Транскрипционные стратегии phiEco32-подобных бактериофагов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.07, кандидат наук Лавыш, Дарья Геннадиевна

• Лавыш, Дарья Геннадиевна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Лавыш, Дарья Геннадиевна

1.1 Транскрипция прокариот...................................................7

1.1.1 Структурно-функциональные особенности бактериальной РНК-полимеразы.................................................................8

1.1.2 Механизмы взаимодействия РНК-полимеразы с промоторами.....................................................................11

1.2 Классификация а-факторов прокариот.................................13

1.2.1 Семейство ст70-факторов...............................................14

1.2.2 Группа 2 о70-факторов..................................................16

Подгруппа а-факторов стационарной фазы..........................16

Подгруппа а-факторов цианобактерий................................17

Подгруппа а-факторов грамположительных бактерий с высоким G+C составом...............................................................18

1.2.3 Подгруппа альтернативных а70-факторов...........................18

Подгруппа а-факторов, участвующих в морфогенезе

флагеллы.....................................................................18

Подгруппа а-факторов внеклеточной функциональности......19

Подгруппа а-факторов, участвующих в споруляции............20

Подгруппа а-факторов теплового шока..............................23

1.2.4 Семейство а54-факторов................................................25

1.3 Транскрипция бактериофагов..........................................28

1.3.1 Сигма факторы бактериофагов и их промоторы............29

1.3.2 Транскрипционная стратегия бактериофага Bacillus suhtilis SPOl...........................................................................30

1.3.3 Транскрипционная стратегия бактериофага Escherichia coli Т4..............................................................................34

1.3.4 Транскрипционная стратегия бактериофага Bacillus anthracis Fah...........................................................................37

1.3.5 Транскрипционная стратегия бактериофага Escherichia coli phiEco32.....................................................................40

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ................................................44

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ........................................................54

3.1 Определение активности о70-зависимых промоторов в ходе инфекции бактериофагом phiEco32.........................................54

3.2 Изучение регуляции активности средних и поздних gp36-зависимых промоторов бактериофага phiEco32.........................56

3.3 Общая схема регуляции транскрипции генов в ходе инфекции бактериофагом phiEco32......................................................58

3.4 Морфологическое сравнение фагов phiEco32 и 7-11...............59

3.5 Сравнение организации геномов бактериофагов phiEco32

и 7-11..............................................................................60

3.6 Сравнение всех рЫЕсо32-подобных бактериофагов...............66

3.7 Биоинформатический анализ транскрипционных стратегийрЫЕсо32-подобных бактериофагов............................69

3.8 Отработка условий инфекции штамма Salmonella enterica серовар Newport бактериофагом 7-11.....................................72

3.9 Предсказание оперонной организации поздних и средних генов бактериофага 7-11.............................................................73

3.10 Идентификация поздних промоторов бактериофага 7-11.......74

3.11 Определение консенсусной последовательности позднего промотора фага 7-11...........................................................76

3.12 Продукт гена g47 является а-фактором бактериофага 7-11.....78

3.13 Определение области плавления gp47-np0M0T0pa................81

3.14 Определение аффинности gp47 к РНК-полимеразе..............82

3.15 Идентификация а70-промоторов фага 7-11..........................83

3.16 Поиск дополнительных транскрипционных факторов, закодированных в геноме бактериофага 7-11.............................84

3.17 Влияние белка gp98 бактериофага 7-11 на транскрипцию......86

3.18 Общая схема регуляции транскрипции генов в ходе инфекции бактериофагом 7-11 и предположения о регуляции транскрипции бактериофага GAP52...........................................................86

4. ВЫВОДЫ........................................................................88

5. СПИСОК ЦИТИРОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ...........................89

6. СПСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫЙ АВТОРОМ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ............................................................104

7. БЛАГОДАРНОСТИ.........................................................105

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Транскрипционные стратегии phiEco32-подобных бактериофагов»

Общая характеристика работы

Актуальность работы. Бактериофаги удивительно разнообразны в использовании различных механизмов и стратегий регуляции транскрипции своих генов в процессе инфекции бактериальной клетки. Регуляция экспрессии генов позволяет достичь высокого уровня выхода фаговых частиц. В развитии литических бактериофагов чаще всего выделяют 3 стадии инфекции: раннюю, среднюю и позднюю. На ранней стадии, как правило, происходит синтез фаговых белков, функция которых заключается в переключении системы транскрипции клетки-хозяина с экспрессии генов бактерии на экспрессию генов фага. Белки, необходимые для репликации фагового генома, синтезируются на средней стадии. На поздней стадии экспрессируются гены, кодирующие белки оболочки, упаковки ДНК и лизиса клеток.

Контроль экспрессии генов бактериофага осуществляется с помощью закодированных в геноме бактериофага разнообразных транскрипционных факторов, и/или собственной РНК-полимеразы и различия в последовательности промоторов генов разных временных классов. Транскрипционные факторы могут выполнять следующие функции: ковалентно модифицировать РНК-полимеразу клетки-хозяина, способствовать конформационным изменениям РНК-полимеразы, участвовать в распознавании промоторной области генов. На сегодняшний день существуют группы фагов, транскрипционная стратегия для которых хорошо изучена. К ним относится бактериофаг Т7, который кодирует свою собственную односубъединичную РНК-полимеразу, экспрессирующую средние и поздние гены во время инфекции. Другую стратегию используют Т4-подобные фаги, у которых транскрипция ранних генов осуществляется о70-холоферментом РНК-полимеразы и при этом синтезируются белки, изменяющие промоторную специфичность о70-субъединицы. Комплекс РНК-полимеразы с таким фактором начинает работать только на промоторах средних генов.

На средней стадии синтезируется собственный офактор, который при участии дополнительных фаговых белков обеспечивает узнавание поздних промоторов. Третья стратегия характерна для бактериофага лямбда. Этот фаг на всех стадиях использует а70-холофермент РНК-полимеразы клетки хозяина. Гены, принадлежащие к одному временному классу, кластеризованы и отделены друг от друга терминаторами, на которых происходит остановка транскрипции. На каждой предыдущей стадии синтезируются белки-антитерминаторы, позволяющие РНК-полимеразы не останавливаться на терминаторе и перейти к транскрипции генов следующей группы.

Кроме факторов, осуществляющих транскрипцию генов фага, в геноме бактериофагов часто закодированы ингибиторы бактериальной РНК полимеразы, изучение которых позволяют не только расширить наши знания о бактериальной РНК-полимеразе, но и , возможно, разработать новые белковые антибактериальные препараты.

Данная работа посвящена исследованию механизмов регуляции транскрипции рЫЕсо32-подобных бактериофагов.

Фаги данной группы имеют от 80 до 20% гомологичных продуктов генов, поэтому их все отнесли к филогенетической группе рЫЕсо32. На основании имеющихся данных можно предполагать, что в экспрессии генов всех рЫЕсо32-подобных фагов принимает участие закодированный в геноме а-фактор. Данный а-фактор охарактеризован только для бактериофага рЫЕсо32 ^р36). В ходе работы были получены сведения о работе наименее гомологичного gp36 фактора - о-фактора бактериофага 7-11 ^р47) и его промоторной специфичности. На основании полученных данных можно сделать предположения о регуляциях транскрипции остальных рЫЕсо32-подобных фагов. Так же в геномах бактериофагов группы рЫЕсо32 произведен поиск ингибиторов хозяйской РНК полимеразы. В геномах близкородственных фагов закодирован гомолог ранее охарактеризованного гена ёр79 фага рЫЕсо32, а для эволюционно более далеких фагов подгруппы 7-11 найден новый фактор, который, возможно, способствует диссоциации основной ст-субъединицы бактерий и ее замену на а-фактор фага. Таким образом, в ходе данной работы, экспериментально изучены механизмы транскрипции 2-х рЫЕсо32-подобных фагов и сделаны предположения о регуляции транскрипции еще 3-х рЫЕсо32-подобных фагов.

Цели работы. Основной целью данной работы являлось изучение транскрипционных стратегий рЫЕсо32-подобных бактериофагов. В соответствии с целью работы были поставлены следующие задачи:

1) Идентифицировать и изучить динамику накопления транскриптов ранних а70-зависимых промоторов бактериофага рЫЕсо32 в ходе инфекции и изучить механизм переключения транскрипции со средних на поздние gp36-зaвиcимыe промоторы фага.

2) Провести биоинформатический анализ геномов всех известных на сегодняшний день рЫЕсо32-подобных фагов.

3) Изучить временную регуляцию экспрессии генов рЫЕсо32-подобного бактериофага 7-11. Доказать функциональную активность а-фактора, закодированного в геноме бактериофага 7-11, определить промоторную последовательность, узнаваемую холоферментом РНК-полимеразы, содержащим этот фактор, и провести поиск дополнительных факторов транскрипции, закодированных в геноме бактериофага 7-11.

Научная новизна. На основании ранее полученных данных и результатов данной работы, охарактеризован процесс регуляции транскрипции бактериальных и фаговых генов в ходе инфекции бактериофагом рЫЕсо32. Впервые охарактеризован сигма фактор gp47, закодированный в геноме бактериофага 7-11, и определены промоторы, узнаваемые холоферментов РНК-полимеразы, содержащим gp47. Получены данные, указывающие на то, что белок gp98 бактериофага 7-11, возможно, является анти-сигма-фактором и обеспечивает переключение ранней транскрипции на позднюю gp47-зaвиcимyю транскрипцию.

Практическая значимость работы. Полученные в данной работе результаты имеют в основном фундаментальное значение, однако некоторые из них могут найти и практическое применение. Результаты исследования расширяют представления о транскрипционных стратегиях бактериофагов, о промоторах альтернативных а-факторов и механизмах взаимодействий белков бактериофагов с РНК-полимеразой бактерий. Охарактеризованные в данной работе белки могут быть использованы для создания ингибиторов бактериальной РНК-полимеразы.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Транскрипция прокариот

Транскрипция - это процесс синтеза РНК с использованием матрицы ДНК, который осуществляется ДНК-зависимой РНК-полимеразой (РНКП). Фермент РНКП является очень консервативным, районы активного центра представлены одинаковыми последовательностями в прокариотических, эукариотичеких и археобактериальных РНКП (Lane et al., 2009). РНКП прокариот имеет размер ~150А в длину, ~115А в высоту и ~100А в ширину. Существует две формы РНКП: кор- и холофермент. Кор-фермент имеет относительную молекулярную массу около 400 кДа и состоит из пяти субъединиц: ai, а.2, Р, Р' и со. Кор-фермент РНКП - это каталитическая машина для синтеза РНК с матрицы ДНК. Однако кор-фермент РНКП не способен инициировать транскрипцию. Для узнавания специфических последовательностей ДНК (промоторов) кор-фермент РНКП должен провзаимодействовать с 70 кДа белком - а-субъединицей и образовать холофермент РНКП. ст-субъединица играет центральную роль в узнавании промоторов, плавлении ДНК и последующем уходе РНКП с промотора (Busby et al., 2009). Сам ст-фактор не способен самостоятельно взаимодействовать с промоторами (McClure, 1985).

Транскрипционный цикл РНКП можно разделить на три основных стадии: инициация, элонгация и терминация синтеза РНК. Инициация транскрипции - это мультистадийный процесс, в ходе которого сначала формируется закрытый комплекс -происходит распознавание холоферментом РНКП последовательности промотора. Затем происходит плавление короткого промоторного участка цепей ДНК вокруг стартовой точки транскрипции (от -12 до +2 пн). В результате этого матричная цепь ДНК экспонируется в районе транскрипционного старта. Такой комплекс с расплавленной ДНК называется открытым. Далее становится возможным инициация синтеза РНК. Первое время в присутствии нуклеотидов холофермент РНКП синтезирует короткие фрагменты длиной 2-12 пн, так называемые абортивные РНК продукты. Затем, когда длина транскрипта достигает 9-12 пн, а-субъединица диссоциирует из комплекса и начинается стадия элонгации: по мере скольжения кор-фермента по ДНК осуществляется синтез новой РНК (Darst et al., 2001). Кор-фермент

РНКП диссоциирует с ДНК, когда формируется терминатор на синтезированной РНК, или при взаимодействии с определенными белками (Record et al, 1996).

В зависимости от стадии роста, в клетке Е. coli присутствуют от 3000 до 13000 молекул РНКП. В любой отдельно взятый момент времени 24-79% (в зависимости от стадии роста бактерий) молекул РНКП осуществляют синтез РНК (Grigorova et al., 2006).

1.1.1 Структурно-функциональные особенности бактериальной РНК-

полимеразы

По своей форме кор-фермент РНКП напоминает клешню краба. Одна половинка "клешни" состоит из Р-субъединицы, вторая образована (3 '-субъединицей. Основание "клешней" состоит из гомодимера а-субъединиц. Субъединица ai взаимодействует преимущественно с |3-субъединицей, а аг - с (З'-субъединицей. Малая ю-субъединица взаимодействует только с (З'-субъединицей и, скорее всего, выполняет функцию стабилизации комплекса (Minakhin et al., 2001). Поперек всей молекулы между "клешнями" расположен главный канал РНКП - впадина шириной 25-27 А. Главный канал образуют 3 домена: домены (3-субъединицы (31 и (32 и домен "зажим" (clamp) (3'-субъединицы. В главном канале располагается ДНК в процессе транскрипции. Данные, полученные из структурных исследований показали, что "зажим" может сдвигаться на 30°, что позволяет ему переходить от закрытой к открытой конформации. Скорее всего, открытая конформации соответствует стадии инициации транскрипции, тогда ДНК входит в главный канал фермента. Закрытая конформация соответствует стадии элонгации (Darst et al., 2001; Cramer et al., 2001).

холофермент РНКП

¿п-смзывающий

домен застежка

подвижная заслонка

крышка

шип

подвижная заслонка

кор-фермент РНКП

/п-связывающий

домен застежка

(б)

РНК транскрипт

подвижная заслонка

ДНК

Рис. 1. Структура фермента РНК-полимеразы Т. ациаИсиз.

(а) общий вид кор-фермента и холофермента РНКП, в верхней части рисунка указано, какими цветами обозначены разные субъединицы РНКП, подписаны домены;

(б) схематичное изображение структуры элонгационного комплекса РНКП (по Оаге^ 2009).

Активный центр фермента расположен в глубине главного канала. В каталитическом центре РНКП присутствуют два иона Первый 1У^2'

хелатирован тремя аспартатами консервативного мотива МЛОРОвО района (3'-субъединицы. Второй - \lgll связан с РНКП гораздо слабее первого, он

хелатирован двумя аспартатами Р'-субъединицы и он становится частью активного центра в результате взаимодействия с субстратом (с НТФ или пирофосфатом) (Зояшюу е1 а1., 2003). Ионы стабилизируют пятивалентный интермедиат

фосфата, то есть непосредственно участвуют в катализе образования фосфодиэфирной связи ^ейг е1 а1., 1994). координирует З'-ОН конец РНК, а \TgIi оттягивает уходящую группу, обеспечивая разрыв связи между а- и Р-фосфатами НТФ (Уаг^ е1 а!., 2006).

подвижная заслонка

сайт связывания

НТФ

сайт связывания Оте-факторов

вторичным „.„„,„.

канал О-петля спираль

шип

В области активного центра главный канал соединяется со вторичным. Вторичный канал имеет ширину ~12А и, так как во время транскрипции главный канал полностью занят нуклеиновыми кислотами, скорее всего, вторичный канал служит для доставки нуклеотидов и для выхода абортивных РНК (Darst, 2004). Так же во вторичном канале находятся места связывания РНКП с элонгационными факторами GreA и GreB (Borukhov et al., 1993), с кофактором DksA (Kang et al., 1990) и с ингибитором транскрипции Termus thermophilus Gfhl (Hogan et al., 2002). В области активного центра вторичный канал отделен от главного канала длинной а-спиралью (3'-субъединицы, так называемой F-мостовой спиралью (F-bridge helix) и G-петлей (3'-субъединицы (trigger loop) (Darst et al., 2001).

В составе транскрипционного комплекса область ДНК длиной около 14 пн расплетена, образуется так называемый транскрипционный пузырь. По крайней мере, десять пар нуклеотидов двухцепочечной ДНК ниже транскрипционного пузыря также находятся в главном канале. Во время стадии закрытого комплекса в главном канале находится участок ДНК соответствующий позициям от -55 до +20 относительно стартовой точки транскрипции. Так как линейный размер РНКП не превышает 160А, что соответствует 50 пн ДНК, считается, что ДНК во время прохождения через РНКП притерпевает конформационные изменения - изгибается примерно на 90°. В главном канале РНКП образуется РНК-ДНК гетеродуплекс, он образован 8-9 нуклеотидами 3'-конца РНК-транскрипта и матричной цепью ДНК. РНК-ДНК гетеродуплекс помещается между каталитическим ионом Mgl и F-мостовой спиралью с одной стороны, с другой - по-видимому, удерживается структурными элементами (3'-субъединицы "шипом" (rudder) и "крышкой", которые стабилизируют неспаренные цепи (Cramer et al., 2001). З'-конец РНК располагается около активного центра, где происходит образование фосфодиэфирной связи между НМФ и 3'-концом растущей цепи РНК. Закрытие расплавленной ДНК по мере продвижения РНКП вперед, вероятно, происходит в районе домена "застежка" (zipper). 5'-конец новосинтезированной РНК выходит по главному каналу из фермента под доменом "подвижная заслонка" (flexible flap) (Korzheva et al., 2000).

Помимо этого, РНКП может осуществлять экзо- и эндонуклеазные реакции (пирофосфоролиз, либо гидролиз) расщепления транскрипта.

Фермент РНКП способен синтезировать РНК длиной несколько тысяч нуклеотидов со средней скоростью 40 пн в секунду (Vogel et al., 1994). При этом точность встраивания НТФ является очень высокой, уровень ошибки составляет 10"4-10"5 (Blank et al., 1986).

Синтез РНК заканчивается на специальных сигналах, закодированных в ДНК -терминаторах. Терминаторы, которые останавливают синтез без участия дополнительных факторов называются внутренними. В геномах бактерий и бактериофагов около половины оперонов заканчиваются внутренними терминаторами (Lesnik et al., 2001). Такие терминаторы представлены GC-богатым палиндромным повтором, за которым следует по крайней мере 4 тимина. В результате транскрипции, на сайте терминации происходит пауза, которая позволяет образоваться петле в структуре РНК с уридинами на 3'-конце. Образование петли инактивирует элонгацию, и происходит высвобождение РНК из РНК-связывающего канала (Nudler, 2009). Предполагается, что к терминации транскрипции приводят конформационные изменения домена подвижная заслонка (Toulokhonov et al., 2001).

Так же существуют терминаторы, для остановки транскрипции на которых необходим дополнительный фактор - Rho-зависимые терминаторы. Их последовательности менее консервативны, они являются мишенью РНК/ДНК геликазы Rho (Roberts et al., 1969).

1.1.2 Механизмы взаимодействия РНК-полимеразы с промоторами

Сам по себе кор-фермент РНКП обладает лишь неспецифической аффинностью к ДНК, обусловленной электростатическими взаимодействиями (Roberts et al., 1996). Узнавание большинства промоторов осуществляется при участии главной ст-субъединицы (у Е. coli это 70 кДа белок а70) (Gross et al., 1998). Консервативные элементы а70-промотора находятся в положениях -10 и -35 относительно точки начала транскрипции (+1) и представлены последовательностями 5'-ТАТААТ и 5'-TTGACA. Узнавание -10 и -35 элементов промотора происходит за счет ДНК-белковых взаимодействий с консервативными районами доменов а-фактора.

Сравнение аминокислотных последовательностей основных ст70-факторов различных бактерий, позволило выделить 4 высоко консервативных района (Helmann et al., 1988). N-концевой район или район 1 является наименее консервативным

участком, в него входят 2 субрайона. Субрайон 1.1 участвует в связывании ДНК и обеспечивает инициацию транскрипции (Wilson et al., 1997). Субрайон 1.2 принимает участие в формировании открытого комплекса. Удаление участка 1.2 предотвращает переход РНКП от закрытого комплекса к открытому (Wilson et al., 1997). Предполагают, что этот участок стабилизирует укладку остальных районов ст-субъединицы (Malhotra et al., 1996). Район 2 является самым консервативным, в нем выделяют 4 субрайона. Субрайон 2.1 необходим для взаимодействия с субъединицами кор-фермента РНКП. Субрайон 2.3 осуществляет плавление ДНК. Аминокислоты субрайона 2.4 взаимодействуют с -10 элементом промотора (Harley et al., 1987, Murakami et al., 2002). Так же можно выделить субрайон 2.5, который взаимодействует с нуклеотидами в позициях -14 и -15 относительно стартовой точки транскрипции так называемых "удлиненных -1 (Г-промоторов Е. coli и в позиции -16 промоторов В. subtilis. Районы 3 и 4 поделены на 2 субрайона. Субрайон 3.1 содержит ДНК-связывающий мотив спираль-поворот-спираль (helix-turm-helix). Менее консервативный участок 3.2 участвует во взаимодействии с субъединицами кор-фермента РНКП. Субрайон 4.1 является местом связывания ряда дополнительных транскрипционных факторов во время инициации транскрипции. Субрайон 4.2 участвует во взаимодействии с -35 элементом промотора (Nickels et al., 2002).

Основное взаимодействие а70-субъединицы с кор-ферментом РНКП происходит за счет субрайона 2.1 и 2.2 и эволюционно консервативного домена coiled-coil ß'-субъединицы.

Рис. 2. Взаимодействие холофермента РНКП с а70-промотором.

Модель закрытого комплекса РНКП. На трехмерной структуре видно расположение почти всех участков ст-субъединицы, на промоторной ДНК указано положение UP-элемента, -35, -10 областей промотора, области -10 удлиненного промотора. Цифрами обозначены позиции ДНК относительно стартовой точки транскрипции (по Murakami et

al., 2003).

-14-15

Частота, с которой РНКП взаимодействует с промотором обозначается "силой" промотора. Сила промотора определяется последовательностью промотора и окружающих его областей ДНК. На взаимодействие промотора с РНКП влияет длина спейсера между -10 и -35 элементом. Оптимальная длина спейсера - 16-18 пн, изменение длины как в сторону увеличения, так и в сторону уменьшения ведет к ослаблению промотора. Помимо влияния последовательностей элементов промотора на его силу, связывание холофермента РНКП с промотором и переход от закрытого к открытому комплексу зависит и от конформации ДНК в промоторной области. Было показано, что экспрессия гена зависит от плотности супервитков ДНК (Dormán et al., 1996, McClure, 1985). Силу промотора определяют и дополнительные регуляторные последовательности в районе промотора, которые взаимодействуют с ДНК-связывающими белками, дополнительными факторами транскрипции. У Е. coli известно как минимум 40 белков, которые могут активировать или ингибировать транскрипцию а70-зависимых промоторов (Gralla et al., 1996). Эти белки позволяют бактерии регулировать экспрессию генов в ответ на внешние и внутренние раздражители.

1.2 Классификация о-факторов прокариот

В геноме бактерий закодировано несколько тысяч белков, однако не все белки необходимы для метаболизма клетки в благоприятных условиях. Ряд белков синтезируются в клетке в ответ на изменения экологических условий. Для контроля появления белков в ответ на изменения жизненного цикла, или внеклеточных условий, необходима регуляция экспрессии генов, кодирующих эти белки. Большинство бактерий для этой цели используют помимо дополнительных транскрипционных факторов несколько различных a-факторов, которые узнают специфичные промоторные последовательности. В геноме Bacillus subtilis закодировано семнадцать альтернативных ст-факторов, при этом шесть из них необходимы для регуляции процесса образования эндоспоры (Kroos et al., 2000). Клетки Е. coli содержат семь альтернативных о-факторов (Maeda et al., 2000). Существование промоторов нескольких a-факторов перед оперонами обуславливает базальную экспрессию генов, и обеспечивает тонкую регуляцию процессов метаболизма в клетке при формировании адекватного ответа микроорганизмов на меняющиеся условия окружающей среды.

Стоит отметить, что использование альтернативных сигма факторов при различных экологических условиях не является панацеей и не может полностью заменять транскрипцию, обусловленную РНКП с основным ст-фактором. Существуют и другие механизмы преодаления различных стрессов, например, для возбудителя туберкулеза Mycobacterium tuberculosis описан транскрипционный фактор RbpA, который взаимодействует с (З'-субъединицей РНКП и увеличивает аффинность основной ст-субъединицы к кор-ферменту РНКП, что позволяет бактериям переносить высокие концентрации рифампицина (Ни et al., 2012).

Основываясь на выравнивании аминокислотных последовательностей о-факторов, их разделили на 2 семейства: а70 и а54. Между последовательностями этих семейств наблюдается лишь малое сходство.

1.2.1 Семейство а70-факторов

Семейство а70 -факторов является наиболее многочисленным. В семействе выделяют три группы, которые различаются как структурно, так и функционально. В

70

группу 1 входят основные а -факторы бактерий, которые обеспечивают экспрессию генов во время экспоненциальной фазы роста, т.е. генов, без большинства из которых невозможна жизнедеятельность клетки в нормальных условиях. К группе 2 относят а70-факторы, последовательности которых довольно похожи на последовательности основных а70-факторов, однако, они не являются необходимыми для клеточного роста. Группа 3 включает в себя так называемые альтернативные ст-факторы, представители этой группы существенно отличаются по аминокислотному составу от основных ст-факторов и они осуществляют транскрипцию определенных регулонов.

ECF-факторы

факторы стационарной фазы

факторы G+C богатых бактерий

факторы теплового шока

основные факторы

факторы цианобактерий

Л яфЖИш! StgH

факторы флагеллярные

5г~йюсупн РСС4Ю1 Sigp

I пьти s«F

факторы споруляции

Рис. 3. Филогенетическое дерево сигма-факторов а70-семейства (по Wösten, 1998).

Строение и функция группы основных а7(,-факторов рассмотрены ранее (см. Механизмы взаимодействия РНКП с промоторами). Считается, что у бактерий существует только один основной п-фактор (Gruber, 1997). Для Е. culi это фактор а70, который закодирован в гене rpoD, для Micopbacterium sp. основной ст7"-фактор называется MysA, для Streptumyces sp. HrdB, а для Bacillus sp. и других грамположительных бактерий SigA или с/. Промоторная последовательность, которую узнают основные a-факторы других бактерий практически идентична промоторной последовательности а7(1-фактора Е. coli. Для грамположительных бактерий характерен дополнительный консервативный элемент TG в позициях -15 и -14 (Helmann, 1995).

В факторах группы 2 и 3 наименее консервативным участком является район 1. Субрайон 1.2 вообще не характерен для подгруппы альтернативных сигма факторов

внеклеточной специфичности, или ECF о-факторов (с англ. ECF - extracytoplasmic function, факторы внеклеточной функциональности) (Wösten et al., 1998). Район 3.2 так же не отличается высокой консервативностью, он отсутствует в альтернативных сигма факторах о*" и а11. Район 2 является наиболее консервативным среди всех ст-факторов семейства a70 (Raivio, 2001).

1.2.2 Группа 2 070-факторов

Факторы группы 2 присутствуют в энтеробактериях, грамположительных бактериях с высоким G+C составом и в цианобактериях. Рассмотрим наиболее изученные подгруппы сигма факторов группы 2.

Подгруппа Q-факторов стационарной фазы

В естественных условиях бактерии часто испытывают дефицит азота и другие физиологические и химические стрессы, которые они вынуждены переживать без роста. Чтобы выжить в условиях экологического стресса, некоторые бактерии входят в стационарную фазу роста. Процесс вступления в стационарную фазу сопровождается синтезом стрессовых белков (Hengge-Aronis, 1996). Для Е. coli реакция на стресс обеспечивается экспрессией генов холоферментом РНКП с фактором о38 (Loewen et al., 1994). В более отдаленной родственной группе бактерий Pseudomonas sp. закодирован гомолог а - фактор стационарной фазы - а8 (или RpoS) (Mulvey et al., 1989). У цианобактерий Synechococcus sp. есть фактор SigE, который не является гомологом других факторов стационарного роста, но было показано, что он может участвовать в транскрипции генов во время постэкспоненциального роста (Gruber et al., 1998).

Гены, которые находятся под регуляцией 0s, кодируют белки различных функций, в том числе участвующих в предупреждении и репарации повреждений ДНК, белки вирулентности, осмопротекции, термоустойчивости, ферменты синтеза гликогена и липидов и белков клеточной мембраны (Loewen et al., 1994). В то время как главной ролью as является регуляция экспрессии генов во время вступления в стационарную фазу, он также выступает в качестве глобального регулятора экспрессии генов в клетках, подвергнутых воздействию высокого осмотического давления или кислотному стрессу (Lee et al., 1999).

В Е. coli а38 кодирует ген rpoS. Экспрессия гена rpoS находится под контролем четырех а70-промоторов, причем один из них так же узнается о38 in vitro (Takayanagi et al., 1994). Концентрация as в Е. coli контролируется на уровне транскрипции, трансляции и стабильности белка. Для экспрессии гена rpoS необходим РНК-связывающийся белок HF-1. Такие факторы, как ДНК-связывающий белок H-NS, цАМФ и УДФ-глюкоза негативно влияют на синтез as, в то время как pppGpp,

с

гомосерин лактон и DnaK повышают уровень a (Lange et al., 1994). В

s

экспоненциально растущих клетках о тоже присутствует, но он очень неустойчив, его деградацию осуществляют протеазы RssB и ClpXP. Мутации в генах данных протеаз приводят к увеличению концентрации os (Matin, 1996).

Некоторые промоторы, которые распознаются холоферментом РНКП с as, также находятся под контролем ст70 (Nguyen et al., 1993). Сравнение тридцати трех os-регулируемых промоторов, позволило выявить консенсусную последовательность as-промотора. Для (Апромотора характерно отсутствие -35 элемента, а -10 элемент представлен консенсусом СТАТАКТ (Espinosa-Urgel, 1996). Отсутствие -35 области, возможно, компенсируется существованием области изгиба выше -10 элемента (Espinosa-Urgel, 1996). Несмотря на то, что область ДНК-изгиба часто встречается перед сильными промоторами, он не является необходимыми для работы as in vitro (Tanaka et al., 1995).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Лавыш, Дарья Геннадиевна, 2013 год

СПИСОК ЦИТИРОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Ackermann H.-W. (2001) Frequency of morphological phage descriptions in the year. Brief review. Arch Virol. 146:843-857

2. Alper S., Dufour A., Garsin D., Duncan L. and Losick R. (1996) Role of adenosine nucleotides in the regulation of a stress response transcription factor in Bacillus subtilis. J. Mol. Biol. 260, 165-177.

3. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., and Lipman D.J. (1990) Basic local alignment search tool. J Mol Biol. 215: 403-410.

4. Apelian D. and Inouye S. (1990) Development-specific ofactor essential for late-stage diferentiation of Myxococcus xanthus. Genes Dev. 4, 1396-1403.

5. Bailey T.L., Boden M., Buske F.A., Frith M., Grant C.E., Clementi L., Ren J., Li W.W., Noble W.S.. (2009) MEME SUITE: tools for motif discovery and searching. Nucleic Acids Research, 37:W202-W208.

6. Barrios, H., B. Valderrama, and E. Morett. (1999) Compilation and analysis of o54-dependent promoter sequences. Nucleic Acids Res. 27:4305-4313.

7. Bendtsen J.D., Nielsen H., von Heijne, G., and Brunak, S. (2004) Improved prediction of signal peptides: SignalP 3.0. J Mol Biol. 340: 783-795.

8. Blank A., Gallant J.A., Burgess R.R., Loeb L.A. (1986) An RNA polymerase mutant with reduced accuracy of chain elongation. Biochemistry. 7;25(20):5920-8.

9. Borukhov S., Sagitov V., Goldfarb A. (1993) Transcript cleavage factors from E. coli. Cell. 72(3):459-66.

10. Brennan SM, Chelm BK, Romeo JM, Geiduschek EP. A transcriptional map of the bacteriophage SPOl genome. II. the major early transcription units. Virology. 1981;111:604-628.

11. Brown K.L. and Hughes K.T. (1995) The role of anti-sigma factors in gene regulation. Mol. Microbiol. 16, 397-404.

12. Brown K.L. and Hughes K.T. (1995) The role of anti-sigma factors in gene regulation. Mol. Microbiol. 16, 397-404.

13. Busby S., Kolb A., Buc H. (2009) Chapter 1: Where it all begines: an overview of promoter recognition and open complex formation. RNA polymerases as molecular motors. RSC Publishing 13-37

14. Caramon T., Barilla D., Nessi C., Sacchi L. and Galizzi A. (1996) Role of FlgM in

D

a -dependent gene expression in Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 178, 3113-3118.

15. Carlson J.M., Chakravarty A., DeZiel C.E., Gross R.H. (2007) SCOPE: a web server for practical de novo motif discovery. Nucleic Acids Research; doi: 10.1093/nar/gkm310.

16. Carmona M., Claverie-Martin F. and Magasanik B. (1997) DNA bending and the

54

initiation of transcription at o -dependent bacterial promoters. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 9568-9572.

17. Carver T., Harris S.R., Berriman M., Parkhill J. and McQuillan J.A. (2012) Artemis: an integrated platform for visualization and analysis of high-throughput sequence-based experimental data. Bioinformatics (Oxford, England). 28;4;464-9

18. Chater K.F., Bruton C.J., Plaskitt K.A., Buttner M.J., Mendez C. and Helmann J.D. (1989) The developmental fate of S. coelicolor hyphae depends upon a gene product homologous with the motility o factor of B. subtilis. Cell. 59,133-143.

19. Chen C. (1976) Transcription map of bacteriophage T5. Virology. 1;74(1):116-27.

20. Chen D., Texada D.E. (2006) Low-usage codons and rare codons of Escherichia coli. Gene Ther Mol Biol. 10:1-12.

21. Colland F., Orsini G., Brody E.N., Buc H.,Kolb A. (1998) The bacteriophage T4 AsiA protein: a molecular switch for sigma 70-dependent promoters. Mol Microbiol. 27(4):819-29.

22.Comeau A.M., Bertrand C., Letarov A., Tetart F., and Krisch H.M. (2007) Modular architecture of the T4 phage superfamily: a conserved core genome and a plastic periphery. Virology. 362: 384-396.

23.Costanzo M, Brzustowicz L, Hannett N, Pero J. (1984) Bacteriophage SPOl genes 33 and 34. Location and primary structure of genes encoding regulatory subunits of Bacillus subtilis RNA polymerase. J Mol Biol. 180:533-47.

24. Cramer, P., Bushnell, D.A., Kornberg, R.D. (2001) Structural basis of transcription: RNA polymerase II at 2.8 angstrom resolution. Science. 292: 1863-1876.

25.Darst S.A. (2009) There and back again: a structural atlas of RNAP. RNA polymerases as molecular motors, RSC Publishing, pp. 1-10

26. Darst, S.A. (2001) Bacterial RNA polymerase. Curr Opin Struct Biol. 11: 155-162.

27.Darst, S.A. (2004) New inhibitors targeting bacterial RNA polymerase. Trends Biochem Sci. 29: 159-160.

28.Dorman CJ. (1996) Flexible response: DNA supercoiling, transcription and bacterial adaptation to environmental stress. Trends Microbiol. 4,214-216.

29. Elliott T, Kassavetis GA, Geiduschek EP. (1984) The complex pattern of transcription

in the segment of the bacteriophage T4 genome containing three of the head protein genes. Virology. 139(2):260-82.

30.Errington J., Port P. and Mandelstam J. (1985) Duplicated sporulation genes in bacteria: implications for simple developmental systems. FEBSLett. 188, 184-188.

s

31. Espinosa-Urgel M., Chamizo C., Tormo, A. (1996) A consensus structure for o -dependent promoters. Mol. Micro- biol. 21, 657-659.

32.Francke C., Kormelink T.G., Hagemeijer Y., Overmars L., Sluijter V., Moezelaar R., Siezen R.J. (2011) Comparative analyses imply that the enigmatic sigma factor 54 is a central controller of the bacterial exterior. BMC Genomics. 12: 385.

33.Fujii, T., Gramajo, H.C., Takano, E. and Bibb, M.J. (1996) redD and actII-ORF4, pathway - specific regulatory genes for antibiotic production in Streptomyces coelicolor A3(2), are transcribed in vitro by an RNA polymerase holoenzyme containing sigma hrdD. J. Bacteriol. 178, 3402-3405.

34. Gamer J., Multhaup G., Tomoyasu T., McCarty J.S., Ruediger, S., Schoenfeld, H.J., Schirra C., Bujard H. and Bukau B. (1996) A cycle of binding and release of the DnaK, DnaJ and GrpE chaperones regulates activity of the Escherichia coli heat

32

shock transcription factor o . EMBO J. 15, 607-617.

35.GeiduschekEP, Kassavetis GA. (2010) Transcription of the T4 late genes. Virol J. 28;7:288.

36. Giacomoni P.U. (1980) Purification and DNA-binding properties of RNA polymerase from Bacillus subtilis. Eur JBiochem. 106(2):579-91.

37. Gralla, J.D. and Collado-Vides, J. (1996) Organization and function of transcription regulatory elements. In: Escherichia coli and Salmonella Cellular and Molecular Biology (Curtiss III, R., Ingraham, J.L., Lin, E.C.C., Low, K.B., Magasanik, B., Reznikov, W.S., Riley, M., Schaechter, M. and Umbarger, H.E., Eds.), pp. 12321245. American Society for Microbiology, Washington, DC.

38. Gregory BD, Nickels BE, Garrity SJ, Severinova E, Minakhin L, Urbauer RJ, Urbauer JL, Heyduk T, Severinov K, Hochschild A. (2004) A regulator that inhibits transcription by targeting an intersubunit interaction of the RNA polymerase holoenzyme. Proc Natl Acad Sci U S A.101(13):4554-9.

39. Grigorova I.L., Phleger N.J., Mutalik V.K., Gross C.A. (2006) Insights into transcriptional regulation and sigma competition from an equilibrium model of RNA polymerase binding to DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 103, 5332-7

40. Gross C.A., Chan C., Dombroski A., Gruber T., Sharp M., Tupy J., Young B. (1998) The functional and regulatory roles of sigma factors in transcription. Cold Spring HarbSymp Quant Biol. 63:141-55.

41. Gross, C.A. (1996) Function and regulation of the heat shock proteins. In: Escherichia coli and Salmonella Cellular and Molecular Biology (Neidhardt, F.C., Curtiss III, R., In- graham, J.L., Lin, E.C.C., Low, K.B., Magasanik, B., Reznikov, W.S., Riley, M., Schaechter, M. and Umbarger, H.E., Eds.), pp. 1382-1399. American Society for Microbiology, Washington, DC.

42. Grossman A.D. (1995) Genetic networks controlling the initiation of sporulation and the development of genetic competence in Bacillus subtilis. Annu. Rev. Genet. 176, 2587-2595.

43.Gruber T.M. and Bryant D.A. (1997) Molecular systematic studies of eubacteria,

70

using a -type sigma factors of group 1 and group 2. J. Bacteriol. 179, 1734-1747.

44. Gruber T.M., Bryant D.A. (1997) Molecular systematic studies of eubacteria, using

70

a -type sigma factors of group 1 and group 2. J. Bacteriol. 179, 1734-1747.

45. Gruber T.M., Bryant D.A. (1998) Characterization of the alternative sigma-factors SigD and SigE Synechococcus sp. strain PCC 7002. SigE is implicated in transcription ofpostexponential-phase-specific genes. Arch. Microbiol. 169, 211-219.

46.Guo Y. and Gralla, J.D. (1997) DNA-binding determinants of sigma 54 as deduced from libraries of mutations. J. Bacteriol. 179, 1239-1245.

47.Guttman B., Raya R., Kutter E. (2005) Basic Phage Biology. In: Bacteriophages: Biology and Applications, CRCPress, pp. 29-63.

48.Harley, C.B. and Reynolds, R.P. (1987) Analysis of E. coli promoter sequences. Nucleic Acids Res. 15,2343-2361.

49.Helmann J.D. (1991) Alternative sigma factors and the regulation of flagellar gene expression. Mol. Microbiol. 5,2875-2882.

A

50.Helmann J.D. (1995) Compilation and analysis of Bacillus subtilis o -dependent promoter sequences: evidence for extended contact between RNA polymerase and upstream promoter DNA. Nucleic Acids Res. 23,2351-2360.

51.Helmann J.D. and Chamberlin M.J. (1988) Structure and function of bacterial sigma factors. Annu. Rev. Biochem. 57, 839-872.

52.Helmann J.D., Chamberlin M.J. (1988) Structure and function of bacterial sigma factors. Annu Rev Biochem. 57:839-72.

53.Hengge-Aronis R. (1996) Regulation of gene expression during entry into stationary phase. In: Escherichia coli and Salmonella Cellular and Molecular Biology (Curtiss III, R., In graham, J.L., Lin, E.C.C., Low, K.B., Magasanik, B., Reznikov, W.S., Riley, M., Schaechter, M. and Umbarger, H.E., Eds.), pp. 1497-1512. American

Society for Microbiology, Washington, DC.

54.Hiratsu K., Amemura M., Nashimoto H., Shinagawa H. and Makino K. (1995) The

E

rpoE gene of Escherichia coli, which encodes a , is essential for bacterial growth at high temperature. J. Bacteriol. 177, 2918-2922.

55. Hirschman J., Wong P.K., Sei K., Keener J. and Kustu S. (1985) Products of nitrogen regulatory genes ntrA and ntrC of enteric bacteria activate glnA transcription in vitro: evidence that the ntrA product is a sigma factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 82, 75257529.

56.Hoet P.P., Coene M.M., Cocito C.G. (1992) Replication cycle of Bacillus subtilis hydroxymethyluracil-containing phages. Annu Rev Microbiol. 46:95-116.

57. Hofmeister A. (1998) Activation of the proprotein transcription factor pro-sigmaE is associated with its progression through three patterns of subcellular localization during sporulation in Bacillus subtilis. J Bacteriol. 180(9):2426-33.

58. Hogan BP, Hartsch T, Erie DA. (2002) Transcript cleavage by Thermus thermophilus RNA polymerase. Effects of GreA and anti-GreA factors. J Biol Chem. 11;277(2):967-75.

59. Hu Y., Morichaud Z., Chen S., Leonetti J.-P., and Brodolin K.. (2012) Mycobacterium tuberculosis RbpA protein is a new type of transcriptional activator that stabilizes the oA-containing RNA polymerase holoenzyme. Nucl. Acids Res. 40 (14): 6547-6557

x

60. Huang X., Decatur A., Sorokin A. and Helmann, J.D. (1997) The Bacillus subtilis a protein is an extracytoplasmic function a factor contributing to survival at high temperature. J. Bacteriol. 179, 2915-2921.

61.Huerta A.M., Collado-Vides J. (2003) Sigma 70 Promoters in Escherichia coli: Specific Transcription in Dense Regions of Overlapping Promoter-like Signals. J Mol Biol. 333, 261-278.

62. Hughes J.D., Estep P.W., Tavazoie S., Church G.M. (2000) Computational identification of cis-regulatory elements associated with groups of functionally related genes in Saccharomyces cerevisiae. J of Molecular Biology. 296(5): 1205-14.

63.1mamura S, Asayama M. (2009) Sigma factors for cyanobacterial transcription. Gene Regul Syst Bio. 22;3:65-87.

64. Jeune A., Torelli R., Sanguinetti M., Giard J.-C., Hartke A., Auffray Y., Benachour A. (2010). The Extracytoplasmic Function Sigma factor SigV plays a key role in the original model of lysozyme resistance and virulence of Enterococcus faecalis. PLoS

One. 5(3): e9658.

65. Johnson C.H., Golden S.S., Ishiura M. and Kondo, T. (1996) Circadian clocks in prokaryotes. Mol. Microbiol. 21,5-11.

66. Jones G.H., Paget M.S., Chamberlin L. and Buttner M.J. (1997) Sigma-E is required for the production of the antibiotic actinomycin in Streptomyces antibioticus. Mol. Microbiol. 23,169-178.

67.KangPJ, Craig EA. (1990) Identification and characterization of a new Escherichia coli gene that is a dosage-dependent suppressor of a dnaK deletion mutation. J Bacteriol. 172(4):2055-64.

68.Karow L.M., Glaser P. and Piggot P.J. (1995) Identification of a gene spoIIR, which

E F

links the activation of a to the transcriptional activity of a during sporulation in Bacillus subtilis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92, 2012-2016.

69.Kelemen G.H., Brian P., Flaerdh K., Chamberlin L., Chater K.F. and Buttner M.J. (1998) Developmental regulation of transcription of whiE, a locus specifying the polyketide spore pigment in Streptomyces coelicolor A3(2). J. Bacteriol. 180, 25152521.

70. Kenney T.J., York K., Youngman P. and Moran Jr. C.P. (1989) Genetic evidence that

A

RNA polymerase associated with a factor uses a sporulation-specific promoter in Bacillus subtilis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86, 9109-9113.

71. Kersters K., De Vos P., Gillis, M., Swings J., Vandamme P., and Stackebrandt, E. (2003) Introduction to the Proteobacteria. In: M. Dworkin, Editor, The Prokaryotes: An Evolving Electronic Resource for the Microbiological Community. SpringerVerlag, New York.

54

72. Keseler I.M. and Kaiser D. (1997) a , a vital protein for Myxococcus xanthus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 1979-1984.

73.Kolesky S., M. Ouhammouch, E. N. Brody, and E. P. Geiduschek. (1999) Sigma competition: the contest between bacteriophage T4 middle and late transcription. J. Mol. Biol. 291:267-281.

74. Koo B.M., Rhodius V.A.,Nonaka G., deHaseth P.L., Gross C.A. (2009) Reduced capacity of alternative sigmas to melt promoters ensures stringent promoter recognition. Genes Dev. 23(20):2426-36.

75.Korzheva, N., Mustaev, A., Kozlov, M., Malhotra, A., Nikiforov, V., Goldfarb, A., Darst, S.A. (2000) A structural model of transcription elongation. Science. 289: 619625.

76.Krisch H.M., and Comeau A.M. (2008) The immense journey of bacteriophage T4 -

from d'Herelle to Delbriickand then to Darwin and beyond. Res Microbiol. 159: 314324.

77. Kroos L., Yu YT (2000) Regulation of sigma factor activity during Bacillus subtilis development. Curr Opin Microbiol. 3(6):553-60.

78.Kropinski AM, Lingohr EJ, Ackermann HW. 2011. The genome sequence of enterobacterial phage 7-11, which possesses an unusually elongated head. Arch Virol. Jan; 156(1): 149-51.

79. LaBell T.L., Trempy J.E. and Haldenwang W.G. (1987) Sporulation-specific sigma

29

factor o of Bacillus subtilis is synthesized from a precursor protein, p31. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84, 1784-1788.

80. Lane W.J., Darst S.A. (2009) Molecular evolution of multi-subunit RNA polymerases: sequence analysis. JMol Biol 395: 671-685.

s

81.Lange R., Hengge-Aronis R. (1994) The cellular concentration of the a subunit of RNA polymerase in Escherichia coli is controlled at the levels of transcription, translation, and protein stability. Genes Dev. 8, 1600-1612.

82.Lavigne R., Seto D., Mahadevan P., Ackermann H.-W., Kropinski A.M. (2008) Unifying classical and molecular taxonomic classification: analysis of the Podoviridae using BLASTP-based tools. Res Microbiol. 159:406-414.

83.Lee G, Pero J. (1981) Conserved nucleotide sequences in temporally controlled bacteriophage promoters. J Mol Biol. 152:247-65.

84. Lee I.S., Lin J., Hall H.K., Bearson B., Foster J.W. (1995) The stationary-phase sigma

s

factor a (RpoS) is required for a sustained acid tolerance response in virulent Salmonella typhimurium. Mol. Microbiol. 17, 155-167.

85.LesnikE.A., Sampath R., Levene H.B., Henderson T.J., McNeil J.A., Ecker D.J. (2001) Prediction of rho-independent transcriptional terminators in Escherichia coli. Nucleic Acids Res. l;29(17):3583-94.

86. Li Y., Chen M.,Tang F., Yao H., Lu C., Zhang W. (2012) Complete genome sequence of the novel lytic avian pathogenic coliphage NJ01. J Virol. 86(24):13874-5.

87.Liesegang H., Lemke K., Siddiqui R.A. and Schlegel H.G. (1993) Characterization of the inducible nickel and cobalt resistance determinant cnr from pMOL28 of Alcaligenes eutrophus CH34. J. Bacteriol. 175, 767-778.

s

88. Loewen P.C. and Hengge-Aronis, R. (1994) The role of the sigma factor a (KatF) in bacterial global regulation. Annu. Rev. Microbiol. 48, 53-80.

s

89. Loewen P.C., Hengge-Aronis, R. (1994) The role of the sigma factor a (KatF) in

bacterial global regulation. Annu. Rev. Microbiol. 48, 53-80.

90. Lonetto M.A., Brown K.L., Rudd K.E. and Buttner M.J. (1994) Analysis of the Streptomyces coelicolor sigE gene reveals the existence of a subfamily of eubacterial RNA polymerase ct factors involved in the regulation of extracytoplasmic functions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 7573-7577.

91. Lu S., Halberg R. and Kroos L. (1990) Processing of the mother-cell o factor, o^, may depend on events occurring in the forespore during Bacillus subtilis development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87, 9722-9726.

92.Macke T, Ecker D, Gutell R, Gautheret D, Case DA and Sampath R. (2001) RNAMotif - A new RNA secondary structure definition and discovery algorithm. Nucleic Acids Res. 29:4724^4735

93.Macnab R.M. (1996) Flagella and motility. In: Escherichia coli and Salmonella Cellular and Molecular Biology (Curtiss III, R., Ingraham, J.L., Lin, E.C.C., Low, K.B., Magasanik, B., Reznikov, W.S., Riley, M., Schaechter, M. and Umbarger, H.E., Eds.), pp. 123-145. American Society for Microbiology, Washington, DC.

94. Maeda H., Fujita N., Tshihama A.. (2000) Competition among seven Escherichia coli a-subunits: relative binding affinities to the core RNA polymerase. Nucl. Acids Res. 28(18): 3497-3503

70

95. Malhotra, A., Severinova, E. and Darst, S.A. (1996) Crystal structure of a a subunit fragment from E. coli RNA polymerase. Cell. 87, 127-136.

96.Margolis P., Driks A. and Losick R. (1991) Establishment of cell type by compartmentalized activation of a transcription factor. Science. 254, 562-565.

97. Mascher T., Hachmann A.B., Helmann J.D. (2007) Regulatory overlap and functional redundancy among Bacillus subtilis extracytoplasmic function sigma factors. J Bacteriol. 189(19):6919-27.

98. Matin A. (1996) Role of alternate sigma factors in starvation protein synthesis novel mechanisms of catabolite repression. Res. Microbiol. 147, 494-505.

99.McClure, WR. (1985) Mechanism and control of transcription initiation in prokaryotes. Annual Review of Biochemistry, Vol. 54: 171-204

100. Merrick M., Gibbins J. and Toukdarian A. (1987) The nucleotide sequence of the sigma factor gene ntrA (rpoN) of Azotobacter vinelandii: analysis of conserved sequences in NtrA proteins. Mol. Gen. Genet. 210, 323-330.

101. Miller E. S., E. Kutter, G. Mosig, F. Arisaka, T. Kunisawa and W. Ruger. (2003). Bacteriophage T4 genome. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 67:86-156.

102. Minakhin L., Bhagat S., Brunning A, Campbell EA, Darst SA, Ebright

RH, Severinov K. (2001) Bacterial RNA polymerase subunit omega and eukaryotic RNA polymerase subunit RPB6 are sequence, structural, and functional homologs and promote RNA polymerase assembly. Proc Natl Acad Sci U S A. 98(3):892-7.

103. Minakhin, L., Semenova, E., Liu, J., Vasilov, A., Severinova, E., Gabisonia, T., Inman, R., Mushegian, A., Severinov, K. (2005) Genome sequence and gene expression of Bacillus anthracis bacteriophage Fah. JMol Biol. 18;354(1):1-15.

104. Mironov A.A., Vinokurova N.P., Gel'fand M.S. (2000) Software for analyzing bacterial genomes. Mol. Biol. (Most), 34, 253-262. 23

105. Moller S., Croning M.D., and Apweiler R. (2001) Evaluation of methods for the prediction of membrane spanning regions. Bioinformatics. 17: 646-653.

106. Morris L., Cannon W„ Claverie Martin F., Austin S. and Buck M. (1994) DNA distortion and nucleation of local DNA unwinding within sigma-54 (sigma N) holoenzyme closed promoter complexes. J. Biol. Chem. 269, 11563-11571.

107. Mosig G., Eiserling F. (2006). T4 and related phages: structure and development. The Bacteriophages., pp.225-267.

108. Mosig, G. (1998) Recombination and recombination-dependent DNA replication in bacteriophage T4. Annu Rev Genet. 32: 379-413.

109. Muffer A., Barth M., Marschall C. and Hengge-Aronis R. (1997) Heat shock regulation of o5 turnover: a role for DnaK and relationship between stress responses mediated by os and cr32 in Escherichia coli. J. Bacteriol. 179, 445-452.

110. Mulvey M.R., Loewen P.C. (1989) Nucleotide sequence of katF of Escherichia coli suggests KatF protein is a novel a transcription factor. Nucleic Acids Res. 17, 9979-9991.

111. Murakami, K.S., Darst, S.A. (2003) Bacterial RNA polymerases: the wholo story. Curr Opin Struct Biol. 13: 31-39.

112. Murakami, K.S., Masuda, S., Campbell, E.A., Muzzin, O., Darst, S.A. (2002) Structural basis of transcription initiation: an RNA polymerase holoenzyme-DNA complex. Science. 296: 1285-1290.

113. Nakahigashi K., Yanagi H. and Yura T. (1995) Isolation and sequence

32

analysis of rpoH genes encoding a homologs from Gram-negative bacteria: conserved mRNA and protein segments for heat shock regulation. Nucleic Acids Res. 23,4383-4390.

114. Narberhaus F. and Balsiger S. (2003) Structure-function studies of Escherichia coli RpoH (32) by in vitro linker insertion mutagenesis. J Bacteriology. p2731-3738

115. Narberhaus F., Krummenacher P., Fischer H.M. and Hennecke H. (1997)

32

Three disparately regulated genes for ct - like transcription factors in Bradyrhizobium japonicum. Mol. Microbiol. 24, 93-104.

116. Nechaev, S., Severinov, K. (2003) Bacteriophage-induced modifications of host RNA polymerase. Annu Rev Microbiol. 57: 301-322.

117. Nguyen L.H., Jensen D.B., Thompson N.E., Gentry D.R. and Burgess R.R. (1993) In vitro functional characterization of overproduced Escherichia coli katF/rpoS gene product. Biochemistry. 32,11112-11117.

118. Nho S.W., Ha M.A., Kim K.S., Kim T.H., Jang H.B., Cha I.S., Park S.B., Kim Y.K., Jung T.S. (2012) Complete genome sequence of the bacteriophages ECBP1 and ECBP2 isolated from two different Escherichia coli strains. J.Virol. 86(22): 12439-40.

119. Nicholson W.L., Sun D.X., Setlow, B. and Setlow, P. (1989) Promoter

G

specificity of a -containing RNA polymerase from sporulating cells of Bacillus subtilis: identification of a group of forespore-specific promoters. J. Bacteriol. 171, 2708-2718.

120. Nickels B.E., Dove S.L., Murakami K.S.,Darst S.A., Hochschild A. (2002) Protein-protein and protein-DNA interactions of sigma70 region 4 involved in transcription activation by lambdacl. J Mol Biol. 324(1): 17-34.

121. Niehus E., Gressmann H., Ye F., Schlapbach R., Dehio M., Dehio C., Stack A., Meyer T.F., Suerbaum S., Josenhans C. (2004) Genome-wide analysis of transcriptional hierarchy and feedback regulation in the flagellar system of Helicobacter pylori. Mol Microbiol. 52(4):947-61.

122. Nudler E. (2009) Mechanics of Transcription Termination. RNA polymerases as molecular motors, RSC Publishing, pp.281-296.

123. Okubo S., Strauss B., Stodolsky M. (1964) The possible role of recombination in the infection of competent Bacillus subtilis by bacteriophage deoxyribonucleic acid. Virology. 24:552-62.

124. Okubo S., Yanagida T., Fujita D.J., Olsson-Wilhelm B.M. (1972) The genetics of bacteriophage SPOl. BikenJ. 15:81-97.

125. Ouhammouch M, Orsini G, Brody EN. (1994) The asiA gene product of bacteriophage T4 is required for middle mode RNA synthesis. J Bacteriol. 176(13):3956-65.

126. Pavlova, O., Lavysh, D., Klimuk, E., Djordjevic, M., Ravcheev, D. A., Gelfand, M. S., Severinov, K., Akulenko, N. (2012) Temporal regulation of gene expression of the Escherichia coli bacteriophage phiEco32. J Mol Biol. 416(3): p.

389-99.

127. Perez-Martin J. and de Lorenzo V. (1995) The a -dependent promoter Ps of the TOL plasmid of Pseudomonas putida requires HU for transcriptional activation in vivo by XylR. J. Bacteriol. 177, 3758-3763.

128. Pero J., Nelson J., Fox T.D. (1975) Highly asymmetric transcription by RNA polymerase containing phage-SPOl-induced polypeptides and a new host protein. Proc Natl Acad Sci USA. 72(4): 1589-93.

129. Potuckova L., Kelemen G.H., Findlay K.C., Lonetto M.A., Buttner M.J. and

F

Kormanec J. (1995) A new RNA polymerase sigma factor, a , is required for the late stages of morphological diferentiation in Streptomyces spp. Mol. Microbiol. 17, 3748.

130. Predich M., Nair G. and Smith I. (1992) Bacillus subtilis early sporulation genes kinA, spoOF, and spoOA are transcribed by the RNA polymerase containing

o\ J. Bacteriol. 174, 2771-2778.

131. Raivio T.L., Silhavy T.J. (2001) Periplasmic stress and ECF sigma factors. Annu Rev Microbiol. 55:591-624.

132. Ray G.L. and Haldenwang W.G. (1986) Isolation of Bacillus subtilis genes transcribed in vitro and in vivo by a major sporulation-induced, DNA-dependent RNA polymerase. J. Bacteriol. 166, 472-478.

133. Record M.D., Reznikov W.S., Craig, M.L., McQuade, K. and Schlax, P.J.

(1996) Escherichia coli RNA polymerase (Es^O), promoters, and the kinetics of the steps of transcrip- tion initiation. In: Escherichia coli and Salmonella Cellular and Molecular Biology, pp. 792-820. American Society for Microbiology, Washington

134. Roberts J.W. (1969) Termination factor for RNA synthesis. Nature. 0;224(5225): 1168-74.

135. Robison K., McGuire A.M., Church G.M. (1998) A comprehensive library of DNA- binding site matrices for 55 proteins applied to the complete Escherichia coli K-12 genome. J. Mol. Biol. 284, 241-254.

136. Roels S., Driks A. and Losick R. (1992) Characterization of spoIVA, a sporulation gene involved in coat morphogenesis in Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 174, 575-585.

137. Roels S., Driks A. and Losick R. (1992) Characterization of spoIVA, a sporulation gene involved in coat morphogenesis in Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 174, 575-585.

138. Romeo J.M., Brennan S.M., Chelm B.K., Geiduschek E.P. (1981) A

transcriptional map of the bacteriophage SPOl genome. I. The major early promoters. Virology. 111:588-603.

139. Rouviere P.E., De Las Penas A., Mecsas J., Lu C.Z., Rudd K.E. and Gross

E

C.A. (1995) RpoE, the gene encoding the second heat-shock sigma factor, o , in Escherichia coli. EMBO J. 14,1032-1042.

140. Roy S.S., Patra M., Dasgupta R., Bagchi A. (2012) A structural insight into the prokaryotic heat shock transcription regulatory protein o32: an implication of o32-DnaK interaction. B ioinformation. 8(21): 1026-1029

141. SambrookJ, Gething MJ. (1989) Protein structure. Chaperones, paperones. Nature. 16;342(6247):224-5.

142. Sampath A., Stewart C.R. (2004) Roles of genes 44, 50, and 51 in regulating gene expression and host takeover during infection of Bacillus subtilis by bacteriophage SPOl. JBacteriol. 186:1785-92.

143. Sanger F, Nicklen S, Coulson AR. (1977) DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc Natl Acad Sei USA. 74(12):5463-7.

144. Sato T., Harada K., Ohta Y. and Kobayashi Y. (1994) Expression of the Bacillus subtilis spoIVCA gene, which encodes a site-specific recombinase, depends on the spoIIGB product. J. Bacteriol. 176, 935-937.

145. Sauer U., Santangelo J.D., Treuner A., Buchholz M. and Durre P. (1995) Sigma factor and sporulation genes in Clostridium. FEMS Microbiol. Rev. 17, 331340.

146. Sauer U., Treuner A., Buchholz M., Santangelo J.D. and Durre P. (1994) Sporulation and primary sigma factor homologous genes in Clostridium acetobutylicum. J. Bacteriol. 176, 6572-6582.

147. Savalia D., Westblade L.F., Goel M., Florens L., Kemp P., Akulenko N., Pavlova O., Padovan J.C., Chait B.T., Washburn M.P., Ackermann H.W., Hushegian A., Gabisonia T., Molineux I., Severinov K. (2008) Genomic and proteomic analysis of phiEco32, a novel Escherichia coli bacteriophage. J. Mol. Biol. 377:774 -789

148. Scarlato V., Greene J.R., Geiduschek E.P. (1991) Bacteriophage SPOl middle transcripts. Virology. 180:716-28.

149. Schiensog V., Lutz S. and Bock A. (1994) Purifcation and DNA-binding properties of FHLA, the transcriptional activator of the formate hydrogenlyase system from Escherichia coli. J. Biol. Chem. 269, 19590-19596.

150. Scott E., and Dyer D.W. (2012)Divergence of the SigB regulon and pathogenesis of the Bacillus cereus sensu lato group. BMC Genomics. 13: 564.

151. Severinov, K., Soushko, M., Goldfarb, A., Nikiforov, V. (1993) Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolydigin-resistant mutants in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem. 268: 14820-14825.

152. Severinova, E., Severinov, K., Darst, S.A. (1998) Inhibition of Escherichia coli RNA polymerase by bacteriophage T4 AsiA. J Mol Biol. 279: 9-18.

153. Sharma, M., and D. M. Hinton. 1994. Purification and characterization of the SegA protein of bacteriophage T4, an endonuclease related to proteins encoded by group I introns. J. Bacteriol. 176:6439-6448.

154. SimeonovMF, Bieber Urbauer RJ, Gilmore JM, Adelman K, Brody EN, Niedziela-Majka A, Minakhin L, Heyduk T, Urbauer JL. (2003) Characterization of the interactions between the bacteriophage T4 AsiA protein and RNA polymerase. Biochemistry. 2003 Jul 1;42(25):7717-26.

155. Skladny H„ Heidelbach M. and Schairer H.U. (1992) Cloning and DNA sequence of sigB gene of Stigmatella aurantiaca. Nucleic Acids Res. 20, 6416.

156. Sosunov, V., Sosunova, E., Mustaev, A., Bass, I., Nikiforov, V., Goldfarb, A. (2003) Unified two-metal mechanism of RNA synthesis and degradation by RNA polymerase. EMBOJ. 22: 2234-2244.

157. Steitz T.A., Smerdon S.J., Jäger J., Joyce C.M. (1994) A unified polymerase mechanism for nonhomologous DNA and RNA polymerases. Science. 266(5193):2022-5.

158. Stewart C.R., Casjens S.R., Cresawn S.G.,Houtz J.M., Smith A.L., Ford M.E., Peebles C.L., Hatfull G.F., Hendrix R.W., Huang W.M., Pedulla M.L. (2009) The genome of Bacillus subtilis bacteriophage SPOl. J Mol Biol. 388(l):48-70.

159. Stragier P., Kunkel B., Kroos L. and Losick R. (1989) Chromosomal rearrangement generating a composite gene for a developmental transcription factor. Science. 243, 507-512.

160. Strauch M.A., Webb V., Spiegelman, B. and Hoch, J.A. (1990) The SpoOA protein of Bacillus subtilis is a repressor of the abrB gene. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 87, 1801-1805.

161. Studholme D.J., Dixon R. (2003) Domain architectures of sigma54-dependent transcriptional activators. J Bacteriol. 1757-67.

162. SunYL, Sharp MD, Pogliano K. (2000) A dispensable role for forespore-specific gene expression in engulfment of the forespore during sporulation of Bacillus subtilis. J Bacteriol. 182(10):2919-27.

163. Takayanagi Y., Tanaka K. and Takahashi H. (1994) Structure of the 5 upstream region and the regulation of the rpoS gene of Escherichia coli. Mol. Gen.

Genet. 243, 525-531.

164. Talkington C, Pero J. (1979) Distinctive nucleotide sequences of promoters recognized by RNA polymerase containing a phage-coded "sigma-like" protein. Proc Natl Acad Sci USA. 76:5465-9.

165. Tanaka K., Kusano S., Fujita N., Ishihama A. and Takahashi H. (1995) Promoter determinants for Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme containing

38

a (the rpoS gene product). Nucleic Acids Res. 23, 827-834.

166. Taylor M., Butler R., Chambers S., Casimiro M., Badii M. and Merrick F.

N

(1996) The RpoN-box motif of the RNA polymerase sigma factor a plays a role in promoter recognition. Mol. Microbiol. 22, 10451054.

167. Tomoyasu T., Gamer J., Bukau B., Kanemori M., Mori H., Rutman A.J., Oppenheim A.B., Yura T., Yamanaka K., Niki H., Hirage S. and Ogura T. (1995) Escherichia coli FtsH is a membrane-bound, ATP-dependent protease which degrades

32

the heat-shock transcription factor a . EMBO J. 14, 2551 -2560.

168. Toulokhonov I., Artsimovitch I., Landick R. (2001) Allosteric control of RNA polymerase by a site that contacts nascent RNA hairpins. Science. 27;292(5517):730-3.

169. Truncaite L., Piesiniene L., Kolesinskiene G., Zajanckauskaite A., Driukas A., Klausa V., Nivinskas R. (2003) Twelve new MotA-dependent middle promoters of bacteriophage T4: consensus sequence revised .J Mol Biol. 327(2):335-46.

170. Vershon, A. K., Youderian, P., Susskind, M. M. & Sauer, R. T. (1985). The bacteriophage P22 arc and mnt repressors. Overproduction, purification, and properties. J. Biol. Chem. 260, 12124-12129.

171. Vogel, U., Jensen, K.F. (1994) The RNA chain elongation rate in Escherichia coli depends on the growth rate. JBacteriol. 176: 2807-2813.

172. Weir J., Predich M., Dubnau E., Nair G. and Smith I. (1991) Regulation of

ii

spoOH, a gene coding for the Bacillus subtilis o factor. J. Bacteriol. 173, 521-529.

70

173. Wilson C., Dombroski A.J. (1997) Region 1 of a is required for efficient isomerization and initiation of transcription by Escherichia coli RNA polymerase. J. Mol Biol. 267, 60-74.

174. Wood,W. B„ F. A. Eiserling, and R. A. Crowther. (1994) Long tail fibers: genes, proteins, structure and assembly, pp. 282-290. In J. D. Karam, J. W. Drake, K. N. Kreuzer, G. Mosig, D. H. Hall, F. A. Eiserling, L. W. Black, E. K. Spicer, E. Kutter, C. Carlson, and E. S. Miller (eds.) Molecular Biology of Bacteriophage T4. American Society for Microbiology,Washington, D.C.

175. Wosten M.M. (1998) Eubacterial sigma-factors. FEMS Microbiol Rev. 22(3): 127-50.

176. Wu J.J., Piggot P.J., Tatti K.M. and Moran Jr. C.P. (1991) Transcription of the Bacillus subtilis spoIIA locus. Gene. 101, 113-116.

177. Wu Q.L., Kong D., Lam K. and Husson R.N. (1997) Л mycobacterial extracytoplasmic function sigma factor involved in survival following stress. J. Bacteriol. 179,2922-2929.

178. Wu, C. (1995) Heat shock transcription factors: structure and regulation. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 11, 441-469.

179. Xiao Y., Heu S., Yi J., Lu Y. and Hutcheson S.W. (1994) Identification of a putative alternate sigma factor and characterization of a multicomponent regulatory cascade controlling the expression of Pseudomonas syringae pv. syringae Pss61 hrp and hrmA genes. J. Bacteriol. 176, 1025-1036.

180. Yang W., Lee J.Y., Nowotny M. (2006) Making and breaking nucleic acids: two-Mg2+-ion catalysis and substrate specificity. Mol. Cell, 22, 5.

181. Yura, Т., Nagai, H. and Mori, H. (1993) Regulation of the heat-shock response in bacteria. Annu. Rev. Microbiol. 47, 321-350.

182. Zhang, B. and Kroos, L. (1997) A feedback loop regulates the switch from one sigma factor to the next in the cascade controlling Bacillus subtilis mother cell gene expression. J. Bacteriol. 179, 6138-6144.

183. Zheng L.B. and Losick R. (1990) Cascade regulation of spore coat gene expression in Bacillus subtilis. J. Mol. Biol. 212, 645-660.

184. Zomer A.L., Buist G., Larsen R., Kok J., Kuipers O.P. (2007) Time-resolved determination of the CcpA regulon of Lactococcus lactis subsp. crempris MG1363. J Bacteriol. 189:1366-81.

185. Маниатис, Т., Фрич, Э., Сэмбрук, Дж. (1984) Молекулярное клонирование. Москва, "Мир ".

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ АВТОРОМ ПО ТЕМЕ

ДИССЕРТАЦИИ

Публикации в журналах:

1)Pavlova, О., Lavysh, D., Klimuk, Е., Djordjevic, M., Ravcheev, D. A., Gelfand, M. S., Severinov, K., Akulenko, N. (2012) Temporal regulation of gene expression of the Escherichia coli bacteriophage phiEco32. J Mol Biol, 416(3): p. 389-99.

2) Glukhov AS, Krutilina AI, Shlyapnikov MG, Severinov K, Lavysh D, Kochetkov V. V., McGrath J. W., de Leeuwe C., Shaburova О. V., Krylov V. N., Akulenko N.V., Kulakov L.A. (2012) Genomic analysis of Pseudomonas putida phage tf with localized single-strand DNA interruptions. PLoS ONE. 7: e51163.

Материалы конференций:

3)Lavysh D., Pavlova 0., Akulenko N., Borukhov S., Severinov K. "Transcription regulation of bacteriophage PhiEco32". p.66. International conference "Microbial Viruses: Genomics, Evolution and Applications in Ecology, Biotechnology and Medicine", 2011, Belfast, UK.

4)Лавыш Д.Г., Северннов K.B. "Изучение механизмов действия ингибиторов транскрипции бактериофагов phiEco32 и 7-11". Конференция "Молекулярная и клеточная биология: прикладные аспекты", 2012, Москва, ИБГ РАН.

5)Lavysh D., Severinov К. "Regulation of transcription of Salmonella Newport bacteriophage 7-11". International conference "Viruses of Microbes", 2012, Brussels, Belgium.

6)Lavysh D., Severinov K. "Identification of promoter sequences in the genome of phiEco32-like bacteriophage 7-11". FEMS Congress'13,2013, Leipzig, Germany.

БЛАГОДАРНОСТИ

В заключение я хочу поблагодарить Константина Викторовича Северинова за чуткое руководство, предоставление самостоятельности в исследовании и за возможность сотрудничать с ведущими учеными в данной области. Так же хотелось бы сказать большое спасибо сотрудникам нашей лаборатории и коллективов, в которых я работала ранее. В процессе выполнения диссертации я ни раз благодарила преподавателей факультета Биоинженерии и Биоинформатики и убеждалась, что знания, которые я получила в процессе обучения не только фундаментальны, но и легко помогают ориентироваться в современных направлениях биологии.

Работа выполнена при поддержке Министерства образования и науки Российской Федерации, соглашение 14.В37.21.0846