Разработка способов конструирования искусственной роговицы на основе 3D клеточных сфероидов и полимерных материалов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.03.03, кандидат наук Островский Дмитрий Сергеевич

• Островский Дмитрий Сергеевич
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Островский Дмитрий Сергеевич

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Строение роговицы

1.1.1 Передний эпителий роговицы

1.1.2 Строма

1.1.3 Задний эпителий

1.2 Создание искусственной роговицы

1.2.1 Характеристика клеток

1.2.2 Полимерные материалы

1.2.3 Биосинтетические материалы

1.2.4 Фиброин шелка

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1 Первый этап. Выделение первичной клеточной культуры кератоцитов и клеток заднего эпителия

2.1.1 Выделение первичной клеточной культуры кератоцитов

2.1.2 Выделение клеток заднего эпителия роговицы

2.2 Второй этап. Подбор питательной среды для клеточных культур

2.2.1 Подбор питательной среды для 2Э культуры кератоцитов

2.2.2 Подбор питательной среды для 2Э культуры клеток заднего эпителия роговицы

2.2.3 2Э культивирование полученных клеточных культур

2.2.4 Криоконсервация/Дефростация клеточных культур кератоцитов и клеток заднего эпителия роговицы

2.3 Третий этап. 3Э клеточное культивирование

2.3.1 Определение жизнеспособности полученных 2Э и 3Э клеточных культур

2.3.2 Проведение иммуноцитологического исследования полученных 2Э и 3Э клеточных культур

2.4 Четвертый этап. 2Э культивирование кератоцитов на полимерных

материалах

2.5 Пятый этап. 2Э и 3Э культивирование кератоцитов на фиброине шелка

2.5.1 Метод «ДНК-комет»

2.5.2 Определение раннего апоптоза

2.6 Обработка количественных данных

2.7 Перечень используемого лабораторного оборудования и расходных материалов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Получение первичной клеточной культуры

3.1.1 Кератоциты

3.1.2 Клетки заднего эпителия роговицы

3.2 Подбор питательной среды для клеточных культур

3.2.1 2Э культивирование кератоцитов

3.2.2 2Э культивирование клеток заднего эпителия роговицы

3.3 3Э культивирование

3.3.1 3Э культивирование кератоцитов

3.3.2 3Э культивирование сфероидов клеток заднего эпителия роговицы

3.4 2Э культивирование кератоцитов на полимерных материалах

3.5 Культивирование кератоцитов на фиброине шелка

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

ОСНОВНЫЕ ОБОЗНАЧЕНИЯ И СОКРАЩЕНИЯ

БИБЛИОГРАФИЯ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Разработка способов конструирования искусственной роговицы на основе 3D клеточных сфероидов и полимерных материалов»

ВВЕДЕНИЕ Актуальность проблемы

По данным Всемирной организации здравоохранения, заболевания роговицы являются одной из основных причин слепоты во всем мире и находятся на 4-ом месте в структуре инвалидности по зрению (World Health Organization, 2017). Примерно 25% от общего числа больных составляют помутнения роговицы, приводящие к частичной или полной потере зрения (Либман Е.С., Калеева Э.В., Рязанов Д.П. 2012). Традиционно при лечении таких патологических состояний применяют методы сквозной или послойной кератопластики с использованием трупного донорского материала (Борзенок С.А. 1988-2015). В наиболее тяжелых случаях прибегают к кератопротезированию - замене мутной оптической части роговицы искусственным прозрачным материалом (Мороз З.И. 1987; Борзенок С.А. 2012; Cardon H. 1964; Huang Y.C. 2011). Возможности кератопластики ограничиваются дефицитом трупного донорского материала, а современное кератопротезирование не позволяет гарантированно избежать отторжения кератопротеза (Борзенок С.А. 2008).

В связи с этим, во всем мире проводятся научные исследования в области разработки искусственной роговицы - искусственно созданной методами биоинженерии ткань, обладающая прочностными, оптическими и трансплантационными свойствами, идентичными натуральной роговице (Борзенок С.А., Сабурина И.Н. 2012; Polisetti N., Islam M.M., Griffith M. 2013).

В зависимости от степени поражения структур переднего сегмента глаза, тканевые эквиваленты роговицы могут иметь различные составные компоненты и, соответственно, могут представлять собой эквивалент стромы роговицы для передней послойной кератопластики, эквивалент комплекса «строма + задний эпителий» для задней послойной кератопластики, эквивалент всех слоев роговицы для сквозной кератопластики (Yamato M., Hayashida Y., Watanabe K. 2004; Lai J.Y., Chen K.H., Hsiue G.H. 2007).

Для создания каждого слоя роговицы in vitro используются различные источники донорского клеточного материала и техники конструирования,

наиболее распространенной из которых является культивирование клеток роговицы на искусственном внеклеточном матриксе (Parke-Houben R., Fox C.H., Zheng L.L. et al., 2015; Mirazul I.M., CèplaV. et al., 2015). Передний и задний эпителиальные слои культивируют в двухмерных (2D) условиях на пленках -эквивалентах боуменовой и десцеметовой мембран, а клетки стромы роговицы - в трехмерных условиях (3D) (Takezawa T., Nishikawa K., Wang P.C. 2011; Yoshida J., Oshikata-Miyazaki A., Yokoo S. et al., 2014).

Одним из наиболее перспективных материалов для тканевой инженерии, выполняющих функцию матрицы, является шелк паутинной нити. Основной структурный белок паутинной нити - фибриллярный белок фиброин, обладает высокой прочностью на разрыв и эластичностью, биосовместимостью и заданной биодеградируемостью (Агапов И.И., Пустовалова О.Л., Мойсенович М.М. и др., 2009; Altman G.H., Diaz F., Jakuba C., et al., 2003; Nazarov R., Jin H.J., Kaplan D.L., et al., 2004; Kim U.J., Park J., Kim H.J., et al., 2005; Bogush V.G., Sokolova O.S., Davydova L.I., et al., 2009). Такие матриксы способны поддерживать рост и адгезию клеток в течение длительного времени и сохранять высокий уровень их жизнеспособности при культивировании.

С учетом изученной литературы нам представляется возможным конструирование искусственной роговицы с использованием полимерных материалов. Современные методы 3D культивирования клеток позволяют достигать образования прозрачного естественного внеклеточного матрикса in vitro с помощью вариаций культуральных условий (Zhihua Z., Guoguang N., Jin S.C., et al., 2014). Многоклеточный сфероидный микроагрегат 3D сфероид - форма клеточной культуры, в которой клетки приближаются по свойствам к клеткам нативной ткани и при определенных условиях синтезируют естественный внеклеточный матрикс, что делает их подходящими для конструирования искусственной роговицы (Byun Y.S., Tibrewal S., Kim E. et al., 2014). С учетом всего выше перечисленного и анализа литературы была определенна цель настоящего исследования.

Цель работы: Разработка методологических подходов к конструированию

искусственной роговицы на основе культивированных клеток трупной донорской

роговицы в виде 3D клеточных сфероидов и полимерных материалов.

Задачи исследования:

1. Разработать протокол выделения кератоцитов и клеток заднего эпителия (роговичного эндотелия) из трупной донорской роговицы человека.

2. Изучить в эксперименте in vitro особенности формирования 3D клеточных сфероидов из выделенных кератоцитов и клеток заднего эпителия (роговичного эндотелия) человека.

3. Изучить в эксперименте in vitro биосовместимость полимерных материалов, пригодных для конструирования искусственной роговицы.

4. Изучить в эксперименте in vitro адгезивные свойства полученных 2D и 3D клеточных культур к отобранному полимерному материалу.

Научная новизна

1. Впервые предложен оригинальный метод выделения кератоцитов роговицы человека, который позволяет получить статистически более высокий выход жизнеспособных клеток и сохранить их выживаемость для дальнейшего культивирования. Показано, что оптимальным методом выделения клеток заднего эпителия роговицы человека является эксплантационный.

2. Впервые показано, что добавление L-аскорбиновой кислоты в полную питательную среду на основе DMEM/F12, содержащей 5% ЭТС, ФРФ при сроке культивирования 35 суток, способствует максимальному накоплению внеклеточного матрикса коллагена 1, 3, 5 и 6 типов, а так же увеличению основных белков малых лейцин богатых протеогликанов (кератокансульфата и люмикана) и снижению экспрессии нехарактерных белков (а-гладкомыщечного актина и виментина) в 3D клеточных сфероидах кератоцитов.

3. Впервые показана возможность использования пленок фиброина шелка, как материала показавшего наилучшие адгезивные свойства в сочетании с 3D

сфероидами из кератоцитов для создания слоистой структуры элементов искусственной роговицы.

4. Впервые доказано, что 3Э клеточные сфероиды являются наиболее оптимальной структурой в сравнении с 2Э культурой клеток роговицы человека, и могут быть использованы при конструировании эквивалентов искусственной роговицы.

Теоретическая и практическая значимость

1. Разработанный протокол выделения кератоцитов включает два этапа: механическая деструкция, с последующей щадящей ферментативной дезагрегацией стромы роговицы, что позволяет увеличить получаемое количество жизнеспособных клеток на 23%, в сравнении с широко используемым протоколом (р < 0,05).

2. Впервые показано, что при культивировании клеток заднего эпителия роговицы в полной питательной среде на основе DMEM/F12 с добавлением 10% ЭТС, в течение 35 суток сохраняется гексогональная морфология и пролиферативная активность.

3. Впервые показано, что при создании 3D сфероидов из клеток роговицы человека, а именно кератоцитов и клеток заднего эпителия, для сохранения характерного фенотипа и жизнеспособности оптимальным является 1000 и 500 клеток в сфероиде соответственно.

4. Разработан протокол создания эквивалента искусственной роговицы в виде слоистой структуры на основе пленок из фиброина шелка и 3D сфероидов из кератоцитов роговицы человека.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Предложенный протокол выделения и культивирования кератоцитов и клеток заднего эпителия роговицы позволяет увеличить количество получаемых клеток, сохранить характерный фенотип и высокую пролиферативную активностью.

2. Условия 3Э клеточного культивирования позволяющие получить сфероиды из кератоцитов (1000 клеток на сфероид) и клеток заднего эпителия роговицы (500 клеток на сфероид), обладающие высокой жизнеспособностью и сохранным фенотипом, а также способность синтезировать внеклеточный матрикс из коллагенов 1, 3, 5, 6 типов.

3. Полимерный материал фиброин шелка обладает высокой биосовместимостью с кератоцитами, а культивирование 3Э клеточных сфероидов на пленках из фиброина шелка, с последующим наслаиванием друг на друга, позволяет получить слоистую структуру с равномерным распределением клеток.

Публикации по теме диссертации

Всего по теме выпускной квалификационной работы (диссертации) опубликовано 9 публикации, 4 из которых в журналах, рекомендованных ВАК для публикации основных научных результатов по теме диссертации.

Структура и объём выпускной квалификационной работы (диссертации)

Текст выпускной квалификационной работы (диссертации) изложен на 145 страницах, содержит 19 таблиц и 55 рисунков. Работа состоит из введения и 3 глав, включающих обзор литературы, материалы и методы исследования, результаты собственных исследований, содержит общее заключение, выводы и практические рекомендации. Список литературы состоит из 257 источников, включающих 18 отечественных и 239 иностранных публикации.

Личный вклад автора

Автор принимал непосредственное участие в постановке задач исследования и разработке концепции, осуществлял сбор материала для исследования, выполнял стендовые исследования, участвовал в экспериментальных исследованиях. Автором самостоятельно сформирована база данных, проведена статистическая обработка, анализ и интерпретация полученных результатов.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заболевания, приводящие к помутнению роговицы, являются одной из основных причин слепоты во всем мире. В глобальном масштабе помутнения роговицы занимают четвертое место в структуре слепоты и слабовидения после катаракты, глаукомы и возрастной макулярной дегенерации, и затрагивают от четырех до восьми миллионов человек, 90% из которых живут в развивающихся странах (Whitcher J.P., Srinivasan M., Upadhyay M.P. 2001; Murthy G.V.S., Johnson G.J. 2012). Однако, следует отметить, что помутнение роговицы одного глаза, которое так же приводят к инвалидности, не отражается в этих статистических данных. Кроме того, доля лиц молодого возраста в данной нозологии значительно больше, чем в других заболеваниях, вызывающих слепоту.

На сегодня основным методом лечения помутнения роговицы является трансплантация донорской роговицы - кератопластика. Однако во всем мире отмечается нехватка донорского материала, а иногда и противопоказания для его использования, в связи с чем крайне актуальным является разработка альтернативы использования донорской роговицы - имплантация искусственной роговицы.

Термин «искусственная роговица» в большей мере относился к кератопротезам, которые предполагали использование пластмассовых полимеров и других синтетических материалов, однако, в последнее время, этот термин используется более широко для обозначения любого материала, имплантированного с целью восстановления полной структуры и функции роговицы.

1.1 Строение роговицы

Одной из основных задач создания искусственной роговицы является четкое воспроизведение структуры и функций нативной роговицы.

Известно, что роговица представляет собой прозрачную часть фиброзной оболочки глаза, располагающуюся в передней части глазного яблока и выполняющую две основные функции: механическую (поддержание структурной целостности глазного яблока) и оптическую (светопреломление и светопропускание) (Вит В.В. 2003; Guarnieri F.A. 2015). Роговица имеет форму выпукло-вогнутой линзы

толщиной в среднем 555 мкм в центральной части и до 700 мкм на периферии (Вит В.В. 2003; Guarnieri F.A. 2015).

В строении роговицы выделяют 6 гистологических слоев:

1. передний эпителий, по морфологии являющийся многослойным плоским;

2. боуменова мембрана — базальная мембрана переднего эпителия;

3. строма — промежуточный слой роговицы;

4. слой Дуа - данный слой был открыт в 2013 году и представляет собой мембрану между последним слоем кератоцитов стромы и десцеметовой мембраной (Dua H.S, Faraj L.A., Said D.G., et al. 2013);

5. десцеметова мембрана — базальная мембрана заднего эпителия;

6. задний эпителий (иногда называемый эндотелием), по морфологии — однослойный кубический (Вит В.В. 2003; Guarnieri, F. A. 2015).

На рисунке 1 показана упорядоченная структура ткани роговицы в поперечном сечении

Рисунок 1. Строение роговицы. 1- передний эпителий, 2- боуменова мембрана, 3 - строма, 3.1 - кератоциты, 3.2 - коллагеновые волокна, 4- десцеметова мембрана, 5 - задний эпителий, 6 -слой Дуа.

1.1.1 Передний эпителий роговицы

Передний эпителий роговицы представляет собой стратифицированный, плоский, многослойный эпителий толщиной 50 мкм. Здоровый эпителий в норме имеет 5-7 слоев клеток, которые условно можно разделить на три различных клеточных слоя:

1) базальный слой, содержащий стволовые клетки, и являющийся единственным эпителиальным клеточным слоем способным подвергаться митозу (Hanna C., O'Brien J.E. 1960).

2) средний слой, содержащий клетки полигональной формы с наличием тонофибрилл, которые в момент миграции клеток разрушаются и клетки принимают ромбовидную форму (Hanna C., O'Brien J.E. 1960).

3) поверхностный слой плоских клеток, образующий плотные соединения, создавая тем самым первичный химический и антиген-защитный барьер в роговице (Hanna C., O'Brien J.E. 1960).

Поддержание постоянной десквамации эпителия роговицы зависит от стволовых клеток, которые находятся в нише на стыке между склерой и роговицей - лимбальная зона (Schermer A., Galvin S., Sun T.T. 1986). Повреждение стволовых клеток лимба может привести к помутнению роговицы (Nieto-Nicolau N., Martinez-Conesa E.M., Casaroli-Marano R.P. 2016).

Потеря эпителиального барьера обычно приводит к потере прозрачности роговицы. В связи с чем была выдвинута гипотеза о том, что естественные или тканевые трансплантаты не могут преуспеть без функционального эпителия. Однако значительные успехи в культивировании эпителия роговицы на различных субстратах (Zieske J.D. 1994) и тот факт, что донорские роговицы (которые деэпителиализированы) получают эпителиальный рост от реципиента, культивирование эпителия в настоящее время не является существенной целью в разработке искусственной роговицы.

1.1.2 Строма

Более 90% роговицы составляет строма. Имеющиеся на сегодня данные убедительно демонстрируют высокую значимость создания стромальной части в связи с тем, что она обеспечивает большинство основных функций ткани роговицы.

Известно, что строма имеет толщину приблизительно 500 мкм и представляет собой относительно бесклеточную структуру, содержащую коллагеновые фибриллы 1 и 5 типа (Meek K.M., Leonard D.W. 1993); гликозаминогликаны, такие как: кератансульфат и дерматансульфат (Anseth A. 1961); различные протеогликановые белки: кератокан, люмикан, декорин, мимекан и другие белковые составляющие, включающие фибронектин, ламинин и коллаген 3 и 6 типов (Axelsson I., Heinegard D. 1978).

Прозрачность стромы роговицы в значительной степени обеспечивается тонким взаимодействием между компонентами межклеточного матрикса и кератоцитами (Вит В.В. 2003; Joyce N. C., Meklir, B. et al., 1996; Michelacci Y. M. 2003; Guarnieri F.A. 2015). Последние представляют собой популяцию мезенхимальных клеток роговицы, которые располагаются между слоями коллагеновых волокон, морфологически напоминающие дендритные клетки с множеством отростков, которые, соединяясь друг с другом, образуют трехмерную сеть (Вит В.В. 2003; Zieske J. D. 2004; Guarnieri F.A. 2015).

Кроме того, прозрачность стромы зависит от высокоорганизованного коллагена (1, 3, 5, 6 типов), образующего фибриллы с равномерными промежутками и размерами, что играет одну из ключевых ролей в поддержании прозрачности роговицы. Среднее межфибриллярное расстояние составляет 41,5 нм, а диаметр коллагеновых фибрилл варьирует от 22,5 до 35 нм, в зависимости от типа коллагена (Sayers Z., Koch M.H., Whitburn S.B. 1982). Фибриллы образуют около 200 слоев ламелл, каждая из которых ориентирована в направлении, ортогональном соседним ламеллам, для обеспечения прочности, упругости и прозрачности роговицы (Рис. 2) (Maurice D.M. 1957). Верхние ламеллы переплетаются и заканчиваются в боуменовой мембране, значительно увеличивая жесткость передней стромы в отличие от задних двух третей. Эта специфическая

архитектура также отвечает за поддержание кривизны роговицы (Muller L.J., Pels E., Vrensen G.F. 2001).

Рисунок 2. Строение роговицы человека: 1 - передний эпителий, 2 - строма, 3 - клетки заднего эпителия. Строма занимает основную часть объема и имеет сложную структуру выровненных коллагеновых ламелл с различной ориентацией фибрилл.

Основные направления изучения формирования стромы, в настоящее время сосредоточены на воспроизведение ее уникальной архитектоники (Orwin E.L., Borene M.L., Hubel A. 2003; Crabb R.A., Chau E.P., Evans M.C. et al., 2006 ), а также сохранения фенотипа кератоцитов (Minami Y., Sugihara H., Oono S. 1993; Zieske J.D., Mason V.S., Wasson M.E. et al., 1994; Germain L., Auger F.A., Grandbois E., et al., 1999; Griffith M., Hakim M., Shimmura S., et al., 2002; Li F., Carlsson D., Lohmann C., et al., 2003). При этом следует отметить, что успешное воспроизведение архитектуры роговицы требует детального изучения технологий создания послойной слоистой структуры роговицы путем сборки in vivo / in vitro различных материалов и клеток (кератоцитов).

В норме кератоциты находятся в роговице в стадии G0 (стадия покоя) клеточного цикла (Вит В.В. 2003; West-Mays J.A., Dwivedi D.J. 2006). При травматических или инфекционных повреждениях роговицы под действием цитокинов происходит активация окружающих раневую поверхность кератоцитов с последующей их дифференцировкой в фибробласты, которые принимают активное участие в регенерации поврежденной структуры (Вит В.В. 2003; West-Mays J.A., Dwivedi D.J. 2006). Однако, при некоторых повреждениях возможно образование в зоне повреждения трансформирующего фактора роста (TGF), что

способствует дальнейшей дифференцировке фибробластов в миофибробласты (Le Roux S., Borbely G., Sloniecka M. et al., 2015). Основным характерным отличием миофибробластов является экспрессия а-гладкомышечного актина и синтез неорганизованного фиброзного внеклеточного матрикса, приводящего к образованию рубцовой ткани (Zieske J.D., Francesconi C.M., Guo X. 2004; West-Mays J.A., Dwivedi D.J. 2006; Wilson S.E. 2012). Фиброзное заживление уменьшает прозрачность роговицы из-за новообразованного неукомпактизованного внеклеточного матрикса и снижения синтеза основных протеогликанов и кристаллина (Michelacci Y.M. 2003; Jester J.V. 2008; Mc Intosh Ambrose W., Schein O., Elisseeff J. 2010). Кроме того, данный процесс может изменять форму роговицы как путем новообразующейся ткани, так и путем перераспределения механической нагрузки и натяжения стромы.

Таким образом, лучшее понимание основных клеточных и молекулярных механизмов, которые регулируют биомеханическую активацию кератоцитов роговицы, может в конечном итоге привести к более эффективным подходам в создании искусственного эквивалента роговицы (Mc Intosh Ambrose W., Schein O., Elisseeff J. 2010).

В этой связи крайне актуальным является изучение онтогенеза кератоцитов. Известно, что на третьей неделе внутриутробного развития из нервной трубки в сторону покровной эктодермы выпячиваются глазные бороздки, которые после смыкания нервной пластинки превращаются в первичные глазные пузыри (Карлсон Б. 1983; Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. 2005). В начале пятой недели дистальная часть глазного пузыря начинает впячиваться (инвагинирует) и образуется двуслойный незамкнутый глазной бокал. Перед началом инвагинации глазной бокал вступает в плотный контакт с поверхностной эктодермой и индуцирует выпячивание зачатка хрусталика в сторону глазного бокала (Карлсон Б. 1983; Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. 2005). После отделения хрусталика от зачатка роговичного эпителия происходит миграция клеток из нервного гребня в пространство между хрусталиком и эпителием формируя слой эндотелиальных клеток, которые синтезируют первичную строму, состоящую из

коллагеновых фибрилл. Вторая волна мезенхимальных клеток из нервного гребня наполняет первичную строму и они становятся кератоцитами (Карлсон Б. 1983; Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. 2005). После миграции кератоциты начинают синтезировать внеклеточный матрикс, состоящий, в основном, из коллагенов 1, 3, 5 и 6 типа и гликозааминогликанов, тем самым увеличивая объем первичной стромы. После слияния век примитивный эпителий роговицы уменьшается до нескольких слоев и остается неизменным до момента открытия век (Карлсон Б. 1983; Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. 2005; Miron-Mendoza M., Graham E., Kivanany P., et al., 2015). Ряд изменений происходит и с кератоцитами - после наполнения первичной стромы клетки постепенно снижают свою пролиферативную активность, и, к моменту открытия век, прекращают пролиферацию и останавливаются в стадии G0 клеточного цикла (Карлсон Б. 1983; Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. 2005; West-Mays J.A., Dwivedi D.J. 2006; Lynch A.P., O'Sullivan F., Ahearne M. 2016). При повреждении роговицы кератоциты могут перейти в дивергентный фенотип, который зависит от конкретных клеточных сигналов. Поскольку кератоциты происходят из популяции клеток нервного гребня, было установлено, что их регенеративные возможности схожи с таковыми стволовых клеток (Funderburgh J.L., Mann M.M., Funderburgh M.L., 2003; Nishida T. 2010). Недавно были проведены экспериментальные работы над перепелами по пересадке меченых стромальных кератоцитов в зону ранних миграционных путей нервного гребня с отслеживанием их дальнейшей судьбы во времени (Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. 2005; Lynch A.P., O'Sullivan

F., Ahearne M. 2016). Было показано, что данные клетки мигрировали, но не смешивались с зарождающимися клетками нервного гребня (Yam G. H., Williams

G.P., Setiawan M., et al. 2017). Кроме того, стромальные кератоциты подавляли экспрессию кератансульфата и дифференцировались в мультипотентные предшественники, способные формировать некоторые производные нервного гребня, такие как гладкие мышцы и миофибриллы, в дополнение к кератоцитам роговицы и эндотелиальным клеткам (Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. 2005). Однако, они не смогли образовать все производные нервного гребня и не

приводили к появлению тканей другого происхождения. Результаты показывают, что кератоциты роговицы сохраняют пластичность даже после своей конечной дифференцировки, что проявляется в их реакции на повреждение роговицы (Funderburgh J.L., Mann M.M., Funderburgh M.L., et al., 2003; Lwigale P.Y., Cressy, P.A., Bronner-Fraser M. 2005; Nishida T. 2010).

Одним из первых наблюдаемых изменений в строме роговицы после травмы является гибель субпопуляции кератоцитов (Nishida Т., 2010). В случае эпителиальных повреждений роговицы, при которых эпителий соскабливается, обнажая боуменову мембрану, кератоциты непосредственно под мембраной подвергаются апоптозу. Вскоре погибшие клетки заменяются новыми в результате митоза соседних клеток, и, следовательно, не происходит дальнейшего ответа кератоцитов (Covre J.L., Cristovam P.C., Loureiro R.R., et al. 2016). Эта первоначальная гибель клеток кератоцитов является доброкачественным ответом, развивающимся для ограничения воспаления и потери прозрачности (Jeste J.V, Petroll W.M., Cavanagh H.D. 1999; Guarnieri F.A. 2015). Область и степень гибели клеток в строме роговицы, по-видимому, зависят от типа и вида травмы. Так, при фоторефрактивной керактэктомии (корректирующая хирургическая процедура, при которой с поверхности деэпителизированной роговицы точечно при помощи лазера испаряют (аблируют) участки боуменовой мембраны и стромы), апоптоз кератоцитов обычно наблюдается в поверхностной строме роговицы (до 85 мкм от поверхности). Лазерный in situ кератомилез (LASIK) представляет собой более новую корректирующую процедуру, при которой лоскут эпителия и базальной мембраны сначала отсекают параллельно поверхности роговицы микрокератомом, и затем лазерная абляция выполняется на нижележащей строме. В LASIK смерть кератоцитов обнаруживается глубже в строме и обычно ограничивается передней и задней пластинчатой поверхностью, созданной микрокератомом (Miron-Mendoza M., Graham E., Kivanany P., et al., 2015; Sidney L.E., Hopkinson A. 2018). Ранние исследования показали, что цитокины, такие как интерлейкин-1 (IL-1) и фактор некроза опухолей альфа (TNFa), секретируемые из вышележащего эпителия, могут модулировать апоптоз кератоцитов. В частности, считается, что IL-1 вызывает

гибель кератоцитов, действуя в качестве стимулятора аутокринной продукции FAS-лиганда, медиатора апоптоза (Jester J.V., Petroll W.M., Cavanagh H.D. 1999; Sidney L.E., Hopkinson A. 2018). Эта гипотеза была основана на факте снижения апоптоза кератоцитов у мышей с дефицитом FAS в ответ на повреждение эпителия роговицы. Однако, другая работа показала, что когда культивируемые кератоциты обрабатываются IL-1а в течение 24 ч, клетки не погибают. Фактически, окрашивание TUNEL в обработанных IL-1 кератоцитах не наблюдалось до 7 дней после обработки, и это коррелировало с переходом в развитии клеток, который делал их чувствительными к IL-1a (Lynch A.P., O'Sullivan F., Ahearne M. 2016; Sidney L.E., Hopkinson A. 2016). Таким образом, необходимы дополнительные исследования, чтобы определить, почему некоторые кератоциты уязвимы к апоптозу, индуцированному IL-1а, в то время как другие не являются и могут регулировать апоптотический ответ (Sidney L.E., McIntosh O.D., Hopkinson A. 2015).

При проникающих кератэктомических повреждениях с нарушением целостности базальной мембраны, вслед за первоначальной гибелью кератоцитов в роговице следует дальнейший переход субпопуляции оставшихся кератоцитов к восстановительному или «активированному» фенотипу (Miron-Mendoza M., Lin X., Ma L. et al., 2012; Quantock A.J. 2015). Примерно через 6 ч после травмы активированные кератоциты теряют свою неподвижность, вступают в клеточный цикл и мигрируют к месту повреждения. Их размер и содержание органелл увеличиваются, и они начинают проявлять морфологические характеристики фибробластов - принимают веретеновидную форму, обладают множественными ядрышками и не имеют цитоплазматических гранул (Etheredge L., Kane B.P., Hassell J.R. 2009). Была разработана модель культуры клеток для изучения активации фибробластов, в которой изменение фенотипа кератоцитов схоже с таковым при ранении (Miron-Mendoza M., Lin X., Ma L. 2012; Wilson S.E. 2012; Quantock A.J. 2015). В этой модели кератоциты выделяют из нативной стромы и поддерживают в бессывороточной среде, в которой они сохраняют многие in vivo характеристики покоящихся кератоцитов, а именно: их дентритную морфологию и

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Островский Дмитрий Сергеевич, 2019 год

Библиография

1. Агапов И.И., Пустовалова О.Л., Мойсенович М.М., Богуш В.Г., Соколова О.С., Севастьянова В.И., Дебабов В.Г., Кирпичников М.П. Трехмерный матрикс из рекомбинантного белка паутины для тканевой инженерии // Доклады Академии наук, издательство Наука (М.) - том 426. - №2 1. - с. 115118.

2. Астахов Ю.С., Хапчаев Р.Т. Биоинегрируемый опорный элемент кератопротеза из отечественного политетрафторэтилена // Офтальмология -2005. - № 2. - С.38-42.

3. Борзенок С.А., Комах Ю.А., Мороз З.И. Роль Глазного тканевого банка в трансплантации роговицы // Вестник Российской АМН. - 2007. - №28. - С. 2025.

4. Борзенок С.А. Медико-технологические и методологические основы эффективной деятельности глазных тканевых банков России в обеспечении операций по сквозной трансплантации роговицы // Дис. д-ра мед. наук. -2008. - М.:306 с.

5. Борзенок С.А., Сабурина И.Н., Репин В.С., Кошелева Н.В., Горкун А.А., Комах Ю.А., Желтоножко А.А. Методологические и технологические проблемы конструирования искусственной роговицы на базе 3Э-клеточного культивирования // Офтальмохирургия - 2012 - № 4 - С.12-17.

6. Вит В.В. Строение зрительной системы человека - учебное пособие // Астропринт - 2003. - М.: 368 с.

7. Гундорова Р.А., Малаева Л.В., Удинцов Б.Е. Кератопротезирование // Методическое письмо. - М., 1977

8. Калинников Ю.Ю. Оптическое биокератопротезирование ожоговых бельм // Дис. канд. мед. наук. - 2005 - М.: 303 с.

9. Карлсон Б. Основы эмбриологии по Пэттену // Мир - 1983. - Т. 2 - М.: 390 с.

10. Краснов М.М., Орлова Е.М. Первый опыт имплантации и искусственной роговицы (аллопластическое кератопротезирование) // Вестник офтальмологии. - 1967 - №6. - С. 11-16

11.Либман Е.С., Калеева Э.В., Рязанов Д.П. Комплексная характеристика инвалидности вследствие офтальмопатологии в Российской Федерации // Российская офтальмология - 2012. - № 5 - С. 24-26.

12. Мороз З.И. Медико-технологическая система оптического кератопротезирования // Дис. д-ра мед. наук. - 1987 - М.: 312 с.

13.Мороз З.И., Власова В.А., Ковшун Е.В. История кератопротезирования в МНТК «Микрохирургия глаза» имени академика С.Н. Федорова // Офтальмохирургия. — 2013. — № 4. — С. 50-55.

14. Федоров С.Н. Кератопротезирование как метод лечения иноперабельных и эндотелиальной дистрофии // Республиканская научная конференция по применению полимеров в хирургии, 2-я.-Киев. - 1969. - C.34-35

15.Федоров С.Н., Мороз З.И., Зуев В.К. Кератопротезирование // Медицина. -1982. - М.:144с.

16.Филатов В.П. Руководство глазной хирургии // Мир - 1936. - Т. 2 - М.: С. 574597.

17.Фрешни Р.Я. Культура животной клетки: практическое руководство // Бином. Лаборатория знаний - 2010 - 253с.

18.Якименко С.А. Методы оптического кератопротезирования, показания возможности и результаты применения // Офтальм, журн. - 1985. - №3. - С. 134-137

19.Altman G.H., Diaz F., Jakuba C., Calabro T., Horan R.L., Chen J., Lu H., Richmond J., Kaplan D.L. Silk-based biomaterials // Biomaterials. - 2003 -Vol.24(3) - P.401-416.

20.Amano S. Transplantation of cultured human corneal endothelial cells // Cornea -2003 - Vol.22 - P.66-74.

21.Amano S., Mimura T., Yamagami S., Osakabe Y., Miyata K. Properties of corneas reconstructed with cultured human corneal endothelial cells and human corneal stroma // Jpn. J. Ophthalmol. - 2005 - Vol.49 - P.448-452.

22.Anseth A. Glycosaminoglycans in corneal regeneration // Exp Eye Res. - 1961 -№ 1 - р.122-127.

23.Axelsson I., Heinegard D. Characterization of the keratan sulphate proteoglycans from bovine corneal stroma // Biochem J. - 1978 - Vol. 1 - № 3 - P. 517-530.

24.Balda M. S., Matter K. Tight junctions at a glance // Journal of cell science. - 2008

- Vol. 121(22). - P. 3677-82. D01:10.1242/jcs.023887.

25.Ballestri M., Caruso E., Guerrini A., Ferroni C., Banfi S., Gariboldi M., Monti E., Sotgiu G., Varchi G. Core-shell poly-methyl methacrylate nanoparticles covalently functionalized with a non-symmetric porphyrin for anticancer photodynamic therapy // J Photochem Photobiol B. - 2018 - Vol.25(186) - P. 169177. doi: 10.1016/j.jphotobiol.2018.07.013.

26.Barraquer J. Surgical treatment of corneal disease // Amer. J. Ophthalmol. - 1965.

- Vol. 56(2) - P. 213-222

27.Baum J.L., Niedra R., Davis C., Yue B.Y.J.T. Mass culture of human corneal endothelial cells // Arch. Ophthalmol. - 1979 - Vol.97 - P. 1136-1140.

28.Bednarz J., Rodokanaki-von Schrenck A., Engelmann K. Different characteristics of endothelial cells from central and peripheral human cornea in primary culture and after subculture // Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. - 1998 - Vol.34 - P.149-153.

29.Benedek G.B. Theory of transparency of the eye // Appl Opt - 1971 - Vol.10 -P.459-73.

30.Bi Y.L., Zhou Q., Du F., Wu M.F., Xu G.T., Sui G.Q. Regulation of functional corneal endothelial cells isolated from sphere colonies by rho-associated protein kinase inhibitor // Exp. Ther. Med. - 2013 - Vol.5 - P.433-437.

31.Binder H.F., Binder R.F. Experiments on plexiglass corneal implants // Am J Ophthalmol. - 1956 - Vol.41(5). - P.793-797.

32.Blake D.A., Yu H., Young D.L., Caldwell D.R. Matrix stimulates the proliferation of human corneal endothelial cells in culture // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. -1997 - Vol.38 - P.1119-1129.

33.Bogush V.G., Sokolova O.S., Davydova L.I., Klinov D.V., Sidoruk K.V., Esipova N.G., Neretina T.V., Orchanskyi I.A., Makeev V.Y., Tumanyan V.G., Shaitan K.V., Debabov V.G., Kirpichnikov M.P. A novel model system for design of biomaterials based on recombinant analogs of spider silk proteins. // J

Neuroimmune Pharmacol - 2009 - Vol.4(1) - P.17-27. doi: 10.1007/s11481-008-9129-z.

34.Bourne W.M., Nelson L.R., Hodge D.O. Central corneal endothelial cell changes over a ten-year period // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 1997 - Vol.38 - P.779-782.

35.Bray L.J., George K.A., Ainscough S.L., Hutmacher D.W., Chirila T.V., Harkin D.G., Human corneal epithelial equivalents constructed on Bombyx mori silk fibroin membranes // Biomaterials - 2011 - Vol.32 - P.5086-9. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2011.03.068.

36.Bray L.J., George K.A., Hutmacher D.W., Chirila T.V., Harkin D.G. A dual-layer silk fibroin scaffold for reconstructing the human corneal limbus // Biomaterials -2012 - Vol.33 - P. 3529 - 31. https://doi.org/10.1016/j. biomaterials.2012.01.045.

37.Byun Y.S., Tibrewal S., Kim E., Yco L., Sarkar J., Ivanir Y., Liu C.Y., Sano C.M., Jain S. Keratocytes derived from spheroid culture of corneal stromal cells resemble tissue resident keratocytes // PLoS One. - 2014 - Vol.9(11) - P. 112781. doi: 10.1371/journal.pone.0112781.

38.Calderón-Colón X., Xia Z., Breidenich J.L., Mulreany D.G., Guo Q., Uy O.M., Tiffany J.E., Freund D.E., Mc Cally R.L., Schein O.D., Elisseeff J.H., Trexler M.M. Structure and properties of collagen vitrigel membranes for ocular repair and regeneration applications // Biomaterials. - 2012 - Vol.33(33) -P.8286-95. doi: 10.1016/j.biomaterials.2012.07.062.

39.Cardona H. Keratoprosthesis: Acrilic optical cylinder with supporting intralamellar plate // Amer. J. Ophthalmol. - 1962 -Vol.54(2). - P.284-294.

40.Cardona H. Plastic keratoprosthesis. A description of the plastic material and comparative histologic study of recipient corneas // Amer. J. Ophthalmol. - 1964 -Vol. 58(2) - P.247-252.

41.Cardona H. Nut and bolt mushroom transcorneal kerato-prosthesis // Amer. J. Ophthal. - 1969. - Vol. 68(4) - P. 604-612

42.Castro-Muñozledo F., Meza-Aguilar D.G., Domínguez-Castillo R., Hernández-Zequinely V., Sánchez-Guzmán E. Vimentin as a Marker of Early Differentiating,

Highly Motile Corneal Epithelial Cells // J Cell Physiol. - 2017 - Vol.232(4) -P.818-830. doi: 10.1002/jcp.25487.

43.Caterson B., Melrose J. Keratan sulfate, a complex glycosaminoglycan with unique functional capability // Glycobiology - 2018 - Vol.28(4) - P.182-206. doi:10.1093/glycob/cwy003.

44.Chen K.H., Azar D., Joyce N.C. Transplantation of adult human corneal endothelium ex vivo: A morphologic study // Cornea - 2001 - Vol.20 - P.731-737.

45.Chen T.C., Chang S.W., Wang T.Y. Moxifloxacin modifies corneal fibroblast to myofibroblast differentiation // Br J Pharmacol. - 2013 - Vol.168(6) - P.1341-54. doi: 10.1111/bph.12015.

46.Chen J., Wong-Chong J., Sundar Raj N. FGF-2- and TGF-ß1-induced downregulation of lumican and keratocan in activated corneal keratocytes by JNK signaling pathway // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2011 - Vol.52(12) - P.8957-64. doi: 10.1167/iovs. 11-8078.

47.Chen J., Zhang W., Backman L.J., Kelk P., Danielson P. Mechanical stress potentiates the differentiation of periodontal ligament stem cells into keratocytes. // Br J Ophthalmol. - 2018 - Vol.102(4) - P.562-569. doi: 10.1136/bjophthalmol-2017-311150.

48.Cheong Y.K., Ngoh Z.X., Peh G.S., Ang H.P., Seah X.Y., Chng Z., Colman A., Mehta J.S., Sun W. Identification of cell surface markers glypican-4 and CD200 that differentiate human corneal endothelium from stromal fibroblasts. // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2013 - Vol.54 - P.4538-4547.

49.Chng Z., Peh G.S., Herath W.B., Cheng T.Y., Ang H.P., Toh K.P., Robson P., Mehta J.S., Colman A. High throughput gene expression analysis identifies reliable expression markers of human corneal endothelial cells // PLoS ONE - 2013 -Vol.8. doi: 10.1371/journal.pone.0067546.

50.Choi J.S., Williams J.K., Greven M., Walter K.A., Laber P.W., Khang G., Soker S. Bioengineering endothelialized neo-corneas using donor-derived corneal

endothelial cells and decellularized corneal stroma // Biomaterials - 2010 - Vol.31 - P.6738-6745.

51.Choi J.S., Kim E.Y., Kim M.J., Giegengack M., Khan F.A., Khang G., Soker S. In vitro evaluation of the interactions between human corneal endothelial cells and extracellular matrix proteins // Biomed. Mater. - 2013 - Vol.8. doi: 10.1088/17486041/8/1/014108.

52.Choi J.S., Kim E.Y., Kim M.J., Khan F.A., Giegengack M., D'Agostino R., Criswell T., Khang G., Soker S. Factors affecting successful isolation of human corneal endothelial cells for clinical use // Cell Transplant. - 2014 - Vol.23 -P.845-854.

53.Choyce D.P. Results of keratoprosthetics in Britian // Ophthalmol. Surg. - 1973. -Vol. 4 - P. 23-32

54.Chirilia T.V., Chen Y.C., Griffin B.J. Hydrophilic sponges based on 2-hydroxyeethyl metacrylate. Effect of monomer mixture composition on the pore size // Polym. International. - 1993 - Vol. 32(3) - P. 331-332.

55.Chirila T.V. An overview of the development of artificial corneas with porous skirts and the use of PHEMA for such an application // Biomaterials. - 2001 -Vol.22(24) - P.3311-7

56.Covre J.L., Cristovam P.C., Loureiro R.R., Hazarbassanov R.M., Campos M., Sato E.H., Gomes J.A. The effects of riboflavin and ultraviolet light on keratocytes cultured in vitro // Arq Bras Oftalmol. - 2016 - Vol. 79(3) - P.180-5. doi: 10.5935/0004-2749.20160052.

57.Crabb R.A., Chau E.P., Evans M.C., Barocas V.H., Hubel A. Biomechanical and microstructural characteristics of a collagen film-based corneal stroma equivalent. // Tissue Eng. - 2006 - Vol.12(6) - P.1565-75.

58.Dimmer F. Bericht uber die zwanzigste Versammlung der Ophthalmologische Gesellschaft, Heidelberg // Ophthalmologische Gesellschaft. - 1889 - Vol.20 - P. 148-63

59.Dimmer F. Notiz uber Cornea arteficialis. // Klein Monatsbl Augenheilk. - 1891 -Vol. 29 - P.104-105.

60.Dohlman C.N., Refojo M.F., Rose J. Synthetic polymers in corneal surgery // Arch.Ophthalmol. - 1967. - Vol. 77 - P. 252.

61.Dreier B., Thomasy S.M., Mendonsa R., Raghunathan V.K., Russell P., Murphy C.J. Substratum compliance modulates corneal fibroblast to myofibroblast transformation // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2013. - Vol.54(8) - P.5901-7. doi: 10.1167/iovs.12-11575.

62.Dua H.S., Faraj L.A., Said D.G., Gray T., Lowe J. Human corneal anatomy redefined: a novel pre-Descemet's layer (Dua's layer) // Ophthalmology. - 2013 -Vol. 120(9) - P.1778-1785. doi: 10.1016/j.ophtha.2013.01.018.

63.Engelmann K., Bohnke M., Friedl P. Isolation and long-term cultivation of human corneal endothelial cells // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 1988 - Vol.29 -P.1656-1662.

64.Engelmann K., Friedl P. Optimization of culture conditions for human corneal endothelial cells // Vitro Cell. Dev. Biol. - 1989 - Vol.25 - P.1065-1072.

65.Engelmann K., Friedl P. Growth of human corneal endothelial cells in a serum-reduced medium // Cornea - 1995 - Vol. 14 - P.62-70.

66.Engelmann K., Bednarz J., Schafer H.J., Friedl P. Isolation and characterization of a mouse monoclonal antibody against human corneal endothelial cells // Exp. Eye Res. - 2001 - Vol.73. - P.9-16.

67.Enomoto K., Mimura T., Harris D.L., Joyce N.C. Age differences in cyclin-dependent kinase inhibitor expression and RB hyperphosphorylation in human corneal endothelial cells // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2006 - Vol.47 -P.4330-4340.

68.Etheredge L., Kane B.P., Hassell J.R. The effect of growth factor signaling on keratocytes in vitro and its relationship to the phases of stromal wound repair // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2009 - Vol. 50(7) - P. 3128-3136. doi: 10.1167/iovs.08-3077.

69.Fabricant R.N., Alpar A.J., Centifanto Y.M., Kaufman H.E. Epidermal growth factor receptors on corneal endothelium // Arch. Ophthalmol. - 1981 -Vol.99 -P.305-308.

70.Frikeche J., Maiti G., Chakravarti S. Small leucine-rich repeat proteoglycans in corneal inflammation and wound healing // Exp Eye Res. - 2016 - Vol.(151) -P.142-9. doi: 10.1016/j.exer.2016.08.015.

71.Fujita M., Mehra R., Lee S.E., Roh D.S., Long C., Funderburgh J.L., Ayares D.L., Cooper D.K., Hara H. Comparison of proliferative capacity of genetically-engineered pig and human corneal endothelial cells. // Ophthalmic Res. - 2013 -Vol.49 - P.127-138.

72.Funderburgh J.L., Funderburgh M.L., Mann M.M., Conrad G.W. Physical and biological properties of keratan sulphate proteoglycan // Biochem Soc Trans. -1991 - Vol.19(4) - P.871-6.

73.Funderburgh J.L. Keratan sulfate biosynthesis // IUBMB Life. - 2002 - Vol.54(4)

- P.187-94.

74.Funderburgh J.L., Mann M.M., Funderburgh M.L. Keratocyte phenotype mediates proteoglycan structure: a role for fibroblasts in corneal fibrosis // J Biol Chem. -2003 - Vol.278(46) - P. 45629-45637.

75. Funderburgh M.L., Du Y., Mann M.M., Sundar Raj N., Funderburgh J.L. PAX6 expression identifies progenitor cells for corneal keratocytes // FASEB J. - 2005.

- Vol.19(10) - P.1371-3.

76.Funderburgh, J.L., Funderburgh, M. L., Mann, M. M., Corpuz, L., Roth, M. R. Proteoglycan Expression during Transforming Growth Factor P- induced Keratocyte-Myofibroblast Transdifferentiation. // Motor Control - 2009 - Vol. 27

- P.590-609.

77.Funderburgh J.L., Funderburgh M.L., Du Y. Stem Cells in the Limbal Stroma // Ocul Surf. - 2016 - Vol. 14(2) - P.113-20. doi: 10.1016/j.jtos.2015.12.006.

78.Gallego-Muñoz P., Ibares-Frías L., Valsero-Blanco MC., Cantalapiedra-Rodriguez R., Merayo-Lloves J., Martínez-García M.C. Effects of TGFpl, PDGF-BB, and bFGF, on human corneal fibroblasts proliferation and differentiation during stromal repair // Cytokine. - 2017 - Vol. 96 - P.94-101. doi: 10.1016/j.cyto.2017.03.011.

79.Gallego-Muñoz P., Ibares-Frías L., Garrote J.A., Valsero-Blanco M.C., Cantalapiedra-Rodríguez R., Merayo-Lloves J., Carmen Martínez-García M. Human corneal fibroblast migration and ECM synthesis during stromal repair: Role played by PDGF-BB, bFGF, and TGFßl // J Tissue Eng Regen Med. - 2018

- Vol.12(2) - P.737-746. doi: 10.1002/term.2360.

80.Gao Y., Zhou Q., Qu M., Yang L., Wang Y., Shi W. In vitro culture of human fetal corneal endothelial cells // Graefe Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. - 2011 - Vol.249

- P.663-669.

81.Germain L., Auger F.A., Grandbois E., Guignard R., Giasson M., Boisjoly H., Guérin S.L. Reconstructed human cornea produced in vitro by tissue engineering. // Pathobiology - 1999 - Vol.67(3) - P.140-147.

82.Ghezzi C.E., Marelli B., Omenetto F.G., Funderburgh J.L., Kaplan D.L. 3D Functional Corneal Stromal Tissue Equivalent Based on Corneal Stromal Stem Cells and Multi-Layered Silk Film Architecture. // PLoS One. - 2017 - Vol.12(1)

- P.504-10. doi: 10.1371/journal.pone.0169504.

83.Giasson C.J., Deschambeault A., Carrier P., Germain L. Adherens junction proteins are expressed in collagen corneal equivalents produced in vitro with human cells // Mol. Vis. - 2014 - Vol.20 - P.386-394.

84.Gil E.S., Park S.H., Marchant J., Omenetto F., Kaplan D.L. Response of human corneal fibroblasts on silk film surface patterns // Macromol. Biosci. - 2010 -Vol.10 - P.664-673. https://doi.org/10.1002/mabi.200900452.

85.Gil E.S., Mandal B.B., Park S., Marchant J.K., Fiorenzo G., Kaplan D.L. Helicoidal multi-lamellar features of RGD-functionalized silk biomaterials for corneal tissue engineering // Biomaterials - 2010 - Vol.31 - P.8953-8963. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2010.08.017.

86.Gil E.S., Mandal B.B., Park S., Marchant J.K., Fiorenzo G., Kaplan D.L. Helicoidal multi-lamellar features of RGD-functionalized silk biomaterials for corneal tissue engineering // Biomaterials - 2010 - Vol.31 - P.8953-8963.

87.Girard L.J., Hawkins R., Nieves R. Keratoprosthesis: A 12-year follow up // Trans.Amer.Acad.Ophthalmol.Otolaringol. - 1977. - Vol. 83(2) - P. 252-267.

88.Griffith M., Hakim M., Shimmura S., Watsky M.A., Li F., Carlsson D., Doillon C.J., Nakamura M., Suuronen E., Shinozaki N., Nakata K., Sheardown H. Artificial human corneas: scaffolds for transplantation and host regeneration. // Cornea. -2002 - Vol.21(7) - P.54-61.

89.Guan L., Tian P., Ge H., Tang X., Zhang H., Du L., Liu P. Chitosan-functionalized silk fibroin 3D scaffold for keratocyte culture // J. Mol. Histol. - 2013 - Vol.44 -P.609-713 https://doi.org/10.1007/s10735-013-9508-5.

90.Guarnieri F.A. Corneal Biomechanics and Refractive Surgery. // Springer - 2015 - №7 - P.146.

91.Guo X., Sriram S., Tran J.A., Hutcheon A.E.K., Zieske J.D. Inhibition of Human Corneal Myofibroblast Formation // Invest Ophthalmol Vis Sci. 2018 Jul 2;59(8):3511-3520. doi: 10.1167/iovs.18-24239.

92.Hanna C., O'Brien J.E. Cell production and migration in the epithelial layer of the cornea // Arch Ophthalmol - 1960 - Vol.64 - P.536-539.

93.Hara H., Koike N., Long C., Piluek J., Roh D.S., Sundar Raj N., Funderburgh J.L., Mizuguchi Y., Isse K., Phelps C.J. Initial in vitro investigation of the human immune response to corneal cells from genetically engineered pigs // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2011 - Vol.52 - P.5278-5286.

94.Harkin D.G., Chirila T.V. Silk fibroin in ocular surface reconstruction: what is its potential as a biomaterial in ophthalmics? // Future Med Chem - 2012 - Vol.4 -P.2145-7.

95.Harkin D.G., George K.A., Madden P.W., Schwab I.R., Hutmacher D.W., Chirila T.V. Silk fibroin in ocular tissue reconstruction // Biomaterials - 2011 Vol.32 -P.2445-58.

96.Hay E.D. Extra cellular matrix cell skeletons and embryonic development // AmJ Med Genet - 1989 -Vol.34. - P.14-29.

97. He Z., Campolmi N., Ha Thi B.M., Dumollard J.M., Peoc'h M., Garraud O., Piselli S., Gain P., Thuret G. Optimization of immunolocalization of cell cycle proteins in human corneal endothelial cells // Mol. Vis. - 2011 - Vol.17 - P.3494-3511.

98.Hench L.L., Jones J.R. Biomaterials, artificial organs and tissue engineering // Panminerva Med. - 2004 - Vol. 46(1) - P.1-11.

99.Hicks C.R., Chirilia T.V., Clayton A.B. Clinical results of implantation of the Chirilia keratoprosthesis in rabbits // Ophthalmol. - 1998 - Vol. 82 - P. 18-25.

100. Hicks C.R., Crawford G.J., Lou X., Tan D.T., Snibson G.R., Sutton G., Downie N., Werner L., Chirila T.V., Constable I.J. Corneal replacement using a synthetic hydrogel cornea, AlphaCor: device, preliminary outcomes and complications // Eye (Lond) - 2003 - Vol.17(3) - P.385-92.

101. Higa K., Takeshima N., Moro F., Kawakita T., Kawashima M., Demura M. Porous silk fibroin film as a transparent carrier for cultivated corneal epithelial sheets // J Biomater Sci Polym Ed - 2011 - Vol.22 - P.2261-76.

102. Hinz B., Mastrangelo D., Iselin C.E., Chaponnier C., Gabbiani G. Mechanical tension controls granulation tissue contractile activity and myofibroblast differentiation // Am J Pathol - 2001 - Vol. 159(3) - P.1009-1020. [PubMed: 11549593]

103. Hinz B. Formation and function of the myofibroblast during tissue repair // J Invest Dermatol. Mar - 2007 - Vol.127(3) - P.526-537. [PubMed: 17299435]

104. Hitani K., Yokoo S., Honda N., Usui T., Yamagami S., Amano S. Transplantation of a sheet of human corneal endothelial cell in a rabbit model // Mol. Vis.- 2008 - Vol. 14 - P. 1-9.

105. Hoppenreijs V.P., Pels E., Vrensen G.F., Treffers W.F. Basic fibroblast growth factor stimulates corneal endothelial cell growth and endothelial wound healing of human corneas // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 1994 - Vol.35 -P.931-944.

106. Hsiue G.H., Lai J.Y., Chen K.H., Hsu W.M. A novel strategy for corneal endothelial reconstruction with a bioengineered cell sheet // Transplantation - 2006 - Vol.81 - P.473-476.

107. Huang Y.C., Zhang M., Huang C., Chen B., Lam D.S., Zhang S., Congdon N. Determinants of postoperative corneal edema and impact on goldmann intraocular pressure. // Cornea. - 2011 - Vol.30(9) - P. 962-967.

108. Hyldahl L. Primary cell cultures from human embryonic corneas // J. Cell Sci. - 1984 - Vol.66 - P.343-351.

109. Ide T., Nishida K., Yamato M., Sumide T., Utsumi M., Nozaki T., Kikuchi A., Okano T., Tano Y. Structural characterization of bioengineered human corneal endothelial cell sheets fabricated on temperature-responsive culture dishes // Biomaterials - 2006 - Vol.27 - P.607-614.

110. Insler M.S., Lopez J.G. Transplantation of cultured human neonatal corneal endothelium // Curr. Eye Res. - 1986 - Vol.5 - P.967-972.

111. Insler M.S., Lopez J.G. Microcarrier cell culture of neonatal human corneal endothelium // Curr. Eye Res. - 1990 - Vol.9 - P.23-30.

112. Insler M.S., Lopez J.G. Heterologous transplantation versus enhancement of human corneal endothelium // Cornea - 1991 - Vol.10 - P.136-148.

113. Insler M.S., Lopez J.G. Extended incubation times improve corneal endothelial cell transplantation success // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 1991 -Vol.32 - P.1828-1836.

114. Isaacson A., Swioklo S., Connon C.J. 3D bioprinting of a corneal stroma equivalent // Exp Eye Res. - 2018. - Vol.173 - P.188-193. doi: 10.1016/j.exer.2018.05.010.

115. Ishino S.Y., Nakamura T., Connon C.J., Rigby H., Fullwood N.J., Kinoshita S. Amniotic membrane as a carrier for cultivated human corneal endothelial cell transplantation // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2004 - Vol.45 - P.800-806.

116. Ishino Y., Zhu C., Harris D.L., Joyce N.C. Protein tyrosine phosphatase-1B (PTP1B) helps regulate EGF-induced stimulation of S-phase entry in human corneal endothelial cells // Mol. Vis. - 2008 - Vol.14 - P.61-70.

117. Jester J.V., Petroll W.M., Barry P.A., Cavanagh H.D. Expression of alpha-smooth muscle (alpha-SM) actin during corneal stromal wound healing // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 1995- Vol. 36(5) - P. 809-819. [PubMed: 7706029]

118. Jester J.V., Petroll W.M., Cavanagh H.D. Corneal stromal wound healing in refractive surgery: the role of myofibroblasts // Prog Retin Eye Res. - 1999 - Vol. 18(3) - P. 311-356.

119. Jester J.V. Corneal crystallins and the development of cellular transparency. // Semin Cell Dev Biol. - 2008 - Vol.19(2) - P.82-93.

120. Joko T., Nanba D., Shiba F., Miyata K., Shiraishi A., Ohashi Y., Higashiyama S. Effects of promyelocytic leukemia zinc finger protein on the proliferation of cultured human corneal endothelial cells // Mol. Vis. - 2007 -Vol.13 - P.649-658.

121. Joyce N.C., Meklir B., Joyce S.J., Zieske J.D. Cell cycle protein expression and proliferative status in human corneal cells // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 1996

- Vol. 37 - № 4 - P. 645-655.

122. Joyce N.C., Zhu C.C. Human corneal endothelial cell proliferation: Potential for use in regenerative medicine // Cornea - 2004 - Vol.23 - P.8-19.

123. Joyce N.C. Cell cycle status in human corneal endothelium // Exp Eye Res.

- 2005 - Vol.81(6) - P.629-38.

124. Joyce N.C., Harris D.L. Decreasing expression of the G1-phase inhibitors, p21cip1 and p16INK4a, promotes division of corneal endothelial cells from older donors // Mol. Vis. - 2010 - Vol.16 - P.897-906.

125. Joyce N.C. Proliferative capacity of corneal endothelial cells // Exp. Eye Res. - 2012 - Vol.95 - P.16-23.

126. Ju C., Zhang K., Wu X. Derivation of corneal endothelial cell-like cells from rat neural crest cells in vitro // PLoS ONE - 2012 - Vol.7(7) - P.42376 doi:10.1371/journal.pone.0042378.

127. Karamanou K, Perrot G, Maquart FX, Brezillon S. Lumican as a multivalent effector in wound healing // Adv Drug Deliv Rev. - 2018 - Vol.129 - P. 344-351. doi: 10.1016/j.addr.2018.02.011.

128. Kikuchi M., Zhu C., Senoo T., Obara Y., Joyce N.C. P27kip1 sirna induces proliferation in corneal endothelial cells from young but not older donors // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2006 - Vol.47 - P.4803-4809.

129. Kim U.J., Park J., Kim H.J., Wada M., Kaplan D.L. Three-dimensional aqueous-derived biomaterial scaffolds from silk fibroin. // Biomaterials. - 2005 -Vol.26(15) - P.2775-2785.

130. Kimoto M., Shima N., Yamaguchi M., Amano S., Yamagami S. Role of hepatocyte growth factor in promoting the growth of human corneal endothelial cells stimulated by l-ascorbic acid 2-phosphate // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. -2012 - Vol.53 - P.7583-7589.

131. Knust E., Bossinger O. Composition and formation of intercellular junctions in epithelial cells // Science - 2002 - Vol.298 - P.1955-1959.

132. Konomi K., Zhu C., Harris D., Joyce N.C. Comparison of the proliferative capacity of human corneal endothelial cells from the central and peripheral areas // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2005 -Vol.46 - P.4086-4091.

133. Konomi K., Joyce N.C. Age and topographical comparison of telomere lengths in human corneal endothelial cells // Mol. Vis. - 2007 -Vol.13 - P.1251-1258.

134. Koo S., Muhammad R., Peh G.S., Mehta J.S., Yim E.K. Micro- and nanotopography with extracellular matrix coating modulate human corneal endothelial cell behavior // Acta Biomater. - 2014 - Vol.10 - P.1975-1984.

135. Kopsachilis N., Tsinopoulos I., Tourtas T., Kruse F.E., Luessen U.W. Descemet's membrane substrate from human donor lens anterior capsule // Clin. Exp. Ophthalmol. - 2012 - Vol.40. - P.187-194.

136. Kopsachilis N., Tsaousis K.T., Tsinopoulos I.T., Welge-Luessen U. Air toxicity for primary human-cultured corneal endothelial cells: An in vitro model. // Cornea - 2013 - Vol.32. - P.31-35.

137. Kurpakus Wheater M., Kernacki K.A., Hazlett L.D. Corneal cell proteins and ocular surface pathology // Biotech Histochem. - 1999 - Vol.74(3) - P. 14659.

138. Lai J.Y., Lu P.L., Chen K.H., Tabata Y., Hsiue G.H. Effect of charge and molecular weight on the functionality of gelatin carriers for corneal endothelial cell therapy. // Biomacromolecules - 2006 - Vol.7 - P.1836-1844.

139. Lai J.Y., Chen K.H., Hsiue G.H. Tissue-engineered human corneal endothelial cell sheet transplantation in a rabbit model using functional biomaterials. // Transplantation. - 2007 - Vol. 84(10) - P.1222-1232.

140. Lass J.H., Reinhart W.J., Skelnik D.L., Bruner W.E., Shockley R.P., Park J.Y., Hom D.L., Lindstrom R.L. An in vitro and clinical comparison of corneal storage with chondroitin sulfate corneal storage medium with and without dextran // Ophthalmology - 1990 - Vol.97 - P.96-103.

141. Lawrence B.D., Marchant J.K., Pindrus M., Omenetto F., Kaplan L. Silk film biomaterials for cornea tissue engineering // Biomaterials - 2009 - Vol.30 -P.1299 - 303. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2008.11.018.

142. Le Roux S., Borbely G., Sloniecka M., Backman L.J. Transforming Growth Factor Beta 1 Modulates the Functional Expression of the Neurokinin-1 Receptor in Human Keratocytes Transforming Growth Factor Beta 1 Modulates the Functional Expression // Curr. Eye Res. - 2015 - Vol.3683 - P. 1035-1043.

143. Lee J.G., Song J.S., Smith R.E., Kay E.P. Human corneal endothelial cells employ phosphorylation of p27(Kip1) at both Ser10 and Thr187 sites for FGF-2-mediated cell proliferation via PI 3-kinase // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2011 - Vol.52 - P. 8216-8223.

144. Legeais J.M., Renard G., Rossi C. Keratoprosthesis: A comparative study of three different microporus polymer and first application in human eyes // Ophtalmol. - 1991 - Vol. 32 (4) - P.778

145. Levis H.J., Peh G.S., Toh K.P., Poh R., Shortt A.J., Drake R.A., Mehta J.S., Daniels J.T. Plastic compressed collagen as a novel carrier for expanded human corneal endothelial cells for transplantation // PLoS ONE - 2012 - Vol.7. doi:10.1371/journal.pone.0050993.

146. Li F., Carlsson D., Lohmann C., Suuronen E., Vascotto S., Kobuch K., Sheardown H., Munger R., Nakamura M., Griffith M. Cellular and nerve regeneration within a biosynthetic extracellular matrix for corneal transplantation // Proc Natl Acad Sci - 2003 - Vol.100(26) - P.15346-51.

147. Li W., Sabater A.L., Chen Y.T., Hayashida Y., Chen S.Y., He H., Tseng S.C. A novel method of isolation, preservation, and expansion of human corneal endothelial cells // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2007 - Vol.48 - P.614-620.

148. Liu C.Y., Kao W.W. Lumican promotes corneal epithelial wound healing // Methods Mol Biol. - 2012 - Vol. 836 - P.285-90. doi: 10.1007/978-1-61779-498-8_18

149. Lwigale P.Y., Cressy P.A., Bronner-Fraser M. Corneal keratocytes retain neural crest progenitor cell properties // Dev Biol. - 2005 - Vol. 288(1) - P.284-293.

150. Lynch A.P., O'Sullivan F., Ahearne M. The effect of growth factor supplementation on corneal stromal cell phenotype in vitro using a serum-free media // Exp Eye Res. - 2016 - Vol.151 - P. 26-37 doi: 10.1016/j.exer.2016.07.015.

151. Madden P.W., Lai J.N., George K.A., Giovenco T., Harkin D.G., Chirila, T.V. Human corneal endothelial cell growth on a silk fibroin membrane // Biomaterials - 2011 - Vol.32 - P.4076-4084.

152. Mannagh J.J., Irving A. Human corneal endothelium: Growth in tissue cultures // Arch. Ophthalmol. - 1965 -Vol.74 - P.847-849.

153. Matter K., Balda M.S. Functional analysis of tight junctions // Methods -2003 - Vol.30 - P.228-234.

154. Maurice D.M. The structure and transparency of the cornea // J. Physiol. -1957 - Vol. 136 - P. 263 -268.

155. Mc Intosh Ambrose W., Schein O., Elisseeff J. A tale of two tissues: stem cells in cartilage and corneal tissue engineering // Curr Stem Cell Res Ther. - 2010 - Vol.5(1) - P.37-48.

156. Meek K.M., Leonard D.W. Ultrastructure of the corneal stroma: a comparative study // Biophys J. - 1993 - Vol.64(1) - P. 273-280.

157. Meek K.M., Knupp C. Corneal structure and transparency // Prog Retin Eye Res. - 2015 - Vol. 49 - P.1-16. doi: 10.1016/j.preteyeres.2015.07.001.

158. Mertens S., Bednarz J., Richard G., Engelmann K. Effect of perfluorodecalin on human retinal pigment epithelium and human corneal endothelium in vitro // Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. - 2000 - Vol.238 - P.181-185.

159. Mi S., Connon C.J. The formation of a tissue-engineered cornea using plastically compressed collagen scaffolds and limbal stem cells // Methods Mol Biol - 2013 - Vol.1014 - P.143 - 155.

160. Michelacci Y.M. Collagens and proteoglycans of the corneal extracellular matrix // Braz J Med Biol Res. - 2003 - Vol.36(8) - P. 1037-1046.

161. Minami Y., Sugihara H., Oono S. Reconstruction of cornea in three-dimensional collagen gel matrix culture // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 1993 -Vol.34(7) - P.2316-2324.

162. Mimura T., Joyce N.C. Replication competence and senescence in central and peripheral human corneal endothelium // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. -2006 -Vol.47 - P.1387-1396.

163. Mirazul I.M., Cepla V., He C., Edin J., Rakickas T., Kobuch K., Ruzele Z., Jackson W.B., Rafat M., Lohmann C.P., Valiokas R., Griffith M. Functional fabrication of recombinant human collagen-phosphorylcholine hydrogels for regenerative medicine applications // Acta Biomater. - 2015 -Vol.12 -P.70-80.

164. Miron-Mendoza M., Lin X., Ma L., Ririe P., Petroll W.M. Individual versus collective fibroblast spreading and migration: regulation by matrix composition in 3D culture // Exp Eye Res. - 2012 -Vol.99 - P. 36-44.

165. Miron-Mendoza M., Graham E., Kivanany P., Quiring J., Petroll W.M The Role of Thrombin and Cell Contractility in Regulating Clustering and Collective Migration of Corneal Fibroblasts in Different ECM Environments // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2015 - Vol. 56(3) - P.2079-2090. doi: 10.1167/iovs.15-16388.

166. Miyata K., Drake J., Osakabe Y., Hosokawa Y., Hwang D., Soya K., Oshika T., Amano S. Effect of donor age on morphologic variation of cultured human corneal endothelial cells // Cornea - 2001 - Vol.20 - P.59-63.

167. Miyai T., Maruyama Y., Osakabe Y., Nejima R., Miyata K., Amano S. Karyotype changes in cultured human corneal endothelial cells // Mol. Vis. - 2008 - Vol.14 - P.942-950.

168. Moysidis S.N., Alvarez-Delfin K., Peschansky V.J., Salero E., Weisman A.D., Bartakova A., Raffa G.A., Merkhofer R.M., Kador K.E., Kunzevitzky N.J. Magnetic field-guided cell delivery with nanoparticle-loaded human corneal endothelial cells // Nanomed. Nanotechnol. Biol. Med. - 2015 -Vol.11 - P.499-509.

169. Muhammad R., Peh G.S., Adnan K., Law J.B., Mehta J.S., Yim E.K. Micro-andnano-topography to enhance proliferation and sustain functional markers of donor-derived primary human corneal endothelial cells // Acta Biomater. - 2015 -Vol.19 - P.138-148.

170. Muller L.J., Pels E., Vrensen G.F. The specific architecture of the anterior stroma accounts for maintenance of corneal curvature // Br. J. Ophthalmol - 2001

- Vol. 85 - P. 437 - 440.

171. Murphy A.R., Kaplan D.L. Biomedical applications of chemically-modified silk fibroin // J Mater Chem - 2009 - Vol.19 - P.6443-50.

172. Murthy G.V.S., Johnson G.J. Chapter 1: prevalence, incidence and distribution of visual impairment // The Epidemiology of Eye Disease - 2012 -Vol. 3.

173. Myrna K.E., Pot S.A., Murphy C.J. Meet the corneal myofibroblast: the role of myofibroblast transformation in corneal woundhealing and pathology // Vet Ophthalmol. -2009 - Vol. 12(1) - P.25-7. doi: 10.1111/j.1463-5224.2009.00742.x.

174. Nakahara M., Okumura N., Kay E.P., Hagiya M., Imagawa K., Hosoda Y., Kinoshita S., Koizumi N. Corneal endothelial expansion promoted by human bone marrow mesenchymal stem cell-derived conditioned medium // PLoS ONE - 2013

- Vol.8. doi: 10.1371/journal.pone.0069009.

175. Nayak S.K., Binder P.S. The growth of endothelium from human corneal rims in tissue culture // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 1984 - Vol.25 - P.1213 -1216.

176. Nazarov R., Jin H.J., Kaplan D.L. Porous 3-D scaffolds from regenerated silk fibroin. // Biomacromolecules. - 2004 - Vol.5(3) - P.718-726.

177. Neil E., Capaldo C.T., Macara I.G. Zonula occludens-1 function in the assembly of tight junctions in Madin-Darby canine kidneyepithelial cells // Mol Biol Cell. - 2006 - Vol.17(4) - P.1922-32.

178. Newsome D.A., Takasugi M., Kenyon K.R., Stark W.F., Opelz G. Human corneal cells in vitro: Morphology and histocompatibility (HL-A) antigens of pure cell populations // Investig. Ophthalmol. - 1974 - Vol. 13 - P.23-32.

179. Nieto-Nicolau N., Martinez-Conesa E.M., Casaroli-Marano R.P. Limbal Stem Cells from Aged Donors Are a Suitable Source for Clinical Application // Stem Cells. - 2016. - Vol. 30 - P.28-33. doi: 10.1155/2016/3032128.

180. Nishida T. Commanding roles of keratocytes in health and disease // Cornea - 2010 - Vol.29 - P. 3-6.

181. Niu G., Choi J.S., Wang Z., Skardal A., Giegengack M., Soker S. Heparin-modified gelatin scaffolds for human corneal endothelial cell transplantation // Biomaterials - 2014 - Vol.35 - P.4005-4014.

182. Nucci P., Brancato R., Mets M.B., Shevell S.K. Normal endothelial cell density range in childhood // Arch. Ophthalmol. - 1990 - Vol.108 - P.247-248.

183. Numata R., Okumura N., Nakahara M., Ueno M., Kinoshita S., Kanematsu D., Kanemura Y., Sasai Y., Koizumi N. Cultivation of corneal endothelial cells on a pericellular matrix prepared from human decidua-derived mesenchymal cells // PLoS ONE - 2014 - Vol.9, doi: 10.1371/journal.pone. 0088169.

184. Nussbaum J.N. Cornea artificialis. // Munchen - 1863 - 220p.

185. Okumura N., Hirano H., Numata R., Nakahara M., Ueno M., Hamuro J., Kinoshita S., Koizumi N. Cell surface markers of functional phenotypic corneal endothelial cells. // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2014 - Vol.55 - P.7610-7618.

186. Okumura N., Kakutani K., Numata R., Nakahara M., Schlotzer-Schrehardt U., Kruse F., Kinoshita S., Koizumi N. Laminin-511 and -521 enable efficient in vitro expansion of human corneal endothelial cells // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2015 - Vol.56 - P.2933-2942.

187. Orwin E.J., Hubel A. In vitro culture characteristics of corneal epithelial, endothelial, and keratocyte cells in a native collagen matrix // Tissue Eng. - 2000 - Vol.6 - P.307-319.

188. Orwin E.J., Borene M.L., Hubel A. Biomechanical and optical characteristics of a corneal stromal equivalent // J Biomech Eng. - 2003 - Vol. 125(4) - P. 439-444.

189. Pan H.W., Iakymenko S.C., Xu J.T., Hou G.H., Sun B.J., Zheng A.N. Implantation of Iakymenko keratoprosthesis in patients with severe ocular injury // Int. J. Ophthalmol. - 2012 - Vol.5(2) - P.167-171.

190. Panilaitis B., Altman G.H., Chen J., Jin H.J., Karageorgiou V., Kaplan D.L. Macrophage responses to silk // Biomaterials - 2003 - Vol.24 - P.3079-85.

191. Parke-Houben R., Fox C.H., Zheng L.L., Waters D.J., Cochran J.R., Ta C.N., Frank C.W. Interpenetrating polymer network hydrogel scaffolds for artificial cornea periphery // J. Mater Sci Mater Med. - 2015 - Vol.26(2) - P.107.

192. Patel S.V., Bachman L.A., Hann C.R., Bahler C.K., Fautsch M.P. Human corneal endothelial cell transplantation in a human ex vivo model // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2009 - Vol.50 - P.2123-2131.

193. Peh G.S., Toh K.P., Ang H.P., Seah X.Y., George B.L., Mehta J.S. Optimization of human corneal endothelial cell culture: Density dependency of successful cultures in vitro. // BMC Res. Notes - 2013 - Vol.6. doi: 10.1186/17560500-6-176.

194. Peh G.S., Chng Z., Ang H.P., Cheng T.Y., Adnan K., Seah X.Y., George B.L., Toh K.P., Tan D.T., Yam G.H., Colman A., Mehta J.S. Propagation of human corneal endothelial cells: a novel dual media approach // Cell Transplant - 2015 - Vol. 24(2) - P. 287-304 doi:10.3727/096368913X675719.

195. Pellegata N.S., Dieguez-Lucena J.L., Joensuu T., Lau S., Montgomery K.T., Krahe R., Kivelä T., Kucherlapati R., Forsius H., Chapelle A. Mutations in KERA, encoding keratocan, cause cornea plana // Nat Genet. - 2000 - Vol. 25(1) -P.91-5.

196. Pintucci S., Pintucci F., Ceccom M.S.C. The Pintucci dacron tissue kp: long term results, postoperative care and revisions in dry eyes and eyes with tear secretion // Anales del Instituto Barraquer. - 1999. - Vol. 31(2) - P. 20-25

197. Polisetti N., Islam M.M., Griffith M. The artificial cornea // Methods Mol Biol - 2013 Vol.1014 - P.45-52.

198. Quantock A.J. Dynamic studies of human corneal fibroblasts // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2015 - Vol.56(3) P.2091. doi: 10.1167/iovs.15-16836.

199. Reichl F.X., Seiss M., Kleinsasser N. et al. Distribution and excretion of BisGMA in guinea pigs // J. Dent. Res. - 2008. - Vol. 87(4) - P. 378-380.

200. Ridley H.L. Late surgical results of use of the intraocular acrylic lens // J Int Coll Surg. - 1956 - Vol. - 26(3) - P.335-41.

201. Roux S.L., Borbely G., Sloniecka M., Backman L.J., Danielson P. Transforming Growth Factor Beta 1 Modulates the Functional Expression of the Neurokinin-1 Receptor in Human Keratocytes // Curr Eye Res. - 2016 -Vol.41(8) - P.1035-1043.

202. Saika S., Yamanaka O., Okada Y., Sumioka T. Modulation of Smad signaling by non-TGFb components in myofibroblast generation during wound healing in corneal stroma. // Exp. Eye Res. - 2016 - Vol.142 - P.40-48.

203. Samples J.R., Binder P.S., Nayak S.K. Propagation of human corneal endothelium in vitro effect of growth factors // Exp. Eye Res. - 1991 - Vol.52 -P.121-128.

204. Santhanam A., Torricelli A. A., Wu J., Marino G. K., Wilson, S. E. Differential expression of epithelial basement membrane components nidogens and perlecan in corneal stromal cells in vitro. // Semin Cell Dev Biol. - 2015 -Vol.162 - P.1318-1327.

205. Sarenac T., Trapecar M., Gradisnik L., Rupnik M.S., Pahor D. Single-cell analysis reveals IGF-1 potentiation of inhibition of the TGF-p/Smad pathway of fibrosis in human keratocytes in vitro // Sci. Rep. - 2016 - Vol. 6 - P.373 - 387.

206. Sayers Z., Koch M.H., Whitburn S.B., Meek K.M., Elliott G.F. Synchrotron x-ray diffraction study of corneal stroma // J. Mol. Biol. - 1982 - Vol. 160 - P. 593-607.

207. Schermer A., Galvin S., Sun T.T. Differentiation-related expression of a major 64K corneal keratin in vivo and in culture suggests limbal location of corneal epithelial stem cells // J Cell Biol. - 1986 -Vol. 103(1) - P.49-62.

208. Schonthal A.H., Hwang J.J., Stevenson D., Trousdale M.D. Expression and activity of cell cycle-regulatory proteins in normal and transformed corneal endothelial cells // Exp. Eye Res. - 1999 - Vol.68 - P.531-539.

209. Shi L., Stachon T., Seitz B., Wagenpfeil S., Langenbucher A., Szentmary N. The Effect of Antiamoebic Agents on Viability, Proliferation and Migration of Human Epithelial Cells, Keratocytes and Endothelial Cells, In Vitro. // Curr Eye Res. - 2018 - Vol. 43(6) - P.725-733. doi: 10.1080/02713683.2018.1447674.

210. Shima N., Kimoto M., Yamaguchi M., Yamagami S. Increased proliferation and replicative lifespan of isolated human corneal endothelial cells with l-ascorbic acid 2-phosphate // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2011 - Vol.52 - P.8711-8717.

211. Sidney L.E., McIntosh O.D., Hopkinson A. Phenotypic Change and Induction of Cytokeratin Expression During In Vitro Culture of Corneal Stromal Cells // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2015. - Vol.56(12) - P. 7225-35. doi: 10.1167/iovs.15-17810.

212. Sidney L.E., Hopkinson A. Corneal keratocyte transition to mesenchymal stem cell phenotype and reversal using serum-free medium supplemented with fibroblast growth factor-2, transforming growth factor-ß3 and retinoic acid // J Tissue Eng Regen Med - 2018 - Vol.12(1) - P.203-215. doi: 10.1002/term.2316.

213. Sloniecka M., Backman L.J., Danielson P. Acetylcholine enhances keratocyte proliferation through muscarinic receptor activation // Int Immunopharmacol. - 2015 - Vol.29(1) - P.57-62. doi: 10.1016/j.intimp.2015.05.039.

214. Song Z., Wang Y., Xie L., Zang X., Yin H. Expression of senescence-related genes in human corneal endothelial cells // Mol. Vis. - 2008 - Vol.14 - P.161-170.

215. Steele C. Corneal wound healing: A review // Optom. Today - 1999 - Vol.25

- P.28-32.

216. Stone W.I., Herber E. Experimental study of plastic material as replacement for the cornea. A preliminary report // Amer.J. Ophtalmol. - 1963.- Vol.89. -P.1039-1044

217. Suh L.H., Zhang C., Chuck R.S., Stark W.J., Naylor S., Binley K., Chakravarti S., Jun A.S. Cryopreservation and lentiviral-mediated genetic modification of human primary cultured corneal endothelial cells // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2007 - Vol.48 - P.3056-3061.

218. Sumide T., Nishida K., Yamato M., Ide T., Hayashida Y., Watanabe K., Yang J., Kohno C., Kikuchi A., Maeda N. Functional human corneal endothelial cell sheets harvested from temperature-responsive culture surfaces // FASEB J. -2006 - Vol.20 - P.392-394.

219. Takezawa T., Nishikawa K., Wang P.C. Development of a human corneal epithelium model utilizing a collagen vitrigel membrane and the changes of its barrier function induced by exposing eye irritant chemicals // Toxicol In Vitro.

- 2011 - Vol.25(6) - P.1237-1241. doi: 10.1016/j.tiv.2011.05.021.

220. Tchah H. Heterologous corneal endothelial cell transplantation - Human corneal endothelial cell transplantation in lewis rats // J. Korean Med. Sci. - 1992

- Vol.7 - P.337-342.

221. Thomasy S.M., Raghunathan V.K., Miyagi H., Evashenk A.T., Sermeno J.C., Tripp G.K., Morgan J.T., Murphy C.J. Latrunculin B and substratum stiffness regulate corneal fibroblast to myofibroblast transformation // Exp Eye Res. - 2018

- Vol. 170 - P.101-107. doi: 10.1016/j.exer.2018.02.003.

222. Torres M., Rniz R. Implantation of the artificial cornea // Amer. J. Ophthal.

- 1963 - Vol.56(6). - P.937-941.

223. Trinkhaus-Randall V., Banwatt R., Cappechi J. In vitro fibroplasia in a porus polymer in the cornea // Invest. Ophthalmol. - 1991. - Vol. 32. - P. 3245-3251.

224. Tripathi R.C., Tripathi B.J. Human trabecular endothelium, corneal endothelium, keratocytes, and scleral fibroblasts in primary cell culture. A

comparative study of growth characteristics, morphology, and phagocytic activity by light and scanning electron microscopy // Exp. Eye Res. - 1982 - Vol.35 - P.611-624.

225. Van Essen T.H., Lin C.C., Hussain A.K. A fishs cale-derived collagen matrix as artificial cornea in rats: properties and potential // Invest Ophthalmol. Vis Sci - 2013 - Vol.54 - P.3224 - 3233.

226. Vázquez N., Chacón M., Rodríguez-Barrientos C.A., Merayo-Lloves J., Naveiras M., Baamonde B., Alfonso J.F., Zambrano-Andazol I., Riestra A.C., Meana Á. Human Bone Derived Collagen for the Development of an Artificial Corneal Endothelial Graft. In Vivo Results in a Rabbit Model // PLoS One. - 2016 - Vol.11(12) - P.75-78. doi: 10.1371/journal.pone.0167578.

227. Vianna L.M., Kallay L., Toyono T., Belfort R., Holiman J.D., Jun A.S. Use of human serum for human corneal endothelial cell culture // Br. J. Ophthalmol. -2015 - Vol.99 - P.267-271.

228. Walter M.N., Dehsorkhi A., Hamley I.W., Connon C.J. Supra-molecular assembly of a lumican-derived peptide amphiphile enhances its collagen-stimulating activity // Biomater Sci. - 2016 - Vol.4(2) - P. 346-54. doi: 10.1039/c5bm00428d.

229. Wang Y., Rudym D.D., Walsh A., Abrahamsen L., Kim H.J., Kim H.S. In vivo degradation of three-dimensional silk fibroin scaffolds // Biomaterials - 2008 - Vol.29 - P.3415-28.

230. Watanabe R., Hayashi R., Kimura Y., Tanaka Y., Kageyama T., Hara S., Tabata Y., Nishida K. A novel gelatin hydrogel carrier sheet for corneal endothelial transplantation // Tissue Eng. A - 2011 - Vol.17 - P.2213-2219.

231. West-Mays J.A., Dwivedi D.J. The keratocyte: corneal stromal cell with variable repair phenotypes // Int J Biochem Cell Biol. - 2006 - Vol. 38(10) - P. 1625-1631.

232. Whitcher J.P., Srinivasan M., Upadhyay M.P. Corneal blindness: a global perspective // Bulletin of the World Health Organization - 2001 - Vol. 79(3) -P.214-221.

233. Wilson S.E., Netto M., Ambrosio R. Corneal cells: Chatty in development, homeostasis, wound healing, and disease // Am. J. Ophthalmol. - 2003 - Vol.136 - P.530-536.

234. Wilson S.E. Corneal myofibroblast biology and pathobiology: generation, persistence, and transparency // Exp Eye Res. - 2012 - Vol.99 - P. 78-88. doi: 10.1016/j.exer.2012.03.018.

235. World Health Organization. Prevention of Blindness and Visual Impairment. Доступно по ссылке: http://www.who.int/blindness/causes/priority/en/index8.html от 09/06- 2018г.

236. Wu J., Rnjak-Kovacina J., Du Y., Funderburgh M.L., Kaplan D.L., Funderburgh J.L. Corneal stromal bioequivalents secreted on patterned silk substrates // Biomaterials - 2014 -Vol.35. - P. 3744-3755. https://doi.org/ 10.1016/j. biomaterials.2013.12.078.

237. Wu J., Du Y., Mann M.M., Funderburgh J.L., Wagner W.R. Corneal stromal stem cells versus corneal fibroblasts in generating structurally appropriate corneal stromal tissue. // Exp Eye Res. - 2014 - Vol.120 - P.71-81. doi: 10.1016/j.exer.2014.01.005.

238. Xiao X., Pan S., Liu X., Zhu X., Connon C.J., Wu J., Mi S. In vivo study of the biocompatibility of a novel compressed collagen hydrogel scaffold for artificial corneas // J Biomed Mater Res A. - 2014 - Vol.102(6) - P.1782-7. doi: 10.1002/jbm.a.34848.

239. Yam G.H., Williams G.P., Setiawan M., Yusoff N.Z., Lee X.W., Htoon H.M., Zhou L., Fuest M., Mehta J.S. Nerve regeneration by human corneal stromal keratocytes and stromal fibroblasts // Sci Rep. - 2017 - Vol. 28 P.45396. doi: 10.1038/srep45396.

240. Yamaguchi M., Ebihara N., Shima N., Kimoto M., Funaki T., Yokoo S., Murakami A., Yamagami S. Adhesion, migration, and proliferation of cultured human corneal endothelial cells by laminin-5. // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. -2011 - Vol.52. - P.679-684.

241. Yamato M., Hayashida Y., Watanabe K., Yamamoto K., Adachi E., Nagai S., Kikuchi A., Maeda N., Watanabe H., Okano T., Tano Y. Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composed of autologous oral mucosal epithelium. // N Engl J Med. - 2004 - Vol.351(12) - P. 1187-1196.

242. Yoeruek E., Spitzer M.S., Tatar O., Aisenbrey S., Bartz-Schmidt K.U., Szurman P. Safety profile of bevacizumab on cultured human corneal cells // Cornea - 2007 - Vol.26 - P.977-982.

243. Yoeruek E., Saygili O., Spitzer M.S., Tatar O. Bartz-Schmidt, K.U.; Szurman, P. Human anterior lens capsule as carrier matrix for cultivated human corneal endothelial cells // Cornea - 2009 - Vol.28 - P.416-420.

244. Yokoo S., Yamagami S., Yanagi Y., Uchida S., Mimura T., Usui T., Amano S. Human corneal endothelial cell precursors isolated by sphere-forming assay // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2005 - Vol.46 - P.1626-1631.

245. Yoon J.J., Wang E.F., Ismail S., Mc Ghee J.J., Sherwin T. Sphere-formingcellsfromperipheral cornea demonstrate polarity and directed cell migration // Cell Biol. Int. - 2013 - Vol.37 - P.949-960.

246. Yoshida J., Oshikata-Miyazaki A., Yokoo S., Yamagami S., Takezawa T., Amano S. Development and evaluation of porcine atelocollagen vitrigel membrane with a spherical curve and transplantable artificial corneal endothelial grafts // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2014 - Vol.55(8) - P.4975-4981. doi: 10.1167/iovs.14-14211.

247. Yoshida J., Yokoo S., Oshikata-Miyazaki A., Amano S., Takezawa T., Yamagami S. Transplantation of Human Corneal Endothelial Cells Cultured on BioEngineered Collagen Vitrigel in a Rabbit Model of Corneal Endothelial Dysfunction // Curr Eye Res - 2017 - Vol. 42(11) - P.1420-1425. doi:10.1080/02713683.2017.1351568.

248. Yue B.Y., Sugar J., Gilboy J.E., Elvart J.L. Growth of human corneal endothelial cells in culture // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 1989 - Vol.30 -P.248-253.

249. Zhihua Z., Guoguang N., Jin S.C., Matthew G., Anthony A., Shay S. Bioengineered multilayered human corneas from discarded human corneal tissue // Biomedical Materials -2003 - Vol. 10(3) - P. 234-243.

250. Zhu C., Joyce N.C. Proliferative response of corneal endothelial cells from young and older donors // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2004 - Vol.45 - P.1743-1751.

251. Zhu Y.T., Tighe S., Chen S.L., John T., Kao W.Y., Tseng S.C. Engineering of Human Corneal Endothelial Grafts // Curr Ophthalmol Rep. - 2015 - Vol.3(3) - P.207-217.

252. Zieske J.D., Mason V.S., Wasson M.E., Meunier S.F., Nolte C.J., Fukai N., Olsen B.R., Parenteau N.L. Basement membrane assembly and differentiation of cultured corneal cells: importance of culture environment and endothelial cell interaction // Exp Cell Res. - 1994 - Vol.214(2) - P.621-633.

253. Zieske J.D. Perpetuation of stem cells in the eye. // Eye (Lond). - 1994 -Vol.8(2) - P.163-169.

254. Zieske J.D., Francesconi C.M., Guo X. Cell cycle regulators at the ocular surface // Exp Eye Res. - 2004 - Vol. 78(3) - P.447-456.

255. Zieske, J.D. Corneal development associated with eyelid opening. // Int. J. Dev. Biol. - 2004 -Vol.48 - P. 903-911.

256. Zhong J., Deng Y., Tian B., Wang B., Sun Y., Huang H., Chen L., Ling S., Yuan J. Hyaluronate Acid-Dependent Protection and Enhanced Corneal Wound Healing against Oxidative Damage in Corneal Epithelial Cells // J Ophthalmol. -2016 - Vol. 2016 - P. 10

257. Zhu Y.T., Hayashida Y., Kheirkhah A., He H., Chen S.Y., Tseng S.C. Characterization and comparison of intercellular adherent junctions expressed by human corneal endothelial cells in vivo and in vitro // Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2008 - Vol.49 - P.3879-3886.