Регуляция циркадного ритма устьичных движений и транспирации рецепторами красного света тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Константинова, Светлана Викторовна

• Константинова, Светлана Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Константинова, Светлана Викторовна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. I. Устьичный аппарат

1. Анатомические особенности в связи с основными функциями -газообменом и транспирацией

1.1. Анатомия устьичного аппарата

1.2. Распределение устьиц

1.3. Работа устьиц и транспирация

2. Развитие устьичного аппарата

2.1. Особенности развития устьичного аппарата

2.2. Регуляция развития устьичного аппарата

3. Особенности физиологии замыкающих клеток устьиц

3.1. Особенности биоэнергетики замыкающих клеток устьиц

3.2. Особенности углеводного метаболизма

3.3. ФЕП-карбоксилаза замыкающих клеток устьиц

4. Функционирование устьичного аппарата

4.1. Анатомо-физиологические изменения, сопровождающие устьичные движения

4.2. Транспорт ионов в замыкающих клетках устьиц

4.2.1. Транспортные системы плазмалеммы замыкающих клеток

4.2.2. Транспортные системы тонопласта замыкающих клеток

4.3. Сопряжение ионных потоков

4.3.1. Открывание устьиц

4.3.2. Закрывание устьиц

5. Регуляция устьичных движений

5.1. Общие принципы регуляции

5.2. Предполагаемые механизмы фоторегуляции устьичных движений

5.2.1. Рецепторы СС в замыкающих клетках устьиц

5.2.2. Рецепторы КС в замыкающих клетках устьиц 87 II. Фитохромная система растений 89 1. Спектральные и молекулярные свойства фитохромов

1.1. Структура фитохрома

1.2. Спектральные свойства и фотохимия

1.3. Биосинтез фитохромов

1.4. Разнообразие фитохромов 95 2. Функционирование фитохромной системы

2.1. Пути передачи сигнала

2.1.1. Взаимодействие с криптохромами

2.1.2. Взаимодействие с фитогормонами

2.1.3. Содержание Сахаров, как регуляторный сигнал. Взаимодействие с фитохромным сигналом

2.2. Классификация фитохром-зависимых реакций по интенсивности и качеству действующего света

2.3. Фитохромные реакции в развитии растений 104 III. Биологические часы растений.

1. Основные принципы устройства и функционирования биологических часов

1.1. Современные представления о механизме биологических часов

1.2. Каноническая модель часов

1.2.1. Осциллятор

1.2.2. Взаимодействие с окружающей средой. "Вход " сигнала

1.2.3. "Выход" сигнала

1.3. Молекулярные основы регуляции генов, участвующих в работе биологических часов и контролируемых часами

1.3.1. Регуляция транскрипции

1.3.2. Регуляция процесса накопления транскрипта

1.3.3. Посттрансляционная регуляция в работе биологических часов

1.4. Посттрансляционный осциллятор: возможно, новый механизм работы биологических часов

2. Биологические часы растений на примере Arabidopsis thaliana 116 2.1. Вход сигнала и настройка часов Arabidopsis thaliana

2.1.1. Светозависимая настройка биологических часов

2.1.2. Настройка биологических часов циклическими изменениями температуры

2.1.3. «Включение» и исходная настройка биологических часов

2.2. Центральный осциллятор биологических часов Arabidopsis thaliana

2.3. Выход сигнала и ритмические процессы

2.3.1. Экспрессия генов

2.3.2. Кальций

2.3.3. Связь ритмической экспрессии генов с внешними ритмами

2.4. Температурная компенсация

2.5. Сколько часов в растении?

2.6. Зачем растениям биологические часы? 132 ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

ГЛАВА II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Объекты исследований и условия выращивания

2. Световая микроскопия

3. Определение среднего осмотического давления клеточного сока методом начинающегося плазмолиза

4. Электронная микроскопия

4.1. Приготовление и заливка препаратов

4.2. Получение и анализ срезов

5. Измерение спектров поглощения, пропускания и отражения

6. Условия освещения

7. Измерение спектра действия устьичных движений в красной области спектра действующего света

7.1. Устройство установки

7.2. Процедура измерений

7.2.1. Светозависимое открывание устьиц

7.2.2. Светозависимое закрывание устьиц

7.3. Построение спектра действия устьичных движений в красной области спектра действующего света

8. Определение интенсивности (скорости) и ускорения транспирации целого листа методом дифференциальной психрометрии

8.1. Устройство и принцип работы установки

8.2. Процедура измерений интенсивности и скорости транспирации

8.3. Расчеты

8.3.1. Интенсивность (скорость) транспирации

8.3.2. Ускорение (скорость изменения интенсивности) транспирации

8.3.3. Параметры ритмов 153 9. Представление результатов и обработка данных

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Морфологические, ультраструктурные и физиологические параметры замыкающих клеток устьиц исследованных растений

1.1. Линейные размеры устьиц

1.2. Среднее осмотическое давление в замыкающих клетках устьиц

1.3. Ультраструктура пластид замыкающих клеток устьиц гороха дикого типа и бесхлорофшьного мутанта XL-18.

2. Оптические свойства листьев растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18. Расчеты интенсивности действующего монохроматического света, достигающего устьичных клеток

3. Влияние монохроматического света на скорость транспирации листьев гороха дикого типа и мутанта XL-18.

3.1. Влияние синего света на ускорение транспирации (i) растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL

3.2. Влияние красного и дальнего красного света на ускорение транспирации бесхлорофильного мутанта гороха XL

3.3. Дозовая зависимость ответа на красный свет бесхлорофильного мутанта гороха XL

3.4. Влияние красного и дальнего красного света на ускорение транспирации растений гороха дикого типа

3.4.1. Освещение КС с последующим освещением ДКС

3.4.2. Освещение ДКС с последующим освещением КС

3.4.3. Освещение ДКС абаксиальной стороны листьев растений гороха дикого типа

4. Спектр действия устьичных движений

4.1. Подбор условий для получения спектра действия

4.2. Световые кривые и спектр действия

5. Исследование роли фитохромной и фотосинтетической составляющих в регуляции транспирации. Ритмы транспирации

5.1. Исследование суточных изменений транспирации растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL

5.1.1. Ритмы транспирации растений гороха дикого типа на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

5.1.2. Ритмы транспирации бесхлорофиллъного мутанта гороха XL-18 на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

5.2. Исследование суточных изменений транспирации растений томата дикого типа и бесфитохромного мутанта аигеа

5.2.1. Ритмы транспирации растений томата дикого типа на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

5.2.2. Ритмы транспирации бесфитохромного мутанта томата аигеа на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

6. Исследование ритмов устьичных движений

6.1. Ритмы устьичных движений растений гороха дикого типа и бесхлорофиллъного мутанта XL

6.2. Ритмы устьичных движений растений томата дикого типа и бесфитохромного мутанта аигеа 201 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 202 ВЫВОДЫ 204 СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ 205 ПРИЛОЖЕНИЯ 207 Список цитированной литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляция циркадного ритма устьичных движений и транспирации рецепторами красного света»

Необходимость контроля процессов газообмена и водообмена для роста, развития и продуктивности растений трудно переоценить. Важной составляющей этого контроля являются движения замыкающих клеток устьиц, обеспечивающих как газообмен, так и испарение воды (транспирацию). Вследствие этого устьичный аппарат представляет собой яркий пример высокоспециализированного образования с комплексной регуляцией, осуществляющего связь с окружающей средой, и, в то же время, находящегося под контролем растительного организма.

Одним из основных факторов окружающей среды, регулирующих работу устьичного аппарата, является свет. Согласно современным представлениям, практически все известные фоторецепторы растений участвуют в фоторегуляции устьичных движений: рецепторы синего света (СС) и ультрафиолета (УФ) - фототропины (Kinoshita et al., 2001), криптохромы (Мао et al., 2005) и зеаксантин (Talbott et al., 2003a). Показано, что СС низкой интенсивности вызывает увеличение концентрации растворимых Сахаров в замыкающих клетках за счет деградации крахмала, тогда как СС высокой интенсивности вызывает накопление К+ и также деградацию крахмала, но сопряженную с синтезом маната (Tallman, Zeiger, 1988). При этом фототропины вызывают активацию Н^-АТФазы плазмалеммы замыкающих клеток, что в свою очередь приводит к изменению направления транспорта ионов и накоплению К+ в этих клетках (Kinoshita et al., 2001; Liscum et al., 2003). Пути передачи сигнала от криптохромов интенсивно изучаются, однако пока известен лишь один компонент сигнального каскада и не ясно, как он связан с изменением содержания осмотиков в замыкающих клетках (Yang et al., 2001; Мао et al., 2005). Сигнальный каскад, связанный с участием зеаксантина пока существует лишь в теории (Zeiger, 2000) и не имеет экспериментальных подтверждений.

Ситуация с рецепторами красного света (КС) еще более неоднозначна. Большинство исследователей относили ответы на КС к хлорофилл-зависимым, опосредованным работой фотосинтетического аппарата самих замыкающих клеток устьиц и (или) подлежащих клеток мезофилла

Vavasseur, Raghavendra, 2005). Однако ряд авторов получили косвенные доказательства участия в регуляции устьичных движений рецептора КС -фитохрома (Habermann, 1973; Roth-Bejerano, Itai, 1981; Eckert, Kaldenhoff, 2000; Talbott et al., 2003b). Таким образом, теоретически две рецепторные системы: хлорофилл-зависимая и фитохром-зависимая, - могут регулировать процессы устьичных движений и транспирации в ответ на КС, однако участие фитохромов в регуляции этих процессов нуждается в дополнительных прямых доказательствах.

Эндогенным механизмом, обеспечивающим тонкую настройку работы устьичного аппарата, являются биологические часы. Циркадные (с периодом около суток) ритмы устьичных движений являются одним из классических примеров работы биологических часов растений. Показано, что механизм биологических часов подстраивается к 24-часовому периоду и местному времени с помощью ежесуточных колебаний свет/темнота и в этом процессе участвует ряд фоторецепторов растений - криптохромы и фитохромы. В свою очередь, часы регулируют экспрессию генов этих фоторецепторов, а также фазу (фотофильная и скотофильная) и амплитуду фотоответов (Gardner et al., 2006). В таком случае встает вопрос, какие именно фоторецепторы участвуют в настройке суточного ритма устьичных движений - фитохромы или (и) рецепторы синего света?

Наиболее адекватным подходом для решения этой задачи является изучения КС-зависимых ответов на бесхлорофильных мутантах, лишенных фотосинтетической составляющей ответа. Этот подход активно использовался, однако в литературе содержатся единичные упоминания об экспериментах на истинных бесхлорофильных растениях (Skaar, Johnsson, 1980), ряд авторов использовали вариегатные растения (Laffray et al., 1991), в которых, однако, возможно наличие нормальных хлоропластов в замыкающих клетках устьиц, расположенных над бесхлорофильными участками мезофилла (Virgin, 1957; Sharkey, Ogawa, 1987); некоторые авторы использовали растения, обработанные гербицидами (Karlsson et al., 1983; Sharkey, Ogawa, 1987), значительно изменяющими метаболизм.

Таким образом, до наших исследований на бесхлорофильных растениях не было прямых доказательств участия фитохрома в регуляции устьичных движений и транспирации. Ранее в нашей лаборатории на бесхлорофильном мутанте гороха XL-IS было показано КС-зависимое увеличение скорости транспирации. Детальное изучение этого феномена и стало основным направлением наших исследований.

Целью данной работы было изучение природы КС-зависимых транспирационных и устьичных ответов с использованием бесхлорофильных и бесфитохромных мутантных растений, а также выявление различий в регуляции циркадных ритмов устьичных движений и транспирации рецепторами красного света.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Константинова, Светлана Викторовна

выводы.

1. Получены прямые доказательства участия фитохрома в регуляции устьичных движений и транспирации у растений гороха ДТ и бесхлорофильного мутанта XL-J8;

2. Действие красного света на транспирацию обращается действием дальнего красного света, при этом ответ укладывается в характерный для низкоэнергетических реакций интервал интенсивностей, что позволяет отнести его к ответам, опосредованным фитохромом В;

3. Обнаружено, что в регуляции циркадного ритма устьичных движений и транспирации участвуют фитохромная и фотосинтетическая составляющие;

4. Фитохромная составляющая регулирует подстройку циркадного ритма устьичных движений и транспирации к местному фотопериоду: отсутствие фитохрома нарушает ритм при естественной смене дня и ночи, но не влияет на ритм в постоянной темноте;

5. Фотосинтетическая составляющая необходима для поддержания ритма в течение темнового периода: отсутствие хлорофилла и фотосинтетического аппарата сбивает фазу ритма в постоянной темноте, но не влияет на ритм при естественном фотопериоде.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Наличие большого количества альтернативных метаболических путей и регуляторных механизмов связывают с прикрепленным образом жизни растений. В этой связи замыкающие клетки устьиц представляют собой уникальную систему, для которой характерно, возможно, максимальное количество «обходных» путей на разных уровнях - это и уникальный набор ионных каналов, и наличие альтернативных путей трансдукции сигнала, и использование альтернативных осмотиков. Многоуровневая регуляция устьичных движений и транспирации, несомненно, отражает жизненную важность этих процессов для растительного организма.

Регуляция работы устьиц фототропинами и криптохромами, а также хлорофилл-зависимая составляющая фоторегуляции были показаны ранее, наша работа впервые представляет прямые доказательства участия фитохромов в этом процессе.

Показанная при исследовании бесхлорофилльного мутанта гороха XL-18 обратимость транспирационного ответа на красный свет дальним красным и дозовая зависимость этого ответа указывают на участие в процессе фитохрома В. По этим же данным ответ можно отнести к низкоэнергетическому типу фитохромных ответов (LFR). Предварительный спектр действия устьичных движений бесхлорофильного мутанта, измеренный в области 600 - 730 нм, имеет максимум около 670нм, что тоже подтверждает фитохромную природу ответа.

В зеленых растениях в ответе на красный и дальний красный свет участвуют как фитохром, так и хлорофилл. В представленной работе впервые удалось разделить фитохромную и фотосинтетическую составляющие в регуляции транспирации. Фитохром вызывает как усиление, так и снижение транспирации в зависимости от длины волны действующего света (красного или дальнего красного), амплитуда ответа не зависит от времени суток. Хлорофилл-зависимые ответы вызывают только усиление транспирации, и их амплитуда зависит от времени суток.

С помощью мутантных растений удалось выявить особенности регуляции циркадного ритма транспирации и устьичных движений фотосинтетической и фитохромной составляющими.

Отсутствие фитохрома полностью разрушает ритм транспирации и сдвигает фазу устьичных движений в течение дня, то есть фитохром необходим для подстройки ритма к местным условиям - времени суток и длительности светового периода. Сам ход биологических часов не связан с фитохромом и не нарушается при его отсутствии, поскольку у бесфитохромного мутанта в постоянной темноте восстанавливается базальный ритм.

Напротив, отсутствие фотосинтетического аппарата не изменяет фазу обоих ритмов на свету, хотя амплитуда устьичных движений (но не транспирации), несколько снижается. То есть фотосинтетический аппарат не подстраивает ритм к местным условиям освещения, как фитохром, но регулирует ширину устьичной щели, по-видимому, за счет синтеза Сахаров. Самым драматическим последствием отсутствия фотосинтетического аппарата является рассинхронизация (потеря единого ритма) транспирации в темноте, хотя каждое растение сохраняет индивидуальный ритм, то есть ход индивидуальных биологических часов сохраняется. Рассинхронизация же общего ритма в темноте, возможно, вызвана отсутствием синтеза и запасания Сахаров фотосинтетического происхождения и, как следствие, разбалансировкой осмотической составляющей устьичной транспирации.

Таким образом, в работе доказано не только наличие фитохромного ответа в устьичных движениях и транспирации, но и показано его физиологическое значение в регуляции устьичной транспирации.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Константинова, Светлана Викторовна, 2007 год

1. Ache P., Becker D., Ivashikina N. Dietrich P., Roelfsema M.R.G., Hedrich R. GORK, a delayed outward rectifier expressed in guard cells of Arabidopsis thaliana, is a K+-selective, K+-sensing ion channel. FEBS Letters, 2000,486(2):93-98;

2. Ahn J.W., Kim M., Lim J.H., Kim G.T., Pai N.S. Phytocalpain controls the proliferation and differentiation fates of cells in plant organ development. Plant J., 2004,38(6): 969-981;

3. Alabadi D., Oyama Т., Yanovsky M.J., Harmon F.G., MasP., Kay S.A. Reciprocal regulation between TOC1 and LHY/CCA1 within the Arabidopsis circadian clock. Science, 2001,293(5531):880-883;

4. Allaway W.G. Accumulation of malate in guard cells of Vicia faba during stomatal opening. Planta, 1973,110(l):63-70;

5. Allen G., Amtmann A., Sanders D. Calcium-dependent and calcium-independent K+ mobilization channels in Vicia faba guard cell vacuoles. J. Exp. Bot., 1998, 49(special issue): 305-318;

6. Allen G.J., Kuchitsu K., Chu S.P., Murata Y., Schroeder J.I. Arabidopsis abil-1 and abi2-l phosphatase mutations reduce abscisic acid-induced cytoplasmic calcium rises in guard cells. Plant Cell, 1999, 11(9): 1785-1798;

7. Allen G.J., Murata Y., Chu S.P., Nafisi M., Schroeder J.I. Hypersensitivity of abscisic acid-induced cytosolic calcium increases in the Arabidopsis farnesyltransferase mutant era 1-2. Plant Cell, 2002, 14(7): 1649-1662;

8. Allen G.J., Sanders D. Control of ionic currents in guard cell vacuoles by cytosolic and luminal calcium. The Plant Journal, 1996, 10(6): 1055-1069;

9. Allen G.J., Sanders D. Two voltage-gated, calcium release channels coreside in the vacuolar membrane of broad bean guard cells. Plant Cell., 1994, 6(5):685-694;

10. Anderson S.L., Somers D.E., Millar A.J., Hanson K., Chory J., Kay S. Attenuation of phytochrome A and В signaling pathways by the Arabidopsis circadian clock. Plant Cell, 1997,9(10): 1727-1743

11. Aronson B.D., Johnson K.A., Loros J.J., Dunlap J.C. Negative feedback defining a circadian clock: autoregulation of the clock gene frequency. Science. 1994; 263(5153): 1578-1584;

12. Arpaia, G., Loros J. J., Dunlap J. C., Morelli G. Macino G. The circadian clock-controlled gene ccg-1 is induced by light. Mol. Gen. Genet., 1995,247: 157-163;

13. Asai N., Nakajima N., Tamaoki M., Kamada H., Kondo N. Role of malate synthesis mediated by phosphoenolpyruvate carboxylase in guard cells in the regulation of stomatal movement. Plant and Cell Physiology, 2000,41 (1): 10-15;

14. Assmann S.M., Haubrick L.L. Transport proteins of the plant plasma membrane. Curr Opin Cell Biol., 1996, 8(4):458-467;

15. Becker D., Zeilinger C., Lohse G., Depta H., Hedrich R. Identification and biochemical characterization of the plasma-membrane H+-ATPase in guard cells of Vicia faba L. Planta, 1993, 190(l):44-50;

16. Bergmann D.C. Integrating signals in stomatal development. Current Opinion in Plant Biology, 2004, 7: 26-32;

17. Bergmann D.C., Lukowitz W., Somerwille C.R. Stomatal development and pattern controlled by MAPKK kinase. Science, 2004,304(5676): 1494-1497;

18. Bihler H., Eing С., Hebeisen S., Roller A., Czempinski K., Bertl A. TPKI is a vacuolar ion channel different from the slow vacuolar cation channel. Plant Physiology, 2005, 139(1):417-424;

19. Blatt M.R. Cellular signaling and volume control in stomatal movement in plants. Annu. Rev. Cell Dev Biol., 2000,16:221-241;

20. Blatt M.R., Grabov A. Signal redundancy, gates and integration in the control of ion channels for stomatal movement. J Exp Bot., 1997,48:529-537;

21. Bognar L.K., Hall A., Adam Ё., Thain S.C., Nagy F., Millar A.J. The ciracdian clock controls the expression pattern of the circadian input photoreceptor, phytochrome B. PNAS, 1999, 96(25): 14652-14657;

22. Boudolf V., Barocco R., de Almerida Engler J., Verkest A., Beeckman Т., Naudts M., Inze D., De Veylder L. ВI-type cyclin-dependent kinases are essential for the formation of stomatal complexes in Arabidopsis thaliana. Plant Cell, 2004, 16(4):945-955;

23. Brogardh T. Regulation of transpiration in Avena. Responses to red and blue light steps. Physiol. Plant. 1975,35(4): 303-309;

24. Brogardh Т., Johnsson A. Regulation of transpiration in Avena. Responses to white light steps. Physiol. Plant. 1975,35(2): 115-125;

25. Bruggeman L.I., Pottosin 1.1., Schonknecht G. Cytoplasmic magnesium regulates the fast activating vacuolar cation channel. J Exp Bot., 1999 b, 50(339): 1547-1552;

26. Bruggeman L.I., Pottosin 1.1., Schonknecht G. Selectivity of the fast activating vacuolar cation channel. J Exp Bot., 1999 a, 50(335):873-876;

27. Burnette R.N., Gunesekera B.M., Gillapsy G.E. An Arabidopsis inositol 5 -phosphatase gain of function alters abscisic acid signalling. Plant Physiol., 2003,132(2):1011-1019;

28. Charlton W. Differentiation in leaf epidermis of Chlorophytum comosum Baker. Annals of Botany, 1990,66:567-578;

29. Chen M., Schwabb R., Chory J. Characterization of the requirements for localization of phytochrome В to nuclear bodies. PNAS, 2003 b, 100(24): 14493-14498;

30. Chen X., Goodwin S.M., Boroff V.L., Liu X., Jenks M.A. Cloning and characterization of the WAX2 gene of Arabidopsis involved in cuticle membrane and wax production. Plant Cell, 2003 a, 15(5): 1170-1185;

31. Christie J.M., Briggs W.R. Blue light sensing in higher plants. The Journal of Biological Chemistry, 2001, 276(15): 11457-11460;

32. Christodoulakis N.S., Menti J., Galatis B. Structure and Development of Stomata on the Primary Root of Ceratonia siliqua L. Annals of Botany, 2002, 89: 23-29;

33. Costa S., DoIanL. Epidermal patterning genes are active during embriogenesis in Arabidopsis. Development, 2003, 130(13): 2893-2901;

34. Cotelle V., Pierre J-N., Vavasseur A. Potential strong regulation of guard cell phosphoenolpyruvate carboxylase through phosphorylation. J Exp Bot., 1999, 50(335): 777783;

35. Coursol S., Fan L.M., Le Stunff H., Spiegel S., Gilroy S., Assmann S.M. Sphingolipid signaling in Arabidopsis guard cells involves heterotrimeric G proteins. Nature, 2003, 423(6949):651-654;

36. Covington M.F., Panda S., Liu H.L., Strayer C.A., Wagner D.R., Kay S.A. ELF3 modulates resetting of the circadian clock in Arabidopsis. Plant Cell, 2001, 13(6): 1305-1315;

37. Croxdale J. Stomatal patterning in angiosperms. American Journal of Botany, 2000, 87(8): 1069-1080;

38. Croxdale J. Stomatal patterning in monocotyledos: Tradescantia as a model system. J Exp Bot., 1998,49(320): 279-292;

39. Davis S.J., Millar A.J. Watching the hands of the Arabidopsis biological clock. Genome Biology, 2001; 2(3):reviewsl008.1-1008.4;

40. De Angeli A., Monachello D., Ephritikhine G., Frachisse J.M., Thomine S., Gambale F., Barbier-Brygoo H. The nitrate/proton antiporter AtCLCa mediates nitrate accumulation in plant vacuoles. Nature, 2006,442(7105):939-942;

41. Delvin P.F. Signs of the time: environmental input to the eireadian clock. J. Exp. Bot., 2002, 53(377): 1535-1550;

42. Desikan R., Griffiths R., Hancock J., Neill S. A new role for an old enzyme: Nitrate reductase mediated nitric oxide generation is required for abscisic acid-induced stomatal closure in Arabidopsis thaliana. PNAS, 2002,99(3): 16314-16318;

43. Dietrich P., Sanders D., Hedrich R. The role of ion channels in light-dependent stomatal opening. J Exp Bot., 2001,52(363): 1959-1967;

44. Dittrich P., Raschke K. Uptake and metabolism of carbohydrates by epidermal tissue. Planta, 1977,34(1): 83-90;

45. Dodd A.N., Parkinson K., Webb A.A.R. Independent eireadian regulation of assimilation and stomatal conductance in the ztl-1 mutant of Arabidopsis. New Phytol., 2004, 162(l):63—70;

46. Dodd A.N., Salathia N. Hall A., Toth E.-K., Nagy F., Hibberd J.M., Millar A.J., Webb A.A.R. Plant eireadian clock increase photosynthesis, growth, survival and competitive advantage. Science, 2005,309(5734): 630-633;

47. Dodd I.C., Tan L.P., He J. Do increases in xylem sap pH and/or ABA concentration mediate stomatal closure following nitrate deprivation? J Exp Bot., 2003, 54(385): 1281-1288;

48. Du Z., Aghoram K., Outlaw W.H. Jr. In vivo phosphorylation of phosphoenolpyruvate carboxylase in guard cells of Vicia faba L. is enhanced by fusicoccin and suppressed by abscisic acid. Arch Biochem Biophys., 1997,337:345-350;

49. Eckert M., Kaldenhoff R. Light-inducad stomatal movement of selected Arabidopsis thaliana mutants. Journal of Experimental Botany. 2000; 51(349): 1435-1442;

50. Edwards D., Kerp H., Hass H. Stomata in early land plants: an anatomical and ecophysiological approach. J Exp Bot., 1998,49 (special issue):255-278;

51. Eisinger W., Swartz Т.Е., Bogomolni R.A., Taiz L. The ultraviolet action spectrum for stomatal opening in broad been. Plant Physiology, 2000,122(1):99-105;

52. Emi Т., Kinoshita Т., Sakamoto K., Mineyuki Y., Shimazaki K. Isolation of a protein interacting with Vfphotl in guard cells of Vicia faba. Plant Physiology, 2005, 138(3):1615-1626;

53. Emmerlich V., Linka N., Reihold Т., Hurth M.A., Traub M., Martinoia E., Neuhaus H.E. The plant homolog to the sodium/dicarboxylic cotransporter is the vacuolar malate carrier. PNAS, 2003, 100(19): 11122-11126;

54. Eun S.O., Lee Y. Actin filaments of guard cells are reorganized in response to light and abscisic acid. Plant Physiology, 1997,115(4): 1491-1498;

55. Eun S.O., Lee Y. Stomatal opening by fusicoccin is accompanied by depolymerization of actin filaments in guard cells. Planta, 2000,210(6): 1014-1017;

56. Fagan Т., Morse D. Hastings J.W. Circadian synthesis of a nuclear-encoded chloroplast glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in the dinoflagellate Gonyaulax polyhedra is translationally controlled. Biochemistry, 1999, 38: 7689-7695;

57. Felle H.H. The Н+/СГ symporter in root-hair cells of Sinapis alba. Plant Physiology, 1994, 106 (3): 1131-1136;

58. Felle H.H., Hanstein S., Steinmeyer R., Hedrich R. Dynamics of ionic activities in the apoplast of the sub-stomatal cavity of intact Vicia faba leaves during stomatal closure evoked by ABA and darkness. Plant Journal, 2000,24(3):297-304;

59. Fernandez A.P., Gil P., Valkai I., Nagy F., Shafer E. Analysis of the function of the photoreceptors phytochrome В and phytochrome D in Nicotiana plumbaginifolia and Arabidopsis thaliana. Plane Cell Physiology, 2005,46(5):790-796;

60. Franklin K.A., Lamer V.S., Whitelam G.C. The signal transducing photoreceptors of plants. Int. J. Dev. Biol., 2005,49(5/6):653-664;

61. Franklin K.A., Whitelam G.C. Phytochromes and shade-avoidance response in plants. Annals of Botany, 2005,96: 169-175

62. Franks P.J., Cowan I.R., Farquhar G.D. A study of stomatal mechanics using the cell pressure probe. Plant Cell Environ, 1998,21(1): 94-100;

63. Franks P.J., Farquhar G.D. The mechanical diversity of stomata and its significance in gas-exchange control. Plant Physiology, 2007, 143(l):78-87;

64. Frechilla S., Talbott L.D., Bogomolni R.A., Zeiger E. Reversal of blue light-stimulated stomatal opening by green light. Plant Cell Physiol., 2000,41(2): 171-176;

65. Frechilla S., Talbott L.D., Zeiger E. The C02 response of Vicia guard cells acclimates to growth environment. J Exp Bot., 2002, 53(368):545-550;

66. Fukuda M., Hasezawa S., Nakajima N., Kondo N. Changes in tubulin expression in guard cells of Vicia faba L., accompanied with dynamic organization of microtubules during the diurnal cycle. Plant and Cell Physiology, 2000,41:600-607;

67. Galatis В., Apostolakos P. The role of the cytoskeleton in the morphogenesis and function of stomatal complexes. New Phytologist, 2004, 161(3):613-639;

68. Gao X.Q., Li C.G., Wei P.C., Zhang X.Y., Chen J., Wang X.C. The dynamic changes of tonoplasts in guard cells are important for stomatal movement in Vicia faba. Plant Physiology, 2005,139(3): 1207-1216;

69. Garcia-Mata C., Gay R., Sokolovski S., Hills A., Lamattina L., Blatt M.R. Nitric oxide regulates K+ and CI- channels in guard cells through a subset of abscisic acid-evoked signaling pathways. PNAS, 2003, 100(3): 11116-11121;

70. Gardner M.J., Hubbard K.E., Hotta C.T., Dodd A.N., Webb A.A.R. How plants tell the time. Biochem. J., 2006,397(l):15-24;

71. Gautier H., Vavasseur A., Gans P., Lasceve G. Relationship between respiration and photosynthesis in guard cell and mesophyll cell protoplasts of Commelina communis L. Plant Physiology, 1991,95(2): 636-641;

72. Geisler M.J., Deppong D.O., Nadeau J.A., Sack F.D. Stomatal neighbor cell polarity and division in Arabidopsis. Planta, 2003,216(4):571-579;

73. Gilroy S., Read N.D., Trewavas A.J. Elevation of cytoplasmic calcium or caged inositol trisphosphate initiates stomatal closure. Nature, 1990,346(6286):769-771;

74. Girnth C., Bergfeld R., Kasemir H. Phytochrome-mediated control of grana and stroma thylakoid formation in plastids of mustard cotyledons. Planta, 1978,141, 191- 198;

75. Gorton H.L., Williams W.E., Assman S.M. Circadian rhythms in stomatal responsiveness to red and blue light. Plant Physiology, 1993, 103(2):399-406;

76. Gorton H.L., Williams W.E., Binns M.E., Gemmell C.N., Leheny E.A., Shepherd A.C. Circadian stomatal rhythms in epidermal peels from Vicia faba. Plant Physiology, 1989, 90(4): 1329-1334;

77. Gosti F., Beaudoin N., Serizet C., Webb A.A., Vartanian N., Giraudat J. ABI1 protein phosphatase 2C is a negative regulator of abscisic acid signaling. Plant Cell, 1999, 11(10):1897-1910;

78. Gotow K., Taylor S., Zeiger E. Photosynthetic carbon fixation in guard cell protoplasts of Vicia faba L. Plant Physiology, 1988, 86(3), 700-705

79. Gould P.D., Locke J.C., Larue C., Southern M.M., Davis S.J., Hanano S., Molve R., Milich R., Putterill J., Millar A., Hall A. The molecular basis of temperature compensation in the Arabidopsis circadian clock. Plant Cell, 2006,18(5): 1177-1187;

80. Gray J.E., Hetherington A. Plant development: YODA the stomatal switch. Current Biology, 2004,14: R448 R490;

81. Gray J.E., Holroyd G.H., van der Lee F.M., Bahrami A.R., Sijmons P.C., Woodward F.I., Schuch W., Hetherington A.M. The HIC signalling pathway links CO2 perception to stomatal development. Nature, 2000,408(6813):713-716;

82. Habermann H.M. Evidence for two photoreactions and possible involvement of phytochrome in light-dependent stomatal opening. Plant Physiology, 1973, 51(3): 543-548;

83. Halaban R. Effects of light quality on the circadian rhythm of leaf movement of a short-day-plant. Plant Physiology, 1969,44: 973-977;

84. Halliday K.J., Fankhauser C. Phytochrome-hormonal signaling networks. New Phytologist, 2003, 157:449-463;

85. Hamilton D.W.A., Hills A., Kohler В., Blatt M.R. Ca2t channels at the plasma membrane of stomatal guard cells are activated by hyperpolarization and abscisic acid. PNAS, 2000, 97(9):4967-4972;

86. Han S., Tang R., Anderson L., Woerner Т.Е., Pei Z-M. A cell surface receptor mediates extracellular Ca2+ sensing in guard cells. Nature, 2003,425(6954): 196-200;

87. Hanano S., Domagalska M.A., Nagy F., Davis S.J. Multiple phytohormones influence distinct parameters of the plant circadian clock. Genes to Cells, 2006, 11(12): 1381-1392;

88. Harmer S.L., Hogenesch J.B., Straume M., Chang H.-S., Han В., Zhu Т., Wang X., Kreps J.A., Kay S.A. Orchestrated transcription of key pathways in Arabidopsis by the circadian clock. Science, 2000,290(5499): 2110-2113;

89. Harmer S.L., Kay S.A. Positive and negative factors confer phase-specific circadian regulation of transcription in Arabidopsis. Plant Cell, 2005, 17: 1926-1940;

90. Hartmut K., Kappen L. In situ observations of stomatal movements in different light-dark regimes: the influence of endogenous rhythmicity and long-term adjustments. Journal of Experimental Botany, 1997,48(313): 1583-1589;

91. Hazen S.P., Schultz T.F., Pruned-Paz J.L., Borevitz J.O., Ecker J.R., Kay S.A. LUX ARRHYTHMO encodes a Myb domain protein essential for circadian rhythms. PNAS, 2005, 102(4): 10387-10392;

92. Hedrich R., Marten I., Lohse G., Dietrich P., Winter H., Lohaus G., Heldt H.W. Malate-sensitive anion channels enable guard cells to sense changes in the ambient C02 concentration. Plant Journal, 1994,6(6):741-748;

93. Hetherington A.M., Woodward F.I. The role of stomata in sensing and driving environmental change. Nature, 2003,424(6951):901-908;

94. Hicks K.A., Millar A.J., Carre I.A., Straume M.D., Meeks-Wagner R., Kay S.A. Conditional circadian dysfunction of the Arabidopsis early-flowering 3 mutant. Science, 1996,274: 790-792;

95. Hite D.R.C., Outlaw Jr.W.H., Tarczynski M.C. Elevated levels of both sucrose-phosphate synthase and sucrose synthase in Vicia guard cells indicate cell specific carbohydrate inerconvertions. Plant Physiology, 1993; 101(4): 1217-1221;

96. Hsiao T.C., Allaway W.G. Action spectra for guard cell Rb+ uptake and stomatal opening in Vicia faba. Plant Physiology, 1973, 51(l):82-88;

97. Hugouvieux V., Kwak J.M., Schroeder J.I. An mRNA cap binding protein ABH1 modulates early abscisic acid signal transduction in Arabidopsis. Cell, 2001, 106:477-487;

98. Humble G.D., Raschke K. Stomatal opening quantitatively related to potassium transport. Plant Physiology, 1971,48(4):447-453;

99. Hunt L., Mills L.N., Pical C., Lekie C.P., Aitken F.L., Корка J., Mueller-Roeber В., McAinsh M.R., Hetherington A.M., Gray J.E. Phospholipase С is required for the control of stomatal aperture by ABA. Plant J., 2003, 34(l):47-55;

100. Huq E., Ouail P.H. Phytochrome signaling. // W.R. Briggs, J.L. Spudich (eds.) Handbook of Photosensory receptors, 2005, WILEY-VCH Verlag Gmbh & Co. KGaA, Weinheim, pp.-151-170;

101. Hwang J.U., Lee Y. Abscisic acid-induced actin reorganization in guard cells of Dayflower is mediated by cytosolic calcium and by protein kinase and protein phosphatase. Plant Physiology, 2001,125(4): 2120-2128;

102. Hwang J.U., Suh H., Yi H., Kim J., Lee Y. Actin filaments modulate both stomatal opening and inward K+-channel activities in guard cells of Vicia faba L. Plant Physiology, 1997, 115(2):335-342;

103. Hwang S., Kawazoe R., Herrin D.L. Transcription of tufA and other chloroplast-encoded genes is controlled by a circadian clock in Chlamydomonas. PNAS, 1996, 93(3): 996-1000;

104. Inada S., Ohgishi M., Mayama Т., Okada K., Sakai T. RPT2 is a signal transducer involved in phototrophic response and stomatal opening by association with phototropin 1 in Arabidopsis thaliana. Plant Cell, 2004, 16(4):887-896;

105. Incoll L.D., Jewer P.C. Cytokinins and stomata. In Stomatal Function, ed. E. Zeiger, , Stanford Univ. Press, Stanford, California. 1987, pp. 281-292;

106. Irving H.R., Gehring C.A., Parish R.W. Changes in cytosolic pH and calcium of guard cells precede stomatal movements. PNAS, 1992, 89(5): 1790-1794;

107. Ivashikina N., Hedrich R. K+ currents through SV-type vacuolar channels are sensitive to elevated luminal sodium levels. The Plant Journal, 2005,41(4):606-614;

108. Johnson C.H., Knight M.R., Kondo Т., Masson P., Sedbrook J.K., Haley A., Trewavas A. Circadian oscillations of cytosolic and chloroplastic free calcium in plants. Science, 1995,269(5232), 1863-1865;

109. Jones L., Milne J.L., Ashford D., McQueen-Mason S.J. Cell wall arabinan is essential for guard cell function. PNAS, 2003,100(20): 11783-11788;

110. Kaczorowski K.A., Quail P.H. Arabidopsis PSEUDO-RESPONSE REGULATOR 7 is a signaling intermediate in phytochrome-regulated seedling deetiolation and phasing of the circadian clock. Plant Cell, 2003,15:2654-2665;

111. Kaiser W.M., Weiner H., Kandlbinder A., Tsai C.B., Rockel P., Sonoda M., Planchet E. Modulation of nitrate reductase: some new insights, an unusual case and a potentially important side reaction. J Exp Bot., 2002, 53(370):875-882;

112. Karlsson P.E., Hoglund H.-O., Klockare R. Blue light induces stomatal transpiration in wheat seedlings with chlorophyll deficiency caused by SAN 9789. Physiol. Plant. 1983, 57(4): 417-421;

113. Kawazoe R., Hwang S., Herrin D.L. Requirement for cytoplasmic protein synthesis during circadian peaks of transcription of chloroplast-encoded genes in Chlamydomonas. Plant Mol. Biol., 2000,44(6):699-709;

114. Kazama H., Dan H., Imaseki H., Wasteneys G.O. Transient exposure to ethylene stimulates cell division and alters the fate and polarity of hypocotyl epidermel cells. Plant Physiol., 2004, 134(4): 1614-1623;

115. Kendrick R.E., Kerckhoffs L.H.J., van Tuinen A., Koornneef M. Photomorphogenic mutants of tomato. Plant, Cell and Environ. 1997. 20:746-751.

116. Kessler S., Seiki S., Sinha N. Xcll causes delayed oblique periclinal cell divisions in developing maize leaves, leading to cellular differentiation by lineage instead of position. Development, 2002, 129(8): 1859-1869;

117. Kikis E.A., Khanna R., Quail P.H. ELF4 is a phytochrome-regulated component of a negative-feedback loop involving the central oscillator components CCA1 and LHY. Plant J, 2005,44(2):300-313;

118. Kim W.-Y., Geng R., Somers D.E.Circadian phase-specific degradation of the F-box protein ZTL is mediated by the proteasome. PNAS, 2003, 100(8): 4933-4938;

119. Kinoshita Т., Doi M., Suetsugu N., Kagawa Т., Wada M., Shimazaki К. PHOT1 and PHOT2 mediate blue light regulation of stomatal opening. Nature, 2001, 4I4(6864):656-660;

120. Kinoshita Т., Emi Т., Tominaga M., Sakamoto K., Shigegana A., Doi M., Shimazaki K. Blue-light- and phosphorylation-dependent binding of a 14-3-3 protein to phototropins in stomatal guard sells of broad bean. Plant Physiology, 2003, 133(4): 1453-1463;

121. Kloppstech K. Diurnal and circadian rhythmicity in the expression of light-induced plant nuclear messenger RNAs. Planta, 1985, 165(4): 502-506;

122. Kohler В., Blatt M.R. Protein phosphorylation activates the guard cell Ca2+ channel and is a prerequisite for gating by abscisic acid. Plant Journal, 2002, 32(2): 185-194;

123. Koornneef M, ConeJ.W., Deckens R.G., O'Herne-Roberts E.G., Spruit C.J.P., Kendrick R.E. Photomorphogenic responses of long hypocotyls mutant of tomato. Journal of Plant Physiology, 1985, 120: 153-165.

124. Kronenberg G.H.M., Kendrick R.E. The physiology of action. // Kendrick R.E. & Kronenberg eds. Photomorphogenesis in plants G.H.M., Martinus Nijhoff, Dordrecht. 1986, pp. 99-115.

125. Kwak J.M., Mori 1.С., Pei Z.M., Leonhardt N, Torres M.A., Dangl J.L., Bloom R.E., Bodde S., Jones J.D.G., Schroeder J.l. NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF genes function in ROS-dependent ABA signaling in Arabidopsis. EMBO J., 2003, 22(11):2623-2633;

126. Laffray D., Louguet P., Garrec J.-P. Comparative analysis of stomatal functioning on white and green leaves of a variegated leaf mutant of Pelargonium hortorum. Plant.Physiol.Biochem., 1991, 29, 657-666;

127. Lai L.B., Nadeau J.A., Lucas J., Lee E.K., Nakagawa Т., Zhao L., Geisler M., Sack F.D. The Arabidopsis R2R3 MYB proteins FOUR LIPS and MYB88 restrict divisions late in the stomatal cell lineage. Plant Cell, 2005, 17(10): 2754-2767;

128. Lake J.A., Woodward F.I., Quick W.P. Long-distance C02 signalling in plants. J Exp Bot, 2002, 53(367):183-193;

129. Langer K, Levchenko V, Fromm J., Geiger D, Steinmeyer R, Lautner S, Ache P, Hedrich R. The poplar K+ channel KPT I is associated with K+ uptake during stomatal opening and bud development. The Plant Journal, 2004,37(6):828-838;

130. Larkin J.C, Young M, Prigge M., Marks M.D. The control of trichome spacing and number in Arabidopsis. Development, 1996,122:997-1005;

131. Lasceve G, Leymarie J, Vavasseur A. Alterations in light-induced stomatal opening in a starch-deficient mutant of Arabidopsis thaliana L. deficient in chloroplast phosphoglucomutase activity. Plant, Cell and Environment, 1997,20: 350-358;

132. Lawson T, Oxborough K, Morison J.I.L, Baker N.R. Responses of Photosynthetic Electron Transport in Stomatal Guard Cells and Mesophyll Cells in Intact Leaves to Light, C02, and Humidity. Plant Physiology, 2002, 128(1): 52-62;

133. Lawson T, Oxborough K, Morison J.I.L, Baker N.R. The responses of guard and mesophyll cell photosynthesis to C02, 02, light and water stress in a range of spesies are similar. J Exp Bot, 2003, 54(388): 1743-1752;

134. Leckie C.P, McAinsh M.R, Allen G.J, Sanders D, Hetherington A.M. Abscisic acid-induced stomatal closure mediated by cyclic ADP-ribose. PNAS, 1998a, 95(26): 1583715842;

135. Leckie C.P, McAinsh M.R, Montgomery L, Priesley A.J, Staxen 1, Webb A.A.R, Hetherington A.M. Second messengers in guard cells. J Exp Bot, 1998b, 49(SpeciaI Issue): S339-S349;

136. Lemichez E, Wu Y, Sanches J.P, Mettouchi A, Mathur J, Chua N.-H. Inactivation of AtRacl by abscisic acid is essential for stomatal closure. Genes Dev., 2001, 15(14): 18081816;

137. Lemtiri-Chlieh F, MacRobbie E.A.C, Webb A.R, Manison N.F., Brownlee C, Skepper J.N, Chen J, Prestwich G.D, Brearley C.A. Inositol hexakisphosphate mobilizes an endomembrane store of calcium in guard cells. PNAS, 2003, 100(17): 10091-10095;

138. Leube M.P, Grill E, Amhrein N. ABI1 of Arabidopsis is a protein serine/threonine phosphatase highly regulated by the proton and magnesium ion concentration. FEBS Lett, 1998,424:100-104;

139. Levchenko V, Konrad K.R, Dietrich P, Roelfsema M.R.G, Hedrich R. Cytosolic abscisic acid activates guard cell anion channels without preceding Ca2+ signals. PNAS, 2005,102(11): 4203-4208;

140. Lillo C., Meyer C., RuofTP. The nitrate reductase circadian system. The central clock dogma contra multiple oscillatory feedback loops. Plant Physiology, 2001, 125(4): 15541557;

141. Lin Y., Schiefelbein J. Embryonic control of epidermal cell patterning in root and hypocotyl of Arabidopsis. Development, 2001, 128(19): 3697-3705;

142. Liscum E., Hodgson D.W., Campbell T.J. Blue light signaling through the cryptochromes and phototropins. So that's what the blues is all about. Plant Physiology, 2003, 133(4): 1426-1436;

143. Lu P., Zhang S.Q., Outlaw Jr. W.H., Riddle K.A. Sucrose: a solute that accumulates in the guard-cell apoplast and guard-cell symplast of open stomata. FEBS Letters, 1995, 362 (2): 180-184;

144. Lurie S. The effect of wavelength of light on stomatal opening. Planta, 1978, 140(3), 245-249;

145. MacRobbie E.A.C. Signal transduction and ion channels in guard cells. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B, 1998,353:1475-1488;

146. Majewska-Sawka A., Miinster A., Rodriguez-Garcia M.l. Guard cell wall: immunocytochemical detection of polysaccharide components. J. Exp Bot., 2002, 53(371):1067-1079;

147. Mansfield T.A., Heath O.V.S. Photoperiodic effects on rhythmic phenomena in stomata ofXanthium strumarium J. Exp. Bot. 1963. Vol. 14. P. 334-352.

148. Mao J., Zhang Y-C., Sang Y., Li Q-H., Yang H-Q. A role for Arabidopsis cryptochromes and COP1 in the regulation of stomatal opening. PNAS, 2005, 102(34): 12270-12275;

149. Martin C., Glover B.J. Cellular differentiation in shoot epidermis. Current Opinion in Plant Biology, 1998, 1:511-519;

150. Martinez-Garcia J.F., Huq E., Quail P.H. Direct targeting of light signals to a promoter element-bound transcription factor. Science, 2000, 288(5467): 859-863;

151. Martinoia E., Maeshima M., Neuhaus H.E. Vacuolar transporters and their essential role in plant metabolism. J Exp Bot., 2007, 58(1):83-102;

152. Mas P. Circadian clock signaling in Arabidopsis thaliana: from gene expression to physiology and development. Int. J. Dev. Biol., 2005, 49 (5/6):491-500;

153. Matsushika A., Makino S., Kojima M., Mizuno T. Circadian waves of expression of the APRR1/TOC1 family of pseudo-response regulators in Atabidopsis thaliana: Insight into the plant circadian clock. Plant Cell Physiol., 2000, 41: 1002-1012;

154. Matsushita Т., Mochizuki N., Nagatani A. Dimers of the N-terminal domain of phytochrome В are functional in the nucleus. Nature, 2003,424: 571-574;

155. McAinsh M.R., Webb A.A.R., Taylor J.E., Hetherington A.M. Stimulus-induced oscillations in guard cell cytosolic free calcium. Plant Cell, 1995, 7(8): 1207-1219;

156. McClung C.R. Circadian rhythms in plants. Annu. Rev. Plant Mol. Biol., 2001, 52: 139162;

157. McWatters H.G., Bastow R.M., Hall A., Millar A.J. The ELF3 zeitnehmer regulates light signaling to the circadian clock. Nature, 2000,408: 716-720;

158. Meinhard M, Schnabl H. Fusicoccin- and light-induced activation and in vivo phosphorylation of phosphoenolpyruvate carboxylase in vicia guard cell protoplasts. Plant Sci., 2001, 160(4): 635-646;

159. Meinhard M., Grill E. Hydrogen peroxide is a regulator of AB11, a protein phosphatase 2C from Arabidopsis. FEBS Lett., 2001, 508(3):443-446;

160. Merlot S., Gosti F., Guerrier D., Vavasseur A., Giraudat J. The ABI1 and ABI2 protein phosphatases 2C act in a negative feedback regulatory loop of the abscisic acid signaling pathway. Plant J., 2001,25(3):295-303;

161. Meyer S., Lauterbach C., Niedermeier M., Barth I., Sjolund R.D., Sauer N. Wounding Enhances Expression of AtSUC3, a Sucrose Transporter from Arabidopsis Sieve Elements and Sink Tissues. Plant Physiology, 2004, 134(2):684-693;

162. Michael T.P., McClung C.R. Phase-specific circadian clock regulatory elements in Arabidopsis thaliana. Plant Physiology, 2002, 130 (2):627-638;

163. Michael T.P., Salome P.A., Yu H.J., Spencer T. R., Sharp E. L., McPeek M.A., Alonso J. M., Ecker J.R., McClung C.R. Enhanced Fitness Conferred by Naturally Occurring Variation in the Circadian Clock. Science, 2003,302(5647):1049-1053;

164. Miedema H., Assmann S.M. A membrane-delimited effect of internal pH on the K+ outward rectifier of Vicia faba guard cells. J Membr Biol., 1997, 154:227-237;

165. Millar A.J. and Kay S.A. Integration of circadian and phototransduction pathways in the network controlling CAB gene expression in Arabidopsis. PNAS, 1996, 93(26): 15491— 15496;

166. Millar A.J. Biological clocks in Arabidopsis thaliana. New Phytologist, 1999, 141 (2): 175-197;

167. Millar A.J. Input signals to the plant circadian clock. J. Exp. Bot., 2004, 55(395): 277-283;

168. Millar A.J. Turned over after hours. Current Biology, 2000,10:R529-R531;

169. Millar A.J., Carry I.A., Strayer C.A., Chua N-H., Kay S.A. Circadian clock mutants in Arabidopsis identified by luciferase imaging. Science, 1995a, 267(5201): 1161-1163;

170. Millar A.J., Straume M., Chory J., Chua N-H., Kay S.A. The regulation of circadian period by phototransduction pathways in Arabidopsis. Science, 1995b, 267(5201): 11631166;

171. Mittag M., Li L., Hastings J.W. The mRNA level of the circadian regulated Gonyaulax luciferase remains constant over the cycle. Chronobiol Int, 1998, 15: 93-98;

172. Mizoguchi Т., Wheatley K., Hanzawa Y., Wright L., Mizoguchi M., Song H.R., Carre I.A., Coupland G. LHY and CCA1 are partially redundant genes required to maintain circadian rhythms in Arabidopsis. Dev. Cell. 2002; 2(5): 629-41;

173. Moler S.G., Ingles P.J., Whitelam G.C. The cell biology of phytochrome signalling. New Physiologist, 2002,154: 553-590;

174. Morikawa K., Ito S., Tsunoyama Y., Nakahira Y., Shiina Т., Toyoshima Y. Circadian-regulated transcription of a nuclear-encoded plastid о factor gene (sigA) in wheat seedlings. FEBS Letters, 1999,451: 275-278;

175. Mustilli A.C., Merlot S., Vavasseur A., Fenzi F., Giraudat J. Arabidopsis OST1 protein kinase mediates the regulation of stomatal aperture by abscisic acid and acts upstream of reactive oxygen species production. Plant Cell, 2002, 14(12):3089-3099;

176. Nadeau J.A., Sack F.D. Control of stomatal development on the Arabidopsis leaf surface. 2002a, Science, 296(5573): 1697-1700;

177. Naef F. Circadian clock go in vitro: purely post-translational oscillators in cyanobacteria. Molecular Systems Biology, 2005, №2005.0019, doi: 10.1038/msb4100027;

178. Nagy F, Schafer E. Nuclear and cytosolic events of light-induced, phytochrome-regulated signaling in higher plants. The EMBO Journal, 2000,19(2): 157-163;

179. Nagy F, Schafer E. Phytochromes control photomorphogenesis by differentially regulated, interacting signaling pathways in higher plants. Annu. Rev. Plant. Biol., 2002, 53: 329-55;

180. Nakahira Y., Baba K., Yoneda A., Shiina Т., Toyoshima Y. Circadian-regulated transcription of the psbD light-responsive promoter in wheat chloroplasts. Plant Physiology, 1998, 118: 1079-1088;

181. Nakajima M., lmai K., Ito H., Nishiwaki Т., Murayama Y., Iwasaki H.,Oyama Т., Kondo T. Reconstitution of circadian oscillation of cyanobacterial KaiC phosphorylation in vitro. Science, 2005,308(5720):414-415;

182. Nakamura A., Fukuda A., Sakai S., Tanaka Y. Molecular cloning, functional expression and subcellular localization of two putative vacuolar voltage-gated chloride channels in rice (Oryza sativa L.). Plant and Cell Physiology, 2006, 47(l):32-42;

183. Nardini A., Salleo S. Effects of the experimentel blockage of the major veins on hydraulics and gas exchange of Prunus laurocarasus L. leaves. J Exp Bot., 2003, 54(385):1213-1219;

184. Neff M.M., Fankhauser C.H., Chory J. Light: an indicator of time and place. Genes and Development 2000,14:257-271;

185. Neill S.J., Desikan R., Clarke A., Hancock J.T. Nitric oxide is a novel component of abscisic acid signaling in stomatal guard cells. Plant Physiology, 2002; 128(1): 13-16;

186. Niittyla Т., Messerli G., Trevisan M., Chen J., Smith A.M., Zeeman S.C. A previously unknown maltose transporter essential for starch degradation in leaves. Science, 2004, 303(5654): 87-89;

187. Ohashi-Ito K., Bergmann D. Arabidopsis FAMA controls the final proliferation/differentiation switch during stomatal development. Plant Cell, 2006, 18(10):2493-2505;

188. Onai K., Ishiura M. PHYTOCLOCK.1 encoding a novel GARP protein essential for the Arabidopsis circadian clock. Genes Cells, 2005,10(l0):963-972;

189. Outlaw Jr. W.H., De Vlieghere-He X. Transpiration Rate. An Important Factor Controlling the Sucrose Content of the Guard Cell Apoplast of Broad Bean. Plant Physiology, 2001,126(4): 1716-1724;

190. Outlaw Jr.W.H. An introduction to carbon metabolism in guard cells. In Stomatal Function, ed. E. Zeiger, Stanford Univ. Press, Stanford, California, 1987, 115-124;

191. Outlaw W.H., Lowry O.H. Organic acid and potassium accumulation in guard cells during stomatal opening. PNAS, 1977, 74(10): 4434-4438;

192. Ouyang Y., Andersson C.R., Kondo Т., Golden S.S., Johnson C.H. Resonating circadian clock enhance fitness in cyanobacteria. PNAS, 1998, 95: 8660-8664;

193. Overlach S., Diekmann W., Raschke K. Phosphate translocator of isolated guard-cell chloroplasts from Pisum sativum L. transports glucose-6-phosphate. Plant Physiology, 1993,101(4): 1201-1207;

194. Palevitz B.A., Hepler. Cellulose microfibril orientation and cell shaping in development guard cells of Allium: the role of microtubules and ion accumulation. Planta, 1976, 132(l):71-93;

195. Pandey S., Assmann S.M. The Arabidopsis putative G protein-coupled receptor GCRI interacts with the G protein a subunit GPA1 and regulates abscisic acid signaling. Plant Cell, 2004, 16(6): 1616-1632;

196. Parks B.M. The Red Side of Photomorphogenesis. Plant Physiology, 2003, 133(4): 1437-1444;

197. Parvathi K., Raghavendra A.S. Both rubisco and phosphoenolpyruvate carboxylase are beneficial for stomatal function in epidermal strips of Commelina benghalensis. Plant Sci., 1997,124(2): 153-157;

198. Pei Z.M., Ghassemian M., Kwak J.M., McCourt P., Schroeder J.I. Role of farnesyltransferase in ABA regulation of guard cell anion channels and plant water loss. Science, 1998,282(5387):287-290;

199. Pei Z.M., Kuchitsu K., Ward J.M., SchwarzN., Schroeder J.I. Differential abscisic acid regulation of guard cell slow anion channels in Arabidopsis wild-type and abil and abi2 mutants. Plant Cell, 1997,9(3):409-423;

200. Pei Z-M., Murata Y., Benning G., Thomine S., Klusener В., Allen G.J., Grill E., Schroeder J. Calcium channels activated by hydrogen peroxide mediate abscisic acid signaling in guard cells. Nature, 2000,406(6797):731-734;

201. Pei Z-M., Ward J.M., Harper J.F., Schroeder J.I. A novel chloride channel in Vicia faba guard cell vacuoles activated by serine/threonine kinase, CDPK. EMBO Journal., 1996, 15(23):6564-6574;

202. Pei Z-M., Ward J.M., Schroeder J.I. Magnesium sensitizes slow vacuolar channels to physiological cytosolic calcium and inhibits fast vacuolar channels in fava bean guard cell vacuoles. Plant Physiology, 1999, 121(3):977-986;

203. Peiter E., Maathus F.J.M., Mills L.N., Knight H., Pelloux J., Hetherington A.M., Sanders D. The vacuolar Ca2+-activated channel TPC1 regulates germination and stomatal movement. Nature, 2005,434(7031):404-408;

204. Pilgrim M.L., Caspar Т., Quail P.H., McClung C.R. Circadian and light-regulated expression of nitrate reductase in Arabidopsis. Plant Mol Biol., 1993, 23(2):349—364;

205. Pillitteri L.J., Sloan D.B., Bogenschutz N.L., Torii K.U. Termination of asymmetric cell division and differentiation of stomata. Nature, 2007,445(7127):501-505;

206. Pittendrigh C.S. Temporal organization: reflections of a Darwinian clock-watcher. Annu. Rev. Physiol., 1993, 55:17-54;

207. Poffenroth M., Green D.B., Tallman G. Sugar concentrations in guard cells of Vicia faba illuminated with red or blue light: analysis by high performance liquid chromatography. Plant Physiology, 1992,98(4): 1460-1471;

208. Pottosin I.I., Martinez-Estevez M. Regulation of the fast vacuolar channel by cytosolic and vacuolar potassium. Biophysical Journal, 2003, 84(2):977-986;

209. Pottosin 1.1., Martinez-Estevez M., Dobrovinskaya O.R., Muniz J. Potassium-selective channel in the red beet vacuolar membrane. J Exp Bot., 2003, 54(383):663-667;

210. Pottosin 1.1., Martinez-Estevez M., Dobrovinskaya O.R., Muniz J., Schonknecht G. Mechanism of luminal Ca2+ and Mg2+ action on the vacuolar slowly activating channels. Planta, 2004,219(6): 1057-1070;

211. Presti D.E., Galland P. Photoreceptor biology of Phycomyces. In Phycomyces / Cerda-Olmedo E. and Lipson E. D. (eds.), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, USA, 1987, p.50;

212. Raschke K., Schnabl H. Availability of chloride affects the balance between potassium chloride and potassium malate in guard cells of Vicia faba L. Plant Physiol., 1978, 62(1): 84-87;

213. Raschke K., Shabahang M., Wolf R. The slow and the quick anion conductance in whole guard cells: their voltage-dependent alternation, and the modulation of their activities by abscisic acid and C02. Planta, 2003, 217(4):639-650;

214. Reintanz В., Szyroki A., Ivashikina N., Ache P., Godde M., Becker D., Palme K., Hedrich R. AtKCl, a silent Arabidopsis potassium channel a-subunit modulates root hair K+ influx. PNAS, 2002,99(6): 4079-4084;

215. Reynolds E.S. Use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy. Journal of Cell Biology. 1963. Vol. 17.-P. 208-212.

216. Ritte G., Rashke K. Metabolite export of isolated guard cell chloroplast of Vicia faba. New Phytologist, 2003, 159(1): 195-202;

217. Ritte G., Rosenfeld J., Rohrig K., Raschke K. Rates of Sugar Uptake by Guard Cell Protoplasts of Pisum sativum L. Related to the Solute Requirement for Stomatal Opening. Plant Physiol, 1999,121(2): 647-656;

218. Rockwell N.C., Lagarias J.C. The structure of phytochrome: A picture is worth a thousand spectra. Plant Cell., 2006, 18(1):4-I4;

219. Rodermel S. Arabidopsis variegation mutants. // The Arabidopsis book, Somerville C.R., Meyerovitz E.M. (eds.), American Society of Plant Biologists, Rockville, MD. USA, 2002, doi/10.1199/tab.0074, http://www.aspb.org/puhlications/arabidopsis/

220. Roelfsema M.R.G., Hedrich R. In the light of stomatal opening: new insights into "the Watergate". New Phytologist, 2005, 167(3):665-691;

221. Roelfsema M.R.G., Hedrich R. Studying guard cells in the intact plant: modulation of stomatal movement by apoplastic factors. New Phytologist, 2002, 153 (3):425-431;

222. Roenneberg Т., Merrow M. The network of time: understanding the molecular circadian system. Current Biology, 2003, 13:198-207;

223. Roenneberg Т., Morse D. Two circadian oscillators in one cell. Nature, 1993, 362: 362364;

224. Roth-Bejerano N., Itai C. Involvement of phytochrome in stomatal movement: Effect of blue and red light. Physiologia Plantarum, 1981, 52(2): 201-206;

225. Roth-Bejerano N., Nejidat A., Itai C. Further support for the involvement of phytochrome in stomatal movement. Physiologia Plantarum, 1985, 64 (4): 501-506;

226. Sack F.D. The development and structure of stomata. In Stomatal Function, ed. E. Zeiger, 1987, pp.59-90, Stanford Univ. Press, Stanford, California;

227. Sai J., Johnson C.H. Different circadian oscillators control Ca2+ fluxes and Lhcb gene expression. PNAS, 1999, 96:11659-11663;

228. Saibo N.J., Vriezen W.H., Beemster G.T., Van Der Staeten D. Growth and stomata development of Arabidopsis hypocotyls are controlled by gibberellins and modulated by ethylene and auxins. Plant J., 2003,33(6): 989-1000;

229. Sakamoto K., Briggs W.R. Cellular and subcellular localization of phototropin 1. Plant Cell., 2002, 14(8): 1723 1735;

230. Sanders D., Bethke P. Membrane transport. In Biochemistry and Molecular Biology of Plants. Eds: Buchanan B.B., Gruissem W., Jones R.L., ASPP, 2000, 110-157;

231. Sanders D., Pelloux J., Brownlee C., Harper J. Calcium at the crossroads of signaling. Plant Cell, 2002, 14(supplement):S401-S417;

232. Schaffer R., Ramsay N., Samach A., Corden S., Putterill J., Carre I.A., Coupland G. The late elongated hypocotyls mutation of Arabidopsis disrupts circadian rhythms and the photoperiodic control of flowering. Cell, 1998, 93: 1219-1229;

233. Schmidt C., Schroeder J.I. Anion selectivity of slow anion channels in the plasma membrane of guard cells. Large nitrate permeability. Plant Physiology, 1994, 106(1)383-391;

234. Schnabl K., Kottmeier C. Determination of malate levels during swelling of vacuoles isolated from guard-cell protoplasts. Planta, 1984,161(1)27-31;

235. Schroeder J.I., Keller B.U. Two types of anion channel currents in guard cells with distinct voltage regulation. PNAS, 1992, 89(11):5025-5029;

236. Schulz-Lessdorf В., Hedrich R. Protons and calcium modulate SV-type channels in the vacuolar-lysosomal compartment channel interaction with calmodulin inhibitors. Planta, 1995,197(4):65 5-671;

237. Schwartz A., Zeiger E. Methabolic energy for stomatal opening. Roles of photophosphorilation and oxidative phosphorilation. Planta, 1984, 161(2): 129-136;

238. Serna L., Fenoll C. Stomatal development in Arabidopsis: how to make a functional pattern. Trends in plant science, 2000, 5(11): 458-460;

239. Serna L., Fenoll C. Tracing the ontogeny of stomatal clusters in Arabidopsis with molecular markers. Plant J., 1997, 12(4):747-755;

240. Shabala S. Regulation of potassium transport in leaves: from molecular to tissue level. Annals of Botany, 2003,92:627-634;

241. Shafer E., Nagy F. Light-activated intracellular movement of phytochrome. // W.R. Briggs, J.L. Spudich (eds.) Handbook of Photosensory receptors, 2005, WILEY-VCH Verlag Gmbh & Co. KGaA, Weinheim, pp. -197-210;

242. Shaffer R., Landgraf J., Accerbi M., Simon V., Larson M., Wisman E. Microarray analysis of diurnal and circadian-regulated genes in Arabidopsis. Plant cell, 2001, 13(1):113-123;

243. Sharkey T.D., Ogawa T. Stomatal responses to lihgt. Zeiger E. (ed.) Stomatal function. Stanford University Press: Stanford, CA, 1987, pp. 195-208;

244. Sharkey T.D, Raschkey K. Effect of light quality on stomatal opening in leaves of Xanthium strumarium L. Plant Physiol. 1981; 68(5): 1170-1174;

245. Sharma R, (2001) Phytochrome: A seine kinase illuminates the nucleus! Current Science, 80 (2), 178-188;

246. Shimazaki K.l, Gotow K, Kondo N. Photosynthetic properties of guard cell protoplasts from Vicia faba L. Plant and Cell Physiol. 1982; 23: 871-879;

247. Shimazaki K.I, Zeiger E. Cyclic and non-cyclic photophosphorilation in isolated guard cell protoplasts from Vicia Faba L. Plant Physiology, 1985, 78(2):211-214;

248. Shinomura T. Phytochrome regulation of seed germination. J. Plant Res, 1997, 110: 151-161;

249. Shinomura T, Nagatani A, Hanzawa H, Kubota M, Watanabe M, Furuya M. Action spectra for phytochrome A- and B-specific photoinduction of seed germination in Arabidopsis thaliana. PNAS, 1996, 93: 8129-8133;

250. Shinomura T, Uchida K, Furuya M. Elementary processes of photoperception by phytochrome A for high-irradiance response of hypocotyls elongation in Arabidopsis. Plant Physiology, 2000, 122(1):147-156;

251. Shope J.C, DeWald D.B, Mott K.A. Changes in surface area of intact guard cells are correlated with membrane internalization. Plant Physiology, 2003, 133(3): 1314-1321;

252. Shpak E.D, McAbee J.M, Pillitteri L.J, Torii K.U. Stomatal patterning and differentiation by synergistic interactions of receptor kinases. Science, 2005, 309(5732):290-293;

253. Skaar H, Johnsson A. Light-induced transpiration in a chlorophyll-deficient mutant of Hordeum vulgare. Physiol. Plant, 1980,49(2): 210-214;

254. Somers D. Clock-associated genes in Arabidopsis: a family affair. Phil. Trans. R. Soc. Lond, 2001,356: 1745-1753;

255. Somers D.E, Delvin P.F. Kay S.A. Phytochromes and cryptochromes in the entrainment of the Arabidopsis circadian clock. Science, 1998,282:1488-1490;

256. Song H.-R, Carre I.A. DET1 regulates the proteasomal degradation of LHY, a component of the Arabidopsis thaliana clock. Plant Mol Biol, 2005, 57:761 -771;

257. Spadling E.P, Folta K.M. Illuminating topics in plant photobiology. Plant, Cell and Environment, 2005,28: 39-53;

258. Stadler R, Buttner M, Ache P, Hedrich R, Ivashikina N, Melzer M, Shearson S.M, Smith S.M, SauerN. Diurnal and Light-Regulated Expression of AtSTPl in Guard Cells of Arabidopsis. Plant Physiology, 2003,133 (2): 528-537;

259. Staiger D, Zecca L, Kirk D.A.W, Apel K, Eckstein L. The circadian clock regulated RNA-binding protein AtGRP7 autoregulates its expression by influencing alternative splicing of its own pre-mRNA. Plant J, 2003, 33:361-371;

260. Suhita D, Raghavendra A.S, Kwak J.M, Vavasseur A. Cytoplasmic alkalization precedes reactive oxygen species production during methyl jasmonate- and abscisic acid-induced stomatal closure. Plant Physiology, 2004, 134(4): 1536-1545;

261. Sutter J.U, Campanoni P, Tyrrell M, Blatt M.R. Selective mobility and sensitivity to SNAREs is exhibited by the Arabidopsis KAT1 K+ channel at the plasma membrane. Plant Cell, 2006, 18(4):935-954;

262. Taiz L, Zeiger E. Blue-light responses: stomatal movement and morphogenesis. Plant Physiology, Taiz L, Zeiger E. (eds.), Second edition, Sinauer Associated, Inc., USA, 1998, pp.517-541;

263. Takemiya A., Kinoshita Т., Asanuma M., Shimazaki K. Protein phosphatase 1 positively regulates stomatal opening in response to blue light in Vicia faba. PNAS, 2006, 103(36):13549-13554;

264. Takeuchi Y., Kondo N. Effects of abscisic acid on cell-wall methabolism in guard cells of Vicia faba L. Plant and Cell Physiology, 1988,29(4):573-580;

265. Talbott L.D., Nikolova G., Ortiz A., Schmayevich I., Zeiger E. Green light reversal of blue-light-stimulated stomatal opening is found in a diversity of plant species. American Journal of Botany, 2002, 89(2): 366-368;

266. Talbott L.D., Rahveh E., Zeiger E. Relative humidity is a key factor in the acclimation of the stomatal response to C02. J Exp Bot., 2003a, 54(390): 2141-2147;

267. Talbott L.D., Schmayevich I.J., Chung Y., Hammad J.W., Zeiger E. Blue light and phytochrome-mediated stomatal opening in the npql and photlphot2 mutants of Arabidopsis. Plant Physiology, 2003b, 133(4): 1522-1529;

268. Talbott L.D., Zeiger E. Central role for potassium and sucrose in guard-cell osmoregulation. Plant Physiology, 1996, 111(4): 1051-1057;

269. Talbott L.D., Zeiger E. Sugar and organic acid accumulation in guard cells of Vicia faba in response to red and blue light. Plant Physiology, 1993, 102(4): 1163-1169;

270. Talbott L.D., Zeiger E. The role of sucrose in guard cell osmoregulation. J Exp Bot., 1998,49(special issue):329-337;

271. Tallman G., Zeiger E. Light quality and osmoregulation in Vicia guard cell. Plant Physiology, 1988, 88(3), 887-895;

272. Tarczynski M.C., Outlaw W.H., Jr. The interactive effects of pH, L-malate, and glucose-6-phosphate on guard-cell phosphoenolpyruvate carboxylase. Plant Physiology, 1993, 103(4): 1189-1194;

273. Terry M.J. & Kendrick R.E. The aurea and yellow-green-2 mutants of tomato are deficient in phytochrome chromophore synthesis. J. Biol.Chem., 1996, 271:21681-21686.

274. Terry M.J. Phytochrome chromophore-deficient mutants. Plant, Cell and Environ. 1997. Vol. 20. P. 740-745.

275. Thain S.C., Murtas G., Lynn J.R., McGrath R.B., Millar A.J. The circadian clock that controls gene expression in Arabidopsis is tissue specific. Plant. Physiology, 2002, 130(1): 102-110;

276. Tilhonova L.I., Pottosin 1.1., Dietz K-J., Schonknecht G. Fast-activating cation channel in barley mesophyll vacuoles. Inhibition by calcium. The Plant Journal, 1997, 11(5):1059-1070;

277. Tomita J., Nakajima M., Kondo Т., Iwasaki H. No transcription-translation feedback in circadian rhythm of KaiC phosphorylation. Science, 2005, 307(5746):251-254;

278. Trewavas A. Signal perception and transduction. // Buchanan В., Gruissen W., Jones R. (eds.) Biochemistry & Molecular Biology of Plants. American Society of Plant Physiologists, 2000, pp.-930-987;

279. Tu S.-L., Lagarias J.C. The phytochromes. // W.R. Briggs, J.L. Spudich (eds.) Handbook of Photosensory receptors, 2005, WILEY-VCH Verlag Gmbh & Co. KGaA, Weinheim, pp. 121-149;

280. Ueno K., Kinoshita Т., Inoue S., Emi Т., Shimazaki K. Biochemical characterization of plasma membrane H+ATPase activation in guard cell protoplasts of Arabidopsis thaliana in response to blue light. Plant Cell Physiol., 2005,46(6):955-963;

281. Vavasseur A., Raghavendra A.S. Guard cell metabolism and C02 sensing. New Phytologist, 2005, 165(3): 665-682;

282. Virgin H.l. Stomatal transpiration of some variegated plants and of chlorophyll-deficient mutants of barley. Physiologia Plantarum, 1957, 10(1): 170-185;

283. Wang H., Deng X.W. Phytochrome signaling mechanism. // The Arabidopsis book, Somerville C.R., Meyerovitz E.M. (eds.), American Society of Plant Biologists, Rockville, MD. USA, 2002, doi/10.1199/tab.0074. http://www.aspb.org/publications/arabidopsis/

284. Wang X.Q., Ullah H., Jones A.M., Assmann S.M. G protein regulation of ion channels and abscisic acid signaling in Arabidopsis guard cells. Science, 2001, 292(5524):2070-2072;

285. Wang Z.-Y., Tobin E.M. Constitutive expression of the CIRCADIAN CLOCK ASSOCIATED 1 (CCA1) gene disrupts circadian rhythms and suppresses its own expression. Cell, 1998,93: 1207-1217;

286. Webb A.A.R. The physiology of circadian rhythms in plants. New Phytologist, 2003, 160(2): 281-303;

287. Weller J.L., Nagatani A., Kendrick R.E., Murfet I.C., Reid J.B. New lv mutants of pea are deficient in phytochrome B. Plant Physiology, 1995, 108,525-532;

288. Weyers J.D.B., Meinder H. Methods in stomatal research. 1990, Longman Scientific & Technical, UK;

289. Xu Y., Mori Т., Johnson C.H. Circadian clock-protein expression in cyanobacteria: rhythms and phase setting. EMBO J., 2000, 19(13):3349-3357;

290. Yang H-Q., Tang R-H., Cashmore A.R. The signaling mechanism of Arabidopsis CRY1 involves direct interaction with COP1. Plant Cell, 2001, I3(I2):2573-2587;

291. Yang M., Sack F.D. The too many mouths and four lips mutations affect stomatal production in Arabidopsis. Plant Cell, 1995, 7(12): 2227-2239;

292. Yu R., Huang R-F., Wang X-C., Yuan M. Microtubule dynamics are involved in stomatal movement ofVicia faba L. Protoplasma, 2001,216(1-2):113-118;

293. Zacchini M., Morini S., Vitagliano C. Effect of photoperiod on some stomatal characteristics of in vitro cultured fruit tree shoots. Plant cell tissue and organ culture, 1997, 49(3): 195-200;

294. Zeiger E. Sensory transduction of blue light in guard cells. Trends in plant science, 2000, 5(5): 183-185;

295. Zeilinger M.N., Farre E.M., Taylor S.R., Kay S., Doyle F.J. A novel computational model of the circadian clock in Arabidopsis that incorporates PRR7 and PRR9. Molecular Systems Biology, 2006,2:58; doi: 10.1038/msb4100101;

296. Zhang W., Qin C., Zhao J., Wang X. Phospholipase Dal-derived phosphatide acid interacts with ABI1 phosphatase 2C and regulates abscisic acid signaling. PNAS, 2004, 101(25):9508-9513;

297. Zhao L., Sack F.D. Ultrastructure of stomatal development in Arabidopsis (Brassicaceae) leaves. Am J Bot., 1999,86(7): 929-939;

298. Zhong H.H., Painter J.E., Salome P.A., Straume M., McClung C.R. Imbibition, but not release from stratification, sets the circadian clock in Arabidopsis seedlings. Plant Cell, 1998, 10(12):2005-2017;

299. Zhou Y., Sun X.-D., Ni M. Timing of photoperiodic flowering: light perception and circadian clock. Journal of Integrative Plant Biology, 2007,49(l)."28-34;

300. Zhou Y., Sun X-D., Ni M. Timing of photoperiodic flowering: light perception and circadian clock. Journal of Integrative Plant Biology, 2007,49(l):28-34;

301. Ашофф Ю. Биологические часы. Под ред. Шноля С.Э. М.: Мир, 1964, с.27-59;

302. Бюннинг Э. Биологические часы. Под ред. Шноля С.Э. М.: Мир, 1964, с. 11-26, 409-421;

303. Власова Т.А. Водный режим растений. // А.Т. Мокроносов ред. Малый практикум по физиологии растений. М.: МГУ. 1994.

304. Гостимский С.А., Карвовская Е.А., Синещёков В.А., Беляева О.Б. Электронно-микроскопические и спектральные свойства жёлтых летальных мутантов гороха. Генетика.- 1982. №18(1)-С. 124-126.

305. Грин Н., Стаут У., Тейлор Д. Биология.-М.: Мир. 1993.-155 с.• 332. Ежова Т.А., Гостимский С. А. Генетический анализ хлорофильных мутантов гороха. Генетика. 1979.№15(4).-С. 691-695.

306. Кулаева О.Н. Как свет регулирует жизнь растений. Соросовский образовательный журнал, 2001,7(4): 6-12;

307. Курсанов Л.И., Комарницкий Н.А., Раздорский В.Ф., Уранов А.А. Анатомия и морфология растений под редакцией проф. Л.В.Кудряшова, 1966, T.l. c.l 11-114;

308. Лотова Л.И. Морфология и анатомия высших растений. М.: Эдиториал УРСС 2001. с.54-59;

309. Лотова Л.И., Тимонин А.Б. Сравнительная анатомия высших растений. Изд. Московского Университета, 1989;

310. Мейчик Н.Р., Балнокин Ю.В. Вода в жизни растений. В учебнике: Физиология растений / под ред. И.П. Ермакова М.: Изд. Центр «Академия», 2005. -283 е.;

311. Мокроносов А.Т., Гавриленко В.Ф. Фотосинтез. Физиолого-экологические и биохимические аспекты. Изд. Московского университета, 1992,151;

312. Неверов К.В. Исследование механизмов действия стимуляторов биосинтеза хлорофилла на фотоустойчивость фотосинтетического аппарата. Диссертация на соискание учёной степени кандидата биологических наук. Москва. 1994. -146 с;

313. Чайлахян М.Х. Фотопериодизм растений. М.: Знание, 1956;

314. Эдварде Дж., Уокер Д. Фотосинтез СЗ- и С4- растений: механизмы и регуляция. -М.: Мир, 1986, 524-529;

315. Якушкина Н.И. Физиология растений. 1993, Москва, Просвещение, 65-74;1. Благодарности

316. Автор сердечно благодарит У.Б. Баштанову и И.П. Ермакова за мудрое руководство и постоянную поддержку; Б.А. Соловьева и М.Е. Баштанова за создание и модификацию установок; А.Е. Соловченко за помощь в освоении спектральных методов;

317. О.В. Горяеву и С.Е. Мазину за помощь в освоении электронно-микроскопических методов;

318. Г.В. Кочетову за помощь при подготовке рукописи; а также весь коллектив кафедры физиологии растений за помощь, поддержку и внимание.