Регуляция экспрессии гена oppB оперона oppABCDF E. coli тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Сухаричева Наталия Алексеевна

• Сухаричева Наталия Алексеевна
• кандидат наук
• 2020

Оглавление диссертации кандидат наук Сухаричева Наталия Алексеевна

2. Обзор литературы

2.1. Особенности строения бактериальной РНК-полимеразы и образования транскрипционного комплекса

2.2. Этапы инициации транскрипции

2.3. Белковые факторы регуляции транскрипции и их комбинации как инструмент индивидуального и генерализованного контроля экспрессии генов

2.4. Белки нуклеоида как глобальные регуляторы транскрипции

2.5. Катионные пептиды - связывание с ДНК и антибактериальная активность

2.6. Роль альтернативных сигма-факторов и малых РНК в транскрипции

2.7. Особенности организации и регуляции экспрессии оперона oppABCDF ABC-транспортера олигопептидов E. coli

3. Материалы и методы

3.1. Компьютерные программы и алгоритмы

3.2. Анализ генетической организации генов oppA, oppB, oppC оперона oppABCDF

3.3. Бактериальные штаммы и условия культивирования

3.4. Используемые праймеры

3.5. Выделение тотальной клеточной РНК

3.6. Синтез кДНК

3.7. Количественная ОТ-ПЦР в реальном времени

3.8. Фракционирование и очистка фрагментов ДНК

3.9. Мечение праймеров и фрагментов ДНК

3.10. Локализация неспаренных тиминов в области локального плавления ДНК в транскрипционных комплексах

3.11. Определение нуклеотидной последовательности фрагментов ДНК по Максаму-Гилберту

3.12. Локализация сайтов взаимодействия белка нуклеоида H-NS с исследуемыми участками генома

3.13. Определение транскрипционной активности промоторов in vitro

3.14. Клонирование промотор-содержащих фрагментов в вектор pET28b-EGFP (создание конструкции трансляционного слияния)

3.15. Электрофоретическое разделение белков в денатурирующих условиях

3.16. Суперпродукция белка H-NS в клетках E. coli

3.17. Очистка рекомбинантного белка H-NS

3.18. Индукция полноразмерного и укороченного белка OppB

3.19. Сайт-направленный мутагенез в плазмиде

3.20. Western-Blot

3.21. Задержка комплексов фрагментов ДНК с очищенным белком H-NS в ПААГ

4. Результаты и их обсуждение

4.1. Исследование структурно-функциональной организации регуляторной области гена oppB оперона oppABCDF

4.2. Оценка функциональной активности предсказанных промоторов in vitro и in vivo

4.3. Характеристика стартов транскрипции для oppC

4.4. Влияние регуляторных белков H-NS и Dps на экспрессию генов оперона oppABCDF

4.5. Синтез OppB под контролем собственной регуляторной области. Возможность образования укороченной с N-конца изоформы OppB

4.6. Функциональность аннотированного инициирующего кодона oppB. Мутационный анализ

Заключение

Выводы

Список публикаций по теме диссертации

Список литературы

Приложение

Список сокращений

РНКП - РНК-полимераза

пн - пар нуклеотидов

a-NTD - N - концевой домен

a-CTD - С - концевой домен

E-o70 - холофермент РНКП

Kf - константа скорости

RPc - закрытый промоторный комплекс

RPi - промежуточный комплекс

RPo - открытый промоторный комплекс

RPinit - инициирующий комплекс

rNTPs - рибонуклеозидтрифосфаты

bEBPs - энхансер - связывающий белок

TMD - трансмембранный домен

NBD - нуклеотид-связывающий домен

SBP - субстрат-связывающий белок

ОТ - обратная транскрипция

ПЦР - полимеразная цепная реакция

ПААГ - полиакриламидный гель

SDS - додецилсульфат натрия

DEPC - диэтилпирокарбонат

LB - среда Лурия-Бертани

ТХУ - трихлоруксусная кислота

PMSF - фенилметилсульфонилфторид

HEPES - 4(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота IPTG - изопропил^-О-тиогалактозид ТЕ - буфер трис-ЭДТА

TBE - трис-боратный буфер (Tris-Boric acid-EDTA) PVDF - поливилиденфторидная мембрана ТБ - транскрипционный буфер NAPs - белки нуклеоида

REP-элементы генома - повторяющиеся палиндромные последовательности SD - последовательность связывания с рибосомой Шайна-Дальгарно

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляция экспрессии гена oppB оперона oppABCDF E. coli»

1. Введение

Актуальность работы. Одним из основных вызовов в развитии молекулярной биологии на современном этапе является исследование особенностей регуляции экспрессии генов и создание подходов к прогнозированию ее изменений в зависимости от условий. За последние десятилетия было накоплено достаточное количество данных о функционировании генома как для эукариотической, так и для прокариотической клетки.

Значительные успехи достигнуты в исследовании функциональной топологии бактериальной РНК-полимеразы, выявлены ключевые этапы в конформационных перестройках транскрипционного комплекса, обеспечивающих инициацию транскрипции. Важным результатом многолетних структурных исследований стало понимание динамики взаимодействия фермента транскрипции с ДНК и гибкого характера формирования межмолекулярных контактов в зависимости от особенностей структуры двойной спирали и присутствия белковых и низкомолекулярных регуляторных факторов. Охарактеризован набор белков - регуляторов транскрипции, необходимых для контроля экспрессии генов, следовательно, для перестройки метаболических сетей и выживания бактериальной клетки в стрессовых условиях. Данные высокопроизводительного секвенирования клеточных РНК позволили воссоздать полную картину распределения стартов синтеза РНК для целого ряда условий. Наряду с экспериментальными подходами значительное развитие получили методы компьютерного анализа нуклеотидных последовательностей, позволяющие предсказывать в геноме положение регуляторных элементов, контролирующих инициацию транскрипции -промоторов. Неожиданным результатом этого этапа в развитии представлений о механизмах экспрессии генов стало обнаружение большого количества генов, которые содержат старты транскрипции, и соответственно, промоторы внутри гена или в межгенной области оперонов. С таких промоторов возможен синтез РНК в смысловом и антисмысловом направлениях относительно основного гена. Исследования антисмысловой транскрипции как самостоятельного явления и функций соответствующих мРНК составляют на сегодняшний день отдельный пласт работ в области геномики. Транскрипция внутригенных смысловых РНК остается менее изученным феноменом и может быть ассоциирована с дополнительными открытыми рамками считывания внутри гена, что приводит к синтезу новых белковых продуктов с одного и того же гена.

Сложность транскрипционного профиля бактериальной клетки и его динамичные изменения в зависимости от условий обусловливают необходимость индивидуального тестирования экспрессии генов, отвечающих за ту или иную биохимическую функцию,

выяснения роли дополнительных промоторов и потенциальных белковых факторов, контролирующих транскрипцию. Данная работа посвящена изучению регуляции экспрессии гена oppB оперона oppABCDF, и активности промоторов, предсказанных компьютерным алгоритмом PlatProm в регуляторной области гена и в межгенной области oppA-oppB.

Степень разработанности темы. Оперон oppABCDF кодирует белки, принадлежащие к семейству АВС-транспортеров, и формирующие гетероолигомерный комплекс для переноса олигопептидов и полиаминов из окружающей среды внутрь бактериальной клетки.

Несмотря на то, что гены субъединиц, составляющих транспортер, организованы в единый оперон, что указывает на согласованную регуляцию их экспрессии на уровне транскрипции, имеющиеся данные указывают на то, что существует заметная диспропорция в уровне мРНК и соответствующих белков для гена oppA, кодирующего периплазматический сенсор и последующих генов oppBCDF, кодирующих мембранные (OppB, OppC) и цитоплазматические белки (OppD, OppF). В З'-нетранслируемой области гена oppA предсказывается Rho-независимый терминатор транскрипции, который может останавливать синтез РНК, начатый на промоторе, расположенном перед геном oppA. Из этого следует, что регуляция экспрессии генов трансмембранных субъединиц может осуществляться, в том числе, на уровне транскрипции, с участием внутриоперонных промоторов обеспечивая определенное соотношение мембранных, цитоплазматических и периплазматических компонентов транспортера с преобладанием сенсорного белка OppA.

На сегодняшний день, большая часть работ была направлена на изучение функций и регуляции экспрессии мажорного периплазматичсекого белка OppA. Так, группой японских авторов был выполнен цикл работ по исследованию механизмов стимулированной полиаминами экспрессии OppA. Показано, что при трансляции белка полиамины непосредственно влияют на структуру мРНК, делая сайт связывания с рибосомой, более доступным для рибосомы.

Мембранные субъединицы OppB и OppC оставались до недавнего времени практически не изученными с точки зрения регуляции их транскрипции и трансляции, при том, что высокая токсичность этих белков предполагает существование строгих механизмов активации и супрессии их синтеза. Так, в 2009 г. была опубликована работа Diaz-Mejia по масштабному анализу протеома и интерактома мембранных белков E.coli, в которой при индуцированной экспрессии с плазмиды методом иммунодетекции удалось зарегистрировать синтез OppB [Diaz-Mejia et al., 2009]. До настоящего времени группой ученых под руководством Xiang Q.J. была предпринята только одна попытка детектировать синтез белок-партнера OppB - OppC в конструкции трансляционного слияния с флуоресцентным белком [Xiang et al., 2015].

Следовательно, на сегодняшний день нет экспериментальных данных о механизмах регуляции экспрессии генов двух мембранных субъединиц OppB и OppC.

Цель работы: изучить регуляцию экспрессии гена oppB оперона oppABCDF E. coli.

Основные задачи работы:

1. Исследовать распределение стартовых точек транскрипции внутри и вблизи оперона oppABCDF с помощью алгоритма PlatProm.

2. Используя классические методы исследования in vitro, изучить транскрипционную активность межгенной области oppA-oppB оперона oppABCDF.

3. Проверить возможность участия белков нуклеоида (H-NS, Dps) в регуляции транскрипции генов oppABD оперона oppABCDF.

4. В конструкции трансляционного слияния OppB с EGFP установить возможность синтеза мембранного белка OppB независимо от основного промотора оперона oppABCDF.

5. Проверить возможность синтеза укороченного белка в рамке считывания гена oppB путем создания конструкций под индуцируемым Т7-промотором.

Научная новизна. В данной работе описывается возможность регуляции транскрипции трансмембранного белка OppB независимо от механизмов, действующих в регуляторной области гена oppA. Экспериментально методами in vitro и in vivo подтвережден синтез РНК-продуктов, инициируемых в межгенной области oppA-oppB и в ранней кодирующей части oppB. Установлено, что синтез полноразмерного OppB активируется катионным олигопептидом протамином. Транскрипция мРНК белка OppB может быть подвержена регуляции с участием белковых факторов транскрипции независимо от регуляторных событий перед первым геном оперона, oppA. Так, белок нуклеоида H-NS связывается в межгенном интервале oppA-oppB и может выступает в качестве репрессора. Другой белок нуклеоида, Dps, не оказывает никакого влияния на уровень транскрипции мРНК гена oppB, но является активатором для цитоплазматического белка OppD. Учитывая тот факт, что в ранней кодирующей области oppB в рамках данной работы зарегистрирован старт транскрипции для РНК, назначение которой неизвестно, проверена возможность синтеза укороченного белка внутри рамки считывания OppB. Для этого были созданы экспрессионные конструкции, содержащие полноразмерный ген oppB и его вариант с делетированной 5" -концевой областью под контролем индуцируемого промотора. Результаты этих экспериментов свидетельствуют о возможности трансляции белка только с аннотированного стартового кодона, но с заниженной молекулярной массой. Так, вместо 33,4 кДа синтезируется единственная форма белка с молекулярным весом 28 кДа. Также

впервые были созданы химерные конструкции слияния OppB и флуоресцентного белка EGFP, с помощью которых был подтвержден независимый синтез трансмембранного белка транспортера OppABCDF.

Теоретическая и практическая значимость работы. Обнаруженное в работе явление независимой транскрипции гена oppB, подверженной влиянию белка нуклеоида H-NS, в совокупности с уже известными фактами о механизмах контроля экспрессии генов ABC-транспортера и о высокой токсичности трансмембранных белков OppABCDF, свидетельствуют о многоуровневой регуляции внутриоперонных генов. Так, для oppB показано, что синтез мРНК зависит от фазы роста бактериальной культуры, присутствия в среде катионных олигопептидов и регулируется белком нуклеоида H-NS. Продукция внутригенной РНК, инициируемой в кодирующей области oppB, может быть востребована для опережающего накопления менее токсичного белка OppC, который в свою очередь может транслироваться с мРНК, старт которой, обнаруженный в данной работе, находится в терминальной части oppB. Полученные результаты вносят вклад в понимание регуляции синтеза компонентов АВС-транспортеров на уровне экспрессии генов и ставят новые вопросы относительно последовательности событий и механизмов сборки гетероолигомерных надмолекулярных транспортных комплексов у прокариот. В то же время, результаты, которые были получены в ходе выполнения данной работы, могут иметь и прикладное значение для прогнозирования характера ответа микроорганизмов на антибактериальные препараты олигопептидной природы.

Методология и методы исследования. С целью изучения регуляции транскрипции гена мембранного белка OppB, был проведен анализ распределения стартовых точек транскрипции внутри и вблизи оперона oppABCDF с помощью алгоритма PlatProm. Для исследования транскрипционной активности участков оперона oppABCDF были использованы классические методы in vitro (метод однократной инициации транскрипции, футпринтинг с перманганатом калия и ДНКазой I c использованием ДНК-матриц, содержащих в своем составе потенциальные промоторные элементы, и методы, отражающие синтез РНК in vivo - реакция обратной транскрипции с использованием тотальной РНК и геноспецифичных праймеров и ОТ-ПЦР в реальном времени. Для подтверждения возможности синтеза белка под контролем регуляторных элементов, локализованных в области oppA-oppB, были созданы конструкции трансляционного слияния с флуоресцентным белком EGFP, детекцию гибридного белка проводили на полиакриламидном геле. Для того чтобы определить наличие альтернативных рамок считывания внутри гена oppB, были созданы экспрессионные конструкции под контролем Т7-промотора. Синтез белков детектировали с помощью Western-Blot.

Положения, выносимые на защиту:

1. Синтез мРНК с промоторов, предсказанных компьютерным алгоритмом PlatProm и PlatPromU, как в межгенной области oppA-oppB, так и из кодирующей части гена oppB, позволяет предполагать, что экспрессия белков OppB и OppC может происходить независимо от активации первого гена оперона.

2. Наличие в конце последовательности oppA и в ранней кодирующей области oppB нескольких транскрипционно активных участков, способных обеспечивать синтез РНК как в направлении гена oppB (блок стартов +42^+45 и положение +69 от ATG кодона oppB), так и в антисмысловом направлении по отношению к oppA.

3. В терминальной части oppB показано наличие старта транскрипции мРНК OppC.

4. Продукция компонентов транспортера OppB и OppD подвержена регуляции с участием белков нуклеоида H-NS и Dps и зависит от фазы роста бактериальной культуры, что позволяет синхронизировать синтез компонентов АВС-транспортера с потребностями в импорте пептидов.

5. Несмотря на синтез РНК в кодирующей области oppB, в рекомбинантных конструкциях, как в условиях индукции, так и под контролем нативной регуляторной области, трансляция инициируется только на аннотированном ATG-кодоне.

Личный вклад соискателя. Соискатель принимал непосредственное участие в постановке задач, планировании и выполнении экспериментов, обработке данных.

Степень достоверности и апробация результатов. Результаты были получены с использованием современных методик и качественных расходных материалов на исправно работающем оборудовании. Все результаты, представленные в работе, статистически достоверны и воспроизводимы.

Основные результаты диссертационного исследования изложены в 3 научных работах, опубликованных в 3 рецензируемых научных изданиях. Результаты работы были представлены на международных и всероссийских научных мероприятиях и отражены в материалах конференций: 17, 18, 19 и 20 Международная Пущинская школа-конференция молодых учёных «Биология - наука 21 века» (Пущино, 2013, 2014, 2015, 2016); Всероссийская конференция с элементами научной школы для молодежи - «Экотоксикологя - 2013» (Тула, 2013); Functional Genomics and Systems Biology 2013 (Hinxton, Cambridge, UK, 2013); XXVI Зимняя молодёжная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, 2014); International Bioforum 2014, «Russia-German Session» (Пущино, 2014); EMBO

Conference Series - From Functional Genomics to Systems Biology (Heidelberg, Germany, 2014); Moscow Conference on Computational Molecular Biology (MCCMB) (Москва, 2017).

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из следующих разделов: список сокращений, введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение, выводы, список публикаций по теме диссертации, благодарности, список литературы. Работа изложена на 114 страницах, содержит 37 рисунков, 2 таблицы и 1 Приложение. Список литературы включает в себя 221 источник.

2. Обзор литературы

2.1. Особенности строения бактериальной РНК-полимеразы и образования

транскрипционного комплекса

Транскрипция является первым этапом экспрессии генов, следовательно, одним из самых фундаментальных процессов, свойственных живым системам. Для всех трех отделов: эукариот, архей и прокариот транскрипция генов осуществляется с помощью сложной, многофункциональной молекулярной машины — многосубъединичной РНК-полимеразы (РНКП) [Haugen et al., 2008; Werner, Grohmann, 2011; Alhadid et al., 2017]. В процессе транскрипции РНКП способна осуществлять несколько различных реакций: синтез РНК, а также экзо- и эндонуклеазное расщепление РНК-транскрипта [Пупов, Кульбачинский, 2010]. Общая структура бактериальной РНКП [Murakami et al., 2002a; Vassylyev et al., 2002, 2007] напоминает «клешню краба», и аналогична РНКП архей и эукариот [Hirata et al., 2008; Murakami, 2013; Borukhov, Nudler, 2008; Lee, Borukhov, 2016].

Прокариотическая РНКП представляет собой комплекс из пяти постоянных субъединиц (a2ßß'ro) с общей молекулярной массой около 400 кДа и вариабельного G-фактора [Ghosh et al., 2010; Glyde et al., 2017; Werner, Grohman, 2011].

Субъединицы ß и ß (~ 150 и ~ 155 кДа, E. coli) образуют главный канал РНКП, в котором происходит связывание ДНК и РНК в процессе транскрипции. Две а-субъединицы (37 кДа) располагаются со стороны фермента, противоположной главному каналу. Каждая а-субъединица состоит из двух доменов: N-терминального домена ~26 кДа (а-NTD), который отвечает за сборку больших субъединиц ß и ß' и C-концевого домена ~9 кДа (a-CTD), который может взаимодействовать с различными активаторами транскрипции и с промоторными участками ДНК [Ozoline et al., 2001; Haugen et al., 2008; Ruff et al., 2015; Feng et al., 2016; Gruber, Gross, 2003; Ghosh et al, 2010].

Внутри главного канала находится активный центр фермента, содержащий два иона Mg2+, которые необходимы для осуществления ферментативной реакции. С противоположной стороны от главного канала расположен вторичный канал, который соединяется с главным в области активного центра. Вторичный канал является местом связывания многих регуляторных факторов и, возможно, основным путем поступления нуклеотидов в активный центр РНКП [Пупов, Кульбачинский, 2010; Werner, Grohman, 2011].

РНКП бактерий содержит все структурные элементы, способные распознавать и селективно связывать последовательности ДНК, называемые промоторами и расположенные перед кодирующими областями генов. Для инициации транскрипции необходима одна из специфических

G-субъединиц, которая вместе с кор-ферментом образует функциональный холофермент РНКП (Eg) и распознает "сигнальные" элементы в промоторной последовательности ДНК, с которыми

70

образует специфические контакты [Borukhov, Nudler, 2008; Paget, Helmann, 2003]. Модули g РНКП (g 4.2, 3.0 и 2.2-2.4) взаимодействуют с консервативными "сигнальными" элементами, расположенными относительно стартовой точки в положениях -35, в «расширенной» области -10 и -10. Исторически первым был обнаружен элемент -10 с экспериментально подтвержденной консенсусной последовательностью из 6 нуклеотидов TATAAT, расположенных на расстоянии 211 нп слева от стартовой точки транскрипции. Согласно биохимическим и структурным исследованиям, элемент -10 распознается консервативной областью 2.4 G-субъединицы [Северинов, 2007; Murakami, Darst, 2003].

Второй консенсусный элемент -35 соответствует последовательности TTGACA и расположен на расстоянии 14-21 нп от элемента -10 [Hawley, McClure, 1983]. По данным генетических и биохимических исследований, этот элемент связывается с областью g-субъединицы 4.2 [Campbell et al., 2002; Северинов, 2007].

Для формирования промоторного комплекса важно, чтобы элементы -35 и -10 находились на определенном расстоянии друг от друга. Расстояние между данными областями влияет на активность промотора (с точки зрения кинетики инициации транскрипции и структуры открытого комплекса) и узнавание промоторных элементов -35 и -10. Консенсусная последовательность спейсера для большинства промоторов отсутствует, но оптимальная длина между элементами -35 и -10 составляет 16-18 нп и определяется расстоянием между доменами G-субъединицы 4.2 и 2.3 [Murakami et al., 2002a]. Наиболее распространенная длина спейсера

70

для g -зависимых промоторов составляет 17 нп [Mitchell et al., 2003; Shimada et al, 2017] (рис.1)

Рисунок 1. Основные узнаваемые элементы бактериального промотора [БЫшаёа et а1, 2017].

В отличие от элемента -10, элемент -35 вносит менее существенный вклад в активность промотора. Например, gaTP1 является сильным промотором, несмотря на отсутствие функционального элемента -35. Эффективность образования комплекса с РНКП в этом случае

зависит от дополнительного мотива TGn (где n - любое основание), непосредственно примыкающего к элементу -10 [Minakhin, Severinov, 2003]. Такие промоторы известны как промоторы с «расширенным» -10-элементом, который может взаимодействовать со специализированной областью g70, а именно областью 2.3.

Еще один дополнительный элемент, играющий определенную роль в полимераза-промоторном узнавании, был описан А.В. Кульбачинским с соавторами [Feklistov et al., 2006]. На некодирующей нити ДНК ниже элемента -10 был обнаружен мотив GGGA. Взаимодействие с данным мотивом области 1.2 G-субъединицы позволяет РНКП Thermus aquations формировать транскрипционно активный комплекс на промоторе dnaK в отсутствие -35-элемента. Участие мотивов TGn и GGGA в образовании промоторного комплекса опосредовано разными механизмами: мотив TGn способствует инициированию плавления ДНК во время образования открытого промоторного комплекса, в то время как GGGA элемент стабилизирует открытый комплекс после его формирования [Северинов, 2007].

Не менее важную роль в полимераза-промоторном узнавании играет область дискриминатора (DSR) [Travers, 1980; Haugen et al., 2006]. Дискриминатор характерен для промоторов, у которых отсутствует «расширенный» -10-элемент, а также для промоторов, активность которых фазы роста и концентрации питательных веществ. Консенусная последовательность дискриминатора состоит из GC-пар (GCGC). Область DSR расположена ниже -10-элемента и взаимодействует с областью 1.2 G-субъединицы. Согласно последним данным DSR может влиять на выбор стартовой точки транскрипции [Winkelman et al., 2016].

Помимо базовых элементов (-10-элемент, расширенный -10-элемент, -35-элемент, дискриминатор) некоторые промоторы содержат дополнительные элементы, которые при определенных условиях могут стимулировать инициацию транскрипции. Например, UP-элементы были впервые обнаружены как дополнительные элементы промотора, необходимые для максимальной экспрессии гена рибосомальной РНК (rrn) [Estrem et al, 1998]. UP-элемент состоит из A/T-богатой последовательности и расположен на расстоянии 40-60 нп выше стартовой точки транскрипции. С ним взаимодействуют C-терминальные домены а-субъединиц РНКП (а-CTD) [Gourse et al., 2000].

На некоторых промоторах а-CTD, связанная с малой бороздкой ДНК вблизи позиции -41, непосредственно взаимодействует с доменом 4.2 G-субъединицы РНКП [Lee et al., 2012]. Регуляторные белки оказывают существенное влияние на конформацию комплекса ДНК:РНКП. Большинство из них также связываются в области UP-элемента и изгибают двойную спираль, способствуя или, наоборот, препятствуя взаимодействию промотора с РНКП [Craig et al., 1995; Rivetti et al., 1999].

Согласно последним данным, основанным на анализе кристаллической структуры, в образовании открытого комплекса, немаловажную роль играет "core recognition element" (CRE), с которым взаимодействует ß-субъединица РНКП в области от -4 до +2 нп от стартовой точки по кодирующей нити ДНК [Zhang et al., 2012]. CRE может определять выбор стартовой точки и явление «проскальзывания» транскрипции при инициации синтеза РНК [Vvedenskaya et al., 2016; Winkelman et al., 2016], а также влиять на этапы транскрипции, например, абортивный синтез, покидание промотора и переход в стадию элонгации транскрипта.

Таким образом, промоторная область ДНК является базой для инициации транскрипции, имеет сложную структурную организацию и достаточно вариабельна по своей нуклеотидной последовательности. Для оптимального функционирования промотора важны как консервативные последовательности, так и дополнительные элементы, необходимые для образования промоторного комплекса.

2.2. Этапы инициации транскрипции

Процесс транскрипции можно условно разделить на три основных этапа: инициация, элонгация и терминация.

Длительное время считалось, что именно инициация транскрипции является основным моментом для контроля экспрессии генов у всех организмов, хотя за последние два десятилетия стала очевидна роль других стадий, в том числе - покидания («очистки») промотора ферментом, монотонность самого процесса синтеза РНК и наличие пауз. С точки зрения энзимологии процесса, инициация транскрипции - синтез первой фосфодиэфирной связи, который осуществляет ß-субъединица РНКП, однако ему предшествует ряд последовательных событий, необходимых для запуска ферментативной реакции. У бактерий в процессе инициации транскрипции можно выделить пять шагов (рис. 2) [Saecker et al., 2011].

Первый шаг - образование активного холофермента. Фермент РНКП у эубактерий существует в двух состояниях: кор-фермент и холофермент. Кор-фермент состоит из пяти постоянных субъединиц (a2ßß'ro) и связывается с одним из нескольких специфичных g-факторов. В составе холофермента G-субъединица распознает последовательность промотора и регулирует транскрипцию на первом этапе инициации. Большинство бактерий содержат множественные G-факторы. Например, Streptomyces coelicolor — 63 G-фактора, Bacillus subtilis — 18 G-факторов, а E. coli — семь G-факторов, но Mycoplasma genitalium содержит только один G-фактор [Gruber, Gross, 2003; Ishihama, 2012].

Каждая G-субъединица имеет ДНК-связывающий мотив «спираль-поворот-спираль», который контактирует с обеими цепями ДНК, но после инициации транскрипции она диссоциирует из комплекса РНКП-ДНК-мРНК.

Холофермент ^ RP,

Рисунок 2. Схема основных этапов инициации транскрипции. РНКП показана как синий овал, имеющий в своем составе основной канал. а-CTD изображаются в виде серой сферы, соединенной с РНКП гибкими линкерами (изогнутыми линиями). Домены о-субъединицы представлены как цветные овалы, за исключением o3.2, который изображен как пурпурный криволинейный участок, соединяющий о4 и о3. Двойная цепочка ДНК окрашена зеленым и оранжевым. Синтезируемая РНК показана как красная линия, гибридизованная с матричной нитью промоторной ДНК в RP^it и в элонгирующем комплексе. Два инициирующих NTP изображены как короткие красные сегменты вблизи каталитического сайта в RPinit. Выходной канал РНК и канал 2 показаны в виде воронкообразной пунктирной линии. Каталитический ион Mg2 + показан как малый пурпурный шар на конце канала [Lee, Borukhov, 2016].

Основываясь на сравнении нуклеотидных последовательностей консенсусного

промотора, которую они распознают, способах их активации и энергозависимости процесса

образования транскрипционного комплекса, различные о-факторы могут быть сгруппированы в

два класса: о70 и о54. Фактор о70 отвечает за экспрессию большинства генов во время

экспоненциального роста - генов «домашнего хозяйства». Большинство бактериальных о-

факторов принадлежат к классу о70, включая шесть из семи о-факторов из E. coli (о70, о38, о32, 28 24 19 70

о , о , о ) [Gruber, Gross, 2003; Paget, Helmann, 2003]. о включает в себя четыре эволюционно консервативных модуля: о2, о3, о3-о4 и о4 (рис. 3), которые участвуют в связывании с консенсусными последовательностями промотора.

Промоторы, распознаваемые холоферментом, содержащим о54, имеют некоторую гомологию последовательностей с промоторами, узнаваемыми с участием факторов класса о70 [Buck et al., 2000; Paget, Helmann, 2003]. В отличие от РНКП-о70, альтернативная о54 связывается с промотором в областях -24 (GC) и -12 (TGC) от точки старта транскрипции. При инициации транскрипции с РНКП-о54 связываются специализированные белки-активаторы, которые гидролизуют АТФ и используют выделенную энергию для восстановления собственных субстратов [Ghosh et al., 2010].

Домен 2 Домен 3 Домен 4 4.................................................—........................................> 4.........♦ 4...........♦

1.1 1.2 Неконсерватиеная область 2.2 2.3 2.4 3.0 3.1 3.2 4.1 4.2

По данным рентгеновской кристаллографии

Рисунок 3. Схема консервативных и неконсервативных участков о70, играющих важную роль в связывании с промоторной областью [Lee, Borukhov, 2016].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Сухаричева Наталия Алексеевна, 2020 год

Список литературы

1. Бессонова Т.А., Шумейко С.А., Пуртов Ю.А. Антипов С.С., Преображенская Е.В., Тутукина М.Н., Озолинь О.Н. Гексуронаты влияют на олигомерную форму структурного белка бактериального нуклеоида Dps и его способность связываться с линейными фрагментами ДНК // Биофизика. 2016. Т. 61. С. 1059-1067.

2. Киселев С. С., Озолинь О. Н. Структурообразующие модули как индикаторы промоторной ДНК в бактериальных геномах // Математическая биология и биоинформатика. 2011. Т. 6. С. 39-52.

3. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. М., Мир, 1984. 480 с.

4. Панюков В.В., Киселев С.С., Шавкунов К.С., Масулис И.С., Озолинь О.Н. Мультиспецифичные промоторные островки как участки генома с необычными структурными и функциональными свойствами // Математическая биология и биоинформатика. 2013. Т. 8. С. 432-448.

5. Пупов Д.В., Кульбачинский А.В. Структурная динамика активного центра многосубъединичных РНК-полимераз в процессе синтеза и редактирования РНК. Молекулярная биология. 2010. Т. 44. С. 573-590.

6. Северинов К.В. Взаимодействия ДНК-зависимой РНК-полимеразы бактерий с промоторами // Молекулярная биология. 2007. Т. 41. С. 423-432.

7. Турищев С.Ю., Антипов С.С., Новолокина Н.В., Чувенкова О.А., Мелехов В.В., Овсянников Р., Сеньковский Б.В., Тимченко А.А., Озолинь О.Н., Домашевская Э.П. Синхротронные исследования в мягком рентгеновском диапазоне зарядового состояния ионов железа в ферригидритном ядре ферритина Dps Escherichia coli // Биофизика. 2016. Т. 61. С. 837-843.

8. Швырева У.С., Тутукина М.Н., Озолинь О.Н. «Промоторные островки» генома E. coli как мишени для сорбции ферментов процессинга РНК // Сорбционные и хроматографические процессы. 2015. Т. 15. С. 586-594.

9. Alhadid Y., Chung S.Y., Lerner E., Taatjes D.J., Borukhov S., Weiss S. Studying transcription initiation by RNA polymerase with diffusion-based single-molecule fluorescence // Protein Sci. 2017. Vol. 26. P. 1278-1290.

10. Amit R., Oppenheim A.B., Stavans J. Increased bending rigidity of single DNA molecules by H-NS, a temperature and osmolality sensor // Biophysical J.. 2003. Vol. 84. P. 2467-2473.

11. Andrews J.C., Blevins T.C., Short S.A. Regulation of peptide transport in Escherichia coli: induction of the trp-linked operon encoding the oligopeptide permease // J. Bacteriol. 1986. Vol. 165. P. 428-433.

12. Antipov S.S., Tutukina M.N., Preobrazhenskaya E.V., Kondrashov F.A., Patrushev M.V., Toshchakov S.V., Dominova I., Shvyreva U.S., Vrublevskaya V.V., Morenkov O.S., Sukharicheva N.A., Panyukov V.V., Ozoline O.N. The nucleoid protein Dps binds genomic DNA of Escherichia coli in a non-random manner // PLoS One. 2017. Vol. 12. Article № e0182800.

13. Bae B., Feklistov A., Lass-Napiorkowska A., Landick R., Darst S.A. Structure of a bacterial RNA polymerase holoenzyme open promoter complex. // Elife. 2015. Vol. 4. Article № e08504.

14. Barreto B., Rogers E., Xia J., Frisch R.L., Richters M., Fitzgerald D.M., Rosenberg S.M. The small RNA GcvB promotes mutagenic break repair by opposing the membrane stress response // J. Bacteriol. 2016. Vol. 198. P. 3296-3308.

15. Basu R.S., Warner B.A., Molodtsov V., Pupov D., Esyunina D., Fernández-Tornero C., Kulbachinskiy A., Murakami K.S. Structural basis of transcription initiation by bacterial RNA polymerase holoenzyme // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289. P. 24549-24559.

16. Belogurov G.A., Artsimovitch I. Regulation of transcript elongation // Annu. Rev. Microbiol. 2015. Vol. 69. P. 49-69.

17. Benoff B.,Yang H., Lawson C.L., Parkinson G., Liu J., Blatter E., Ebright Y.W., Berman H.M., Ebright R.H. Structural basis of transcription activation: the CAP-aCTD-DNA complex // Science. 2002. Vol. 297. P. 1562-1566.

18. Bishop L., Agbayani R.Jr., Ambudkar S.V., Maloney P.C., Ames G.F. Reconstitution of a bacterial periplasmic permease in proteoliposomes and demonstration of ATP hydrolysis concomitant with transport // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. P. 6953-6957.

19. Borukhov S., Nudler E. RNA polymerase: the vehicle of transcription // Trends Microbiol. 2008. Vol. 16. P. 126-134.

20. Bos J., Duverger Y., Thouvenot B., Chiaruttini C., Branlant C., Springer M., Charpentier B., Barras F. The sRNA RyhB regulates the synthesis of the Escherichia coli methionine sulfoxide reductase MsrB but not MsrA // PLoS One. 2013. Vol. 8. Article № e63647.

21. Boudreau B.A., Hron D.R., Qin L., van der Valk R.A., Kotlajich M.V., Dame R.T., Landick R. StpA and Hha stimulate pausing by RNA polymerase by promoting DNA-DNA bridging of HNS filaments // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46. P. 5525-5546.

22. Boyko K., Gorbacheva M., Rakitina T., Korzhenevskiy D., Vanyushkina A., Kamashev D., Lipkin A., Popov V. Expression, purification, crystallization and preliminary X-ray

crystallographic analysis of the histone-like HU protein from Spiroplasma melliferum KC3 // Acta Crystallogr. F Struct. Biol. Commun. 2015. Vol. 71. P. 24-27.

23. Bradley M.D., Beach M.B., de Koning A.P., Pratt T.S., Osuna R. Effects of Fis on Escherichia coli gene expression during different growth stages // Microbiology. 2007. Vol. 153. P. 29222940.

24. Breddermann H., Schnetz K. Correlation of antagonistic regulation of leuO transcription with the cellular levels of BglJ-RcsB and LeuO in Escherichia coli // Front. Cell. Infect. Microbiol. 2016. Vol. 6. Article № 106. doi: 10.3389/fcimb.2016.00106.

25. Brewer L.R., Corzett M., Balhorn R. Protamine-induced condensation and decondensation of the same DNA molecule // Science. 1999. Vol. 286. P. 120-123.

26. Buck M., Gallegos M., Studholme D., Guo Y., Gralla J. The bacterial enhancer-dependent g54 (gn) transcription factor // J. Bacteriol. 2000. Vol. 182. P. 4129-4136.

27. Campbell E.A., Muzzin O., Chlenov M., Sun J.L., Olson C.A., Weinman O., Trester-Zedlitz M.L., Darst S.A. Structure of the bacterial RNA polymerase promoter specificity g subunit // Mol. Cell. 2002. Vol. 9. P. 527-539.

28. Carrier M.C., Lalaouna D., Broadening E.M. The definition of bacterial small RNAs: characteristics and mechanisms // Annu. Rev. Microbiol. 2018. Vol. 72. P. 141-161.

29. Cavaliere P., Norel F. Recent advances in the characterization of Crl, the unconventional

c

activator of the stress sigma factor g /RpoS. // Biomol. Concepts. 2016. Vol. 7. P. 197-204.

30. Ceci P., Cellai S., Falvo E., Rivetti C., Rossi G.L., Chiancone E. DNA condensation and self-aggregation of Escherichia coli Dps are coupled phenomena related to the properties of the N-terminus // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32. P. 5935-5944.

31. Ceci P., Mangiarotti L., Rivetti C., Chiancone E. The neutrophil-activating Dps protein of Helicobacter pylori, HP-NAP, adopts a mechanism different from Escherichia coli Dps to bind and condense DNA // Nucleic Acids Res. 2007. Vol. 35. P. 2247-2256.

32. Chen Z., Lewis K.A., Shultzaberger R.K., Lyakhov I.G., Zheng M., Doan B, Storz G., Schneider T.D. Discovery of Fur binding site clusters in Escherichia coli by information theory models // Nucleic Acids Res. 2007. Vol. 35. P. 6762-6777.

33. Choi Y.H., Yu A.M. ABC transporters in multidrug resistance and pharmacokinetics, and strategies for drug development // Curr. Pharm. Des. 2014. Vol. 20. P. 793-807.

34. Colton D.M., Stoudenmire J.L., Stabb E.V. Growth on glucose decreases cAMP-CRP activity while paradoxically increasing intracellular cAMP in the light-organ symbiont Vibrio fischeri // Mol. Microbiol. 2015. Vol. 97. P. 1114-1127.

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

45

46

47

48

Craig M.L., Suh W.-C., Record M.T.Jr. HO* and Dnase I probing of Eg RNA polymerase-XPR promoter open complex: Mg binding and its structural consequences at the transcription start site // Biochemistry. 1995. Vol. 34. P. 15624-15632.

Cruz-Ramos H., Cook G.M., Wu G., Cleeter M.W., Poole R.K. Membrane topology and

mutational analysis of Escherichia coli CydDC, an ABC-type cysteine exporter required for

cytochrome assembly // Microbiology. 2004. Vol. 150. P. 3415-3427.

Dame R.T., Dorman C.J. (eds.) Bacterial chromatin. Springer NY. 2010. P. 245-445.

Dar D., Soreka R. Bacterial noncoding RNAs excised from within protein-coding transcripts //

MBio. 2018. Vol. 9. Article № e01730-18.

Datsenko K.A., Wanner B.L. One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. Vol. 97. P. 6640-6645. Davis B.J. Disc electrophoresis. II. Method and application to human serum proteins // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1964. Vol. 121. P. 404-427.

Davis C.A., Bingman C.A., Landick R., Record M.T.Jr., Saecker R.M. Real-time footprinting of DNA in the first kinetically significant intermediate in open complex formation by Escherichia coli RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. Vol. 104. P. 7833-7838. Delihas N., Forst S. MicF: an antisense RNA gene involved in response of Escherichia coli to global stress factors // J. Mol. Biol. 2001. Vol. 313. P. 1-12.

Díaz-Mejía J.J., Babu M., Emili A. Computational and experimental approaches to chart the Escherichia coli cell-envelope-associated proteome and interactome // FEMS Microbiol. Rev. 2009. Vol. 33. P. 66-97.

Doeven M.K., Abele R., Tampé R., Poolman B. The binding specificity of OppA determines the selectivity of the oligopeptide ATP-binding cassette transporter // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. P. 32301-32307.

Doeven M.K., van den Bogaart G., Krasnikov V., Poolman B. Probing receptor-translocator interactions in the oligopeptide ABC transporter by fluorescence correlation spectroscopy // Biophys. J. 2008. Vol. 94. P. 3956-3965.

Dorman C.J. Genome architecture and global regulation in bacteria: making progress towards a unified model? // Nat. Rev. Microbiol. 2013. P. 349-355.

Dorman C.J. H-NS-like nucleoid-associated proteins, mobile genetic elements and horizontal gene transfer in bacteria // Plasmid. 2014. Vol. 75. P. 1-11.

Dorman C.J. Integrating small molecule signalling and H-NS antagonism in Vibrio cholerae, a bacterium with two chromosomes // Mol. Microbiol. 2015. Vol. 97. P. 612-615.

49. Drak J., Crothers D.M. Helical repeat and chirality effects on DNA gel electrophoretic mobility // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 3074-3078.

50. Drew D., Lerch M., Kunji E., Slotboom D.J., de Gier J.W. Optimization of membrane protein overexpression and purification using GFP fusions // Nat. Methods. 2006. Vol. 3. P. 303-313.

51. Drew H.R., Travers A.A. Structural junctions in DNA: the influence of flaking sequences on nuclease digestion specificities // Nucleic Acids Res. 1985. Vol. 13. P. 4445-4467.

52. Drlica K., Rouviere-Yaniv J. Histonelike proteins of bacteria // Microbiol. Rev. 1987. Vol. 51. P. 301-319.

53. Dutta T., Srivastava S. Small RNA-mediated regulation in bacteria: a growing palette of diverse mechanisms // Gene. 2018. Vol. 656. P. 60-72. doi: 10.1016/j.gene.2018.02.068.

54. Duval-Valentin G., Ehrlich R. Dynamic and structural characterization of multiple steps during complex formation between E. coli RNA polymerase and the terR promoter from pSC101 // Nucleic Acids Res. 1987. Vol. 15. P. 575-594.

55. Edwards A.N., Nawrocki K.L., McBride S.M. Conserved oligopeptide permeases modulate sporulation initiation in Clostridium difficile // Infect Immun. 2014. Vol. 82. P. 4276-4291.

56. Estrem S.T., Gaal T., Ross W., Gourse R.L. Identification of an UP element consensus sequence for bacterial promoters // Proc. Natl. Acad. Sci. 1998. Vol. 95. P. 9761-9766.

57. Falconi M., Colonna B., Prosseda G., Micheli G., Gualerzi C.O. Thermoregulation of Shigella and Escherichia coli EIEC pathogenicity. A temperature-dependent structural transition of DNA modulates accessibility of virF promoter to transcriptional repressor H-NS // EMBO J. 1998. Vol. 17. P. 7033-7043.

58. Farewell A., Kvint K., Nystrom T. Negative regulation by RpoS: a case of sigma factor competition // Mol. Microbiol. 1998. Vol. 29. P. 1039-1051.

59. Feklistov A., Barinova N., Sevostyanova A., Heyduk E., Bass I., Vvedenskaya I., Heyduk E., Nikiforov V., Heyduk T., Severinov K., Kulbachinskiy A. A novel downstream promoter element recognized by free RNA polymerase g subunit determines species-specific promoter recognition by RNA polymerase holoenzyme // Mol. Cell. 2006. Vol. 23. P. 97-107.

60. Feng Y., Zhang Y., Ebright R.H. Structural basis of transcription activation // Science. 2016. Vol. 352. P. 1330-1333.

61. Finkel S.E., Johnson R.C. The Fis protein: it's not just for DNA inversion anymore // Mol. Microbiol. 1992. Vol. 6. P. 3257-3265.

62. Fisher M.A., Grimm D., Henion A.K., Elias A.F., Stewart P.E., Rosa P.A., Gherardini F.C. Borrelia burgdorferi g54 is required for mammalian infection and vector transmission but not for tick colonization // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102. P. 5162-5167.

63. Fitzgerald D.M., Bonocora R.P., Wade J.T. Comprehensive mapping of the Escherichia coli flagellar regulatory network // PLoS Genet. 2014. Vol. 10. Article № e1004649.

64. Flatten I., Skarstad K. The Fis protein has a stimulating role in initiation of replication in Escherichia coli in vivo // PLoS One. 2013. Vol. 8. Article № e83562.

65. Fraenkel Y.M., Mandel Y., Friedberg D., Margalit H. Identification of common motifs in unaligned DNA sequences: application to Escherichia coli Lrp regulon // Comput. Appl. Biosci. 1995. Vol. 11. P. 379-387.

66. Fu Q., Li S., Wang Z., Shan W., Ma J., Cheng Y., Wang H., Yan Y., Sun J. H-NS mutationmediated CRISPR-Cas activation inhibits phage release and toxin production of Escherichia coli Stx2 phage lysogen // Front. Microbiol. 2017. Vol. 8. Article № 652.

67. Galan B., Manso I., Kolb A., Garcia J.L., Prieto M.A. The role of FIS protein in the physiological control of the expression of the Escherichia coli meta-hpa operon // Microbiology. 2008. Vol. 154. P. 2151-2160.

68. Gallagher M.P., Pearce S.R., Higgins C.F. Identification and localization of the membrane-associated, ATP-binding subunit of the oligopeptide permease of Salmonella typhimurium // Europ. J. Biochem. 1989. Vol. 180. P. 133-141.

69. Gandlur S.M., Wei L., Levine J., Russell J., Kaur P. Membrane topology of the DrrB protein of the doxorubicin transporter of Streptomyces peucetius // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. P. 27799-27806.

70. Ghosh T., Bose D., Zhang X. Mechanisms for activating bacterial RNA polymerase // FEMS Microbiol. Rev. 2010. Vol. 34. P. 611-627.

71. Gilson E., Higgins C.F., Hofnung M., Ferro-Luzzi Ames G., Nikaido H. Extensive homology between membrane-associated components of histidine and maltose transport systems of Salmonella typhimurium and Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1982. Vol. 257. P. 9915-9918.

72. Glyde R., Ye F., Darbari V. C., Zhang N., Buck M., Zhang X. Structures of RNA polymerase closed and intermediate complexes reveal mechanisms of DNA opening and transcription initiation // Mol. Cell. 2017. Vol. 67. P. 106-116.

73. Goldman S.R., Nair N.U., Wells C.D., Nickels B.E., Hochschild A. The primary sigma factor in Escherichia coli can access the transcription elongation complex from solution in vivo // Elife. 2015. Vol. 4. Article № e10514.

74. Gourse R.L., Ross W., Gaal T. UPs and downs in bacterial transcription initiation: the role of the alpha subunit of RNA polymerase in promoter recognition // Mol. Microbiol. 2000. Vol. 37. P. 687-695.

75

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

87

88

89

Grainger D.C. Structure and function of bacterial H-NS protein // Biochem. Soc. Trans. 2016. Vol. 44. P. 1561-1569.

Grainger D.C., Goldberg M.D., Lee D. J., Busby S.J.W. Selective repression by Fis and H-NS at

the Escherichia coli dps promoter // Mol. Microbiol. 2008. Vol. 68. P. 1366-1377.

Grant R.A., Filman D.J., Finkel S.E., Kolter R., Hogle J.M. The crystal structure of Dps, a ferritin

homolog that binds and protects DNA // Nat. Struct. Biol. 1998. Vol. 5. P. 294-303.

Groisman E.A., Parra-Lopez C., Salcedo M., Lipps C.J., Heffron F. Resistance to host

antimicrobial peptides is necessary for Salmonella virulence // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.

1992. Vol. 89. P. 11939-11943.

Gruber T.M., Gross C.A. Multiple sigma subunits and the partitioning of bacterial transcription space // Annu. Rev. Microbiol. 2003. Vol. 57. P. 441-466.

Guo F., Adhya S. Spiral structure of Escherichia coli HUaß provides foundation for DNA supercoiling // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. Vol. 104. P. 4309-4314. Haugen S.P., Berkmen M.B., Ross W., Gaal T., Ward C., Gourse R.L. rRNA promoter regulation by nonoptimal binding of sigma region 1.2: an additional recognition element for RNA polymerase // Cell. 2006. Vol. 125. P. 1069-1082.

Haugen S.P., Ross W., Gourse R.L. Advances in bacterial promoter recognition and its control by factors that do not bind DNA // Nat. Rev. Microbiol. 2008. Vol. 6. P. 507-519. Hawley D.K., McClure W.R. Compilation and analysis of E. coli promoter RNA sequences // Nucleic Acids Res. 1983. V. 11. P. 2237-2255.

Henderson D.P., Payne S.M. Vibrio cholerae iron transport systems: roles of heme and siderophore iron transport in virulence and identification of a gene associated with multiple iron transport systems // Infect Immun. 1994. Vol. 62. P. 5120-5125.

Henikoff S., Haughno G.W., Calvo J.M., Wallace J.C. A large family of bacterial activator proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. Vol. 85. P. 6602-6606.

Heyduk E., Kuznedelov K., Severinov K., Heyduk T. A consensus adenine at position -11 of the nontemplate strand of bacterial promoter is important for nucleation of promoter melting // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. P. 12362-12369.

Higgins C.F. The role of ATP in binding-protein-dependent transport systems // Res. Microbiol. 1990. Vol. 141. P. 353-360.

Higgins C.F., Hardie M.M., Jamieson D., Powell L.M. Genetic map of the opp (Oligopeptide permease) locus of Salmonella typhimurium // J. Bacteriol. 1983. Vol. 153. P. 830-836. Hiles I.D., Gallagher M.P., Jamieson D.J., Higgins C.F. Molecular characterization of the oligopeptide permease of Salmonella typhimurium // J. Mol. Biol. 1987. Vol. 195. P. 125-142.

90. Hiles I.D., Higgins C.F. Peptide uptake by Salmonella typhimurium. The periplasmic oligopeptide-binding protein // Eur. J. Biochem. 1986. Vol. 158(3). P. 561-567.

91. Hirata A., Klein B.J., Murakami K.S. The X-ray crystal structure of RNA polymerase from Archaea // Nature. 2008. Vol. 451. P. 851-854.

92. Ho T.D., Ellermeier C.D. Ferric uptake regulator Fur control of putative iron acquisition systems in Clostridium difficile // J. Bacteriol. 2015 Vol. 197. P. 2930-2940.

93. Hoerter J.D., Arnold A.A., Ward C.S., Sauer M., Johnson S., Fleming T. Reduced hydroperoxidase (HPI and HPII) activity in the Afur mutant contributes to increased sensitivity to UVA radiation in Escherichia coli // J. Photochem. Photobiol. 2005. Vol. 79. P. 151-157.

94. Huerta A.M., Collado-Vides J. Sigma70 promoters in Escherichia coli: specific transcription in dense regions of overlapping promoter-like signals // J. Mol. Biol. 2003. Vol. 333. P. 261-278.

95. Hüttener M., Paytubi S., Juárez A. Success in incorporating horizontally transferred genes: the H-NS protein // Trends Microbiol. 2015. Vol. 23. P. 67-69.

96. Hyde S.C., Emsley P., Hartshorn M.J., Mimmack M.M., Gileadi U., Pearce S.R., Gallagher M.P., Gill D.R., Hubbard R.E., Higgins C.F. Structural model of ATP-binding proteins associated with cystic fibrosis, multidrug resistance and bacterial transport // Nature. 1990. Vol. 346. P. 362-365.

97. Igarashi K., Ishihama A. Bipartite functional map of the E. coli RNA polymerase a subunit: involvement of the C-terminal region in transcription activation by cAMP-CRP // Cell. 1991. Vol. 65. P. 1015-1022.

98. Igarashi K., Saisho T., Yuguchi M., Kashiwagi K. Molecular mechanism of polyamine stimulation of the synthesis of oligopeptide-binding protein // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. P. 4058-4064.

99. Ilari A., Stefanini S., Chiancone E., Tsermoglou D. The dodecameric ferritin from Listeria innocua contains a novel intersubunit iron-binding site // Nat. Struct. Biol. 2000. Vol. 7. P. 3843.

100. Imashimizu M., Shimamoto N., Oshim T. and Kashlev M. Transcription elongation: heterogeneous tracking of RNA polymerase and its biological implications // Transcription. 2014. Vol. 5. Article № e28285.

101. Ishihama A. The nucleoid: an overview // EcoSal Plus. 2009. Vol. 3. doi: 10.1128/ecosalplus.2.6.

102. Ishihama A. Prokaryotic genome regulation: multifactor promoters, multitarget regulators and hierarchic networks // FEMS Microbiol. Rev. 2010. Vol. 34. P. 628-645.

103. Ishihama A. Prokaryotic genome regulation: a revolutionary paradigm // Proc. Jpn. Acad. 2012. Vol. 88. P. 485-508.

104. Ishihama A. Building a complete image of genome regulation in the model organism Escherichia coli // J. Gen. Appl. Microbiol. 2017. Vol. 63. P. 311-324.

105. Ishihama A., Shimada T., Yamazaki Y. Transcription profile of Escherichia coli: genomic SELEX search for regulatory targets of transcription factors // Nucleic Acids Res. 2016. Vol. 44. P. 2058-2074.

106. Jain D., Nickels B.E., Sun L., Hochschild A., Darst S.A. Structure of a ternary transcription activation complex // Mol. Cell. 2004. Vol. 13. P. 45-53.

107. Jishage M., Iwata A., Ueda S., Ishihama A. Regulation of RNA polymerase sigma subunit synthesis in Escherichia coli: intracellular levels of four species of sigma subunit under various growth conditions // J. Bacteriol. 1996. Vol. 178. P. 5447-5451.

108. Jones M.M., Murphy T.F. Expression of the oligopeptide permease operon of Moraxella catarrhalis is regulated by temperature and nutrient availability // Infect Immun. 2015. Vol. 83. P. 3497-3505.

109. Kahramanoglou C., Seshasayee A.S.N., Prieto A.I., Ibberson D., Schmidt S., Zimmermann J., Benes V., Fraser G.M., Luscombe N.M. Direct and indirect effects of H-NS and Fis on global gene expression control in Escherichia coli // Nucleic Acids Res. 2011. Vol. 39. P. 2073-2091.

110. Kamarthapu V., Epshtein V., Benjamin B., Proshkin S., Mironov A., Cashel M., Nudler E. ppGpp couples transcription to DNA repair in E. coli // Science. 2016. Vol. 352. P. 993-996.

111. Kireeva M., Kashlev M., Burton Z.F. Translocation by multi-subunit RNA polymerases // Biochim. Biophys. Acta. 2010. Vol. 1799. P. 389-401.

112. Koster W. ABC transporter-mediated uptake of iron, siderophores, heme and vitamin B12 // Res. Microbiol. 2001. Vol. 152. P. 291-301.

113. Kulbachinskiy A., Mustaev A. Region 3.2 of the g subunit contributes to the binding of the 3'-initiating nucleotide in the RNA polymerase active center and facilitates promoter clearance during initiation // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. P. 18273-18276.

114. Landick R. The regulatory roles and mechanism of transcriptional pausing // Biochem. Soc. Trans. 2006. Vol. 34. P. 1062-1066.

115. Landick R., Wade J.T., Grainger D.C. H-NS and RNA polymerase: a love-hate relationship? // Curr. Opin. Microbiol. 2015. Vol. 24. P. 53-59.

116. Lawson C.L., Swigon D., Murakami K.S., Darst S.A., Berman H.M., Ebright R.H. Catabolite activator protein: DNA binding and transcription activation // Curr. Opin. Struct. Biol. 2004. Vol. 14. P. 10-20.

117

118

119

120

121

122

123

124

125

126

127

128

129

130

Lee D.J., Minchin S.D., Busby S.J. Activating transcription in bacteria // Annu. Rev. Microbiol. 2012. Vol. 66. P. 125-152.

Lee J., Borukhov S. Bacterial RNA polymerase-DNA interaction — the driving force of gene expression and the target for drug action // Front. Mol. Biosci. 2016. Vol. 3. Article № 73. Lee S.Y., Lim C.J., Dröge P., Yan J. Regulation of bacterial DNA packaging in early stationary phase by competitive DNA binding of Dps and IHF // Sci. Rep. 2015. Vol. 14. Article № 18146. Li G.W., Burkhardt D., Gross C., Weissman J.S. Quantifying absolute protein synthesis rates reveals principles underlying allocation of cellular resources // Cell. 2014. Vol. 157. P. 624635.

Lin J., Chen H., Droge P., Yan J. Physical organization of DNA by multiple non-specific DNA-binding modes of integration host factor (IHF) // PLoS One. 2012. Vol. 7. Article № e49885. Lin Y.C, Choi W.S., Gralla J.D. TFIIH XPB mutants suggest a unified bacterial-like mechanism for promoter opening but not escape // Nat. Struct. Biol. 2005. Vol. 12. P. 603-607. Locher K.P. Structure and mechanism of ATP-binding cassette transporters // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 2009. Vol. 364. P. 239-245.

Loewen P.C., Hu B., Strutinsky J., Sparling R. Regulation in the rpoS regulon of Escherichia coli // Can. J. Microbiol. 1998. Vol. 44. P. 707-717.

Luijsterburg M.S., White M.F., van Driel R., Dame R.T. The major architects of chromatin: architectural proteins in bacteria, archaea and eukaryotes // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2008. Vol. 43. P. 393-418.

Masuda T., Saito N., Tomita M., Ishihama Y. Unbiased quantitation of Escherichia coli membrane proteome using phase transfer surfactants // Mol. Cell. Proteomics. 2009. Vol. 8. P. 2770-2777.

Mauri M., Klumpp S. A model for sigma factor competition in bacterial cells // PLoS Comput. Biol. 2014. Vol. 10. Article № e1003845.

Maxam A.M., Gilbert W. Sequencing end-labeled DNA with base-specific chemical cleavages // Methods Enzymol. 1980. Vol. 65. P. 499-560.

Medrano M.S., Ding Y., Wang X.G., Lu P., Coburn J., Hu L.T. Regulators of expression of the oligopeptide permease A proteins of Borrelia burgdorferi // J. Bacteriol. 2007. Vol. 189. P. 2653-2659.

Melekhov V.V., Shvyreva U.S., Timchenko A.A., Tutukina M.N., Preobrazhenskaya E.V., Burkova D.V., Artiukhov V.G., Ozoline O.N., Antipov S.S. Modes of Escherichia coli Dps interaction with DNA as revealed by atomic force microscopy // PLoS One. 2015. Vol. 15. Article № e0126504.

131

132

133

134

135

136

137

138

139

140

141

142

143

144

Mimmack M.L., Gallagher M.P., Pearce S.R., Hyde S.C., Booth I.R., Higgins C.F. Energy coupling to periplasmic binding protein-dependent transport systems: stoichiometry of ATP hydrolysis during transport in vivo // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. P. 8257-8261.

70

Minakhin L., Severinov K. On the role of the Escherichia coli RNA polymerase o region 4.2 and a subunit C-terminal domains in promoter complex formation on the extended -10 galP1 promoter // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 710-718.

Mitchell J.E., Zheng D., Busby S.J., Minchin S.D. Identification and analysis of 'extended -10' promoters in Escherichia coli. Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 4689-4695. Mumm J.P., Landy A., Gelles J. Viewing single lambda site-specific recombination events from start to finish // EMBO J. 2006. Vol. 25. P. 4586-4595.

70

Murakami K.S. X-ray crystal structure of Escherichia coli RNA polymerase o holoenzyme // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288. P. 9126-9134.

Murakami K.S., Darst S.A. Bacterial RNA polymerases: the wholo story // Curr. Opin. Struct. Biol. 2003. Vol. 13. P. 31-39.

Murakami K.S., Masuda S., Campbell E.A., Muzzin O., Darst S.A. Structural basis of transcription initiation: an RNA polymerase holoenzyme-DNA complex // Science. 2002a. Vol. 296. P. 1285-1290.

Murakami K.S., Masuda S., Darst S.A. Structural basis of transcription initiation: RNA polymerase holoenzyme at 4 A resolution // Science. 2002b. Vol. 296. P. 1280-1284. Navarro C., Wu L.F., Mandrand-Berthelot M.A. The nik operon of Escherichia coli encodes a periplasmic binding-protein-dependent transport system for nickel // Mol. Microbiol. 1993. Vol. 9. P. 1181-1191.

Navarre W.W. The impact of gene silencing on horizontal gene transfer and bacterial evolution // Adv. Microb. Physiol. 2016. Vol. 69. P. 157-186.

Noom M.C., Navarre W.W., Oshima T., Wuite G.J., Dame R.T. H-NS promoters looped domain formation in bacterial chromosome // Curr. Biol. 2007. Vol. 17. P. 2604-2610. Notariale R., Basile A., Montana E., Romano N.C., Cacciapuoti M.G., Aliberti F., Gesuele R., De Ruberto F., Sorbo S., Tenore G.C., Guida M., Good K.V., Ausio J., Piscopo M. Protamine-like proteins have bactericidal activity. The first evidence in Mytilus galloprovincialis // Acta Biochim Pol. 2018. Vol. 65. P. 585-594.

Needleman S.B., Wunsch C.D. A general method applicable to the search for similarities in the amino acid sequence of two proteins // J. Mol. Biol. 1970. Vol. 48. P. 443-453. Nudler E. RNA polymerase backtracking in gene regulation and genome instability // Cell. 2012. Vol. 149. P. 1438-1445.

145. Ono S., Goldberg M.D., Olsson T., Esposito D., Hinton J.C.D., Ladbury J E. H-NS is a part of a thermally controlled mechanism for bacterial gene regulation // Biochem. J. 2005. Vol. 391. P. 203-213.

146. Osterberg S., del Peso-Santos T., Shingler V. Regulation of alternative sigma factor use // Annu. Rev. Microbiol. 2011. Vol. 65. P. 37-55.

147. Ozoline O.N., Fujita N., Ishihama A. Mode of DNA-protein interaction between the C-terminal domain of Escherichia coli RNA polymerase a subunit and T7D promoter UP element // Nucleic Acids Res. 2001. Vol. 29. P. 4909-4919.

148. Ozoline O.N., Tsyganov M.A. Structure of open promoter complexes with Escherichia coli RNA polymerase as revealed by the DNase I footprinting technique: compilation analysis // Nucleic Acids Res. 1995. Vol. 23. P. 4533-4541.

149. Paget M.S.B., Helmann J. D. The g70 family of sigma factors // Genome Biol. 2003. Vol. 4. Article № 203.

150. Panyukov V.V., Ozoline O.N. Promoters of Escherichia coli versus promoter islands: function and structure comparison // PLoS One. 2013. Vol. 8. Article № e62601.

151. Pearce S.R., Mimmack M.L., Gallagher M.P., Gileadi U., Hyde S.C., Higgins C.F. Membrane topology of the integral membrane components, OppB and OppC, of the oligopeptide permease of Salmonella typhimurium // Mol. Microbiol. 1992. Vol. 6. P. 47-57.

70

152. Perdue S.A., Roberts J.W. g -dependent transcription pausing in Escherichia coli // J. Mol. Biol. 2011. Vol. 412. P. 782-792.

153. Pletzer D., Lafon C., Braun Y., Kohler T., Page M.G., Mourez M., Weingart H. Highthroughput screening of dipeptide utilization mediated by the ABC transporter DppBCDF and its substrate-binding proteins DppA1-A5 in Pseudomonas aeruginosa. PLoS One. 2014. Vol. 9. Article № e111311.

154. Potter R., Truelstrup Hansen L., Gill T.A. Inhibition of foodborne bacteria by native and modified protamine: Importance of electrostatic interactions // Int. J. Food Microbiol. 2005. Vol. 103. P. 23-34.

155. Purtov Y.A., Glazunova O.A., Antipov S.S., Pokusaeva V.O., Fesenko E.E,. Preobrazhenskaya E.V., Shavkunov K.S., Tutukina M.N., Lukyanov V.I., Ozoline O.N. Promoter islands as a platform for interaction with nucleoid proteins and transcription factors // J. Bioinf. Comput. Biol. 2014. Vol. 12. Article № 1441006.

156. Ranjan A., Mercier E., Bhatt A., Wintermeyer W. Signal recognition particle prevents N-terminal processing of bacterial membrane proteins // Nat. Commun. 2017. Vol. 8. Article № 15562.

157. Revyakin A., Liu C., Ebright R.H., Strick T.R. Abortive initiation and productive initiation by RNA polymerase involve DNA scrunching // Science. 2006. Vol. 314. P. 1139-1143.

158. Reznikoff W.S. The lactose operon controlling elements: a complex paradigm // Mol. Microbiol. 1992. Vol. 6. P. 2419-2422.

159. Rivetti C., Guthold M., Bustamante C. Wrapping of DNA around RNA polymerase open complex // EMBO J. 1999. Vol. 19. P. 4464-4475.

160. Ross W., Gourse R.L. Analysis of RNA polymerase-promoter complex formation // Methods. 2009. Vol. 47. P. 13-24.

161. Ross W., Ernst A., Gourse R.L. Fine structure of E. coli RNA polymerase-promoter interactions: a subunit binding to the UP element minor groove // Genes Dev. 2001. Vol. 15. P. 491-506.

162. Ruff E.F., Record M.T.Jr, Artsimovitch I. Initial events in bacterial transcription initiation // Biomolecules. 2015. Vol. 5. P. 1035-1062.

163. Saecker R.M., Record M.T.Jr., Dehaseth P.L. Mechanism of bacterial transcription initiation: RNA polymerase-promoterbinding, isomerization to initiation-competent open complexes, and initiation of RNA synthesis // J. Mol. Biol. 2011. Vol. 412. P. 754-771.

164. Saier M.H.Jr., Reddy V.S., Tamang D.G., Vastermark A. The transporter classification database // Nucleic Acids Res. 2014. Vol. 42. P. D251-D258.

165. Samanta S., Martin C.T. Insights in to the mechanism of initial transcription in Escherichia coli RNA polymerase // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288. P. 31993-32003.

166. Santos-Zavaleta A., Salgado H., Gama-Castro S., Sánchez-Pérez M., Gómez-Romero L., Ledezma-Tejeida D., García-Sotelo J.S., Alquicira-Hernández K., Muñiz-Rascado L.J., Peña-Loredo P., Ishida-Gutiérrez C., Velázquez-Ramírez D.A., Del Moral-Chávez V., Bonavides-Martínez C., Méndez-Cruz C.F., Galagan J., Collado-Vides J. RegulonDB v 10.5: tackling challenges to unify classic and high throughput knowledge of gene regulation in E. coli K-12 // Nucleic Acids Res. 2019. V. 47. P. D212-D220.

167. Schibich D., Gloge F., Pöhner I., Björkholm P., Wade R.C., von Heijne G., Bukau B., Kramer G. Global profiling of SRP interaction with nascent polypeptides // Nature. 2016. Vol. 536. P. 219-223.

168. Schneider R., Lurz R., Luder G., Tolksdorf C., Travers A., Muskhelishvili G. An architectural role of the Escherichia coli chromatine protein FIS in organizing DNA // Nucleic Acids Res. 2001. Vol. 29. P. 5107-5114.

169. Sedlyarova N., Shamovsky I., Bharati B.K., Epshtein V., Chen J., Gottesman S., Schroeder R., Nudler E. RNA-mediated control of transcription termination in E. coli // Cell. 2016. Vol. 167. P. 111 -121.

170. Sen R., Nagai H., Hernandez V. J., Shimamoto N. Reduction in abortive transcription from the

70

XPr promoter by mutations in region 3 of the g subunit of Escherichia coli RNA polymerase // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273. P. 9872-9877.

171. Sengupta S., Prajapati R.K., Mukhopadhyay J. Promoter escape with bacterial two-component g factor suggests retention of g region two in the elongation complex // J. Biol. Chem. 2015. Vol. 290. P. 28575-28583.

172. Sharma C.M., Darfeuille F., Plantinga T.H., Vogel J. A small RNA regulates multiple ABC transporter mRNAs by targeting C/A-rich elements inside and upstream of ribosome-binding sites // Genes Dev. 2007. Vol. 21. P. 2804-2817.

173. Shavkunov K.S., Masulis I.S., Tutukina M.N., Deev A.A., Ozoline O.N. Gains and unexpected lessons from genome-scale promoter mapping. // Nucleic Acids Res. 2009. Vol. 37. P. 49194931.

174. Sheikh J., Hicks S., Dall'Agnol M., Phillips A.D., Nataro J.P. Roles for Fis and YafK in biofilm formation by enteroaggregative Escherichia coli // Mol. Microbiol. 2001. Vol. 41. P. 983-997.

175. Shimada T., Fujita N., Yamamoto K., Ishihama A. Novel roles of cAMP receptor protein (CRP) in regulation of transport and metabolism of carbon sources // PLoS One. 2011. Vol. 6. Article № e20081.

176. Shimada T., Ogasawara H., Ishihama A. Single-target regulators form a minor group of transcription factors in Escherichia coli K-12 // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46. P. 39213936.

177. Shimada T., Saito N., Maeda M., Tanaka K., Ishihama A. Expanded roles of leucine-responsive regulatory protein in transcription regulation of the Escherichia coli genome: Genomic SELEX screening of the regulation targets // Microb. Genom. 2015. Vol. 1. Article № e000001.

178. Shimada T., Tanaka K., Ishihama A. The whole set of the constitutive promoters recognized by four minor sigma subunits of Escherichia coli RNA polymerase // PLoS One. 2017. Vol. 12. Article № e0179181.

179. Shimada T., Yamazaki Y., Tanaka K., Ishihama A. The whole set of constitutive promoters recognized by RNA polymerase RpoD holoenzyme of Escherichia coli // PLoS One. 2014. Vol. 9. Article № e90447.

180. Silva I.J., Barahona S., Eyraud A., Lalaouna D., Figueroa-Bossi N., Masse E., Arraiano C.M. SraL sRNA interaction regulates the terminator by preventing premature transcription termination of rho mRNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2019. Vol. 116. P. 3042-3051.

181. Snapp E. Design and use of fluorescent fusion proteins in cell biology // Curr. Protoc. Cell Biol. 2005. Vol. 21. P. 21.4.1-21.4.13.

182. Solorzano C., Srikumar S., Canals R., Juarez A., Paytubi S., Madrid C. Hha has a defined regulatory role that is not dependent upon H-NS or StpA // Front. Microbiol. 2015. Vol. 6. Article № 773.

183. Solovyev A.Y., Tarnovskaya S.I., Chernova I.A., Shataeva L.K, Skorik Y.A. The interaction of amino acids, peptides, and proteins with DNA // Int. J. Biol. Macromol. 2015. Vol. 78. P. 3945.

184. Srinivasan R., Scolari V.F., Lagomarsino M.C., Seshasayee A.S. The genome-scale interplay amongst xenogene silencing, stress response and chromosome architecture in Escherichia coli // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 43. P. 295-308.

185. Stillman T.J., Upadhyay M., Norte V.A., Sedelnikova S.E., Carradus M., Tzokov S. The crystal structures of Lactococcus lactis MG1363 Dps proteins reveal the presence of an N-terminal helix that is required for DNA binding // Mol. Microbiol. 2005. Vol. 57. P. 1101-1112.

186. Stojkova P., Spidlova P., Lenco J., Rehulkova H., Kratka L., Stulik J. HU protein is involved in intracellular growth and full virulence of Francisella tularensis // Virulence. 2018. Vol. 9. P. 754-770.

187. Storz G., Vogel J., Wassarman K.M. Regulation by small RNAs in bacteria // Mol. Cell. 2011. Vol. 43. P. 880-891.

28

188. Studholme D.J., Buck M. The alternative sigma factor o of the extreme thermophile Aquifex aeolicus restores motility to an Escherichia coli fliA mutant // FEMS Microbiol. Lett. 2000. Vol. 191. P. 103-107.

189. Suzuki K., Shimizu M., Sasaki N., Ogawa C., Minami H., Sugimoto H., Watanabe T. Regulation of the chitin degradation and utilization system by the ChiX small RNA in Serratia marcescens 2170 // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2016. Vol. 80. P. 376-385.

190. Svetlov V., Nudler E. Macromolecular micromovements: how RNA polymerase translocates // Curr. Opin. Struct. Biol. 2009. Vol. 19. P. 701-707.

191. Talukder A.A., Iwata A., Nishimura A., Ueda S., Ishihama A. Growth phase-dependent variation in protein composition of the Escherichia coli nucleoid // J. Bacteriol. 1999. Vol. 181. P. 6361-6370.

192. Tamara F.R., Lin C., Mi F.L., Ho Y.C. Antibacterial effects of chitosan/cationic peptide nanoparticles // Nanomaterials. 2018. Vol. 8. Article № E88.

193. ter Beek J., Guskov A., Slotboom D.J. Structural diversity of ABC transporters // J. Gen. Physiol. 2014. Vol. 143. P. 419-435.

194. Theoret J.R., Cooper K.K., Zekarias B., Roland K.L., Law B.F., Curtiss I.R. The Campylobacter jejuni Dps homologue is important for in vitro biofilm formation and cecal colonization of poultry and may serve as a protective antigen for vaccination // Clin. Vaccine Immunol. 2012. Vol. 19. P. 1426-1431.

195. Travers A.A. Promoter sequence for stringent control of bacterial ribonucleic acid synthesis // J. Bacteriol. 1980. Vol. 141. P. 973-976.

196. Travers A.A., Lamond A.I., Mace H.A., Berman M.L. RNA polymerase interactions with the upstream region of the E. coli tyrTpromoter // Cell. 1983. Vol. 35. P. 265-273.

197. Tsai M.Y., Zhang B., Zheng W., Wolynes P.G. The molecular mechanism of facilitated dissociation of Fis protein from DNA // J. Am. Chem. Soc. 2016. Vol. 138. P. 13497-13500.

c

198. Typas A., Becker G., Hengge R. The molecular basis of selective promoter activation by the g subunit of RNA polymerase // Mol. Microbiol. 2007. Vol. 63. P. 1296-1306.

199. Urbanowski M.L., Stauffer L.T., Stauffer G.V. The gcvB gene encodes a small untranslated RNA involved in expression of the dipeptide and oligopeptide transport systems in Escherichia coli // Mol. Microbiol. 2000. Vol. 37. P. 856-868.

200. Vassylyev D.G., Vassylyeva M.N., Zhang J., Palangat M., Artsimovitch I., Landick R. Structural basis for substrate loading in bacterial RNA polymerase // Nature. 2007. Vol. 448. P. 163-168.

201. Vassylyev D.G., Sekine S-I., Laptenko O., Lee J., Vassylyeva M.N., Borukhov S., Yokoyama S. Crystal structure of a bacterial RNA polymerase holoenzyme at 2.6 Ä resolution // Nature. 2002. Vol. 417. P. 712-719.

202. Vvedenskaya I.O., Vahedian-Movahed H., Zhang Y., Taylor D.M., Ebright R.H., Nickels B E. Interactions between RNA polymerase and the core recognition element are a determinant of transcription start site selection // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016. Vol. 113. P. E2899-E2905.

203. Weatherspoon-Griffin N., Yang D., Kong W., Hua Z., Shi Y. The CpxR/CpxA two-component regulatory system up-regulates the multidrug resistance cascade to facilitate Escherichia coli resistance to a model antimicrobial peptide // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289. P. 32571-32582.

204. Weber H., Polen T., Heuveling J., Wendisch V.F., Hengge R. Genome-wide analysis of the

c

general stress response network in Escherichia coli: g -dependent genes, promoters, and sigma factor selectivity // J. Bacteriol. 2005. Vol. 187. P. 1591-1603.

205. Weinberg M.V., Maier R.J. Peptide transport in Helicobacter pylori: roles of dpp and opp systems and evidence for additional peptide transporters // J. Bacteriol. 2007. Vol. 189. P. 3392-3402.

206. Werner F., Grohmann D. Evolution of multisubunit RNA polymerases in the three domains of life // Nat. Rev. Microbiol. 2011. Vol. 9. P. 85-98.

207. Will W.R., Whitham P.J., Reid P.J., Fang F.C. Modulation of H-NS transcriptional silencing by magnesium // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46. P. 5717-5725.

208. Winkelman J.T., Vvedenskaya I.O., Zhang Y., Zhang Y., Bird J.G., Taylor D.M., Gourse R.L., Ebright R.H., Nickels B.E. Multiplexed protein-DNA cross-linking: scrunching in transcription start site selection // Science. 2016. Vol. 351. P. 1090-1093.

209. Winkelman J.T., Winkelman B.T., Boyce J., Maloney M.F., Chen A.Y., Ross W., Gourse R.L. Crosslink mapping at amino acid-base resolution reveals the path of scrunched DNA in initial transcribing complexes // Mol. Cell. 2015. Vol. 59. P. 768-780.

210. Wu P., Liu X., Yang L., Sun Y., Gong Q., Wu J., Shi Y. The important conformational plasticity of DsrA sRNA for adapting multiple target regulation // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45. P. 9625-9639.

211. Xiang Q.J., Zhai J.F., Zhang M., Zhang B. Detection of soluble expression and in vivo interactions of the inner membrane protein OppC using green fluorescent protein // Genet. Mol. Res. 2015. Vol. 14. P. 17834-17846.

212. Yu D., Pi B., Yu M., Wang Y., Ruan Z., Feng Y., Yu Y. Diversity and evolution of oligopeptide permease systems in staphylococcal species // Genomics. 2014. Vol. 104. P. 8-13.

213. Yuzenkova Y., Tadigotla V.R., Severinov K., Zenkin N. A new basal promoter element recognized by RNA polymerase core enzyme // EMBO J. 2011. Vol. 30. P. 3766-3775.

214. Zalucki Y.M., Jennings M.P. Signal peptidase I processed secretory signal sequences: selection for and against specific amino acids at the second position of mature protein // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2017. Vol. 483. P. 972-977.

215. Zaychikov E., Dennisova L., Meier T., Gotte M., Heumann H. Influence of Mg and temperature on formation of the transcription bubble // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. P. 22592267.

216. Zeth K. Dps biomineralizing proteins: multifunctional architects of nature // Biochem. J. 2012. Vol. 445. P. 297-311.

217. Zhang S., Liu S., Wu N., Yuan Y., Zhang W., Zhang Y. Small non-coding RNA RyhB mediates persistence to multiple antibiotics and stresses in uropathogenic Escherichia coli by reducing cellular metabolism // Front. Microbiol. 2018. Vol. 9. Article № 136.

218. Zhang Y., Feng Y., Chatterjee S., Tuske S., Ho M.X., Arnold E., Ebright R.H. Structural basis of transcription initiation // Science. 2012. Vol. 338. P. 1076-1080.

219. Zhang Z., Kuipers G., Niemiec L., Baumgarten T., Slotboom D.J., de Gier J.W., Hjelm A. High-level production of membrane proteins in E. coli BL21(DE3) by omitting the inducer IPTG // Microb. Cell. Fact. 2015. Vol. 14. Article № 142.

220. Zhao G., Ceci P., Ilari A., Giangiacomo .L, Laue T., Chiancone E. Iron and hydrogen peroxide detoxification properties of DNA-binding protein from starved cells. A ferritin-like DNA-binding protein of Escherichia coli //J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277. P. 27689-27696.

221. Zheng F., Shao Z.Q., Hao X., Wu Q., Li C., Hou H., Hu D., Wang C., Pan X. Identification of oligopeptide-binding protein (OppA) and its role in the virulence of Streptococcus suis serotype 2 // Microb. Pathog. 2018. Vol. 118. P. 322-329.

Приложение 1

Список микроорганизмов, гены которых были использованы для анализа протяженности межгенной области oppA-oppB и построения филогенетических деревьев

Идентификатор GenBank GC Наличие повторов оперона oppABCDF в

Название организма Класс Семейство состав (%)

организмов

1 Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida A449 NC_009348.1 Gammaproteobacteria Aeromonodaceae 58.17

2 Agrobacterium radiobacter K84 NC_011985.1 (chromosome 1) Alphaproteobacteria Rhizobiaceae 59.87

3 Aliivibrio salmonicida LFI1238 NC_011312.1 Gammaproteobacteria Vibrionaceae 38.94

4 Bacillus subtilis subsp. subtilis str. 168* NC_000964.3 Bacilli Bacillaceae 43.50 -

5 Bifidobacterium dentium Bd1 NC_013714.1 Actinobacteria Bifidobacteriaceae 58.50 -

6 Brucella pinnipedialis B2/94 NC_015857.1 Alphaproteobacteria Brucellaceae 57.2 -

7 Burkholderia pseudomallei K96243 NC_006351.1 (chromosome 2) Betaproteobacteria Burkholdericeae 68.50 -

8 Chlamydia trachomatis D-LC NC_017436.1 Chlamydiae Chlamydiaceae 41.26 -

9 Chlamydophila felis Fe/C-56 NC_007899.1 Chlamydiae Chlamydiaceae 39.36 -

10 Citrobacter rodentium ICC168 NC_013716.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 54.53 -

11 Clostridium botulinum A str. ATCC 3502 NC_009495. 1 Clostridia Clostridiaceae 28.19 -

12 Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 NC_003450.3 Actinobacteria Corynebacteriaceae 53.80 -

13 Corynebacterium pseudotuberculosis 3/99-5 NC_016781.1 Actinobacteria Corynebacteriaceae 52.20 +

14 Coxiella burnetii CbuK Q154 NC_011528.1 Gammaproteobacteria Coxiellaceae 42.64 -

15 Cronobacter turicensis z3032 NC_013282.2 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 57.23 -

16 Dickeya dadantii 3937 NC_014500.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 56.30 -

17 Edwardsiella tarda EIB202 NC_013508.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 59.67 -

18 Enterobacter cloacae EcWSUl NC_016514.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 54.53 -

19 Enterococcus faecalis OG1RF NC_017316.1 Bacilli Enterococcaceae 37.80 -

20 Erwinia amylovora ATCC 49946 NC_013971.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 53.61 -

21 Escherichia coli str. K-12 substr. MG1655 NC_000913.2 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 50.80 -

22 Exiguobacterium antarcticum B7 NC_018665.1 Bacilli Bacillales Family XII. Incertae Sedis 47.50 -

23 Francisella tularensis subsp. novicida U112 NC_008601.1 Gammaproteobacteria Francisellaceae 32.50 -

24 Gallibacterium anatis UMN179 NC_015460.1 Gammaproteobacteria Pasteurellaceae 39.89 -

25 Geobacillus thermodenitrificans NG80-2 NC_009328.1 Bacilli Bacillaceae 48.85 -

26 Gloeobacter kilaueensis JS1 NC_022600.1 Cyanobacteria Gloeobacteraceae 60.50 -

27 Haemophilus influenzae Rd KW20 NC_000907.1 Gammaproteobacteria Pasteurellaceae 38.20 -

28 Janthinobacterium sp. Marseille NC_009659.1 Betaproteobacteria Oxalobacteraceae 54.20 -

29 Klebsiella pneumoniae 342 NC_011283.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 56.88 -

30 Lactobacillus plantarum subsp. plantarum ST-III NC_014554.1 Bacilli Lactobacillaceae 44.50 -

31 Leuconostoc citreum KM20 NC_010471.1 Bacilli Leuconostococeae 38.88 -

32 Lysinibacillus sphaericus C3-41 NC_010382.1 Bacilli Bacillaceae 37.15 -

Название организма Идентификатор GenBank Класс Семейство GC Наличие повторов

состав (%) оперона oppABCDF в геноме организмов

33 Oceanimonas sp. GK1 NC_016745.1 Gammaproteobacteria Aeromonadaceae 61.08 -

34 Pantoea ananatis LMG20103 NC_013956.2 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 53.70 -

35 Pasteurella multocida subsp. multocida str. HN06 NC_017027.1 Gammaproteobacteria Pasteurellaceae 40.22 -

36 Pectobacterium atrosepticum SCRI1043 NC_004547.2 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 51.00 -

37 Pediococcus claussenii ATCC BAA-344 NC_016605.1 Bacilli Lactobacillaceae 37.00 -

38 Propionibacterium acnes 266 NC_017534.1 Actinobacteria Propionibacteriaceae 60.00 -

39 Proteus mirabilis HI4320 NC_010554.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 38.88 -

40 Pseudovibrio sp. FO BEG1 NC_016642.1 Alphaproteobacteria Rhodobacteraceae 52.41 -

41 Ralstonia solanacearum FQY 4 NC_020799.1 Betaproteobacteria Burkholderiaceae 66.79 -

42 Rhizobium etli CFN 42 NC_007761.1 Alphaproteobacteria Rhizobiaceaea 61.05 -

43 Rhodobacter capsulatus SB 1003 NC_014034.1 Alphaproteobacteria Rhodobacteraceae 66.60 -

44 Rhodopirellula baltica SH 1 NC_005027.1 Planctomycetes Planctomycetaceae 55.40 -

45 Rhodopseudomonas palustris CGA009 NC_005296.1 Alphaproteobacteria Bradyrhizobiaceae 64.99 -

46 Salmonella enterica subsp. enterica serovar Typhimurium str. LT2 NC_003197.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 52.22 -

47 Serratia plymuthica 4Rx13 NC_021591.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 56.09 -

48 Shigella flexneri 2a str. 301 NC_004337.2 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 50.67 -

49 Shimwellia blattae DSM 4481 = NBRC 105725 NC_017910.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 56.60 -

50 Sinorhizobium meliloti 1021 NC_003078.1 (plasmid pSymB) Alphaproteobacteria Rhizobiaceaea 62.16 -

51 Spirochaeta thermophila DSM 6192 NC_014484.1 Spirochaetes Spirochaetaceae 61.90 -

52 Streptococcus pyogenes NZ131 NC_011375.1 Bacilli Streptococcaceae 38.60 -

53 Streptomyces sp. PAMC26508 NC_021055.1 Actinobacteria Streptomycetaceae 71.06 -

54 Taylorella equigenitalis 14/56 NC_021036.1 Betaproteobacteria Alcaligenaceae 37.50 -

55 Thermofilum pendens Hrk 5 NC_008698.1 Thermoprotei Thermofilaceae 57.68 -

56 Thermovirga lienii DSM 17291 NC_016148.1 Synergistetes Synergistaceae 47.10 -

57 Vibrio cholerae O1 str. 2010EL-1786 NC_016445.1 (chromosome 1) Gammaproteobacteria Vibrionaceae 47.49 -

58 Xanthomonas axonopodis pv. citri str. 306 NC_003919.1 Gammaproteobacteria Xanthomonodaceaea 64.74 -

59 Xenorhabdus bovienii SS2004 NC_013892.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 45.00 -

60 Yersinia pseudotuberculosis IP 32953 NC_006155.1 Gammaproteobacteria Enterobacteriaceae 47.19 -

*Жирным шрифтом выделены микроорганизмы с исследованным профилем распределения потенциальных сигналов транскрипции.

БЛАГОДАРНОСТИ

Выражаю искреннюю благодарность своему научному руководителю к.б.н Масулис Ирине Станиславовне за активное содействие в проведении исследований, всестороннюю поддержку и неоценимую профессиональную помощь на всех этапах проведенного диссертационного исследования; к.б.н. Тутукиной Марии Николаевне за постоянное внимание и ценные замечания по работе; к.б.н. Киселеву Сергею Сергеевичу за помощь при проведении компьютерного анализа потенцильных стартовых точек транскрипции оперона оррABCDF у Е.еоМ и микроорганизмов, выбранных для сравнительного анализа; д.б.н., проф. Озолинь Ольге Николаевне за всестороннюю помощь и ценные рекомендации на всех этапах диссертационного исследования, а также всем сотрудникам Лаборатории Функциональной геномики и клеточного стресса Института биофизики клетки РАН за создание благоприятной атмосферы для работы и моральную поддержку.