Система рестрикции-модификации BspACI из Bacillus psychrodurans AC: структура оперона и изучение свойств ДНК-метилтрансфераз тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Тарасова, Маргарита Владимировна

• Тарасова, Маргарита Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Тарасова, Маргарита Владимировна

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. СИСТЕМЫ РЕСТРИКЦИИ-МО ДИФИКАЦИ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ).

2.1. РАСПРОСТРАНЕНИЕ СИСТЕМ РЕСТРИКЦИИ-МОДИФИКАЦИИ В ПРИРОДЕ.

2.2. КЛАССИФИКАЦИЯ РМ СИСТЕМ.

2.2.1. РМ системы I типа.

2.2.2. РМ системы II типа.

2.2.3. Сайт-специфические никазы.

2.2.4. РМ системы III типа.

2.2.5. РМ системы IV типа.

2.3. РОЛЬ ФЕРМЕНТОВ РМ СИСТЕМ В БАКТЕРИАЛЬНЫХ КЛЕТКАХ.

2.4. ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗЫ.

2.4.1. Общая характеристика ДНК-метилтрансфераз.

2.4.2. Особенности первичной структуры и классификация ДНК-метилтрансфераз.

2.4.3. Вторичная и третичная структура ДНК-метилтрансфераз.

2.4.4. Метилирование одноцепочечных и неканонических субстратов.

2.4.6. Изменение специфичности ДНК-метилтрансфераз.

2.4.6. Кинетические свойства ДНК-метилтрансфераз.

2.5. ЭНДОНУКЛЕАЗЫ РЕСТРИКЦИИ.

2.5.1. Общая характеристика эндонуклеаз рестрикции.

2.5.2. Строение эндонуклеаз рестрикции.

2.5.3. Особенности эндонуклеаз рестрикции, узнающих палиндромные последовательности ДНК.

2.5.4. Особенности эндонуклеаз рестрикции, узнающих непалиндромные последовательности ДНК.

2.5.6. Механизм расщепления субстрата эндонуклеазами рестрикции.

- ' 3 2.5.7. Особенности специфичности эндонуклеаз рестрикции.

2.6. ОРГАНИЗАЦИЯ ГЕНОВ РМ СИСТЕМ.

2.7. РЕГУЛЯЦИЯ ЭКСПРЕССИИ ГЕНОВ РМ СИСТЕМ.

2.7.1. Регуляция экспрессии генов РМ систем ДНК-метилтрансферазами

2.7.2. Регуляция экспрессии генов РМ систем С-белками.

2.7.3. Другие способы регуляции экспрессии генов РМ систем.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1. МАТЕРИАЛЫ.

3.1.1. Реактивы.

3.1.2. Приборы.

3.2. МЕТОДЫ.

3.2.1. Выращивание штамма-продуцента.

3.2.2. Выделение эндонуклеазы рестрикции В$рАС1.

3.2.3. Определения оптимальных условий работы КВярАС!.

3.2.4. Определение специфичности эндонуклеазы рестрикции ВярАа.

3.2.5. Определение чувствительности Я.ВзрАС1 к метилированию сайта узнавания.

3.2.6. Клонирование генов ДНК-метилтрансфераз РМ системы ВярАа.

3.2.7. Клонирование и экспрессия гена ЬярАаМ!.

3.2.8. Выделение рекомбинантной М1 .ВярАС1.

3.2.9. Определение концентрации белков.

3.2.10. Определение оптимальных для работы ДНК-метилтрансфераз температуры, рН и концентрации солей МяС/ и КС1.

3.2.11. Определение метилируемого основания в сайте узнавания ДНК-мет илтрансфераз ВярА С1.

3.2.12. Определение стационарных кинетических параметров реакции метилирования ДНКметилтрансферазами ВБрАС!.

3.2.13. Клонирование и экспрессия гена ЪБрАС1М2.

3.2.14. Выделение рекомбинантной М2.ВзрАС1.

3.2.15. Определение нуклеотидной последовательности оперона ВярАС!

3.2.16. Другие методы.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. ОПИСАНИЕ ШТАММА-ПРОДУЦЕНТА ЭНДОНУКЛЕАЗЫ РЕСТРИКЦИИ BSPACI.

4.2. ХАРАКТЕРИСТИКА ЭНДОНУКЛЕАЗЫ РЕСТРИКЦИИ BSPACI.

4.2.1. Выделение эндонуклеазы рестрикции BspACI и определение оптимальных условий работы фермента.

4.2.2. Определение специфичности эндонуклеазы рестрикции BspACI.

4.2.3. Определение места гидролиза ДНК эндонуклеазой рестрикции BspACI.

4.2.4. Исследование чувствительности эндонуклеазы рестрикции BspACI к т5С-метилированию сайта узнавания.

4.3. КЛОНИРОВАНИЕ ГЕНОВ ДНК-МЕТИЛ ТРАНСФЕР A3 РМ СИСТЕМЫ BSPACI.

4.4. АНАЛИЗ ПЕРВИЧНОЙ СТРУКТУРЫ ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗ BSPACI.1.

4.5. СВОЙСТВА РЕКОМБИНАНТНОЙ ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗЫ Ml.BSPACI.

4.5.1. Получениерекомбинантной Ml.BspACL.

4.5.2. Определение оптимальных условий работы Ml.BspACL.

4.5.3. Определение основания, метилируемого Ml.BspACL.

4.5.4. Определение наличия неканонического метилирования.

4.5.5. Определение стационарных кинетических параметров реакции метилирования ДНК.

4.6. СВОЙСТВА РЕКОМБИНАНТНОЙ ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗЫ M2.BSPACI.

4.6.1. Субклонирование гена bspACM2.

4.6.2. Выделение М2. BspACI и определение оптимальных условий работы фермента.

4.6.3. Определение основания, метилируемого М2.BspACI.

4.6.4. Определение стационарных кинетических параметров реакции метилирования ДНК.

4.7. СРАВНЕНИЕ КАТАЛИТИЧЕСКИХ ПАРАМЕТРОВ РЕАКЦИИ МЕТИЛИРОВАНИЯ У РАЗЛИЧНЫХ ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗ.

4.8. ПРЕДПОЛОЖИТЕЛЬНАЯ ТРЕТИЧНАЯ СТРУКТУРА МТАЗ В8РАС

4.9. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПОЛНОЙ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТИ ОПЕРОНА РМ СИСТЕМЫ В8РАС1.

4.10. СТРУКТУРА И ПРЕДПОЛОЖИТЕЛЬНАЯ РЕГУЛЯЦИЯ ОПЕРОНА РМ СИСТЕМЫ В8РАС1.;.

4.11. ПРИМЕНЕНИЕ ПЛАЗМИДЫ РМВ8РАС1 ДЛЯ ПОИСКА НОВЫХ МЕТИЛЗАВИСИМЫХ САЙТ-СПЕЦИФИЧЕСКИХ ДНК-ЭНДОНУКЛЕАЗ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Система рестрикции-модификации BspACI из Bacillus psychrodurans AC: структура оперона и изучение свойств ДНК-метилтрансфераз»

Бактериальные системы рестрикции-модификации (РМ системы) состоят из ферментов двух типов: первые, эндонуклеазы рестрикции, (ЭР) проявляют рестрикционную (гидролитическую) активность, вторые, ДНК-метилтрансферазы (МТазы), — модифицирующую. ЭР узнают определенные короткие последовательности и расщепляют по ним чужеродную ДНК, в то время как МТазы метилируют одно из основаниний такого же сайта, защищая таким образом хозяйскую ДНК от гидролиза собственной ЭР. Большинство РМ систем имеют палиндромный сайт узнавания, т.е. узнаваемая последовательность ДНК имеет вращательную симметрию 2-го порядка. Изучение все большего числа ферментов РМ систем приводит к выводу, что роль данных белков в прокариотических клетках не ограничивается лишь защитной функцией, они играют важную роль в процессах межклеточного взаимодействия и репарации ДНК.

В связи с небольшим молекулярным весом, относительной простотой организации, высокой субстратной специфичностью, а также огромным разнообразием узнаваемых последовательностей, ферменты РМ систем являются привлекательными модельными объектами для изучения ДНК-белковых взаимодействий. С другой стороны, ЭР представляют собой незаменимые инструменты для различных манипуляций с ДНК во всех областях молекулярной биологии. На сегодняшний день границы использования ЭР значительно расширились и далеко выходят за рамки рутинного клонирования. Примеры использования различных ЭР можно найти в детекции полиморфизма ДНК [Chang et al., 2006; Chen et al., 2010], определения профиля CpG-метилирования [Zilberman and Henikoff, 2007; Гончар и др., 2010], анализа генной экспрессии в SAGE (serial analysis of gene expression) [Nielsen, 2008], при подготовке проб для высоко-эффективного секвенирования ДНК (high-throughput DNA sequencing) [Sorber et al., 2008].

Среди существующих РМ систем большой интерес представляют те из них, ферменты которых узнают непалиндромные последовательности ДНК. В этих системах содержится две или более МТаз, каждая из которых модифицирует свою цепь ДНК (встречаются и тандемные белки, состоящие из двух доменов, метилирующих «свою» цепь ДНК), а ЭР функционируют либо как мономеры, либо как гетеродимеры. Структурная организация таких РМ систем по сравнению с РМ системами, узнающими симметричные сайты, является заведомо более сложной. При этом, как строение «несимметричных» РМ систем, так и свойства составляющих их ферментов исследованы явно недостаточно. Вследствие этого актуальным представляется изучение, как структуры, так и свойств отдельных компонентов РМ систем с непалиндромными сайтами узнавания.

Целью данной работы явилось изучение системы рестрикции-модификации II типа BspACI из бактериального штамма Bacillus psychrodurans АС. В задачи настоящего исследования входило:

1. Установление субстратной специфичности и места расщепления ДНК новой ЭР BspACI.

2. Исследование чувствительности ЭР BspACI к ш5С-метилированию сайта узнавания на различных ДНК-субстратах.

3. Получение рекоминантной плазмиды, несущей ген(ы) МТазы(аз) BspACI. Клонирование гена(ов) МТазы(аз) в составе экспрессирующего(их) вектора(ов).

4. Выделение гомогенного(ых) препарата(ов) рекомбинантной(ых) МТазы(аз) BspACI и определение оптимальных условий функционирования фермента(ов).

5. Определение основания(ий), метилируемого МТазой(ами) BspACI.

6. Проведение сравнительного анализа кинетических параметров реакции(й) метилирования, катализируемой(ых) МТазой(азами) BspACI.

7. Определение организации оперона РМ системы BspACI.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Тарасова, Маргарита Владимировна

выводы

1. Выделена новая эндонуклеаза рестрикции II типа BspACI из Bacillus psychrodurans АС. BspACI узнает последовательность ДНК 5'-Cj,CGC-373'-GGCjG-5'.

2. Показано, что гидролиз ДНК эндонуклеазой рестрикции BspACI полностью блокируется при метилировании сайта узнавания по цитозину нижней цепи ДНК и первому цитозину верхней; частично блокируется при метилировании второго цитозина; в то время как при модификации третьего цитозина фермент расщепляет только нижнюю цепь.

3. Из геномной библиотеки Bacillus psychrodurans АС выделена рекомбинантная плазмида pMBspACI, содержащая гены двух ДНК-метилтрансфераз. Гены bspACIMl и bspACIM2 субклонированы в составе экспрессирующих векторов.

4. Выделены гомогенные препараты рекомбинантных ДНК-метилтрансфераз BspACI и определены оптимальные условия функционирования ферментов: температура 30°С (Ml.BspACI), 37°С (M2.BspÄCI); pH 8,0; отсутствие солей NaCl и KCl в реакционной среде. Установлено, что Ml .BspACI и M2.BspACI модифицируют ДНК с образованием 5'-(m5C)CGC-3' и 5'-G(m5C)GG-3', соответственно.

5. Проведено сравнительное изучение кинетических параметров реакций, катализируемых ДНК-метилтрансферазами РМ системы BspACI. Константы Михаэлиса для ДНК фага X оказались равными 0,053 ± 0,007 и 0,35 ± 0,09 мкМ, каталитические константы - 0,095 ± 0,002 мин*1 и 0,5 ± 0,03 мин"1 для M1.BspACI и М2.BspACI, соответственно.

6. Методом прогулки по хромосоме определена полная последовательность ОРТ 3, расположенной после генов ДНК-метилтрансфераз. Масс-спектральный анализ гомогенного препарата нативной эндонуклеазы рестрикции BspACI показал ее идентичность аминокислотной последовательности ОРТ 3.

7. Определена организация всего оперона системы рестрикции-модификации BspACI, включающего три гена, расположенных однонаправлено в порядке: bspA CIM2-bspA CIMl-bspA CIR.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Предметом настоящего исследования явилась новая система рестрикции-модификации BspACI из бактериального штамма Bacillus psychrodurans АС. В ходе работы была охарактеризована эндонуклеаза рестрикции, узнающая непалиндромную последовательность ДНК 5'-CCGC-3'. Благодаря асимметричному сайту узнавания образующих ее ферментов, данная РМ система интересна своей относительно усложненной структурой, что распростаняется как на структуру отдельных ферментов и их генов, так и оперона в целом.

Детальное изучение чувствительности эндонуклеазы рестрикции BspACI к наличию гп5С-метилированию сайта узнавания показало уникальный характер ее поведения: в зависимости от С5-метилированных оснований фермент либо блокируется, либо проявляет никазную, либо рестриктазную активности. Данная информация является ценной не только в применении к использованию данной эндонуклеазы рестрикции при работе с т5С-метилированной ДНК, но также в качестве звена в создании общей картины функционирования эндонуклеаз рестрикции, как ДНК-связывающих белков. Кроме того, в данной работе гены двух ДНК-метилтрансфераз системы рестрикции-модификации BspACI были клонированы и экспрессированы в клетках E.coli, после чего были изучены биохимические и кинетические свойства рекомбинантных ферментов. С учетом полученных экспериментальных данных, было показано, что константа Михаэлиса для протяженных ДНК у ферментов, узнающих палиндромные и непалиндромные последовательности различаются более чем на порядок, что может отражать различающуюся степень сродства к ДНК-субстрату у ДНК-метилтрансфераз различных подтипов.

Интересными представляются результаты, полученные при анализе нуклеотидной и аминокислотной последовательностей второй ДНК-метилтрансфразы BspACI. Имея на своем N-конце домен, гомологичный Хгерегуляторам транскрипции, данная ДНК-метилтрансфераза, скорее всего, принимает участие в регуляции транскрипции собственного гена. Из всех извесных на сегодняшний день ДНК-метилтрансфераз, узнающих непалидромную последовательность нуклеотидов, М2.В8рАС1 — единственный фермент, обладающий подобным доменом. Различное строение трех регулонов РМ систем, узнающих последовательность 5'-СССС-3' может свидетельствовать о большом промежутке времени, прошедшим с момента расхождения данных сцепленных генов, в течение которого совершились наблюдаемые хромосомные перестройки.

Данная работа проводилась в рамках проекта Федеральной целевой программы «Исследования и разработки по приоритетным направлениям развития научно-технологического комплекса России на 2007-2012 годы» по теме: «Разработка способов получения высокоэффективных продуцентов метилзависимых сайт-специфических ДНК-эндонуклеаз, способных расщеплять СО-метилированную ДНК человека, для нужд эпигенетической диагностики онкозаболеваний» (гос. контракт на выполнение научно-исследовательских работ № 16.512.11.2167).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Тарасова, Маргарита Владимировна, 2011 год

1. Абдурашитов М.А., Беличенко O.A., Шевченко A.B., Дегтярев С.Х. 1996. N.BstSE — сайт-специфическая никаза из Bacillus stearothermophilus SE-589. Молекулярная биология. 30, 1261-1267.

2. Белавин П.А., Дедков B.C., Дегтярев С.Х. 1988. Метод определения эндонуклеаз рестрикции в колониях бактерий. Прикладная биохимия и микробиология, 24, 121-124.

3. Железная Л.А., Качалова Г.С., Артюх Р.И., Юнусова А.К., Перевязова Т.А., Матвиенко Н.И. 2009. Никующие эндонуклеазы. Успехи биологической химии, 49, 107-128.

4. Гончар Д.А., Акишев А.Г., Дегтярев С.Х. 2010. Bis- и GlaI-ПЦР анализ -новый метод исследования метилированных участков ДНК. Вестник биотехнологии и физико-химической биологии. 6, 5-12.

5. Громова Е.С. и Хорошаев A.B. 2003. Прокариотические ДНК-метилтрансферазы: структура и механизм взаимодействия с ДНК. Молекулярная биология, 37, 300-314.

6. Дедков В. С. 2004. Определение содержания G+C в ДНК бактерий при помощи эндонуклеаз рестрикции. Биотехнология. 4, 77-82.

7. Дедков В. С., Дегтярев С. X. 1992. Определение эндонуклеаз рестрикции в колониях микроорганизмов Streptomyces и Nocardia. Прикл. биохимия и микробиология. 28, 309—313

8. Зернов Ю. П. Абдурашитов М.А., Дегтярев С.Х. 2005. Использование рестрикционного анализа амплифицированного гена 16S РНК для идентификации микроорганизмов на примере бактериальных продуцентов термолабильной щелочной фосфатазы. Биотехнология. 6, 3-11.

9. Краткий определитель бактерий Берги. Под ред. Дж. Хоулта. М., 1980.

10. Нагорных М.О., Богданова Е.С., Проценко A.C., Захарова М,В„ Солонин A.C., Северинов К.В. 2008. Регуляция экспрессии генов систем рестрикции-моификации второго типа. Генетика, 44, 606-615.

11. Руководство к практическим занятиям по микробиологии. Под ред. Н. С. Егорова. М., 1995.

12. Чернухин В:А., Кузнецов В.В., Гончар Д.А., Каширина Ю.Г., Нетесова H.A., Дегтярев С.Х. 2010. Субстратная специфичность и биохимические свойства ДНК-метилтрансферазы BstF5I-3 из системы рестрикции-модификации BstF5I. Биохимия. 75, 78-87.

13. Чернухин В.А., Seggewiss J., Каширина Ю.Г., Гончар Д.А., Дегтярев С.Х. 2009. Рекомбинантная ДНК-метилтрансфераза M2.BstSEI из никазно-метилазной системы NM.BstSEI: получение и свойства. Молекуляр. биология. 43,10-18.

14. Щелкунов С.Н. 1994. Генетическая инженерия: Учеб. пособие в 2 ч. Ч. 1.

15. Новосибирск: Изд-во Новосиб. ун-та. 1-304: 23: Янулайтис А. 1989. Ферменты рестрикции модификации и их применение. Итоги науки и техники. Биотехнология. ВИНИТИ. 17, 1-203.

16. Advani S., Mishra P., Dubey S., Thakur S. 2010. Categoric prediction of metal ion mechanisms in the active sites of 17 select type II restriction endonucleases. Biochem. Biophys. Res. Commun. 402, 177-179.

17. Aelst K., Tóth J., Ramanathan S.P., Schwarz F.W., Seidel R., and Szczelkun M.D. 2010. Type III restriction enzymes cleave DNA by long-range interactionbetween sites in both head-to-head and tail-to-tail inverted repeat. PNAS. 107, 9123-9128.

18. Anton,B.P., Heiter,D.F., Benner,J.S., Hess,E.J., Greenough,L., Moran,L.S., Slatko,B.E. and Brooks,J.E. 1997. Cloning and characterization of the Bglll restriction-modification system reveals a possible evolutionary footprint. Gene, 187,19-27.

19. Armalyte, E., Bujnicki, J.M., Gledriene, J., Gasiunas, J., Lubys, A. 2005. Mval269I: a monomeric type IIS restriction endonuclease from Micrococcus varians with two EcoRI- and Fokl-like catalytic domains. J Biol Chem., 280, 41584-41594.

20. Bair, C.L., Black L.W. 2007. A Type IV modification dependent restriction nuclease that targets glucosylaled hydroxymethyl cytosine modified DNAs. J Mol Biol., 366, 768-778.

21. Bandaru B., Gopal J., Bhagwat A.S. 1996. Overproduction of DNA cytosine methyltransferases causes methylation and C —> T mutations at non-canonical sites. J. Biol. Chem., 271, 7851-7859.

22. Barbeyron T, Kean K and Forterre P. 1984. DNA adenine methylation of GATC sequences appeared recently in the Escherichia coli lineage. J Bacteriol; 160, 586-590.

23. Beletskaya I.V., Zakharova M.V., Shlyapnikov M.G. et al. 2000. DNA methylation at the CfrBI site is involved in expression control in the CfrBI restriction-modification system. Nucl. Acids Res., 28, 3817-3822.

24. Bellamy,S.R., Milsom,S.E., Scott,D.J., Daniels,L.E., Wilson, G.G. and Halford,S.E. 2005. Cleavage of individual DNA strands by the different subunits of the heterodimeric restriction endonuclease BbvCI. J. Mol. Biol., 348, 641-653.

25. Besnier, C.E. and Kong,H. 2001. Converting Mlyl endonuclease into a nicking enzyme by changing its oligomerization state. EMBO Rep., 2, 782-786.

26. Bhattacharya S.K., Dubey A.K. 1999. Kinetic mechanism of cytosine DNA methyltransferase Mspl. J. Biol. Chem. 274, 14743-14749.

27. Bogdanova, E., Djordjevic, M., Papapanagiotou, I. et al. 2008. Transcription regulation of type II restriction-modification system Ahdl. Nucleic Acids Res. 36, 1429-1442.

28. Bogdanova, E., Zakharova M., Streeter S., Taylor J., Heyduk T., Kneale G, Severinov K. 2009. Transcription regulation of restriction-modification system Espl396I. Nucl. Acids Res. 37, 3354-3366.

29. Brassard, S., Paquet, H. and Roy, P.H. 1995. A transposon-like sequence adjacent to the AccI restriction-modification operon. Gene, 157, 69-72.

30. Bujnicki JM. 2000. Homology modelling of the DNA 5mC methyltransferase M.BssHII. is permutation of functional subdomains common to all subfamilies of DNA methyltransferases? Int. J. Biol. Macromol, 27, 195-204.

31. Bujnicki, J.M. 2002., Sequence permutations in the molecular evolution of DNA methyltransferases. BMC Evol. Biol., 2:3.

32. Bujnicki JM and Radlinska M. 1999. Molecular evolution of DNA-(cytosine-N4) methyltransferases: evidence for their polyphyletic origin. Nucleic Acids Res, 27, 4501-4509.

33. Bujnicki JM, Radlinska M. 2001. Cloning and characterization of M.LmoA118I, a novel DNA:m4C methyltransferase from the Listeria monocytogenes phage All8, a close homolog of M.NgoMXV. Ada Microbiol. Pol,, 50,151-156.

34. Bujnicki,J.M., Radlinska,M. and Rychlewski,L. 2001. Polyphyletic evolution of type II restriction enzymes revisited: two independent sources of second-hand folds revealed. Trends Biochem. Sci. 26, 9—11.

35. Bujnicki,J.M. and Rychlewski,L. 2001. Grouping together highly diverged PD-(D/E)XK nucleases and identification of novel superfamily members using structure-guided alignment of sequence profiles. J. Mol. Microbiol. Biotechnol., 3, 69-72.

36. Butler D. and Fitzgerald G.F. 2001. Transcriptional analysis and regulation of expression of the ScrFI restriction-modification system of Lactococcus lactis subs, cremoris UC503. J. Bacteriol. 183, 4668-4673.

37. Carvin C.D., Parr R.D., Kladde M.P. 2003. Site-selective in vivo targeting of cytosine-5 DNA methylatuin by zink-finger proteins. Nucl. Acids Res., 31, 64936501.

38. Cerritelli S., Springhorn S.S., Lacks S.A. 1989. DpnA, a methylase for singlestrand DNA in the DpnII restriction system, and its biological function. Proc. Natl. Acad. Sci., 86, 9223-9227.

39. Chahar« S, Elsawy H, Ragozin S, Jeltsch A. 2010. Changing the DNA recognition specificity- of the EcoDam DNA-(adenine-N6)-methyltransferase by directed evolution. J Mol Biol., 395, 79-88.

40. Chan S., Opitz L., Higgins L., O'loane D., Xu S. 2010. Cofactor requirement of HpyAV restriction endonuclaese. PLoS ONE. 5, e9071.

41. Chan S., Stoddard B.L., Xu S. 2011. Natural and engineered nicking endonucleases from cleavage mechanism to engineering of strand-specificity. Nucl. Acids Res., 39,1-18.

42. Chang,H.W., Yang,C.H., Chang,P.L., Cheng,Y.H. and Chuang,L.Y. 2006. SNP-RFLPing: restriction enzyme mining for SNPs in genomes. BMC Genomics, 7, 30.

43. Chen K., Roberts G.A., Stephanou A.S., Cooper L.P., White J.H., Dryden D.T.F. 2010. Fusion of GFP to the M.EcoKI DNA methyltransferase produces anew probe of Type I DNA restriction and modification enzymes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 398, 254-259.

44. Chen J, Zhang J, Yang H, Fu F, Chen G. 2010. A strategy for development of electrochemical DNA biosensor based on site-specific DNA cleavage of restriction endonuclease. Biosens Bioelectron, 26, 144-8

45. Cheng X. 1995. Structure and function of DNA methyltransferases. Annu Rev Biophys Biomol Struct, 24, 293-318.

46. Cheng X, Roberts RJ. 2001. AdoMet-dependent methylation, DNA methyltransferases and base flipping. Nucl. Acids Res., 29, 3784-3795.

47. Christensen-L.L., Josephsen J. 2004. The methyltransferase from the LlaDII restriction-modification system influences the level of expression of its own gene. J. Bacteriol., 186,'287-295.

48. Cohen H.M., Tawfik D:S., Griffiths A.D. 2002. Promiscuous methylation of non-canonical DNA sites by HaeIII methyltransferase. Nucl. Acids Res., 30, 38803885.

49. Davies, G. P., Martin, L., Sturrock, S. S., Cronshaw, A., Murray,N. E. & Dryden, D. T. 1999. On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes. J Mol Biol 290, 565-579.

50. Dempsey,R.M., Carroll,D., Kong,HI, Higgins,L., Keane,C.T. and Coleman,D.C. 2005. Sau42I, a Bcgl-like restriction-modification system encoded by the Staphylococcus aureus quadruple-converting phage Phi42. Microbiol., 151, 1301-1311.

51. Dryden, D. T. F., Murray, N. E. and Rao, D. N. 2001. Nucleosidetriphosphate-dependent restriction enzymes. Nucleic Acids Res. 29, 3728-3741.

52. Dubey A.K., Roberts R.J. 1992. Sequence specific DNA binding by the Mspl DNA methyltransferase. Nucl. Acids Res. 20, 3167-3173.

53. Edelh och, H. 1967. Spectroscopic determination of tryptophan and tyrosine in proteins. Biochemistry. 6, 1948-1954.

54. Fauman EB, Blumenthal RM, Cheng X. 1999. Structure and evolution of AdoMet-dependent MTases. In S-Adenosylmethionine-dependent methyltransferases: structures and functions, 1-38.

55. Fraser C.M., Gocayne J.D., White O., Adams M.D., Clayton R.A. et al. 1995. The minimal gene complement of Mycoplasma genitalium. Science, 270, 397-403.

56. Friedrich T., Fatemi M., Gowhar H., Leismann O., Jeltsch A. 2000 Specificity of DNA binding and methylation by the M.Fokl DNA methyltransferase. Biochem. Biophys. Acta. 1480, 145-159.

57. Fuller-Pace, F.V. and Murray, N.E. 1986. Two DNA recognition domains of the specificity polypeptides of a family of type I restriction enzymes. Proc. Natl Acad. Set USA, 83, 9367-9372.

58. Furuta Y., Abe K., Kobayashi I. 2010. Genome comparison and context analysis reveals putative mobile forms of restriction-modification systems and related rearrangements. Nucl. Acids Res., 38, 2428-2443.

59. Galburt E.A., Stoddart B.L. 2002. Catalytic mechanisms of restriction and homing endonucleases. Biochemistry. 41, 13851-13860.

60. Gill, S.C., von Hippel, P.H. 1989. Calculation of protein extinction coefficients from amino acid sequence data. Anal Biochem. 182, 319-326.

61. Gong W., O'Gara M., Blumenthal R.M., Cheng X. 1997. Structure of Pvull DNA-(cytosine N4) methyltransferase, an example of domain permutation and protein fold assignment. Nucleic Acids Res. 25, 2702-2715.

62. Gopal J., Yebra M.J., Bhagwat A.S. 1994. DsaV methyltransferase and its isoshizomers contein a conserved segment that is similar to segment in Hhal methyltransferase that is in contact with DNA bases. Nucl. Acids Res. 22, 44824488.

63. Guan,S., Blanchard A., Zhang P., Zhu Z. 2010. Alteration of sequence specificity of the type IIS restriction endonuclease Btsl. PLoS ONE. 5, ell787.

64. Guan,C. and Kumar,S. 2005. A single catalytic domain of the junction-resolving enzyme T7 endonuclease I is a non-specific nicking endonuclease. Nucleic Acids Res., 33, 6225-6234.

65. Heitman J., Model P. 1987. Site-specific methylases induce the SOS DNA repair response in Escherichia coli. J. Bacteriol., 169, 3243-3250.

66. Hennecke F., Kolmar H., Brudl K., Fritz H.J. 1991. The vsr gene product of E. coli K-12 is a strand- and sequence-specific DNA mismatch endonuclease. Nature, 353, 776-778.

67. Herman J.G., Modrich P. 1982. Escherichia coli dam methylase. Physical and catalytic properties of the homogeneous enzyme. J. Biol. Chem., 257, 2605-2612.

68. Himmelreich R., Hilbert H., Plagens H., Pirkl E., Li B.C., Herrmann R. et al. 1996. Complete sequence analysis of the genome- of the bacterium Mycoplasma pneumoniae. Nucleic Acids Res., 24, 4420-4449.

69. Ishikawa,K., Handa,N. and Kobayashi,I. 2009. Cleavage of a model DNA replication fork by a Type I restriction endonuclease. Nucleic Acids Res., 37, 3531-3544.

70. Ives,C.L., Sohail,A. and Brooks,J.E. 1995. The regulatory C proteins from different restriction-modification systems can cross-complement. J. Bacteriol., 177, 6313-6315.

71. Jeltsch A.J. 1999. Circular permutations in the molecular evolution of DNA methyltransferases. Mol Evol., 49, 161-164.

72. Jeltsch A. 2002. Beyond Watson and Crick: DNA methylation and molecular enzymology of DNA methyltransferases. ChemBioChem, 3, 274 -293.

73. Jeltsch A., Friedrich T., Roth M. 1998. Kinetics of methylation and binding of DNA by the EcoRV adenine-N6 methytransferase. J. Mol. Biol. 275, 747-758.

74. Jeltsch,A., Kroger,M. and Pingoud,A. 1995. Evidence for an evolutionary relationship among type II. restriction endonucleases. Gene, 160, 7-16.

75. Karyagina A.S., Lunin V.G., Levtchenko I.Ya., Labbe D., Brousseau R., Lau P.C., Nikolskaya I.I. 1995. The SsoII and NlaX DNA methyltransferases: overproduction and functional analysis. Gene. 157, 93-96.

76. Karyagina A., Shilov I., Tashlitskii V. et al. 1997. Specific binding of SsoII DNA methyltransferase to its promoter region provides the regulation of SsoII restriction-modification gene expression. Nucl. Acids Res. 25, 2114-2120.

77. Kaszubska W., Webb H.K., Gumport R.I. 1992. Purification and characterization of the M.ifarl DNA methyltransferase from Escherichia coli. Gene. 118, 5-11.

78. Kelleher J. and Raleigh E.A. 1991. A normal activity in Escherichia coli K12 that directs restriction of DNA modified at CG dinucleotides. J. Bacteriol. 173, 5220-5223.

79. Kerr A.L., Jeon Y.J., Svenson Ch. J., Rogers P.L., Neilan B.A. 2011. DNA restriction-modification systems in the ethanologen, Zymomonas mobilis ZM4 Appl Microbiol Biothechnol. 89, 761-769.

80. Klimasauskas S., Kumar S., Roberts RJ. and Cheng X. 1994. Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell. 76, 357-369.

81. Knowle, D., Lintner, R., Tourna, Y.M., and Blumenthal, R.M. 2005. Nature of promoter activated by C. PvuII, an unusual regulatory protein conserved among restrictionmodification systems. J Bacteriol 187, 488-497.

82. Kobayashi I. 2001. Behavior of restriction-modification systems as selfish mobile elements and their impact on genome evolution. Nucleic Acid Research. 29, 3742-3756.

83. Kong, H., Lin, L.-F., Porter, N., Stickel, S., Byrd, D., Posfai, J. &Roberts, R. J. 2000. Functional analysis of putative restriction-modification system genes in the Helicobacter pylori J99 genome. Nucleic. Acids Res. 28, 3216-3223.

84. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S.M. 1995a. Phage T4 DNA N6-adeninej-methyltransferase. Overexpression, purification, and characterization. J. Biol. Chem. 270, 14389-14393.

85. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. 1995b. Function of Pro-185 in the ProCys of conserved motif IV in the EcoRII cytosine-C5.-DNA methyltransferase. FEBS Lett. 370, 75-77.

86. Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. 1997. Comparative studies of the phage T2 and T4 DNA (N6- adenine)methyltransferases: amino acid changes that affect catalytic activity. J. Bacteriol. 179, 3239-3243.

87. Kriukiene, E. 2006. Domain organization and metal ion requirement of the Type IIS restriction endonuclease Mnll. FEBS Lett. 580, 6115-6122.

88. Kulakauskas, S., Lubys, A. & Ehrlich, S. D. 1995. DNA restriction-modification systems mediate plasmid maintenance. J. Bacteriol. 177, 3451-3454.

89. Kumar S, Cheng X, Klimasauskas S, Mi S, Posfai J, Roberts RJ and Wilson GG. 1994. The DNA (cytosine-5) methy transferases. Nucleic Acids Res. 22, 1-10.

90. Lagunavicius, A., Sasnauskas, G., Halford, S.E. and Siksnys, V. 2003. The metal-independent type IIS restriction enzyme Bfil is a dimer that binds two DNA sites but has only one catalytic centre. J. Mol. Biol. 326,1051—1064.

91. Lee K.F., Liaw Y., and Shaw P.C. 1996. Overproduction, purification and characterization of M.EcoHK31I, a bacterial methyltransferase with two polypeptides. Biochem. J., 314, 321-326.

92. Li F., Papworth M., Minczuk M., Rohde C., Zhang Y., Ragozin S., Jeltsch A. 2007. Chimeric DNA methyltransferases target DNA methylation to specific DNA sequences and repress expression of target genes. Nucl. Acids Res., 35, 100-112.

93. Lin, L.F., Posfai, J., Roberts, R.J. and Kong, H.M. 2001. Comparativegenomics of the restriction-modification systems in Helicobacter pylori. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 98, 2740-2745.

94. Lindstrom W.M., Flynn J., Reich N.O. 2000. Reconciling structure and function in Hhal DNA cytosine-C-5 methyltransferase. J. Biol. Chem. 275, 49124919.

95. Liu G., Ou H-Y, Wang T., Li L., Tan H., Zhou X., Rajakumar K., Deng Z., He X. 2010. Cleavage of Phosphorothioated DNA and Methylated DNA by the Type IV Restriction Endonuclease ScoMcrA. Plos Genetics, 6,1-13.

96. Lubys A., Menkevictus S., Timinskas A. et al. 1994. Cloning and analysis of transcriptional control for genes encoding the Cfr9I restriction-modification system. Gene, 141, 85-89.

97. Lukacs C.M. and Aggarwal A.K. 2001. Bglll and Muni: what a difference a base makes. Curr. Opin. Struct. Biol. 11,14-18.

98. Madhusoodanan U.K. and Rao D.N. 2010 Diversity of DNA methyltransferases that recognize asymmetric target sequences. Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology, 45,125-145.

99. Madsen A. and Josephsen J. 1998. Cloning and characterization of the lactococcal plasmid-encoded type II restriction/modification system, LlaDII. Appl. Environ. Microbiol 64, 2424-2431.

100. Malone T., Blumenthal R.M., Cheng X. 1995. Structure, guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyl-transferases and suggests a catalytic mechanism for these enzymes. J. Mol. Biol. 253, 618-632.

101. Marshall, J.J.T., Halford S.E. The type IIB restriction endonucleases. 2010. Biochemical Society Transactions. 38, part 2, 410-416.

102. McClelland, S.E. and Szczelkun, M.D. 2004. The type I and III restriction endonucleases: structural elements in the molecular motors that process DNA. Nucleic Acids Mol. Biol. 14, 111-135.

103. McGeehan J.E., Streeter S.D., Papapanagiotou I., Fox G.C., Kneale G.G. 2005. High-resolution crystal structure of the restriction-modification controller protein C.Ahdl from Aeromonas hydrophila. J. Mol. Biol. 346, 689-701.

104. McNamara A.R., Hurd P.J., Smith A.E.F., Ford K.G. 2002. Characterisation of site-biased DNA methyltransferases: specificity, affinity and subsite relationships. Nucl. Acids Res., 30, 3818-3830.

105. Meisel A., Mackeldanz P., Bickle T.A., Kruger D.H:, Schroeder C. 1995. Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. EMBOJ. 14, 2958-2966.

106. Merkiene E., Vilkaitis G., Klimasauskas S. 1998. A pair of single-strand and double-strand DNA cytosine-N4 methyltransferases from Bacillus centrosporus. Biol. Chem., 379, 569-571.

107. Miyazono,K., Watanabe,M., Kosinski,J., Ishikawa,K., Kamo,M., Sawasaki,T., Nagata,K., Bujnicki,J.M., Endo,Y., Tanokura,M. et al. 2007. Novel protein fold discovered in the PabI family of restriction enzymes. Nucleic Acids Res., 35,19081918.

108. Miner Z., Hattman S. 1988. Molecular cloning, sequencing, and mapping of the bacteriophage T2 dam gene. J. Bacteriol. 170, 5177-5184.

109. Morgan R.D., Bhatia T.K., Lovasco L, Davis T.B. 2008. Mmel: a minimal Type II restriction-modification system that only modifies one DNA strand for host protection. Nucl. Acids Res. 36, 6558-6570.

110. Morgan R.D., Dwinell E.A., Bhatia T.K., Lang E.M., Luyten Y.A. 2009. The Mmel family: type II restriction-modification enzymes that employ single-strand modification for host protection. Nucl. Acids Res. 37, 5208-5221.

111. Morgan RD, Luyten YA. 2009. Rational engineering of type II restriction endonuclease DNA binding and cleavage specificity. Nucl. Acids Res. 37, 52225233.

112. Murray N.E. 2000. Type I restriction systems. Sophisticated molecular machines (a legacy of Bertani and Weigle). Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64. p. 412s

113. Murray, N.E. 2002. Immigration control of DNA in bacteria: self versus non-self. Microbiology 148, 3-20

114. Murray I.A., Stickel S.K., Roberts R.J. 2010. Sequence-specific cleavage of RNA by Type II restriction enzymes. Nucleic Acids Res. 38, 8257-8268.

115. Mruk I. and Blumenthal R. M. 2008 Real-time kinetics of restriction-modification gene expression after entry into a new host cell Nucleic Acids Res. 36, 2581-93

116. Mruk I. and Blumenthal R. M. 2009. Tuning the relative affinities for activating and repressing operators of a temporally regulated restriction-modification system. Nucleic Acids Research, 37, 983-998.

117. Neidle S., Neidle S. 1994. DNA structure and recognition. IRL Press, New York.

118. Nielsen, K.L. 2008. DeepSAGE: higher sensitivity and multiplexing of samples using a simpler experimental protocol. Methods Mol. Biol., 387, 81-94.

119. Niv, M.Y., Ripoll,D.R., Vila,J .A., Liwo,A., Vanamee,E.S., Aggarwal,A.K., Weinstein,H. and Scheraga,H.A. 2007. Topology of Type II REases revisited; structural classes and the common conserved core. Nucleic Acids Res., 35, 2227— 2237.

120. Nobusato,A., Uchiyama,I., Ohashi,S. and Kobayashi,I. 2000. Insertion with long target duplication: a mechanism for gene mobility suggested from comparison of two related bacterial genomes. Gene, 259, 99-108.

121. O'Driscoll J., Fitzerald G.F., van Sinderen D. 2005. A dichotomous epigenetic mechanism governs expression of the LlaJI restriction/modification system. Mol. Microbiol, 57,1532-1544.

122. O'Sullivan,D.J. and Klaenhammer,T.R. 1998. Control of expression of Liai restriction in Lactococcus lactis. Mol. Microbiol., 27, 1009-1020.

123. Palmer B.R., Marinus M.G. 1994. The dam and dcm strains of Escherichia coli. Gene, 143,1-12.

124. Pingoud A., Jeltsch A. 2001. Structure and function of type II restriction endonucleases. Nucleic Acids Res. 29, 3705-3727.

125. Pingoud A., Fuxreiter M., Pingoud V., Wende W. 2005. Type II restriction endonucleases: structure and mechanism. Cell. Mol. Life Sci. 62, 685-707.

126. Polisson C. and Morgan R. 1990. Acil, a unic restriction endonuclease from Arthrobacter citreus which recognizes 5' CCGC 3'. Nucl. Acid Res. 18, 5911.

127. Radlinska M, Bujnicki JM. 2001. Cloning of enterohemorrhagic Escherichia coli phage VT-2 Dam methyltransferase. Ada Microbiol. Pol., 50, 157-163.

128. Ramalingam R., Prasad R., Shivapriya R., Dharmalingam K. 1992. Molecular cloning and sequencing of mcrA locus and identification of McrA protein in Escherichia coli. J. Biosci. 17, 217-232.

129. Ramanathan S. P., Aelst K., Sears A., Peakman L.J., Diffin F.M., Szczelkun M.D. and Seidel R. 2009:'Type III restriction enzymes communicate in ID without looping between their target sites PNAS. 106, 1748-1753.

130. Rao, D.N., Saha. S., Krishnamurthy, V. 2000. The ATP dependent restriction enzymes. Prog. Nucleic Acid Research Mol. Biol. 64,1-63.

131. Reddy Y.V., Rao D.N. 2000. Binding of £coP15I DNA methyltransferase to DNA reveals a large structural distortion within thie recognition sequence. J. Mol. Biol., 298, 597-610.

132. Reich N.O., Olsen C., Osti F., Murphy J. 1992. In vitro specificity of EcoRl DNA methyltransferase. J. Biol. Chem., 267, 15802-15807.

133. Rimseliene R, Maneliene Z, Lubys A, Janulaitis A. 2003. Engineering of restriction endonucleases: using methylation activity of the bifunctional endonuclease Eco57I to select the mutant with a novel sequence specificity. J Mol Biol. 327, 383-391.

134. Roberts R.J., Belfort M., Bestor T. et al. 2003. A nomenclature for restriction enzymes, DNA-methyltransferases, homing endonucleases and their genes. Nucleic Acids Res. 31, 1805-1812.

135. Roberts, R.J. 2005. How restriction enzymes became the workhorses of molecular biology. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 102, 5905-5908.

136. Roberts,R.J., Vincze,T., Posfai,J. and Macelis,D. 2005. REBASE restriction enzymes and DNA methyltransferases. Nucleic Acids Res., 33, D230-D232.

137. Roberts, R.J., Vincze, T., Posfai, J. and Macelis, D. 2007. REBASE: enzymes and genes for DNA restriction and modification. Nucleic Acids Res. 35, D269-D270.

138. Roberts R.J., Vincze T., Posfai J. Macelis D. 2010. REBASE a database for DNA restriction and modification: enzymes, genes and genomes. Nucl. Acids Res. 38, D234-D236.

139. Ryazanova AY, Kubareva EA, Grman I, Lavrova NV, Ryazanova EM, Oretskaya TS, Hianik T. 2011. The study of the interaction of (cytosine-5)-DNA methyltransferase SsoII with DNA by acoustic method. Analyst. 136, 1227-1233.

140. Sambrook J., Fritsch E.F. and Maniatis T. 1989. 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York.

141. Samuelson J.C., Zhu Z., Xu S.Y. 2004. The isolation of strand-specific nicking endonucleases from a randomized Sapl expression library. Nucleic Acids Res., 32, 3661-3671.

142. Sanders, K.L., Catto, L.E., Bellamy, S.R. and Halford, S.E. 2009. Targeting individual subunits of the Fokl restriction endonuclease to specific DNA strands. Nucleic Acids Res., 37, 2105-2115.

143. Saravanan,M., Bujnicki,J.M., Cymerman,I.A., Rao,D.N. and Nagaraja,V. 2004. Type II restriction endonuclease R.Kpnl is a member of the HNH nuclease superfamily. Nucleic Acids Res., 32, 6129-6135.

144. Saravanan, M., Vasu, K., Kanakaraj, R., Rao, D.N. and Nagaraja, V. (2007) R.Kpnl, an HNH superfamily REase, exhibits differential discrimination at noncanonical sequences in the presence of Ca2+ and Mg2+. Nucleic Acids Res. 35, 2777-2786.

145. Sasnauskas,G., Connolly,B.A., Halford,S.E. and Siksnys,V. 2007. Site-specific DNA. transesterification catalyzed by a restriction enzyme. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 104, 2115-2120.

146. Sawaya, M.R., Zhu, Z., Mersha, F. et al. 2005. Crystal structure of the restriction modification system control element C.Bcll and mapping of its binding site. Structure. 13,1837-1847.

147. Sears A., Peakman L.J., Wilson G.G., Szczelkun M.D. 2005. Characterization of the Type III' restriction endonuclease Pstll from Providencia stuartii. Nucleic Acids Res. 33, 4775-4787.

148. Semenova E., Minakhin L., Bogdanova E. et al. 2005. Trancriptional regulation of the EcoRV restriction-modification system. Nucl. Acids Res., 33, 6942-6951. ■

149. Shevchenko A., Tomas H., Havlis J., Olsen J.V., Mann M. 2006. In-gel digestion for mass spectrometric characterization of proteins and proteomes. Nature protocols. 1, 2856-2860.

150. Shields S.L., Burbank D.E., Grabherr R., Van Etten J.L. 1990. Cloning and sequencing the cytosine methyltransferase gene M.CviJI from Chlorella virus IL-3A. Virology. 176, 16-24.

151. Siebert P.D., Chenchik A., Kellogg D.E., Lukyanov K.A., Lukyanov S.A. 1995. An improved PCR method for walking in uncloned genomic DNA. Nucl. Acids Res. 23, 1087-1088.

152. Som S. and Friedman S. 1994. Regulation of EcoRII methyltransferase: Effect of mutations on gene expression and in vitro binding to the promoter region. Nucl. Acids Res. 22, 5347-5353.

153. Som S. and Friedman S. 1997. Characterization of the intergenic region which regulates the Mspl restriction-modification system. J. Bacteriol. 179, 964-967.

154. Sorber,K., Chiu,C., Webster,D., Dimon,M., Ruby,J.G., Hekele,A. and DeRisi,J.L. 2008. The long march: a sample preparation technique that enhances contig length and coverage by high-throughput short-read sequencing. PLoS One, 3, e3495.

155. Sorokin V., Severinov K.,Gelfand M.S. 2009. Systematic prediction of control proteins and their DNA binding sites. Nucleic Acids Research, 37, 441-451.

156. Stefan C., Xia Y., Van Etten J.L. 1991. Molecular cloning and characterization of the gene encoding the adenine methyltransferase M.CviRI from Chlorella virus XZ-6E. Nucleic Acids Res. 19, 307-311.

157. Stewart F.J., Panne D., Bickle T.A. and Raleigh E.A. 2000. Methyl-specific DNA binding by McrBC, a modification-dependent restriction enzyme. J. Mol. Biol. 298, 611-622.

158. Stier I., Kiss A. 2010. The type II restriction endonuclease Mval has dual specificity. Nucl. Acids Res. 38, 8231-8238.

159. Sturrock, S.S and Dryden, D.T.F. 1997. A prediction of the amino acids and structures involved in DNA recognition by the type I DNA restriction and modification enzymes. Nucl. Acids Res. 25, 3408-3414.

160. Szczelkun M.D., Connolly B.A. 1995. Sequence-specific binding of DNA by the EcoRV restriction and modification enzymes with nucleic acid and cofactor analogues. Biochemistry, 34,10724-10733.

161. Tao T., Bourne J.C., Blumenthal R.M. 1991. A family of regulatory genes associated with type II restriction- modification systems. J. Bacteriol. 173, 13671375.

162. Taylor J.E., Callow Ph., Swiderska a., Kneale G.G. 2010. Structural and functional analysis of the engineered type I dna methyltransferase EcoR124Int j Mol. Biol. 398, 391-399.

163. Timar E., Groma G., Kiss A., Venetianer P. 2004. Changing the recognition specificity of a DNA-methyltransferase by in vitro evolution. Nucl. Acids Res., 32, 3898-3903.

164. Tock M.R. and Dryden D.T.F. 2005. The biology of restriction and antirestriction. Current Opinion in Microbiology. 8. 466-472.

165. Too, P.H., Zhu,Z., Chan,S.H. and Xu,S.Y. 2010. Engineering Nt.BtsCI and Nb.BlsCI nicking enzymes and applications in generating long overhangs. Nucleic Acids Res., 38, 1294-1303.

166. Van Etten J.L., Xia Y., Burbank D.E. 1989. Viruses infecting a eukaryotic green alga are a new source of DNA methyltransferases and DNA, site-specific endonucleases. J. Cell Biochem. Suppl. 0, 199.

167. Vasu K., Saravanan M., Rajendra B.V., Nagaradja V. 2010. Generation of a manganese specific restriction endonuclease with nicking activity. Biochem. 49, 8425-8433.

168. Vilkaitis G., Dong A., Weinhold E., Cheng X., Klimasauskas S. 2000. Functional roles of the conserved threonine 250 in the target recognition domain of Hhal DNA methyltrasferase. J.Biol. Chem., 275, 38722-38730.

169. Vilkaitis G., Merkiene E., Serva S., Weinhold E., Klimasauskas S. 2001. The mechanism of DNA cytosine-5 methylation. Kinetic and mutational dissectional of Hhal methytransferase. J. Biol. Chem. 276, 20924-20934.

170. Wah, D.A., Bitinaite, J., Schildkraut, I. and Aggarwal, A.K. 1998. Structure of Fokl has implications for DNA cleavage. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 95, 1056410569.

171. Wang, H., McConnell, D. J., and O'Mahony, D. J. 1990. An efficient temperature-inducible vector incorporating the T7 gene 10 translation initiation leader region. Nucl. Acids Res., 18,1070.

172. Wang L., Chen S., Xu T., Taghizadeh K., Wishnok J.S., Zhou X., You D., Deng Z., Dedon P.C. 2007. Phosphorothioation of DNA in bacteria by dud genes. Nat Chem Biol. 3, 709-710.

173. Wilson, G.G. and Murray, N.E. 1991. Restriction and modification systems. Annu. Rev. Genet. 25, 585-627.

174. Wilson G.G. 1991. Organization of restriction-modification systems. Nucl. Acids Res., 19, 2539-2566.

175. Wion D., Casadeus J. 2006. N6-methyl-adenine: an epigenetic signal for DNAprotein interactions. Nat Rev Microbiol., 4, 183-192.

176. Woodbury C.P., Jr., Downey R.L., von Hippel P.H. 1980. DNA site recognition and overmethylation by the EcoRl methylase. J. Biol. Chem., 255, 11526-11533.

177. Wu J.C., Santi D.V. 1987. Kinetic and catalytic mechanism of Hhal methyltransferase. J. Biol. Chem. 262, 4778-4786.

178. Xu Q.S., Kucera R.B., Roberts R.J., Guo H.C. 2004. An asymmetric complex of restriction endonuclease Mspl on its palindromic DNA recognition site. Structure, 12,1741-1747.

179. Xu T., Yao F., Zhou X., Deng Z. and You D. 2010. A novel host-specific restriction system associated with DNA backbone S-modification in Salmonella. Nucl. Acids Res. 38, 7133-7141.

180. Xu,Y., Lunnen,K.D. and Kong,H. 2001. Engineering a nicking endonuclease N.AlwI by domain swapping. Proc. Natl Acad. Sei. USA. 98, 12990-12995.

181. Zhang B., Tao T., Wilson G.G., Blumenthal R.M. 1993. The M.AluI DNA-(cytosine C5)-methyltransferase has an unusually large, partially dispensable^ variable region. Nucl. Acids Res. 21, 905-11.

182. Zhang Y., Nelson M., Nietfeldt J., Xia Y., Burbank D., Ropp S., Van Elten J.L. 1998. Chlorella virus NY-2A encodes at least 12 DNA endonuclease/methyltransferase genes. Virology. 240, 366-375

183. Zheleznaya L.A., Kachalova G.S., Artyukh R.I., Yunusova A.K., Perevyazova T.A., Matvienko. 2009. Nicking Endonucleases. Biochemistry (Moscow). 74, 1457-1466.

184. Zhu Z., Samuelson J.C., Zhou J., Dore A., Xu S-Y. 2004. Engineering strand-specific DNA nicking enzymes from the type IIS restriction endonucleases Bsal, BsmBI, and BsmAI. J. Mol. Biol. 337, 573-583.

185. Zilberman,D. and Henikoff,S. 2007. Genome-wide analysis of DNA methylation patterns. Development, 134, 3959-3965.