Регуляция 24-эпибрассинолидом метаболизма цитокининов в растениях пшеницы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Юлдашев, Руслан Адикович

• Юлдашев, Руслан Адикович
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Юлдашев, Руслан Адикович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ б

1. Обзор литературы

1.1. Стероидные гормоны растений

1.1.1. Биосинтез брассиностероидов

1.1.2. Сигналлинг брассиностероидов

1.1.3. Функции брассиностероидов

1.2. Брассиностероиды как компонент единой гормональной системы регуляции растений

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Объект исследования

2.2. Постановка опытов

2.3. Экстрагирование фитогормонов из растительного материала

2.4. Очистка и концентрирование свободных форм цитокининов

2.5. Определение содержания фитогормонов методом ИФА

2.6. Определение активности цитокининоксидазы, участвующей в 46 деградации цитокининов

2.7. Определение О-глюкозидов цитокининов

2.8. Определение митотической активности меристематических 48 клеток корней

2.9. Определение концентрация пролина

2.10. Молекулярно-биологические исследования

2.10.1. Выделение и очистка ДНК из растений

2.10.2. Выделение и очистка РНК из растений

2.10.3. Измерение концентрации ДНК и РНК

2.10.4. Олигонуклеотидные праймеры, использованные в ПЦР

2.10.5. Радиоактивное мечение препарата ДНК

2.10.6. Дот-блот анализ РНК

2.10.7. Реакция обратной транскрипции РНК и 52 полуколичественный анализ экспрессии генов

2.10.8. Полимеразная цепная реакция ДНК

2.10.9. Электрофорез фрагментов ДНК и РНК в агарозных и 54 полиакриламидных гелях

2.11. Статистическая обработка результатов

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Влияние 24-эпибрассинолида на количественный уровень 55 цитокининов в растениях пшеницы

3.1.1. Значение эндогенных цитокининов в проявлении 59 ростстимулирующего действия ЭБ на растения пшеницы

3.1.2. Динамика ЭБ-индуцированного накопления цитокининов в 63 корнях и побегах пшеницы

3.2. Влияние 24-эпибрассинолида на метаболизм гормонов 66 цитокининовой природы в растениях пшеницы

3.2.1. Оценка количественного уровня разных форм ЦК в ЭБ- 75 обработанных растениях

3.2.2. Влияние ЭБ на О-глюкозилирование цитокининов в корнях и 77 побегах проростков пшеницы

3.2.3. Участие ЭБ в регуляции деградации цитокининов в растениях 80 пшеницы

3.2.3.1. Подбор праймеров к цитокининоксидазе пшеницы

3.2.3.2. Динамика экспрессионной активности гена 84 цитокининоксидазы в корнях и побегах проростков пшеницы в ходе их инкубирования на ЭБ

3.2.3.3. Динамика ферментативной активности 87 цитокининоксидазы в корнях и побегах обработанных

ЭБ проростков

3.2.4. Анализ уровня цитокининов в обработанных эпибрассинолидом проростках пшеницы после удаления гормона из среды

3.3. Сопоставление физиологического действия 24-эпибрассинолида 95 и 6-бензиламинопурина на растения пшеницы

3.3.1. Влияние предобработки 24-эпибрассинолидом на рост и гормональный статус проростков пшеницы при засолении среды

3.3.2 Сравнительный анализ влияния 24-эпибрассинолида и

6-бензиламинопурина на уровень осмопротектантов в растениях пшеницы

3.3.2.1 Влияние 24-эпибрассинолида и 6-бензиламинопурина на 101 экспрессионную активность гена TADHN дегидрина пшеницы

3.3.2.2 Влияние 24-эпибрассинолида и 6-бензиламинопурина на содержание пролина

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляция 24-эпибрассинолидом метаболизма цитокининов в растениях пшеницы»

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность. Гормональной системе отводят лидирующую роль в регуляции метаболизма растений, лежащего в основе роста и развития в ходе онтогенеза, а также адаптации к изменяющимся условиям произрастания. Каждый из фитогормонов участвует в регуляции таких интегральных физиологических процессов как рост, развитие и дифференцировка растений в нормальных условиях произрастания и при их изменении, что указывает на активное взаимодействие их друг с другом в единой системе регуляции жизнедеятельности (Chow, McCourt, 2004; Reski, 2006; Goda et al., 2008; Fukaki, Tanaka, 2008; Kuppusamy et al., 2008; Bari, Jones, 2009). Нужно отметить, что изучение молекулярных механизмов действия брассиностероидов (БС) имеет общебиологическое значение. В связи с тем, что они являются структурными аналогами стероидных гормонов животных, это может способствовать пониманию общих закономерностей функционирования систем регуляции метаболизма не только растений, но и других организмов (Geldner et al., 2007).

К настоящему времени накопилось много сведений об участии БС в регуляции протекания разнообразных метаболических процессов в растениях, причем благодаря отличительной особенности БС проявлять свой эффект на разные культуры в исключительно низких в сравнении с действием других гормонов концентрациях их относят к уникальному классу фитогормонов (Haubrick, Assmann, 2006; Howell et al., 2007; Jager et al., 2008), более того, высказывают мнение об их лидирующей роли среди фитогормонов (Khripach et al., 2000). С начала открытия у БС было продемонстрировано сочетание ярко выраженного ростстимулирующего и защитного в отношении разных по природе неблагоприятных факторов действия на растения, обусловленного их тесным взаимодействием с другими фитогормонами (Kuperin et al., 2008; Arteca and Arteca, 2008; Vert et al., 2008; Bari, Jones, 2009).

Ранее в нашей лаборатории было выявлено, что обработка проростков пшеницы 24-эпибрассинолидом (ЭБ) в оптимальных в стимуляции ростовых процессов концентрациях вызывает в них стойкое двукратное накопление цитокининов на фоне отсутствия изменений в уровне индолилуксусной (ИУК) и абсцизовой (АБК) кислот (Шакирова и др., 2002; Авальбаев и др., 2003). Это позволило предположить, что эндогенные цитокинины могут играть важную регуляторную роль в проявлении физиологического действия ЭБ на растения как в нормальных условиях произрастания, так и при стрессовых воздействиях. В пользу возможности вовлечения цитокининов в реализацию физиологического действия ЭБ могут служить сведения об участии гормонов цитокининовой природы в активации ростовых процессов и формировании защитных реакций, обусловленных индукцией под их влиянием чувствительных к них генов (Hare et al., 1997; Liu, Huang, 2002; Boonman et al., 2007; Werner et al., 2008; Potters et al., 2009). Однако встает вопрос, что лежит в основе ЭБ-индуцированной стимуляции накопления цитокининов и поддержания их повышенного вдвое содержания в растениях пшеницы при обработке ЭБ.

Цель и задачи исследований. Цель работы заключалась в выявлении механизмов регуляции 24-эпибрассинолидом метаболизма гормонов цитокининовой природы в растениях пшеницы. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1). Исследовать характер влияния ЭБ на новообразование цитокининов в растениях пшеницы посредством оценки количественного уровня нуклеотида зеатина и изопентиниладенозина, являющихся первыми соединениями на пути биосинтеза зеатина.

2). Провести анализ динамики содержания О-глюкозидов как наиболее распространенной запасной формы активных цитокининов в проростках пшеницы при обработке 24-эпибрассинолидом.

3). Для принципиальной оценки участия 24-эпибрассинолида в катаболизме цитокининов исследовать его влияние на активность ключевого фермента деградации цитокининов цитокининоксидазы и уровень экспрессии кодирующего этот фермент гена в растениях пшеницы.

4). В сравнительном аспекте исследовать пути гормональной регуляции транскрипции гена дегидрина и концентрации пролина как важнейших осмопротектантов растений под влиянием 24-эпибрассинолида и синтетического аналога зеатина 6-бензиламинопурина.

Научная новизна. Раскрыты механизмы регуляции индуцированного 24-эпибрассинолидом стойкого двукратного увеличения концентрации цитокининов в растениях пшеницы. Выявлено, что они связаны как с усилением новообразования цитокининов, о чем судили по увеличению уровня нуклеотида зеатина и суммарного содержания производных изопентиниладенина и резкому возрастанию запасных форм цитокининов О-глюкозидов, так и с уменьшением ферментативной активности и уровня экспрессии гена цитокининоксидазы, что обеспечивало торможение распада цитокининов. Получены приоритетные сведения о существовании альтернативных путей гормональной регуляции количественного уровня пролина и экспрессии TADHN гена дегидрина пшеницы: БАП регулирует накопление пролина и усиление транскрипции гена дегидрина опосредовано через повышение эндогенной АБК, тогда как ЭБ - независимо от АБК. Практическая значимость работы. Совокупность полученных результатов свидетельствует о тонкой регуляции 24-эпибрассинолидом метаболизма гормонов цитокининовой природы в растениях пшеницы и расширяет знания об особенностях функционирования разных групп фитогормонов в единой гормональной системе. Сочетание у брассиностероидов свойства стимулировать ростовые процессы растений и одновременно индуцировать в них формирование защитных реакций делает их привлекательными для широкого использования в растениеводстве.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Юлдашев, Руслан Адикович

ВЫВОДЫ

1. Выявлено быстрое и стойкое двукратное повышение содержания активных форм цитокининов сначала в корнях (уже через 5 мин), а затем в побегах проростков пшеницы в присутствии 24-эпибрассинолида. Удаление ЭБ из среды приводило к постепенному снижению концентрации цитокининов до контрольного уровня.

2. Установлено, что в регуляцию 24-эпибрассинолидом количественного уровня цитокининов в проростках пшеницы важный вклад вносит изменение под его влиянием ферментативной активности и уровня экспрессии гена цитокининоксидазы. Обработка ЭБ вызывает быстрое торможение активности фермента и экспрессии гена цитокининоксидазы в корнях, а затем в побегах. Прекращение обработки ЭБ приводит к постепенному восстановлению этих показателей в той же последовательности.

3. ЭБ-индуцированное увеличение суммарного содержания производных изопентениладенина и нуклеотида зеатина в корнях, а затем в побегах указывает на принципиальную способность ЭБ оказывать влияние на биосинтез цитокининов в растениях пшеницы.

4. Быстрое многократное накопление запасных форм цитокининов - О-глюкозидов - сначала в корнях, а затем в побегах в ответ на обработку проростков пшеницы ЭБ также может служить аргументом в пользу стимуляции под влиянием ЭБ новообразования ЦК в корнях пшеницы.

5. Впервые показана независимая от АБК ЭБ-индуцированная экспрессия TADHN гена дегидрина в растениях пшеницы. С использованием ингибитора синтеза АБК флуридона выявлена способность ЭБ регулировать количественный уровень пролина независимо от эндогенной АБК.

Совокупность полученных результатов указывает на участие ЭБ в регуляции метаболизма гормонов цитокининовой природы и вовлечении эндогенных цитокининов в реализацию ростстимулирующего действия ЭБ на растения пшеницы и поддержании ростовых процессов в стрессовых условиях на уровне близком контролю.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

К настоящему времени в литературе накоплен немалый объем сведений (иногда противоречивых), указывающих на воздействие брассиностероидов на гормональный статус различных растительных объектов в онтогенезе, что свидетельствует об их тесном взаимодействии со всеми классами фитогормонов в регуляции физиологических процессов (Eun et al., 1989: Zurek et al., 1994; Ковалев, 1998; Авальбаев и др., 2003; Haubrick, Assmann, 2006; Arteca, Arteca, 2008; Vert et al., 2008; Bari, Jones, 2009). Однако в отношении взаимодействия БС с цитокининами имеющиеся данные крайне ограничены, более того, они, главным образом, посвящены сопоставлению однонаправленного действия БС и ЦК на те или иные процессы без оценки их количественных взаимоотношений (Luo et al., 1998; Woeste et al., 1999; Hu et al., 2000). В связи с этим, обнаруженный нами феномен быстрого стойкого почти двукратного накопления ЦК в растениях пшеницы под влиянием ЭБ представляет особый интерес. Раскрытие механизмов регуляции количественного уровня цитокининов в проростках 24-эпибрассинолидом в оптимальных в стимуляции роста концентрациях (0.4 нМ и 0.4 мкМ) и явилось основной задачей нашей работы.

Первоначально важно было оценить вклад эндогенных цитокининов в проявление ростстимулирующего действия ЭБ на проростки пшеницы. Этот анализ показал, что обработка растений 4 нМ ЭБ, не оптимальной в стимуляции удлинения корней и митотической активности клеток кончиков корней концентрации, хотя и вызывала накопление ЦК, однако в значительно меньшей степени. Эти результаты указывают на корреляцию между способностью ЭБ стимулировать ростовые процессы корней и уровнем накопления цитокининов в них.

При этом следует отметить, что увеличение концентрации ЦК наблюдалось в корнях уже через 5 мин от момента обработки ЭБ в оптимальных концентрациях, которые рассматриваются в качестве основного места биосинтеза цитокининов и важного источника их для растений (Кулаева, 1973; Incoll et al., 1990; Sakakibara, 2005). Об этом могут свидетельствовать и наши данные о двукратном накоплении ЦК в побегах лишь спустя 1 ч от начала обработки ЭБ. Причем для поддержания повышенного вдвое уровня ЦК необходимо присутствие ЭБ в среде инкубирования проростков, поскольку изъятие ЭБ из среды приводит к постепенному возврату содержания ЦК до контрольного значения сначала в корнях, а затем в побегах. Эти данные указывают на участие ЭБ в регуляции метаболизма ЦК в растениях пшеницы.

Проведенные с целью проверки этого предположения эксперименты выявили принципиальную способность ЭБ индуцировать в растениях увеличение уровня ИПА как первичного соединения на пути биосинтеза цитокининов (Letham, 1994), а также уровня одной из основных транспортных форм ЦК нуклеотида зеатина, обнаруживаемой в ксилемном экссудате (Haberer, Kieber, 2002). Эти данные служат косвенным доказательством активации под влиянием ЭБ как новообразования ЦК, так и их экспорта из корней в побеги.

В растениях обычно всегда существует некий пул О-глюкозидов в качестве резервных форм активных цитокининов (Ananieva et al., 2004), которые могут быстро превращаться в активные ЦК (Kaminek et al, 1997; Веселов и др., 2007). В связи с этим нельзя было исключить влияния ЭБ на гидролиз О-глюкозидов как источника быстрого, особенно в корнях, ЭБ-индуцированного накопления свободных цитокининов.

Анализ уровня О-глюкозидов при обработке ЭБ выявил резкое накопление этих запасных форм цитокининов уже через 10 мин, особенно сильно выраженное в корнях и меньшей степени в побегах, которое по ходу опыта продолжало нарастать. Этот результат оказался для нас неожиданным, однако, учитывая то, что эксперименты проводили на очень молодых интенсивно растущих проростках, не имеющих большого пула запасных цитокининов, он, по-видимому, также может служить аргументом в пользу усиления под влиянием ЭБ новообразования ЦК, причем их уровень значительно превышает запросы на них растений, и наблюдаемая активация образования О-глюкозидов может быть способом выведения из обмена их избытка.

Другой стороной метаболизма цитокининов является их деградация. Ключевую роль в этом процессе отводят цитокининоксидазе (ЦО) (Hare, van Staden, 1994). В связи с этим, далее нами были проведены опыты по оценке влияния ЭБ на интенсивность транскрипции гена цитокининоксидазы и ее ферментативную активность в корнях и побегах проростков пшеницы. Как мы и ожидали, ЭБ активно использовал этот механизм в контроле поддержания повышенного вдвое содержания активных ЦК. ЭБ вызывал существенное торможение транскрипционной активности экспрессии гена ЦО сначала в корнях (через 30 мин), а затем в побегах (через 3 ч), причем максимальный уровень вызванного ЭБ снижения транскрипционной активности гена ЦО в целом сопоставим в корнях и побегах. При этом ЭБ выявил способность увеличивать вдвое содержание ЦК в корнях уже спустя 5 мин от начала воздействия. Сама скорость этой реакции предполагала наличие и более быстрых механизмов регуляции ЭБ количественного уровня цитокининов.

В связи с этим, нами были предприняты опыты по оценке влияния ЭБ на ферментативную активность ЦО. В корнях обработка ЭБ вызывала небольшое уменьшение активности ЦО уже через 5 мин, через 20 мин оно достигало 30%-ного торможения от уровня контроля, которое сохранялось в течение 1 ч опыта. ЭБ регулирует активность ЦО также и в побегах, причем исходный уровень активности ЦО в побегах превышал таковую в корнях, а подавление под влиянием ЭБ ферментативной активности в побегах более сильно выражено.

Нужно подчеркнуть, что этот механизм регуляции ЭБ повышенного уровня цитокининов проявляется лишь в его присутствии в среде инкубирования проростков пшеницы. Удаление ЭБ приводит к восстановлению исходной активности ЦО и транскрипции ее гена также сначала в корнях и затем в побегах, что сопровождается постепенным возвращением концентрации ЦК в опыте до значений контроля - в корнях через 1-2 ч после изъятия ЭБ из среды, а в побегах — спустя 3 ч.

В целом полученные нами данные свидетельствуют о важном механизме регуляции ЭБ концентрации эндогенных цитокининов в корнях и побегах растений пшеницы через контроль ферментативной активности цитокининоксидазы и уровня экспрессии кодирующего ее гена. Реализация ЭБ эффективных путей регуляции количественного уровня гормонов цитокининовой природы может свидетельствовать в пользу их важной роли в проявлении физиологического действия 24-эпибрассинолида на растения пшеницы.

Ярко выраженный ростстимулирующий эффект характерен как для цитокининов (Кулаева, 1982; Riou-Khamlichi et al., 1999; Кулаева, Кузнецов, 2002; Веселов и др., 2007), так и для брассиностероидов (Ни et al., 2000; Sasse, 2003; Howell et al., 2007; Arteca, Arteca, 2008; Vert et al. 2008). В связи с этим, можно было предположить, что ЭБ-индуцированное поддержание повышенного почти вдвое содержания цитокининов важно для активации под влиянием ЭБ ростовых процессов проростков пшеницы. Вместе с тем, и цитокинины, и БС индуцируют широкий спектр защитных реакций, направленных на снижение уровня повреждающего действия неблагоприятных факторов на растения, особенно вызывающих нарушение водного режима (Liu, Huang, 2002; Монахова, Чернядьев, 2007; Kagale et al., 2007; Bajguz, Hayat, 2009), что давало основание к предположению о вовлечении эндогенных цитокининов в реализацию также и защитного действия ЭБ на растения пшеницы.

Анализ влияния 24-ч-предобработки ЭБ на показатели роста в условиях засоления выявил явный защитный эффект ЭБ на растения, который проявился в снижении уровня повреждающего действия стресса на рост, судя по линейным размерам, сырой и сухой массе проростков, митотическому индексу кончиков корней, что в целом обусловлено нормализацией гормонального статуса проростков. Так, предобработанные ЭБ растения при стрессе характеризовались некоторым улучшением коэффициента отношения АБК к ИУК (но не за счет ауксина), однако принципиально важно отметить, что концентрация ЦК в этих растениях сохранялась на уровне ЭБ-предобработанных и не подвергнутых стрессу растений. Эти результаты свидетельствуют в пользу важной роли эндогенных ЦК в проявлении ростстимулирующего действия ЭБ в норме, но, вероятно, и в поддержании ростовых процессов растений при стрессе на уровне близком контролю.

С целью выявления возможного вклада эндогенных цитокининов в реализацию предадаптирующего действия ЭБ на растения к последующему воздействию стресса нами были проведены опыты по сравнительному анализу влиянию ЭБ и цитокинина на концентрацию пролина и уровень экспрессии TADHN гена дегидрина пшеницы.

Обработка проростков и ЭБ, и БАП вызывали в целом сходные по амплитуде изменения в уровне этих ключевых осмопротектантов, хотя по динамике накопления мРНК дегидрина ответ растений на эти гормоны различался. Если ЭБ вызывал относительно быстрое усиление экспрессии TADHN гена, сопоставимое по времени с действием АБК, являющейся признанным индуктором транскрипции дегидриновых генов (Аллагулова и др., 2003) с максимумом на 6 ч, правда, уступая ей по уровню действия, то БАП - лишь спустя 6 ч от момента воздействия. Наличие лаг-периода в стимулирующем действии БАП на экспрессию TADHN гена и сведения о способности не только экзогенных, но и эндогенных ЦК вызывать накопление АБК (Arkhipova et al., 2007) позволило предположить, что наблюдаемый эффект БАП опосредован увеличением под его влиянием содержания АБК. Действительно, БАП вызвал транзиторное накопление АБК в проростках, предшествующее усилению транскрипции гена дегидрина, что говорит в пользу вероятности регуляции БАП экспрессии дегидринового гена через

АБК-зависимый путь. В то же время, ЭБ регулирует этот процесс независимым от АБК образом (напомним, что обработка ЭБ не приводила к изменениям в концентрации АБК).

Зависимость/независимость развития защитных реакций от эндогенной АБК под влиянием ЭБ и БАП мы проверили в опытах с использованием эффективного ингибитора биосинтеза АБК флуридона, которые продемонстрировали факт полного предотвращения индуцированного БАП увеличения концентрации пролина в условиях подавления новообразования АБК и отсутствие эффекта флуридона на ЭБ-индуцированное накопление пролина в проростках. Участие АБК в индукции биосинтеза и накопления пролина известно (Silva-Ortega et al., 2008), при этом имеются сведения и о существовании АБК-независимой регуляции уровня пролина (Verslues, Bray, 2006). Таким образом, реализация предадаптирующего действия ЭБ на растения пшеницы может осуществляться АБК-независимым образом в отличие от действия БАП, который реализует свой предадаптирующий эффект посредством обратимого накопления АБК.

Совокупность полученных нами результатов свидетельствует в пользу важной роли эндогенных цитокининов в проявлении, прежде всего, ростстимулирующего действия ЭБ. Это требует от него активного вмешательства в метаболизм цитокининов, затрагивающего разные пути регуляции, направленные на поддержание повышенного вдвое уровня цитокининов в растениях пшеницы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Юлдашев, Руслан Адикович, 2009 год

1. Авальбаев A.M., Безрукова М.В., Шакирова Ф.М. Влияние брассиностероидов на гормональный баланс в проростках пшеницы // Доклады АН. 2003. Т. 391. № 3. С. 413-415.

2. Авальбаев A.M., Безрукова М.В., Шакирова Ф.М. Множественная гормональная регуляция содержания лектина в корнях проростков пшеницы // Физиология растений. 2001. Т. 48. № 5. С. 718-722.

3. Аллагулова Ч.Р. Индукция экспрессии дегидрин-подобного гена TADHN в растениях пшеницы под влиянием засоления // Материалы XII научной конференции «Актуальные проблемы биологии и экологии». Сыктывкар. 2005. С. 8-9.

4. Аллагулова Ч.Р., Гималов Ф.Р., Шакирова Ф.М., Вахитов В.А. Дегидрины растений: их структура и предполагаемые функции // Биохимия. 2003. Т. 68. С. 1157-1165.

5. Безрукова М.В., Авальбаев A.M., Кильдибекова А.Р., Фатхутдинова Р.А., Шакирова Ф.М. Взаимодействие лектина пшеницы и 24-эпибрассинолида в регуляции деления клеток корней пшеницы // Доклады АН. 2002. Т. 387. № 2. С. 276-278.

6. Веселов Д.С., Веселов С.Ю., Высоцкая Л.Б., Кудоярова Г.Р., Фархутдинов Р.Г. Гормоны растений. Регуляция концентрации и связь с ростом и водным обменом. М.: Наука, 2007. 160 с.

7. Веселов С.Ю., Симонян М.В. Использование иммуноферментного анализа цитокининов для оценки активности цитокининоксидазы // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 297-302.

8. Калинкина Л.Г. Накопление пролина в клетках морской и пресноводной хлореллы в зависимости от концентрации NaCl в среде и интенсивности роста водорослей // Физиология растений. 1985. Т. 32. № 1. С. 42-52.

9. Кораблева Н.П., Платонова Т.А. Биохимические аспекты гормональной регуляции покоя и иммунитета растений (Обзор) // Прикл. биохимия и микробиол. 1995. Т. 31. № 1. С. 103-114.

10. Кудоярова Г.Р., Докичева Р.А., Веселов С.Ю., Трапезников В.К., Иванов И.И. Влияние минерального питания на БАП-индуцированный ростовой ответ и содержание эндогенных фитогормонов у растений пшеницы // Физиология растений. 1993. Т. 40. С. 892-896.

11. Кудоярова Г.Р., Веселов С.Ю., Каравайко Н.Н., Гюли-Заде В.З., Чередова Е.П., Мустафина А.Р., Мошков И.Е., Кулаева О.Н. Иммуноферментная тест-система для определения цитокининов // Физиология растений. 1990. Т. 37. Вып. 1. С. 193-199.

12. Кузнецов Вл.В., Шевякова Н.И. Пролин при стрессе: биологическая роль, метаболизм, регуляция // Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 321—336.

13. Кулаева О.Н. Гормональная регуляция физиологических процессов у растений на уровне синтеза РНК и белка. 41 Тимирязевское чтение. М.: Наука, 1982. 83 с.

14. Кулаева О.Н. Цитокинины, их структура и функции. М.: Наука, 1973.264 с.

15. Кулаева О.Н., Бурханова Э.А., Федина А.Б., Данилова Н.В., Адам Г., Форбродт Х.М., Хрипач В.А. Брассиностероиды в регуляции синтеза белка в листьях пшеницы // Докл. АН СССР. 1989. Т. 305. № 5. С. 1277-1279.

16. Кулаева О.Н., Кузнецов В.В. Новейшие достижения и перспективы в области изучения цитокининов // Физиология растений. 2002. Т. 49. С. 626-640.

17. Монахова О.Ф., Чернядьев И.И. Протекторное влияние цитокининовых препаратов на фотосинтетический аппарат растений пшеницы при водном дефиците // Прикл. биохимия и микробиол. 2007. Т. 43. № 6. С. 720-729.

18. Паушева З.П. Практикум по цитологии растений. М.: Агропромиздат, 1988. 207 с.

19. Романов Г.А. Рецепторы фитогормонов // Физиология растений. 2002. Т. 49. №4. С. 615-625.

20. Селиванкина С.Ю., Зубкова Н.К., Куприянова Е.В., Люкевич Т.В., Кузнецов В.В., Лось Д.А., Кулаева О.Н. Цианобактерии реагируют на цитокинин // Физиология растений. 2006. Т. 53. № 6. С. 851-856.

21. Соколова С.В., Балакшина Н.О., Красавина М.С. Активация растворимой кислой инвертазы сопровождает индуцированное цитокинином превращение донорного листа в акцептор // Физиология растений. 2002. Т.49. С. 98-104.

22. Фатхутдинова Р.А., Шакирова Ф.М., Чемерис А.В., Сабиржанов Б.Е., Вахитов В.А. Активность ЯОР у пшениц разного уровня плоидности при воздействии фитогормонов //Генетика. 2002. Т. 38. С. 1575—1579.

23. Чернядьев И.И. Влияние водного стресса на фотосинтетический аппарат растений и защитная роль цитокининов (Обзор) // Прикл. биохимия и микробиол. 2005. Т. 41. С. 133-147.

24. Шакирова Ф.М. Неспецифическая устойчивость растений к стрессовым факторам и ее регуляция. Уфа: Гилем, 2001. 160 с.

25. Шакирова Ф.М., Аллагулова Ч.Р., Безрукова М.В., Авальбаев A.M., Гималов Ф.Р. Роль эндогенной АБК в холод-индуцируемой экспрессии TADHN гена дегидрина в проростках пшеницы // Физиология растений. 2009. Т. 56. № 5.

26. Шакирова Ф.М., Аллагулова Ч.Р., Безрукова М.В., Гималов Ф.Р. Индукция экспрессии гена дегидрина TADHN и накопление абсцизовой кислоты в растениях пшеницы при гипотермии // Доклады РАН. 2005. Т. 400. № 4. С. 550-552.

27. Шакирова Ф.М., Безрукова М.В. Изменение уровня АБК и лектина в корнях проростков пшеницы под влиянием 24-эпибрассинолида и засоления // Физиология растений. 1998. Т. 45. № 3. С. 451-455.

28. Шакирова Ф.М., Безрукова М.В. Современные представления о предполагаемых функциях лектинов растений // Журнал общей биологии. 2007. Т. 68. №2. С. 98-114.

29. Шакирова Ф.М., Безрукова М.В., Авальбаев A.M., Гималов Ф.Р. Стимуляция экспрессии гена агглютинина зародыша пшеницы в корнях проростков под влиянием 24-эпибрассинолида // Физиология растений. 2002. Т. 49. № 2. С. 253-256.

30. Allagulova C.R., Shakirova F.M., Gimalov F.R. Triticum aestivum dehydrin-like gene TADHN // NCBI Accession No AY574032, 2004.

31. Altmann T. Molecular physiology of brassinosteroids revealed by the analysis of mutants // Planta. 1999. V. 208. P. 1-11.

32. Ananieva K., Malbeck J., Kaminek M., van Staden J. Changes in endogenous cytokinin levels in cotyledons of Cucnrbita pepo (zucchini) during natural and dark-induced senescence // Physiol. Plant. 2004. V. 122. P. 133-142.

33. Andersen D.L., Back T.G., Janzen L., Michalak K., Pharis R.P., Sung G.C.Y. Design, synthesis, and bioactivity of the first nonsteroidal mimetics of brassinolide // J. Org. Chem. 2001. V. 66. P. 7129-7141.

34. Anuradha S., Rao S.S.R. Effect of brassinosteroids on salinity stress induced inhibition of seed germination and seedling growth of rice (Oryza sativa L.) // Plant Growth Regul. 2001. V. 33. P. 151-153.

35. Aristeo Cortes P., Terrazas Т., Colinas Leon Т., Larque-Saavedra A. Brassinosteroid effects on the precocity and yield of cladodes of cactus pear 0Opuntia ficus-indica (L) Mill.) // Scientia Horticulturae. 2003. V. 97. P. 65-73.

36. Arkhipova T.N., Prinsen E., Veselov S.U., Martinenko E.V., Melentiev A.I., Kudoyarova G.R. Cytokinin producing bacteria enhance plant growth in drying soil//Plant Soil. 2007. V. 292. P. 305-315.

37. Arteca R.N., Arteca J.M. Effects of brassinosteroid, auxin, and cytokinin on ethylene production in Arabidopsis thaliana plants // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 3019-3026.

38. Arteca R.N., De-Sheng Т., Shlagnhaufer C., Mandava N.B. The effect of brassinosteroid on auxin-induced ethylene production by etiolated mung bean segments // Physiol. Plant. 1983. V. 59. P. 539-544.

39. Asami Т., Yoshida S. Brassinosteroid biosynthesis inhibitors // Trends Plant Sci. 1999. V. 4. P. 348-353.

40. Ashikari M., Sakakibara H., Lin S., Yamamoto Т., Takashi Т., NishimuraA., Angeles E.R., Quian Q., Kitano H., Matsuoka M. Cytokinin oxidase regulates rice grain production // Science. 2005. V. 309. P. 741-745.

41. Astot C., Dolezal K., Nordstrom A., Wang Q., Kunkel Т., Moritz Т., Chua N.H., Sandberg G. An alternative cytokinin biosynthesis pathway // PNAS. 2000. V. 97. N. 26. P. 14778 -14783.

42. Avalbaev A.M., Yuldashev R.A., Shakirova F.M. Triticum aestivum cytokinin oxidase gene // NCBI Accession No AY831399, 2004.

43. Back T.G., Pharis R.P. Structure-activity studies of brassinosteroids and the search for novel analogues and mimetics with improved bioactivity // J. Plant Growth Regul. 2003. V. 22. P. 350.

44. Bajguz A., Hayat S. Effects of brassinosteroids on the plant responses to environmental stresses // Plant Physiol. Biochem. 2009. V. 47. P. 1-8.

45. Bajguz A., Tretyn A. Review: The chemical characteristic and distribution of brassinosteroids in plants // Phytochemistry. 2003. V. 62. P. 1027-1046.

46. Bao F., Shen J., Brady S.R., Muday G.K., Asami Т., Yang Z. Brassinosteroids interact with auxin to promote lateral root development in Arabidopsis II Plant Physiology. 2004. V. 134. P. 1624-1631.

47. Bari R., Jones J.D.G. Role of plant hormones in plant defence responses // Plant. Mol. Biol. 2009. V. 69. P. 473^188.

48. Bates 1. S., Waldern. R. P., Teare D. Rapid determination of free proline for water-stress studies // Plant and Soil. 1973. V. 39. P. 205-207.

49. Beck E.H., Fettig S., Knake C., Hartig K., Bhattarai T. Specific and unspecific responses of plants to cold and drought stress // J. Biosci. 2007. V. 32. P. 501-510.

50. Bishop G.J., Yokota T. Plants steroids hormones, brassinosteroids: current highlights of molecular aspects on their synthesis/metabolism, transport, perception and response // Plant Cell Physiol. 2001. V. 42. P. 114-120.

51. Boonman A., Prinsen E., Gilmer F., Schurr U., Peeters A.J.M., Voesenek L.A.C.J., Pons T.L. Cytokinin import rate as a signal for photosynthetic acclimation to canopy light gradients // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 1841-1852.

52. Boothe J.G., de Beus M.D., Johnson-Flanagan A.M. Expression of a low-temperature-induces protein in Brassica napus II Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 795-803.

53. Braun P., Wild A. The influence of brassinosteroid on growth and parameters of photosinthesis of wheat and mustard plants // J. Plant Physiol. 1984. V. 116. N. 3. P. 189-285.

54. Cao H., Chen S. Brassinosteroid-induced rice lamina joint inclination and its relation to indole-3-acetic acid and ethylene // Plant Growth Regul. 1995. V.16. P. 189-196.

55. Cao S., Xu Q., Cao Y., Qian K., An K., Zhu Y., Binzeng H., Zhao H., Kuai B. Loss-of-function mutations in DET2 gene lead to an enhanced resistance to oxidative stress in Arabidopsis // Physiol. Plant. 2005. V. 123. P. 57-66.

56. Casimiro I., Marchant A., Bhalerao R.P., Beeckman Т., Dhooge S., Swarup R., Graham N., Inze D., Sandberg G., Casero P.J., Bennett M. Auxin transport promotes Arabidopsis lateral root initiation // The Plant Cell. 2001. V. 13. P. 843-852.

57. Catterou M., Dubois F., Smets R., Vaniet S., Kichey Т., Van Onckelen H., Sangwan-Norreel B.S., Sangwan R.S. Hoc: an Arabidopsis mutant overproducing cytokinins and expressing high in vitro organogenic capacity // Plant J. 2002. V. 30. P. 273-287.

58. Cerana R., Bonetti A., Marre M.T., Romani G., Lado P., Marre E. Effects of a brassinosteroid on growth and electrogenic proton extrusion in Azuki bean epicotyls //Physiol. Plant. 1983. V. 59. P. 23-27.

59. Chang H., Jones M., Banowetz G.M., Clark D.G. Overproduction of cytokinins in petunia flowers transformed with PSAG12-IPT delays corolla senescence and decreases sensitivity to ethylene // Plant Physiology 2003. V. 132. P. 2174-2183.

60. Chen C.M. Biosynthesis and enzymic regulation of the interconversion of cytokinin // Metabolism and Molecular Activities of Cytokinins / Eds Guern J., Peaud-Lenoel С Heidelberg: Springer-Verlag. 1981. P. 34-43.

61. Choe S. Brassinosteroid biosynthesis and inactivation // Physiol. Plant. 2006. V. 126. P. 539-548.

62. Choi D.-W., Zhu В., Close T.J. The barley (Hordeum vulgare L.) dehydrin multigene family: sequence, allele types, chromosome assignment, and expression characteristics of 11 Dhn genes of cv. Dicktoo // Theor. Appl. Genet. 1999. V. 98. P. 1234-1247.

63. Chow В., McCourt P. Hormone signalling from a developmental context // J. Exp. Bot. 2004. V. 55. P. 247-251.

64. Christmann A., Moes D., Himmelbach A., Yang Y., Tang Y., Grill E. Integration of abscisic acid signalling into plant responses // Plant Biol. 2006. V. 8. P. 314-325.

65. Chung S., Parish R.W. Combination interactions of multiple cis-elements regulating the induction of the Arabidopsis XER02 dehydrin gene by abscisic acid and cold // Plant J. 2008. V. 54. P. 15-29.

66. Ciaffi M., Paolacci A.R., D'Aloisio E., Tanzarella O.A., Porceddu E. Cloning and characterization of wheat PDI (Protein Disulfide Isomerase) homoeologous genes and promoter sequences // Gene. 2006. V. 366. P. 209-218.

67. Close T.J. Dehydrins: emergence of a biochemical role of a family of plant dehydration proteins // Physiol. Plant. 1996. V. 96. P. 795-803.

68. Clouse S.D. Brassinosteroid signal transduction: clarifying the pathway from ligand perception to gene expression // Molecular Cell. 2002. V. 10. P. 973-982.

69. Clouse S.D. Molecular genetic analysis of brassinosteroid action // Physiol. Plant. 1997. V. 100. P. 702-709.

70. Clouse S.D., Langford M., McMorris F.C. A brassinosteroid-insensitive mutant in Arabidopsis thaliana exhibits multiple defects in growth and development // Plant Physiol. 1996. V. 111. P. 671-678.

71. Clouse S.D., Zurek D.M., McMorris F.C., Baker M.E. Effect of brassinolide on gene expression in elongating soybean epicotyls // Plant Physiol. 1992. V. 100. P. 1377-1383.

72. Cohen J.D., Meudt W.J. Investigations on the mechanism of the brassinosteroid response. 1. Indole-3-acetic acid metabolism and transport // Plant Physiol. 1983. V. 72. P. 691-694.

73. Coll-Garsia D., Mazuch J., Altmann Т., Mussig C. EXORDIUM regulates brassinosteroid-responsive genes // FEBS Letters. 2004. V. 563. P. 82-86.

74. Creelman R.A., Mullet J.E. Oligosaccharins, brassinolides, and jasmonates: nontraditional regulators of plant growth, development, and gene expression // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 1211-1223.

75. Cutler G.C. Brassinosteroids through the looking glass: an appraisal // In: Cutler H.G., Yokota Т., Adam G. Eds., Brassinosteroids: Chemistry, Bioactivity and Applications. American Chemical Society, Washington, DC. 1991. P. 334.

76. Dahse I., Sack H., Bernstein M., Petzold U., Muller E., Vorbrod H.M., Adam G. Effects of (22S, 23S) homobrassinolide and related compounds on membrane potential and transport of Egeria leaf cells // Plant Physiol. 1990. V. 93. P.1268-1261.

77. De Michelis M.I., Lado P. Effects of a brassinosteroid on growth and on tf extrusion in isolated radish cotyledons: comparison with the effects of benzyladenine//Physiol. Plant. 1986. V. 68. P. 603-607.

78. Dello Ioio R.D., Linhares F.S., Scacchi E., Casamitjana-Martinez E., Heidstra R., Costantino P., Sabatini S. Cytokinins determine Arabidopsis rootmeristem size by controlling cell differentiation // Curr. Biol. 2007. V. 17. P. 678-682.

79. Dhaubhadel S., Browning K.S., Gallie D.R., Krishna P. Brassinosteroid functions to protect the translational machinery and heat-shock protein synthesis following thermal stress // Plant J. 2002. V. 29. N. 6. P. 681-691.

80. Dhaubhadel S., Chaudhary S., Dobinson K.F., Krishna P. Treatment with 24-epibrassinolide, a brassinosteroid, increases the basic thermotolerance of Brassica napus and tomato seedlings // Plant Mol. Biol. 1999. V. 40. N. 2. P. 333-342.

81. Donova M. V. Transformation of Steroids by Actinobacteria: A Review // Applied Biochemistry and Microbiology. 2007. V. 43. N. 1. P. 1-14.

82. Eun J.-S., Karaishi S., Sakurai N. Changes in level of auxin and abscisic acid and the evolution of ethylene in squash hypocotyls after treatment with brassinolide // Plant Cell Physiol. 1989. V. 30. N. 6. P. 807-810.

83. Fambrini M., Cionini G., Pugliesi C. Acquisition of high embryogenic potential in regenerated plants of Helianthus annuus x H. tuberosus II Plant Cell Tiss. Org. Cult. 1997. V. 51. P. 103-110.

84. Feinberg A.P., Vogelstein В. A technique for radiolabelling DNA restriction endonuclease fragments to high specific activity // Anal Biochem. 1983. V. 132. P. 6-13.

85. Ferreira F.J., Kieber J.J. Cytokinin signalling // Curr. Opin. Plant Biol. 2005. V. 8. P. 518-525.

86. Foo E., Morris S.E., Parmenter K., Young N., Wang H., Jones A., Rameau C., Turnbull C.G.N., Beveridge C.A. Feedback regulation of xylem cytokinin content is conserved in pea and arabidopsis // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 1418-1428.

87. Forde B.G. Local and long-range signaling pathways regulating plant responses to nitrate // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2002. V. 53. P. 203-224.

88. Fry S.C. Polysaccharide-modifying enzymes in the plant cell wall // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1995. V. 46. P. 497-520.

89. Fu F.Q., Mao W.H., Shi K., Zhou Y.H., Asami Т., Yu J.Q. A role of brassinosteroids in early fruit development in cucumber // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. N. 9. P. 2299-2308.

90. Fujii S., Saka H. The promotive effect of brassinolide on lamina joint-cell elongation, germination and seedling growth under low temperature stress in rice (Oryza sativa L.) // Plant Prod. Sci. 2001. V. 4. P. 210-214.

91. Fujioka S., Yokota T. Biosynthesis and metabolism of brasssinosteroids // Annual Review of Plant Biology. 2003. V. 54. P. 137-164.

92. Gan S., Amasino R.M. Inhibition of leaf senescence by autoregulated production of cytokinin// Science. 1995. V. 270. P. 1986-1988.

93. Gaudino R.J., Pikaard C.S. Cytokinin induction of RNA-polymerase-1 transcription in Arabidopsis thaliana II J. Biol.Chem. 1997. V. 272. N. 10. P. 67996804.

94. Gehring C.A. Natriuretic peptides — a new class of plant hormone ? // Annals of Botany. 1999. V. 83. P. 329-334.

95. Geldner N., Hyman D.L., Wang X., Schumacher K., Chory J. Endosomal signaling of plant steroid receptor kinase BRI1 // Genes and Dev. 2007. V. 21. P. 1598-1602.

96. Gendron J.M, Haque A, Gendron N., Chang Т., Asami Т., Wang Z-Y. Chemical genetic dissection of brassinosteroid-ethylene interaction // Molecular Plant. 2008. Y. 1. N. 2. P. 368-379.

97. Gendron J.M., Wang Z.-Y. Multiple mechanisms modulate brassinosteroid signaling // Cur. Opin. Plant Biol. 2007. V. 10. P. 436^141.

98. Goda H., Sawa S., Asami Т., Fujioka S., Shimada Y., Yoshida S. Comprehensive comparison of auxin-regulated and brassinosteroid-regulated genes in Arabidopsis // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 1555-1573.

99. Goetz M., Godt D.E., Roitrsch Т. Tissue-specific induction of the mRNA for an extracellular invertase isoenzyme of tomato by brassinosteroids suggest its a role for steroid hormones in assimilate partitioning // Plant J. 2000. V. 22. N. 6. P. 515-522.

100. Gregory L.E., Mandava N.B. The activity and interaction of brassinolide and gibberellic acid in mung bean epicotyls // Physiol. Plant. 1982. V. 54. P. 239-243.

101. Habben J.E., Мок D.W. S., Мок M.C. Over-expression of a zeatin O-glucosylation gene in maize leads to growth retardation and tasselseed formation // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. N. 10. P. 2673-2686.

102. Haberer G., Kieber J.J. Cytokinins. New insights into a classic phytohormone // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 354-362.

103. Hare P.D., Cress W.A. Metabolic implications of stress-induced proline accumulation in plants // Plant Growth Regul. 1997. V. 21. P. 79-102.

104. Hare P.D., van Staden J. Cytokinin oxidase: biochemical features and physiological significance // Physiol Plant. 1994. V. 91. P. 128-136.

105. Hartig K., Beck E. Crosstalk between auxin, cytokinins, and sugars in the plant cell cycle // Plant Biol. 2006. V. 8. P. 389-396.

106. Haubrick L. L., Assmann S. M. Brassinosteroids and plant function: some clues, more puzzles // Plant Cell Environ. 2006. V. 29. P. 446-457.

107. Haubrick L.L., Torsethaugen G., Assmann S.M. Effect of brassinolide, alone and in concert with abscisic acid, on control of stomatal aperture and potassium currents of Vicia faba guard cell protoplasts // Physiol Plant. 2006. V. 128. P. 134-143.

108. Hayat S., Ahmad A. Brassinosteroids — bioactivity and crop productivity. Kluwer Academic Publishers, Dodrecht. 2003. 260 p.

109. Hayat S., АН В., Hasan S.A., Ahmad A. Brassinosteroid enhanced the level of antioxidants under cadmium stress in Brassica juncea II Environ. Exp. Bot. 2007. V. 60. P. 33-41.

110. Hirose N., Makita N., Kojima M., Kamada-Nobusada Т., Sakakibara H. Overexpression of a type-A response regulator alters rice morphology and cytokinin metabolism // Plant Cell Physiol. 2007. V. 48. N. 3. P. 523-539.

111. Hirose N., Takei K., Kuroha Т., Kamada-Nobusada Т., Hayashi H., Sakakibara H. Regulation of cytokinin biosynthesis, compartmentalization and translocation // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 75-83.

112. Holland M.A. Are cytokinins produced by plants? // Plant. Physiol. 1997. V. 115. P. 865-868.

113. Hu Y., Bao A., Li J. Promotive effect of brassinosteroids on cell division involves a distinct CycD3-induction pathway in Arabidopsis II Plant J. 2000. V. 24. N. 5.P. 693-701.

114. Huang D., Wu W., Abrams S.R., Cutler A.J. The relationship of drought-related gene expression in Arabidopsis thaliana to hormonal and environmental factors // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. N. 11. P. 2991-3007.

115. Jager C.E., Symons G.M., Ross J.J., Reid J.B. Do brassinosteroids mediate the water stress response? // Physiol. Plant. 2008. V. 133. P. 417-425.

116. Kagale S., Divi U.K., Krochko J.E., Keller W.A., Krishna P. Brassinosteroid confers tolerance in Arabidopsis thaliana and Brassica napus to a range of abiotic stresses // Planta. 2007. V. 225. P. 353-364.

117. Kakimoto T. Plant cytokinin biosynthetic enzymes as dimethylallyl diphosphate: ATP/ADP isopentenyltransferases // Plant Cell Physiol. 2001. V. 42. P. 677-685.

118. Kaminek M., Motyka V., Vankova R. Regulation of cytokinin content in plant cells //Physiol. Plant. 1997. V. 101. P. 689-700.

119. Kang Y.-Y., Guo S.-R., Li J., Duan J.-J. Effect of root applied 24-epibrassinolide on carbohydrate status and fermentative enzyme activities in cucumber (Cucumis sativus L.) seedlings under hypoxia // Plant Growth Regul. 2009. V. 57. P. 259-269.

120. Karlova R., de Vries S.C. Advances in understanding brassinosteroid signaling // Sci. STKE 2006 (354), pe36. DOI: 10.1126/stke.3542006pe36.

121. Kauschmann A., Jessop A., Konca C., Szekeres M., Willmitzer L., Altmann T. Genetic evidence for an essential role of brassinosteroids in plant development// Plant J. 1996. V. 9. P. 701-713.

122. Khripach V., Zhabinskii V., de Groot A. Twenty years of brassinosteroids: steroidal plant hormones warrant better crops for the XXI century // Annals of Botany. 2000. V. 86. P. 441-447.

123. Kim Y.-S., Kim T.-W., Kim S.-K. Brassinosteroids are inherently biosynthesized in the primary roots of maize, Zea mays L. // Phytochemistry. 2005. V. 66. P. 1000-1006.

124. Kim Y.S., Park C.M. Membrane regulation of cytokinin-mediated cell division in Arabidopsis // Plant Signaling and Behavior. 2007. V. 2. P. 15-16.

125. Kinoshita Т., Cano-Delgado A.C., Seto H., Hiranuma S., Fujioka S., Yoshida S., Chory J. Binding of brassinosteroids to the extracellular domain of plant receptor kinase BRI1 // Nature. 2005. V. 433. P. 167-171.

126. Korableva N.P., Platonova T.A., Dogonadze M.Z., Evsunina A.S. Brassinolide effect on growth of apical meristems, ethylene production, and abscisic acid content in potato tubers // Biologia Plantarum. 2002. V. 45. N.l. P. 39-43.

127. Krishna P. Brassinosteroid-mediated stress responses // J Plant Growth Regul. 2003. V. 22. N. 4. P. 289-297.

128. Kuperin L.V., Qaderi M.M., Back T.G., Reid D.M., Pharis R.P. A rapid effect of applied brassinolide on abscisic acid concentrations in Brassica napus leaf tissue subjected to short-term heat stress // Plant Growth Regul. 2008. V. 55. P. 165-167.

129. Kuppusamy K.T., Walcyer C.L., Nemhauser J.L. Cross-regulatory mechanisms in hormone signaling // Plant Mol Biol. 2008. V.69. P. 375-381.

130. J., Wen J.Q., Lease K.A., Doke J.T., Tax F.E., Walker J.C. BAK1, an Arabidopsis LRR receptor-like protein kinase, interacts with BRI1 and modulates brassinosteroid signaling // Cell. 2002. V. 110. P. 213-222.

131. Mandava N.B. Plant growth-promoting brassinosteroids // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1988. V. 39. P. 23-52.

132. Mandava N.B., Sasse J.M., Yopp J.H. Brassinolide, a growth promoting steroidal lactone. II. Activity in selected gibberellin and cytokinin bioassays // Physiol. Plant. 1981. V.53. N.4. P. 453-514.

133. Mandava N.B., Thompson M.J., Yopp J.H. Effects of selected putative inhibitors of RNA and protein synthesis on brassinosteroid-induced growth in mung bean epicotyls // J. Plant Physiol. 1987. V. 128. N. 1. P. 63-68.

134. Markgraf Т., Oelmueller R. Evidence that carotenoids are required for the accumulation of a functional photosystem II, but not photosystem I in the cotyledons of mustard seedlings // Planta. 1991. V. 185. P. 97-104.

135. Mitchell J.W., Mandava N., Worley J.F., Plimmer J.R., Smith M.V. Brassins a new family of plant hormones from rape pollen // Nature. 1970. V. 225. N. 5237. P. 1065-1066.

136. Мок D.W.S., Мок M.C. Cytokinin metabolism and action // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 89-118.

137. Morillon R., Catterou M., Sangwan R.S., Sangwan B.S., Lassales J.P. Brassinolide may control aquaporin activities in Arabidopsis thaliana II Planta. 2001. V. 212. P. 199-204.

138. Morris D.A. Hormonal regulation of source-sink relationships: an overview of potential control mechanisms. Southampton: University of Southampton, England. 1995. P.441-465.

139. Mouchel C.F., Osmont K.S., Hardtke, C.S. BRX mediates feedback between brassinosteroid levels and auxin signalling in root growth // Nature. 2006. V. 443. P. 458-461.

140. Munns R. Comparative physiology of salt and water stress // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. N. 2. P. 239-250.

141. Mussig C. Brassinosteroid-promoted growth // Plant Biol. 2005. V. 7. P. 110-117.

142. Mussig C., Altmann T. Genomic brassinosteroid effects // J Plant Growth Regul. 2003. V. 22. P. 313-324.

143. Nagata N., Min Y.K., Nakano Т., Asami Т., Yoshida S. Treatment of dark-grown Arabidopsis thaliana a brassinosteroid-biosynthesis inhibitor, brassinazol, induces some characteristics of light-grown plants // Planta. 2000. V. 211. N.6. P. 781-790.

144. Nakamura A., Goda H., Shimada Y., Yoshida S. Brassinosteroid selectively regulates PIN gene expression in Arabidopsis // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2004. V. 68. P. 952-954.

145. Nakamura A., Shimada Y., Goda H., Fujiwara M.T., Asami Т., Yoshida S. AXR1 is involved in BR-mediated elongation and SAUR-AC1 gene expression in Arabidopsis // FEBS Letters. 2003. V. 553. P. 28-32.

146. Nakamura M., Satoh Т., Tanaka S.-I., Mochizuki N., Yokota Т., Nagatani A. Activation of the cytochrome P450 gene, CYP72C1, reduces the levels of active brassinosteroids in vivo И J Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 833-840.

147. Nakashita H., Yasuda M., Nitta Т., Asami Т., Fujioka S., Arai Y., Sekimata K., Takatsuto S., Yamaguchi I., Yoshida S. Brassinosteroid functions in a broad range of disease resistance in tobacco and rice // Plant J. 2003. V. 33. P. 887.

148. Napier R. Plant hormone binding sites // Annals of Botany. 2004. V. 93. P. 227.

149. Nemhauser J.L., Mockler T.C., Chory J. Interdependency of brassinosteroid and auxin signaling in Arabidopsis // PLOS Biology. 2004. V. 2. P. 1460-1471.

150. Novakova M., Motyka V., Dobrev P.I., Malbeck J., Gaudinova A., VankovaR. Diurnal variation of cytokinin, auxin and abscisic acid levels in tobacco leaves // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 2877-2883.

151. Oldroyd G.E.D. Nodules and hormones // Science. 2007. V. 315. P. 52-53.

152. Ookawa Т., Naruoka Y., Sayama A., Hirasawa T. Cytokinin effects on ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase and nitrogen partitioning in rice during ripening // Crop Sci. 2004. V. 44. P. 2107-2115.

153. Pasternak Т., Miskolczi P., Ayaydin F., Meszaros Т., Dudits D., Feher A. Exogenous auxin and cytokinin dependent activation of CDKs and cell division in leaf protoplast-derivated cells of alfalfa // Plant Growth Regul. 2000. V. 32. P. 129-141.

154. Pospisilova J., Synkova H., Rulcova J. Cytokinins and water stress // Biologia Plantarum. 2000. V.43. P. 321-328.

155. Potters G., Pasternak Т., Guisez Y., Jansen M.A.K. Different stresses, similar morphogenic responses: integrating a plethora of pathways // Plant Cell Environ. 2009. V. 32. P. 158-169.

156. Rahayu Y.S., Walch-Liu P., Neumann G., Romheld V., von Wiren N., Bangerth F. Root-derived cytokinins as long-distance signals for N03~-induced stimulation of leaf growth // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. N. 414. P. 1143-1152.

157. Rao S.S.R., Vardhini B.V., Sujatha E., Anuradha S. Brassinosteroids a new class of phytohormones // Current Sci. 2002. V. 82. N. 10. P. 1239-1245.

158. Reski R. Small molecules on the move: homeostasis, crosstalk, and molecular action of phytohormones // Plant Biol. 2006. V. 8. P. 277-280.

159. Riou-Khamlichi C., Huntley R., Jacqmard A., Murray J.A.H. Cytokinin activation of Arabidopsis cell division through a D-type cyclin // Science. 1999. V. 283. P. 1541-1544.

160. Rivero R.M., Kojima M., Gepstein A. , Sakakibara H., Mittler R., Gepstein S., Blumwald E. Delayed leaf senescence induces extreme drought tolerance in a flowering plant // PNAS. 2007. V. 104. N. 49. P. 19631-19636.

161. Rock C.D. Pathways to abscisic acid-regulated gene expression // New Phytol. 2000. V. 148. P. 357-396.

162. Rodriguez E.M., Svensson J.T., Malatrasi M., Choi D.W., Close T.J. Barley Dhnl3 encodes a KS-type dehydrin with constitutive and stress responsive expression // Theor. Appl. Genet. 2005. V. 110. P. 852-858.

163. Roitsch Т., EhneP R. Regulation of source/sink relations by cytokinins // Plant Growth Regul. 2000. V.32. P. 359-367.

164. Sairam R.K. Effect of homobrassinolide application on metabolic activity and grain yield of wheat under normal and water-stress conditions // J. Agron. Crop Sci. 1994. V. 173. N. 1. P. 11-16.

165. Sakakibara H. Cytokinin biosynthesis and regulation // Vitamins and Hormones. 2005. V. 72. P. 271-287.

166. Sakakibara H., Takei K., Hirose N. Interactions between nitrogen and cytokinin in the regulation of metabolism and development // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 440—448.

167. Sakamoto Т., Sakakibara H., Kojima M., Yamamoto Y., Nagasaki H., Inukai Y., Sato Y., Matsuoka M. Ectopic expression of KNOTTED 1-like homeoboxprotein induces expression of cytokinin biosynthesis genes in rice // Plant Physiol. 2006. V. 142. P. 54-62.

168. Sakurai A., Fujioka S. The current status of physiology and biochemistry of brassinosteroids: A review // J. Plant Growth Regul. 1993. V. 13. P. 147-159.

169. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular Cloning. A laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989. 1626 p.

170. Sasse J.M. Physiological actions of brassinosteroids: an update // J Plant Growth Regul. 2003. V. 22. P. 276.

171. Savenstrand H., Brosche M., Strid A. Ultraviolet-B signalling: Arabidopsis brassinosteroid mutants are defective in UV-B regulated defence gene expression // Plant Physiol. Biochem. 2004. V. 42. N. 9. P. 687-694.

172. Savoure A., Hua X.-J., Bertauche N., van Montagu M. Abscisic acid-independent and abscisic acid-dependent regulation of proline biosynthesis follwing cold and osmotic stresses in Arabidopsis thaliana II Mol Gen Genet. 1997. V. 254. P. 104-109.

173. Schaller H. The role of sterols in plant growth and development // Prog Lipid Res. 2003. V. 42. P. 163-175.

174. Schilling G., Schiller C. Influence of brassinosteroids on organ relations and enzyme activities of sugar-beet plants // Int. Workshop Brassinosteroids. Chemistry, Bioactivity, Application. Inst. Plant Biochem. Halle, Gr. 1990. V. 1. P. 20.

175. Schumacher K., Vafeados D., McCarthy M., Sze H., Wilkins Т., Chory J. The Arabidopsis det3 mutant reveals a central role for the vacuolar H4—ATPase in plant growth and development // Genes Dev. 1999. V. 13. P. 3259-3270.

176. Shakirova F. M., Sakhabutdinova A. R., Bezrukova M. V., Fatkhutdinova R. A., Fatkhutdinova D. R. Changes in hormonal status of wheat seedlings induced by salicylic acid and salinity // Plant Sci. 2003. V. 164. N. 3. P. 317-322.

177. She X.P., Song X.G. Cytokinin- and auxin-induced stomatal opening is related to the change of nitric oxide levels in guard cells in broad bean // Physiol. Plant. 2006. V. 128. P. 569-579.

178. Shimada Y., Goda H., Nakamura A., Takatsuto S., Fujioka S., Yoshida S. Organ-specific expression of brassinosteroid-biosynthetic genes and distribution of endogenous brassinosteroids in Arabidopsis И Plant Physiol. 2003. V. 131. P. 287297.

179. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. Gene networks involved in drought stress response and tolerance // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 221-227.

180. Silva-Ortega C.O., Ochoa-Alfaro A.E., Reyes-Agiiero J.A., Aguado-Santacruz G.A., Jimenez-Bremont J.F. Salt stress increases the expression of p5cs gene and induces proline accumulation in cactus pear // Plant Physiol. Biochem. 2008. V. 46. P. 82-92.

181. Skoog F., Miller C.O. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissue cultured in vitro II Symp. Soc. Exp. Biol. 1957. V. 54. P. 118-131.

182. Suzuki M., Ketterling M.G., McCarty D.R. Quantitative statistical analysis of cis-regulatory sequences in ABA/VP1- and CBF/DREB1-regulated genes of Arabidopsis II Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 437-447.

183. Symons G.M., Reid J.B. Brassinosteroids do not undergo long-distance transport in pea. Implications for the regulation of endogenous brassinosteroid levels // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 2196-2206.

184. Symons G.M., Ross J.J., Jager C.E., Reid J.B. Brassinosteroid transport // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 17-24.

185. Szekeres M. Brassinosteroid and systemin: two hormones perceived by the same receptor // Trends Plant Sci. 2003. V. 8. P. 102-104.

186. Takei K., Sakakibara H., Sugiyama T. Identification of genes encoding adenylate isopentenyltransferase, a cytokinin biosynthesis enzyme, in Arabidopsis thaliana // J. Biol. Chem. 2001a. V. 276. P. 26405-26410.

187. Takei K., Takahashi Т., Sugiyama Т., Yamaya Т., Sakakibara H. Multiple routes communicating nitrogen availability from roots to shoots: a signal transduction pathway mediated by cytokinin // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 971-977.

188. Takematsu Т., Takenchi Y., Koguchi M. New plants growth regulators. Brassinolide analogues: their biological effects and application to agriculture and biomass production// Chem. Regul. Plants. 1982. V. 18. P. 2-15.

189. Tamaki V, Mercier H. Cytokinins and auxin communicate nitrogen availability as long-distance signal molecules in pineapple (Ananas comosus) // J Plant Physiol. 2007. V. 164. P. 1543-1547.

190. Tassi E., Pouget J., Petruzzelli G., Barbafieri M. The effects of endogenous plant growth regulators in phytoextraction of heavy metals // Chemosphere. 2008. V. 71. P. 66-73.

191. Timpte С., Wilson A.K., Estelle M. The axr2-l mutation of Arabidopsis thaliana is a gain-of-function mutation that disrupts an early step in auxin response //Genetics. 1994. V. 138. P. 1239-1249.

192. Vardhini B.V., Rao S.S.R. Effect of brassinosteroids on nodulation and nitrogenase activity in groundnut (Arachis hopogaea L.) // Plant Growth Regul. 1999. V. 28. P. 165-167.

193. Ventura M., Canchaya C., Tauch A., Chandra G., Fitzgerald G.F., Chater K.F., van Sinderen D. Genomics of actinobacteria: tracing the evolutionary history of an ancient phylum // Microbiology and molecular biology reviews. 2007. V. 71. N. 3.P. 495-548.

194. Verslues P.E., Bray E.A. Role of abscisic acid (ABA) and Arabidopsis thaliana ABA-insensitive loci in low water potential-induced ABA and proline accumulation // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. N. 1. P. 201-212.

195. Vert G., Walcher C.L., Chory J., Namhauser J.L. Integration of auxin and brassinosteroid pathways by auxin response factor 2 // PNAS. USA. 2008. V. 105. P. 9829-9834.

196. Wachsman M.B., Lopez E.M.F., Ramirez J.A., Galagovsky L.R., Coto C.E. Antiviral effect of brassinosteroids against herpes virus and arenaviruses // Antivir. Chem. Chemother. 2000. V. 11. P. 71-77.

197. Wachsman M.B., Ramirez J.A., Galagovsky L.R., Coto C.E. Antiviral activity of brassinosteroid derivatives against measles virus in cell cultures // Antivir Chem Chemother. 2002. V. 13. P. 61-66.

198. Wada K., Kondo H., Marumo S. A simple bioassay for brassinosteroids: a wheat leaf-unrolling test // Agric. Biol. Chem. 1985. V. 49. P. 2249-2300.

199. Wada K., Marumo S., Ikekawa N., Morisaki M., Mori K. Brassinolide and homobrassinolide promotion of lamina inclination of rice seedlings // Plant Cell Physiol. 1981. V. 22. N. 2. P. 323-325. ,

200. Wang X., Li X., Meisenhelder J., Hunter Т., Yoshida S., Asami Т., Chory J. Autoregulation and homodimerization are involved in the activation of the plant steroid receptor BRI1 // Developmental Cell. 2005. V. 8. P. 855-865.

201. Wang Z.-Y., He J.-X. Brassinosteroid signal transduction-choices of signals and receptors // Trends Plant Sci. 2004. V. 9. P. 91-96.

202. Werner Т., Hoist K., Pors K.Y., Guivarc'h A., Mustroph A., Chriqui D., Grimm В., Schmulling T. Cytokinin deficiency causes distinct changes of sink and source parameters in tobacco shoots and roots // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. N.10. P. 2659-2672.

203. Woeste K.E., Vogel J.P., Kieber J.J. Factors regulating ethylene biosynthesis in etiolated Arabidopsis thaliana seedlings // Physiol Plant. 1999. V. 105. P. 478-484.

204. Woodward A.J., Bennett I.J. The effect of salt stress and abscisic acid on proline production, chlorophyll content and growth of in vitro propagated shoots of

205. Eucalyptus camaldulensis II Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2005. V. 82. P. 189-200.

206. Woodward A.W., Bartel B. Auxin: regulation, action, and interaction // Annals of Botany. 2005. V. 95. P. 707-735.

207. Wu G., Zhang C., Chu L.-Y., Shao H.-B. Responses of higher plants to abiotic stresses and agricultural sustainable development // J. Plant Interactions. 2007. V. 2. P. 135-147.

208. Yahubyan G., Gozmanova M., Denev I., Toneva V., Minkov I. Prompt response of superoxide dismutase and peroxidase to dehydration and rehydration of the resurrection plant Haberlea rhodopensis II Plant Growth Regul. 2009. V. 57. P. 49-56.

209. Yakubov В., Barazani O., Shachak A., Rowland L.J., Shoseyov O., Golan-Goldhirch A. Cloning and expression of a dehydrin-like protein from Pistacia vera L. // Trees. 2005. V. 19. P. 224-230.

210. Yang J., Zhang J., Huang Z., Wang Z, Zhu Q., Liu L. Correlation of cytokinin levels in the endosperms and roots with cell number and cell division activity during endosperm development in rice // Annals of Botany. 2002. V. 90. P. 369-377.

211. Yang X.-H., Xu Z.-H., Xue H.-W. Arabidopsis membrane steroid binding protein 1 is involved in inhibition of cell elongation // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 116-131.

212. Yaronskaya E., Vershilovskaya I., Poers Y., Alawady A.E., Averina N., Grimm B. Cytokinin effects on tetrapyrrole biosynthesis and photosynthetic activity in barley seedlings // Planta. 2006. V. 224. P. 700-709.

213. Yokota Т., Nakayama M., Wakisaka Т., Schmidt J., Adam G. 3-dehydroteasterone, a 3,6-diketobrassinosteroid as a possible biosyntheticintermediate of brassinolide from wheat grain // Biosci. Biotech. Biochem. 1994. V. 58. N. 6. P. 1183.

214. Yopp J.H., Colclasure G.C., Mandava N. Effects of brassin-complex on auxin and gibberellin mediated events in the morphogenesis of the etiolated bean hypocotyl //Physiol. Plant. 1979. V. 46. P. 247-254.

215. Zurek D.M., Clouse S.D. Molecular cloning and characterization of a brassinosteroid-regulated gene from elongating soybean (Glycine max L.) epicotyls //Plant Physiol. 1994. V. 104. N. 1. P. 161-170.

216. Zurek D.M., Rayle D.L., McMorris T.C., Clouse S.D. Investigation of gene expression, growth kinetics, and wall extensibility during brassinosteroid-regulated stem elongation // Plant Physiol. 1994. V. 104. N. 2. P. 505-513.