Влияние мезенхимальных стволовых клеток на восстановление периферического нерва после травмы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Карагяур, Максим Николаевич

• Карагяур, Максим Николаевич
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Карагяур, Максим Николаевич

Оглавление

4

ВВЕДЕНИЕ_8

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ_12

Патогенез травматических повреждений нервов_12

Актуальность проблемы_12

Краткий обзор устройства периферической нервной системы млекопитающих_13

Патогенез травматических повреждений нервов_16

Факторы, стимулирующие рост и регенерацию нервных волокон_21

Факторы, определяющие успешную регенерацию периферического нерва_41

Существующие подходы к терапии поврежденных нервов_45

Перспективные подходы к терапии поврежденных нервов_

Мезенхимальные стволовые клетки_53

Характеристика мезенхимальных стволовых клеток_53

Роль МСК в тканях_61

МСК- перспективный материал для клеточной терапии и тканевой инженерии_65

Возможные механизмы, благодаря которым МСК стимулируют регенерацию тканей_68

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ_72

Животиые_72

Культура мезенхимальных стволовых клеток_72

Выделение тотальной РНК_74

Денатурирующий электрофорез РНК в агарозно-формальдегидном геле_

Транскриптомный анализ__76

Модель повреждения периферического нерва_76

Методы оценки эффективности регенерации периферического нерва_78

Оценка восстановления функции двигательных нервных волокон_79

Оценка восстановления проводимости нерва (электрофизиологическое исследование)_80

Оценка восстановления структуры поврежденного нерва (иммунногистохимическое

исс ледо ван ие)_8

Оценка восстановления структуры поврежденного нерва (гистохимическое окрашивание

срезов нерва Судановым черным)_84

Имплантация МСК на поврежденный нерв_85

Получение плазмидной конструкции для экспрессии мозгового фактора роста нервов_87

Выделение плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF_91

Электрофорез генетической конструкции pVaxl-hBDNF в агарозном геле_92

Тестирование полученной плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF_93

Анализ наличия кДНК BDNF в плазмидной конструкции с помощью полимеразной

цепной реакции__93

Анализ эффективности экспрессии плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF в

эукариотических клетках_94

Иммуноферментный анализ кондиционированной среды_94

Доставка плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF в мышцы_95

Анализ эффективности экспрессии BDNF в мышечных волокнах_99

Статистическая обработка данных_99

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ_101

МСК стимулируют функциональное и структурное восстановление поврежденного

периферического нерва___101

МСК экспрессируют факторы роста и компоненты матрикса, необходимые для

роста аксонов, а также компоненты миелина_108

Блокирующие антитела к факторам роста, продуцируемым МСК, подавляют способность МСК стимулировать восстановление функции и структуры

поврежденного периферического нерва___110

Оптимальный метод доставки генетических конструкций в мышечные волокна_120

Вектор pVaxl-hBDNF экспрессируется в эукариотических клетках и мышечных

эксплантах_124

Генетическая конструкция pVaxl-hBDNF содержит кДНК hBDNF_124

Генетическая конструкция pVaxl-hBDNF экспрессируется в клетках линии НЕК293Т_125

Максимально эффективная экспрессия hBDNF в мышечных волокнах может быть

достигнута инъекцией 200 мкг pVaxl-hBDNF_126

Максимально эффективное восстановление структуры и функции поврежденного

нерва наблюдается после инъекции 200 мкг pVaxl-hBDNF_127

Генетическая конструкция pVaxl-BDNF стимулирует восстановление функции и структуры периферического нерва после травмы_132

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЯ_136

ВЫВОДЫ_146

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ_148

Список сокращений АТФ- аденозинтрифосфат ЖТ- жировая ткань ИФА- иммуноферментный анализ КМ- костный мозг

ММП- матриксные металлопротеиназы мВ- милливольт мс- миллисекунда

МСК- мезенхимальные стволовые клетки ПНС- периферическая нервная система СПДН- суммарный потенциал действия нерва ЦНС- центральная нервная система ЭБС- эмбриональная бычья сыворотка ЭДТА- этилендиаминтетрауксусная кислота Allt- annexin А-2, аннексии А-2 Art- artemin, артемин

BDNF- brain-derived neurotrophic factor, мозговой фактор роста нервов CD- cluster of differentiation, кластер дифференцировки CNTF, CNTFR- Ciliary neurotrophic factor, Ciliary neurotrophic factor Receptor, ресничатый нейротрофический фактор, рецептор ресничатого нейротрофического фактора

DAPI- 4',6-diamidino-2-phenylindole, 4',6-диамидино-2-фенилиндол DCC- Deleted in Colorectal Cancer

DMEM- Dulbecco's Modified Eagle Medium, среда Игла, модифицированная Дульбекко

EGF- Epidermal growth factor, эпидермальный фактор роста ELISA- Enzyme-Linked Immunosorbent Assay, иммуноферментный анализ erk- extracellular signal-regulated kinases, киназы, регулируемые внеклеточными сигналами

FGF, FGFR- Fibroblast growth factor, Fibroblast growth factor Receptor, фактор роста фибробластов, рецептор фактора роста фибробластов

Flk-1- fetal liver kinase-1, киназа фетальной печени-1, рецептор фактора роста сосудистого эндотелия

FIt-1, -4- fms-liketyrosine kinase-1, -4, рецептор фактора роста сосудистого эндотелия

fMLP- Formyl-Methionyl-Leucyl-Phenylalanine

GDNF- Glial cell line-derived neurotrophic factor, глиальный фактор роста нервов

GFR- Growth factors- reduced

GFRa- Glial cell line-derived neurotrophic factor family Receptor-a, a-рецептор для семейства глиальных факторов роста нервов GMF-P- Glia maturation factor, фактор созревания глии-р GPÏ- glycosylphosphatidylinositol, гликозилфосфатидилинозитол HGF, HGFR- Hepatocyte growth factor, Hepatocyte growth factor Receptor, фактор роста гепатоцитов, рецептор фактора роста гепатоцитов

HUVEC- Human Umbilical Vein Endothelial Cells, эндотелиоциты пуповинной крови человека

ICAM-1- Inter-Cellular Adhesion Molecule-1, молекула межклеточной адгезии

IGF-I- Insulin-like growth factor-I, фактор роста, подобный инсулину

JAK- Janus kinase

JNK- Jun N-terminal Kinase

LIF, LIFR- Leukemia inhibitory factor, Leukemia inhibitory factor Receptor, подавляющий лейкемию фактор, рецептор фактора, подавляющего лейкемию LRP- LDL receptor-related protein

MAG- Myelin Associated Glycoprotein, гликопротеин, ассоциированный с миелином

МАРК- mitogen-activated protein kinase, киназа, активируемая митогенами

MBP- Myelin basic protein, основной белок миелина NCAM- Neural cell adhesion molecule, молекула адгезии нервной ткани NENF- Neuron-derived neurotrophic factor, фактор роста нервов, выделенный из нейронов

NF200- neurofilament-200

NGF- nerve growth factor, фактор роста нервов

NP-1, -2- neuropilin-1, -2, нейропилин-1, -2

NT-3, -4/5- neurotrophine-3, -4/5, нейротрофин-3, -4/5

Omgp- Oligodendrocyte myelin glycoprotein, гликопротеин миелина олигодендроцитов

OSMR- oncostatin M receptor, рецептор онкостатина М PAI-1- plasminogen activators inhibitor-1, ингибитор активаторов плазминогена

PAs- plasminogen activators, активаторы плазминогена PAR-1- Protease-activated receptor, рецептор, активируемый протеазами PCNA- Proliferating cell nuclear antigen, ядерный антиген пролиферирующих клеток

PDGF, PDGFR- Platelet-derived growth factor, Platelet-derived growth factor Receptor, фактор роста, выделенный из тромбоцитов, рецептор фактора роста, выделенного из тромбоцитов

PFI- peroneal functional index, функциональный инекс малоберцового нерва

PI3K- Phosphoinositide З-kinase, фосфоинозитол-3-киназа

PLC-y- phospholipase С-у, фосфолипаза С-у

PNT-1- Panneurotrophin-1, паннейротрофин-1

ras- RAt Sarcoma

Robo- Roundabout

STAT- Signal Transducers and Activators of Transcription, активаторы транскрипции и проводники сигнала

Sema3A- Semaphorin ЗА, семафорин ЗА

TGF-a, TGF-ß- Transforming growth factor-a, -ß, трансформирующий фактор роста -a, -ß

trkA, В, С- tropomyosin-receptor-kinase А, В, С tPA- tissue plasminogen activator, тканевой активатор плазминогена uPA- urokinase plasminogen activator, урокиназный активатор плазминогена uPAR- urokinase plasminogen activator receptor, рецептор урокиназного активатора плазминогена

VCAM-1- Vascular cell adhesion protein-1, молекула адгезии клеток сосудов VEGF- Vascular endothelial growth factor, фактор роста эндотелия сосудов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние мезенхимальных стволовых клеток на восстановление периферического нерва после травмы»

ВВЕДЕНИЕ

Изучение регенерации тканей у человека и, в частности, механизмов восстановления периферических нервов после травмы, остается актуальной задачей биологии и медицины. Данные последних лет позволяют утверждать, что регенерация тканей человека и животных во многом опосредована активностью стволовых клеток (Bell DR, 2004; Dorshkind К, 2009; Jones DL, 2011). Помимо тканеспецифичных стволовых клеток, по-видимому, существенный вклад в процесс регенерации тканей вносят мезенхимальные стволовые клетки. Благодаря локализации в периваскулярном пространстве крупных и мелких сосудов мезенхимальные стволовые клетки могут быть обнаружены в стромально-сосудистом компоненте множества органов и тканей. Первоначально они были идентифицированы в строме костного мозга, однако уже в 2002 году они были найдены в строме жировой ткани группой Zuk PA (Zuk РА; 2002). И с тех пор были получены многочисленные сведения о существовании МСК в тех или иных органах.

Несмотря на широкую распространенность в организме, именно МСК жировой ткани представляют наибольший интерес для клеточной терапии и тканевой инженерии. Это связано с относительной доступностью жировой ткани, легкостью ее получения и потенциально большим содержанием в ней МСК (Madonna R, 2009; Izadpanah R, 2006; Mohammadi R, 2011a). С момента открытия МСК в ЖТ были определены их маркерные антигены, культуральные и дифференцировочные свойства. Более того, оказалось, что МСК из жировой ткани подобно МСК, полученным из других источников, способны стимулировать восстановление многих органов и тканей. Так, МСК жировой ткани способствуют замещению костных и хрящевых дефектов (Tapp Н, 2009; Zuk РА, 2010; Мао JJ, 2006), стимулируют неоангиогенез (Ефименко АЮ, 2010) и восстановление миокарда (Gimble JM, 2007), а также заживление раневых дефектов и язв (Riordan NH, 2009; Natesan S, 2011; Morikuni Tobita, 2011; Kim WS, 2009). Также стало известно, что МСК жировой ткани способны

стимулировать восстановление спинного мозга, улучшать общее состояние при сахарном диабете и повреждениях печени; замедлять развитие болезни Хантингтона и тормозить реакцию отторжения трансплантата (Zuk РА, 2010). В некоторых областях медицины исследование возможности применения МСК жировой ткани достигло уже уровня клинических испытаний: стимуляция ангиогенеза (Efimenko AY, 2011) и терапия болезни Крона (Zuk РА, 2010).

Ранее нашей исследовательской группой также было показано, что мезенхимальные стволовые клетки из жировой ткани стимулируют неоангиогенез (Rubina К, 2009). Так, на моделях ишемии конечностей и миокарда у животных было показано, что локальное и системное введение МСК жировой ткани способствует увеличению количества сосудов в тканях с нарушенным кровоснабжением и улучшению перфузии тканей кровью (Парфенова, 2006; Rehman, 2004; Miyahara, 2006; Nakagami, 2006; Gimble, 2007; Zhang, 2007; Cai, 2009; Kondo, 2009). Как оказалось, восстановление кровотока в ишемизированной ткани при трансплантации МСК жировой ткани обусловлено несколькими механизмами: продукцией широкого спектра ангиогенных факторов (Rehman, 2004; Gimble, 2007; Kondo, 2009; Rubina, 2009; Madonna, 2010), активаторов плазминогена и матриксных протеаз (Kachgal, 2011), а также способностью МСК стабилизировать вновь образованные сосуды, выполняя функцию перицитов (Miranville, 2004; Planat-Benard, 2004; Miyahara, 2006; Sumi, 2007). Восстановление кровообращения в свою очередь обеспечивает трофику регенерирующей ткани и стимулирует ее репарацию.

В ходе исследования свойств МСК жировой ткани оказалось, что помимо упомянутых факторов роста и биологически активных молекул они способны продуцировать нейротрофические факторы, такие как фактор роста нервов (NGF), мозговой фактор роста нервов (BDNF), глиальный фактор роста нервов (GDNF) и фактор, ингибирующий лейкемию (LIF) (Pittenger MF, 2004; Traktuev DO, 2008а; Jing D, 2010; Kucerova L, 2007; Frenette PS, 2009; Carlson S, 2011). Более того, МСК способны не только продуцировать нейротрофические

факторы, но также стимулируют рост нервных волокон. Так, Лопатиной Т.В. было показано, что МСК, трансплантированные в GFR Matrigel™ под кожу экспериментальному животному, стимулируют прорастание из окружающих тканей в имплант нервных окончаний (Lopatina Т, 2011).

Эти данные позволили нам предположить, что МСК из жировой ткани способны стимулировать регенерацию нервной ткани. В пользу этого предположения свидетельствовали' и литературные данные о сходстве в строении, развитии, функционировании и регенерации кровеносной, и нервной систем (Serini G & Bussolino F, 2004). Так, авторы указывают на тот факт, что навигация аксона и переднего края растущего сосуда осуществляется сходным образом (Eichmann А, 2005; Dontchev VD & Letourneau PC, 2003; Serini G & Bussolino F, 2004; Autiero V, 2005). Более того, кровеносная и нервная системы похожим образом реагируют на одни и те же факторы роста и навигационные молекулы (bFGF, VEGF, IGF-I и TGF-ct) (Louissaint, А, 2002; Leventhal, С, 1999), а в процессах их регенерации задействованы одни и те же факторы роста. Так, VEGF является не только ангиогенным фактором, но и обладает нейротрофическим эффектом (Caporali А & Emanueli С, 2009), а общеизвестный нейротрофин BDNF стабилизирует вновь образующиеся сосуды и играет важную в роль в закладке сердца у эмбриона (Caporali А & Emanueli С, 2009). Более того, уже установлено, что между кровеносной и нервной системой существуют тесные взаимоотношения, т.е. эндотелиоциты и гладкомышечные клетки сосудов продуцируют артемин и BDNF, осуществляя трофику и стимулируя рост симпатических нервных волокон, а нервные окончания и шванновские клетки, продуцируя VEGF, осуществляют трофику сосудов (рис. 1) (Serini G & Bussolino F, 2004).

Таким образом, можно предположить, что МСК жировой ткани, синтезируя ангиогенные (VEGF, HGF, P1GF, PDGF) и нейротрофические (NGF, BDNF, GDNF, LIF) факторы, стимулируя ангиогенез и обеспечивая реперфузию области повреждения, способны стимулировать восстановление

периферических нервов после травмы (Pittenger MF, 2004; Traktuev DO, 2008а; Jing D, 2010; Kucerova L, 2007; Frenette PS, 2009; Carlson S, 2011).

В ходе работы нами было получено экспериментальное подтверждение этой гипотезы. Почти одновременно с нами схожие результаты были получены и зарубежными учеными (Mohammadi R, 2011а; Santiago LY, 2009; Erba Р, 2010а; Liu G, 2011). Однако механизм стимулирующего влияния МСК на восстановление нерва эти работы не прояснили. В литературе существует точка зрения, что регенеративный потенциал МСК обусловлен в основном их паракринной активностью, но некоторые авторы предполагают, что МСК способны к дифференцировке в функциональные клетки паренхимы. Для прояснения механизмов стимулирующего влияния МСК нами была проведена данная исследовательская работа. Исследование этих механизмов позволит понять, каким образом можно ускорить и сделать более полноценным процесс восстановления травмированного нерва и какую роль в этом могут сыграть МСК.

Таким образом, целью данной работы являлось исследование механизмов влияния мезенхимальных стволовых клеток, полученных из жировой ткани, на восстановление периферического нерва после травмы.

Для достижения этой цели были сформулированы следующие экспериментальные задачи:

1. Проанализировать влияние мезенхимальных стволовых клеток, выделенных из жировой ткани (МСК), на восстановление периферического нерва после травмы.

2. Идентифицировать факторы, участвующие в процессах репарации нервной ткани под влиянием МСК.

3. Разработать генетическую конструкцию, кодирующую один из ключевых факторов роста, и оценить ее влияние на восстановление поврежденного нерва.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Патогенез травматических повреждений нервов

Актуальность проблемы

Травматические повреждения нервных стволов и сплетений являются самой частой причиной временной и стойкой утраты трудоспособности (Одинак ММ и Живолупов СА, 2009; Шевелев ИН, 2005). Это связано с важностью функций, которые позволяет осуществлять периферическая нервная система (ПНС) в организме. Повреждение нервных сплетений и стволов с большой вероятностью приводит к нарушению или утрате этих функций, а ограниченная способность нервной ткани к регенерации после повреждения препятствует их полноценному восстановлению. Так, было показано, что травма плечевого сплетения влечет за собой инвалидизацию субъекта в 75% случаев (Шевелев ИН, 2005).

Травматические повреждения периферической нервной системы встречаются не только в военное время, но и в мирное. Самой частой их причиной в мирное время являются аварии на мотоциклах и снегоходах (41%), за ними следуют автоаварии (28%), индустриальная травма (10%) и падение с высоты (11%) (Шевелев ИН, 2005).

Существующие подходы к терапии поврежденных нервных стволов позволяют добиваться значимых успехов лишь в регенерации легко травмированных периферических нервов. Перед тяжелыми, застарелыми или сочетанными травмами периферических нервов и нервных сплетений существующие терапевтические подходы бессильны. Причины неэффективности существующих подходов к терапии травматических повреждений периферических нервов и причины неэффективности спонтанной регенерации у человека будут рассмотрены далее.

Отсутствие действенных способов стимуляции восстановления поврежденных периферических нервов подталкивает к необходимости поиска новых подходов в терапии повреждений ПНС.

Нерв

■ ГМК перициты • - эндотелиоциты

BDNF артемин

Sema ЗА

Кровеносный сосуд

- нервное окончание

Рисунок 1. Трофические взаимоотношения между периферическими нервами и кровеносными сосудами. Нервные окончания и шванновские клетки продуцируют УЕОБ, а гладкомышечные клетки сосудов и эндотелиоциты - ЕЮ^ и артемин.

Краткий обзор устройства периферической нервной системы млекопитающих

Для того чтобы сделать описание механизмов повреждения и регенерации периферической нервов более понятным, необходимо вкратце осветить их строение.

Клетки нервной ткани можно разделить на собственно нервные клетки (нейроны) и клетки глии. Особенностью строения нервных клеток является наличие у них длинных отростков: аксона и дендритов. Тела нейронов

расположены в центральной нервной системе: головном или спинном мозге, в ганглиях (чувствительные и симпатические нейроны) или в ядрах (моторные нейроны черепных нервов). Их отростки, необходимые для интеграции нервных клеток и функционирования нервной системы, могут достигать колоссальных размеров по сравнению с телом самого нейрона. Длина отростков нервных клеток у взрослого человека может достигать более одного метра. Питание и поддержку функции таких удаленных от тела клетки нервных проводников, осуществляют клетки глии. В периферической нервной системе их роль выполняют шванновские клетки. Дупликатурой своих мембран эти клетки окутывают аксоны и дендриты, изолируют их друг от друга, питают, регулируют концентрации ионов во внеклеточной среде и обеспечивают быстрое, сальтаторное проведение нервного импульса. Контакт клеток-сателлитов с мембраной нервного волокна, опосредуется рядом поверхностных белков этих клеток (например, Nogo-66, MAG, Omgp, рецепторы нейрегулинов erbB2 и егЬВЗ (Barres В А, 1999)) и мембранными рецепторами нервных волокон (например, рецепторный комплекс NgR-p75 (Kwon ВК, 2002) и GPI-заякоренный белок Т-кадгерин (Fredette В J, 1994), нейрегулины (Barres В А, 1999)). Этот контакт нейронов с сателлитными клетками препятствует росту, ветвлению нервного волокна и способствует поддержанию миелинизирующего фенотипа шванновских клеток.

Комплекс аксона и шванновской клетки покрыт базальной мембраной, состоящей в основном из ламинина (Einheber S, 1995; Chen ZL, 2003). Периферические нервы интесивно кровоснабжаются. Наружная система кровоснабжения нерва формируется вокруг эпиневрия артериями' и венами, отходящими от магистральных сосудов. Внутренняя система кровоснабжения представлена артериолами, венулами, прекапиллярами и капиллярами, образующими широкую сеть анастомозов в продольном, поперечном и косом направлении (рис. 2). Пучки нервных волокон отделены от кровеносных сосудов гематоневральным барьером, обеспечивающим их защиту и питание.

Сосудистое сплетение в эпиневрии

Сосуды эндоневрия

Рисунок 2. Кровоснабжение периферических нервов. Пояснения в тексте.

В физиологических условиях шванновские клетки и органы-мишени (мышцы, сосуды) синтезируют белковые молекулы- нейротрофины (nerve growth factor (NGF), brain-derived neurotrophic factor (BDNF), glial cell line-derived neurotrophic factor (GDNF)), которые ретроградным аксональным транспортом по нервным волокнам поступают в тело нейрона. Там они регулируют экспрессию определенных паттернов генов, поддерживая тем самым выживание и функционирование нейрона. В то же время и нейроны осуществляют трофику шванновских клеток и органов-мишеней (рис. 3). Так денервация ткани приводит к ее атрофии, однако механизм трофики тканей периферическими нервами не исследован.

чувствительный нейрон

ВОЫР. \ZEGF, \GF-i,

Н6Р кожа

мотонейрон

плейотрофин

нейромедиаторы

Рисунок 3. Реципрокиые трофические взаимоотношения нервных волокон ПНС и органов-мишеней. Черными стрелками показано направление движения потенциалов действия, а красными - направление движения трофических сигналов.

Патогенез травматических повреждений нервов

Травматические повреждения нервов по тяжести повреждения были разделены Сэддоном (8ес!с1оп Н, 1943) на:

а) Невротмезис- полное или частичное нарушение анатомической целостности нерва- невротмезис. Для данного типа повреждения характерны валлеровская дегенерация дистального отрезка нерва, фиброз нерва и нарушение гемато-неврального барьера. Процесс восстановления утраченных функций отличается медленным течением регенераторного спрутинга и определяется, прежде всего, уровнем повреждения нерва или сплетения. В функциональном плане характерны выраженный моторный и сенсорный дефицит и неблагоприятный прогноз. Без хирургического сопоставления концов нерва восстановление невозможно.

б) Аксонотмезис- повреждение нервного ствола, сопровождающееся разрывом аксонов при сохранности соединительнотканных оболочек нерва.

При данном типе повреждения характерны аксональная атрофия части интактных нервных волокон, валлеровская дегенерация прерванных нервных волокон, нарушение гемато-неврального барьера, фиброз нерва. В функциональном плане характерны моторный и сенсорный дефицит и относительно благоприятный прогноз.

в) Неврапраксия- блокада невральной проводимости при интактности осевых цилиндров. Возникает при травмирующих воздействиях малой интенсивности (компрессия, ишемия). Причиной, по-видимому, является многоочаговая демиелинизация и атрофия аксона дистальнее места компрессии вследствие длительного нарушения аксонального транспорта. Неврапраксии характеризуются обратимыми двигательными, чувствительными и вегетативо-трофическими расстройствами, процессы регенерации протекают быстро и ярко.

При повреждении нервных волокон по типу невротмезиса или аксонотмезиса нервные клетки лишаются основной нейротрофической поддержки, в результате чего часть из них гибнет. Нейроны, пережившие повреждение, запускают экспрессию генов репарации (гены факторов транскрипции, белков цитоскелета, молекулярных «моторов», молекул клеточной адгезии и навигации конуса роста, трофических факторов и их рецепторов) (Goldberg JL, 2003). Изменения наблюдаются не. только в поврежденном нейроне, но и в нейроне, являющимся пресинаптическим по отношению к поврежденному.

Шванновские клетки, расположенные дистальнее места повреждения, претерпевают трансформацию из миелинизирующего фенотипа в премиелинизирующий (пролиферирующий). Изменяется паттерн экспрессии их генов: увеличивается экспрессия NGF (фактора роста нервов), рецептора р75, Glia Maturation Factor-p (GMF- p), и молекул клеточной адгезии NCAM и LI, а экспрессия белков миелина (миелин-ассоциированный белок (myelin-associated glycoprotein-MAG), основной белок миелина (myelin basic protein-MBP), Р0 и

РМР22) уменьшается (Bolin LM, 1993). Часть шванновских клеток премиелинизирующего фенотипа подвергается апоптозу (через активацию рецептора р75 (Khursigara G, 2001)). Оставшиеся в живых шванновские клетки разрушают и фагоцитируют деградирующий миелин (чтобы затем использовать его для ремиелинизации (Kidd G, 1996)), пролиферируют и мигрируют в область повреждения (Einheber S, 1995).

Мигрирующие из проксимального конца нерва шванновские клетки выстраиваются по ходу освободившихся эндоневральных каналов дистальной части нерва, формируя в комплексе с поверхностью базальной мембраны ленты Бюнгнера (Taniuchi М, 1988), и начинают активно экспрессировать соответствующие факторы роста, привлекая тем самым в освободившийся соединительнотканный чехол уцелевшие волокна проксимального отрезка поврежденного нерва. Причем спектр секретируемых нейротрофических факторов определяется фенотипом шванновской клетки. Оказалось, что фенотип шванновской клетки определяется типом аксона, с которым она была связана. Поскольку разные типы нейронов нуждаются для выживания в разных нейротрофинах, то и паттерны экспрессии генов шванновских клеток из чувствительного и моторного нервов отличаются. Так в поврежденном чувствительном (кожном) нерве активно экспрессируются мРНК NGF, BDNF, VEGF, HGF (hepatocyte growth factor), IGF-I (insulin-like growth factor-1), а в поврежденном двигательном нерве- плейотрофин (pleiotrophin) и GDNF (Einheber S, 1995; Hoke A, 2006).

Совокупность изменений в проксимальном и дистальном отрезках поврежденного нерва: изменение фенотипа шванновских клеток, фрагментация и фагоцитоз погибших аксонов и миелина, дегенерация волокон проксимального отрезка нерва- получила название Уоллеровской или Валлеровской дегенерации (Wallerian degeneration) (Waller А, 1851).

После завершения процесса Валлеровской дегенерации выжившие нейроны начинают восстанавливать свои нервные отростки. В отличие от ЦНС

нейроны периферической нервной системы с возрастом не утрачивают способность к регенерации аксонов. Разные типы нейронов регенерируют с врожденной, присущей им скоростью (чувствительные нейриты прорастают к своей мишени со скоростью, не превышающей 0,5-1 мм/сутки).

Для реиннервации органа-мишени важен именно направленный рост нейрита. Ключевую роль в навигации нейрита играет высокоподвижная структура, расположенная на его кончике, названная конусом роста. Эта часть нейрита, выпуская филоподии и ламеллоподии, исследует окружающее пространство, обнаруживая факторы, управляющие навигацией. Как правило, повышенная экспрессия нейротрофических факторов шванновскими клетками в поврежденном нерве сопровождается увеличением уровня экспрессии соответствующих рецепторов на конусе роста регенерирующего волокна. Также конус роста имеет свою собственную систему трансляции, которая необходима для его постоянной ресенситизации к навигационным молекулам и трофическим факторам (Goldberg JL, 2003).

Элонгация аксона зависит от баланса антероградной полимеризации и ретроградной ретракции актиновых филаментов (блок активности миозина приводит к элонгации филоподий). Сигнал о свершившейся адгезии мембраны конуса роста, переданный на актиновый цитоскелет, считается достаточным, чтобы преодолеть ретракцию: начинается полимеризация микротрубочек и актиновых филаментов (Goldberg JL, 2003). В процессы перестройки актинового цитоскелета вовлечены члены семейства малых ГТФаз- в первую очередь Rae, Cdc42 и Rho (Autiero М, 2005). Предпочтительным субстратом для роста аксонов является базальная мембрана эндоневрия (ламинин, фибронектин), в то время как протеогликаны периневрия, а также фибрин являются репеллентами для нейритов (Nicholls JG, 2003).

По мере роста нейрита шванновские клетки вступают с ним в контакт- по-видимому, это служит сигналом к миелинизации. Шванновские клетки переходят из пролиферирующего фенотипа в миелинизирующий (повышается

экспрессия белков миелина). Они охватывают нейрит дупликатурой мембраны и накручиваются на него, формируя миелин и ламининовую базальную мембрану эндоневрия (Perlin JR, 2007; Baumann N, 2001; Bolin LM, 1993; Einheber S, 1995; Barres BA, 1999).

Возможным механизмом запуска миелинизации является контактная активация шванновской клетки аксоном, либо через нейрегулины (нейрегулин-1 типа 3 (Simons M, 2006)), либо через снижение экспрессии TGF-ßl (предотвращает возврат шванновской клетки в миелинизирующий фенотип (Einheber S, 1995)). В свою очередь шванновские клетки запускают формирование в миелинизируемых аксонах функциональных доменов, таких как перехваты Ранвье (Perlin JR, 2007).

Когда нерв полностью разорван, в область разрыва мигрируют фибробласты, продуцирующие соединительную ткань (рубец). Зачастую гиперактивность фибробластов приводит к избыточному отложению соединительной ткани в эндоневральных каналах, что в высокой степени препятствует правильной навигации аксонов. Неорганизованная соединительная ткань рубца заставляет аксоны ветвиться и направляет их в другом направлении (McCaig CD, 1986).

На протяжении всей Валлеровской дегенерации и элонгации нейрита орган-мишень остается денервированным. Мышечные волокна, утратившие иннервацию, приобретают фенотип МНС2Ь быстрых мышечных волокон, атрофируются и теряют в массе (Sterne GD, 1997). Рецепторы к ацетилхолину перераспределяются из области бывшего синапса по всей поверхности мышечного волокна- в результате мышца становится более чувствительной к ацетилхолину. В денервированных мышечных волокнах наблюдается усиленная экспрессия нейротрофических факторов (Nicholls JG, 2003).

Достижение нейритом мышечного волокна запускает переход нейрона из состояния роста в состояние синаптогенеза. Это проявляется в ограничении роста аксона и созревании пресинапса. На постсинаптической мембране в месте

нового синапса концентрируются ацетилхолиновые рецепторы. В мышце уменьшается экспрессия нейротрофических факторов и происходит их концентрация в области вновь сформированной концевой пластинки. Совокупность перечисленных процессов способствует установлению стабильного контакта пре- и постсинаптических мембран. Если же рост аксона не останавливается при достижении мышечного волокна (например, при длительной аппликации нейротрофинов), то аксон прорастает мышечное волокно насквозь (Peng НВ, 2003).

После реиннервации мышцы вновь происходит разделение мышечных волокон на быстрые и медленные, и восстанавливается мышечная масса (Sterne GD, 1997). В оптимальных условиях нервные волокна устанавливают контакт с органом-мишенью с настолько высокой точностью, что концевая пластинка формируется в том же месте, где она была до повреждения. Было установлено, что такая высокая степень точности обеспечивается белком агрином, который синтезируется мотонейронами и транспортируется антероградным аксональным транспортом в синаптическую щель. После высвобождения агрин становится частью синаптической базальной мембраны, где участвует в созревании развивающихся и регенерирующих нервно-мышечных соединений (Nicholls JG, 2003).

Нейроны, не установившие контакт с органом-мишенью, олигодендроциты и шванновские клетки, не связанные с аксоном, уходят в апоптоз; а незадействованные коллатерали аксонов- редуцируются. Предположительно в основе этого процесса лежит борьба за ограниченное количество нейротрофических факторов (Grinspan JB, 1996).

Факторы, стимулирующие рост и регенерацию нервных волокон

Выживание и регенерация нейронов, навигация нейритов и их миелинизация обеспечиваются нейротрофическими и навигационными молекулами. Многие из них стимулируют регенерацию поврежденных нервных волокон, другие- подавляют регенерацию. Факторы, влияющие на рост и

регенерацию нервных волокон, можно разделить на 5 основных групп (см. табл.1).

Таблица 1. Основные факторы, оказывающие влияние на рост и регенерацию нервных

волокон.

Группа Представители Функции

Нейротрофические факторы Фактор роста нервов (Nerve Growth Factor, NGF) Нейротрофический фактор мозга (Brain-Derived Neurotrophic Factor, BDNF) Нейротрофин-3 (Neurotrophin-3, NT-3) Нейротрофин-4/5 (Neurotrophin-4/5, NT-4/5) Глиальный нейротрофический фактор (Glial-Derived Neurotrophic Factor, GDNF) Артемин (Artemin, ART) Цилиарный нейротрофический фактор (Ciliary Neurotrophic Factor, CNTF) стимулируют выживание нейронов, рост нейритов, пролиферацию шванновских клеток, стимулируют ангиогенез

Факторы роста Фактор роста фибробластов (Fibroblast Growth Factor, FGF) Эпидермальный ростовой фактор (Epidermal Growth Factor, EGF) Нейрегулины (Neuregulins, NRG) Трансформирующий фактор роста- a (Transforming growth factor-a, TGF-a) Инсулино-подобный ростовой фактор-1 (Insulinlike Growth Factor-I, IGF-I) Факторы роста эндотелия сосудов (Vascular Endothelial Growth Factor-А, -В, -C, -D; VEGF, -А, -В, -C, -D) Интерлейкины (Interleukins) стимулируют выживание нейронов, рост нейритов, пролиферацию шванновских клеток, управляют навигацией нейритов и миелинизацией

Регуляторы роста нейритов и навигационные молекулы Семафорины (Semaphorines) Нетрин-l (Netrin-1) Эфрины (Ephrins) Т-кадгерин (T-cadherin) белки Slit Нейротрансмиттеры навигация нейритов, регуляция их роста

Молекулы внеклеточного матрикса Ламинин (Laminin) Фибронектин Хондроитин сульфат (Chondroitin Sulphate Proteoglycans) Фибрин (Fibrin) служат матриксом для роста аксонов и миграции клеток, управляют навигацией нейритов

Ферменты Плазмин (Plasmin) Урокиназный активатор плазминогена (Urokinase Plasminogen Activator, uPA) Трипсин, Тромбин Матриксные металлопротеиназы (Matrix Metalloproteinase) деградация внеклеточного матрикса, активация факторов роста, навигация нейритов

Группа нейротрофических факторов включает в себя 3 основных семейства нейротрофических факторов: нейротрофинов, глиальных нейротрофических факторов и нейропоэтических цитокинов. Эти семейства играют ключевую роль в развитии, пластичности и сохранении структур центральной и периферической нервных систем (Kust ВМ, 2002; Pehar М, 2004; James L, 1998; Spires TL, 2004). Через небольшое время после повреждения периферического нерва их экспрессия в периферической нервной системе многократно возрастает, что свидетельствует об их важной роли и в процессе восстановления периферической нервной системы.

Семейство нейротрофинов включает в себя секреторные гомодимерные белки с высококонсервативной среди млекопитающих первичной структурой, действующие ауто- и паракринно. Секретируются в виде незрелых форм, которые затем подвергаются процессингу (Гомазков OA, 2006). У млекопитающих было обнаружено 4 представителя данного семейства: фактор роста нервов (NGF), мозговой фактор роста нервов (BDNF), нейротрофины -3 и -4/5 (NT-3, NT-4/5) (Gordon Boyd J, 2003; Götz R, 1994; Lai КО, 1998). Они экспрессируется эпителиоцитами, фибробластами, лимфоцитами, макрофагами, шванновскими клетками и нейронами. Представители данного семейства связываются с двумя типами трансмембранных рецепторов: рецепторами trk (tropomyosin receptor kinase) и рецептором р75. У млекопитающих был идентифицировано 3 типа рецепторов trk: trkA (связывается преимущественно с NGF), trkB (с BDNF, NT4/5), trkC (с NT3) (Bibel М, 2000). Связывание нейротрофина с рецептором trk вызывает димеризацию рецептора и последующую активацию ras/erk, PI3K, SNT и PLC-y сигнальных путей (Bibel М, 2000). За активацией рецептора следует его интернализация в комплексе с лигандом. При этом в процессе транспортировки ретроградным транспортом рецептор trk продолжает сигнализировать (Goldberg JL, 2003; Butowt R, 2001). Связывание нейротрофина с «альтернативным рецептором» р75 (более низкая аффинность к нейротрофинам, чем у trk) активирует сфингомиелиназу с

образованием проапоптогенного церамида. Незрелые нейротрофины обладают большим сродством к р75, чем к trk, и, следовательно, могут вызвать апоптоз (Гомазков OA, 2006). Это может происходить в отсутствие высокоаффинного рецептора trk или же при избытке лиганда. Точная функция р75 неизвестна, но предполагают, что р75 депонирует избыток нейротрофинов и обеспечивает их более эффективное взаимодействие с рецептором trk (Ryden М, 1997; McPhee I J, 1997; Benedetti M, 1993; Ryden M, 1997; Esposito D, 2001). Помимо этого известно, что свободный р75 перманентно активирует малую ГТФазу Rho. Когда же с рецептором р75 связывается нейротрофин, активация Rho прекращается, что делает возможным перестройку цитоскелета и как следствие миграцию или рост нейрита.

Представители семейства глиальных нейротрофических факторов, как и нейротрофины, являются секреторными гомодимерными белками. На сегодняшний день у млекопитающих обнаружено 4 представителя данного семейства. Основными из них являются глиальный нейротрофический фактор (GDNF) и артемин (Art). В организме животных экспрессируются в органе-мишени, в шванновских клетках и в некоторых внутренних органах (сердце, почках, семенниках). Глиальные нейротрофические факторы сигнализируют через комплекс GPI-заякоренного рецептора (GFRal-4) и димера общей сигнальной субъединицы- ret. Субъединица ret представляет собой тирозинкиназный рецептор. Каждый GFRa обладает высокой степенью аффинности к соответствующему представителю семейства GDNF: GFRa 1-к GDNF, GFRa3-ART. Связывание лиганда с GFRa вызывает миграцию в область GPI-якоря 2 ret-субъединиц с последующей их димеризацией. Димеризация ret-субъединиц способна активировать PLC-y, PI3K и ras/erk сигнальные каскады. Помимо этого известно о существовании ret-независимых путей сигнализации. Предполагают, что GFRa передает сигнал внутрь клетки через активацию киназ семейства src и последующее повышение внутриклеточного Са2+ (Gordon Boyd J, 2003). Также GDNF может взаимодействует с рецепторным комплексом

GFRa-NCAM-GFRa, что активирует киназы Fak и Fyn (Sariola H, 2003). Помимо этого была показана возможность сигнализации через рецептор для HGF (Met сигнализация) (Sariola H, 2003). Через этот сигнальный путь члены семейства глиального нейротрофического фактора стимулируют миграцию и пролиферацию шванновских клеток (Gordon Boyd J, 2003; Sariola H, 2003).

Представители семейства нейропоэтических цитокинов являются секреторными мономерными белками, состоящими из а-спиралей (только CNTF является димером). Они высвобождающиеся при повреждении клетки. Данное семейство насчитывают 8 представителей. «Родоначальником» подсемейства является цилиарный нейротрофический фактор (CNTF) (Gordon Boyd J, 2003). Представители данного семейства экспрессируются в нейронах, олигодендроцитах, астроцитах, шванновских клетках, фибробластах, лейкоцитах, жировых клетках, гепатоцитах, остеобластах, миобластах, почечном, легочном эпителии, эмбриональных стволовых клетках (Гомазков OA, 2006). Нейропоэтические цитокины сигнализируют через рецепторный комплекс лиганд-связывающей субъединицы (IL-6R и CNTFR) и сигнальной субъединицы (gpl30, LIFR и OSMR). CNTFR является GPI-связанным (Gordon Boyd J, 2003). Связывание цитокина лиганд-связывающей субъединицей приводит к рекрутингу (вовлечению) в процесс сигнальной субъединицы с последующей ее гомо- или гетеродимеризацией. Для сигнализации нейропоэтические цитокины используют ras/erk, PI3K и JAK-STAT сигнальные пути (JAK-STAT- Janus kinase (JAK)-signal transducers and activators of transcription (STAT)) (Simpson RJ, 1997). Цилиарный нейротрофический фактор через активацию ras/erk, PI3K и JAK/STAT3 сигнальных путей предотвращает посттравматическую атрофию скелетных мышц, способствует регенерации миофибрилл у мышей (Гомазков OA, 2006; Guillet С, 1999) и формированию моторной концевой пластинки (Grinspan JB, 1996; Russo VC, 2005).

Представители данной группы факторов стимулируют выживание поврежденных нейронов через активацию PI3K и ras/erk сигнальных путей.

Данный механизм реализуется через увеличение экспрессии антиапоптогенных (Вс1-2) и подавление экспрессии проапоптогенных (Forkheadl и Вах) факторов транскрипции (Gordon Boyd J, 2003; Bibel M, 2000; Oberle S, 2006). Представители семейства нейротрофинов (NGF, BDNF) стимулируют выживание и миграцию эндотелиоцитов и гладкомышечных клеток, а также стимулируют васкуло- и ангиогенез (Eichmann А, 2005) (рис. 4).

Через активацию ras/erk, PI3K, PLCy, SNT, JAK/STAT3 сигнальных путей, активацию Fak и Fyn киназ, через блокирование перманентного стимулирующего влияния р75 на ГТФазу Rho нейротрофические факторы из данной группы стимулируют рост нейритов (Gordon Boyd J, 2003; Goldberg JL, 2003; Sariola H, 2003).

Нейротрофические факторы обладают избирательностью в поддержании жизнедеятельности нейронов. Так, NGF поддерживает выживание и рост нейритов чувствительных, симпатических и холинергических нейронов. BDNF - у мотонейронов, симпатических и дофаминергических нейронов, ганглиозных клеток сетчатки. NT-3 стимулирует выживание и рост нейритов мотонейронов и некоторых чувствительных нейронов (Гомазков OA, 2006). GDNF является мощным нейропротектором для моторных (Nguyen QT, 1998) и симпатических нейронов, обеспечивает элонгацию чувствительных и симпатических нейритов (Гомазков OA, 2006). A Artemin обладает нейропротекторным действием в отношении симпатических, чувствительных нейронов (Гомазков OA, 2006). CNTF способствует выживанию моторных, чувствительных и симпатических нейронов, предотвращает дегенерацию моторных аксонов после их перерезки (Гомазков OA, 2006; Guillet С, 1999).

Относительно недавно был создан синтетический рекомбинантный нейротрофин (паннейротрофин-1 (PNT-1)), содержащий активные домены NT3, NGF и BDNF. Было также показано, что PNT-1 транспортируется ретроградно в тело клетки и поддерживает выживание чувствительных и симпатических нейронов. Мыши, несущие ген PNT-1 (под промотором BDNF)

демонстрировали более полную и быструю регенерацию поврежденного седалищного нерва (Ilag LL, 1995; Funakoshi Н, 1998).

миграция, пролиферация шванновскихклеток

апогтгоз

выживание

рост нейритов

синапгемеская пластичность

CNTFs

GDNFs

Рисунок 4. Основные пути внутриклеточной сигнализации и физиологические эффекты семейства нейротрофических факторов.

Помимо специфических нейротрофинов существуют факторы роста, способные проявлять нейротрофическую активность. К ним относят представителей семейств фактора роста фибробластов, эпидермального фактора роста, инсулиноподобного фактора роста и фактора роста сосудистого эндотелия.

Представители семейства Фактора Роста Фибробластов (Т^С/7^ являются небольшими белками, тропными к гепарину, по большей части секреторными и обладающими паракринным и аутокринным действием. На

сегодняшний день данное семейство включает белки, кодируемые 22 различными генами: FGF1-FGF18 и FGF20-FGF23- у мышей (Dono R, 2003). FGFs экспрессируются во многих органах и тканях, где действуют интра- и паракринно. FGF-2 и FGF-1 впервые были обнаружены в ЦНС. Уровень их экспрессии увеличивается после травмы и ишемии ЦНС.

FGFs реализуют свои биологические эффекты через связывание и активацию тирозинкиназных рецепторов FGFRs. На нейрональные клетки FGF-2,-3,-4,-8 влияют через рецепторы FGFR1, FGFR2 и FGFR3. В экстрацеллюлярной части рецептора FGFR имеются домены для взаимодействия с компонентами экстраклеточного матрикса, в частности, с гепарансульфатом и молекулами клеточной адгезии (CAMs). Гепарансульфат-протеогликаны необходимы для формирования рецепторного комплекса, его стабилизации и последующей эффективной активации FGFR (Bikfalvi А, 1997). Связывание FGF с рецептором вызывает формирование рецепторного комплекса, состоящего из 2-х молекул FGF, 2-х молекул FGFR и молекулы гепарансульфата. FGFs сигнализируют через активацию ras/erk, PI3K, PLC-y (Böttcher RT, 2005). Для FGFR1 был описан еще один механизм сигнализации: передача сигнала с активированного рецептора на актиновый цитоскелет через активацию c-src и кортактина (Bikfalvi А, 1997). Комплекс FGF2(1)-FGFR способен интернализироваться и продолжать сигнализировать уже внутри клетки. Через ras/erk и PI3K сигнальные пути FGFs оказывают протективное действие на различные популяции нейронов и глиальных клеток. В частности, FGF2 обладает протективным действием по отношению к зрелым нейронам: чувствительным, моторным нейронам, а также ганглиозным клеткам сетчатки (Dono R, 2003; Blanco RE, 2003; Bikfalvi А, 1997). На адгезию нейронов к матриксу и прорастание нейритов представители семейства фактора роста фибробластов влияют через взаимодействие FGFR1 и N-CAM с последующей активацией PLC-y сигнального пути. Также они стимулируют пролиферацию глиальных клеток через активацию ras/erk сигнального пути (Dono R, 2003;

Bikfalvi A, 1997). FGF2 индуцирует пролиферацию, миграцию эндотелиоцитов и формирование ими трубчатых структур, регулирует экспрессию uPA, uPAR, PAI-1, и тем самым способствует ангиогенезу (Bikfalvi А, 1997).

Основными представителями семейства Эпидермального Фактора Роста (EGF) являются EGF, TGF-a и нейрегулины (или герегулины) (Гомазков OA, 2006; Bazley LA, 2005). Существует предположение, что все представители данного семейства возникают из общего белка-предшественника, заякоренного в мембране, в результате его гидролиза по сайту между трансмембранным доменом и N-концом молекулы белка (Гомазков OA, 2006).

Представители данного семейства экспрессируются в клетках крови, эпителиальных и нервных тканях. В периферической нервной системе EGF и EGFR экспрессируются в шванновских клетках и фибробластах (Guertin AD, 2005; Toma JG, 1992). Нейрегулины экспрессируются в нервных клетках и регулируют взаимодействие нейритов с клетками глии (Barres В А, 1999; GrinspanJB, 1996).

Представители семейства эпидермального фактора роста, связываясь с тирозинкиназными рецепторами EGFR (erbBl), erbB-2, егЬВ-3 и егЬВ-4, вызывают их димеризацию с последующей активацией ras/erk, PI3K, PLC-y и JAK/STAT сигнальных путей (Гомазков OA, 2006; Bazley LA, 2005). Через активацию ras/erk, PI3K и PLC-y сигнальных путей TGF-a стимулирует пролиферацию, а нейрегулины пролиферацию и выживание шванновских клеток (Barres ВА, 1999; Grinspan JB, 1996; Toma JG, 1992; Bazley LA, 2005). Через ras/erk и PI3K сигнальные пути нейрегулины контролируют процессы миелинизации- демиелинизации (Guertin AD, 2005; Zanazzi G, 2001). Причем, существует дозовая зависимость качества и количества миелина от уровня нейрегулинов. Также EGF стимулирует рост нейритов- предположительно через ras/erk и PLC-y сигнальные пути (Chen Н, 2006).

Представителями семейства инсулиноподобного фактора роста (IGFs) являются IGF-I и IGF-II (Russo УС, 2005). Выделяют 2 основные изоформы

IGF-I, различающиеся по структуре и функциям: циркулирующий или системный IGF-I (класс 2), местный IGF-I (класс 1). IGF-I класс 2 транскрибируется преимущественно в печени (Russo VC, 2005; Carro Е, 2000; Dobrowolny G, 2005). IGF-I класс 1 экспрессируется во всем организме, но в кровоток не поступает, а действует ауто- и паракринно (Гомазков OA, 2006; Russo VC, 2005; Dobrowolny G, 2005). Свои биологические эффекты IGF-I реализует через тирозинкиназный рецептор IGF-IR с последующей активацией ras/erk и PI3K сигнальных путей. Биологическая активность IGFs модулируется семейством IGF-связывающих пептидов; их насчитывают не менее десяти (Гомазков OA, 2006). Факторы роста данного семейства стимулируют выживание нейронов и клеток глии. Так, IGF-I обладает трофической активностью в отношении чувствительных, моторных (в том числе и аксотомированных (Weiss S, 1998; Rabinovsky ED, 2002)), симпатических (Russo VC, 2005) нейронов, а также шванновских клеток (Russo VC, 2005; Rabinovsky ED, 2002). Предположительно, данный эффект опосредован активацией PI3K и ras/erk сигнальных путей, с последующей активацией факторов транскрипции NF-кВ и CREBl(Russo VC, 2005) и ингибированием каспаз-3 и -9 (Kaspar ВК, 2001). Представители семейства инсулиноподобного фактора роста стимуляцируют нейрито- и синаптогенез через активацию ras/erk сигнального пути (Rabinovsky ED, 2002; Nicholls JG, 2003; Russo VC, 2005; Mill JF, 1985; Recio-Pinto E, 1986; Zhuang HX, 1997 Contreras PC; Weiss S, 1998). Также они регулируют пролиферацию и дифференцировку шванновских клеток через активацию ras/erk сигнального пути (Syroid DE, 1999).

К семейству фактора роста сосудистого эндотелия (VEGF) на сегодняшний день относят, по меньшей мере, 7 представителей: VEGF-A-VEGF-E и PLGF-1,-2 (Placental Growth Factor). Главная роль представителей данного семейства в активации и направлении процесса ангиогенеза. Однако помимо стимуляции процессов кровоснабжения они обладают и прямой нейротрофической активностью. Наиболее распространенный представитель

семейства- VEGF-A- представляет собой гликопротеиновый гомодимер. Известно о существовании 6 различных изоформ человеческого VEGF-A, образующихся в результате альтернативного сплайсинга и содержащих разное количество аминокислот (Zachary I, 2005; Maurer МН, 2008; Kermani Р, 2007; Robinson CJ, 2001). Более длинные изоформы VEGF-A способны связываться с гепарансульфатом внеклеточного матрикса. Он иммобилизирует VEGF, модулирует его биологическую активность, защищает от протеолиза и взаимодействия с эндогенными ингибиторами (а2-макроглобулин и platelet factor 4). Предполагают, что наличие различных изоформ VEGF-A необходимо для создание градиента данного фактора роста в процессе ангиогенеза. Для различных форм VEGF известно 3 тирозинкиназных рецептора: Flt-1 (VEGFR-1), Flt-4 (VEGFR-3) и Flk-1 (VEGFR-2) (Ferrara N, 1997). Связывание их с VEGF приводит к их димеризации (Neufeld G, 1999; Robinson CJ, 2001) Flt-1 активирует PI3K сигнальный путь и некоторые белки семейства Src: Fyn и Yes (Ferrara N, 1997; Robinson CJ, 2001). Через активацию данного рецептора VEGF индуцирует экспрессию сериновых протеаз иРА и tPA, ингибиторов активаторов плазминогена (PAI-1) в эндотелиоцитах быка, металлопротеиназ в эндотелиоцитах (HUVEC) и гладкомышечных клетках, урокиназного рецептора uPAR и молекул адгезии VCAM-1 и ICAM-1 на эндотелиоцитах (Ferrara N, 1997; Vezzani А, 2005; Robinson CJ, 2001).

Активация рецептора Flk-1 запускает PI3K, PLC-y (Zachary I, 2005) и ras/erk (Zachary I, 2005; Neufeld G, 1999) сигнальные пути. В нервной системе рецептор Flk-1 был обнаружен на телах нейронов, на поверхности конуса роста и шванновских клеток (Hobson MI, 2000; Zachary I, 2005; Nishijima К, 2007; Sondell M, 1999; Emanueli С, 2003; Bagnard D, 2001). Через его активацию VEGF стимулирует пролиферацию и миграцию шванновских клеток и эндотелиоцитов (Hobson MI, 2000; Zachary I, 2005; Sun Y, 2003; Vezzani A, 2005; Storkebaum E, 2004; Warner-Schmidt JL, 2007; Robinson CJ, 2001; Nishijima K, 2007; Veves A, 2001; Ferrara N, 1997; Jin K, 2002; Dôme B, 2007; Neufeld G,

1999; Bagnard D, 2001). VEGF также стимулирует выживание чувствительных, моторных и симпатических нейронов, а также эндотелиоцитов и шванновских клеток (Zachary I, 2005; Maurer МН, 2008; Nishijima К, 2007; Sun Y, 2003; Storkebaum E, 2004; Sondell M, 1999; D'Amore PA, 2007; Warner-Schmidt JL, 2007; Jin K, 2002). Механизм нейропротективного эффекта остается не до конца ясным. Предположительно, данный эффект реализуется через Flk-1 с последующей активацией PI3K, ras/erk, STAT сигнальных путей и активацией фактора транскрипции NF-кВ или же ингибированием Bad, каспаз-3 и -9 (Zachary I, 2005; Nishijima К, 2007; Jin KL, 2000; Robinson CJ, 2001; Bagnard D, 2001).

Еще одним типом рецепторов для VEGF являются нейропилины (NP1 и NP2). Роль NP-1 в реализации биологического эффекта VEGF не ясна (Zachary I, 2005), хотя была показана важность обоих рецепторов NP1 и NP2 в развитии эмбрионального кровообращения. Рецептор NP-1 обнаружен и на поверхности спинальных и симпатических нейронов, ганглиозных клеток сетчатки, а также шванновских клетках (Zachary I, 2005; Emanueli С, 2003).

Нейропилины также являются ко-рецепторами для белков класса семафоринов: Sema ЗА, ЗС, 3D и 3F (Robinson CJ, 2001), зачастую обладающих репеллентной и подавляющей функцией. Конкурируя с ними за нейропилины, VEGF реализует один из своих прямых нейротрофических эффектов. VEGF стимулирует нейритогенез: опосредованно (через ангиогенез) и напрямую (через конкуренцию с Sema3A за рецептор NP1 (Vezzani А, 2005; Robinson CJ, 2001; Bagnard D, 2001) или через Flk-1 и активацию ras/erk сигнального пути (Zachary I, 2005; Sondell M, 1999; Serini G & Bussolino F, 2004)). Возможно, данный механизм отвечает за нейропротективный эффект VEGF (Zachary I, 2005; Nishijima К, 2007; Jin KL, 2000; Robinson CJ, 2001; Bagnard D, 2001).

Миграция клеток и рост нервных волокон возможны по 3-м механизмам: хемотаксис (миграция по градиенту концентрации растворимых аттрактантов), гаптотаксис (миграция по градиенту иммобилизированных аттрактантов) и

механотаксис (миграция под воздействием физических сил). Направление движения является результирующей сложения всех трех механизмов (Li S, 2002). Гаптотаксис принято считать первичным (Fugleholm et al., 1994). Он возможен благодаря матриксным белкам, а также связанным с ними факторам роста и навигационным молекулам. В процессе развития периферической нервной системы шванновские клетки синтезируют и секретируют коллаген IV типа, ламинины, энтактин/нидоген и гепарин-сульфат протеогликаны (McGarvey et al., 1984). Коллаген IV типа и ламинины спонтанно собираются в большие сети, сшитые нидогеном, (Timpl and Brown, 1997). Собранный на внешней поверхности шванновских клеток матрикс формирует непрерывную трубку, окружающую растущие нейриты (Bunge et al., 1987). Затем миелинизированные аксоны окружаются эндоневральным внеклеточным матриксом, состоящим главным образом из коллагена I и III типов и фибронектина (Lorimier et al., 1992).

Ламинины и фибронектин являются основными стимуляторами гаптотаксиса нейритов как in vitro, так и in vivo (Manthorpe et al., 1983; Anton et al., 1994).

Ламинины -гетеротримерные крестообразные молекулы, состоящие из а, ß и у субъединиц. Нейроны экспрессируют интегриновые рецепторы alßl, a3ßl и a6ßl, каждый из которых связывается с различными участками различных ламининов (Sonnenberg et al., 1990; Tomaselli et al., 1993; Colognato et al., 1997). Важность ламининов для роста нейритов и процесса миелинизации была показана с использованием блокирующих антител (Wang et al., 1992; Toyota et al., 1990). Необходимость базальной мембраны для регенерации периферического нерва подтверждается также эффективностью использования графтов для трансплантации нерва (Danielsen et al., 1995). После повреждения периферического нерва и швановские клетки увеличивают экспрессию ламининов и коллагена IV типа (Martini, 1994).

Фибронектин- димерный гликопротеин внеклеточного матрикса, связывающийся с другими молекулами внеклеточного матрикса: коллагеном, фибрином, протеогликанами. Его рецепторами являются интегрины a5pi, a3(31, а4|31, aV(31 и а\ф8. В эмбриогенезе фибронектин локализуется по пути миграции клеток нервного гребня. Экспрессируется фибробластами. При травмах периферического нерва экспрессия фибронектина и его рецепторов в регенерирующих нейритах и в шванновских клетках сильно возрастает (Lefcort F, 1992).

Помимо стимуляторов гаптотаксиса нейритов существуют ингибиторы. Основными ингибиторами являются фибрин, откладывающийся в нерве при кровоизлиянии, и протеогликаны внеклеточного матрикса.

Фибриноген - растворимый димерный гликопротеин, синтезирующийся в печени. Его процессинг вызывает полимеризацию и инициирует формирование полимера фибрина. Фибрин(оген) через рецепторы a5pi, aMp2, aVp3, aVp8, аНЬрЗ, ICAM-1, и VE-кадгерин, и сигнальные пути ras/erk и PI3K регулирует адгезию, миграцию, выживание и пролиферацию эндотелиоцитов, лейкоцитов, фибробластов и шванновских клеток. Отложения фибрина поддерживают шванновские клетки в немиелинизирующем состоянии, однако когда в процессе регенерации нерва количество фибрина уменьшается, дезактивируется сигнальный путь ras/erk, уменьшается уровень экспрессии р75, увеличивается- фибронектина, и шванновские клетки запускают транскрипцию генов миелинизации. По данным литературы ликвидация отложений фибрина является важным этапом в регенерации нервных волокон (Adams RA, 2004).

Протеогликаны являются неотъемлимым компонентом соединительной ткани. Они состоят из белков и гетерополисахаридов. Их классифицируют по углеводной части. В нервной системе наиболее распространены хондроитинсульфат, гепарансульфат и гиалуроновая кислота. (Bovolenta and Fernaud-Espinosa, 2000). Хондроитинсульфат является настолько сильным ингибитором роста, что способен подавлять рост нейрита даже по

ламининовому субстрату (Muir et al., 1989; Snow and Letourneau, 1992; Snow et al., 1996). Однако механизм ингибирующего влияния протеогликанов на рост нейрита неизвестен. Предположительно, они модулируют активность макромолекул внеклеточного матрикса (фибронектина, ламинина) (Braunewell et al., 1995; Burg et al., 1996) и/или рецепторов к ним (Milev et al., 1994). В периферических нервах хондроитинсульфат ко-локализуется с ламинином в базальной мембране, и в регенерирующем нерве его экспрессия повышается вместе с экспрессией ламинина (Zuo et al., 1998b). В связи с локализацией его экспрессии в нервной ткани (в аксональных барьерах) можно предположить, что физиологической функцией хондроитинсульфата является ограничение выхода конуса роста за границы нерва (Snow et al., 1990; Oakley and Tosney, 1991; Katoh-Semba et al., 1995).

Итак, основными функциями белков внеклеточного матрикса в процессе восстановления периферического нерва являются создание поверхности для роста нейрита и миграции клеток, направление конуса роста за счет сочетания процессов аттракции и репульсии, а также специфические функции (через активацию интегриновых рецепторов).

В процесс восстановления периферического нерва свой вклад вносят и ферменты. Они способствуют росту и регенерации нервных волокон благодаря очищению соединительнотканного чехла нерва от фибрина и матриксных белков, ингибирующих рост нервных волокон. Также они способствуют высвобождению из окружающего матрикса и последующей активации факторов роста. Основными ферментами, участвующими в процессе регенерации поврежденных нервных волокон, являются урокиназный и тканевой активаторы плазминогена (иРА и tPA), плазминоген, а также матриксные металлопротеиназы.

Урокиназный и тканевой активаторы плазминогена, а также плазминоген представляют собой сериновые протеазы, которые продуцируются в виде одноцепочечного предшественника и активируются процессингом на а и р цепи

(Ни К, 2006). иРА (урокиназа) состоит из трех доменов: протеолитического, крингл и домена, подобного фактору роста. Протеолитический домен служит для активации плазминогена и матриксных металлопротеиназ (Pittman RN, 1989). Активированный урокиназой плазмин в свою очередь деградирует внеклеточный матрикс (в том числе, и фибрин) и активирует матриксные металлопротеиназы (ММП) (Balsara RD, 2006). При помощи крингл-домена и домена, подобного фактору роста, урокиназа связывается с рецепторами (интегринами aV|33, uPAR) и белками внеклеточного матрикса (гепарансульфат) (Carriero MV, 2009). Основной рецептор урокиназы uPAR (CD87) представляет собой GPI-закоренный рецептор (Montuori N, 2009; Hayden SM, 1996). В качестве партнеров для сигнализации он способен задействовать интегрины (31, (32, (33 (aV(33, а5(31), fMLP-рецепторы (fMLP-Rs), a также с EGFR и PDGFR(3 (Montuori N, 2009; Hayden SM, 1996). Благодаря наличию множества партнеров uPAR может запускать разнообразные сигнальные каскады, такие как Src, FAK-киназы, ras/erk, JAK/STAT, и вызывать множество физиологических эффектов: миграцию, адгезию, дифференцировку, выживание, пролиферацию, апоптоз (D'Alessio S, 2009; Menshikov М, 2006; Liu J, 2004). Другой рецептор, LRP, участвует в поддержании баланса протеиназ и их ингибиторов, эндоцитируя инактивированные ферменты, в том числе и активаторы плазминогена. Его активация запускает ras/erk, PI3K и JNK сигнальные пути (Herz J, 2001). Плазмин и tPA способны связываться с рецепторами аннексина2- AHt (Gveric D, 2005), плазмин еще й с PAR-1 (protease activated receptor-1) (Ma LJ, 2009). Вероятно, одна из функций рецепторов активаторов плазминогена и плазмина- концентрация и локализация активности протеаз на клеточной поверхности (Hayden SM, 1996; Siconolfi LB, 2001; Gang Deng, 1996; Pittman RN, 1989). Плазмин и его активаторы стимулируют рост нейритов, по-видимому, через деградацию ингибирующих молекул (фибрина, F-спондина, белков миелина (Chantry et al., 1992; Reichert et al., 1994; Tzarfaty-Majar V, 2001)), а также высвобождение и

активацию протеаз (ММП) и заякоренных факторов роста (TGF-|3, VEGF, FGF, PDGF, HGF (Ma LJ, 2009; Siconolfi LB, 2001; Seeds NW, 1999; Tzarfaty-Majar V, 2001; Carriero MV, 2009; Ни K, 2006)) (рис. 5). Через деградацию матрикса активаторы плазминогена и плазмин стимулируют миграцию шванновских клеток (Osterwalder Т, 1998) и клеток воспаления. Также система иРА/плазмин участвует в созревании концевой пластинки и ликвидации полинейрональной иннервации (Hantai D, 1989). Важность участия системы активаторов плазминогена в процессах нейрогенеза и регенерации нервных волокон подтверждается тем, что в эмбриогенезе и при регенерации чувствительные и моторные нейроны экспрессируют мРНК tPA, uPA и uPAR, а шванновские клетки- мРНК tPA. Период увеличения мРНК активаторов плазминогена в нейральных клетках совпадает с периодом максимального роста аксонов. Если стимулировать систему активаторов плазминогена- это также приводит к ускорению восстановления функции периферического нерва (Siconolfi LB, 2001; Adams RA, 2004; Hayden SM, 1996; Akassoglou К, 2000).

Рисунок 5. Основная роль системы активаторов плазминогена в процессе восстановления поврежденного нерва - расщепление фибрина.

Матриксные металлопротеиназы (ММП) представляют собой семейство цинк-зависимых эндопептидаз, насчитывающее на сегодняшний день более 2-х десятков членов. Они синтезируются и секретируются в виде проферментов. Некоторые ММП являются мембраносвязанными (Sato et al., 1994; Strongin et al., 1995). Профермент характеризуется наличием связи между цистеином консервативного домена и ионом цинка в активном центре (Springman et al, 1990; Van Wart and Birkedal-Hansen, 1990; Browner et al., 1995). Активация ММП происходит в результате разрыва данной связи. Было показано, что система uPA/плазмин способна активировать ММП-2 и ММП-9 (Baramova et al., 1997; Mazzieri et al., 1997; Carmeliet et al., 1997; Mignatti and Rifkin, 1993). ММП способны деградировать широкий спектр матриксных белков, освобождая путь для растущих нейритов и мигрирующих шванновских клеток. Так, ММП-1 деградирует коллагены I и III типов (Gadher et al., 1989; Seltzer et al., 1989). ММП-2 и -9 деградируют желатин, фибронектин, коллаген IV типа и др. (Matrisian et al., 1992; Aimes et al., 1995). Также ММП-2 расщепляет хондроитинсульфат- один из основных ингибиторов роста аксонов (Zuo et al., 1998а) и тенасцин-С (Siri et al., 1995). ММП-3 расщепляет коллагены, фибронектин и протеогликаны (Mignatti et al., 1993). В процессе регенерации нерва ММП широко экспрессируются чувствительными и симпатическими нейронами, шванновскими клетками (ММП-2, -3, -9 и -12), а также Т-лимфоцитами и макрофагами в месте повреждения (ММП-7, -9 и -12) (Pittman, 1985; Muir, 1994; Zuo et al., 1998a; Muir and Manthorpe, 1992; Yamada et al., 1995; La Fleur et al., 1996; Hughes et al., 1998; Kherif et al., 1998). В тканях помимо ММП присутствуют их ингибиторы, экспрессия которых при травме нерва увеличивается вместе с экспрессией ММП. Данный факт позволяет предположить, что ММП не деградируют матрикс, а скорее ремоделируют его (La Fleur et al., 1996). Помимо деградации и/или ремоделирования белков матрикса ММП, подобно компонентам системы активаторов плазминогена, способны выщеплять и активировать факторы роста (Gearing et al., 1994; Imai et

al; 1997). Таким образом, ММП играют важную роль в регуляции пролиферации, выживания, миграции шванновских клеток и эндотелиоцитов, прорастании нейритов, а также в регуляции процессов дифференцировки и ангиогенеза.

Помимо гаптотактических стимулов рост волокон периферического нерва направляют растворимые молекулы хемоаттрактантов. На сегодняшний день, не считая упомянутых факторов роста, выделяют 4 основные группы навигационных молекул: эфрины, нетрины, белки Slit, семафорины (рис. 6).

Рисунок 6. Влияние навигационных молекул на выбор направления движения конусом роста.

Нетрины- секреторные белки, родственные ламинину, способны связываться с внеклеточным матриксом. В процессе эмбриогенеза в нервной системе позвоночных дистантно и локально направляют рост комиссуральных аксонов через срединную линию, вызывают как аттракцию, так и репульсию (Miller СМ, 2008; Colamarino and Tessier-Lavigne, 1995). Как видно из рисунка 6, хемоаттракцию опосредует рецептор нетринов DCC (Keino-Masu К et al., 1996), репульсию - рецепторы Unc5h (Manitt С et al., 2004). У млекопитающих

были обнаружены нетрины-1, -3 и -4. В неповрежденном периферическом нерве концентрация нетрина-1 низка, но сильно возрастает после повреждения периферического нерва (Madison RD et al., 2000).

Белки Slit: у млекопитающих были обнаружены Slit-1, -2, -3. У млекопитающих рецепторами служат белки семейства Robo (Robo-1- Robo-4). Белки Slit предотвращают прорастание нежелательных аксонов в процессе эмбриогенеза на противоположную сторону тела. В зависимости от рецептора могут быть как репеллентами, так и аттрактантами. Так, Slit2 - стимулирует миграцию Robo-l+ эндотелиоцитов, клеток нервного гребня и рост аксонов спинальных нейронов. Через Robo-4 Slit-2 подавляет миграцию эндотелиоцитов (Miller СМ, 2008; Caporali А & Emanueli, 2009).

Эфрины- семейство мембрансвязанных лигандов тирозинкиназных рецепторов Eph. Их рецепторы субкласса EphA (EphAl-EphA8, в основном, GPI-заякоренные) в произвольном порядке комбинируются для передачи сигнала с трансмембранными молекулами EphB субкласса (EphBl-EphB4, EphBó). Взаимодействие эфрин-Eph запускает ответ как в рецептор-, так и в лиганд-экспрессирующей клетке. Эфрины управляют навигацией аксона. В развитии нервной системы эфрины обеспечивают «отталкивание» Eph+ конусов роста и клеток нервного гребня (Serini G & Bussolino F, 2004), а во взрослом организме контролируют синаптическую пластичность и процессы регенерации нервов (Caporali А & Emanueli, 2009).

Семафорины- семейство секреторных или мембран-ассоциированных белков. В большинстве своем семафорины- репелленты (Kolodkin et al., 1993), хотя их влияние на направление движения клеток зависит от уровня внутриклеточного цГМФ. Семафорины сигнализируют через рецепторы семейства плексинов или L1-CAM. Одним из ко-рецепторов для семафоринов является NP-1 (нейропилин-1), который служит ко-рецептором и для VEGF. Sema3A и VEGF конкурируют за связывание с NP-1. Если связался VEGF- это вызывает рост нейрита или миграцию эндотелиоцита. Иначе Sema3A и Sema3F,

связавшись с NP-1, вызывают репульсию аксона, а также ингибируют миграцию эндотелиоцитов (Miller СМ, 2008; Caporali А & Emanueli, 2009). Экспериментально было показано, что введение в эпителий роговицы кролика Sema3 вызывает отталкивание растущих чувствительных нервных волокон (Tanelian et al., 1997). Более того, обнаружено, что экспрессия мРНК Sema3 подавляется в чувствительных и моторных нейронах после повреждения периферического нерва (Pasterkamp et al., 1998).

Таким образом, навигационные молекулы играют важную роль в развитии нервной и кровеносной систем, а также процессах их посттравматического восстановления. Они предотвращают прорастание нервных волокон в нежелательные участки ткани, направляют миграцию эндотелиоцитов и рост сосудов.

Процесс регенерации поврежденных нервных волокон является сложным, многоэтапным и многофакторным. И для их успешной регенерации необходимо выполнение множества условий. Они будут отражены в следующей главе.

Факторы, определяющие успешную регенерацию периферического нерва

Основываясь на описанных выше механизмах регенерации периферического нерва, можно сформулировать условия . успешной регенерации. В первую очередь эффективность регенерации периферического нерва определяется степенью его повреждения. Классификация травматических повреждений нервов была разработана Сэддоном (Seddon Н, 1943) (см.выше). Из данной классификации видно, что самым легким типом повреждения являются неврапраксии. Они характеризуются быстрым самопроизвольным излечением и не требуют врачебного вмешательства. Наиболее неблагоприятными являются повреждения по типу невротмезиса. Они характеризуются длительным и неполным восстановлением, требуют хирургического вмешательства и комплексного лечения.

Вторым важным фактором, влияющим на успешность восстановления травмированного нерва, является локализация места травмы. Было отмечено, что чем проксимальнее травмирован нерв, тем меньшее количество нейронов выживает. Вероятно, это связано с утратой большей части клетки и большей части нейротрофической поддержки. Более того, при проксимальном повреждении периферического нерва регенерирующим аксонам для достижения органа-мишени нужно пройти значительно больший путь, чем при дистальном, в то время как скорость роста нейритов в самых благоприятных условиях составляет около 3 мм/сутки.

Также одним из ключевых факторов, влияющих на регенерацию нерва, является время от момента травмы. Лечение травматических повреждений периферических нервов следует начинать как можно раньше, поскольку это позволит спасти поврежденные нейроны, лишившиеся нейротрофической поддержки. Также интенсивная терапия поврежденного нерва с первых недель от момента его травмы и до момента его восстановления позволит компенсировать недостаток ферментов и факторов роста, возникающий в процессе регенерации нерва. Было показано, что пик экспрессии активаторов плазминогена, матриксных металлопротеиназ и нейротрофических факторов, стимулирующих восстановление нерва, в большинстве случаев, приходится на первую неделю после повреждения. В дальнейшем в течение месяца экспрессия стимулирующих факторов падает до базового уровня, что делает дальнейшую регенерацию периферического нерва (без экзогенной терапии) невозможной (рис. 7). В случае нехватки эндогенных нейротрофических факторов необходимо стимулировать их продукцию или осуществлять аппликацию экзогенных факторов роста - это будет способствовать выживанию и регенерации нервных клеток, росту их нейритов, миграции и пролиферации шванновских клеток, отложению ими экстраклеточного матрикса, а также последующей миелинизации.

При очень застарелых травмах нерва (более года) наблюдается зарастание соединительнотканного чехла нерва, что делает регенерацию нерва, даже с использованием экзогенной терапии, невозможной. Более того, длительная денервация органа- мишени приводит к его атрофии. Об отрицательном влиянии продолжительного состояния после аксотомии подробнее можно ознакомиться в обзоре Би Б.У. (Би 8У, 1995).

Рисунок 7. Динамика экспрессии нейротрофических факторов и их рецепторов в травмированном нерве: А - в проксимальном конце нерва (теле нейрона), Б- в дистальном конце нерва (шванновских клетках) (Gordon Boyd J, 2003).

При повреждении периферического нерва по типу невротмезиса (разрыв нерва) важно как можно быстрей и аккуратней совместить проксимальный и дистальный концы нервов. Если концы нерва разъединены, то восстановление периферического нерва невозможно. При наличии между концами нерва большого промежутка (для человека- более 1 см) необходимо использование аутологичной трансплантации или протезирования.

Часто серьезная травма нерва сопровождается кровоизлиянием в нерв. Необходимо всеми способами ликвидировать образовавшийся фибриновый сгусток и соединительнотканный рубец в месте повреждения нерва и

обеспечить проходимость соединительнотканного чехла. Фибриновый сгусток служит не только механической преградой растущим нервным волокнам, он является репеллентом для растущих аксонов с одной стороны и хорошим матриксом для фибробластов с другой стороны. Более того, он может вызывать эндогенную компрессию нерва и его ишемию. Если фибриновый сгусток не будет ликвидирован, то на его месте в большинстве случаев формируется рубец, что делает невозможным восстановление нерва.

Помимо перечисленных факторов для успешной стимуляции регенерации периферического нерва его необходимо обеспечить кислородом, поскольку регенерирующий нерв характеризуется еще большей потребностью в энергии, чем интактный. А это возможно только через стимуляцию ангиогенеза. Существуют экспериментальные данные, что in vivo стимуляция ангиогенеза под действием VEGF коррелирует с усилением регенерации аксонов чувствительных и симпатических нейронов (Hobson MI, 2000; Jin К, 2002; Sun Y, 2003; Calza L, 2000; D'Amore PA, 2007), a также с лучшим прорастанием ими области повреждения и последующей ускоренной миелинизацией (Hobson MI, 2000; Sun Y, 2003; Storkebaum E, 2004).

Итак, основными задачами при терапии поврежденных нервов являются

1. восстановление анатомической целостности соединительнотканных оболочек нерва,

2. обеспечение выживания и стимуляция регенерации поврежденных нейронов,

3. тромболизис в месте травмы,

4. стимуляция ангиогенеза и

5. предотвращение развития денервационной атрофии органа.

Только такой комплексный подход позволит добиться успешной регенерации периферического нерва. Поскольку МСК способны продуцировать активаторы плазминогена, матриксные металлопротеиназы, а также нейротрофические и ангиогенные факторы роста, мы предположили, что эти

клетки могут стимулировать восстановление нервных волокон после травмы. В пользу нашего предположения также свидетельствуют данные, о том, что МСК стимулируют прорастание нервных волокон (Lopatina Т, 2011) и кровеносных сосудов (Rubina К, 2009) in vivo.

Существующие подходы к терапии поврежденных нервов

Для лечения повреждений нервов по типу частичного или полного невротмезиса осуществляют хирургическое вмешательство с иссечением невром (разрастания нервных волокон в области рубца), устранением внутренней и наружней компрессии нервного ствола (гематомы, костные фрагменты, экстра- и интраневральные рубцы), восстановлением целостности нервного ствола. При наличии большого промежутка между концами поврежденного нерва применяют аутогрансплантацию нерва или невротизацию денервированного органа. Данные подходы достаточно эффективны, однако после окончания регенерации показатели реиннервированной конечности сильно уступают таковым в норме. Эта конечность характеризуется быстрой утомляемостью (по-видимому, из-за уменьшения числа мотонейронов, ее иннервирующих), а при использовании для ее невротизации межреберного или диафрагмального нерва ее движения синхронизированы с актом дыхания.

После восстановления анатомической целостности поврежденного нерва создают благоприятные условия для спрутинга, роста аксонов и процесса ремиелинизации. Если травма периферического нерва находится в острейшем периоде, то стимулирующая терапия приобретает особую важность, поскольку способствует увеличению выживаемости поврежденных нейронов, а значит, увеличивает вероятность полноценной реиннервации органа-мишени. Было показано, что регенераторный спрутинг хорошо поддается модуляции экзогенными агентами. Для этого в клинике применяют витамины группы В (Bl, В6 и В12), гормоны (тироксин, трийодтиронин, тестостерон, АКТГ4-10, инсулин), ганглиозиды, кельтикан, дибазол, ноотропные и антихолинэстеразные препараты, а также чрескожную

электронейростимуляцию, магнитостимуляцию головного и спинного мозга и вибростимуляция сухожилий. Указанные препараты усиливают нейромышечную передачу (дибазол, ноотропные и антихолинэстеразные препараты) и способствуют миелининзации поврежденного нерва (ганглиозиды, кельтикан). Витамины группы В в качестве коферментов участвуют в широком спектре метаболических процессов (обмен белков, жиров и углеводов, синтез нуклеиновых кислот), поэтому их инъекции позволяют интенсифицировать обмен веществ и процесс регенерации после травмы периферического нерва. Для витамина В12 также было показано прямое участие в процессах формирования миелиновой оболочки. В то же время недостаток витаминов группы В сопровождается демиелинизацией и нарушением функционирования периферической нервной системы.

Для предупреждения образования грубых рубцов на месте травмы и обеспечения проходимости эндоневральных каналов применяют инъекции в область травмы препаратов лидазы, ронидазы, гиалуронидазы, пирогенала, осуществляют электрофорез глюкокортикоидов, солей хлора, йодистого калия, делают массаж и лечебную физкультуру.

Остальные виды терапии направлены на ликвидацию таких симптомов, сопутствующих повреждению периферического нерва, как отек конечности, расстройства в ней кровообращения, боль, психоневрологические нарушения, иммобилизационные контрактуры и тугоподвижность в суставах.

Таким образом, существующие подходы к терапии поврежденных нервов позволяют предотвратить формирование рубца в месте повреждения, в некоторой степени стимулируют рост нервных окончаний и их последующую миелинизацию. Наиболее существенным недостатком этой терапии является ее неспособность стимулировать выживание поврежденных нервных клеток, а ведь именно их выживание является одним из основных условий успешного восстановления функции периферического нерва после травмы. Эту задачу в процессе восстановления нерва могли бы выполнять нейротрофические

факторы. Их использование в период острой травмы периферического нерва позволило бы увеличить количество выживших после травмы нейронов и ускорить их регенерацию, что в конечном итоге улучшило бы качество восстановления поврежденного нерва. На основании лабораторных исследований предполагают их высокую эффективность в терапии поврежденных периферических нервов, однако из-за крайней дороговизны рекомбинантных нейротрофических факторов в клинике их не применяют, что подталкивает к поиску эффективной и более доступной альтернативы.

Перспективные подходы к терапии поврежденных нервов

В качестве такой альтернативы рекомбинантным нейротрофическим факторам могут стать терапия клетками, которые являются природными или искусственно созданными эффективными продуцентами нейротрофических факторов, и терапия генетическими конструкциями, содержащими кДНК нейротрофических факторов. Следует оговориться, что перспективность, эффективность и безопасность данных подходов для стимуляции регенерации поврежденного нерва оценивается пока только на лабораторных животных.

Самым простым и наиболее эффективным способом доставки желаемых генов в область повреждения является использование вирусных векторов: аденовирусных (Xinhua Ни, 2010; Araki К, 2006; Hayashi Y, 2006), лентивирусных (Hottinger AF, 2000; Mason MR, 2011), на оснрве адено-ассоциированного вируса (Messina S, 2007; Martin KRG, 2003; Mason MR, 2011) и вируса обычного герпеса (Chattopadhyay M, 2009; Mason MR, 2011; Esaki S, 2011). Аденовирусные и лентивирусные вектора позволяют доставить ДНК как в шванновские клетки и фибробласты, окружающие аксоны, так и в тела нейронов. Вектора на основе вируса обычного герпеса и адено-ассоциированного вируса используются для доставки ДНК в тела нейронов (Mason MR, 2011). Создаваемые вирусные вектора в большинстве своем лишены способности к репликации in vivo. В мировой литературе встречаются данные об использовании вирусных векторов для доставки в клетки кДНК

следующих белков: эритропоэтина (Chattopadhyay M, 2009), фактора роста нервов (NGF) (Xinhua Ни, 2010; Chen Y, 2009), глиального фактора роста нервов (GDNF) (Li-Jun Wang, 2002; Shi JY, 2011), мозгового фактора роста нервов (BDNF) (Martin KRG, 2003; Alrashdan MS, 2011), фактора роста гепатоцитов (HGF) (Esaki S, 2011), морфогенного белка костной ткани-7 (ВМР-7) (Tsai MJ, 2010), факторов транскрипции, стимулирующих продукцию VEGF-А (Sakowski SA, 2009). В некоторых работах авторы для стимуляции восстановления поврежденных нервов использовали векторы, несущие кДНК ксеногенных (человеческих) белков: глиального фактора роста нервов (hGDNF) человека (Hottinger AF, 2000; Araki К, 2006), фактора роста эндотелия сосудов (hVEGF) (Messina S, 2007) и фактора роста гепатоцитов (HGF) человека (Hayashi Y, 2006). Введение вирусных векторов осуществляют в области проекции поврежденных нервов: в подушечку стопы или внутримышечно при поврежденнии седалищного нерва (Chattopadhyay M, 2009; Chen Y, 2009; Shi JY, 2011), в стекловидное тело при повреждении зрительного нерва (Martin KRG, 2003). Во всех случаях использования вирусных векторов для терапии поврежденных нервов были достигнуты положительные эффекты: после повреждения нерва сохранялось большее количество нейронов (Martin KRG, 2003; Hottinger AF, 2000; Hayashi Y, 2006; Tsai MJ, 2010), нервные волокна восстанавливались быстрее (Messina S, 2007; Xinhua Ни, 2010; Araki К, 2006; Sakowski SA, 2009; Chen Y, 2009; Tsai MJ, 2010; Esaki S, 2011; Shi JY, 2011, Alrashdan MS, 2011), быстрее восстанавливалась их миелинизация (Sakowski SA, 2009; Chen Y, 2009; Tsai MJ, 2010; Esaki S, 2011; Shi JY, 2011; Alrashdan MS, 2011), в мышце активнее шел ангиогенез (Messina S, 2007), а мышцы подвергались меньшей атрофии. В одной из работ авторы использовали аденовирусную доставку в тело нейрона последовательностей миРНК, супрессирующих экспрессию RhoA и Racl,- это также стимулировало восстановление и миелинизацию нервных волокон (Kusano К, 2011). Процесс регенерации периферического нерва является многоэтапным и

многофакторным. Многие из опробованных биологически активных молекул не являются классическими нейротрофическими факторами, но, запуская смежные сигнальные каскады и воздействуя на отдельные этапы регенерации нерва, в итоге приводят к восстановлению его функции.

Однако использование вирусных векторов для доставки кДНК в клетки человека нежелательно (распространение вируса в организме, возможное встраивание генома вируса в геном человека, аллергические реакции), поэтому исследуют возможность применения более безопасных методов доставки кДНК в клетки человека при повреждении периферического нерва. Так, в одной работе исследователи наносили на поперечный срез трансплантата, соединяющего концы зрительного нерва раствор плазмиды pcDNA3, содержащей кДНК GDNF. Также они вводили раствор pcDNA3-GDNF в стекловидное тело. С использованием данной генетической конструкции им удалось добиться лучшего восстановления зрительного нерва у крыс (Martin KRG, 2003).

Для стимуляции восстановления поврежденного нерва помимо генетических конструкций можно использовать некоторые типы клеток. По данным литературы стимулировать восстановление травмированного периферического нерва пробовали с помощью шванновских клеток (Levi DO, 1994; Guénard V, 1992; Dahlin L, 2007; Schmitte R, 2010; You H, 2011), шванновских клеток, полученных из различных предшественников (Walsh SK, 2010; Satar В, 2009; Wakao S, 2010; Matsuse D, 2010), эмбриональных стволовых клеток (Cui L, 2008), нейральных стволовых клеток (Kalbermatten DF, 2008), мезенхимальных стволовых клеток костного мозга (Shimizu S , 2007; Liu X, 2008; Grosheva M, 2008; Pereira Lopes FR, 2010; Shen J, 2010), мезенхимальных стволовых клеток амниотической жидкости (Pan HC, 2009), мезенхимальных стволовых клеток жировой ткани (Santiago LY, 2009; Erba Р, 2010а; Liu G, 2011), плюрипотентных клеток волосяного фолликула (Amoh Y, 2009; Amoh Y, 2010), обонятельных обкладочных клеток (Radtke С, 2009b; Ibrahim AG, 2009;

You H, 2011), фрагментов обонятельного эпителия (Guntinas-Lichius О, 2002), мезенхимальных стволовых клеток человека, индуцированных в нейральном направлении (Cho НН, 2010), некультивированных клеток стромально-сосудистой фракции висцерального жира (Mohammadi R, 2011b). С использованием клеточной терапии поврежденного нерва были получены обнадеживающие результаты: трансплантированные клетки стимулировали восстановление нерва (Levi DO, 1994; Guenard V, 1992; Kalbermatten DF, 2008; Cheng LN, 2011; Shimizu S , 2007; Cui L, 2008; Liu X, 2008; Pan HC, 2009; Radtke C, 2009b; Matsuse D, 2010; Pereira Lopes FR, 2010; You H, 2011; Erba P, 2010a; Liu G, 2011; Mohammadi R, 2011b), улучшали качество восстановления иннервации органа-мишени (Guntinas-Lichius О, 2002; Radtke С, 2009b; Ibrahim AG, 2009; Mohammadi R, 2011b), предотвращали атрофию денервированной мышцы (Liu X, 2008; Santiago LY, 2009; Mohammadi R, 2011b) и ускоряли миелинизацию нервных волокон (Pan HC, 2009; Radtke С, 2009b; Amoh Y, 2009; Satar B, 2009; Schmitte R, 2010; Wakao S, 2010; Amoh Y, 2010; Mohammadi R, 2011b). В одной из работ после трансплантации мезенхимальных стволовых клеток костного мозга в область повреждения исследователи не наблюдали достоверного эффекта МСК КМ на восстановление пересеченного лицевого нерва и по подавлению полинейрональной иннервации и патологического формирования коллатералей (Grosheva М, 2008).

В тех работах, где клеточная терапия оказалась успешной, авторы предполагают, что способность клеток стимулировать восстановление периферического нерва после травмы может быть связана с их паракринной активностью (секреция факторов роста, белков матрикса, антиоксидантов и антиапоптотических белков) (Levi DO, 1994; Guntinas-Lichius О, 2002; Pan HC, 2009; Erba P, 2010a; Liu G, 2011). Некоторые исследователи предполагают, что трансплантированные клетки дифференцируются в функциональные шванновские клетки, миелинизирующие нервные волокна (Shimizu S, 2007; Cui L, 2008; Radtke С, 2009b; Amoh Y, 2009; Matsuse D, 2010; Pereira Lopes FR,

2010) или стимулируют активность собственных шванновских клеток реципиента (You Н, 2011; Erba Р, 2010а). Данные о способности мезенхимальных стромальных клеток костного мозга (не преддифференцированных) дифференцироваться in vivo в шванновские клетки и миелинизировать аксоны являются противоречивыми- одни исследователи подтверждают это (Pereira Lopes FR, 2010), другие- отрицают (Shen J, 2010).

Клеточная терапия обладает определенными преимуществами перед генной терапией: трансплантированные клетки способны обеспечивать сразу же после трансплантации локальную секрецию множество различных факторов роста в физиологических пропорциях, способны активировать к репарации собственные клетки реципиента или дифференцироваться в необходимые функциональные типы клеток. Однако некоторые свойства клеток, используемых для трансплантации возможно улучшить. Некоторые авторы пытаются использовать генетически модифицированные первичные или линейные клетки для терапии травмированных периферических нервов. Для стимуляции регенерации поврежденных нервов использовали как первичные (шванновские (Haastert К, 2009; Gravvanis AI, 2007; Dong Y, 2009; Fang Y, 2010), нейральные стволовые клетки (Shi Y, 2009), мезенхимальные стволовые клетки амниотической жидкости (Cheng FC, 2010)), так и линейные клетки (NIH ЗТЗ) (Song М, 2005). После генетической модификации с помощью липосом (Haastert К, 2009; Song М, 2005; Gravvanis AI, 2007; Dong Y, 2009), вирусных векторов (Cao Q, 2010; Gravvanis AI, 2007; Shi Y, 2009; Cheng FC, 2010) или электропорации (Fang Y, 2010) эти клетки гиперэкспрессировали ростовые факторы (NGF (Song М, 2005), NT-3 (Dong Y, 2009), GD.NF (Shi Y, 2009; Cheng FC, 2010), CNTF (Cao Q, 2010; Fang Y, 2010), FGF-2 (Haastert K, 2009)), или молекулы, усиливающие их подвижность (Gravvanis AI, 2007). Полученные генетически модифицированные клетки трансплантировали в графт, соединяющий концы травмированного нерва (Haastert К, 2009; Shi Y, 2009; Dong Y, 2009; Fang Y, 2010), либо на поверхность эпиневрального шва

(Song M, 2005; Cheng FC, 2010). В результате аппликации генетически модифицированных клеток на место повреждения нерва в большинстве случаев наблюдали увеличение числа восстановившихся нервных волокон, улучшение их функциональных и морфологических характеристик (Song М, 2005; Shi Y, 2009; Dong Y, 2009; Cheng FC, 2010; Fang Y, 2010), улучшение их миелинизации (Gravvanis AI, 2007; Cheng FC, 2010). Причем, некоторые исследователи отмечали, что генетически модифицированные клетки достоверно лучше восстанавливают поврежденный нерв, чем такие же клетки без модификации (Song М, 2005; Gravvanis AI, 2007; Fang Y, 2010). Лишь в одном случае (при трансплантации в графте шванновских клеток, гиперэкспрессирующих FGF-2) авторы не отметили достоверного улучшения восстановления лицевого нерва (Haastert К, 2009). Эффект лучшего восстановления травмированного периферического нерва под влиянием генетически модифицированных клеток, по-видимому, в наибольшей степени обусловлен гиперэкспрессией рекомбинантных ростовых факторов (Haastert К, 2009; Song М, 2005; Shi Y, 2009; Dong Y, 2009; Cheng FC, 2010; Fang Y, 2010). При трансплантации генетически модифицированных шванновских клеток, которые обладали повышенной подвижностью, также наблюдали более быстрое восстановление нерва, предположительно, благодаря усиленной миграции шванновских клеток и последующей миелинизации ими нервных волокон (Gravvanis AI, 2007).

Таким образом, лабораторные исследования на экспериментальных животных демонстрируют, что подходы к лечению поврежденных периферических нервов с использованием клеточной и генной терапии являются эффективными и перспективными. Одним из возможных вариантов клеточной терапии поврежденного периферического нерва может стать использование мезенхимальных стволовых клеток, полученных из жировой ткани. Эти клетки характеризуются высоким пролиферативным потенциалом и способностью стимулировать при трансплантации репарацию многих тканей.

Они без нанесения вреда могут быть получены из жировой ткани самого же пациента, что избавляет от необходимости аллогенной клеточной трансплантации.

Мезенхимальные стволовые клетки

Мезенхимальные стволовые клетки были открыты группой исследователей под руководством А .Я. Фриденштейна в КМ мыши. Эти клетки были способны пролиферировать in vitro и дифференцироваться в остеобласты, адипоциты, хондроциты и ретикулярные клетки как in vitro, так и in vivo (Denis А, 1958; Friedenstein AJ, 1966). Благодаря способности к дифференцировке в клетки различных мезенхимальных тканей и способности к самообновлению in vitro данные клетки были названы мезенхимальными стволовыми клетками (МСК) (Nombela-Arrieta С, 2011; Ефименко АЮ, 2010; Morikawa S, 2009; Nauta AJ, 2007). В 2002 году группой исследователей под руководством P.A.Zuk мезенхимальные стволовые клетки были обнаружены в жировой ткани (Zuk РА, 2002). В мировой литературе мезенхимальные стволовые клетки называют также мультипотентными мезенхимальными стромальными клетками, однако в данной работе мы будем придерживаться первого названия.

Характеристика мезенхимальных стволовых клеток

Мезенхимальные стволовые клетки представляют собой гетерогенную популяцию клеток, которые могут быть получены из стромально-сосудистого компонента многих органов и тканей. На сегодняшний день имеются данные о получении МСК из костного мозга, жировой ткани, мышц, сухожилий, дермы, миокарда, кровеносных сосудов различного калибра, печени, почек, поджелудочной железы, кишечных крипт, тимуса, легких, головного мозга, волосяных фолликулов, пульпы зуба, молочных зубов, плаценты, децидуальной оболочки, пупочного канатика, пуповинной крови, из амниотической и синовиальной жидкостей и при определенных условиях из периферической крови (Jones Е, 2008; Ng F, 2008; Nombela-Arrieta С, 2011; Zuk PA, 2010; da Silva Meirelles L, 2006; Nauta AJ, 2007; Abedin M, 2004; Rebelatto CK, 2008).

Предполагают, что такая распространенность МСК связана с их периваскулярной локализацией.

МСК способны к самоподдержанию и дифференцировке в мезенхимальном направлении (по меньшей мере, в остеобласты, хондроциты и адипоциты) (Tapp Н, 2009; Pittenger MF, 2004; Pittenger et al, 1999; Wuchter P, 2004; Nombela-Arrieta C, 2011; Ефименко АЮ, 2010; Carlson S, 2011; Gimble JM, 2007; da Silva Meirelles L, 2006; Morikawa S, 2009; Minguell JJ, 2001; Abedin M, 2004; Huang GTJ, 2009; Zuk PA, 2002; Kang SK, 2004; Lee OK, 2004; Morikuni Tobita, 2011; Yarak S, 2010; Guilak F, 2006). Также некоторые авторы сообщают о способности МСК дифференцироваться in vitro или in vivo в клетки как мезодермального (эндотелиоциты, перициты, тендоциты, фибробласты, миобласты, гладкомышечные клетки, кардиомиоциты, клетки стромы КМ, макрофаги), а также энто- (гепатоциты, клетки островков Лангерганса), и эктодермального (астроциты, олигодендроциты, шванновские клетки, нейроноподобные клетки) зародышевых листков (Abedin М, 2004; Lee OK, 2004; Shen LH, 2007a et 2007b; Natesan S, 2011; Casteilla L, 2006; Yarak S, 2010; Kim JM, 2007; Carrion B, 2010; Carlson S, 2011; Wuchter P, 2004; Mizuno H, 2010; Lange C, 2005; Choi KS, 2005; Ryu HH, 2009; Buzañska L, 2002; Kingham PJ, 2007; Park HW, 2010; Kamada T, 2005; Rebelatto CK, 2008; Hermann A, 2004; Jang S, 2010; Woodbury D, 2000; Lu P, 2005; Safford KM, 2004; Guilak F, 2006; Ashjian PH, 2003; Ye Y, 2011; Safford KM, 2002; Zhang YQ, 2010; Zhanga Y, 2010).

В некоторых экспериментах полученные из МСК кардиомиоциты были способны спонтанно сокращаться и реагировать на некоторые нейромедиаторы (Gimble JM, 2007); эндотелиоциты- самоорганизоваться в ветвящиеся капилляроподобные структуры (Gimble JM, 2007; Abedin М, 2004; Casteilla L, 2006); перициты - стабилизировать вновь образованные сосуды (Carrion В, 2010); нейроноподобные клетки - формировать подобия нейритов, экспрессировать белки ионных каналов и реагировать на нейромедиаторы (Baglioni S, 2009; Jang S, 2010; Lee OK, 2004; Woodbury D, 2000; Safford KM,

2004; Song S, 2007; Ashjian PH, 2003); шванновские клетки - миелинизировать волокна мотонейронов (Kingham PJ, 2007), линии PC 12 (Xu Y, 2008) и нейронов спинального ганглия (Radtke С, 2009а; Wei Y, 2010); клетки островков Лангерганса - секретировать инсулин в ответ на повышение уровня глюкозы (Choi KS, 2005). Однако дифференцировка МСК в перечисленные выше типы клеток в большинстве случаев носит обратимый характер, а функциональный фенотип образовавшихся клеток нестабилен.

МСК характеризуются определенным паттерном экспрессии поверхностных антигенов: CD29+/CD44+/CD73+/CD90+/CD105+/CD166+/ CD31 -/CD45-/CD56-/CD 104- (Khan W, 2008а; Ahmadian Kia N, 2010; Zuk PA, 2002).

Некоторые авторы в качестве маркеров МСК упоминают также PDGFRp (CD 140b), NG2, CD 146, a-актин, виментин, кальдесмон, кальпонин, SCA-1, нестин (Traktuev DO, 2008а; Nombela-Arrieta С, 2011; Morikawa S, 2009; Huang GTJ, 2009).

Во множестве работ была показана способность МСК секретировать широкий спектр биологически активных веществ, таких как ангиогенные факторы (VEGF, HGF, P1GF, PDGF, ангиопоэтин, лептин), антиангиогенные факторы (PAI-I, тромбоспондин-1, эндостатин), нейротрофические факторы (NGF, BDNF, GDNF, LIF), цитокины (TGFJ3, IL-la, IL-6-8, IL-10-12, IL-14, TNF-a, простагландин-Е2), факторы роста (Г-КСФ, М-КСФ, ГМ-КСФ, FGF-2, IGF-I, EGF, KGF, SDF-1) и матриксные металлопротеиназы (ММП) (Pittenger MF, 2004; Haniffa MA, 2009; Nombela-Arrieta С, 2011; Ефименко АЮ, 2010; Gimble JM, 2007; Efimenko AY, 2011; Baglioni S, 2009; Nauta AJ, 2007; Minguell JJ, 2001; Nosrat IV, 2001; Ryu HH, 2009; Sasaki M, 2009; Casteilla L, 2006; Lu S, 2011; Morikuni Tobita, 2011; Zhanga Y, 2010).

Помимо факторов роста МСК также способны продуцировать большое количество белков матрикса (коллагены I, III-VI типов, фибронектин, ламинин и протеогликаны) (Minguell JJ, 2001; Carlson KB, 2011). Возможно, именно это

свойство МСК обусловливает их высокую способность прикрепляться к культуральному пластику (Ye Y, 2011; Krampera М, 2007; Ефименко АЮ, 2010).

В культуре МСК удваиваются каждые 2-4 суток, что зависит от условий культивирования и источника клеток (Gimble JM, 2007). МСК КМ способны к 15-20 (Minguell JJ, 2001; Woodbury D, 2000), а МСК ЖТ - к 50 удвоениям (Jang JH, 2006). Длительное культивирование (для МСК КМ и МСК ЖТ-.более 20 и 30 пассажей, соответственно) снижает пролиферативный и дифференцировочный потенциал клеток (Gimble JM, 2007; Efimenko AY, 2011; Hare JM, 2009; Izadpanah R, 2008; Minguell JJ, 2001; Tasso R, 2009; Woodbury D, 2000), а также увеличивается вероятность хромосомных аберраций и апоптоза. Так, культивирование в течение 4-х месяцев приводило к формированию кариотипических аномалий в 30% клеток (Gimble JM, 2007). После достижения предела деления клетки переходят в G0 фазу клеточного цикла (Izadpanah R, 2008).

Благодаря высокому пролиферативному потенциалу МСК. исходная гетерогенная популяция клеток к 4-му пассажу обогащается ими до 98% (Tapp Н, 2009). Однако культивирование МСК нарушает их способность к хоумингу после трансплантации. Возможно, это связано с утратой при пассировании МСК рецепторов, ответственных за процессы хоуминга (Morikawa S, 2009; Nauta AJ, 2007).

Некоторые авторы считают, что физиологическими условиями для МСК являются условия пониженного содержания кислорода (1%) (Efimenko AY, 2011). По этой причине увеличивается количество экспериментальных работ, исследующих свойства МСК в условиях гипоксии. Было показано, что культивирование МСК ЖТ в условиях пониженного содержания кислорода (1%) усиливает способность МСК к пролиферации и миграции, снижает их адипогенный потенциал и увеличивает уровень экспрессии многих факторов роста (VEGF, HGF) (Gimble JM, 2007; Efimenko AY, 2011; Valorani MG, 2010).

При со-культивирование МСК с другими типами клеток были выявлены некоторые их интересные свойства. Так, МСК ЖТ стимулируют рост нейритов клеток спинального ганглия в культуре (Wei Y, 2010), а при со-культивировании с эндотелиоцитами стабилизируют формирующиеся эндотелиальные трубочки (Traktuev DO, 2008а).

Важным является тот факт, что in vitro популяция МСК является неоднородной по дифференцировочному потенциалу и это, возможно, обусловлено присутствием в культуре МСК потомков различной степени дифференцированности (Nombela-Arrieta С, 2011; Huang GTJ, 2009). Данное предположение было подтверждено на культуре МСК, полученных из пуповины человека. Оказалось, что клетки-потомки, полученные клонированием отдельных клеток популяции МСК, проявляли различные способность к самообновлению и степень мультипотентности in vitro, причем мультипотентность в дочерних клонах постепенно утрачивалась. Таким образом, культуры МСК содержат гетерогенный пул мезенхимальных предшественников или стволовых клеток, которые могут быть выстроены иерархически, подобно другим, хорошо описанным системам стволовых клеток (Nombela-Arrieta С, 2011). В одной из работ авторы, исследуя дифференцировочный потенциал отдельных клеток популяции МСК КМ, попытались выстроить схему дифференцировки МСК КМ. Так, в культуре МСК КМ они обнаружили существование коммитированных предшественников: 30% из которых были способны дифференцироваться в остео-/хондро-/адипоциты, а остальные- в остео-/хондроциты или только в остеоциты. Клонов, обладающих остео-/адипо- или хондро-/адипогенным фенотипом, а также чистых хондрогенных или адипогенных обнаружено не было (Minguell JJ, 2001). Эти данные подтверждают неоднородность популяции МСК и то, что она состоит из коммитированных и некоммитированных клеток. На основе полученных данных авторы построили следующую схему дифференцировки МСК (рис. 8) (Minguell JJ, 2001). Однако выстроенная

иерархия МСК, по мнению самого автора, является незавершенной, несовершенной и требует доработки. Так, недавно в культуре МСК КМ обнаружили небольшую популяцию мелких агранулярных клеток (RS-1) с низкой способностью формировать колонии. RS-1 клетки экспрессировали антигенный профиль, отличный от такового у более многочисленных, быстро растущих и коммитированных МСК, и в них не удалось обнаружить антиген клеточного цикла (Ki-67). Изучая взаимоотношения между МСК и RS-1, исследователи пришли к выводу, что высокая способность МСК к росту зависит от присутствия RS-1 клеток. В то же время RS-1 клетки рециркулируют под действием факторов, секретируемых МСК, а при продолжительном культивировании в присутствии фетальной бычьей сыворотки RS-1 клетки давали начало коммитированным предшественникам, которые пролиферировали и затем дифференцировались. Клетки, обладающие схожими свойствами, были получены и при клонировании отдельных клеток популяции МСК. Таким образом, было показано, что, несмотря на ex vivo манипуляции и культивирование, культуры МСК КМ содержат редкую популяцию некоммитированных предшественников, обладающих свойствами стволовых клеток. Существуют ли эти клетки in vivo пока не ясно (Minguell JJ, 2001).

Мезенхимальные стволовые ткани после трансплантации способны мигрировать и встраиваться в место повреждения или воспаления (способность к хоумингу) (Pittenger MF, 2004; Jones Е, 2008). Так, было показано, что МСК после внутривенной инъекции мышам с экспериментально индуцированным ишемическим инсультом задерживаются преимущественно в поврежденном полушарии (Jones Е, 2008; Huang GTJ, 2009; Lin G, 2008; Chen J, 2001; Shen LH, 2007b). В модели инфаркта миокарда крыс введение 5 млн. МСК КМ вызывало значимое и стойкое их встраивание в миокард. Однако процесс хоуминга имел ограниченное временное «окно»- время для встраивания МСК в миокард было ограничено двумя неделями. При введении после этого срока- большинство МСК КМ возвращалось в КМ (Pittenger MF, 2004).

Рисунок 8. Предположительная схема пролиферативной иерархии МСК

КМ. С- предшественники стромы КМ, Т- предшественники теноцитов, О-предшественники остеобластов, Х- предшественники хондроцитов, А-предшественники адипоцитов, См- предшественники скелетных миобластов, Гм- предшественники гладкомышечных клеток, Км- предшественники кардиомиоцитов, Ас- предшественники астроцитов, Ол- предшественники олигодендроцитов, Н- предшественники нейронов (адаптировано из Minguell JJ, 2001).

По другим данным, при инъекции МСК здоровым мышам большая их часть задерживается в легких (Toma С, 2009). Механизм этого явления пока изучен недостаточно, но, вероятно, в нем принимают участие EGF/EGFR, PDGF-BB/PDGFR, SCF/c-kit, SDF-1/CXCR4, VEGF/VEGFR-1, -2, HGF/c-met и

uPA/uPAR (Ефименко АЮ, 2010; Kucerova L, 2007; Shen LH, 2007b). Так было показано, что в клетках зоны, пограничной ишемии, повышается экспрессия факторов роста SDF-1 и VEGF, которые могут способствовать хоумингу трансплантированных МСК в порежденную ткань (Huang GTJ, 2009; Shen LH, 2007b).

После достижения поврежденного органа МСК мигрируют через эндотелиальный слой и базальную мембрану. Предполагается, что миграция через слой эндотелия осуществляется подобно лейкоцитам с участием секретируемых ММП. Адгезия введенных МСК крысы осуществлялась на уровне прекапилляров. Уже спустя 5 минут после введения циркулирующих МСК не наблюдали. Через 72 часа МСК обнаруживали в периваскулярном пространстве или заключенными в базальную мембрану микроциркуляторного русла. Интеграция МСК происходила на уровне прекапилляров, где МСК задерживались изначально. Большее количество внутривенно введенных клеток (86%) эмболировали прекапилляры и сами погибали в течение первых 24 часов после инъекции (вероятно, вследствие вызванной ими ишемии) (рис. 9) (Тота С, 2009).

эритроцит мск

0-6 часов —«

1 Л микроишемия

6-24 часов j

гибель 86% МСК

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Карагяур, Максим Николаевич

ВЫВОДЫ

1. Мезенхимальные стволовые клетки, выделенные из жировой ткани, стимулируют восстановление структуры и функции периферического нерва после повреждения.

2. Мезенхимальные стволовые клетки экспрессируют нейротрофические факторы, навигационные молекулы, компоненты матрикса и миелина, необходимые для восстановления структуры и функции нервного волокна. Ключевую роль в способности МСК стимулировать восстановление травмированного нерва играют факторы роста ВБЫР, СБИР и УЕвР.

3. Генетическая конструкция, содержащая кДНК БЭ^, стимулирует восстановление структуры и функции травмированного периферического нерва, что подтверждает важный вклад этого фактора в способность МСК стимулировать восстановление поврежденного нерва. Эффект генетической конструкции рУахЬИЕШЫР на восстановление поврежденного нерва достоверно меньше, чем эффект МСК.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Карагяур, Максим Николаевич, 2013 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Гомазков OA - Нейротрофическая регуляция и стволовые клетки мозга, Издательство «Икар», 2006.

2. Ефименко АЮ, Старостина ЕЕ, Рубина КА, Калинина НИ, Парфенова ЕВ - Влияние гипоксии и воспалительных факторов на жизнеспособность и ангиогенную активность мезенхимных стромальных клеток из жировой ткани и костного мозга (2010) Цитология, том 52, №2: 144- 154.

3. Калашникова MB, Белявский АВ - Исследование сохранения мезенхимальных стволовых клеток после трансплантации в скелетную и сердечную мышцы (2009) Аутологичные стволовые клетки: экспериментальные исследования и перспективы клинического применения (под редакцией Ткачука В.А.), Литтерра, сс. 58-73.

4. Одинак ММ, Живолупов СА - Заболевания и травмы периферической нервной системы. Санкт-Петербург, Издательство "СпецЛит", 2009.

5. Парфенова ЕВ, Цоколаева ЗИ, Трактуев ДО и др. - Поиск новых «инструментов» для терапевтического ангиогенеза (2006) Молекулярная медицина, 2: 10-23.

6. Шевелев ИН - Травматические поражения плечевого сплетения - М.: 2005.

7. Abedin М, Tintut Y, Demer LL - Mesenchymal Stem Cells and the Artery Wall (2004) Circ Res., 95: 671-676.

8. Adams RA, Passino M, Sachs BD, Nuriel T, Akassoglou К - Fibrin mechanisms and functions in nervous system pathology (2004) Molecular Interventions, Vol. 4, Issue 3,163-176.

9. Ahmadian Kia N, Bahrami AR, Ebrahimi M, Matin MM, Neshati Z, Almohaddesin MR, Aghdami N, Bidkhori HR - Comparative Analysis of Chemokine Receptor's Expression in Mesenchymal Stem Cells Derived from Human Bone Marrow and Adipose Tissue (2010) J Mol Neurosci. [Epub ahead of print],

10. Aimes RT, Quigley JP - Matrix metalloproteinase-2 is an interstitial collagenase. Inhibitor-free enzyme catalyzes the cleavage of collagen fibrils and soluble native type I collagen generating the specific 3/4and 1/4-length fragments (1995) J Biol Chem 270, 5872-5876.

11. Akassoglou K, Kombrinck KW, Degen JL, Strickland S - Tissue Plasminogen Activator-mediated Fibrinolysis Protects Against Axonal Degeneration and Demyelination after Sciatic Nerve Injury (2000) The Journal of Cell Biology, Vol. 149, No.5, 1157-1166.

12. Akiyama Y, Radtke C, Kocsis JD - Remyelination of the Rat Spinal Cord by Transplantation of Identified Bone Marrow Stromal Cells (2002) The Journal of Neuroscience, 22(15): 6623-6630.

13. Alrashdan MS, Sung MA, Kim Kwon Y, Chung HJ, Kim SJ, Lee JH - Effects of combining electrical stimulation with BDNF gene transfer on the regeneration of crushed rat sciatic nerve (2011) Acta Neurochir (Wien). http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21656118

14. Amoh Y, Kanoh M, Niiyama S, Hamada Y, Kawahara K, Sato Y, Hoffman RM, Katsuoka K. -Human hair follicle pluripotent stem (hfPS) cells promote regeneration of peripheral-nerve injury: an advantageous alternative to ES and iPS cells (2009) J Cell Biochem.l07(5):1016-20.

15. Amoh Y, Hamada Y, Aki R, Kawahara K, Hoffman RM, Katsuoka К - Direct transplantation of uncultured hair-follicle pluripotent stem (hfPS) cells promotes the recovery of peripheral nerve injury (2010) J Cell Biochem. 110(l):272-7.

16. Anton ES, Sandrock AJ, Matthew WD - Merosin promotes neurite growth and Schwann cell migration in vitro and nerve regeneration in vivo: Evidence using an antibody to merosin, ARM-1 (1994) Dev Biol., 164: 133.

17. Araki K, Shiotani A, Watabe K, Saito К, Moro K, Ogawa K. -Adenoviral GDNF gene transfer enhances neurofunctional recovery after recurrent laryngeal nerve injury (2006) Gene Ther. 13(4): 296-303.

18. Armulik A, Abramsson A, Betsholtz С - Endothelial / Pericyte Interactions (2005) Circ Res., 97: 512-523.

19. Ashjian PH, Elbarbary AS, Edmonds B, DeUgarte D, Zhu M, Zuk PA, Lorenz HP, Benhaim P, Hedrick MH - In vitro differentiation of human processed lipoaspirate cells into early neural progenitors (2003) Plast Reconstr Surg., 111(6): 1922-31.

20. Autiero M, De Smet F, Claes F, Carmeliet P -Role of neural guidance signals in blood vessel navigation (2005) Cardiovascular Research, 65: 629- 638.

21. Baglioni S, Francalanci M, Squecco R, Lombardi A, Cantini G, Angeli R, Gelmini S, Guasti D, Benvenuti S, Annunziato F, Bani D, Liotta F, Francini F, Perigli G, Serio M, Luconi M -Characterization of human adult stem-cell populations isolated from visceral and subcutaneous adipose tissue (2009) FASEB J., 23: 3494-3505.

22. Bagnard D, Vaillant C, Seng-Thuon Khuth, Dufay N, Lohrum M, Piischel AW, Marie-Françoise Belin, Bolz J, Thomasset N - Semaphorin 3A-Vascular Endothelial Growth Factor-165 Balance Mediates Migration and Apoptosis of Neural Progenitor Cells by the Recruitment of Shared Receptor (2001) The Journal of Neuroscience, 21(10): 3332-3341.

23. Balezina OP, Gerasimenko NY, Dugina TN, Strukova SM - Characteristic properties of thrombin neurotropic activity (2004) Usp. Fiziol. Nauk, 35(3): 37-49.

24. Balezina OP, Gerasimenko NY, Dugina TN, Strukova SM - Study of neurotrophic activity of thrombin on the model of regenerating mouse nerve (2005) Bull Exp Biol Med, 139(1): 4-6.

25. Balsara RD, Castellino FJ, Ploplis VA - A Novel Function of Plasminogen Activator Inhibitor-1 in Modulation of the AKT Pathway in Wild-type and Plasminogen Activator Inhibitor-1-deficient Endothelial Cells (2006) The Journal of Biological Chemistry, Vol. 281, No 32: 22527-22536.

26. Baramova EN, Bajou K, Remade A, L'Hoir C, Krell HW, Weidle UH, Noel A, Foidart, JM -Involvement of PA/plasmin system in the processing of pro-MMP-9 and in the second step of pro-MMP-2 activation (1997) FEBS Lett, 405: 157-162.

27. Barres BA, Raff MC - Axonal Control of Oligodendrocyte Development (1999) The Journal of Cell Biology, Volume 147, No 6: 1123-1128.

28. Baumann N, Pham-Dinh D - Biology of Oligodendrocyte and Myelin in the Mammalian Central Nervous System (2001) Physiol Rev, 81: 871-927.

29. Bates D, Taylor GI, Newgreen DF - The pattern of neurovascular development in the forelimb of the quail embryo (2002) Dev Biol, 249(2): 300-20.

30. Bazley LA, Gullick WJ - The epidermal growth factor receptor family (2005) Endocrine-Related Cancer, 12: 17-27.

31. Bell DR, Van Zant G - Stem cells, aging, and cancer: inevitabilities and outcomes (2004) Oncogene, 23(43): 7290-6.

32. Benedetti M, Levi A, Chao MV - Differential expression of nerve growth factor receptors leads to altered binding affinity and neurotrophin responsiveness (1993) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90: 7859-7863.

33. Bibel M, Yves-Alain Barde - Neurotrophic: key regulators of cell fate and cell shape in the vertebrate nervous system (2000) Genes & Development, 14: 2919-2937.

34. Bikfalvi A, Klein S, Pintucci G, Rifkin DB - Biological Roles of Fibroblast Growth Factor-2 (1997) Endocrine Reviews, Vol. 18, No.l: 26-45.

35. Blanco RE, Soto I, Rios-Munoz W - FGF-2 Treatment Increases Activation of the ERK Signalling Pathway in Axotomized Retinal Ganglion Cells (2003) Invest Ophthalmol Vis Sci, 44.

36. Bolin LM and Shooter EM - Neurons Regulate Schwann Cell Genes by Diffusible Molecules (1993) The Journal of Cell Biology, Volume 123, № 1: 237-243.

37. Bovolenta P, Fernaud-Espinosa I - Nervous system proteoglycans as modulators of neurite outgrowth (2000) Prog Neurobiol, 61: 113-32.

38. Bôttcher RT, Niehrs C - FGF Signaling in Vertebrate Development (2005) Endocrine Reviews, 26(1): 63-77.

39. Braunewell KH, Pesheva P, McCarthy JB, Furcht LT, Schmitz B, Schachner M - Functional involvement of sciatic nerve-derived versican- and decorin-like molecules and other chondroitin

sulphate proteoglycans in ECM-mediated cell adhesion and neurite outgrowth (1995) Eur J Neurosci, 7: 805-814.

40. Brazelton TR, Rossi FMV, Keshet GI, Blau HM - From Marrow to Brain: Expression of Neuronal Phenotypes in Adult Mice (2000) Science, 290: 1775-1779.

41. Browner MF, Smith WW, Castelhano AL - Matrilysininhibitor complexes: Common themes among metalloproteases (1995) Biochemistry, 34: 6602-6610.

42. Bunge RP - Tissue culture observations relevant to the study of axon-Schwann cell interactions during peripheral nerve development and repair (1987) J Exp Biol, 132: 21-34.

43. Burg MA, Tillet E, Timpl R, Stallcup WB - Binding of the NG2 proteoglycan to type VI collagen and other extracellular matrix molecules (1996) J Biol Chem, 271: 26110-26116.

44. Butowt R, von Bartheld CS - Sorting of Internalized Neurotrophins into an Endocytic Transcytosis Pathway via the Golgi System: Ultrastructural Analysis in Retinal Ganglion Cells (2001) The Journal of Neuroscience, 21(22): 8915-8930.

45. Buzanska L, Machaj EK, Zablocka B, Pojda Z, Domanska-Janik K - Human cord blood-derived cells attain neuronal and glial features in vitro (2002) Journal of Cell Science, 115: 2131-2138.

46. Cai L, Johnstone BH, Cook TG et al. - IFATS collection: Human adipose tissue-derived stem cells induce angiogenesis and nerve sprouting following myocardial infarction, in conjunction with potent preservation of cardiac function (2009) Stem Cells, 27(1): 230-7.

47. Calza L, Giardino L, Giuliani A, Aloe L, Levi-Montalcini R - Nerve growth factor control of neuronal expression of angiogenetic and vasoactive factors (2000) PNAS, Vol. 98, No.7: 41604165.

48. Cao Q, Qian He, Yaping Wang, Xiaoxin Cheng, Russell M. Howard, Yiping Zhang, William H. DeVries, Christopher B. Shields, David S. K. Magnuson, Xiao-Ming Xu, Dong H. Kim, and Scott R. Whittemore - Transplantation of Ciliary Neurotrophic Factor-Expressing Adult Oligodendrocyte Precursor Cells Promotes Remyelination and Functional Recovery after Spinal Cord Injury (2010) The Journal of Neuroscience, 30(8): 2989 -3001.

49. Caporali A & Emanueli C - Cardiovascular Actions of Neurotrophins (2009) Physiol Rev, 89: 279-308.

50. Carriero MV, Franco P, Vocca I, Alfano D, Votta G, Longanesi-Cattani I, Bifulco K, Mancini A, Caputi M, Stoppelli MP - Structure, function and antagonists of urokinase-type plasminogen activator (2009) Bioscience, 14: 3782-3794.

51. Carrion B, Huang CP, Ghajar CM, Kachgal S, Kniazeva E, Jeon NL, Putnam AJ - Recreating the perivascular niche ex vivo using a microfluidic approach (2010) Biotechnol Bioeng., 107(6): 10208.

52. Carlson KB, Singh P, Feaster MM, Ramnarain A, Pavlides C, Chen ZL, Yu WM, Feltri ML, Strickland S - Mesenchymal stem cells facilitate axon sorting, myelination, and functional recovery in paralyzed mice deficient in Schwann cell-derived laminin (2011) Glia, 59(2): 267-77.

53. Carlson S, JoAnn Trial, Soeller C, Entman ML - Cardiac mesenchymal stem cells contribute to scar formation after myocardial infarction (2011) Cardiovasc Res (on-line).

54. Carro E, Nunez A, Busiguina S Torres-Aleman I - Circulating Insulin-Like Growth Factor I Mediates Effects of Exercise on the Brain (2000) The Journal of Neuroscience, 20(8): 2926-2933.

55. Carmeliet P, Moons L, Lijnen R, Baes M, Lemaitre V, Tipping P, Drew A, Eeckhout Y, Shapiro S, Lupu F, Collen D. Urokinase-generated plasmin activates matrix metalloproteinases during aneurysm formation (1997) Nat Genet, 17: 439-44.

56. Casteilla L, Dani C - Adipose tissue-derived cells: from physiology to regenerative medicine (2006) Diabetes & Metabolism, Vol. 32, No 5: 393-401.

57. Chattopadhyay M, Walter C, Mata M, Fink DJ - Neuroprotective effect of herpes simplex virusmediated gene transfer of erythropoietin in hyperglycemic dorsal root ganglion neurons (2009) Brain: 132; 879-888.

58. Chen H, Liu B, Neufeld AH - Localization Of Epidermal Growth Factor Receptor And Its Ligands In The Normal Adult Rat, Mouse And Human Retina (2006) Invest Ophthalmol Vis Sci, 47.

59. Chen J, Li Y, Wang L, Zhang Z, Lu D, Lu M, Chopp M - Therapeutic Benefit of Intravenous Administration of Bone Marrow Stromal Cells After Cerebral Ischemia in Rats (2001) Stroke, 32: 1005-1011.

60. Chen CW, Montelatici E, Crisan M, Corselli M, Huard J, Lazzari L, Peault B - Perivascular multi-lineage progenitor cells in human organs: regenerative units, cytokine sources or both? (2009) Cytokine Growth Factor Rev, 20(5-6): 429-434.

61. Chen L, Maures TJ, Jin H, Huo JS, Rabbani SA, Schwartz J, Carter-Su C - SH2Blp (SH2-BP) Enhances Expression of a Subset of Nerve Growth Factor-Regulated Genes Important for Neuronal Differentiation Including Genes Encoding Urokinase Plasminogen Activator Receptor and Matrix Metalloproteinase 3/10 (2008) Mol Endocrinol., 22(2): 454-476.

62. Chen Y, Wang D, Wang Z, Weng Z, Deng Z - Effect of adenovirus expressing NGF on sciatic nerve injury in rats (2009) Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 23(8):947-53.

63. Chen ZL, Strickland S - Laminin-yl is critical for Schwann cell differentiation, axon myelination, and regeneration in the peripheral nerve (2003) The Journal of Cell Biology, Vol. 163, No 4: 889899.

64. Cheng FC, Tai MH, Sheu ML, Chen CJ, Yang DY, Su HL, Ho SP, Lai SZ, Pan HC -Enhancement of regeneration with glia cell line-derived neurotrophic factor-transduced human amniotic fluid mesenchymal stem cells after sciatic nerve crush injury (2010) J Neurosurg. 112(4):868-79.

65. Cheng LN, Xiao-Hui Duan, Xiao-Mei Zhong, Ruo-Mi Guo, Fang Zhang, Cui-Ping Zhou and Jun Shen - Transplanted Neural Stem Cells Promote Nerve Regeneration in Acute Peripheral Nerve Traction Injury: Assessment Using MRI (2011) AJR 196: 1381-1387.

66. Cho HH, Jang S, Lee SC, Jeong HS, Park JS, Han JY, Lee KH, Cho YB - Effect of neural-induced mesenchymal stem cells and platelet-rich plasma on facial nerve regeneration in an acute nerve injury model (2010) Laryngoscope. 120(5):907-13.

67. Choi HJ, Jong Min Kim, Euna Kwon, Jeong-Hwan Che, Jae-Il Lee, Seong-Ryul Cho, Sung Keun Kang, Jeong Chan Ra, and Byeong-Cheol Kang - Establishment of Efficacy and Safety Assessment of Human Adipose Tissue-Derived Mesenchymal Stem Cells (hATMSCs) in a Nude Rat Femoral Segmental Defect Model (2011) J Korean Med Sci, 26: 482-491.

68. Choi KS, Shin JS, Lee JJ, Kim YS, Kim SB, Kim CW - In vitro trans-differentiation of rat mesenchymal cells into insulin-producing cells by rat pancreatic extract (2005) Biochem Biophys Res Commun., 330(4): 1299-305.

69. Chopp M, Li Y - Treatment of neural injury with marrow stromal cells (2002) Lancet Neurol., 1(2): 92-100.

70. Chung VH, Chen AY, Kwan CC, Chen PK, Chang SC - Mandibular alveolar bony defect repair using bone morphogenetic protein 2-expressing autologous mesenchymal stem cells (2011) J Craniofac Surg., 22(2): 450-4.

71. Colamarino SA, Tessier-Lavigne M. The axonal chemoattractant netrin-1 is also a chemorepellent for trochlear motor axons (1995) Cell, 81: 621-629.

72. Colognato H, MacCarrick M, O'Rear JJ, Yurchenco PD - The laminin alpha2-chain short arm mediates cell adhesion through both the alpha 1 beta 1 and alpha2betal integrins (1997) J Biol Chem, 272: 29330-29336.

73. Contreras PC, Steffler C, Yu E, Callison K, Stong D, Vaught JL - Systemic administration of rhIGF-I enhanced regeneration after sciatic nerve crush in mice.

74. Cui L, Jiang J, Wei L, Zhou X, Fraser JL, Snider BJ, Yu SP - Transplantation of embryonic stem cells improves nerve repair and functional recovery after severe sciatic nerve axotomy in rats (2008) Stem Cells. 26(5): 1356-65.

75. da Silva Meirelles L, Chagastelles PC, Nardi NB - Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues (2006) Journal of Cell Science, 119: 2204-2213.

76. D'Alessio S, Blasi F - The urokinase receptor as an entertainer of signal transduction (2009) Bioscience, 14: 4575-4587

77. D'Amore PA - Vascular Endothelial Cell Growth Factor-A: Not Just for Endothelial Cells Anymore (2007) The American Journal of Pathology, Vol.171, No.l: 14-18.

78. Dahlin L, Brandt J, Nilsson A, Lundborg G, Kanje M. - Schwann cells, acutely dissociated from a predegenerated nerve trunk, can be applied into a matrix used to bridge nerve defects in rats (2007) Acta Neurochir Suppl. 100:57-9.

79. Danielsen N, Kerns JM, Holmquist B, Zhao Q, Lundborg G, Kanje M - Predegeneration enhances regeneration into acellular nerve grafts (1995) Brain Res, 681: 105-108.

80. Dezava M, Takahashi I, Esaki M, Takano M, Sawada H - Sciatic nerve regeneration in rats induced by transplantation of in vitro differentiated bone-marrow stromal cells (2001) Eur J Neurosci, 14: 1771-1776.

81. di Summa PG, Kingham PJ, Raffoul W, Wiberg M, Terenghi G, Kalbermatten DF - Adipose-derived stem cells enhance peripheral nerve regeneration (2010) J Plast Reconstr Aesthet Surg., 63(9): 1544-52.

82. di Summa PG, Kalbermatten DF, Pralong E, Raffoul W, Kingham PJ, Terenghi G - Long-term in vivo regeneration of peripheral nerves through bioengineered nerve grafts (2011) Neuroscience, 181:278-91.

83. Dobrowolny G, Giacinti C, Pelosi L, Nicoletti C, Winn N, Barberi L, Molinaro M, Rosenthal N, Musaro A - Muscle expression of a local Igf-1 isoform protects motor neurons in an ALS mouse model (2005) The Journal of Cell Biology, Vol. 168, No. 2: 193-199.

84. Dome B, Hendrix MJC, Paku S, Tovari J, Timar J - Alternative Vascularization Mechanisms in Cancer: Pathology and Therapeutic Implications (2007) The American Journal of Pathology, Vol.170, No.l: 1-15.

85. Dong Y, Chen Z, Hong G - Effects of neurotrophic factor 3 gene modified SC on sciatic nerve regeneration in rats (2009) Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 23(9): 1104-9.

86. Dono R - Fibroblast growth factors as regulators of central nervous system development and function (2003) Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, 284: R867-R881.

87. Dontchev VD & Letourneau PC - Growth Cones Integrate Signaling from Multiple Guidance Cues (2003) The Journal of Histochemistry & Cytochemistry, Vol. 51(4): 435^44.

88. Dorshkind K, Montecino-Rodriguez E, Signer RA- The ageing immune system: is it ever too old to become young again? (2009) Nat Rev Immunol, 9(1): 57-62.

89. Eccles JC, The physiology of synapses, 1964.

90. Efimenko AY, Starostina E, Kalinina N, Stolzing A - Angiogenic properties of aged adipose derived mesenchymal stem cells after hypoxic conditioning (2011) Journal of Translational Medicine, 9:10 (http://www.translational-medicine.eom/content/9/l/10)

91. Eichmann A, Makinen T, Alitalo K - Neural guidance molecules regulate vascular remodeling and vessel navigation (2005) Genes Dev., 19: 1013-1021.

92. Einheber S, Hannocks MJ, Metz CN, Rilkin DB, Salzer JL - Transforming Growth-Factor- beta 1 Regulates Axon/Schwann Cell Interactions (1995) The Journal of Cell Biology, Vol. 129, No 2: 443-458.

93. Emanueli C, Schratzberger P, Kirchmair R, Madeddu P - Paracrine control of vascularization and neurogenesis by neurotrophins (2003) British Journal of Pharmacology, 140: 614-619.

94. Erba P, Mantovani C, Kalbermatten DF, Pierer G, Terenghi G, Kingham PJ - Regeneration potential and survival of transplanted undifferentiated adipose tissue-derived stem cells in peripheral nerve conduits (2010a) J Plast Reconstr Aesthet Surg., 63(12): e811-7.

95. Erba P, Terenghi G, Kingham PJ - Neural differentiation and therapeutic potential of adipose tissue derived stem cells (2010b) Curr Stem Cell Res Ther., 5(2): 153-60.

96. Esaki S, Kitoh J, Katsumi S, Goshima F, Kimura H, Safwat M, Yamano K, Watanabe N, Nonoguchi N, Nakamura T, Coffin RS, Miyatake SI, Nishiyama Y, Murakami S - Hepatocyte growth factor incorporated into herpes simplex virus vector accelerates facial nerve regeneration after crush inj ury (2011) Gene Ther.

97. Esposito D, Patel P, Pilar Perez RMS, Chao MV, Kaplan DR, Hempstead BL - The Cytoplasmic and Transmembrane Domains of the p75 and Trk A Receptors Regulate High Affinity Binding to Nerve Growth Factor (2001) The journal of biological chemistry, Vol. 276, No. 35: 32687-32695.

98. Fang B, Song Y, Zhao RC, Han Q, Lin Q - Using human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells as salvage therapy for hepatic graft-versus-host disease resembling acute hepatitis (2007) Transplant Proc., 39(5): 1710-3.

99. Fang Y, Mo X, Guo W, Zhang M, Zhang P, Wang Y, Rong X, Tian J, Sun X - A new type of Schwann cell graft transplantation to promote optic nerve regeneration in adult rats (2010) J Tissue Eng Regen Med. 4(8):581-9.

100. Ferrara N, Davis-Smyth T - The Biology of Vascular Endothelial Growth Factor (1997) Endocrine Reviews, Vol. 18, No. 1: 4-25.

101. Feng J, Mantesso A, De Bari C, Nishiyama A, Sharpe PT - Dual origin of mesenchymal stem cells contributing to organ growth and repair (2011) Proc Natl Acad Sci USA. [Epub ahead of print].

102. Fredette BJ, Ranscht B - T-Cadherin expression delineates specific regions of the developing motor axon-hindlimb projection pathway (1994) The Journal of Neuroscience, 14(12):-7331-7346.

103. Frenette PS, Méndez-Ferrer S, Lucas-Alcaraz D, Batista M, Lira S, Michurina TV, Enikolopov GN - The Hematopoietic Stem Cell Niche (2009) Blood, 114.

104. Fu SY, Gordon T - Contributing Factors to Poor Functional Recovery after Delayed Nerve Repair: Prolonged Axotomy (1995) The Journal of Neuroscience, 15(5): 3876-3885.

105. Fugleholm K, Schmalbruch H, Krarup C - Early peripheral nerve regeneration after crushing, sectioning, and freeze studied by implanted electrodes in the cat. (1994) J Neurosci.

106. Fugleholm K, Schmalbruch H, Krarup C - Post reinnervation maturation of myelinated nerve fibers in the cat tibial nerve: chronic electrophysiological and morphometric studies. (2000) JPNS, 5(2): 82-95.

107. Funakoshi H, Risling M, Carlstedt T, Lendahl U, Timmusk T, Metsis M, Yamamoto Y, Ibáñez CF - Targeted expression of a multifunctional chimeric neurotrophin in the lesioned sciatic nerve accelerates regeneration of sensory and motor axons (1998) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, Vol. 95: 5269-5274.

108. Gadher SJ, Schmid TM, Heck LW, Woolley DE - Cleavage of collagen type X by human synovial collagenase and neutrophil elastase (1989) Matrix, 9: 109-15.

109. Gang Deng, Curriden SA, Soujuan Wang, Rosenberg S, Loskutoff DJ - Is Plasminogen Activator Inhibitor-1 the Molecular Switch That Governs Urokinase Receptor-mediated Cell Adhesion and Release? (1996) The Journal of Cell Biology, Vol. 134, No. 6: 1563-1571.

110. Gearing A J, Beckett P, Christodoulou M, Churchill M, Clements J, Davidson AH, Drummond AH, Galloway WA, Gilbert R, Gordon JL et al. - Processing of tumour necrosis factor-alpha precursor by metalloproteinases (1994) Nature, 370: 555-7.

111. Gimble JM, Katz AJ, Bunnell BA - Adipose-Derived Stem Cells for Regenerative Medicine (2007) Circ. Res., 100: 1249-1260.

112. Gordon Boyd J, Gordon T - Neurotrophic factors and their receptors in axonal regeneration and functional recovery after peripheral nerve injury (2003) Molecular Neurobiology, Vol. 27, No. 3: 277-323.

113. Gotz R, Koster R, Winkler C, Raulf F, Lottspeich F, Schartl M, Thoenen H - Neurotropin-6 is a new member of the neurotrophin family (1994) Nature, 372: 266-269.

114. Giuditta A, Jong Tai Chun, Eyman M, Cefaliello C, Bruno AP, Crispino M - Local Gene Expression in Axons and Nerve Endings: The Glia-Neuron Unit (2008) Physiol Rev, 88: 515-555.

115. Goldberg JL - How does an axon grow? (2003) Genes & Dev., 17: 941-958.

116. Gravvanis AI, Lavdas AA, Papalois A, Tsoutsos DA, Matsas R. - The beneficial effect of genetically engineered Schwann cells with enhanced motility in peripheral nerve regeneration: review (2007) Acta Neurochir Suppl. 100:51-6.

117. Grinspan JB, Marchionni MA, Reeves M, Coulaloglou M, Scherer SS - Axonal Interactions Regulate Schwann Cell Apoptosis in Developing Peripheral Nerve: Neuregulin Receptors and the Role of Neuregulins (1996) The Journal ofNeuroscience, 16(19): 6107-6118.

118. Grosheva M, Guntinas-Lichius O, Arnhold S, Skouras E, Kuerten S, Streppel M, Angelova SK, Wewetzer K, Radtke C, Dunlop SA, Angelov DN - Bone marrow-derived mesenchymal stem cell transplantation does not improve quality of muscle reinnervation or recovery of motor function after facial nerve transection in rats (2008) Biol Chem. 389(7):873-88.

119. Guenard V, Kleitman N, Morrissey TK, Bunge RP, Aebischer P - Syngeneic Schwann Cells Derived from Adult Nerves Seeded in Semipermeable Guidance Channels Enhance Peripheral Nerve Regeneration (1992) The Journal ofNeuroscience, 12(9): 3310 - 3320.

120. Guertin AD, Zhang DP, Mak KS, Alberta JA, Kim HA - Microanatomy of Axon/Glial Signaling during Wallerian Degeneration (2005) The Journal ofNeuroscience, 25(13): 3478 -3487.

121. Guilak F, Lott KE, Awad HA, Cao Q, Hicok KC, Fermor B, Gimble JM - Clonal analysis of the differentiation potential of human adipose-derived adult stem cells (2006) J Cell Physiol., 206(1): 229-37.

122. Guillet C, Auguste P, Mayo W, Kreher P, Gascan H - Ciliary Neurotrophic Factor is a Regulator of Muscular Strength in Aging (1999) The Journal ofNeuroscience, 19(4): 1257-1262.

123. Guntinas-Lichius O, Wewetzer K, Tomov TL, Azzolin N, Kazemi S, Streppel M, Neiss WF, Angelov DN - Transplantation of Olfactory Mucosa Minimizes Axonal Branching and Promotes the Recovery of Vibrissae Motor Performance after Facial Nerve Repair in Rats (2002) The Journal of Neuroscience, 22(16):7121-713.

124. Gveric D, Herrera BM, Cuzner ML - tPA Receptors and the Fibrinolytic Response in Multiple Sclerosis Lesions (2005) American Journal of Pathology, Vol. 166, No. 4: 1143-1151.

125. Haastert K, Grosheva M, Angelova SK, Guntinas-Lichius O, Skouras E, Michael J, Grothe C, Dunlop SA, Angelov DN - Schwann Cells Overexpressing FGF-2 Alone or Combined with Manual Stimulation Do Not Promote Functional Recovery after Facial Nerve Injury (2009) Journal of Biomedicine and Biotechnology http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2760319/?tool=pubmed

126. Haniffa MA, Collin MP, Buckley CD, Dazzi F - Mesenchymal stem cells: the fibroblasts' new clothes? (2009) Haematologica, 94: 258-263.

127. Hantai D, Rao JS, Kahler C, Festoff BW - Decrease in plasminogen activator correlates with synapse elimination during neonatal development of mouse skeletal muscle (1989) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, Vol. 86: 362-366.

128. Hare JM, Traverse JH, Henry TD, Nabil Dib, Strumpf RK, Schulman SP, Gerstenblith G, DeMaria AN, Denktas AE, Gammon RS, Hermiller JB, Reisman MA, Schaer GL, Sherman W - A Randomized, Double-Blind, Placebo-Controlled, Dose-Escalation Study of Intravenous Adult Human Mesenchymal Stem Cells (Prochymal) After Acute Myocardial Infarction (2009) JACC, Vol. 54, No. 24: 2277-86.

129. Hartenstein V - The neuroendocrine system of invertebrates: a developmental and evolutionary perspective (2006) Journal of Endocrinology, 190, 555-570.

130. Hatzistergos KE, Quevedo H, Oskouei BN, Qinghua Hu, Feigenbaum GS, Margitich IS, Ramesh Mazhari, Boyle AJ, Zambrano JP, Rodriguez JE, Dulce R, Pattany PM, Valdes D, Revilla C, Heldman AW, McNiece I, Hare JM - Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Stimulate Cardiac Stem Cell Proliferation and Differentiation (2010) Circ Res., 107: 913-922.

131. Hayashi Y, Kawazoe Y, Sakamoto T, Ojima M, Wang W, Takazawa T, Miyazawa D, Ohya W, Funakoshi H, Nakamura T, Watabe K - Adenoviral gene transfer of hepatocyte growth factor prevents death of injured adult motoneurons after peripheral nerve avulsion (2006) Brain Res.l 111 (1): 187-95.

132. Hayden SM, Seeds NW - Modulated Expression of Plasminogen Activator System Components in Cultured Cells from Dissociated Mouse Dorsal Root Ganglia (1996) The Journal of Neuroscience, 76(7): 2307-2317.

133. Hermann A, Gastl R, Liebau S, Popa MO, Fiedler J, Boehm BO, Maisei M, Lerche H, Schwarz J, Brenner R, Storch A - Efficient generation of neural stem cell-like cells from adult human bone marrow stromal cells (2004) Journal of Cell Science, 117: 4411-4422.

134. Herz J, Strickland DK - LRP: a multifunctional scavenger and signaling receptor, (2001) J. Clin. Invest., 108: 779-784.

135. Hobson MI, Green CJ, Terenghi G - VEGF enhances intraneural angiogenesis and improves nerve regeneration after axotomy (2000) J. Anat., 197: 591-605.

136. Hofstetter CP, Schwarz EJ, Hess D, Widenfalk J, Manira AE, Prockop DJ, Olson L - Marrow stromal cells form guiding strands in the injured spinal cord and promote recovery (2002) PNAS, Vol. 99, No.4:2199-2204.

137. Hottinger AF, Azzouz M, Deglon N, Aebischer P, Zurn AD - Complete and Long-Term Rescue of Lesioned Adult Motoneurons by Lentiviral-Mediated Expression of Glial Cell Line-Derived Neurotrophic Factor in the Facial Nucleus (2000) The Journal of Neuroscience, 20(15):5587-5593.

138. Höke A, Redett R, Hameed H, Jari R, Zhou C, Li ZB, Griffin JW, Brushart TM - Schwann Cells Express Motor and Sensory Phenotypes That Regulate Axon Regeneration (2006) The Journal of Neuroscience, 26(38): 9646 -9655.

139. Hu K, Yang J, Tanaka S, Gonias SL, Mars WM, Liu Y - Tissue-type Plasminogen Activator Acts as a Cytokine That Triggers Intracellular Signal Transduction and Induces Matrix Metalloproteinase-9 Gene Expression (2006) The Journal of Biological Chemistry, Vol.281, No.4: 2120-2127.

140. Huang GTJ, Gronthos S, Shi S - Mesenchymal Stem Cells Derived from Dental Tissues vs. Those from Other Sources: Their Biology and Role in Regenerative Medicine (2009) J Dent Res, 88(9): 792-806.

141. Hughes PM, Wells GMA, Clements JM, Gearing AJH, Redford EJ, Davies M, Smith KJ, Hughes RAC, Brown MC, Miller KM - Matrix metalloproteinase expression during experimental autoimmune neuritis (1998) Brain, 121: 481-494.

142. Ibrahim AG, Kirkwood PA, Raisman G, Li Y - Restoration of hand function in a rat model of repair of brachial plexus injury (2009) Brain.l32(Pt 5):1268-76.

143. Ilag LL, Curtis R, Glass D, Funakoshi H, Tobkes NJ, Ryan TE, Acheson A, Lindsay RM, Persson H, Yancopoulos GD, DiStefano PS, Ibänez CF - Pan-neurotrophin 1: A genetically engineered neurotrophic factor displaying multiple specfi cities in peripheral neurons in vitro and in vivo (1995) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, Vol. 92: 607-611.

144. Imai K, Hiramatsu A, Fukushima D, Pierschbacher MD, Okada Y - Degradation of decorin by matrix metalloproteinases: Identification of the cleavage sites, kinetic analyses and transforming growth factor-beta 1 release (1997) Biochem J, 322: 809-814.

145. Izadpanah R, Trygg C, Patel B, Kriedt C, Dufour J, Gimble JM, Bunnell BA - Biologic properties of mesenchymal stem cells derived from bone marrow and adipose tissue (2006) J Cell Biochem., 99(5): 1285-97.

146. Izadpanah R, Kaushal D, Kriedt C, Tsien F, Patel B, Dufour J, Bunnell BA - Long-term In vitro Expansion Alters the Biology of Adult Mesenchymal Stem Cells (2008) Cancer Res, 68: 42294238.

147. James L, Knoli IV, Qarver DL, Ramberg JE, Kingsbury SJ, Croissant D, McDermott B -Heterogeneity of the Psychoses: Is There a Neurodegenerative Psychosis? (1998) Schizophrenia Bulletin, Vol. 24, No. 3: 365-379.

148. Jang HS, Kim HJ, Kim JM, Lee YS, Kim KL, Kim JA, Lee JY, Suh W, Choi JH, Jeon ES, Byun J, Kim DK - A Novel ex Vivo Angiogenesis Assay Based on Electroporation-Mediated Delivery of Naked Plasmid DNA to Skeletal Muscle (2004) Molecular Therapy, 9: 464-474.

149. Jang JH, Lee HW, Eom YW, Kang SY, Park JS, Choi JH, Kim HC - Characteristics of Adipose Tissue-Derived Mesenchymal Stem Cells (2006) Blood, 108.

150. Jang S, Cho HH, Cho YB, Park JS, Jeong HS - Functional neural differentiation of human adipose tissue-derived stem cells using bFGF and forskolin (2010) BMC Cell Biology, 11: 25. http://www.biomedcentral .com/1471-2121/11/25

151. Jin KL, Mao XO, Greenberg DA - Vascular endothelial growth factor: Direct neuroprotective effect in in vitro ischemia (2000) PNAS, Vol. 97, No. 18, 10242-10247.

152. Jin K, Zhu Y, Sun Y, Mao XO, Xie L, Greenberg DA - Vascular endothelial growth factor (VEGF) stimulates neurogenesis in vitro and in vivo (2002) PNAS, Vol. 99, No. 18: 11946-11950.

153. Jing D, Fonseca AV, Alakel N, Fierro FA, Muller K, Bornhauser M, Ehninger G, Corbeil D, Ordemann R - Hematopoietic stem cells in co-culture with mesenchymal stromal cells - modeling the niche compartments in vitro (2010) Haematologica, 95: 542-550.

154. Johnson BD, Gershan JA, Natalia N, Zujewski H, Weber JJ, Yan X, Orentas RJ - Neuroblastoma cells transiently transfected to simultaneously express the co-stimulatory molecules CD54, CD80, CD86, and CD137L generate antitumor immunity in mice (2005) J Immunother., 28(5): 449-60.

155. Jones DL, Rando TA- Emerging models and paradigms for stem cell aging (2011) Nat. Cell Biol., 13,506-512.

156. Jones E and McGonagle D - Human bone marrow mesenchymal stem cells in vivo (2008) Rheumatology, 47: 126-131.

157. Jones E, Yang X - Mesenchymal stem cells and bone regeneration: Current status (2011) Injury [Epub ahead of print].

158. Kachgal S, Putnam AJ - Mesenchymal stem cells from adipose and bone marrow promote angiogenesis via distinct cytokine and protease expression mechanisms (2011) Angiogenesis, 14(1): 47-59.

159. Kah-Hui Wong et al. - Peripheral Nerve Regeneration Following Crush Injury to Rat Peroneal Nerve by Aqueous Extract of Medicinal Mushroom Hericium erinaceus (Bull.: Fr) Pers. (Aphyllophoromycetideae) (2011) Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, http://ecam.oxfordiournals.org/cgi/reprint/neq062vl

160. Kalbermatten DF, Erba P, Mahay D, Wiberg M, Pierer G, Terenghi G - Schwann Cell Strip for Peripheral Nerve Repair (2008) J Hand Surg Eur Vol 3:5 587-594.

161. Kamada T, Koda M, Dezawa M, Yoshinaga K, Hashimoto M, Koshizuka S, Nishio Y, Moriya H, Yamazaki M - Transplantation of bone marrow stromal cell-derived Schwann cells promotes axonal regeneration and functional recovery after complete transection of adult rat spinal cord (2005) J Neuropathol Exp Neurol., 64(1): 37-45.

162. Kang SK, Lorna A. Putnam, Joni Ylostalo, Ion Razvan Popescu, Jason Dufour, Andrei Belousov, and Bruce A. Bunnell - Neurogenesis of Rhesus adipose stromal cells (2004) Journal of Cell Science, 117:4289-4299.

163. Karimi-Abdolrezaee S, Eftekharpour E, Wang J, Morshead CM, Fehlings MG - Delayed Transplantation of Adult Neural Precursor Cells Promotes Remyelination and Functional Neurological Recovery after Spinal Cord Injury (2006) The Journal of Neuroscience, 26(13): 33773389.

164. Kaspar BK, Llado J, Sherkat N, Rothstein JD, Gage FH - Retrograde Viral Delivery of IGF-1 Prolongs Survival in a Mouse ALS Model (2003) Science, Vol. 301: 839-842.

165. Katoh-Semba R, Matsuda M, Kato K, Oohira A - Chondroitin sulphate proteoglycans in the rat brain: Candidates for axon barriers of sensory neurons and the possible modification by Iaminin of their actions (1995) Eur J Neurosci, 7: 613-621.

166. Kawamoto A et al. - Therapeutic potential of ex vivo expanded endothelial progenitor cells for myocardial ischemia (2001) Circulation, 103(5): 634-7.

167. Keino-Masu K, Masu M, Hinck L, Leonardo ED, Chan SS, Culotti JG, Tessier-Lavigne M. Deleted in Colorectal Cancer (DCC) encodes a netrin receptor (1996) Cell, 87: 175-185.

168. Kermani P, Hempstead B - BDNF: A Newly Described Mediator of Angiogenesis (2007) Trends Cardiovasc Med., 17(4): 140-143.

169. Keyvan-Fouladi N, Raisman G, Li Y - Functional Repair of the Corticospinal Tract by Delayed Transplantation of Olfactory Ensheathing Cells in Adult Rats (2003) The Journal of Neuroscience, 23(28): 9428 -9434.

170. Khan W, Adesida A, Tew S, Hardingham GAT - Bone Marrow Derived Mesenchymal Stem Cells Express Pericyte Markers in Culture and Show Enhanced Chondrogenesis in Hypoxic Conditions (2008a) Journal of Bone and Joint Surgery - British Volume, Vol 93-B, Issue SUPP_I, 31.

171. Khan WS, Anand S, Tew S, Andrew JG, Johnson DS, Hardingham TE - Epitope profile and adipogenic differentiation of infrapatellar fat pad derived stem cells and potential clinical applications (2008b) Journal of Bone and Joint Surgery -British Volume, Vol 91-B, Issue SUPPJII, 424.

172. Kherif S, Dehaupas M, Lafuma C, Fardeau M, Alameddine HS - Matrix metalloproteinases MMP-2 and MMP-9 in denervated muscle and injured nerve (1998) Neuropathol Appl Neurobiol, 24: 309.

173. Khursigara G, Bertin J, Yano H, Moffett H, DiStefano PS, Chao MV - A Prosurvival Function for the p75 Receptor Death Domain Mediated via the Caspase Recruitment Domain Receptor-Interacting Protein 2 (2001) The Journal of Neuroscience, 21(16): 5854-5863.

174. Kidd G, Andrews SB, Trappl BD - Axons Regulate the Distribution of Schwann Cell Microtubules (1996) The Journal of Neuroscience, 76(3): 946-954.

175. Kim JM, Lee ST, Chu K, Jung KH, Song EC, Kim SJ, Sinn DI, Kim JH, Park DK, Kang KM, Hyung Hong N, Park HK, Won CH, Kim KH, Kim M, Kun Lee S, Roh JK - Systemic transplantation of human adipose stem cells attenuated cerebral inflammation and degeneration in a hemorrhagic stroke model (2007) Brain Res., 1183: 43-50.

176. Kim WS, Park BS, Park SH, Kim HK, Sung JH - Antiwrinkle effect of adipose-derived stem cell: activation of dermal fibroblast by secretory factors (2009) J Dermatol Sci., 53(2): 96-102.

177. Kingham PJ, Kalbermatten DF, Mahay D, Armstrong SJ, Wiberg M, Terenghi G. - Adipose-derived stem cells differentiate into a Schwann cell phenotype and promote neurite outgrowth in vitro (2007) Exp Neurol., 207(2): 267-74.

178. Kolodkin AL, Matthes DJ, Goodman CS - The semaphorin genes encode a family of transmembrane and secreted growth cone guidance molecules (1993) Cell, 75: 1389-99.

179. Kolodkin AL - Growth cones and the cues that repel them (1996) Trends Neurosci, 19: 507-513.

180. Kondo K, Shintani S, Shibata R, et al. - Implantation of adipose-derived regenerative cells enhances ischemia-induced angiogenesis (2009) Arterioscler Thromb Vase Biol., 29(1): 61-6.

181. Kopen GC, Prockop DJ & Phinney DG - Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brains (1999) Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 96: 10711-10716.

182. Kortesidis A, Zannettino A, Isenmann S, Shi S, Lapidot T, Gronthos S - Stromal-derived factor-1 promotes the growth, survival, and development of human bone marrow stromal stem cells (2005) Blood, 105:3793-3801.

183. Krampera M, Marconi S, Pasini A, Galie M, Rigotti G, Mosna F, Tinelli M, Lovato L, Anghileri E, Andreini A, Pizzolo G, Sbarbati A, Bonetti B - Induction of neural-like differentiation in human mesenchymal stem cells derived from bone marrow, fat, spleen and thymus (2007)' Bone, 40(2): 382-90.

184. Kucerova L, Altanerova V, Matuskova M, Tyciakova S, Altaner C - Adipose Tissue-Derived Human Mesenchymal Stem Cells Mediated Prodrug Cancer Gene Therapy (2007) Cancer Res, 67: 6304-6313.

185. Kusano K, Enomoto M, Hirai T, Wakabayashi Y, Itoh S, Ichinose S, Okabe S, Shinomiya K, Okawa A - Enhancement of sciatic nerve regeneration by adenovirus-mediated expression of dominant negative RhoA and Racl (2011) Neurosci Lett. 492(l):64-9.

186. Kust BM, Copray JC, Brouwer N, Troost D, Boddeke HW - Elevated levels of neurotrophins in human biceps brachii tissue of amyotrophic lateral sclerosis (2002) Exp. Neurol., 177: 419-427.

187. Kuznetsov SA, Friedenstein AJ, Robey PG - Factors required for bone marrow stromal fibroblast colony formation in vitro (1997) Br J Haematol., 97(3): 561-70.

188. Kwon BK, Borisoff JF, Tetzlaff W - Molecular Targets for Therapeutic Intervention after Spinal Cord Injury (2002) Molecular Interventions, 2:244-258.

189. La Fleur M, Underwood JL, Rappolee DA, Werb Z - Basement membrane and repair of injury to peripheral nerve: Defining a potential role for macrophages, matrix metalloproteinases, and tissue inhibitor of metalloproteinases-1 (1996) J Exp Med, 184: 2311-2326.

190. Lai KO, Fu WY, Ip FC, Ip NY - Cloning and expression of a novel neurotrophin, NT-7, from carp (1998) Mol. Cell. Neurosci., 11: 64-76.

191. Lange C, Bassler P, Lioznov MV, Bruns H, Kluth D, Zander AR, Fiegel HC - Liver-specific gene expression in mesenchymal stem cells is induced by liver cells (2005) World J Gastroenterol., 11(29): 4497-504.

192. Lee OK, Tom K. Kuo, Wei-Ming Chen, Kuan-Der Lee, Shie-Liang Hsieh and Tain-Hsiung Chen

- Isolation of multipotent mesenchymal stem cells from umbilical cord blood (2004) Blood, Vol. 103, No. 5: 1669-1675.

193. Lee ST, Chu K, Jung KH, Im WS, Park JE, Lim HC, Won CH, Shin SH, Lee SK, Kim M, Roh JK

- Slowed progression in models of Huntington disease by adipose stem cell transplantation (2009) Ann Neurol., 66(5): 671-81.

194. Lefcort F, Venstrom K, McDonald JA, Reichardt LF - Regulation of expression of fibronectin and its receptor a5 pi during development and regeneration of peripheral nerve (1992) Development 116:767-782.

195. Leventhal C. et al. - Endothelial trophic support of neuronal production and recruitment from the adult mammalian subependyma (1999) Mol Cell Neurosci, 13(6): 450-64.

196. Levi DO, Guenard V, Aebischer P, Bunge RP - The Functional Characteristics of Schwann Cells Cultured from Human Peripheral Nerve after Transplantation into a Gap within the Rat Sciatic Nerve (1994) The Journal of Neuroscience, 74(3): 1309-1319.

197. Li S, Butler P, Wang Y, Hu Y, Han DC, Usami S, Guan JL, Chien S - The role of the dynamics of focal adhesion kinase in the mechanotaxis of endothelial cells (2002) PNAS, Vol. 99, No.6: 35463551.

198. Li Y, Chen J, Zhang CL, Wang L, Lu D, Katakowski M, Gao Q, Shen LH, Zhang J, Lu M, Chopp M. - Gliosis and brain remodeling after treatment of stroke in rats with marrow stromal cells (2005) Glia, 49(3): 407-17.

199. Li-Jun Wang, Yan-Yan Lu, Shin-ichi Muramatsu, Kunihiko Ikeguchi, Ken-ichi Fujimoto, Takashi Okada, Hiroaki Mizukami, Takashi Matsushita, Yutaka Hanazono, Akihiro Kume,Toshiharu Nagatsu, Keiya Ozawa, and Imaharu Nakano - Neuroprotective Effects of Glial Cell Line-Derived Neurotrophic Factor Mediated by an Adeno-Associated Virus Vector in a Transgenic Animal Model of Amyotrophic Lateral Sclerosis (2002) The Journal of Neuroscience, 22(16): 6920-6928.

200. Lin CS, Xin ZC, Deng CH, Ning H, Lin G, Lue TF - Defining adipose tissue-derived stem cells in tissue and in culture (2010) Histol Histopathol., 25(6): 807-15.

201. Lin G, Garcia M, Ning H, Banie L, Guo YL, Lue TF, Lin CS - Defining Stem and Progenitor Cells within Adipose Tissue (2008) Stem Cells Dev., 17(6): 1053-1063.

202. Liu G, Cheng Y, Guo S, Feng Y, Li Q, Jia H, Wang Y, Tong L, Tong X - Transplantation of adipose-derived stem cells for peripheral nerve repair (2011) Int J Mol Med., 28(4): 565-72.

203. Liu J, Yin S, Reddy N, Spencer C, Sheng S - Bax Mediates the Apoptosis-Sensitizing Effect of Maspin (2004) Cancer Research, 64: 1703-1711.

204. Liu X, Fan D, Zhang J, Zheng J, Ma T - Comparison of distributions of muscle injection and intravenous administration of human mesenchymal stem cells in denervated muscles of the sciatic nerve injured rats (2008) Beijing Da Xue Xue Bao, 40(2): 185-91.

205. Lorimier P, Mezin P, Labat MF, Pinel N, Peyrol S, Stoebner P - Ultrastructural localization of the major components of the extracellular matrix in normal rat nerve. (1992) J Histochem Cytochem, 40: 859-868.

206. Lopatina T, Kalinina N, Karagyaur M, Stambolsky D, Rubina K, Revischin A, Pavlova G, Parfyonova Y, Tkachuk V - Adipose-derived stem cells stimulate regeneration of peripheral nerves: BDNF secreted by these cells promotes nerve healing and axon growth de novo (2011) PLoS One, 6 (3): el 7899 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=Adipose-derived%20stem%20cells%20stimulate%20regeneration%20oP/o20peripheral%20nerves%3A%20 BDNF%20secreted%20by%20these%20cells

207. Louissaint A. et al. - Coordinated interaction of neurogenesis and angiogenesis in the adult songbird brain (2002) Neuron, 34(6):945-60.

208. Lu P, Jones LL, Tuszynski MH - BDNF-expressing marrow stromal cells support extensive axonal growth at sites of spinal cord injury (2005) Exp Neurol., 191(2): 344-60.

209. Lu S, Lu C, Han Q, Li J, Du Z, Liao L, Zhao RC - Adipose-derived mesenchymal stem cells protect PC 12 cells from glutamate excitotoxicity-induced apoptosis by upregulation of XIAP through PI3-K/Akt activation (2011) Toxicology, 279(1-3): 189-95.

210. Ma LJ, Fogo AB - PAI-1 and kidney fibrosis (2009) Bioscience, 14: 2028-2041.

211. Madison RD, Zomorodi A, Robinson GA - Netrin-1 and peripheral nerve regeneration in the adult rat (2000) Exp Neurol, 161, 563-70.

212. Madonna R, Geng YJ, De Caterina R - Adipose Tissue-Derived Stem Cells Characterization and Potential for Cardiovascular Repair (2009) Arterioscler. Thromb Vase. Biol., 29: 1723-1729.

213. Madonna R, De Caterina R - Adipose tissue: a new source for cardiovascular repair (2010) J Cardiovasc Med (Hagerstown), 11(2): 71-80.

214. Manitt C, Thompson KM, Kennedy TE - Developmental shift in expression of netrin receptors in the rat spinal cord: predominance of UNC-5 homologues in adulthood (2004) J Neurosci Res, 77: 690-700.

215. Manthorpe M, Engvall E, Ruoslahti E, Longo FM, Davis GE, Varon S - Laminin promotes neuritic regeneration from cultured peripheral and central neurons (1983) J. Cell Biol., 97: 18821890.

216. Mao JJ, Giannobile WV, Helms JA, Hollister SJ, Krebsbach PH, Longaker MT, Shi S -Craniofacial Tissue Engineering by Stem Cells (2006) J Dent Res, 85(11): 966-979. •

217. Martin KR, Quigley HA, Zack DJ, Levkovitch-Verbin H, Kielczewski J, Valenta D, Baumrind L, Pease ME, Klein RL, Hauswirth WW - Gene Therapy with Brain-Derived Neurotrophic Factor As a Protection: Retinal Ganglion Cells in a Rat Glaucoma Model (2003) Invest Ophthalmol Vis Sci.44: 4357-4365.

218. Martini R - Expression and functional roles of neural cell surface molecules and extracellular matrix components during development and regeneration of peripheral nerves (1994) J Neurocytol, 23: 1-28.

219. Mason MR, Tannemaat MR, Malessy MJ, Verhaagen J - Gene therapy for the peripheral nervous system: a strategy to repair the injured nerve? (2011) Curr Gene Ther. 11(2):75-89.

220. Matrisian LM. The matrix-degrading metalloproteinases (1992) BioEssays, 14: 455-463.

221. Matsuse D, Kitada M, Kohama M, Nishikawa K, Makinoshima H, Wakao S, Fujiyoshi Y, Heike T, Nakahata T, Akutsu H, Umezawa A, Harigae H, Kira J, Dezawa M - Human umbilical cord-derived mesenchymal stromal cells differentiate into functional Schwann cells that sustain peripheral nerve regeneration (2010) J Neuropathol Exp Neurol. 69(9):973-85.

222. Maurer MH, Thomas C, Bürgers HF, Kuschinsky W - Transplantation of adult neural progenitor cells transfected with Vascular Endothelial Growth Factor rescues grafted cells in the rat brain (2008) Int. J. Biol. Sei., 4: 1-7.

223. Mazzieri R, Masiero L, Zanetta L, Monea S, Onisto M, Garbisa S, Mignatti P - Control of type IV collagenase activity by components of the urokinase-plasmin system: A regulatory mechanism with cell-bound reactants (1997) Embo J, 16: 2319-2332.

224. McCaig CD - Electric fields, contact guidance and the direction of nerve growth (1986) J. Embryol. exp. Morph., 94: 245-255.

225. McPhee IJ, Barker PA - Brain-derived Neurotrophic Factor Binding to the p75 Neurotrophin Receptor Reduces TrkA Signaling While Increasing Serine Phosphorylation in the TrkA Intracellular Domain (1997) The journal of biological chemistry, Vol. 272, No. 38: 23547-23551.

226. McGarvey ML, Baron-Van Evercooren A, Kleinman HK, Dubois-Dalcq M - Synthesis and effects of basement membrane components in cultured rat Schwann cells (1984) Dev Biol, 105: 18-28.

227. Mendez-Ferrer S, Enikolopov GN, Lira S, Frenette PS - Mesenchymal Stem Cells, Regulated by the Sympathetic Nervous System, Form the Hematopoietic Stem Cell Niche (2008) Blood (ASH Annual Meeting Abstracts) 112: Abstract 4.

228. Mendez-Ferrer S, Michurina TV, Ferraro F, Mazloom A, MacArthur B, Lira S, Scadden DT, Ma'ayan A, Enikolopov GN, Frenette PS - Coordinated Regulation of Hematopoietic and Mesenchymal Stem Cells in a Bone Marrow Niche (2009a) Blood (ASH Annual Meeting Abstracts) 114: Abstract 2.

229. Mendez-Ferrer S, Chow A, Merad M, Frenette PS - Circadian rhythms influence hematopoietic stem cells (2009b) Curr. Opin. Hematol., 16(4): 235-42.

230. Mendez-Ferrer S, Michurina TV, Ferraro F, Mazloom AR, MacArthur BD, Lira SA, Scadden DT, Ma'ayan A, Enikolopov GN, Frenette PS - Mesenchymal and haematopoietic stem cells form a unique bone marrow niche (2010) Nature, 466: 829-834.

231. Menshikov M, Plekhanova O, Cai H, Chalupsky K, Parfyonova EV, Bashtrikov P, Tkachuk VA, Berk BC - Urokinase Plasminogen Activator Stimulates Vascular Smooth Muscle Cell Proliferation Via Redox-Dependent Pathways (2006) Arterioscler Thromb Vase Biol., 26: 801-807.

232. Messina S, Mazzeo A, Bitto A, Aguennouz M, Migliorato A, De Pasquale MG, Minutoli L, Altavilla D, Zentilin L, Giacca M, Squadrito F, Vita G - VEGF overexpression via adeno-associated virus gene transfer promotes skeletal muscle regeneration and enhances muscle function in mdx mice (2007) FASEB J. 21,3737-3746.

233. Mezey E, Chandross KJ, Harta G, Maki RA, McKercher SR - Turning Blood into Brain: Cells Bearing Neuronal Antigens Generated in Vivo from Bone Marrow (2000) Science, 290, 17791782.

234. Mignatti P, Rifkin DB - Biology and biochemistry of proteinases in tumor invasion (1993) Physiol Rev, 73: 161-195.

235. Milev P, Friedlander DR, Sakurai T, Karthikeyan L, Flad M, Margolis RK, Grumet M, Margolis RU - Interactions of the chondroitin sulfate proteoglycan phosphacan, the extracellular domain of a receptor-type protein tyrosine phosphatase, with neurons, glia, and neural cell adhesion molecules (1994) J Cell Biol, 127: 1703-1715.

236. Mill JF, Chao MV, Ishii DN - Insulin, insulin-like growth factor II, and nerve growth factor effects on tubulin mRNA levels and neurite formation (1985) Proc. Nat. Acad. Sei. USA, Vol. 82: 7126-7130.

237. Miller CM, Page-McCaw A, Broihier HT - Matrix metalloproteinases promote motor axon fasciculation in the Drosophila embryo (2008) Development, 135: 95-109.

238. Minguell JJ, Erices A, Conget P - Mesenchymal Stem Cells (2001) Exp Biol Med Vol., 226(6): 507-520.

239. Miranville A, Heeschen C, Sengenes C et al. - Improvement of postnatal neovascularization by human adipose tissue-derived stem cells (2004) Circulation, 110(3): 349-55.

240. Miyahara Y, Nagaya N, Kataoka M et al. - Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction (2006) Nat Med., 12(4): 459-65.

241. Mizuno H - The potential for treatment of skeletal muscle disorders with adipose-derived stem cells (2010) Curr Stem Cell Res Ther., 5(2): 133-6.

242. Mohammadi R, Azizi S, Delirezh N, Hobbenaghi R, Amini K - Comparison of beneficial effects of undifferentiated cultured bone marrow stromal cells and omental adipose-derived nucleated cell fractions on sciatic nerve regeneration (201 la) Muscle Nerve, 43(2): 157-63.

243. Mohammadi R, Azizi S, Delirezh N, Hobbenaghi R, Amini K - Transplantation of Uncultured Omental Adipose-Derived Stromal Vascular Fraction Improves Sciatic Nerve Regeneration and Functional Recovery Through Inside-Out Vein Graft in Rats (2011b) J Trauma. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21768903

244. Montuori N, Ragno P - Multiple activities of a multifaceted receptor: roles of cleaved and soluble uPAR (2009) Bioscience, 14: 2494-2503.

245. Morikawa S, Mabuchi Y, Kubota Y, Nagai Y, Niibe K, Hiratsu E, Suzuki S, Miyauchi-Hara C, Nagoshi N, Sunabori T, Shimmura S, Miyawaki A, Nakagawa T, Suda T, Okano H, Matsuzaki Y -Prospective identification, isolation, and systemic transplantation of multipotent mesenchymal stem cells in murine bone marrow (2009) J. Exp. Med., Vol. 206, No. 11: 2483-2496.

246. Morikuni Tobita, Orbay H, Mizuno H - Adipose-derived Stem Cells: Current Findings and Future Perspectives (2011) Discov Med, 11(57): 160-170.

247. Muir D, Engvall E, Varon S, Manthorpe M - Schwannoma cellderived inhibitor of the neurite-promoting activity of laminin (1989) J Cell Biol, 109: 2353-62.

248. Muir D, Manthorpe M - Stromelysin generates a fibronectin fragment that inhibits Schwann cell proliferation (1992) J Cell Biol, 116: 177-85.

249. Muir D - Metalloproteinase-dependent neurite outgrowth within a synthetic extracellular matrix is induced by nerve growth factor (1994) Exp Cell Res, 210: 243-52.

250. Nagase H, Woessner JFJr - Matrix metalloproteinases (1999) J Biol Chem, 274: 21491-4.

251. Nakada A, Fukuda S, Ichihara S, Sato T, Itoi S, Inada Y, Endo K, Nakamura T - Regeneration of central nervous tissue using a collagen scaffold and adipose-derived stromal cells (2009) Cells Tissues Organs, 190(6): 326-35.

252. Nakagami H, Morishita R, Maeda K et al. - Adipose tissue-derived stromal cells as a novel option for regenerative cell therapy (2006) J Atheroscler Thromb, 13(2): 77-81.

253. Natesan S, Zhang G, Baer DG, Walters TJ, Christy RJ, Suggs LJ. - A bilayer construct controls adipose-derived stem cell differentiation into endothelial cells and pericytes without growth factor stimulation (2011) Tissue Eng- Part A., 17(7-8): 941-53.

254. Nauta AJ, Fibbe WE - Immunomodulatory properties of mesenchymal stromal cells (2007) Blood, 110:3499-3506.

255. Near SL, Whalen LR, Miller JA, Ishii DN - Insulin-like growth factor II stimulates motor nerve regeneration (1992) Proc. Nati. Acad. Sci. USA, Vol. 89: 11716-11720.

256. Neufeld G, Cohen T, Gengrinovitch S, Poltorak Z - Vascular endothelial growth factor (VEGF) and its receptors (1999) The FASEB Journal, Vol.13: 9-22.

257. Ng F, Boucher S, Koh S, Sastry KSR, Chase L, Lakshmipathy U, Choong C, Yang Z, Vemuri MC, Rao MS, Tanavde V - PDGF, TGF-_, and FGF signaling is important for differentiation and growth of mesenchymal stem cells (MSCs): transcriptional profiling can identify markers and signaling pathways important in differentiation of MSCs into adipogenic, chondrogenic, and osteogenic lineages (2008) Blood, 112: 295-307.

258. Nguyen QT, Parsadanian AS, Snider WD, Lichtman JW - Hyperinnervation of Neuromuscular Junctions Caused by GDNF Overexpression in Muscle (1998) Science, Vol. 279:1725-1729.

259. Nicholls JG, Martin AR, Wallace BG, Fuchs PA - From neuron to brain, 2003.

260. Nishijima K, Ng YS, Zhong L, Bradley J, Schubert W, Jo N, Akita J, Samuelsson SJ, Robinson GS, Adamis AP, Shima DT - Vascular Endothelial Growth Factor-A Is a Survival Factor for Retinal Neurons and a Critical Neuroprotectant during the Adaptive Response to Ischemic Injury (2007) The American Journal of Pathology, Vol. 171, No. 1: 53-67.

261. Nombela-Arrieta C, Ritz J, Silberstein LE - The elusive nature and function of mesenchymal stem cells (2011) Nature Reviews | Molecular Cell Biology, 12: 126 - 131.

262. Nosrat IV, Widenfalk J, Olson L, Nosrat CA - Dental pulp cells produce neurotrophic factors, interact with trigeminal neurons in vitro, and rescue motoneurons after spinal cord injury (2001) Dev. Biol., 238: 120-132.

263. Oakley RA, Tosney KW - Peanut agglutinin and chondroitin-6 sulfate are molecular markers for tissues that act as barriers to axon advance in the avian embryo (1991) Dev Biol, 147: 187-206.

264. Oberle S, Schober A, Meyer V, Holtmann B, Henderson C, Sendtner M, Unsicker K - Loss of Leukemia Inhibitory Factor Receptor or Cardiotrophin-1 Causes Similar Deficits in Preganglionic Sympathetic Neurons and Adrenal Medulla (2006) The Journal of Neuroscience, 26(6): 1823—1832.

265. Ohta Y, Takenaga M, Tokura Y, Hamaguchi A, Matsumoto T, Kano K, Mugishima H, Okano H, Igarashi R - Mature adipocyte-derived cells, dedifferentiated fat cells (DFAT), promoted functional recovery from spinal cord injury-induced motor dysfunction in rats (2008) Cell Transplant, 17(8):

• 877-886.

266. Osterwalder T, Cinelli P, Baici A, Pennella A, Krueger SR, Schrimpf SP, Meinsi M, Sonderegger P - The Axonally Secreted Serine Proteinase Inhibitor, Neuroserpin, Inhibits Plasminogen Activators and Plasmin but Not Thrombin (1998) The Journal of Biological Chemistry, Vol.273, N0.4:2312-2321.

267. Ozerdem U, Alitalo K, Salven P, Li A - Contribution of Bone Marrow-Derived Pericyte Precursor Cells to Corneal Vasculogenesis (2005) Invest Ophthalmol Vis Sci., 46: 3502-3506.

268. Pan HC, Chen CJ, Cheng FC, Ho SP, Liu MJ, Hwang SM, Chang MH, Wang YC - Combination of G-CSF administration and human amniotic fluid mesenchymal stem cell transplantation promotes peripheral nerve regeneration (2009) Neurochem Res. 34(3):518-27.

269. Park HW, Lim MJ, Jung H, Lee SP, Paik KS, Chang MS - Human mesenchymal stem cell-derived Schwann cell-like cells exhibit neurotrophic effects, via distinct growth factor production, in a model of spinal cord injury (2010) Glia, 58(9): 1118-32.

270. Pasterkamp RJ, Giger RJ, Verhaagen J - Regulation of semaphorin III/collapsin-1 gene expression during peripheral nerve regeneration. (1998) Exp Neurol, 153: 313-27.

271. Pehar M, Cassina P, Vargas MR, Castellanos R, Viera L, Beckman JS, Estevez AG, Barbeito L -Astrocytic production of nerve growth factor in motor neuron apoptosis: implications for amyotrophic lateral sclerosis (2004) J. Neurochem., 89: 464-473.

272. Peng HB, Yang JF, Dai Z, Lee CW, Hung HW, Feng ZH, Ko CP - Differential Effects of Neurotrophins and Schwann Cell-Derived Signals on Neuronal Survival/ Growth and Synaptogenesis (2003) The Journal of Neuroscience, 23(12): 5050-5060.

273. Pereira Lopes FR, Frattini F, Marques SA, Almeida FM, de Moura Campos LC, Langone F, Lora S, Borojevic R, Martinez AM - Transplantation of bone-marrow-derived cells into a nerve guide resulted in transdifferentiation into Schwann cells and effective regeneration of transected mouse sciatic nerve (2010) Micron., 41(7): 783-90.

274. Perlin JR and Talbot WS - Putting the glue in glia: Necls mediate Schwann cell-axon adhesion (2007) The Journal of Cell Biology, Vol. 178, № 5:721-723.

275. Pittenger et al. - Multilineage Potential of Adult Human Mesenchymal Stem Cells (1999) Science, 2: 143-147.

276. Pittenger MF and Martin BJ - Mesenchymal Stem Cells and Their Potential as Cardiac Therapeutics (2004) Circ Res., 95: 9-20.

277. Pittman RN - Release of plasminogen activator and a calciumdependent metalloprotease from cultured sympathetic and sensory neurons (1985) Devel Biol, 110: 91-101.

278. Pittman RN, Ivins JK, Buettner HM - Neuronal Plasminogen Activators: Cell Surface Binding Sites and Involvement in Neurite Outgrowth (1989) The Journal of Neuroscience, 9(12): 42694286.

279. Planat-Benard V, Silvestre JS, Cousin B et al. - Plasticity of human adipose lineage cells toward endothelial cells: physiological and therapeutic perspectives (2004) Circulation, 109(5): 656-63.

280. Quesenberry PJ, Becker PS. Stem cell homing: rolling, crawling, and nesting. (1998) Proc Natl Acad Sci USA, 95: 15155-15157.

281. Rabinovsky ED, Gelir E, Gelir S, Hui Lui, Maan Kattash, DeMayo FJ, Saleh M Shenaq, Schwartz RJ - Targeted Expression of IGF-1 Transgene to Skeletal Muscle Accelerates Muscle and Motor Neuron Regeneration (2002) The FASEB Journal express article.

282. Radtke C, Schmitz B, Spies M, Kocsis JD, Vogt PM - Peripheral glial cell differentiation from neurospheres derived from adipose mesenchymal stem cells (2009a) Int J Dev Neurosci., 27(8): 817-23.

283. Radtke C, Aizer AA, Agulian SK, Lankford KL, Vogt PM, Kocsis JD - Transplantation of olfactory ensheathing cells enhances peripheral nerve regeneration after microsurgical nerve repair (2009b) Brain Res. 1254:10-7.

284. Raedt R, Pinxteren J, Van Dycke A, Waeytens A, Craeye D, Timmermans F, Vonck K, Vandekerckhove B, Plum J, Boon P - Differentiation assays of bone marrow-derived Multipotent Adult Progenitor Cell (MAPC)-like cells towards neural cells cannot depend on morphology and a limited set of neural markers (2007) Exp Neurol., 203(2): 542-54.

285. Rebelatto CK, Aguiar AM, Moretao MP, Senegaglia AC, Hansen P, Barchiki F, Oliveira J, Martins J, Kuligovski C, Mansur F, Christofis A, Amaral VF, Brofman PS, Goldenberg S, Nakao LS, Correa A - Dissimilar Differentiation of Mesenchymal Stem Cells from Bone Marrow, Umbilical Cord Blood, and Adipose Tissue (2008) Exp Biol Med, 233: 901-913.

286. Recio-Pinto E, Rechler MM, Ishii DN - Effects of Insulin, Insulin-like Growth Factor-II, and Nerve Growth Factor on Neurite Formation and Survival in Cultured Sympathetic and Sensory Neurons (1986) The Journal of Neuroscience, 6(5): 1211-1219.

287. Rehman J, Traktuev D, Li J et al. Secretion of angiogenic and antiapoptotic factors by human adipose stromal cells (2004) Circulation, 109(10): 1292-8.

288. Riordan NH, Ichim TE, Min WP, Wang H, Solano F, Lara F, Alfaro M, Rodriguez JP, Harman RJ, Patel AN, Murphy MP, Lee RR, Minev B - Non-expanded adipose stromal vascular fraction cell therapy for multiple sclerosis (2009) Journal of Translational Medicine, 7:29 (http://www.translational-medicine.eom/content/7/l/29)

289. Robinson CJ, Stringer SE - The splice variants of vascular endothelial growth factor (VEGF) and their receptors (2001) Journal of Cell Science, 114: 853-865.

290. Rodbell M - Metabolism of Isolated Fat Cells (1964a) The Journal of Biological Chemistry- Vol. 239, No. 2: 375-380.

291. Rodbell M - Localization of Lipoprotein Lipase in Fat Cells of Rat Adipose Tissue (1964b) The Journal of Biological Chemistry- Vol. 239, No. 3: 753-755.

292. Rubina K, Kalinina N, Efimenko A et al. Adipose stromal cells stimulate angiogenesis via promoting progenitor cell differentiation, secretion of angiogenic factors, and enhancing vessel maturation (2009) Tissue Eng- Part A, 15(8): 2039-50.

293. Russo VC, Gluckman PD, Feldman EL, Werther GA - The Insulin-Like Growth Factor System and Its Pleiotropic Functions in Brain (2005) Endocrine Reviews, 26(7): 916-943.

294. Ryden M, Hempstead B, Ibanez CF - Differential Modulation of Neuron Survival during Development by Nerve Growth Factor Binding to the p75 Neurotrophin Receptor, (1997) The journal of biological chemistry, Vol. 272, No. 26: 16322-16328.

295. Ryu HH, Ji-Hey Lim, Ye-Eun Byeon, Jeong-Ran Park, Min-Soo Seo, Young-Won Lee, Wan Hee Kim, Kyung-Sun Kang, Oh-Kyeong Kweon - Functional recovery and neural differentiation after transplantation of allogenic adipose-derived stem cells in a canine model of acute spinal cord injury (2009) J. Vet. Sci., 10(4): 273-284.

296. Safford KM, Hicok KC, Safford SD, Halvorsen YD, Wilkison WO, Gimble JM, Rice HE -Neurogenic differentiation of murine and human adipose-derived stromal cells (2002) Biochem Biophys Res Commun., 294(2): 371-9.

297. Safford KM, Safford SD, Gimble JM, Shetty AK, Rice HE - Characterization of neuronal/glial differentiation of murine adipose-derived adult stromal cells (2004) Exp Neurol., 187(2): 319-28.

298. Sakowski SA, Heavener SB, Lunn JS, Fung K, Oh SS, Spratt SK, Hogikyan ND, Feldman EL -Neuroprotection using gene therapy to induce vascular endothelial growth factor-A expression (2009) Gene Ther. 16(ll):1292-9.

299. Santiago LY, Clavijo-Alvarez J, Brayfield C, Rubin JP, Marra KG - Delivery of adipose-derived precursor cells for peripheral nerve repair (2009) Cell Transplant.l8(2):145-58.

300. Sariola H, Saarma M - Novel functions and signalling pathways for GDNF (2003) Journal of Cell Science, 116:3855-3862.

301. Sasaki M, Radtke C, Tan AM, Zhao P, Hamada H, Houkin K, Honmou O, Kocsis JD - BDNF-Hypersecreting Human Mesenchymal Stem Cells Promote Functional Recovery, Axonal Sprouting, and Protection of Corticospinal Neurons after Spinal Cord Injury (2009) The Journal of Neuroscience, 29(47): 14932-14941.

302. Satar B, Karahatay S, Kurt B, Ural AU, Safali M, Avcu F, Oztas E, Kucuktag Z - Repair of transected facial nerve with mesenchymal stromal cells: histopathologic evidence of superior outcome (2009) Laryngoscope. 119(11):2221-5.

303. Sato H, Takino T, Okada Y, Cao J, Shinagawa A, Yamamoto E, and Seiki M -. A matrix metalloproteinase expressed on the surface of invasive tumour cells (1994) Nature, 370: 61-65.

304. Schmitte R, Tipold A, Stein VM, Schenk H, Flieshardt C, Grothe C, Haastert K - Genetically modified canine Schwann cells—In vitro and in vivo evaluation of their suitability for peripheral nerve tissue engineering (2010) J Neurosci Methods. 186(2): 202-8.

305. Schuleri KH, Feigenbaum GS, Centola M, Weiss ES, Zimmet JM, Turney J, Kellner J, Zviman MV, Hatzistergos KE, Detrick B, Conte JV, McNiece I, Steenbergen C, Lardo AC, Hare JM -Autologous mesenchymal stem cells produce reverse remodelling in chronic ischaemic cardiomyopathy (2009) European Heart Journal, 30: 2722-2732.

306. Seddon H - Three types of nerve injury (1943) Brain, 66: 237-288.

307. Seeds NW, Basham ME, Haffke SP - Neuronal migration is retarded in mice lacking the tissue plasminogen activator gene (1999) PNAS, Vol. 96, No 24: 14118-14123.

308. Seltzer JL, Eisen AZ, Bauer EA, Morris NP, Glanville RW, Burgeson RE - Cleavage of type VII collagen by interstitial collagenase and type IV collagenase (gelatinase) derived from human skin (1989) J Biol Chem, 264, 3822-6.

309. Serini G & Bussolino F - Common Cues in Vascular and Axon Guidance (2004) Physiology, 19:348-354.

310. Shen J, Duan XH, Cheng LN, Zhong XM, Guo RM, Zhang F, Zhou CP, Liang BL - In vivo MR imaging tracking of transplanted mesenchymal stem cells in a rabbit model of acute peripheral nerve traction injury (2010) J Magn Reson Imaging. 32(5): 1076-85.

311. Shen LH, Yi Li, Jieli Chen, Yisheng Cui, Chunling Zhang, Kapke A, Mei Lu, Savant-Bhonsale S, Chopp M - One-Year Follow-Up After Bone Marrow Stromal Cell Treatment in Middle-Aged Female Rats With Stroke (2007a) Stroke, 38: 2150-2156.

312. Shen LH, Li Y, Chen J, Zacharek A, Gao Q, Kapke A, Lu M, Raginski K, Vanguri P, Smith A, Chopp M - Therapeutic benefit of bone marrow stromal cells administered 1 month after stroke (2007b) J Cereb Blood Flow Metab., 27(1): 6-13.

313. Shi JY, Liu GS, Liu LF, Kuo SM, Ton CH, Wen ZH, Tee R, Chen CH, Huang HT, Chen CL, Chao D, Tai MH - Glial cell line-derived neurotrophic factor gene transfer exerts protective effect on axons in sciatic nerve following constriction-induced peripheral nerve injury (2011) Hum Gene Ther. 22(6):721-31.

314. Shi Y, Zhou L, Tian J, Wang Y - Transplantation of neural stem cells overexpressing glia-derived neurotrophic factor promotes facial nerve regeneration (2009) Acta Otolaryngol. 129(8): 906-14.

315. Shimizu S, Kitada M, Ishikawa H, Itokazu Y, Wakao S, Dezawa M.- Peripheral nerve regeneration by the in vitro differentiated-human bone marrow stromal cells with Schwann cell property (2007) Biochem Biophys Res Commun.359(4): 915-20.

316. Siconolfi LB, Seeds NW - Induction of the Plasminogen Activator System Accompanies Peripheral Nerve Regeneration after Sciatic Nerve Crush (2001) The Journal of Neuroscience, 21(12):4336-4347.

317. Simons M, Trajkovic K - Neuron-glia communication in the control of oligodendrocyte function and myelin biogenesis (2006) Journal of Cell Science, 119: 4381-4389.

318. Simpson RJ, Hammacher A, Smith DK, Matthews JM, Ward LD - Interleukin-6: Structure-function relationships (1997) Protein Science, 6: 929-955.

319. Siri A, Knauper V, Veirana N, Caocci F, Murphy G, Zardi L Different susceptibility of small and large human tenascin-C isoforms to degradation by matrix metalloproteinases (1995) J Biol Chem, 270: 8650-8654.

320. Snow DM, Lemmon V, Carrino DA, Caplan AI, Silver J -Sulfated proteoglycans in astroglial barriers inhibit neurite outgrowth in vitro (1990) Exp Neurol, 109: 111-30.

321. Snow DM, Letourneau PC - Neurite outgrowth on a step gradient of chondroitin sulfate proteoglycan (CS-PG) (1992) J Neurobiol, 23: 322-36.

322. Snow DM, Brown EM, Letourneau PC - Growth cone behavior in the presence of soluble chondroitin sulfate proteoglycan (CSPG), compared to behavior on CSPG bound to laminin or fibronectin (1996) Int J Dev Neurosci, 14: 331-349.

323. Sonnenberg A, Linders CJ, Modderman PW, Damsky CH, Aumailley M, Timpl R - Integrin recognition of different cell-binding fragments of laminin (PI, E3, E8) and evidence that alpha 6 beta 1 but not alpha 6 beta 4 functions as a major receptor for fragment E8 (1990) J Cell Biol, 110: 2145-55.

324. Sondell M, Lundborg G, Kanje M - Vascular Endothelial Growth Factor Has Neurotrophic Activity and Stimulates Axonal Outgrowth, Enhancing Cell Survival and Schwann Cell Proliferation in the Peripheral Nervous System (1999) The Journal of Neuroscience, 19(14): 5731— 5740.

325. Song M, Chen SZ, Han H, Xiong Y - An experimental study on repair of peripheral nerve injury by transplantation of microcapsulated NGF-expressing NIH 3T3 cells (2005) Zhonghua Zheng Xing Wai Ke Za Zhi 21(1): 53-7.

326. Song S, Zhang H, Cuevas J, Sanchez-Ramos J - Comparison of neuron-like cells derived from bone marrow stem cells to those differentiated from adult brain neural stem cells (2007) Stem Cells Dev., 16(5): 747-56.

327. Spires TL, Grote HE, Varshney NK, Cordery PM, Anton van Dellen, Blakemore C, Hannan AJ -Environmental Enrichment Rescues Protein Deficits in a Mouse Model of Huntington's Disease, Indicating a Possible Disease Mechanism (2004) The Journal of Neuroscience, 24(9): 2270 -2276.

328. Springman EB, Angleton EL, Birkedal HH, Van WH - Multiple modes of activation of latent human fibroblast collagenase: evidence for the role of a Cys73 active-site zinc complex in latency and a "cysteine switch" mechanism for activation (1990) Proc Natl Acad Sci USA, 87: 364-8.

329. Sterne GD, Coulton GR, Brown RA, Green CJ, Terenghi G - Neurotrophin-3-enhanced Nerve Regeneration Selectively Improves Recovery of Muscle Fibers Expressing Myosin Heavy Chains 2b (1997) The Journal of Cell Biology, Vol. 139, No. 3: 709-715.

330. Storkebaum E, Carmeliet P - VEGF: a critical player in neurodegeneration (2004) J. Clin. Invest., 113: 14-18.

331. Strongin AY, Collier I, Bannikov G, Marmer BL, Grant GA, Goldberg GI - Mechanism of cell surface activation of 72-kDa type IV collagenase. Isolation of the activated form of the membrane metalloprotease (1995) J Biol Chem, 270: 5331-5338.

332. Sumi M, Sata M, Toya N et al. - Transplantation of adipose stromal cells, but not mature adipocytes, augments ischemia-induced angiogenesis (2007) Life Sci., 80(6): 559-65.

333. Sun CY, Hu Y, Wang HF, He WJ, Wang YD, Wu T - Brain-derived neurotrophic factor inducing angiogenesis through modulation of matrix-degrading proteases (2006) Chin Med J (Engl), 119(7): 589-95.

334. Sun Y, Kunlin Jin, Lin Xie, Childs J, Mao XO, Logvinova A, Greenberg DA - VEGF-induced neuroprotection, neurogenesis, and angiogenesis after focal cerebral ischemia (2003) J. Clin. Invest., Vol. Ill,No. 12: 1843-1851.

335. Syroid DE, Zorick TS, Arbet-Engels C, Kilpatrick TJ, Eckhart W, Lemke G - A Role for InsulinLike Growth Factor-I in the Regulation of Schwann Cell Survival (1999) The Journal of Neuroscience, 19(6): 2059-2068.

336. Tana B, Luanb Z, Weia X, Hea Y, Weia G, Johnstonec BH, Farlowa M, Du Y - AMP-activated kinase mediates adipose stem cell-stimulated neuritogenesis of PC 12 cells (2011) Neuroscience, Vol. 181:40-47.

337. Tanelian DL, Barry MA, Johnston SA, Le T, Smith GM - Semaphorin III can repulse and inhibit adult sensory afferents in vivo (1997) Nature Med, 3: 1398-1401.

338. Taniuchi M, Clark HB, Schweitzer JB, Johnson EM- Expression of Nerve Growth Factor Receptors by Schwann Cells of Axotomized Peripheral Nerves: Ultrastructural Location, Suppression by Axonal Contact, and Binding Properties (1988) The Journal of Neuroscience, 8(2): 664-681.

339. Tapp H, Hanley EN, Patt JC, Gruber HE - Adipose-Derived Stem Cells: Characterization and Current Application in Orthopaedic Tissue Repair (2009) Exp Biol Med, 234: 1-9.

340. Tasso R, Augello A, Carida M, Postiglione F, Tibiletti MG, Bernasconi B, Astigiano S, Fais F, Truini M, Cancedda R, Pennesi G - Development of sarcomas in mice implanted with mesenchymal stem cells seeded onto bioscaffolds (2009) Carcinogenesis, Vol.30, No.l: 150-157.

341. Tessier-Lavigne M, Goodman CS - The molecular biology of axon guidance (1996) Science, 274: 1123-1133.

342. Timpl R, Brown JC - Supramolecular assembly of basement membranes (1995) BioEssays, 18: 123-132.

343. Toma C, Wagner WR, Bowry S, Schwartz A, Villanueva F - Fate Of Culture-Expanded Mesenchymal Stem Cells in The Microvasculature In Vivo Observations of Cell Kinetics (2009) CircRes., 104: 398-402.

344. Toma JG, Pareek S, Barker P, Mathew TC, Murphy RA, Acheson A, Miller FD - Spatiotemporal Increases in Epidermal Growth Factor Receptors following Peripheral Nerve Injury (1992) The Journal ofNeuroscience, 12(7): 2504-2515.

345. Tomaselli KJ, Doherty P, Emmett CJ, Damsky CH, Walsh FS, Reichardt LF - Expression of betal integrins in sensory neurons of the dorsal root ganglion and their functions in neurite outgrowth on two laminin isoforms (1993) J Neurosci, 13: 4880-4888.

346. Toyota B, Carbonetto S, David S - A dual laminin/collagen receptor acts in peripheral nerve regeneration (1990) Proc Natl Acad Sci USA, 87: 1319-22.

347. Traktuev DO, Merfeld-Clauss S, Li J, Kolonin M, Arap W, Pasqualini R, Johnstone BH, March KL - Stabilize Endothelial Networks and Mesenchymal Surface Markers, Reside in a Periendothelial Location, and A Population of Multipotent CD34-Positive Adipose Stromal Cells Share Pericyte (2008a) Circ. Res, 102: 77-85.

348. Traktuev DO, Merfeld-Clauss S, Li J, Kolonin M, Arap W, Pasqualini R, Johnstone BH, March KL - A population of multipotent CD34-positive adipose stromal cells share pericyte and mesenchymal surface markers, reside in a periendothelial location, and stabilize endothelial networks (2008b) Circ Res, 102(1): 77-85.

349. Tsai MJ, Pan HA, Liou DY, Weng CF, Hoffer BJ, Cheng H - Adenoviral gene transfer of bone morphogenetic protein-7 enhances functional recovery after sciatic nerve injury in rats (2010) Gene Ther. 17(10):1214-24.

350. Tzarfaty-Majar V, Lopez-Alemany R, Feinstein Y, Gombau L, Goldshmidti O, Soriano E, Munoz-Canoves P, Klar A - Plasmin-mediated Release of the Guidance Molecule F-spondin from the Extracellular Matrix (2001) The Journal of Biological Chemistry, Vol.276, No.30: 2823328241.

351. Undale AH, Westendorf JJ, Yaszemski MJ, Khosla S - Mesenchymal Stem Cells for Bone Repair and Metabolic Bone Diseases (2009) Mayo Clin Proc., 84(10): 893-902.

352. Valorani MG, Germani A, Otto WR, Harper L, Biddle A, Khoo CP, Lin WR, Hawa MI, Tropel P, Patrizi MP et al. - Hypoxia increases Sca-1/CD44 co-expression in murine mesenchymal stem cells and enhances their adipogenic differentiation potential (2010) Cell and Tissue Research, Vol. 341, No 1: 111-120.

353. Van Wart HE, Birkedal-Hansen H - The cysteine switch: a principle of regulation of metalloproteinase activity with potential applicability to the entire matrix metalloproteinase gene family (1990) Proc Natl Acad Sci USA, 87: 5578-82.

354. Vard'ya IV, Mospanova SV, Portnov VV, Balezina OP, Koshelev VB - Interval training by normobaric hypoxia accelerates the reinnervation of musculus extensor digitorum longus in mice (2000) Dokl Biol Sci., 371: 112-4.

355. Veves A, King GL - Can VEGF reverse diabetic neuropathy in human subjects? (2001) The Journal of Clinical Investigation, Vol. 107, No. 10: 1215-1218.

356. Vezzani A - VEGF and Seizures: Cross-talk between endothelial and neuronal environments (2005) Epilepsy Curr., 5(2): 72-4.

357. Vleggeert-Lankamp CLAM - The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review laboratory investigation. (2007) Journal of Neurosurgery, Vol. 107, No. 6: 1168-1189.

358. Wakao S, Hayashi T, Kitada M, Kohama M, Matsue D, Teramoto N, Ose T, Itokazu Y, Koshino K, Watabe H, Iida H, Takamoto T, Tabata Y, Dezawa M. - Long-term observation of auto-cell transplantation in non-human primate reveals safety and efficiency of bone marrow stromal cell-derived Schwann cells in peripheral nerve regeneration (2010) Exp Neurol. 223(2):537-47.

359. Waller A - Experiments on the section of the glosso-pharyngeal and hypoglossal nerves of the frog, and observations of the alterations produced thereby in the structures of their primitive fibres (1851) Edinburgh Med Surg J., 76: 369 -376.

360. Walsh SK, Gordon T, Addas BM, Kemp SW, Midha R - Skin-derived precursor cells enhance peripheral nerve regeneration following chronic denervation (2010) Exp Neurol. 223(1): 221-8.

361. Wang GY, Hirai KI, Shimada H - The role of laminin, a component of Schwann cell basal lamina, in rat sciatic nerve regeneration within antiserum-treated nerve grafts (1992) Brain Res, 570: 116125.

362. Wanten GJA, Roos D, Naber AHJ - Effects of structurally different lipid emulsions on human neutrophil migration (2000) Clinical Nutrition, Vol. 19, 5: 327-331.

363. Warner-Schmidt JL, Duman RS - VEGF is an essential mediator of the neurogenic and behavioral actions of antidepressants (2007) PNAS, Vol.104, No.l 1: 4647-4652.

364. Wei Y, Gong K, Zheng Z, Liu L, Wang A, Zhang L, Ao Q, Gong Y, Zhang X - Schwann-like cell differentiation of rat adipose-derived stem cells by indirect co-culture with Schwann cells in vitro (2010) Cell Prolif., 43(6): 606-16.

365. Weiss S, Arsenijevic Y - Insulin-Like Growth Factor-I Is a Differentiation Factor for Postmitotic CNS Stem Cell-Derived Neuronal Precursors: Distinct Actions from Those of Brain-Derived Neurotrophic Factor (1998) The Journal of Neuroscience, 18(6): 2118-2128.

366. Woodbury D, Schwarz EJ, Prockop DJ, Black IB - Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons (2000) J Neurosci Res., 61(4): 364-70.

367. Wuchter P, Boda J, Straub B, Krause U, Seckinger A, Grund C, Kuhn C, Gottschling S, Franke WW, Ho AD - Molecular Composition of Intercellular Contacts in Human Mesenchymal Stem Cells (2004) Blood (ASH Annual Meeting Abstracts) 104: Abstract 2332.

368. Xinhua Hu, Jie Cai, Jun Yang, and George M. Smith - Sensory axon.targeting is increased by NGF gene therapy within the lesioned adult femoral nerve (2010) Exp Neurol.223(l): 153-165.

369. Xu Y, Liu L, Li Y, Zhou C, Xiong F, Liu Z, Gu R, Hou X, Zhang C - Myelin-forming ability of Schwann cell-like cells induced from rat adipose-derived stem cells in vitro (2008) Brain Res., 1239: 49-55.

370. Yamada T, Miyazaki K, Koshikawa N, Takahashi M, Akatsu H, Yamamoto T - Selective localization of gelatinase A, an enzyme degrading beta-amyloid protein, in white matter microglia and in Schwann cells (1995) Acta Neuropathol (Berl), 89: 199-203.

371. Yamauchi J, Chan JR, Shooter EM - Neurotrophins regulate Schwann cell migration by activating divergent signaling pathways dependent on Rho GTPases (2004) FNAS.Vol. 101, 23: 8774-8779.

372. Yanez RM, Lamana ML, Garcia-Castro J, Ramirez M, Bueren JA - In Vitro and In Vivo Immunomodulatory Effects of Mesenchymal Stem Cells from Adipose Tissue (2005) Blood (ASH Annual Meeting Abstracts) 106: Abstract 3098.

373. Yarak S, Okamoto OK - Human adipose-derived stem cells: current challenges and clinical perspectives (2010) An. Bras. Dermatol., Vol.85, No.5 http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0365-

05962010000500008&lng=en&nrm=iso&tlng=en

374. Ye Y, Zeng YM, Wan MR, Lu XF - Induction of human bone marrow mesenchymal stem cells differentiation into neural-like cells using cerebrospinal fluid (2011) Cell Biochem Biophys., 59(3): 179-84.

375. Yoon SH, Shim YS, Park YH, Chung JK, Nam JH, Kim MO, Park HC, Park SR, Min BH, Kim EY, Choi BH, Park H, Ha Y - Complete spinal cord injury treatment using autologous bone marrow cell transplantation and bone marrow stimulation with granulocyte macrophage-colony stimulating factor: Phase I/II clinical trial (2007) Stem Cells, 25(8): 2066-73.

376. Yoshio Katayama, Battista M, Wei-Ming Kao, Hidalgo A, Peired AJ, Thomas SA, Frenette PS -Signals from the Sympathetic Nervous System Regulate Hematopoietic Stem Cell Egress from Bone Marrow (2006) Cell, 124: 407-421.

377. You H, Wei L, Liu Y, Oudega M, Jiao SS, Feng SN, Chen Y, Chen JM, Li BC - Olfactory ensheathing cells enhance Schwann cell-mediated anatomical and functional repair after sciatic nerve injury in adult rats (2011) Exp Neurol.229(l):158-67.

378. Yuan Y et al. - The protective effects of Achyranthes bidentata polypeptides in an experimental model of mouse sciatic nerve crush injury (2009) Brain Res. Bull., doi: 10.1016/j .brainresbull.2009.07.013

379. Zachary I - Neuroprotective Role of Vascular Endothelial Growth Factor: Signalling Mechanisms, Biological Function, and Therapeutic Potential (2005) Neurosignals, 14: 207-221.

380. Zanazzi G, Einheber S, Westreich R, Hannocks MJ, Bedell-Hogan D, Marchionni MA, Salzer JL - Glial Growth Factor/Neuregulin Inhibits Schwann Cell Myelination and Induces Demyelination (2001) The Journal of Cell Biology, Vol. 152, No. 6: 1289-1299.

381. Zannettino AC, Paton S, Arthur A, Khor F, Itescu S, Gimble JM, Gronthos S - Multipotential human adipose-derived stromal stem cells exhibit a perivascular phenotype in vitro and in vivo (2008) J Cell Physiol, 214(2): 413-421.

382. Zhang DZ, Gai LY, Liu HW et al. Transplantation of autologous adipose-derived stem cells ameliorates cardiac function in rabbits with myocardial infarction (2007) Chin Med J (Engl), 120(4): 300-7.

383. Zhang YQ, Zeng X, He LM, Ding Y, Li Y, Zeng YS - NT-3 gene modified Schwann cells promote TrkC gene modified mesenchymal stem cells to differentiate into neuron-like cells in vitro (2010) Anat Sci Int., 85(2): 61-7.

384. Zhanga Y, Hailang Luoc, Ziqiang Zhangb, Yongbo Luc, Xinhui Huangc, Lu Yangb, Jiajie Xuc, Wei Yangc, Xiaoju Fane, Bing Due, Peng Gaoc, Gang Hub, Yan Jina - A nerve graft constructed with xenogeneic acellular nerve matrix and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells (2010) Biomaterials, Vol. 31, Issue 20: 5312-5324.

385. Zhou L, Mei XY, Wu HX, Xie H, Tang XM, Sun HL - Experimental study on Buyang Huanwu decoction for promoting functional recovery of crushed common peroneal nerve in rats (2011) Zhongguo Gu Shang, 24(3): 249-52.

386. Zhuang HX, Wuarin L, Zhi-Jian Fei, Ishii DN - Insulin-Like Growth Factor (IGF) Gene Expression Is Reduced in Neural Tissues and Liver from Rats with Non-Insulin-Dependent Diabetes Mellitus, and IGF Treatment Ameliorates Diabetic Neuropathy (1997) The Journal of Pharmacology and experimental therapeutics, Vol. 283, No. 1: 366-374.

387. Zuk PA, Zhu M, Ashjian P, De Ugarte DA, Huang JI, Mizuno H, Alfonso ZC, Fraser JK, Benhaim P, Hedrick MH - Human Adipose Tissue Is a Source of Multipotent Stem Cells (2002) Molecular Biology of the Cell, Vol. 13: 4279^1295.

388. Zuk PA - The Adipose-derived Stem Cell: Looking Back and Looking Ahead (2010) Molecular Biology of the Cell, Vol. 21: 1783-1787.

389. Zuo J, Ferguson TA, Hernandez YJ, Stetler-Stevenson WG, Muir D - Neuronal matrix metalloproteinase-2 degrades and inactivates a neurite- inhibiting chondroitin sulfate proteoglycan (1998a) JNeurosci, 18: 5203-11.

390. Zuo J, Hernandez YJ, Muir D - Chondroitin sulfate proteoglycan with neurite-inhibiting activity is up-regulated following peripheral nerve injury (1998b) J Neurobiol, 34:41-54.