Взаимодействие бактериальных жгутиков с миозином скелетных мышц тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, Новикова, Н.А.

• Новикова, Н.А.
• 1983

Оглавление диссертации Новикова, Н.А.

I. В В Е Д Е Н И Е.4

П. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Структура и функция бактериальных жгутиков а) Базальное тело.8б) Нить бактериального жгутика.18в) Крючок .27

2. Регуляция образования и функционирования бактериального жгутика.33

Ш. МАТЕРИАЛЫ И М Е Т О Д Ы

1. Получение бактериальной массы а) Использованные штаммы микроорганизмов .42б) Выделение подвижных форм бактерий .42в) Получение биомассы Eschetjchia. cali MS /350 43г) Получение биомассы BaciUus. brevis шг. G.-B. Р+ 43д) Выращивание BclcíUus subtiíis 16S . . 44

2. Выделение и очистка бактериальных жгутиков а) Выделение интактных жгутиков E.coti .44б) Выделение интактных жгутиков В. brevis .45в) Выделение нитей бактериальных. sMsiüfóip.46г) Очистка бактериальных жгутиков .47

3. Получение мономерного флагеллина .47

4. Получение миозина .48

5. Выделение субфрагмента I миозина .49

6. Получение изолированных хвостов миозина .49

7. Определение концентрации белка.50

8. Определение АТФазной активности миозина .50

9. Определение неорганического ортофосфата .50

10. Диск-электрофорез в поли акри ламидном геле.51

11. Соосавдение нитей бактериальных жгутиков и флагеллина с миозином и изолированными хвостами миозина 53

12. Определение количества соосадценного белка . 53-53 '13. Электронномикроскопические исследования .54

14. Сравнение первичной структуры флагеллина и актина 54

1У. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Изучение структурной организации жгутиков 3. Ьгеп'з и Е.со/7 М5 1350 .57

2. Электронномикроскопическое изучение взаимодействия бактериальных жгу тиков с субфрагментом I миозина 70

3. Взаимодействие нитей бактериальных ягутиков с миозином а) Соосавдение нитей бактериальных жгутиков и флагеллина с миозином и изолированными хвостами миозина.80б) Влияние нитей бактериальных жгутиков на АТФазную активность шозина.86в) Влияние нитей бактериальных жгутиков на взаимодействие шозина с актином.92

4. Возможные причины взаимодействия нитей бактериальных жгутиков с миозином . 96

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Взаимодействие бактериальных жгутиков с миозином скелетных мышц»

I. В В Е Д Е Н И Е В настоящее время известны несколько систем биологической подвижности, отличающихся как по молекулярной организации, так и по механизму функционирования. Среди них наиболее изученной является актомиозиновая система, лежащая в основе мышечного сокращения и большинства явлений немышечной подвижности. Молекулярный механизм функционирования этой системы основывается на взаимодействии как минимум двух белков. Один из них обладает АТФазной активностью (миозин), а другой (актин) образует структуры (нити Ф-актина) в значительной степени определяющие как организацию всей системы, так и ту форму подвижности (продольное скольжение), которую данная система осуществляет. Совершенно иное положение обнаруживается при рассмотрении системы жгутиковой подвижности бактерий. Бактериальный жгутик представляет собой сложную структуру, состоящую из нити, крючка и базального тела. Нить находится снаружи клетки и при перемещении бактерий совершает винтообразные движения, которые обусловлены вращением базального тела жгутика, расположенного в толще клеточной стенки (41). Известно, что бактериальный жгутик включает в себя как минимум 13 полипептидов, организованных в структурные компоненты жгутика (77). Рядом авторов были проведены исследования с целью поиска в составе бактериальных жгутиков белков, обладающих АТФазной активностью. Было показано, что нить жгутика, состоящая из молекул единственного белка флагеллина такой способностью не обладает (39). В составе комплекса крючок-базальное тело также не обнаружено белков с АТФазной активностью (55). Таким образом, бактериальные жгутики отличаются от актомиозинового комплекса не только структурной организацией, но и способом энергообеспечения. Энергия для вращения бактериального жгутика поставляется электрохимическим градиентом ионов водорода (2). Тем не менее, необходимо помнить, что актомиозиновая система имеет в своем составе, кроме белка, обладающего АТФазной активностью, также и структурный белок актин, характерным свойством которого является его способность специфическим образом взаимодействовать с миозином. В составе бактериального жгутика также можно выделить элементы, выполняющие структурную роль (нить, крючок) и элементы, участвующие в генерации подвижности (базальное тело). Нить бактериального жгутика и крючок, так же как и Ф-актин, являются спиральными биополимерами, построенными из цротомеров одного типа и обладают способностью к самосборке в условиях in vitro Возникает вопрос, не лежит ли за чисто внешним сходством между структурными элементами двух систем биологической подвижности их более глубокая взаимосвязь и не обладают ли белки бактериального жгутика также и функциональными свойствами, присущими актину. Исследований в этом направлении до настоящего времени не проводилось. В данной работе мы сделали первую попытку ответить на поставленные вопросы. В связи с этим целью работы явилось изучение возможности взаимодействия структурных компонентов бактериальных жгутиков с миозином. Были поставлены следующие задачи: 1. Выделить интактные жгутики 3a.ciiius bfevis vd.r. &.-Л Р и EsuhBfickicL toil //5 1350 и дать сравнительную характеристику их структурной организации. 2. Провести исследование способности структурных компонентов бактериальных жгутиков связывать субфрагмент I миозина скелетных мышц кролика. 3. Исследовать способность бактериальных жгутиков соосаждаться с миозином скелетных мышц кролика.Изучить влияние -бактериальных жутиков на АТФазную активность миозина. 5. Сравнить аминокислотные последовательности полипептидных цепей флагеллина и актина скелетных мышц кролика. Решение поставленных задач явилось основным содержанием работы. Полученные результаты позволили заключить, что нити бактериальных жгутиков, подобно Ф-актину, взаимодействуют с миозином скелетных мышц кролика, влияют на его АТФазную активность и конкурируют с Ф-актином за центры связывания на миозине. Сравнение первичной структуры флагеллина и актина выявило наличие сходного участка в N -концевых последовательностях этих белков. Способность флагеллина в составе нити бактериального жгутика взаимодействовать с миозином и наличие гомологичных участков в -концевых последовательностях полипептидных цепей флагеллина и актина позволило предположить их филогенетическую близость.Принятые сокращения t интактныи жгутик, жгутик, содержащий все структурные r компоненты Ш Ф нить жгутика флагеллин БТ базальное тело бактериального жгутика БК белок крючка CI субфрагмент I миозина, или изолированные головки миозина СЧМ стержневая часть миозина, или изолированные хвосты миозина ЛЦ легкие цепи миозина ТЦ тяжелые цепи миозина А актин Ф-актин фибриллярный актин ам.к.остатки аминокислотные остатки 8 П. О Б З О Р Л И Т Е Р А Т У Р Ы I. Структура и функция бактериальных жгутиков Согласно современным представлениям жгутики бактерий состоят из 3-х частей: базального тела, лежащего в толще клеточной стенки, нити, выполняющей роль винта при перемещении бактерий, и крючка, являющегося связующим звеном мезду базальным телом и нитью жгутшш (55,56,86,18,6). а) Баально 1ело_ Базальная область является наиболее сложной и наименее изученной частью бактериального жгутика. Первые попытки объяснить способ прикрепления жгутика к бактериальной клетке были предприняты еще в конце 19 века. Предполагалось, что жгутик может быть связан с поверхностными слоями клетки, с клеточной стенкой, с клеточной мембраной, с цитоплазмой и т.д. (157). Позднее было установлено, что жгутик прикрепляется к клетке особой базальной структурой, однако, оставалось неясным, находится ли она в самой цитоплазме или связана только с мембраной. Первоначально базальная структура была описана как сферическая, луковицеобразная, плотная гранула, которую назвали базальной везикулой. Существование такой структуры наблюдал целый ряд авторов у жгутиков бактерий рода Proteus представителей рода 3cilfus E-coti у целого ряда и т.д. (88,78,23, 25,3). Вопрос о реальном существовании базальных везикул очень долго дискутировался, и тот факт, что эти структуры наблюдались либо на автолизированных клетках, либо на клетках, подвергшихся частичному лизису, а также то, что везикулы никогда не имели постоянных размеров, позволяет предположить, что их возникновение связано, по-видимому, с замыканием мембраны вокруг базального тела жгутика в процессе нарушения целостности бактериальной 12 го тела входят 4 кольца разного диаметра 18, 21, 28 и 31 нм. Однако, по-мнению авторов, такой разброс может быть связан с адгезией на кольцах остатков клеточной мембраны. При электронномикроскопическом исследовании тонких срезов Aiuas/ifii ны так называемые протуберанцы. Как предполагают авторы, они представляют собой добавочную, плохо сохраняющуюся при выделении структуру, включающую в себя нижнее кольцо базального тела. Кроме того, также были обнаружены нитевидные фибриллы, отходящие в разные стороны от нижнего диска. Функция их неизвестна. Они могут быть связаны с мембраной и выполнять якорную функцию или могут быть частью протуберанцев (50). Локализация базального тела бактериального жгутика была изучена у нескольких видов бактерий (50,59) и обнаружены некоторые различия в местоположении дисков базальных тел в клеточной стенке бактерии. Так ДеПамфилис, Адлер (57), изучая пршсрепление базальных тел жгутиков Е. colx к поверхности бактериальной клетки установили, что каждое из 4-х колец находится в определенном слое клеточной стенки и назвали их соответственно У. Р S и М -диски. У. -кольцо соединено с наружным липоподисакарвдным слоем клеточной стенки, Р-кольцо контактирует с пептидогликановым слоем, 5-кольцо находится в периплазматическом пространстве над цитоплазматической мембраной и М-кольцо лежит в толще цитоплазматической мембраны. Крепление колец базального тела в клеточной стенке было изучено также на другой грамотрицательной бактерии Aai/3.sj&ip£m случае F.toii, §ег/эб/}$ (50). У этой бактерии также,кшс и в -диск находится внутри липополисахаридной мембна внутренней поверхности цитоплазматической мембраны были обнаружераны. Однако Р-диск, по-видимому, располагается не в толще, а на поверхности пептидогликанового слоя, в цитоплазматическую мембрану погружено 3 а не М-кольцо, как у E.coii и М-кольцо вероятно находится под цитоплазматической мембраной (рис. 1е). У 3. suhijiis являющейся грамположительной бактерией, М-кольцо находится в цитоплазматической мембране, а кольцо 5 прикреплено к внутренней части пептидогликанового слоя (57). На основании всех вышеперечисленных фактов в отношении расположения отдельных элементов базального тела бактериального жгутика в клеточной стенке можно заключить, что, по-видимому, у разных бактерий существует некоторое различие во взаимооя11ошении базального тела с клеточной поверхностью. О молекулярной организации базальных тел жгутиков бахстерий и свойствах составляющих их белков, в настоящее время известно очень мало, и вся имеющаяся информация касается только базального тела Е. соЦ стремятся к агрегации. Они Электронномикроскопические наблюдения показали, что базальные тела Е. в условиях In viiro агрегируют либо бок в бок к -кольцо к У. -кольцу, М к М-кольцу), либо -кольцо к М-кольцу, и никогда не наблвдалось взаимодействия между 5 и Р кольцами. Способность к агрегации базальных тел жгутиков b.sbiiiis выражена менее ярко, что связано, по-видимому, с отсутствием у них У.-кольца (56). При искусственно осуществленной сборке наружной мембраны и липополиоахарида на базальном теле жгутика S. coli оказалось, что липополисахаридные ве-мембраны зикулы собираются преимущественно на У- -кольце и небольшая часть на М-кольце и никогда не наблюдалось присоединения или липополиоахарида к Р или 5 кольцу (54). По мнению авторов агрегация базальных тел, а также способность липополиоахарида собираться как на Н. так и на М-кольце свидетельствует о некотором сходстве свойств белков Ь1 и М-колец (54). ДеПамфилис и Адлер (56) при электронномикроскопических исследованиях наблюдали базальные тела с потерянным М-кольцом, что свидетельствует, по-видимому, о слабой связи медду Ш и ,5-кольцами или ее отсутствии. Слетевшие со стержня кольца имели пустую сердцевину с диаметром 10 нм, что соответствует диаметру стержня. Методом ротационной симметрии показано, что отдельные кольца, обнаруживаемые в поле зрения электронного микроскопа (повидимому, М-кольца) имеют ось симметрии 16 порядка, т.е. вероятно построены из 16 субъединиц (56). Базальные тела могут быть выделены в препаративных количествах как путем диссоциации нити интактного жгутика (56,77), так и из мутантных штаммов, неспособных синтезировать нить, но синтезирующих комплекс крючок-базальное тело (173). Зйектрофоретический анализ препаратов базальных тел жгутиков, полученных этими двумя методами и очищенных изопикническим центрифугированием в градиенте плотности сахарозы, по1сазал, что в состав базального тела жгутика соИ входит более II полипептидов (77). Полипептид с молекулярной массой 42 тыс. дальтон соответствует белку крючка, 54 тыс. флагеллину, остальные полипептиды с молекулярной массой от 9 до 60 тыс. дальтон, по-видимому, являются компонентами базального тела. Однако, точный белковый состав базального тела такшл образом определить довольно трудно, так как единственным критерием чистоты препарата служит морфологическая целостность базального тела, что не позволяет оценить как существование дополнительных компонентов, которые могут теряться на разных стадиях очистки, так и посторонних примесей. Так например, полипептиды с молекулярной массой 36 тыс. и 74 тыс. дальтон были обнаружены на ранних стадиях выделения комплексов крючок-базальное тело, но не после их очистки (153). Изоэлектрические точки многих полипептидов, образующих базальное тело, лежат в зоне низких значений рН (77). Согласно современным представлениям базальное тело является мотором, приводящим в движение всю органеллу (42). Оригинальные опыты с бактериями, прикрепленными к поверхности предметного стекла показали, что движение бактериального жгутика является вращательным (4,151). Источником энергии для вращения базального тела служит протондвижущая сила Дун М компонентами которой являются трансмембранный электрический потенциал д У мембранный градиент ионов водорода д либо д У либо д и трансл/иНрН). Интересно, что для поддержания движения достаточно одной из составляющих рН (2,123,124). Для одного оборота мотора необходима передача из внеклеточного пространства в цитоплазму примерно 300 протонов (40). Конкретный механизм функционирования мотора в настоящее время не выяснен. Предполагают, что в процесс передачи энергии вовлечено М-кольцо базального тела. Существует несколько гипотез, пытающихся объяснить механизм его вращения. Например, считают, что момент вращения генерируется между Ш ж S кольцами (40,117, 124). ДеПамфилис, Адлер (56) пришли к выводу, что М-кольцо имеет ось симметрии 16-го порядка. Если S -кольцо имеет 15- или 17кратную симметрию, то передача фиксированного количества протонов через М-кольцо приведет к снижению энергетического барьера между соседними дискретными позициями вращения и М-кольцо повернется вокруг оси на I/I6 часть оборота (124). Согласно представлениям Логера (117) S -кольцо содержит радиальные ряды протонсвязывающих групп, а М-кольцо нерадиальные ряды лигандов. В точке перекреста верхнего и нижнего рядов образуется место связывания Н". Электрохимический потенциал протонов падает в радиальном направлении от центра колец. Ионы Н, входя в М-кольцо на уровне оси, вращают его, двигаясь с точкой перекрестна к периферии. Макнаб (120) предположил, что геометрия линейно построенных мест связывания протонов 51вляется не радиальной, а цилиндрической, и момент вращения генерируется на уровне нижних колец базального тела и стержня. Если два вставленных один в другой цилинлра имеют линейные ряды протонсвязывающих мест, накопленных друг к другу и пересекающихся, то переход протонов с одного пути на другой в месте перекреста будет генерировать вращение одного цилиндра относительно другого. Согласно гипотезе, предложенной Скулачевым и Глаголевым (71), момент вращения генерируется медцу М-кольцом и цитоплазматическои мембраной. Эта модель основывается на предположении, что на поверхности М-кольца расположены NW группы, одна из которых открывается в верхний протонпроводящий путь (рис. 2 Модель также предполагает существование функционально важного, не являющегося частью базального тела, белка энерготрансформирующей системы, несущего карбоксильную группу и лежащего в начале нижнего протонпроводящего пути. Этому требованию удовлетворяет продукт mot гена: пептид связан с мембраной и необходим для трансформации энергии в механическую форму (4). Про тонирование N группы приводит к электростатическому притяжению между АН- и СООгруппами, а поскольку yVH"*" группа прикреплена к М-кольцу, последнее повернется, чтобы сблизить АНи СОО" группы, что приведет к перемещению следующей A/Hg. группы к верхнему протонному пути. Протонирование отрицательно заряженной карбоксильной группы сопровоадается выбросом Б через шшний протонпроводящий путь в цитоплазму (рис. 2)(71). В целом конкретный механизм функционирования базального тела при вращении бактериального жгутика остается неясным и ждет своего объяснения на молехглярном уровне. Тем не менее, уже сейчас можно говорить о принципиальном отличии механизма работы базального тела от механизма функционирования других систем биологической подвижности. В настоящее время базальное тело является единственным примером системы, обеспечивающей подвижность биолоЗвРННМИ ПРОТОНПРОбОДЯЦИЙ nVTb CTQPineHb ПеРНПЛАЗМАТИЧССКОО ЛРОСТРАНСТЬО ЦИТОПЛАаМАТИЧССКАЯ /VH2 >VHa МЕМБРАНА I НИШНИИ ЛРОТОЯПРО&ОДЯЦИи ПУТЬ coo") I Лз >vHa /VHa КОЛЬЦО ЦиТОЛЛАМА Рис. 2. Модель вращения сЗазального тела бактериального жгутика (Основано на 4, 71).гического объекта за счет вращения одной структуры относительно другой ("принцип колеса", "система ротора и статора"). Причем необходимо отметить, что базальное тело способно менять направление своего вращения, которое является не случайным, а обеспечивается четким регуляторным механизмом (так называемый регулятор тахлблинга) (40,115). Таким образом, базальное тело функционирует за счет какогото особого молекулярного механизма, познание которого требует суммированных усилий целого ряда биологических дисциплин с применением биохимических, биофизических, ьшкробиологических, молекулярногенетических и других методов исследования. б) Нить_бактеЕиаяьног2 жг2™ка Нить бактериального лстутика представляет собой биополимер спиральной формы, состоящих! из молекул единственного белка, названного фяагеллином, и составляет более 95 от общей массы бактериального жгутика (32,36). На живой клетке эта структура достигает длины до 20 мкм, диаметр ее зависит от молекулярной массы составляющих молекул флагеллина и колеблется от 12 до 27 нм у разных видов и штаммов бактерий (22,116). В растворе жгутики нормальной формы выглядят как спираль с шагом 2,0-2,5 мкм и диаметром 0,4 мкм. Однако нити бактериальных жгутиков обладают так называемым "полиморфизмом" т.е. способностью принимать целый ряд различных спиральных форм. Образование полиморфных форм нитей жгутиков возможно обусловлено генетически, так как обнаружен ряд мутантных штаммов, различных бактерий, несущих прямые жгутики (100,109), и жгутики с вдвое меньшшл, чем в норме, шагом спирали "гг//»/" жгутики (82). Показано, что прямая форма жгутика B.subUlis го одной аминокислотной заменой, а фяагеллин и флагеллин родительского штамма Sa,ltnonQi-taобусловлена всеcufli -мутанта различаются на один пептид (86,126). Однако, не только первичная структура шагеллина является причиной полиморфизма нитей жгутиков. Полиморфные переходы нитей бактериальных лаутиков происходят и в условиях w гИго при воздействии различных факторов рН, спиртов, при изменении ионной силы раствора и т.д. В различных условиях наблюдаются следующие формы нитей жгутиков: нормальные порта.С прямые sipaiht курчавые curiil\ в форме колец CDHBCI, $emi coiieaf и т.д. Эти формы трансформируются друг в друга при изменении условий среды (97,98,99,100,101,75). Для объяснения способности нитей бактериальных жгутиков к полиморфным трансформациягл Калладином (46,47) была предложена модель, основанная на постулате о существовании в составе нити жгутика молекул флагеллина, находящихся в двух конформационных состояниях (32,46). Предложенная модель основывается также на гипотезе Клуга (103), согласно которой, субъединицы в составе нити жгутика имеют два типа связей, находящихся на разных радиусах. Такое их расположение должно привести к деформации оси цилиндра и трансформации его в спиральную форму с минимальной энергией нащ)яжения каадой связи. Причем параметры спирали будут зависеть от мест локализации связей мевду субъединицами, а сами субъединицы, оказавшись в неравноценных условиях, будут стремиться к перестройке и изменению конформации. Образующаяся спиральная форма нити будет принимать свою конечную конформацию без какой-либо поставки энергии извне. Как известно, молекулы флагеляина в составе нити жгутика построены в одиннадцать продольных рядов, которые составляют одиннадцатизаходовую спираль, и в зависимости от общей конфигурации жгутика имеют либо правое, либо левое направление вращения. Кроме основной и одиннадцатизаходовой спиралей на поверхности жгутика различают также пяти- (имеет левое направление вращения) и шести- (имеет правое направление вращения)-заходовые спирали (рис. 3)(134), Согласно модели Калладина (47) продольные рдцы одиннадцатизаходовои спирали включают в себя молекулы флагеллина в какой-то одной из двух конформаций. Изменение конформационного состояния субъединиц внутри продольных рядов, которое происходит, по-видимому, на уровне третичной структуры, приводит к изменению соотношения количества продольных рядов, несущих флагеллины с различной конформацией и обозначенные соответственно как R и У. конформаций флагеллина. В результате данных изменений происходит пространственная перестройка одиннадцатизаходовои спирали, изменяется угол ее наклона, что приводит к переходу жгутша в иное полиморфное состояние. Представленная модель предполагает существование 12 полиморфных форм нитей бактериальных жгутиков, из которых в настоящее время известно 9 (101). Среди предсказанных форм бактериальных жгутиков должны существовать 2 типа прямых жгутиков, полностью состоящих из молекул флагеллина в какой-то одной конформаций. Такое теоретическое предсказание существования двух видов прямых нитей было не только подтверждено экспериментально, но и была осуществлена смешанная самосборка флагеллинов, полученных от двух видов прямых жгутиков. Изменение количественного соотношения мономеров привело к появлению целого ряда спиральных форм сополимеров, в том числе спиралей, имеющих нормальную и tuji форму (100). В последнее время были получены результаты, тшсже подтверждающие основные положения модели Калладина. Так, с помощью метода трехмерной реконструкции нити прямого жгутика мутанта топ&и Зз.{показано, что между субъединицами флагеллина в составе жгутика существуют два типа взаимодействий:связи внутри продольных рдцов субъединиц на радиусе 55 А и взаимодействие мезду субъединицами соседних рдцов одиннадцатизаходовои спирали на

11-ЗАУОЛОВАЯ СЛИРАЛЬ б-ЗА«ОЛОВАЯ СПИРАЛЬ 5-5А«0Л0БАЯ СПИРАЛЬ JB Рис. 3. Укладка субъединиц прямого лаутика 3a.ltr?ofella. iufahimufium (134) меньших радиусах. Кроме того, также были получены данные, указывающие на существование в молекуле флагеллина подвижного участка, который может отвечать за конформационные изменения, подобные предложенныгл в работе Калладина 47 Как уже отмечалось нить бактериального жгутика состоит из молекул единственного белка, названного флагеллином (32,36,170, 171). Флагеллин глобулярный белок с изоэлектрической точкой в области рН 4-5 и молекулярной массой 25-70 тыс. дальтон в зависимости от вида и штамма микроорганизма (114,116,129,155). Молекула флагеллина представляет собой удлиненный элипсоид с соотношением осей 9:1 и обладает дипольныгл моментом, приложенным вдоль большой оси (44,69,70). Аминокислотный состав различных флагеллинов характеризуется определенныгли особенностями, свойственными только этоглу белку: полным отсутствием цистеина и триптофана, незначительным содержанием тирозина, фенилаланина, гистидина и пролина, и высоким содерланием дшсарбоновых алшнокислот и аланина. В сумме они сосВХОДЯЩРГХ тавляют около 50 от общего количества аминокислот, рода Sa.imoneiU а также флагеллин SpipjUum состав флагеллина (52,53,129,155,157), Флагеллин ряда шталмов sef/3e/?s имеют #-У-метиллизина в своем составе необычную аминокислоту I-//-метиллизин и ее производное <-У-диметиллизин (30,79). Синтез происходит уже в составе молекулы флагеллина путем метилирования лизина с помощью 5 -аденозилметионина, причем известно, что метилированные остатки лизина локализованы на поверхности молекулы флагеллина (136). ]]дя флагеллина BdcHs иШШШ определена полная аминокислотная последовательность 304 аминокислотных остатка (52), а для флагеллинов Pfoteus nripa.bHis>,S. ао/еСл/о/ге и Shimufiu/r) частичная последовательность. С-концевой последовательностью фяагеллинов этих видов бактерий является У.ви -Апо-соои, у фпагеллинов рода 3d,ci-{/u5 и Proieus -аланином (10, 51,53,73,90). У-конец представлен метионином, а у 3a.{/7io-net!.- Флагеллин в мономерном состоянии получают диссоциацией нитей жгутиков различными агентами: кислотой, щелочью, мочевиной, нагреванием, додецилсульфатом, ацетамидом, диметилформамидом и т.д. (9,122,170,171). Если затем создать соответствующие условия, то начинается полимеризация белка, в результате чего образуются реконструированные нити, сходные по свойствам с нативныгди жгутиками. Такая способность нитей бактериальных жгутиков к самосборке в условиях i-h riifo была впервые обнаружена 20 лет назад (22,33). Самосборка нитей бактериальных жгутиков рассматривается в настоящее время как процесс полимеризации флагеллина, состоящий из двух этапов нуклеации (образования ядра) и роста нити жгутика (32). Скорость полимеризации флагеллина зависит от рН, ионной силы раствора, температуры и концентрации белка, а время, необходиглое для завершения сборки нитей бактериальных жгутиков составляет обычно несколько часов (22,32). Стадией, лимитирующей скорость полимеризации флагеллина, является стадия нуклеации. В ряде случаев нуклеация происходит самопроизвольно, например, при нейтрализации закисленного раствора флагеллина рода ЗасИгз (8,11). Скорость процесса нуклеации резко возрастает при полимеризации флагеллина в присутствии высаливающих агентов (168). Скорость полимеризации флагеллина также молшо увеличить, исключив стадию нуклеации путем добавления затравочных элементов (фрагментов ьштей жгутиков, полученных, например, ультразвуковой дезинтеграцией) (32,33,110). Использование синтетического водорастворимого нейогрального полимера полиэтиленгликоля позволяет резко увеличить скорость полимеризации флагеллина даже при низких концентрациях белка и завершить самосборку нитей жгутиков за 3-5 минут (10,11). Процесс полимеризации сопровождается значительными конформационными изменениями молекулы флагеллина. Известно, что мономерный флагеллин т ю е т в своем составе до 20-25% -спирали, а при включении его в состав нити жгутика происходит увеличение содержания -спирали до 35-45. Этот процесс тлеет обратимый характер и при диссоциации нитей жгутиков происходит снижение содержания X -спирали до исходного значения (8,9,166). Предполагается, что при полимеризации флагеллина первоначально происходит обратимое связывание белка с концом нити жгути! (32). На молекулярном уровне это означает, что столкновение молекулы флагеллина с растущим концом жгутика приводит к нарушению водной оболочки молекулы, вследствие чего происходит ее конформационная перестройка (45). Эти данные подтверждаются тем фактом, что высаливающие агенты, воздействуя на конюрмационное состояние флагеллина, обеспечивают его перестройку до соударения с концом нити жгутика, т.е. структурная перестройка белковой молекулы в процессе полимеризации происходит до включения флагеллина в состав нити жгутика (10). Рост бактериального жгутика как на живой клетке, так и в условиях jf7 УНГО происходит путем присоединения молекул флагеллина к дистальному концу нити жгутика. При электронномикроскопических исследованиях хорошо видно, что изолированная нить жгутика имеет асимметричную форму, один ее конец выпуклый (Н-конец), другой похож на хвост рыбы (Т-конец) и соответствует дистальноглу концу жгутика, В настоящий момент целый ряд авторов продемонстрировал, что мономерный флагеллин присоединяется только к Т-концу (35,83,84). Диссоциация жгутика тагасе происходит только на Т-конце, а Н-конец, соответствующий проксимальной части жгутика, остается неизменным (80). При полимеризации длина образующихся жгутиков определяется, в основном, соотношением мелзду количеством центров полимеризации и содержанием данных,свидетельствующих о возможной роли гидрофобных взаимодействий в поддержании конформационной целостности нити (67,157), Нарушение процесса.сбор1ш жгутиков обнаружено также при химической модификации флагеллина по остаткам метионина (157) и аргинина (10,43). В составе целого жгутика З.Ьег/ действию модифицирующих агентов доступны 3 остатка аргинина, а в мономерном флагеллине 4 остатка, при этом спектр кругового дихроизма модифицированного флагеллина остается неизменным. Одной из возможных причин нарушения полимеризации может быть модификация С-концевого остатка аргинина, который, кад предполагается, принимает непосредственное участие во взаимодействии двух соседних молекул фяагеллина (10,43). Флагеллины различных штахлмов, а также видов бактерий способны к тш называемой сополимеризации. Например, осуществлена смешанная самосборка нитей жгутиков как 4 различных штаммов Sa.morteiia- (34), так и флагеллинов S.ijehimur/uM r<s.hil-i Е.гот и Р./rti(38,110). Сополимеризуются также флагеллины, полученные от нитей жгутиков разной формы. Такая сополимеризация приводит к появлению новых спиральных форм нитей жгутиков (38,79). Перитрихиальные бактерии активно передвигаются с помощью жгутиков, которые вращаются,переплетаясь в спиралеобразный пучок позади тела клетки, создавая гидродиншлическую силу, толкающую клетку вперед. Бактерия передвигается, сменяя периоды ровного, направленного плавания на периоды тшс называемого тамблинга (состояние дролсания и кувыркания, необходимое для переориентации клетки), в генерации которого непосредственное участие принимают полиморфные переходы нити лоутика (121). Ровному плаванию бактерии соответствует вращение базального тела жгутика против часовой стрелки, а тамблингу по часовой стрелке (40, 41). В свою очередь показано, что жгутикам с нормальной формой соответствует левозакрученная спираль, а cu-ii -жгутикам, спираль, закрученная вправо (146). При тамблинге, когда происходит изменение направления вращения базального тела на работу по часовой стрелке, нормальная левовращающая спираль претерпевает последовательную трансформацию в правовращающую спираль, соответствующую конформации жгутика с формой cur-ln Эти изменения происходят не мгновенно и нити жгутиков становятся гетероморфными: проксимальная часть их представлена сд//-структурой, дистальная левозакрученной нормальной спиралью. Гетероморфная трансформапия нитей жгутиков приводит к расплетанию пучка, тело клетки начинает испытывать некоординированное воздействие кадцой нити и наступает тамблинг. Когда же мотор начинает опять вращаться против часовой стрелки, то возникает прежняя нормальная конформация нитей, которые сплетаются в пучок на одном из полюсов клетки, и направленное движение возобновляется (121). в) К р ю ч о к Крючок представляет собой структуру изогнутой формы, хорошо отличимую от нити жгутика по характеру расположения субъединиц и выполняющую роль связующего звена между базальным телом и нитью жгутика. Крючок имеет длину 45 нм у /5. с/г phiniupjum нативном жгутике (153). Крючки более устойчивы, чем нити жгутиков, к воздействию органических растворителей, детергентов, кислот или щелочей. Это их свойство используется исследователями для получения комплексов крючок-базальное тело и для выделения крючков в отдельную фракцию (24,55,56,59,93). Исследования молекулярной организации крючков жгутиков различных бактерий показали, что они состоят из молекул единственного белка. Молекулярная масса белка крючка (БК) нормального и и 90 нм у J. ти составляет около 1% от общего содержания белка в мутантного штаммов Е.со7 33 тыс., у SorreiU Ссбз-ег/cxesce-ius равна 42 тыс. дальтон, у <zf/j 43 тыс. дальтон и у ?2 ТЫС. дальтон (76,58,95,144,145). и Peuo/on1cnяs Изоэлектрические точки БК различных видов бактерий приблизительно одинаковы: у <:.fescffг?tcs 4,6, у 4,4, у Зтоеи -4,7 (92,140). Спектр кругового дихроизма БК 5. i/simuiin несколько необычен. В то время, как значение молярной эллиптичности при 222 нм _т _т у флагеллина равно 9 см «птрад «моль молярная эллиптичность белка крючка при 222 нм составляет 1/9 от этого значения, что в свидетельствует об очень малом содержании в белке -спирали (95). На примере жгутиков Е. £oli cenii/s (149), .4>//V/w(95) и ces(145) показано, что аминокислотный состав БК, также (1--метиллизина белки считаюткак и флагеллина, характеризуется отсутствием триптофана и цистеина, но, в отличие от флагеллина, не содержит Расчеты индекса различия Ы (при Di о и А-концевой аминокислотой у него является серии (95), ся идентичными по аминокислотному составу, при I>i 100 белки совсем не имеют сходства (130) показали, что белок поликрючков c/esce/?6i4s геллину E.co/z Ium более близок к белку поликрючков В. o/i {j)/= II) к флаS.-ipimu{J)J 14,5) (145). Эти данные соответствуют полуи и S,if>hirmjiuniJ>i 10,8), чем флагеллин С cfpscp:us ченным ранее результатам, согласно которыгл БК Е.соИ более близки друг к другу (Ш 5 чем флагеллины этих двух видов 2)1 7,3)(95). Такое взаимоотношение находится в соответствии с теми фактами, что БК Е. co-iz и .-z//7///x//>wспособны иммунологически перекрестно взаимодействовать, в то время, как флагеллины этих видов нет (92,93) и что крючки разных серотипов Ss-lmcyytQC-i S 670, 23, Д 7 25), в отличие от флагеллинов этих штаммов, также имеют одинахсовую антигенную специфичность

11-ЗА«0Л0ВАЯ СПИРАЛЬ 6-ДА«0Д0ВАЯ СПИРАЛЬ 5-5А«0Д0ЬАЯ СПИРАЛЬ Рис. 4. Модель поверхностной решетки крючка Сы1ойсьсief oppscentus (167) Регуляция синтеза и сборки бактериального жгутика Структура и сборка бактериального жгутика регулируется с помощью набора генов, которые определены и изучены в основном у Е. coU и S. i/aJii/nufiuiff, Установлено, что в образовании морфологичес1си полного жгутика и его функционировании принимают участие более 30 генов (104,111). На генетической карте E.co-i между генами г и рс (рис. 5) жгутиковые гены раснаходится положены в 3х зонах. I зона, названная зоной Ji (105). В этой зоне обнаружено, по крайней мере, 6 цистронов, направляющих синтез пептидов с молекулярной массой II 000, 42 000, 30 000, 38 000, 60 000 и 35 000 дальтон (107). П и Ш зоны находятся между генами ziv включают в себя жгутиковые гены -fCd, Ji логии генов Е. oz. nrot и и/о 2> и и ска (128). Сравнительное изучение распределения и функциональной гомои S.-i/3hi/r,ih/;r, показзло, что позиции генов у обнаружено 10 //.е генов, а у coi тлеется тагасе добавочный ген флагел. Когда ген Hg передау/зАгггиИиттошоло, ТО ОН транслоцируется в ha. этих двух бактерий совпадают не полностью. Например, во П кластере генов у Sa./moneUdтолько 3. У S£/r7oedется от S.i/fhimufwm гичен к Е. coi (86). лина Hg, полностью потерянны!: у Е. со{г локус, что позволяет заключить, что ген Н2 /4г-гену Е.сог. Гены, связанные со латутиковой подвтшностью в зависшлости от их функций можно

Список литературы диссертационного исследования Новикова, Н.А., 1983 год

1. Бейли Д. Методы белковой химии. М.: Мир, 1965,- с. 98.

2. Белякова Т.Н., Глаголев А.Н., Скулачев В.П. Электрохимический градиент ионов Н -непосредственный источник энергии при движении бактерий.- Биохимия, 1976, т. 41, в. 8, с.14781483.

3. Бирюзова В.И., Поглазова М.Н., Метлина А.Л., Титина Т.И., Поглазов Б.Ф. Структура и физико-хщшческие свойства бактериальных жгутиков,- Шкробиология, 1979, т.ИУШ, в. 5, с. 868-872.

4. Глаголев А.Н. Движение бактерий.- В кн.: Немышечные двигательные системы.- М.: Наука, I98I, с. 13-30.

5. Жарикова Г.Г., Макарова Г.Я., Поглазова М.Н., Зарубина А.П. Сравнительное исследование клеток четырех форм диссоциации ЪАС1-1.{Ы5 bferiz ТГ-Г. (?.-.-ВКН.: Биология 3cilu /я/5 2г/»-дИзд. Моск. Университет, 1968.-135 с.

6. Каппучинелли П. Подвижность лшвых клеток.- М.: Ш р 1982, с. 10-34.

7. Метлина А.Л. Бактериальные жгутики Kajt двигательный аппарат бактерий.- В кн.: Немышечные двигательные системы.- М.: Наука, I98I, с. 30-45.

8. Метлина А.Л., Поглазов Б.Ф. Конформационные изменения флагеллина при сшлосборке.- Доклады АН СССР, 1969, т. 187, f 2, с. 459-461.

9. Метлина А.Л., Поглазов Б.Ф. Изучение конформационных изменений флагеллина при самосборке методом дисперсии оптического вращения.- Биохимия, 1970, т. 35, в. 5, с. 994-1001.

10. Новиков В.В. Изучение механизма самосборки жгутиков li-e-irfs.им. А.Н.Баха. 152 с. 3a.ci{us Канд.дисс., 1982, Москва, АН СССР, и-т Биохимии,

11. Новиков в.в., Митина Н.А., Метлина А.Л., Топчиева И.Я., Поглазов Б.Ф. Полимеризация флагеллина бактериальных жгутиков в присутствии полиэтиленгликоля,- Биохимия, I98I, т. 46, в. 7, с. I334-I337.

12. Новиков В.в., Метлина А.Л., Топчиева И.Н., Поглазов Б.Ф. Изучение влияния полиэтиленгликоля на флагеллин и бактериальные жгутики.- Биологические науки, 1982, 5, с.17-23.

13. Огоевецкая М.М. Об эволюции шстинов. В кн.: Биофизика и биохимия мышечного сокращения. М.: Наука, 1976, с.129-134.

14. Петушкова Е.В,, Семина Т.К. Изменение рК некоторых функциональных групп миозина как один из способов регуляции его нуклеотидтрифосфатазной активности.- В кн.: Структурные основы и регуляция биологической подвижности.- М.: Наука, 1980, с. 128-133.

15. Поглазов Б.Ф. Закономерности сборки элементарных биологических структур.- М.: Наука, Баховские чтения Х Х Ш 1977,-47с.

16. Поглазов Б.Ф., Билуши В., с. 269-284.

17. Поглазов Б.Ф., Левицкий Д.И. Миозин и биологическая подвижность. М.: Наука, 1982. 160 с.

18. Поглазов Б.Ф., Метлина А.Л., Новиков В.В. Современные представления о механизме движения бактерий.- Известия АН СССР, серия биологическая, I98I, i 5, с. 672-690. e

19. Удалова Т.П., Федорова Р.И. Влияние различных питательных вешеств на образование грамицидина Ъд,с1Ссз Sz-syis Баев А.А. О сульфгидрильных группах миозиновой аденозинтрифосфатазы.-Биохимия,1958,т.23,в.2, <?.-А-Микробиология, 1965, т. 34, в. 4, с. 36-41. 20. Фиш Н.Г., Станиславский Е.С. Иммунологические свойства изолированного Н-антигена Брюшнотифозного микроба.- Шкробиология, 1966, т. 35, в. 8, с. 48-53.

20. Шарон Н. Стенка бактериальной клетки. В кн.: Молекулы и клетки. М.: Ш р 1970, в. 5, с. I06-II8.

21. Abrara D,, Koffler Н. In vitro formation of flagella-like filaments and other structures from flagellin, J. Mol. Biol., 1964, V.9, N 1, p.168-185.

22. Abram D,, Koffler H., Vatter A.E. Basal structure and attach* ment of flagella in cells of Proteus vulgaris. J. Bacteriol., 1965, v.90, N 5, p.1337-1354.

23. Abram D., Mitchen J.R,, Koffler H.-, Vatter A,E. Differentiation within the bacterial flagellum and isolation of the proximal hook.- J. Bacterid., 1970, v.101, N 1, p.250-261.

24. Abrara D., Vatter A.E., Koffler H. Attachment and structural features of flagella of certain bacilli.- J. Bacterid., 1966, V.91, N 5, p.2045-2068.

25. Adler J. Introductory remarks; some aspects of the structure and function of bacterial flagella. Cell Motility, 1976, V.3, Book A, p.29-35.

26. Adler J., Terapleton B. The effect of environmental conditions on the motility of Escherichia coli. J. Gen. Microbiol., 1967, v.46, N 2, p.175-184. 28» Aizawa S., Kato S., Asakura S., Kagawa H., Yamaguchi S. In vitro polymerization of pdyhook protein from Salmonella SIW

27. Biochira, Biophys. Acta, 1980, v.625, N 2, p.291-303. 29* Aizawa S., Maeda Y. A new method for determination of parity in optical diffraction patterns from the structures with helical symmetry. J. Mol. Biol., 1980, v.137, N 4, p.437-442.

28. Aaakura S., Eguchi G,, lino Т., Reconatitution of bacterial flagella in vitro. J. Mol, Biol., 1964, v.10, N 1, p,42-56.

29. Aaakura S,, Eguchi G., lino T, Salmonella flagella in vitro reconstruction and over-all shapes of flagellar filaments. J. Mol. Biol., 1966, V.16, Ы 2, p.302-316.

30. Asakura S., Eguchi G., lino T, Unidirectional growth of Salmonella flagellin in vitro. J, Mol. Biol,, 1968, V.35, N 1, p.227-236.

31. Aatbury W.T,, Beighton E., Weibull С The structure of bacterial flagella, Symp, Soc, Exper. Biol., 1955, p,282-286,

32. Azraeleman A.N., Adel J. Change in membrane potential during bacterial chemotaxia. Proc. Natl. Acad, Sci, USA, V.73, N 12, p.4387-4390.

33. Barden N.T,, Deibel R.H, Flagellar croas-repolymerization among different Salmonella serotypes and Escherichia coli. J. Bacterid., 1972, v,112, N 1, p.637-639.

34. Barlow G.H., Blum J.Y. On the contractility of bacterial flagella. Science, 1952, v,li6, p.572-575.

35. Berg H.C. Dynamic propertiea of bacterial flagellar motors. Nature, 1974, v.249, N 5452, p.77-79.

36. Berg Н.С, Bacterial behaviour. Nature, 1975, v.254, N 5499, p.389-392.

37. Berg H,C,, Anderson R#A. Bacteria swim by rotating their flagellar filament. Nature, 1973, v.245, N 2425, p.380-382.

38. Bode V/., Glossmann H. Polymerization behaviour of carboxy peptidase В treated Proteus mirabilia flagellin. HoppeSylers Z. Physiol, Chem., 1970, v.351, N 10, p.12851288.

39. Bode W., Engel J., Y/inklmaiz D. A model of bacterial Ilagella based on small angle X-ray scattering and hydrodynaraic elongated shape of the flagelin protomer. Eur. J. Biochem., 1972, v.26, N 3, p.313-327. 45» Bode W., Hinz H.J., Jaenicke R., Blume A. Calorimetric studies on the in vitro polymerisation of Proteus rairabilis flagellin. Biophys. struct, and mech., 1974, v.1, p.55-64.

40. Calladine C.R. Construction of bacterial flagella. Nature, 1975, v,225, N 5503, p.121-124.

41. Calladine C.R. Change of waveform in bacterial flagella. The role of mechanics at the molecular level. J. Mol. Biol., 1978, V.118, N 4, p.457-479.

42. Cohen-Bazier G., London J. Basal organelles of bacterial flagella. J. Bacterid., 1967, v.94, N 2, p.458-465.

43. Cooke R., Pranks K. All myosin heods form bonds with actin in rigor rabbit skeletal muscle. Biochemistry, 1980, v.19, N 10, p.2265-2269.

44. Coulton J.W,, Murray R.G.E. Cell envelope associations of Aquaspirillum serpens flagella. J. Bacterid., 1978,

45. Diramitt К., Simon М. Purification and thermal stability of intact Bacillus subtilis flagella. J» Bacteriol., 1971, V.105, N 1, p.369-375,

46. Dimraitt K., Simon M. Purification and partial characteristization of Bacillus subtilis flagellar hooks. J. Bacterid., 1971, v.108, N 1, р.2В2-2Вб.

47. Druckworth M., Archibald A.R., Baddiley J. The location of N-acetylgalactosamine in the walls of Bacillus subtilis 16B. Biochem. J., 1972, v.130, N 3, р.б91-б9б.

48. Elzinga M., Collins J.H., Kuchaell V.M., Adelatein R.S. Complete araino-acid sequence of actin of rabbit skeletal muscle. Proc. Natl, Acad. Sci, USA, 1973, v.70, N 9, p.2687-2691.

49. Emerson S.U., Tokyuasu K., Simon M. Bacterial flagella: polarity of elongation. Science, 1970, v.l69, N 3941, p.190-192.

50. Estes J.E,, Gershraan L.C. Activation of heavy meromyosin adenosine triphosphatase by various states of actin. Biochemistry, 1978, v.17, N 13, p.2495-2499.

51. Pein J.P., Possible involvement of bacterial autolytic enzymes in ilageliar morphogenesis. J. Bacteriol., 1979, v.137, N 2, p.933-946.

52. Penner C Traut R.R., Mason D.T,, Wikman-Coffelt J. Quantification of coomaasi--e blue stained proteins in poliacrylamide gels based on analyses of eluted dye. Anal* Biochem., 1975, v.63, N 2, p.595-602.

53. Gerber B.R. Thermal perturbation difference spectroscopy of Salmonella flagellin. Biochem. Biophys. Res. Comm,, v,82, N 1, p.24-32.

54. Gerber R#R», Asakura S,, Oosawa P. Effect of temperature on the in vitro assembly of bacterial flagella. J. Mol, Biol., 1973, V.74, N 4, p.467-487.

55. Gerber B,R., Noguchi H, Volume change associated with the g-P transformation of flagellin. J. M Q I Biol., 1967, V.26, W 2, p.197-210.

56. Gerber B.R., Minakata A. Electric birefringence of bacterial flagellar protein filaments: evidence for fieldrinduced interactions, J, Mol. Biol., 1975, v.92, N 4, p.507528,

57. Glossmann H», Bode W. Cyanogen bromide cleavage of Proteus rairabilis flagellin. Maleylation of cyanogen bromide peptides. Hoppe-Seylers Z, Physiol. Chem., 1972, V.353, V.3, p.298-306.

58. Harrison R,Y., Lowey S., Cohen C. Assembly of myosin. J. Mol. Biol., 1971, V.59, N 3, p.531-535.

59. Hasegawa E., Kamija R., Asakura S, Thermal transition in helical forms of Salmonella flagella. J. Mol. Biol.,

60. Hilraen M,, Silverman M,, Simon M. The regulation of flagellar formation and function. J, Supr. Struct., 1974, v.2, N 3, p.360-372.

61. Hilraen M., Simon M, Motility and the structure of bacterial flagella. Cell. Motility, 1976, v.

63. Holniger J.P.M., van Iterson W., Zanten Е.Ж. Basal bodies of bacterial flagella in Proteus mirabilis. II. Electron microscopy of negatively steined material. J» Cell. Biol,, 1966, v.31, N 3, p.603-618.

64. Hotani H, Light-microscope study of mixed helices in reconstituted Salmonella flagella. J. Mol. Biol., 1976, N 1, p.151-166.

65. Hotani H», Kagawa H. Unidirectional melting of Salmonella flagella in vitro. J. Mol. Biol., 1974, v,90, N 1, p.169-180.

66. Horiguchi B.T,, Yamaguchi S., Yao K,, Taira T. Genetic analysis of HI the structural gene for fase 1 flagellin in Salmonella. J. Gen. Microbiol., 1975, v.91, N 1, p.139-149.

67. Lino T. Curly flagellar mutants in Salmonella» J. Gen. Microbiol., 1962, V.27, I 1, p.167-175. T

68. Lino T, Genetics and chemistry of bacterialUagella, Bacterid. Rev., 1969, V.33, N 4, p.454-475. 84. lino T. Polarity of flagellar growth in Salmonella. J. Gen. Microbiol., 1969, V.56, N 2, p.227-239. 85. lino T, Assembly of Salmonella flagellin in vitro and in vivo, J. Supr, Struct», 1974, V.2, N 2, p.373-384* 86. lino T, Genetics of structure and function of bacterial flagella. Ann. Hev. Genet., 1977, v.11, N 1, p.161-182.

69. Ikeda Т., Karaite R., Yamaguchi S. Excretion of flagelin b a short flagella mutant of Salmonella t;yphiraurium. J. Bacteriol., 1933, v.153, N 1, p.506-510, 88. van Iterson W., Hoeniger J.P.M,, van Zanten N. Basal bodies of bacterial flagella in Proteus mirabilis. Electron microscopy of sectional material. J. Cell. Biol., 1966, V.31, N 3, p.585-602.

70. Joys T.M., Martin J.P Identification of amino acid changes in serological mutants of the i-flagella antigen of Salmonella typhimurium. Microbios., 1973, v.7, N 25, p.71-73.

71. Joys T.M., Rankis V. The primary structure of the phase-1 flagellar protein of Salmonella typhimuriura. The tryptic peptides. J. Mol. Biol., 1972, v.247, N 16, P.51B0-5193. 94» Kagawa H., Aizav/a S., Asakura S. Transformations in isolated polyhooks. J. Mol. Biol., 1979, v,129, N 2, p.333-336.

72. Kagawa H., Aizawa S., Yamaguchi S., Ishizu J.I. Isolation and characterisation of bacterial flagellar hooka proteins Salmonella and E. coli. J. Bacterid., 1979, V.138, N 1, p.235-240. 93» Kagawa H,, Asakura S., lino T. Serological study of bacterial flagella hooks. J. Bacterid., 1973, v. 113, N 3, p,1474-1481.

73. Kagawa H., Morishita H., Enomoto M. Reconstitution in vitro of flagella filaments onto hook structures attached to bacterial cells. J. Mol, Biol., 19B1, v.153, N 4, p.465-470.

74. Kagawa H., Owaribe K., Asakura S., Tabahashi N. Flagellar hook protein from Salmonella SJ25# J* Bacterid., 1976, v.125, N 1, p.68-73»

75. Kamija R», Asakura S», Yamaguchi S, Formation of helical filaments by copolyraerization of two types of "straight" flagellins. Nature, 1980, v.286, N 5773, p.628-630.

76. Kamija R., Asakura S., Wakabayashi K,, Namba K, Transition of bacterial flagella from helical to straight forms with different subunit arrangment. J. Mol, Biol., 1979, V.131, N 4, p.725-742.

77. Kato S., Aizawa S., Asakura S., Reconstitution in vitro of the flagellar polyhook from Salmonella. J, Mol. Biol., 1982, v,l6l, N 4, p.551-561.

78. Klug A. The design of selfassembly systems of equal units. In "Formation and fate of cell organelles", Ed. K.B. Warren, 1967, p.1-18.

79. Komeda Y., Kutsukake K,, lino T. Difinition of additional flagellar genes in E, coli К

80. Genetics, 1980, v.94, N 2, p.277-290.

81. Komeda Y., Silverman M,, Simon M. Genetic analysis of Escherichia coli K

83. Komeda Y., Silverman M,, Simon M, Identification of the structural gene for the hook subunit protein of B# coli flagella. J. Bacterid., 1978, v.133, N 1, р.3б4-371.

84. Komeda Y», Silverman M., Matsuraura P., Simon M. Genes for the hook-bazal body proteins of the flagella apparatus in E. coli. J. Bacterid., 1978, v.134, N 2, p.655-667.

85. Komeda Y., Suzuki Т., Ishidsu K., lino T. The role of CAMP in flagellation of Salmonella typhimurium, M d Gen. Genet., 1975, v.134, N 2, p.289-295.

86. Kondoh H., Yanagida M. Structure of straight flagella filament from a mutant of E, coli, J. M Q I Biol», 1975, V.96, N 4, p.641-652.

87. Kuroda H, Polymerization of Salmonella, Proteus and Bacilliis flagellin in vitro. Biochira. Biophys, Acta, 1972, v,285, N 1, p.253-267.

88. Kutsukake K., lino Т., Komeda Y,, Yamaguchi S, Functional homology of fla genes between Salmonella typhimurium and Escherichia coli. J. Gen, Genet,, 1980, v.178, и 1, p.59-67.

89. Kutsukake K., Suzuki Т., Yaraaguchi S., lino T. Role of genefla PV on flagellar hook formation in Salmonella typhimurium. J. Bacterid., 1979, v. 140, N 1, р.2б7275.

90. Laemmly I,K. Cleavage of structural protein during the assembly of the head of bacteriophage T

91. Nature, 1970, V.227, N 4258, p.680-685.

92. Lagenaur G, Agabiah N. Caulobacter flagellins. J, Bacterid., 1977. V.132, N 2, p.731-733.

93. Larsen S., Reader R,, Kort E., Tso W-W«, Adler J. Change in direction of flagella rotation is the basis of the cheraotaxis response in E# coli* Nature, 1974, v,249, N 5452, p.74-74»

94. Lawn A.M. Comparison of the flagellins from different flagellar morphot:ypes of E.coli. J. Gen. Microbiol., 1977, V.101, N 1, p.121-130. 117» Lauger G, Ion transport and rotation of bacterial flagella. Nature, 1977, v.268, К 5б15, р.3б0-3б2»

95. Lowri О.Н., Rosenrough N.J., Farr A.L., Randall R.J» Protein measurraent with the Polin phenol reagent. J. Biol. Chera., 1951, v.193, N 1, р.2б5-275« 119. Low:y J., Hanson J. Electron microscope studies of bacterial flagella* J. Mol. Biol., 19б5, v.11, N 2, p.293-313. 96. Macnab R.M. Now do flagella propel bacteria? Trends Biochem. Sci., 1979, 4, N 10-N 13.

97. Macnab R.M., Ornston M.K. Normal-tocurly flagellar transition and their role in bacterial tumbling. Stabilization of an alternative quanternary structure b y mechanical force. J. Mol. Biol.,1977, v.112, N 1, p.1-30.

98. Mallet G.E., Koffler H. Molecular basis of thermal stabilit:y. Bacterid. P r o c 1959, v.VIII, p.39-42.

99. Manson M.D,, Tedesco P., Berg H.C,, Harold P.M., van der Drift С A protonmotive force drives bacterial flagella* Proc. Natl, Acad. Sci. USA, 1977, v.74, N 7, p.3060-3064. 124* Manson M.D., Tedesco P.M., Berg H.C. Energetics of flagellar rotation in bacteria. J. Mol. Biol., 19B0, v.138, N 3, p.541-561.

100. Margossian S.S., Lowe:y S,, Barahdp B. Effect of DTNB light

102. Nakamura K,, Takahashi K., Watanabe S. Myosin and actin from Escherichi coli K12 C6OO. J. Biochem., 197B, v,84, N 6, p,1453-1458.

103. Nakamura K., S,Watanabe. b!yosin-like protein and actinlike protein from Escherichia coli K12C600. J. Biochem,, 1978, V.83, N 5, p.1459-1

105. Parish C.R,, Ada G.L. Cleavage of bacterial flagellins with cyanogen bromide, chemical and physical properties of the protein fragments. Biochem.«J., 1969, V.113, К 3, p.489-500. 106. Patterson- Delofied J., Martinez R.J. A new fla gene in Salmonella typhimurium fla R and its mutant pheno- type superhooks. Arch. Microbiol., 1973» v.90, N 1, p.107-120.

107. Petris D. Ultrastructure of the сШ. wall of E.coli and chemical nature of its constituent layers. J# Ultrastruct. Res., 1967, v.19, N 1, p.45-83. 139* Poglazov B.F. Actin and coordination of metabolic processes. Biochem. Internat., 1983, v.6, N 6, p.757-765.

108. Reid J.C., Walsh M.P., Bert E., Shapiro L. Flagellar hook and basal complex of Caulobacter crescentus. J. Bacterial., 1979, v.138, H 3, p.984-989* 141« Remsen C O Watson S.W., Waterbury J.B., Truper H.G. Fine structure of Ectothiorhodospira mobilis Pelsh. J. Bacterid., 1968, v.95, N 6, p.2374-2392. 109. Eigway H.F., Silverman M., Simon M. Localization of proteins controlling motility and chemotaxis in Escherichia coli, J. Bacterid., 1977, v,132, N 2,

115. Silverman M., Simon M. Characterization of Escherichia coli flagellar mutants that are insensitive to catabelite repression. J Bacterid., 1974, v.120, N 3j p.11961203.

123. Weibull C» Some chemical aind physico-chemical properties of the flagella of Proteus vulgaris,- Biochim. Biophys. Acta, 1948, v.2, Ж 5, p,351-361.

124. Weibull C. Chemical and physico-ohemical properties of the flagella of Proteus vulgaris and Б. subtilis a comparison. Biochim, Biophys. Acta, 1949, v.3, N 5, Pt378386.

125. Yamaguchi s«, lino T#, Moriguchi Т., K.Ohta, Genetic analysis of fla and mot cistrons closely linked to H1 in Salmonella abortusequi and its derivatives. J, Gen, Microbiol., 1972, v,70, I 1, p.59-75. I

126. Zafar R,S., Sodja A, Homology between actin coding and adjacent sequences in widely divergent species, Biochim, Biophys, Res, Gomm, 1983, v.Ill, N 1, p.67-73.