Характеристика ферментов системы рестрикции-модификации Eco29kl и их бифункционального гибридного варианта тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Мокрищева, Марина Леонидовна

• Мокрищева, Марина Леонидовна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Мокрищева, Марина Леонидовна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Основные понятия о системах рестрикции-модификации

1.2. Номенклатура ферментов СРМ

1.3. Классификация СРМ

1.3.1. Системы рестрикции-модификации типа

1.3.2. Системы рестрикции-модификации типа II

1.3.3. Системы рестрикции-модификации типа III

1.3.4. Системы рестрикции-модификации типа IV

1.4. Классификация ДНК-метилтрансфераз

1.4.1. Структура ДНК-метилтрансфераз

1.4.1.1. Структура большого домена ДНК-метилтрансфераз

1.4.1.2. Структура малого домена ДНК-метилтрансфераз

1.4.1.3. Ас1оМе1-связывающий сайт ДНК-метилтрансфераз

1.4.2. Связывание и узнавание ДНК

1.5. Каталитические механизмы ДНК-метилтрансфераз

1.5.1. Каталитический механизм С5-цитозиновых ДНК-метилтрансфераз

1.5.2. Каталитический механизм экзоциклических ДНК-метилтрансфераз

1.6. Разнообразие кинетических механизмов ДНК-метилтрансфераз

1.7. Выпетливание основания-мишени ДНК-метилтрансферазами

1.8. Требования ДНК-метилтрансфераз к ионам металлов

1.9. Система рестрикции-модификации Есо29к

1.10. Пространственная структура эндонуклеазы Я. Есо29к

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Материалы

2.1.1. Штаммы бактерий, бактериофагов и плазмидные вектора

2.1.2. Материалы, реактивы и ферменты

2.2. Методы исследования

2.2.1. Общие, широко используемые методы

2.2.2. Определение нуклеотидной последовательности ДНК

2.2.3. Конструирование плазмид и рекомбинантных штаммов

2.2.4. Получение бактериальной массы и экспрессия генов рекомбинантных белков

2.2.5. Выделение и очистка рекомбинантных белков

2.2.5.1. Очистка эндонуклеазы рестрикции 6№з-11.Есо29к1 в нативных условиях

2.2.5.2. Очистка эндонуклеазы рестрикции 6№8-11.Есо29к1 в денатурирующих условиях (восстановление из телец включения)

2.2.5.3. Очистка ДНК-метилтрансферазы 6Шз-М.Есо29к

2.2.5.4. Очистка гибридного белка 6Н1з-1Ш.Есо29к

2.2.6. Тестирование эндонуклеазной активности ферментов 11.Есо29к1, 6Шз-11.Есо29к1 и 6Н1з-11М.Есо29к

2.2.7. Определение оптимумов ферментативных реакций Я.Есо29к1, 6Н1з-Я.Есо29к1 и 6№8-1Ш.Есо29к

2.2.8. Тестирование метилтрансферазной активности ферментов

6Шз-М.Есо29к1 и 6№8-11М.Есо29к

2.2.9. Определение сайта метилирования метилтрансферазы 6His-M.Eco29kI

2.2.10. Кинетические исследования ферментативной активности 6№з-М.Есо29к

2.2.10.1. Зависимость начальных скоростей реакций М.Есо29к1 от ДНК и АёоМй

2.2.10.2. Ингибирование ферментативной активности 6Н15-М.Есо29к1 субстратами

2.2.10.3. Предварительная инкубация фермента с субстратами

2.2.10.4. Метод разделения изотопов

2.2.11. Анализ влияния АбоМег на эндонуклеазную активность 6Н1з-ЯМ.Есо29к

2.2.12. Анализ ограничения роста бактериофага А. системой рестрикции-модификации ЯМ.Есо29к1 методом «спот-теста»

2.2.13. Измерение концентрации белка

2.2.14. Измерение 3Н-меченых препаратов 54 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Изучение свойств эндонуклеазы рестрикции 6№5-11.Есо29к

3.1.1. Конструирование штамма с повышенным синтезом эндонуклеазы 6Н1з-Я.Есо29к

3.1.2. Очистка эндонуклеазы 6№8-11.Есо29к1 в нативных условиях

3.1.3. Очистка эндонуклеазы 6Н1з-Я.Есо29к1 в денатурирующих условиях

3.1.4. Сравнение биохимических свойств нативного белка 11.Есо29к1 и его бИэ-производного

3.2. Изучение свойств ДНК-метилтрансферазы 6Н1з-М.Есо29к

3.2.1. Конструирование штамма с повышенным синтезом ДНК-метилтрансферазы 6Н1з-М.Есо29к1 и очистка белка

3.2.2. Биохимическая характеристика ДНК-метилтрансферазы 6№з-М.Есо29к и определение сайта метилирования

3.2.3. Влияние концентрации субстратов, ДНК и AdoMet, на начальные скорости реакции ДНК-метилтрансферазы 6His-M.Eco29kI

3.2.4. Порядок связывания субстратов ДНК-метилтрансферазой 6His-M.Eco29kI 64 3.3. Конструирование бифункционального гибридного белка, несущего эндонуклеазную и метилтрансферазную активности СРМ Eco29kI, и изучение его свойств

3.3.1. Конструирование штамма с повышенным синтезом бифункционального фермента RM.Eco29kI и очистка гибридного белка

3.3.2. Тестирование эндонуклеазной активности гибридного белка 6His-RM.Eco29kI

3.3.3. Тестирование метилтрансферазной активности гибридного белка 6His-RM.Eco29kI

3.3.4. Характеристика функциональной активности гибридной

СРМ RM.Eco29kI in vivo

3.3.5. Характеристика функциональной активности гибридного белка RM.Eco29kI in vitro

3.3.6. Номенклатура нового гибридного фермента RM.Eco29kI

3.3.7. Роль слияния генов в эволюции систем рестрикции-модификации

3.3.8. Применение искусственного слияния генов для получения эндонуклеаз с новыми специфичностями

ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Характеристика ферментов системы рестрикции-модификации Eco29kl и их бифункционального гибридного варианта»

Системы рестрикции-модификации (СРМ) широко распространены среди различных микроорганизмов и составляют до 1% их генома. Бактериальные СРМ обычно состоят из двух ферментов, конкурирующих за одну и ту же ДНК-мишень: эндонуклеазы рестрикции (ЭР), узнающей и расщепляющей специфические последовательности ДНК, и ДНК-метилтрансферазы (МТ), метилирующей по определенным положениям ту же последовательность. Тем самым МТ защищает хозяйскую ДНК от расщепления соответствующей эндонуклеазой. СРМ служат защитным механизмом от проникновения в клетку чужеродной ДНК, ограничивая горизонтальный перенос генов и, таким образом, обеспечивают поддержание целостности генома микроорганизмов и способствуют увеличению разнообразия их видов.

Обнаружение эндонуклеаз рестрикции и ДНК-метилтрансфераз открыло новую эру в молекулярной биологии благодаря развитию технологии рекомбинантных ДНК. Большинство описанных к настоящему времени СРМ относится к типу II. Это связано, главным образом, с преимущественным распространением их в природе по сравнению с системами других типов, а также обусловлено целенаправленностью поиска в связи с их практическим применением в генной инженерии и молекулярной медицине. ЭР и МТ служат идеальными модельными объектами для изучения взаимодействий белок - ДНК и эволюционных взаимосвязей среди различных групп ферментов. Белки СРМ являются объектами исследования структурной биологии. К настоящему времени с помощью рентгеноструктурного анализа охарактеризованы пространственные структуры 37 эндонуклеаз и 8 ДНК-метилтрансфераз типа II.

Ферментативный перенос метильной группы на определенные нуклеотиды в молекуле ДНК является самой распространенной формой биологической модификации ДНК. Эта реакция катализируется МТ путем переноса метальных групп с кофактора Б-аденозил-Ь-метионина (АёоМе^ на ДНК с образованием продуктов реакции, метилированной ДНК и Б-аденозил-Ь-гомоцистеина (АёоНсу). Метилирование ДНК является важнейшим способом передачи наследственной информации, не закодированной в нуклеотидной последовательности ДНК. В микроорганизмах метилирование ДНК играет важную роль в контроле репликации ДНК, репарации, транскрипции, контроле клеточного цикла, а также бактериальной вирулентности. Распознавание своей и чужеродной ДНК ассоциировано с СРМ, функционирующими в качестве механизмов защиты от бактериофаговой инфекции.

У эукариот метилирование ДНК связано с такими биологическими процессами, как регуляция экспрессии генов, контроль эмбрионального развития, геномный импринтинг, инактивация Х-хромосомы и стабильность генома. Уровень эпигенетического метилирования ДНК является важным фактором в патогенезе различных заболеваний человека. Учитывая высокую степень гомологии аминокислотных последовательностей прокариотических и эукариотических МТ, использование бактериальных ферментов в качестве модельных объектов представляется важным для изучения механизмов и роли метилирования у млекопитающих.

Объектом исследований данной работы является СРМ типа II Есо29к1. Ферменты этой системы специфически узнают палиндромную последовательность 5'-ССОСОО-3\ Изучение биохимических свойств, механизмов действия ферментов СРМ и возможности образования на ее основе слитого бифункционального белка важно для понимания эволюции СРМ, функционирования клетки или отдельно взятой генетической системы.

Цели и задачи исследования: Целью данной работы является характеристика ферментов СРМ Есо29к1, конструирование бифункционального гибридного белка, несущего эндонуклеазную и метилтрансферазную активности в одном полипептиде, и сравнительный анализ гибридного белка с его нативными предшественниками.

Для достижения поставленной цели последовательно решались следующие задачи:

1. Сконструировать штаммы с увеличенным синтезом ЭР и МТ Есо29к1;

2. Получить высокоактивные гомогенные препараты белков и определить оптимальные условия каталитических реакций;

3. Локализовать метилируемый цитозин в сайте узнавания Есо29к1;

4. Определить кинетический механизм МТ Есо29к1;

5. Сконструировать бифункциональный гибридный белок КМ.Есо29к1, несущий нуклеазную и метилтрансферазную активности в одном полипептиде, и определить его функциональные активности.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Мокрищева, Марина Леонидовна

выводы

1. Разработаны методы очистки гомогенных препаратов ДНК-метилтрансферазы М.Есо29к1 и эндонуклеазы рестрикции 11.Есо29к1, из растворимой и нерастворимой фракций;

2. Установлены основные биохимические константы ДНК-метилтрансферазы М.Есо29к1: константа Михаэлиса по ДНК, КтША = 0.55 мкМ; константа Михаэлиса по Ас1оМе1:, КтА(1оМе' =1.1 мкМ; константа катализа, кса1 = 0.047 сек"1;

3. Определен кинетический механизм ДНК-метилтрансферазы М.Есо29к1: упорядоченный би-би механизм с использованием Ас1оМе1 в качестве первого субстрата;

4. Локализован метилируемый цитозин в сайте узнавания М.Есо29к1: ССл,еОСОО;

5. Получен и охарактеризован бифункциональный гибридный фермент КМ.Есо29к1: оптимумы его эндонуклеазной активности отличаются от исходного фермента 11.Есо29к1, а удельная нуклеазная активность снижена в три раза.

БЛАГОДАРНОСТИ

Выражаю глубокую благодарность своему научному руководителю зав. лабораторией «Молекулярной микробиологии» к.б.н. Александру Сергеевичу Солонину за помощь, понимание, конструктивные замечания и мудрое руководство при выполнении данной работы. Особую благодарность выражаю к.б.н. Дмитрию Валериевичу Никитину за переданный опыт, неординарные идеи, постоянную помощь в написании диссертационной работы, терпение и неоценимый вклад в данную работу. Глубоко признательна к.б.н. Марине Викторовне Захаровой за консультации, ценные советы и способность находить простое в сложном. Выражаю благодарность всем сотрудникам нашей лаборатории за поддержку и помощь, оказанную мне в процессе выполнения экспериментов. Благодарю проф. Е.С. Громову и к.х.н. H.A. Черепанову за предоставленную возможность и помощь в проведение некоторых экспериментов при химическом факультете МГУ. Я признательна оппонентам и рецензентам за критические замечания и обсуждение работы. Искренне благодарю своих друзей за внимание, соучастие, ценные советы и эффективное стимулирование к завершению данной работы. Огромную благодарность выражаю моему мужу за постоянную поддержку и помощь, терпение и понимание. Особую благодарность выражаю моим родным за многолетнюю моральную поддержку, сопереживание, бесконечную веру и любовь.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Мокрищева, Марина Леонидовна, 2011 год

1. Зайцев E.H., Зайцева Е.М., Бакланова И.В., Горелов В.Н., Кузьмин Н.П., Крюков В.М., Ланцов В.А. (1986) Клонирование и секвенирование гена гесА из штамма Pseudomonas aeruginosa. Генетика. 22. 2721-2727.

2. Adams G.M., Blumenthal R.M. (1997) The PvuII DNA (cytosine-N4)-methyltransferase comprises two trypsin-defined domains, each of which binds a molecule of S-adenosyl-L-methionine. Biochemistry. 36, 8284-8292.

3. Ahmad I., Rao D.N. (1996) Chemistry and biology of DNA methyltransferases. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 31, 361-380.

4. Alexandrov K. Simon 1. Yurchenko V., Iakovenko A., Rostkova E., Scheidig A.J., Goody R.S. (1999) Characterization of the ternary complex between Rab7, REP-1 and Rab geranylgeranvl transferase. Eur J Biochem, 265, 160-170.

5. Arber W., Waulers-Willems D. (197.0) Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. XII. The two restriction and modification systems of strain 15T". Mol. Gen. Genet., 108, 203-217.

6. Beifort M. Roberts R.J. (1997) Homing endonncleases: keeping the house in order. Nucleic Acids Res., 25, 3379-3388.

7. Berge 'Г., Ei I is D.J., Dry den D.T., Edwardson J.M., Henderson R.M. (2000) Translocation-lndependent Dimerization of the EcoKl Endonuclease Visualized by Atomic Force Microscopy. Biophysical .Journal, 79, 479-484.

8. Bertani G.; Wciglc J.J. (1953) Most-controlled variation in bacterial viruses. J.Bacteriol., 65, 113-121.

9. Bhattacharya S.; Dubey A. (1999) Kinetic mechanism of cytosine DNA methyltransferase Mspl,J. Biol Chan., 214, 14743-14749.

10. Bheemanaik S., Sistla S., Krishnamurthy V., Arathi S., Desirazu N.R. (2010) Kinetics of Methylation by EcoPlI DNA Methyl transferase. Enzyme Res., 302731.

11. Bheemanaik S., Chandrashekaran S., Nagaraja V., Rao D.N. (2003) Kinetic and catalytic properties of dimeric Kpnl DNA methyltransferase. J. Biol. Chem., IIS, 7863-7874

12. Bheemanaik S. Rcddy Y.V. Rao D.N. (2006) Structure, function and mechanism of exocyclic DNA methyltransferases. Biochemical .Journal, 399, 177-190.

13. Biclcle T.A., Krüger D.H. (1993) Biology of DNA restriction. Microbiological Reviews, 57, 434-450.

14. Biclcle T.A. (1982) The ATP depended restriction endonucleases. In: Linn S.M. and Roberts R.J. (Eds.) Nucleases. Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York, 85-108.

15. Biclcle T.A. (1993) Restriction endonuclcases. In: Linn S.M., Lloyd R.S. and Roberts R.J. (Eds) Nucleases. Cold Spring Harbor Laboratory Press: New York, 89-109.

16. Bist P., Rao D.N. (2003) Identification and mutational analysis of Mg2+ binding site in EcoPl 51 DNA methyltransferase. .1 Biol Chem , 278, 41837-41848.

17. Bist P., Sistla S.; Krishnanuirth)' V., Acharya A., Chandrakala B., Rao D.N. (2001) Sr aclenosyl-Lmethionine is required for DNA cleavage by type III restriction enzymes. J. Mol. Biol., 310, 93-109.

18. Bourniquel A.A., Bickle T.A. (2002) Complex restriction enzymes: NTP-driven molecular motors. Biochimic, 84, ! 047-1059.

19. Bradford M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem., 72, 248-254.

20. Bujnicki J.N4. (2002) Sequence permutations in the molecular evolution of DNA mclhyltransferascs. BMC Evol Biol. 2, 3.

21. Bujnicki J.M , Radlinska M. (1999) Molecular evolution of DNA-(cytosine-N4) mcthyltransferascs: evidence for their polyphyletic origin. Nucleic Acids Res., 27, 4501.

22. Bujnicki J.M. (2001) Understanding the evolution of restriction-modification systems: Clues from sequence and structure comparisons. Acta Biochim Pol., 4, 935-967.

23. Bujnicki J.M., Rychlcwski L. (2001) Grouping together highly diverged PD-(D/E)XK nucleases and identification of novel superfamily members using structure-guided alignment of sequence profiles./ Mol Microbiol Biotechnol., 3, 69-72.

24. Bujnicki J.M. Radlinska M , Rychlewski L. (2001) Polyphyletic evolution of type II restriction enzymes revisited: two independent sources of second-hand folds revealed. Trends Biochem Sei., 26. 9-11.

25. Cal S., Connolly B.A. (1996) The EcoRV modification methylase causes considerable bending of DNA upon binding to its recognition sequence GATATC. J. Biol. Chem., 271, 1008-1015.

26. Cerritelli S., Springhorn S.S., Lacks S.A. (1989) DpnA, a methylase for single-strand DNA in the Dpn li restriction system, and its biological function. Proc. Natl Acad. Sci.1. US.A., 86, 9223-0227.

27. Cesnaviciene E., Petrusiyte M., Kazlauskiene R., Maneliene Z., Timinskas A., Lubys A., Janulaitis A. (2001) Characterization of Alol, a Restriction-modification System of a New Type. J Mo! Biol, 314, 205-2 ! 6.

28. Cesnaviciene. E. Petrusyte M. ICazlauskiene R. et al. (2001) Characterization of Alol, a restriction-modification system of a new type./ Mol. Biol., 314, 205-216.

29. Cheng X. (1995) Structure and ¡'unction of DNA methyltransferases. Annu. Rev. Biophys. Biomol Sfruci. 24, 293-318.

30. Cheng X., Kumar S.; Posfai .L Pdugrath J.W., Roberts R.J. (1993) Crystal structure of the I-Ihal DNA mcthyltransferase complexed with S-adenosyl-L-methionine. Cell, 74, 299.

31. Cheng X., Roberts R.J. (2001) AdoMet-dependent methylation, DNA methyltransferases and base flipping. Nucleic Acids Res . 29, 3784-3795.

32. Crampton N 5 Rocs S. Dryclcn D.T. Rao D.N., Edwardson J.M., Henderson R.M. (2007 a) DNA looping and translocation provide an optimal cleavage mechanism for the type 111 restriction enzymes. EMBO.J. 26, 3815-3825.

33. Daniel A.S. Fuller-Pace F:.V.; Lcgge D.M., Murray N.E. (1988) Distribution and diversity of hsd genes in Escherichia coli and other enteric bacteria. J. Bacteriol., 170, 1775-1782.

34. Dcnjmukhametov M.; Bre\nov M. Zakharova M., Repyk A., Solonin A., Petrauskene O. Gromova E. (I99S) The EcllSkl restriction-modification system: cloning, expression, properties of the purified enz\ mcb FEBS Lett., 433, 233-236.

35. DreierMacWilliams P., Dickie T.A. (1996) DNA cleavage by the type IC restriction-modification enzyme EcoR 12411./ Mol Biol, 264, 722-733.

36. Dryden D.T. (1999) S-Adenosylmethionine-dependent Methyltransferases: Structures and Functions. In: Cheng X., Blumenthal R.M. (Eds) World Scientific Publishing. Singapore. 283.

37. Dryden D.T., EcUvardson J., Henderson R. (2011) DNA translocation by type III restriction enzymes: a comparison of currcnt models of their operation derived from ensemble and single-moleculc measurements. Nucleic Acids Res., 39, 4525-4531.

38. Dryden D.T., Murray N.E., Rao D.N. (2001) Nucleoside triphosphate-dependent restriction enzymes. Nucleic Acids Res., 29, 3728-3741.

39. Dryden D.T. Cooper L.P. Thorpe P.H., Byron 0. (1997) The in vitro assembly of the EcoIvl type I DNA restriction/modification enzyme and its in vivo implications. Biochemistry, 36, 1065-1076.

40. Dubey A.K. Bhattacharya S.K. (1997) Angle and locus of the bend induced by the msp I DNA methyltranslcra.se in a scquence-spccific complex with DNA. Nucleic Acids Res., 25, 2025-2029.

41. Ellis D.J. Dryden D.T., Bergc T., Edwardson J.M., Henderson R. (1999) Directobservation of DNA translocation and cleavage by the EcoKl endonuclease using atomic force microscopy, h'cit. Struct Biol., 6, 15-7.

42. Estabrook R.A. Reich N.O. (2006) Observing an induced-fit mechanism during sequence-specific DNA methylation. J. Biol. Chau, 281,37205-37214.

43. Faumann E.B. Blumenthal R.M., Cheng X. (1999) S-adenosylmethioninedependent methyltransferases: structures and functions, in: Cheng X., Blumenthal R.M. (Eds). World Scientific Publishing. Singapore. 1.

44. Fiandt M., Hraedecna Z., Lozeron H., Szybalski W. (1971) The Bacteriophage Lambda. Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York. 366.

45. Fricdrich T.; Roth M., Hclm-Kruse S. Jeltsch A. (1998) Functional mapping of the FcoRV DNA methyitransferase by random mutagenesis and screening for catalytically inactive mutants. Biol Chem, 379, 475-480.

46. Fukuda E.; Kaminska K H.; Bujnicki J.M., Kobayashi I. (2008) Cell death upon epigenetic genome methylation: a novel function of methyl-specific deoxyribonucleases. Genome Biol. 9. 163

47. Fuller-Pace F.V., Bullas L.R., Delias H., Murray N.E. (1984) Genetic recombination can generate altered restriction specificity. Proc. Nail. Acad. Sei. U.S.A., 81, 6095-6099.

48. Furmanek B., Sektas M., Wons E.; Kaczorowski Ï. (2007) Molecular characterization of the DNA methyltransfcrase Ml.Ncul from Neisseria cuniculi ATCC 14688. Research in Microbiology, 158, 164-174.

49. Furmanek-Blaszk B., Boratvnski R., Zolcinska N., Sektas M. (2009) Ml.Mboll and M2.Mboll type IIS mcthyllransferases:differcnt specificities, the same target. Microbiology, 155, 1111-1121.

50. Garcia R.A., Buslamanle C.J., Reich N.O. (1996) Sequence-specific recognition of cylosine C5 and adenine N6 DNA methyltransferases requires different deformations of DNA. Proc. Nail. Acad. Sei U.SA , 93, 7618-7622.

51. Gast F.U., Brinkmann T. Pieper U., Kruger T. Noyer-Weidner M., Pingoud A. (1997) The recognition of methylated DNA by the GTP-dependent restriction endonuclease McrBC resides in the N-tcrminal domain ofMcrB. Biol. Chem., 378, 975-982.

52. Gerasimaite R., Merkiene E., Klimasauskas S. (2011) Direct observation of cytosine Hipping and eovalent catalysis in a DNA methyltransferase. Nucleic Acids Res., 39, 3771-3780.

53. Gerasimaite R., Merkiené E.: Klimasauskas S. (2011) Direct observation of cytosine Hipping and eovalent catalysis in a DNA methyltransferase. Nucleic Acids Res., 39,3771-3780.

54. Cioedecke K., Pignot M., Goody R.S., Scheidig A.J., Weinhold E. (2001) Structure of the N6-adeninc DNA methyltransferase M.Taql in complex with DNA and a cofactor analog. No! Siruci Biol, 8, 121-125.

55. Gong W., O'Gara M., Blumenthal R.M., Cheng X. (1997) Structure of PvuII DNA-(cytosinc N4)-methyltranslerase, an example of domain permutation and protein fold assignment. Nucleic Acids Res., 25, 2702-2715.

56. Gorbalenya A.E., Koonin E.V. (1991) Endonuclease (R) subunits of type-I and type-Ill restriction-modification enzymes contain a helicase-like domain. FEBS Lett., 291, 277281.

57. Gowher H., Jeltsch A. (2000) Molecular enzymology of the EcoRV DNA-(adenine-N6) methyltransferase: kinetics of DNA binding and bending, kinetic mechanism and linear diffusion of the enzyme on DNA. J Mol Bio!., 303, 93-110.

58. Gubler M., Braguglia D.; Meyer J., Piekarowicz A., Bickle T.A. (1992) Recombination of constant and variable modules alters DNA sequence recognition by type IC restriction-modification enzymes. EMBO J ,1 1. 233-240.

59. Guyot J.B., Grassi J., I-lahn U., Guschlbauer W. (1993) The role of the preserved sequences of Dam methylasc. Nucleic Acids Res., 21, 3183-3190.

60. Hadi S.M., Bachi B., lida S., Bickle T.A. (1983) DNA restriction-modification enzymes of phage PI and plasmid pl5B. Subunit functions and structural homologies. J. Mol. Biol., 165, 19-34.

61. Ho D K., Wu J.C., Santi D.V., Floss, H.G. (1991) Stereochemical studies of the C-mcthy lation of deoxycytidine catalyzed by H ha I methylase and the N-methylation of dcoxyadenosine catalyzed by EcoRI mclhylase. Arch. Biochem. Biophys. 284, 264-269.

62. Janscak P., Bickle T.A. (1998) The DNA récognition subunit of the type IB restriction-modi fication enzyme Eco M tolerates circulai permutions of its polypeptide chain. J. Mol Biol. 284, 937-948.

63. Janscak P., Dryden D.T., Firman !v. (1998) Analysis of the subunit assembly of the typcIC restriction-modification enzyme /rcoR124l. Nucleic Acids Res., 26, 4439-4445.

64. Jellsch A. (2001) The cvtosine N4-methyltransierase M.PvuII also modifies adenine residues. Biol. Chem., 382, 707-710.

65. JelEsch A., Christ F., Fatemi M., Roth M. (1999) On the substrate specificity of DNA methyltransferases. adenine-N6 DNA methyltransferases also modify cytosine residues at position N4. J. Biol. Chem., 274, 19538-19544.

66. Jcltsch A. Friedrich T., Roth M. (1998) Kinetics of methylation and binding of DNA by the EcoRV adenine-N6 methyltranslerasc. J. Mol Biol., 275, 747-758.

67. Kaczorowski T., Sektas M., Skowron P, Podhajska A.J. (1999) The Fokl methyltransfera.se from Flavobaclerium okcanokoi/es: purification and characterization of the enzyme and its truncated derivatives. Applied Biochem Biotech., 13, 1-15.

68. Kannan 1', Cowan G.M., Daniel A.S. Gann A.A. Murray N.E. (1989) Conservation of organization in the specificity polypeptides of two families of type I restriction enzymes. ,/. Mol Biol., 209, 335-344.

69. Kelleher .I.E., Raleigh E.A. (1991) A novel activity in Escherichia coli K-12 that directs restriction of DNA modified a! CG dinucleotides. J. Bacieriol., 173, 5220-23.

70. Kesslcr C.; Manta V. (1990) Specificity of restriction endonucleases and DNA modification methyltransferases a review (Edition 3). Gene, 92, 221-248.

71. Kim Y.5 Grable J.C., Love R.; Green P.I., Rosenberg J.M. (1990) Refinement of EcoRI cndonuclcase crystal structure: A rc\ iseel protein chain tracing. Science, 249, 1307-1309.

72. Kiss A. Posfai G., Zsurka G., Rasko T.; Venelianer P. (2001) Role of DNA minor groove interactions in substrate recognition by the M.Sinl and M.EcoRII DNA-(cytosine-5)-mcihyltransfcrases. Nucleic . Icids Res., 29. 3 1 88-3194.

73. Klimasauskas S., Kumar S., Roberts R.J., Cheng X. (1994) Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell, 76, 357-369.

74. Klimasauskas S., Roberts R.J. (1995) M.Hhal binds tightly to substrates containing mismatches at the target base. Nucleic Acids Res., 23, 1388-1395.

75. Kobayashi I., Nobusato A., Kobayashi-Takahashi N., Uchiyama I. (1999) Shaping the genome-restriction-modification systems as mobile genetic elements. Curr. Opin. Genet. Dev., 9, 649-656.

76. Kong H., Morgan R.D., Maunus R.E, Schildkraut I. (1993) A unique restriction endonuclease, Bcgl, from Bacillus coagulans. Nucleic Acids Res., 21, 987-991.

77. Kong H., Smith C.L. (1997) Substrate DNA and cofactor regulate the activities of a multi-functional restriction-modification enzyme, Bcgl. Nucleic Acids Res., 25, 36873692.

78. Krissinel E., Henrick K. (2007). Inference of macromolecular assemblies from crystalline state. J. Mol. Biol., 372, 774-797.

79. Kruger D.H., Kupper D., Meisel A., Reuter M., Schroeder C. (1995) The significance of distance and orientation of restriction endonuclease recognition sites in viral DNA genomes. FEMS Microbiol. Rev. 17, 177-184.

80. Kumar S., Cheng X., Pflugrath J.W., Roberts R.J. (1992) Purification, crystallization, and preliminary X-ray diffraction analysis of an M.Hhal-AdoMet complex. Biochemistry, 31, 8648-8653.

81. Kumar S., Cheng X., Klimasauskas S., Mi S., Posfai J., Roberts R.J., Wilson G.G. (1994) The DNA (cytosine-5) methyltransferases. Nucleic Acids Res., 22, 1-10.

82. Laemmli U. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.

83. Lau E.Y., Bruice T.C. (1999) Active site dynamics of the Hhal methyltransferase: insights from computer simulation. J. Mol. Biol., 293, 9-18.

84. Liebert K., Hermann A., Schlickenrieder M., Jeltsch A. (2004) Stopped-flow and mutational analysis of base flipping by the Escherichia coli Dam DNA-(adenine-N6)-methyltransferase. J. Mol. Biol., 341, 443-454

85. Lindstrom W.M.Jr., Malygin E.G., Ovechkina L.G., Zinoviev V.V., Reich N.O. (2003) Functional analysis of BamHI DNA cytosine-N4 methyltransferase. J. Mol. Biol., 325, 711-720.

86. Lindstrom W.M.Jr., Flynn J., Reich N.O. (2000) Reconciling structure and function in Hhal DNA cytosine-C-5 methyltransferase. J.of Biol. Chem., 275, 4912-4919.

87. Looney M.C., Moran L.S., Jack W.E., Feehery G.R., Benner J.S., Slatko B.E., Wilson G.G. (1989) Nucleotide sequence of the Fokl restriction-modification system: separate strand specificity domains in the methyltransferase. Gene, 80, 193-208.

88. Mak A.N, Lambert A.R., Stoddard B.L. (2010) Folding, DNA recognition, and function of GIY-YIG endonucleases: crystal structures of R.Eco29kI. Structure., 18, 1321-1331.

89. Malone T., Blumenthal R.M., Cheng X. (1995) Structure-guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyltransferases, and suggests a catalytic mechanism for these enzymes. J. Mol. Biol. 253, 618-632.

90. Mandel M., Higa A. (1970) Calcium-dependent bacteriophage DNA infection. J. Mol. Biol., 53, 159-162.

91. Marks P., McGeehan J., Wilson G., Errington N., Kneale G. (2003) Purification and characterisation of a novel DNA methyltransferase, M.AhdI. Nucleic Acids Res., 31, 2803-2810.

92. Meisel A., Mackeldanz P., Bickle T.A., Kruger D.H., Schroeder C. (1995) Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis, EMBOJ., 14, 2958-2966.

93. Meselson M., Yuan R., Heywood J. (1972) Restriction and modification of DNA. Annu. Rev. Biochem., 41, 447-466.

94. Mihic S., Harris R. (1996) Single-step purification solubilization of recombinant proteins: application to surfactant protein B. BioTechniques, 20, 804-808.

95. Moncke-Buchner E., Reich S., Mucke M., Reuter M., Messer W., Wanker E.E., Kruger D.H. (2002) Counting CAG repeats in the Huntington's disease gene by restriction endonuclease EcoP15I cleavage. Nucleic Acids Res., 30, 83.

96. Mucke M., Reich S., Moncke-Buchner E., Reuter M., Kruger D.H. (2001) DNA cleavage by type III restriction-modification enzyme EcoP15I is independent of spacer distance between two head to head oriented recognition sites. J. Mol. Biol., 312, 687-698.

97. Mulligan E.A., Dunn J.J. (2008) Cloning, purification and initial characterization of E.coli McrA, a putative 5-methylcytosine-specific nuclease. Protein Expr. Purif., 62, 98103.

98. Mulligan E.A., Hatchwell E., McCorkle S.R., Dunn, J.J. (2010) Differential binding of Escherichia coli McrA protein to DNA sequences that contain the dinucleotide m5CpG. Nucleic Acids Res., 38, 1997-2005.

99. Murray N.E. (2000) Type I restriction systems: sophisticated molecular machines. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 64, 412-434.

100. Nagornykh M., Zakharova M., Protsenko A., Bogdanova E., Solonin A.S., Severinov K. (2011) Regulation of gene expression in restriction-modification system Eco29kI. Nucleic Acids Res., 39, 4653-63.

101. Newman M., Lunnen K., Wilson G., Greci J., Schildkraut I., Phillips S.E. (1998) Crystal structure of restriction endonuclease Bgll bound to its interrupted DNA recognition sequence. EMBOJ., 17, 5466-5476.

102. Newman M., Strzelecka T., Dorner L.F., Schildkraut I., Aggarwal A.K. Structure of BamHI endonuclease bound to DNA. (1995) Partial folding and unfolding on DNA binding. Science, 269, 656-663.

103. O'Gara M., Horton J.R., Roberts R.J., Cheng X. (1998) Structures of Hhal methyltransferase complexed with substrates containing mismatches at the target base. Nat. Struct. Biol., 5, 872-877.

104. O'Gara M., Klimasauskas S., Roberts R.J., Cheng X. (1996a) Enzymatic C5-cytosine methylation of DNA: mechanistic implication of new crystal structures for Hhal methyltransferase-DNA AdoHcy complexes. J. Mol. Biol., 261, 634-645.

105. O'Gara M., Roberts R.J., Cheng X. (19966) A structural basis for the preferential binding of hemimethylated DNA by Hhal DNA methyltransferase. J. Mol. Biol., 263, 597-606.

106. Olek A., Oswald J., Walter J. (1996) A modified and improved method for bisulphite based cytosine methylation analysis. Nucleic Acids Res., 15, 5064-5066.

107. Olek A., Oswald J., Walter J., (1996) A modified and improved method for bisulphite based cytosine methylation analysis. Nucleic Acids Res., 24, 5064-5066.

108. Pertzev A., Kravetz A., Mayorov S., Zakharova M., Solonin A. (1997) Isolation of a strain overproducing endonuclease Eco29kI. Biochemistry (Moscow), 62, 732-741.

109. Pertzev A., Ruban N., Zakharova M., Beletzkaja I., Petrov S., Kravetz A., Solonin A. (1992) Eco29kI, a novel plasmid encoded restriction endonuclease from Escherichia coli. Nucleic Acids Res., 20, 1991.

110. Pieper U., Pingoud A. (2002) A mutational analysis of the PD.D/EXK motif suggests that McrC harbors the catalytic center for DNA cleavage by the GTP-dependent restriction enzyme McrBC from Escherichia coli. Biochemistry, 41, 5236-5244.

111. Pieper U., Schweitzer T., Groll D.H., Gast F.U., Pingoud A. (1999) The GTP-binding domain of McrB: more than just a variation on a common theme? J. Mol. Biol., 292, 547556.

112. Pingoud A., Jeltsch A. (1997) Recognition and cleavage of DNA by type-II restriction endonucleases. Eur. J. Biochem., 246, 1-22.

113. Pingoud A., Jeltsch A. (2001) Structure and function of type II restriction endonucleases. Nucleic Acids Res., 29, 3705-3727.

114. Pogolotti A.L., Ono A., Subramaniam R., Santi D.V. (1988) On the mechanism of DNA-adenine methylase. J. Biol. Chem., 263, 7461-7464.

115. Raghavendra N.K., Rao D.N. (2005) Exogenous AdoMet and its analogue sinefungin differentially influence DNA cleavage by R.EcoP15I—usefulness in SAGE. Biochem. Biophys. Res. Commun., 334, 803-811.

116. Raghavendra N.K., Rao D.N. (2004) Unidirectional translocation from recognition site and a necessary interaction with DNA end for cleavage by Type III restriction enzyme, Nucleic Acids Res., 32, 5703-5711.

117. Raleigh E.A., Wilson G. (1986) Escherichia coli K-12 restricts DNA containing 5-methylcytosine. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 83, 9070-9074.

118. Ramanathan S.P., van Aelst K., Sears A., Peakman L.J., Diffin F.M., Szczelkun M.D., Seidel R. (2009) Type III restriction enzymes communicate in one-dimensional without looping between their target sites. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 106, 1748-1753.

119. Rao D.N., Page M.G., Bickle T.A. (1989) Cloning, over-expression and the catalytic properties of the EcoP15I modification methylase from Escherichia coli. J. Mol. Biol., 209, 599-606.

120. Rao D.N. Saha S. Krishnamurthy V. (2000) ATP-dependent restriction enzymes. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 64, 51-63.

121. Rasko T., Finta C., Kiss A. (2000) DNA bending induced by DNA (cytosine-5) methyltransferases. Nucleic Acids Res., 28, 3083-3091.

122. Reddy Y.V., Rao D.N. (2000) Binding of EcoP15I DNA methyltransferase to DNA reveals a large structural distortion within the recognition sequence. J. Mol. Biol., 298, 597-610.

123. Reich N.O., Mashhoon N. (1991) Kinetic mechanism of the EcoRI DNA methyltransferase. Biochemistry, 30, 2933-2939.

124. Reich N.O., Olsen C., Osti F., Murphy J. (1992) In vitro specificity of EcoRI DNA methyltransferase. J. Biol. Chem., 267, 15802-15807.

125. Reich S., Gossl I., Reuter M., Rabe J.P., Kruger D.H. (2004) Scanning force microscopy of DNA translocation by the Type III restriction enzyme EcoP15I. J. Mol. Biol., 341, 337-343.

126. Reinisch K.M., Chen L., Verdine G.L., Lipscomb W.N. (1995) The crystal structure of Haelll methyltransferase convalently complexed to DNA: an extrahelical cytosine and rearranged base pairing. Cell, 82, 143-153.

127. Roberts D.V. (1977) Enzyme Kinetics, Cambridge Univ. Press, London.

128. Roberts R.J., Belfort M., Bestor, T., et al. (2003) A nomenclature for restriction enzymes, DNA methyltransferases, homing endonucleases and their genes. Nucleic Acids Res., 31, 1805-1812.

129. Roth M., Helm-Kruse S., Friedrich T., Jeltsch A. (1998) Functional role's of conserved amino acid residues in DNA methyltransferases investigated by site-directed mutagenesis of the EcoRV adenine-N6-methyltransferase. J. Biol. Chem., 273, 17333-17342.

130. Roth M., Jeltsch A. (2001) Changing the target base specificity of the EcoRV DNA methyltransferase by rational de novo protein-design. Nucleic Acids Res., 29, 3137-3144.

131. Rubin R., Modrich P. (1977) EcoRI methylase. Physical and catalytic properties of the homogeneous enzyme. J. Biol. Chem., 252, 7265-7272.

132. Saha S., Ahmad I., Reddy Y.V., Krishnamurthy V., Rao D.N. (1998) Functional analysis of conserved motifs in type III restriction-modification enzymes. Biol.I Chem., 379,511-517.

133. Sambrook J.D. (2001) Molecular cloning laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York.

134. Sanger F., Nicklen S., Coulson A. (1977) DNA sequencing with chainterminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 74, 5463-5467.

135. Scavetta R.D., Thomas C.B., Walsh M.A., Szegedi S., Joachimiak A., Gumport R.I., Churchill M.E. (2000) Structure of RsrI methyltransferase, a member of the N6-adenine beta class of DNA methyltransferases. Nucleic Acids Res., 28, 3950.

136. Schluckebier G., Kozak M., Bleimling N., Weinhold E., Saenger W. (1997) Differential binding of S-adenosylmethionine S-adenosylhomocysteine and Sinefungin to the adenine-specific DNA methyltransferase M.Taql. J. Mol. Biol., 265, 56-67.

137. Schluckebier G., Labahn J., Granzin J., Saenger W. (1998) M.TaqI: possible catalysis via cation-pi interactions in N-specific DNA methyltransferases. Biol. Chem., 379, 389400.

138. Schluckebier G., O'Gara M., Saenger W., Cheng X (1995) Universal catalytic domain structure of AdoMet-dependent methyltransferases. J. Mol. Biol., 247, 16-20.

139. Schumann J.J., Walter J., Willert J., Wild C., Koch D., Trautner T.A. (1996). MBssHII: a multispecific cytosine-C5-DNA-methyltransferase with unusual target recognizing properties. J. Mol. Biol., 257, 949-959.

140. Seidel R., Bloom J.G., Dekker C., Szczelkun M.D. (2008) Motor step size and ATP coupling efficiency of the dsDNA translocase EcoR124I. EMBO J., 27, 1388-1398.

141. Shibata T., Ikava S., Kim C., Ando T. (1976) Site specific deoxyribonucleases in Bacillus subtilis and other Bacillus strains. J. Bacteriol., 128, 473-476.

142. Sistla S., Krishnamurthy V., Rao D.N. (2004) Single-stranded DNA binding and methylation by EcoPlI DNA methyltransferase. Biochem. Bioph. Res. Commun., 314, 159-165.

143. Stankevicius K., Lubys A., Timinskas A., Vaitkevicius D., Janulaitis A. (1998) Cloning and analysis of the four genes coding for BpulOI restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res., 26, 1084-1091.

144. Stewart F.J., Panne D., Bickle T.A., Raleigh E.A. (2000) Methylspecific DNA binding by McrBC, a modification-dependent restriction enzyme. J. Mol. Biol., 298, 611-622.

145. Studier F.W., Bandyopadhyay P.K. (1988) Model for haw tapy I restriction enzymes select cleavage sites in DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 85, 4677-4681.

146. Sugisaki H., Yamamoto K., Takanami M. (1991) The Hgal restriction-modification system contains two cytosine methylase genes responsible for modification of different DNA strands. J. Biol. Chem., 266, 13952-13957.

147. Surby M.A., Reich N.O. (1996) Contribution of facilitated diffusion and processive catalysis to enzyme efficiency: implications for the EcoRI restriction-modification system. Biochemistry, 35, 2201-2208.

148. Szczelkun M.D., Dillingham M.S., Janscak P., Firman K., Halford S.E. (1996) Repercussions of DNA tracking by the type 1C restriction endonuclease £coR124I on linear, circular and catenated substrates. EMBO J., 15, 6335-6347.

149. Szczelkun M.D., Janscak P., Firman K., Halford S.E. (1997) Selection of non-specific DNA cleavage sites by the type IC restriction endonuclease EcoR124I. J. Mol. Biol., 271, 112-123.

150. Szilak L., Der A., Deak F.,Venetianer P. (1993) Kinetic characterization of the Ecal methyltransferase. Eur. J. Biochem., 218, 727-733.

151. Tamulaitis G., Sasnauskas G., Mucke M., Siksnys V. (2006) Simultaneous binding of three recognition sites is necessary for a concerted plasmid DNA cleavage by EcoRII restriction endonucleases. J. Mol. Biol., 358, 406-419.

152. Vilkaitis G., Dong A., Wienhold E., Cheng X., Klimasauskas S. (2000) Functional roles of the conserved threonine 250 in the target recognition domain of Hhal DNA methyltransferase. J. Biol. Chem, 275, 38722-38730.

153. Vilkaitis G., Merkiene E., Serva S., Weinhold E., Klimasauskas S. (2001) The mechanism of DNA cytosine-5 methylation. Kinetic and mutational dissection of Hhai methyltransferase. J. Biol. Chem., 276, 20924-20934.

154. Waite-Rees P.A., Keating C.J., Moran L.S., Slatko B.E., Hornstra L.J., Benner J.S. (1991) Characterization and expression of the Escherichia coli Mrr restriction system. J. Bacteriol., 173, 5207-5219.

155. Watanabe M., Yuzawa H., Handa N., Kobayashi I. (2006) Hyperthermophilic DNA methyltransferase M.PabI from the archaeon Pyrococcus abyssi. Appl. Env. Microbiol., 72, 5367-5375.

156. Werner M., Clore G., Gronenborn A., Kondoh A., Fisher R. (1994) Refolding proteins by gel filtration chromatography. FEBS Lett., 345, 125-130.

157. Willcock D.F., Dryden D.T., Murray N.E. (1994) A mutational analysis of the two motifs common to adenine methyltransferases. EMBOJ., 13, 3902-3908.

158. Wilson G.G. (1992) Amino acid sequence arrangements of DNA-methyltransferases. Methods Enzymol., 216, 259-279.

159. Wilson G.G., Murray N.E. (1991) Restriction and modification systems. Annu. Rev. Genet., 25, 585-627.

160. Wilson G.G. (1991) Organization of restriction-modification systems. Nucleic Acids Res, 19, 2539-2566.

161. Wong D.L., Reich N.O. (2000) Identification of tyrosine 204 as the photo-cross-linking site in the DNA-EcoRI DNA methyltransferase complex by electrospray ionization mass spectrometry. Biochemistry, 39, 15410-15417.

162. Wu J., Santi D. (1987) Kinetic and catalytic mechanism of Hhal methyltransferase, J. Biol. Chem., 262, 4778^1786.

163. Xia Y., Burbank D.E., Van Etten J.L. (1986) Restriction endonuclease activity induced by NC-1A virus infection of a Chlorella-like green alga. Nucleic Acids Res., 14, 6017-6030.

164. Xu D., Evans K.O., Nordlund T.M. (1994) Melting and premelting transitions of an oligomer measured by DNA base fluorescence and absorption. Biochemistry, 33, 95929599.

165. Yokochi T., Robertson K. (2002) Preferential methylation of unmethylated DNA by Mammalian de novo DNA methyltransferase Dnmt3a. J. Biol. Chem., 277, 11735-11745.

166. Youngblood B., Buller F., Reich N.O. (2006) Determinants of sequence-specific DNA methylation: target recognition and catalysis are coupled in M.Hhal. Biochemistry, 45, 15563-15572.

167. Zakharova M., Beletskaya I., Kravetz A., Pertzev A., Mayorov S., Shlyapnikov M., Solonin A. (1998) Cloning and sequence analysis of the plasmid-borne genes encoding the Eco29kI restriction and modification enzymes. Gene, 208, 177-182.

168. Zylicz-Stachula A., Bujnicki J.M., Skowron P.M. (2009) Cloning and analysis of a bifunctional methyltransferase/restriction endonuclease TspGWI, the prototype of a Thermus sp. Enzyme family. BMC Mol. Biol., 10, 52.

169. Wilson G.G. (1991) Organization of restriction-modification systems. Nucleic Acids Res, 19, 2539-2566.

170. Wong D.L., Reich N.O. (2000) Identification of tyrosine 204 as the photo-cross-linking site in the DNA-EcoRI DNA methyltransferase complex by electrospray ionization mass spectrometry. Biochemistry, 39, 15410-15417.

171. Wu J., Santi D. (1987) Kinetic and catalytic mechanism of Hhal methyltransferase, J. Biol. Chem., 262, 4778-4786.

172. Xia Y., Burbank D.E., Van Etten J.L. (1986) Restriction endonuclease activity induced by NC-1A virus infection of a Chlorella-like green alga. Nucleic Acids Res., 14, 6017-6030.

173. Xu D., Evans K.O., Nordlund T.M. (1994) Melting and premelting transitions of an oligomer measured by DNA base fluorescence and absorption. Biochemistry, 33, 95929599.

174. Yokochi T., Robertson K. (2002) Preferential methylation of unmethylated DNA by Mammalian de novo DNA methyltransferase Dnmt3a. J. Biol. Chem., 277, 11735-11745.

175. Youngblood B., Buller F., Reich N.O. (2006) Determinants of sequence-specific DNA methylation: target recognition and catalysis are coupled in M.Hhal. Biochemistry, 45, 15563-15572.

176. Zakharova M., Beletskaya I., Kravetz A., Pertzev A., Mayorov S., Shlyapnikov M., Solonin A. (1998) Cloning and sequence analysis of the plasmid-borne genes encoding the Eco29kI restriction and modification enzymes. Gene, 208, 177-182.

177. Zylicz-Stachula A., Bujnicki J.M., Skowron P.M. (2009) Cloning and analysis of a bifunctional methyltransferase/restriction endonuclease TspGWI, the prototype of a Thermus sp. Enzyme family. BMC Mol. Biol., 10, 52.