- V. 19(12).- P. 82018210.

38. Duina A.A., Kalton H.M., Gaber R.F. Requirement for Hsp90 and a Cyp-40-type cyclophilin in negative regulation of the heat shock response // J Biol Chem.- 1998.-V. 273.-P. 18974-18978.

39. Elliott В., Futcher B. Stress resistance of yeast cells is largely independent of cell cycle phase // Yeast.- 1993.- V. 9(1).- P. 33-42.

40. Estruch F. Stress-controlled transcription factors, stress-induced genes and stress tolerance in budding yeast // FEMS Microbiol Rev 2000.- V. 24(4).- P. 469-486.

41. Feder M.E., Hofmann G.E. Heat-shock proteins, molecular chaperones, and the stress response: evolutionary and ecological physiology // Annu Rev Physiol —1999.-V. 61.-P. 243-282.

42. Felts S.J., Owen B.A., Nguyen P., Trepel J., Donner D.B., Toft D.O. The• Hsp90-related protein TRAP1 is a mitochondrial protein with distinct functional properties // J Biol Chem.- 2000,- V. 275(5).- P. 3305-3312.

43. Ferreira P.C., Ness F., Edwards S.R., Cox B.S., Tuite M.F. The elimination ofthe yeast PSI+. prion by guanidine hydrochloride is the result of Hspl04inactivation // Mol Microbiol.- 2001.- V. 40(6).- P. 1357-1369.

44. Fiechter A; Fuhrmann GF; Kappeli O. Regulation of glucose metabolism ingrowing yeast cells // Adv Microb Physiol 1981.- V.22.- P.123-183.

45. Findly R.C., Gillies R.J., Shulman R.G. In vivo phosphorus-31 nuclearmagnetic resonance reveals lowered ATP during heat shock of Tetrahymena II• Science.- 1983.- V. 219(4589).- P. 1223-1225.

46. Flores C-L., Rodriguez C., Petit T., Gancedo C. Carbohydrate and energy-yielding metabolism in non-conventional yeasts // FEMS Microbiology Rev.2000,-V.24.-P. 507-529.

47. Gasch A. P. The environmental stress response: a common yeast response to diverse environmental stresses // // Springer-Verlag Berlin Heidelberg: Topics in Current Genetics, V.l: Yeast Stress Responses / S.Hohmann/P.W.H.Mager (Eds.).-2003 .-P. 11-70.

48. Gassler C.S., Wiederkehr T., Brehmer D., Bukau B., Mayer M.P. Bag-1M accelerates nucleotide release for human Hsc70 and Hsp70 and can act concentration-dependent as positive and negative cofactor // J Biol Chem-2001.- V. 276(35).- P. 32538-32544.

49. Gonzalez-Flecha B., Demple B. Metabolic sources of hydrogen peroxide in aerobically growing Escherichia coli II J Biol Chem.- 1995.- V. 270(23).- P. 13681-13687.

50. Grant C.M., Maclver F.H., Dawes I.W. Mitochondrial function is required for resistance to oxidative stress in the yeast Saccharomyces cerevisiae // FEBS Lett.- 1997.- V. 410(2-3).-P. 219-222.

51. Graumlich T.R., Stevenson K.E. Respiration and viability of thermally injured Saccharomyces cerevisiae // Appl Environ Microbiol 1979.- V. 38(3).- P. 461-465.

52. Gross C., Watson K. De novo protein synthesis is essential for thermotolerance acquisition in a Saccharomyces cerevisiae trehalose synthase mutant // Biochem Mol Biol Int.- 1998.- V. 45(4).- P. 663-671.

53. Hartl F.U., Hayer-Hartl M. Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein // Science.- 2002.- V. 295(5561) P. 1852-1858.

54. Hasan R., Leroy C., Isnard A.D., Labarre J., Boy-Marcotte E., Toledano M.B. The control of the yeast H2O2 response by the Msn2/4 transcription factors // Mol Microbiol.- 2002.- V. 45(1).-P. 233-241.

55. Hernandez M.P., Sullivan W.P., Toft D.O. The assembly and intermolecular properties of the Hsp70-Hop-Hsp90 molecular chaperone complex // J Biol Chem.- 2002.- V. 277(41).-P. 38294-38304.

56. Hong S.W., Vierling E.M. Mutants of Arabidopsis thaliana defective in the acquisition of tolerance to high temperature stress // Proc Natl Acad Sci USA-2000,- V. 97(8).-P. 4392-4397.

57. Hoogerheide J.C. Studies on the energy metabolism during anaerobic fermentation of glucose by baker's yeast // Radiat Environ Biophys.- 1975.-V. 11(4).- P. 295-307.

58. Joseph-Horne T., Hollomon D.W., Wood P.M. Fungal respiration: a fusion of standard and alternative components // Biochim. Biophys. Acta.- 2001.- V. 1504.-P. 179-195.

59. Jung G., Masison D.C. Guanidine hydrochloride inhibits Hspl04 activity in vivo: a possible explanation for its effect in curing yeast prions // Curr Microbiol.- 2001,- V. 43(1).-P. 7-10.

60. Kawai R., Fujita K., Iwahashi H., Komatsu Y. Direct evidence for the intracellular localization of Hspl04 in Saccharomyces cerevisiae by immunoelectron microscopy // Cell Stress Chaperones 1999.- V. 4(1).- P. 4653.

61. Machida K., Tanaka T. Farnesol-induced generation of reactive oxygen species dependent on mitochondrial transmembrane potential hyperpolarization mediated by F(0)F(l)-ATPase in yeast // FEBS Lett.- 1999.- V. 462(1-2).- P. 108-112.

62. Mager W.H., De Kruijff A.J. Stress-induced transcriptional activation // Microbiol. Rev.- 1995.- V. 59.-P. 506-531.

63. Mai B., Breeden L. Xbpl, a stress-induced transcriptional repressor of the Saccharomyces cerevisiae Swi4/Mbpl family // Mol Cell Biol.- 1997,- V. 17(11).-P. 6491-6501.

64. Mallouk Y., Vayssier-Taussat M., Bonventre J.V., Polla B.S. Heat shock protein 70 and ATP as partners in cell homeostasis // Int J Mol Med 1999.- V. 4(5).-P. 463-474.

65. Matsunaka S., Morita S., Conti S.F. Respiratory system of Rhodotorula glutinis. I. Inhibitor tolerance and cytochrome components // Plant Physiol.-1966,- V. 41(8).- P. 1364-1369.

66. Maxwell D.P., Wang Y., Mcintosh L. The alternative oxidase lowers mitochondrial reactive oxygen production in plant cells // Proc Natl Acad Sci USA.- 1999.- V. 96(14).- P. 8271-8276.

67. Milani G., Jarmuszkiewicz W., Sluse-Goffart C.M., Schreiber A.Z., Vercesi A.E., Sluse F.E. Respiratory chain network in mitochondria of Candida parapsilosis: ADP/O appraisal of the multiple electron pathways // FEBS Lett — 2001,-V. 508(2).-P. 231-235.

68. Misra H.P., Fridovich I. Inhibition of superoxide dismutases by azide // Arch Biochem Biophys.- 1978.-V. 189(2).-P. 317-322.

69. Morano K.A., Santoro N., Koch K.A., Thiele D.J. A trans-activation domain inyeast heat shock transcription factor is essential for cell cycle progressionduring stress // Mol Cell Biol.- 1999.- V. 19(1).- P. 402-411.

70. Nathan D.F., Vos M.H., Lindquist S. In vivo functions of the Saccharomycescerevisiae Hsp90 chaperone // Proc Natl Acad Sci USA 1997,- V. 94(24).- P.12949-12956.

71. Neves M.J., Francois J. On the mechanism by which a heat shock induces trehalose accumulation in Saccharomyces cerevisiae II Biochem J — 1992.- V. 288(3).-P. 859-858.

72. Newnam G.P., Wegrzyn R.D., Lindquist S.L., Chernoff Y.O. Antagonistic interactions between yeast chaperones Hspl04 and Hsp70 in prion curing // Mol Cell Biol.- 1999,-V. 19(2).-P. 1325-1333.

73. Nieto-Sotelo J., Martinez L.M., Ponce G., Cassab G.I., Alagon A., Meeley R.B., Ribaut J.M., Yang R. Maize HSP101 plays important roles in both induced and basal thermotolerance and primary root growth // Plant Cell-2002.-V. 14(7).-P. 1621-1633.

74. Nikawa J., Cameron S., Toda T., Ferguson K.M., Wigler M. Rigorous feedback control of cAMP levels in Saccharomyces cerevisiae II Genes Dev.- 1987.- V. 1(9).-P. 931-937.

75. Nollen E.A., Brunsting J.F., Roelofsen H., Weber L.A., Kampinga H.H. In vivo chaperone activity of heat shock protein 70 and thermotolerance // Mol Cell Biol.- 1999.-V. 19(3).-P. 2069-2079.

76. Nollen E.A., Morimoto R.I. Chaperoning signaling pathways: molecular chaperones as stress-sensing 'heat shock' proteins // J Cell Sci.- 2002.- V. 115(14).-P. 2809-2816.

77. Ohmori S., Nawata Y., Kiyono K., Murata H., Tsuboi S., Ikeda M., Akagi R.,

78. Morohashi K.I., Ono B. Saccharomyces cerevisiae cultured under aerobic andanaerobic conditions: air-level oxygen stress and protection against stress //

79. Biochim Biophys Acta.- 1999.- V. 1472(3).-P. 587-594.

80. Oszan S., Johnston M. Function and regulation of yeast hexose transporters //

81. Mic. and Mol. Biol. Rev.- 1999.- V.63(3).- P. 554-569.

82. Parrou J.L., Enjalbert B., Plourde L., Bauche A., Gonzalez B., Francois J.

83. Dynamic responses of reserve carbohydrate metabolism under carbon andnitrogen limitations in Saccharomyces cerevisiae II Yeast 1999.- V. 15 - P.191.203.

84. Parsell D.A., Kowal A.S., Lindquist S. Saccharomyces cerevisiae Hspl04 protein. Purification and characterization of ATP-induced structural changes // J Biol Chem.- 1994.-V. 269(6).-P. 4480-4487.

85. Parsell D.A., Lindquist S. The function of heat-shock proteins in stress tolerance: degradation and reactivation of damaged proteins // Annu Rev Genet.- 1993.- V. 27.-P. 437-496.

86. Parsell D.A., Sanchez Y., Stitzel J.D., Lindquist S. Hspl04 is a highly conserved protein with two essential nucleotide-binding sites // Nature 1991 .V. 353(6341).-P. 270-273.

87. Patriarca E.J., Maresca B. Acquired thermotolerance following heat shock protein synthesis prevents impairment of mitochondrial ATPase activity atelevated temperatures in Saccharomyces cerevisiae II Exp Cell Res 1990.- V. 190(1).-P. 57-64.

88. Pearl L.H., Prodromou C. Structure and in vivo function of Hsp90 11 Curr Opin Struct Biol.- 2000.- V. 10(1).- P. 46-51.

89. Piper P.W. Molecular events associated with acquisition of heat tolerance by the yeast Saccharomyces cerevisiae // FEMS Microbiol Rev.- 1993.- V. 11(4).-P. 339-355.

90. Piper P.W. The heat shock and ethanol stress responses of yeast exhibit extensive similarity and functional overlap // FEMS Microbiol Lett 1995.- V. 134(2-3).-P. 121-127.

91. Piper P.W. Yeast superoxide dismutase mutants reveal a pro-oxidant action of weak organic acid food preservatives // Free Radic Biol Med.- 1999.- V. 27(11-12).-P. 1219-1227.

92. Queitsch C., Hong S.W., Vierling E., Lindquist S. Heat shock protein 101 plays a crucial role in thermotolerance in Arabidopsis U Plant Cell 2000.- V. 12(4).-P. 479-492.

93. Queitsch C., Sangster T.A., Lindquist S. Hsp90 as a capacitor of phenotypic variation // Nature.- 2002.- V. 417(6889).- P. 618-624.

94. Reading D.S., Hallberg R.L., Myers A.M. Characterization of the yeast HSP60 gene coding for a mitochondrial assembly factor 11 Nature- 1989,- V. 337(6208).-P. 655-659.

95. Reinders A., Burckert N., Boiler T., Wiemken A., De Virgilio C. Saccharomyces cerevisiae cAMP-dependent protein kinase controls entry into stationary phase through the Riml5p protein kinase // Genes Dev.- 1998.- V. 12(18).-P. 2943-2955.

96. Rikhvanov E.G., Varakina N.N., Sozinov D.Y., Voinikov V.K. Association of bacteria and yeasts in hot springs // Appl Environ Microbiol.- 1999.- V. 65(9).-P. 4292-4293.

97. Rosser M.F., Nicchitta C.V. Ligand interactions in the adenosine nucleotide-binding domain of the Hsp90 chaperone, GRP94. I. Evidence for allosteric regulation of ligand binding // J Biol Chem.- 2000.- V. 275(30).- P. 2279822805.

98. Russell M., Bradshaw-Rouse J., Markwardt D., Heideman W. Changes in gene expression in the Ras/adenylate cyclase system of Saccharomyces cerevisiae: correlation with cAMP levels and growth arrest // Mol Biol Cell 1993.- V. 4(7).- P. 757-765.

99. Rutherford S.L., Lindquist S. Hsp90 as a capacitor for morphological evolution 11 Nature.- 1998.-V. 396(6709).-P. 336-342.

100. Sanchez Y., Lindquist S.L. HSP104 required for induced thermotolerance // Science.- 1990.-V. 248(4959).-P. 1112-1115.

101. Sanchez Y., Parsell D.A., Taulien J., Vogel J.L., Craig E.A., Lindquist S. Genetic evidence for a functional relationship between Hspl04 and Hsp70 // J Bacterid.- 1993,-V. 175(20).-P. 6484-6491.

102. Sass P., Field J., Nikawa J., Toda T., Wigler M. Cloning and characterization of the high-affinity cAMP phosphodiesterase of Saccharomyces cerevisiae 11 Proc Natl Acad Sei USA.- 1986,- V. 83(24).- P. 9303-9307.

103. Schirmer E.C., Glover J.R., Singer M.A., Lindquist S. HSPlOO/Clp proteins: a common mechanism explains diverse functions 11 Trends Biochem Sei 1996.-V. 21(8).-P. 289-296.

104. Schirmer E.C., Lindquist S., Vierling E. An Arabidopsis heat shock protein complements a thermotolerance defect in yeast // Plant Cell.- 1994.- V. 6(12).-P. 1899-1909.

105. Schirmer E.C., Queitsch C., Kowal A.S., Parsell D.A., Lindquist S. The ATPase activity of Hspl04, effects of environmental conditions and mutations //J Biol Chem.- 1998.- V. 273(25).- P. 15546-15552.

106. Schmitt M., Neupert W., Langer T. The molecular chaperone Hsp78 confers compartment-specific thermotolerance to mitochondria // J Cell Biol 1996.-V. 134(6)- P. 1375-1386.

107. Siligardi G., Panaretou B., Meyer P., Singh S., Woolfson D.N., Piper P.W., Pearl L.H., Prodromou C. Regulation of Hsp90 ATPase activity by the co-chaperone Cdc37p/p50cdc37 // J Biol Chem.- 2002.- V. 277(23).- P. 2015120159.

108. Singer M.A., Lindquist S. Multiple effects of trehalose on protein folding invitro and in vivo // Mol Cell.- 1998.- V. 1(5).- P. 639-648.

109. Singla S.L., Pareek A., Grover A. Yeast HSP104 homologue rice HSP110 isdevelopmentally- and stress-regulated // Plant Science- 1997.- V. 125 P.211.219.

110. Smith A., Ward M.P., Garrett S. Yeast PKA represses Msn2p/Msn4p-depQndent gene expression to regulate growth, stress response and glycogen accumulation // EMBO J 1998.- V. 17(13).-P. 3556-3564.

111. Sorger P.K. Heat shock factor and heat shock response // Cell.- 1991.- V. 65.-P. 363-366.

112. Sorger P.K., Pelham H.R.B. Yeast heat shock factor is an essential DNA-binding protein that exhibits temperature-dependent phosphorylation // Cell.-1988.- V. 54.-P. 855-864.

113. Storz G., Imlay J.A. Oxidative stress // Curr Opin Microbiol 1999.- V. 2(2).-P. 188-194.

114. Sugiyama K., Izawa S., Inoue Y. The Yaplp-dependent induction of glutathione synthesis in heat shock response of Saccharomyces cerevisiae II J Biol Chem-2000.- V. 275(20).- P. 15535-15540.

115. Sugiyama K., Kawamura A., Izawa S., Inoue Y. Role of glutathione in heat* shock-induced cell death of Saccharomyces cerevisiae 11 Biochem J.- 2000.- Y. 352(1).- P. 71-78.

116. Tamura K., Miyashita M., Iwanashi H. Stress tolerance of pressure-shocked • Saccharomyces cerevisiae II Biotech Letters.- 1998.- V. 20(12).- P. 1167-1169.

117. Thevelein J.M., de Winde J.H. Novel sensing mechanisms and targets for the cAMP-protein kinase A pathway in the yeast Saccharomyces cerevisiae 11 Mol Microbiol.- 1999.- V 33(5).-P. 904-918.

118. Thevelein J.M., Hohmann S. Trehalose synthase: guard to the gate of glycolysisin yeast? // Trends Biochem Sci 1995,- V. 20 - P. 3-10.

119. Toda T., Cameron S., Sass P., Zoller M., Scott J.D., McMullen B., Hurwitz M.,m

120. Trott A., Morano K. A. The yeast response to heat shock // Springer-Verlag• Berlin Heidelberg: Topics in Current Genetics, V.l: Yeast Stress Responses / S.Hohmann / P.W.H.Mager (Eds.).- 2003.- P. 71-119.

121. Turrens J.F. Superoxide production by the mitochondrial respiratory chain // Biosci. Rep.- 1997.- V. 17.-P. 3-8.

122. Turrens J.F., Boveris A. Generation of superoxide anion by the NADH dehydrogenase of bovine heart mitochondria // Biochem J 1980.- V. 191(2).-P. 421-427.

123. Tzagoloff A., Myers A.M. Genetics of mitochondrial biogenesis // Ann. Rev.

124. Biochem.- 1986.-V. 55.-P. 249-285.

125. Veiga A., Arrabaca J.D., Loureiro-Dias M.C. Cyanide-resistant respiration is frequent, but confined to yeasts incapable of aerobic fermentation // FEMS Microbiol Lett.-2000.-V. 190(1).-P. 93-97.

126. Weber J., Senior A.E. Effects of the inhibitors azide, dicyclohexylcarbodiimide, and aurovertin on nucleotide binding to the three F1-ATPase catalytic sites measured using specific tryptophan probes // J Biol Chem.- 1998.- V. 273(50).-P. 33210-33215.

127. Wells D.R., Tanguay R.L., Le H., Gallie D.R. HSP101 functions as a specific translational regulatory protein whose activity is regulated by nutrient status // Genes Dev.- 1998.-V. 12(20).-P. 3236-3251.

128. Wilson D.F., Chance B. Azide inhibition of mitochondrial electron transport. I. The aerobic steady state of succinate oxidation // Biochim Biophys Acta.-1967.-V. 131(3).-P. 421-430.