Разработка мультиплексной ПЦР в реальном времени для детекции возбудителей ОРВИ человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Сергеева, Елена Игоревна

• Сергеева, Елена Игоревна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Сергеева, Елена Игоревна

ОГЛАВЛЕНИЕ

Список принятых сокращений

Введение 7 ГЛАВА 1. Обзор литературы: Методы дифференциальной диагностики

вирусов, вызывающих ОРВИ у человека

1.1. Вирусы гриппа

1.2. Вирусы парагриппа человека

1.3. Респираторно-синцитиальный вирус человека

1.4. Метапневмовирус человека

1.5. Риновирусы

1.6. Коронавирусы человека

1.7. Аденовирусы человека

1.8. Бокавирус человека 51 Заключение по обзору литературы 5

ГЛАВА 2. Материалы и методы

2.1. Химические реактивы, ферменты и наборы

2.2. Буферные растворы и питательные среды

2.3. Олигонуклеотидные праймеры и флуоресцентные зонды

2.4. Трансформация компетентных клеток Е. coli

2.5. Выделение плазмидной ДНК

2.6. Создание музея трансформированных штаммов Е. coli

2.7. Использованные в работе штаммы вирусов

2.8. Получение препаратов вирусов

2.9. Определение физического титра вируса

2.10. Клинический материал

2.11. Подготовка проб, выделение вирусной РНК/ДНК, реакция обратной транскрипции

2.12. Полимеразная цепная реакция

2.13. Исследование чувствительности ПЦР

2.14. Электрофоретический анализ и выделение продуктов ПЦР из геля

2.15. Определение нуклеотидных последовательностей

2.16. Анализ нуклеотидных последовательностей 69 ГЛАВА 3. Результаты и обсуждение

3.1. Разработка мультиплексной ПЦР в реальном времени для детекции возбудителей ОРВИ человека

3.1.1. Дизайн праймеров и флуоресцентных зондов

3.1.2. Разработка и апробация контролей ПЦР в реальном времени

3.1.3. Оптимизация ПЦР в реальном времени

3.1.4. Оценка чувствительности и специфичности ПЦР в реальном времени

3.1.5. Сравнение разработанного метода с аналогом

3.2. Исследование структуры возбудителей ОРВИ, обнаруженных в клинических образцах от жителей г. Новосибирска в 2011-2012 гг

3.2.1. Изучение видового разнообразия возбудителей ОРВИ

3.2.2. Изучение видового разнообразия возбудителей ОРВИ в разных возрастных группах 104 3.3. Исследование генетического разнообразия обнаруженных вирусов

Выводы

Список публикаций по теме диссертации

Список использованной литературы 121 Приложение 1. Схема постановки ПЦР-РВ для детекции 20 видов и

субтипов возбудителей ОРВИ человека 169 Приложение 2. Схема проведения анализа для детекции 20 видов и

субтипов возбудителей ОРВИ человека

Приложение 3. Патент РФ №2473702 171 Приложение 4. Инструкция по приминению набора реагентов «Вектор-

ПЦРрВ-Парагрипп 1 -4» 173 Приложение 5. ТУ № 9398-037-056-64-012-2013 на набор реагентов

«Вектор-ПЦРрВ-Парагрипп 1-4» 174 Приложение 6. Лабораторный регламент № 05664012-016-13 на

производство набора реагнетов «Вектор-ПЦРрв-Парагрипп 1-4»

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ОРВИ - острая респираторная вирусная инфекция ПЦР - полимеразная цепная рекция

ЦНИИЭ - центральный научно-исследовательский институт эпидемиологии

ПЦР-РВ - полимеразная цепная реакция в реальном времени

ОРЗ - острое респираторное заболевание

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

РНК - рибонуклеиновая кислота

кДНК - комплементарная ДНК

н. - нуклеотид

РГА - реакция гемагглютинации

РТГА - реакция торможения гемагглютинации

ЦПД - цитопатическое действие

ПИФ - метод прямой иммунофлуоресценции

ТЦПД50/мл - 50%-я тканевая цитопатическая доза

ОТ-ПЦР - обратно-транскриптазная ПЦР

ИФА - иммуноферментный анализ

NASBA - реакция транскрипционной амплификации

ОТ-ПЦР-РВ - обратно-транскриптазная полимеразная цепная реакция в реальном времени

CDC - Center for Disease Control and Prevention (Центр по контролю и предотвращению заболеваний)

FDA - Food and Drug Administration (Управление по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов (США)) LAMP - изотермальная петлевая амплификация ПГ - вирус парагриппа человека ГЭ - геномный эквивалент

PCB - респираторно-синцитиальный вирус человека

RSV - human respiratory syncytial virus (респираторно-синцитиальный вирус человека)

WHO - World Helth Organization (Всемирная Организация Здравоохранения)

12

пг - пикограмм (10" г)

ЦПД50 - 50%-ая цитопатическая доза

США - Соеденённые Штаты Америки

DFA - direct immunofluoresence (метод прямой иммунофлуоресценции)

5'-НТО (5'-UTR) - 5'-нетранслируемая область генома

VP (virion protein) - вирионный белок

фг - фемтограмм (10~5 г)

ВКО - внутренний контрольный образец

ТОРС - тяжёлый острый респираторный синдром

SARS - severe acute respiratory Syndrom (тяжёлый острый респираторный синдром)

п.н. - пара нуклеотидов

в.ч. - вирусная частица

БОЕ - бляшкообразующая единица

ТАЕ - трис-ацетатный буферный раствор

СО РАН - Сибирское Отделение Российской Академии Наук

мкл - микролитр (10"6 л)

ДМСО - диметилсульфоксид

мкг - микрограмм (10"6 г)

ГНЦ ВБ «Вектор» - Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Су5 - cyanine

FAM - 5(6)-carboxyfluorescein

R6G - rhodamine 6G

ROX - 6-Carboxyl-X-Rhodamine

РАМН - Российская Академия Медицинских Наук

НИИ - Научно-исследовательский институт

АТСС - Американская типовая коллекция клеточных культур

ПЭГ - полиэтиленгликоль

РФ - Российская Федерация Тт - температура плавления

PIV-1 - parainfluenza virus 1 (вирус парагриппа человека 1) PIV-2 - parainfluenza virus 2 (вирус парагриппа человека 2) PIV-3 - parainfluenza virus 3 (вирус парагриппа человека 3) PIV-4 - parainfluenza virus 4 (вирус парагриппа человека 4) RhV - rhinovirus (риновирус)

MpV - metapneumovirus (метапневмовирус человека)

BoV - bocavirus (бокавирус человека)

AdV - adenovirus (аденовирус человека)

CoV 229Е - coronavirus 229E (коронавирус человека 229Е)

CoV HKU1 - coronavirus HKU1 (коронавирус человека HKU1)

CoV NL63 - coronavirus NL63 (коронавирус человека NL63)

CoV OC43 - coronavirus OC43 (коронавирус человека OC43)

Inf A - influenza A virus (вирус гриппа A)

Inf В - influenza В virus (вирус гриппа В)

A/H1N1 - influenza A viris H1N1 (сезонный вирус гриппа субтипа H1N1) A/H1N1(2009) - pandemic influenza A viris H1N1 (пандемический вирус гриппа субтипа H1N1)

А/НЗ - influenza A viris НЗ (вирус гриппа А субтипа НЗ) А/Н5 - influenza A viris Н5 (вирус гриппа А субтипа Н5) А/Н7 - influenza A viris Н7 (вирус гриппа А субтипа Н7) н.о. - нуклеотидное основание н.п. - нуклеотидная пара п.о. - пара оснований

ОКО - отрицательный контрольный образец ПКО - положительный контрольный образец БСА (BSA) - бычий сывороточный альбумин НП - нуклеотидная последовательность

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Разработка мультиплексной ПЦР в реальном времени для детекции возбудителей ОРВИ человека»

ВВЕДЕНИЕ

В структуре общей инфекционной заболеваемости человека острые респираторные инфекции занимают первое место, являясь главной причиной временной нетрудоспособности, приводя к огромным экономическим потерям.

По официальным данным Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, в 2010 году на территории Российской Федерации было зарегистрировано 28 265 634 случая острых инфекций верхних дыхательных путей. Из них заболеваний гриппом - 27 363 случая [Сведения об инфекционных и паразитарных заболеваниях (Форма 1) за январь-декабрь 2010]. В 2011 году - 31 038 446 случаев, из них заболеваний гриппом - 308 829 случаев [Сведения об инфекционных и паразитарных заболеваниях (Форма 1) за январь-декабрь 2011]. В 2012 году -28 447 773 случая, из них заболеваний гриппом - 24 638 случаев [Сведения об инфекционных и паразитарных заболеваниях (Форма 1) за январь-декабрь 2012].

В настоящее время известно более 200 вирусов, вызывающих ОРВИ у человека. Основные этиологические агенты ОРВИ человека относятся к шести семействам: Orthomyxoviridae (вирусы гриппа), Paramyxoviridae (вирусы парагриппа человека 1-4, метапневмовирус человека, респираторно-синцитиальный вирус человека), Picornaviridae (энтеровирусы, риновирусы), Coronaviridae (коронавирусы человека 229Е, HKU1, NL63, ОС43, SARS, MERS), Adenoviridae (аденовирусы человека), Parvoviridae (бокавирус человека).

Хотя острые респираторные вирусные инфекции человека и составляют группу заболеваний с похожими клиническими проявлениями, вызывающие их вирусы значительно отличаются по патогенности и летальности для человека. В последнее время в фармакологии стремительно развиваются направления по разработке средств специфической противовирусной терапии. Так, для лечения инфекций человека, вызванных

вирусами гриппа, применяются ингибиторы нейраминидазы (занамивир, ланинамивир, озельтамивир, перамивир) [Matheson N .J. et al., 2003]. Активно разрабатываются средства терапии и профилактики для респираторно-синцитиального вируса человека, а именно: моноклональные антитела (Мотавизумаб) [Olszewska W., Openshaw P., 2009], малые интерферирующие РНК [Maggon К, Bank S., 2004; Cramer Н., 2005], ингибиторы F-белка [Bonfanti J.F., Roymans D., 2009]. Для лечения аденовирусных инфекций эффективно применяют цидофовир и рибавирин [Waye M.M.Y., Sing C.W., 2010]. Для лечения тяжелых случаев ОРВИ, вызванных метапневмовирусом, применяют комбинированное лечение рибавирином и иммуноглобулинами [Bonney D. et al., 2009]. Для терапии риновирусной и энтеровирусной инфекций применяют препарат «Enviroxime», механизм действия которого связан с ингибированием процесса репликации вирусной РНК [Wikel J.H. et al., 1980]. Одним из препаратов для лечения риновирусной инфекции является также «Pleconaril» - ингибитор капсидных белков вируса [Clercq E.D., 2012]. Для разработки средств специфической терапии коронавирусных инфекций также ведется активная исследовательская работа: обнаружены ингибиторы вирусных рецепторов, ингибиторы процесса слияния вирусной и клеточной мембран, ингибиторы репликации коронавирусов (малые интерферирующие РНК, протеазы, специфические химические соединения) [Haagmans B.L., Osterhaus A.D.M.E., 2006].

Таким образом, дифференциальная диагностика указанных вирусных агентов позволяет скорректировать схему лечения, что в свою очередь позволяет более эффективно использовать ресурсы системы здравоохранения. А исходя из того, что острые респираторные заболевания у человека способно вызывать множество инфекционных агентов, их дифференциальная диагностика требует затраты значительных материальных, временных и трудовых ресурсов. В связи с этим, особенно актуальна разработка средств дифференциальной диагностики

респираторных заболеваний в формате мультиплексной ПЦР [Mahony J.B. et al., 2011].

На территории Российской Федерации в настоящее время существует единственный набор реагентов для идентификации генетического материала агентов ОРВИ человека - «АмплиСенс ОРВИ-скрин-FL» (ЦНИИЭ, Москва), который может быть использован для научных исследований. Набор позволяет методом ПЦР-РВ выявлять в клиническом образце генетические маркёры 17 вирусов: респираторно-синцитиального вируса человека, метапневмовируса человека, вирусов парагриппа человека 1, 2, 3 и 4, коронавирусов человека 229Е, NL63, ОС43, HKU1, риновирусов, аденовирусов человека В, С и Е и бокавируса человека.

Отличительной особенностью вирусных агентов является высокая вариабельность их геномов и высокая антигенная вариабельность. Следовательно, только исследование клинического материала с использованием сочетания нескольких наборов реагентов, либо нескольких методов позволяет точно определить вирусный агент, явившийся причиной заболевания. Таким образом, создание набора реагентов для идентификации агентов ОРВИ человека методом мультиплексной ПЦР-РВ является чрезвычайно актуальной задачей, так как позволяет изучить структуру заболеваемости ОРВИ. И это заслуживает особого внимания, поскольку обширных исследований в этом направлении на территории Российской Федерации и, в частности, в Новосибирской области до сих пор не выполнялось.

Цели исследования. Разработать мультиплексную ПЦР-РВ и набор реагентов на её основе для выявления генетических маркёров (РНК и ДНК) наиболее распространённых возбудителей ОРВИ человека: вирусов парагриппа человека 1-4; риновирусов А-С; метапневмовируса человека; бокавируса человека; аденовирусов человека В, С, Е; коронавирусов человека 229Е, HKU1, NL63, ОС43, SARS; респираторно-синцитиального вируса человека; вируса гриппа В; вируса гриппа А, в т.ч. субтипов вируса

9

гриппа А - НШ1 (сезонный вариант), НШ1(2009)рёш (пандемический вариант), НЗ, Н5 и Н7. Апробировать разработанный набор реагентов на клинических образцах от пациентов с диагнозом ОРВИ.

Задачи исследования:

1. Для разработки мультиплексной ПЦР в реальном времени, позволяющей детектировать генетические маркёры наиболее распространённых возбудителей ОРВИ человека: подобрать олигонуклеотидные праймеры, флуоресцентные зонды; разработать внутренние, положительные и отрицательный контрольные образцы; оптимизировать состав реакционных смесей и температурно-временные параметры ПЦР.

2. На основе разработанного метода создать и охарактеризовать лабораторный вариант набора реагентов для детекции генетических маркёров возбудителей ОРВИ человека. Провести его сравнение с существующими аналогами.

3. Собрать коллекцию клинических образцов от пациентов г. Новосибирска с диагнозом ОРВИ. Получить суммарные РНК/ДНК и кДНК в реакции обратной транскрипции и провести апробацию разработанного набора реагентов в исследовании полученных ДНК и кДНК на наличие генетических маркёров возбудителей ОРВИ человека.

4. Изучить видовое разнообразие вирусов, обнаруженных в клинических образцах от пациентов г. Новосибирска с диагнозом ОРВИ.

5. Определить нуклеотидные последовательности фрагментов геномов, обнаруженных вирусов и изучить их генетическое разнообразие.

Научная новизна и практическая значимость работы.

Разработан метод одновременной детекции 20 видов и 5 субтипов возбудителей ОРВИ человека на основе мультиплексной ПЦР-РВ. Показана эффективность его использования для исследования клинического материала.

Впервые в Западно-Сибирском регионе определена встречаемость геномов возбудителей ОРВИ человека негриппозной этиологии: вирусов парагриппа человека 1-4, риновирусов А-С, метапневмовируса человека, бокавируса человека, аденовирусов человека В, С, Е, коронавирусов человека 229Е, HKU1, NL63, ОС43, SARS, респираторно-синцитиального вируса человека, а также смешанных инфекций в клинических образцах.

Определены нуклеотидные последовательности фрагментов геномов коронавирусов человека ОС43, NL63 и 229Е, респираторно-синцитиального вируса человека, вирусов парагриппа человека 1 и 3, бокавируса человека, циркулирующих в Западно-Сибирском регионе.

Положения, выносимые на защиту.

1. Разработана мультиплексная ПЦР в реальном времени для детекции возбудителей ОРВИ человека: вирусов парагриппа человека 1-4; риновирусов А-С; метапневмовируса человека; бокавируса человека; аденовирусов человека В, С, Е; коронавирусов человека 229Е, HKU1, NL63, ОС43, SARS; респираторно-синцитиального вируса человека; вируса гриппа В; вируса гриппа А, в т.ч. субтипов вируса гриппа А - H1N1 (сезонный вариант), HlNl(2009)pdm (пандемический вариант), НЗ, Н5 и Н7. Мультиплексная ПЦР-РВ в условиях проделанных экспериментов демонстрировала следующие характеристики: аналитическая чувствительность - 20-39 ГЭ/реакция, 1x103-1x104 в.ч./мл; диагностическая чувствительность - 100%; аналитическая специфичность - 95,7-100%; диагностическая специфичность - 100%.

2. В 61 (37%) образце обнаружены генетические маркёры одного вида вируса. В 28 (17%) образцах выявлены генетические маркёры 2 и более видов вирусов.

3. Основными этиологическими агентами ОРВИ в исследованной выборке образцов являются риновирусы (42 образца (25,6%)) и коронавирусы (29 образцов (17,6%)).

4. Максимальное видовое разнообразие возбудителей ОРВИ человека наблюдается в возрастной группе детей до 7 лет с пиком в группе 2-4 года.

Вклад автора.

1. Создание коллекции образцов РНК, ДНК и кДНК, выделенных из клинических образцов, собранных от пациентов г. Новосибирска и Новосибирской области с диагнозом ОРВИ в период с октября 2011 г. по апрель 2012 г.

2. Расчет и тестирование олигонуклеотидных праймеров и флуоресцентных зондов для генодиагностики и генотипирования возбудителей ОРВИ человека.

3. Конструирование 21 рекомбинантной плазмиды, несущих вирусспецифические вставки, и создание коллекции трансформированных клеток Е. coli.

4. Получение штаммов пандемического вируса гриппа A/HlNl(2009)pdm - совместно с Агафоновым А.П., Деминой O.K., Шиковым А.Н.

5. Выявление генетических маркёров возбудителей ОРВИ человека и определение нуклеотидных последовательностей их геномов - совместно с Терновым В.А.

6. Филогенетический анализ определённых нуклеотидных последовательностей геномов вирусов - совместно с Терновым В.А.

Структура диссертации

Диссертация изложена на 177 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, главы «Материалы и методы», главы «Результаты и обсуждение», выводов, списка литературы и приложений. Библиография включает 420 работ (4 отечественных, 406 зарубежных, 10 электронных ресурсов). Работа иллюстрирована 28 рисунками, включает 19 таблиц.

Апробация работы и публикации

По материалам диссертации опубликовано 4 статьи в журналах, рекомендованных ВАК для опубликования основных результатов диссертаций на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Получен патент РФ № 2473702.

Полученные результаты исследований были доложены на российских и международных конференциях: V Ежегодный Всероссийский Конгресс по инфекционным болезням (Москва, 25-27 марта 2013 г.); «Молекулярная эпидемиология актуальных инфекций» (Санкт-Петербург, 5-7 июня 2013 г.); VII Всероссийская научно-практическая конференция с международным участием «Молекулярная диагностика-2010» (Москва, 24-26 ноября 2010 г.); II Международная конференция «Астана Биотех 2011» (г. Астана, Казахстан, 2011); научно-практическая конференция «Гигиенические аспекты в области обеспечения санитарно-эпидемиологического благополучия населения» (Новосибирск, 13 сентября 2012 г.).

Благодарности

Автор выражает благодарность всем своим коллегам, в плодотворном сотрудничестве с которыми была выполнена диссертационная работа.

Особую благодарность автор выражает научным руководителям Агафонову Александру Петровичу и Терновому Владимиру Александровичу за помощь в выборе темы, чуткое руководство, активную поддержку в планировании, проведении и интерпретации результатов исследования.

Автор выражает благодарность сотрудникам лаборатории молекулярной эпидемиологии особо опасных инфекций ГНЦ ВБ «Вектор»: к.б.н. Ивановой A.B., к.б.н. Бондаренко Т.Ю., к.б.н. Микрюковой Т.П., к.б.н. Баяндину Р.Б., к.б.н. ЧаусовуЕ.В., Карташову М.Ю., ЧубЕ.В., Семенцовой А.О. за помощь при освоении методов молекулярной диагностики и молекулярного клонирования, участие в осуществлении экспериментов.

Автор также благодарит коллег из «Центра гигиены и эпидемиологии в Новосибирской области» Ивановой Е.В. и Ивановой JI.K. за помощь в сборе коллекции биологических проб.

Автор выражает глубокую благодарность Корнееву Д.В. за проведение микроскопических исследований.

Автор признательна коллегам из отдела «Коллекция микроорганизмов» к.б.н. Пьянкову О.В., за помощь в проведении вирусологических экспериментов и к.б.н. Болдыреву А.Н. за ценные предложения; за помощь при подготовке диссертации.

Автор выражает благодарность рецензаентам Рыжикову Александру Борисовичу и Тикуновой Нине Викторовне за ценные замечания и внимательное прочтение работы.

Настоящая работа выполнена за счет финансирования по грантам: Межгосударственная целевая программа ЕврАзЭС «Инновационные биотехнологии» на 2011—2015 годы по теме: «Разработка тест-систем для идентификации генетического материала вирусов — возбудителей инфекций в воде объектов питьевого водопользования» шифр «2011-16-МЦП/№ 29», ГК № 16.М04.12.0028; Государственный контракт по теме «Разработка олигонуклеотидных биочипов для диагностики возбудителей инфекционных заболеваний II—III групп патогенности» в рамках федеральной целевой программы «Национальная система химической и биологической безопасности Российской Федерации (2009-2014 годы) ГК № 44-Д от 01.06.2012.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ МЕТОДЫ ДИФФЕРЕНЦИАЛЬНОЙ ДИАГНОСТИКИ ВИРУСОВ, ВЫЗЫВАЮЩИХ ОРВИ У ЧЕЛОВЕКА

1.1. Вирусы гриппа

Вирусы гриппа принадлежат семейству Orthomyxoviridae, роду Influenza [http://www.ictvonline.org/virusTaxonomy.asp]. Выделяют три вируса гриппа -А, В, С. Вирус гриппа А согласно антигенным свойствам двух поверхностных гликопротеинов - гемагглютинина (НА) и нейраминидазы (NA) - разделяют на субтипы. Антигенные свойства вируса гриппа способны изменяться за счет точечных мутаций (антигенный дрейф), а также путем обмена фрагментами генома (антигенный шифт) [Horimoto Т., Kawaoka Y., 2005; Ziegler Т., Сох N.J., 1999]. Оба этих механизма лежат в основе возникновения ежегодных эпидемий гриппа в районах умеренного климата, характеризующихся внезапным увеличением фибрильных респираторных заболеваний [Dille J.H., 1999].

Рис. 1. Схема строения вириона вируса гриппа типа А

[http://viralz0ne.expasy.0rg/viralz0ne/all_by_species/6.html]

Геном вируса гриппа представлен сегментированной одноцепочечной молекулой (-)РНК длиной 13000 н.

ОРВИ, вызванная вирусом гриппа - это фибрильное заболевание характеризующееся лихорадкой, кашлем, воспалительными процессами верхних дыхательных путей (боль в горле, ринорея, заложенность носа), симптомами общей интоксикации (головная боль, миалгия, астенический синдром). Период эпидемий, вызванных вирусом гриппа, длится от 3 до 8

недель [Atinar R.L., 2007; Punpanich W., Chotpitayasunondh T., 2012]. Грипп является причиной значительного числа госпитализаций во всех возрастных группах [Thompson W.W. et al., 2004]. Особенно опасен вирус гриппа для беременных женщин, детей [Rasmussen S.A. et al., 2012], пожилых людей [Muñoz M.P. et al., 2011] и людей с состояниями иммуносупрессии [López-Medrano F. et al., 2013]. Если рассматривать общий вклад в структуру заболеваемости ОРВИ, то на долю вирусов гриппа приходится 6-47% [van Elden L.J. et al., 2001; Zambón M. et al., 2001; van Kraaij M.G.J, et al., 2005; Manning A. et al., 2006; Fox J.D., 2007; Muñoz M.P. et al., 2011; Harder К.M. et al., 2012]. В последние 10 лет был разработан ряд эффективных препаратов для лечения инфекций, вызванных вирусами гриппа, - ингибиторы М2 ионного канала (амантадин, римантадин) и ингибиторы нейраминидазы (озельтамивир, занамивир), однако эти препараты эффективны в первые 24 часа после инфицирования [Jackson R.J. et al., 2011]. Именно поэтому лабораторная диагностика вирусов гриппа является чрезвычайно важной задачей в современной медицинской и эпидемиологической практике.

Долгое время диагностика вирусов гриппа базировалась на выделении вируса и серологических реакциях - РГА и РТГА [Мейхи Б., 1988; WHO Manual on Animal Influenza Diagnosis and Surveillance, 2002]. В настоящее время серологические реакции используются значительно реже.

Традиционно вирусы гриппа выделяют, используя развивающиеся куриные эмбрионы (РКЭ), а также перевиваемые линии культур клеток почки коккер-спаниэля (MDCK) и карциномы легкого человека А549 [Clinical and Laboratory Standards Institute, 2006]. ЦПД вируса варьирует в зависимости от вида клеточной культуры [AtmarR.L. et al., 2007]. Недостатком применения РКЭ и культур клеток для детекции вирусов гриппа является значительная затрата времени на исследование: ожидание результата занимает от 3 (РКЭ) до 5-14 суток (культура клеток) [Leland D.S., Ginocchio С.С., 2007]. Заражение культуры клеток с последующим применением метода ПИФ позволяет получать результат в течение 24 часов

после заражения [Espy MJ. et al., 1986; Matthey S.D. et al., 1992; Fong C.K.Y, et al., 2000; Dunn J.J et al., 2004; Weinberg A. et al., 2004]. Однако не каждый вирус хорошо размножается в культуре клеток, что может привести к значительному числу ложноотрицательных результатов. К тому же метод ПИФ, как видно на примере вирусов гриппа, обладает низкой чувствительностью и может быть использован только в сочетании с другими методами диагностики, и отрицательный результат должен обязательно подтверждаться методом ОТ-ПЦР [World Health Organization, 2005; Al Johani S.M. et al., 2011].

Для идентификации вирусов гриппа в последние 15 лет были также разработаны ИФА. В сравнении с методом ПИФ в сочетании с методом заражения одно- и двухкомпонентных культур клеток они обладают низкой чувствительностью - 70-75%, но зато высокой специфичностью - 90-95% [Chan К.Н. et al., 2002; Bai G.R. et al., 2006; Chan K.H. et al., 2007; Lu C.-Y. et al., 2012; Moreno A. et al., 2013]. К недостаткам ИФА можно отнести также необходимость валидирования тестов с большим количеством образцов каждый сезон, чтобы убедиться, что тест выявляет циркулирующие варианты вирусов гриппа [Gavin P.J., Thomson R.B., 2003]. В последние несколько лет были разработаны биочипы для детекции вирусного антигена: ProFlu (Gen-Probe Prodesse Inc., Австралия) и xTAG RVP (Luminex Molecular Diagnostics, Канада). Чувствительность и специфичность метода xTAG RVP в сравнении с сочетанием методов ПИФ и заражением культуры клеток составляют 96,4% и 95,9% для вируса гриппа А и 91,5% и 96,0% для гриппа В соответственно [Center for Devices and Radiological Health, 2008]. Однако, xTAG RVP является дорогостоящим тестом, отличающимся низкой специфичностью [Liao R.S. et al., 2011].

В сравнении с остальными методами дифференциальной диагностики вирусов гриппа методы на основе амплификации нуклеиновых кислот требуют наименьших затрат времени для идентификации вируса, при достаточно высоких показателях чувствительности и специфичности.

Молекулярные тесты для выявления вируса гриппа включают в себя ОТ-ПЦР, NASBA и LAMP. Первая работа была опубликована в 1991 году [Zhang W.D., Evans W.H., 1991], за ней последовал ряд публикаций о создании аналогов (табл. 1). Наиболее популярными генами-мишенями для типирования является М-ген, для субтипирования - НА и NA [Nakauchi М. et al., 2011; Mengelle С. et al., 2013; WuL. et al., 2013].

В настоящее время доступны множество наборов праймеров и зондов, один из них - Xpert Flu (Cepheid, США), который позволяет идентифицировать вирусы гриппа А и В, а также пандемический вирус HlNl/2009pdm [http://www.cepheid.com/product-catalog/clinical-ivd-tests/xpert-flu]. Разработны также четыре коммерческих ДНК-биочипа в формате мультиплекс для детекции вирусов гриппа и других возбудителей ОРВИ человека - ResPlexII (Qiagen, Голландия), MultiCode-Plx RVP (EraGen Biosciences, США), SeeplexRV (Seegene Inc., Южная Корея), NGENRVA ASR (Nanogen Inc., США), xTAG RVP (Luminex Molecular Diagnostics, Канада).

На территории Российской Федерации в настоящее время представлено несколько наборов для выявления РНК вирусов гриппа в клиническом материале - тест-системы серии «АмплиСенс® Influenza virus-FL» (ЦНИИЭ, Москва). Однако, несмотря на это, разработка аналогов с использованием авторских олигонуклеотидов и реагентов является актуальной задачей, так как только с использованием сочетания нескольких наборов или методов можно провести более полное исследование клинического материала, возможно, даже выявить необычные изоляты, что в свою очередь позволит создать коллекцию стандартных эталонных образцов, позволяющих оценить и стандартизировать работу как лабораторий, так и используемых в работе методов и диагностических наборов.

Молекулярные методы дифференциальной диагностики вирусов гриппа

Формат анализа Ген-мишень Чувств., % Спец., % Описание Ссылка

ОТ-ПЦР А-М В -НА - - Первый OT-ПЦР-набор для детекции вирусов гриппа А, В и С. Zhang W.D., Evans W.H., 1991

Мультиплексная ОТ-ПЦР Ми НА 92 84 Выявляет вирусы гриппа А и В. Метод обладает большей чувствительностью в сравнении с методом заражения культуры клеток. Исследовано 1033 образца. Zambon М. et al., 2001

ОТ-ПЦР-РВ А-М В -НА - - Выявляет вирусы гриппа А и В. Предел чувствительности метода составил 0,02 ЦПД50. Чувствительность превышает чувствительность метода заражения культуры клеток. van Elden L.J.. 2001

ОТ-ПЦР NS - - Выявляет вирус гриппа А. Чувствительность метода выше, чувствительности методов заражения культуры клеток и ИФА. Исследовано 150 образцов. Steininger C. et al.. 2002

ОТ-ПЦР М НА NA 72 - Flu-Chip 55 с низкой плотностью слотов выявляет Н1-, НЗ- и Н5-субтипы вируса гриппа А в течение 11 часов. Чувствительность метода сравнивалась с референс-ПЦР. Исследовано 72 образца. Thompson W.W. et al.. 2003

NASBA в РВ NP - - Позволяет детектировать несколько субтипов вируса гриппа А. Предел чувствительности метода - 0,01 ЦПД50. Обладает большей чувствительностью, чем методы ПИФ и заражения культуры клеток. Исследовано 378 образцов. Moore C. et al., 2004

ОТ-ПЦР-РВ A-NS! B-NS1 - - Выявляет вирусы гриппа А и В. Использован метод флуоресцентного капиллярного электрофореза. Исследовано 1470 образцов - 3 положительных. Weinberg G.A. et al.. 2004

Мультиплексная ОТ-ПЦР-РВ NS - - Детектирует вирусы гриппа А и В, респираторно-синцитиальный вирус, вирусы парагриппа l^t в двух смесях для ПЦР. Предел чувствительности метода составил 0,1 ЦПД50 для вируса гриппа А. Templeton K.E. et al., 2004

LAMP М - - Выявляет вирус гриппа А. Чувствительность метода ниже чусвтительности метода заражения культуры клеток. Предел чувствительности составил 10"3 БОЕ/реакция. С использованием метода корректно определены 22 положительных образцов и 31 отрицательных. Poon L..L.M. et al., 2005

Мультиплексная ОТ-ПЦР-РВ А-М В-НА - - Выявляет вирус гриппа А и В. Метод более чувствителен, чем метод заражения культуры клеток. Исследовано 72 образца, полученных от пациентов перенёсших трансплантацию стволовых клеток. van Kraaij M.G.J, et al.. 2005

LAMP НА 91 - Выявляет вирусы гриппа А и В. Из 83 положительных на культуре клеток образцов подтверждён 71. I to M. et al.. 2006

Мультиплексная ОТ-ПЦР-РВ М - - Выявляет вирус гриппа А. Чувствительность метода на 13 % превосходит чувствительность метода ПИФ. Исследовано 1138 образцов. Kuypers J. et al., 2006

ОТ-ПЦР м 98 98 Выявляет вирусы гриппа А и В. На чипе гибридизуют амплифицированные ДНК к 15 олигонуклеотидам. Диагностические характеристики превосходят метод заражения культуры клеток. Исследовано 102 образца. Mehlmann M. et al., 2007

Формат анализа Ген-мишень Чувств., % Спец., % Описание Ссылка

Мультиплексная ОТ-ПЦР НА 96.4 (А) 91.5 (В) 95,9 (А) 96,7(B) Выявляет 19 респираторных вирусов человека, в т.ч. вирусы гриппа А и В, используя метод суспензионного ДНК-биочипа (Ьигшпех хМАР). Предел чувствительности метода составил 0,8><10"' ИД50/мл для вируса гриппа А и б* 10'2 ИД50/мл для вируса гриппа В. Исследовано 544 образца. Mahony J. et al.. 2007; Mahony J.В. et al.. 2007

Мультиплексная ОТ-ПЦР Интеллектуальная собственность 100 99,4 (А); 98,8 (В) Выявляет вирусы гриппа А и В. Чувствительность РгоПи-1 превышает чувствительность ПИФ, заражения культуры клеток. Исследовано 353 образца. LeGoffJ. et al., 2008

Мультиплексная ОТ-ПЦР М, НА, NA - - Детекция вирусов гриппа А и В. Чувствительность метода - 10-100 копий/мкл. Исследовано 189 клинических образцов. Wu C. et al., 2008

Количественная ОТ-ПЦР-РВ Интеллектуальная собственность 96,2 94 Выявляет вирусы гриппа А и В. Метод обладал большей чувствительностью и специфичностью в сравнении с методами ПИФ и заражения культуры клеток. Исследован 441 образец. Gharabaghi F. et al., 2008

Мультиплексная ОТ-ПЦР-РВ М, (А и В) НА - - Позволяет типировать вирус, субтипировать Н1-, НЗ-, Н5-подтипы. Чувствительность метода - 10-1000 копий/мкл. Испытан на 35 штаммах гриппа А и 34 изолятах вирусов, вызывающих ОРВИ человека. Suwannakarn K. et al., 2008

Мультиплексная ОТ-ПЦР Интеллектуальная собственность 100 96,5 Детектирует вирусы гриппа А и В, респираторно-синцитиальный вирус. Исследовано 96 образцов. Sails A.D. et al., 2009

Мультиплексная ОТ-ПЦР Ж А) NS(B) 96 100 ДНК-биочип, позволяет типировать, субтипировать вирус гриппа. Аналитическая чувствительность 102—103 ГЭ/реакция. Huang Y. et a!., 2009

Мультиплексная ОТ-ПЦР-РВ М (А) NP{ В) 99 100 Детектирует вирусы гриппа А и В, Н1-подтип сезонного и пандемического варианта 2009 г. и респираторно-синцитиальный вирус. Chen Y. et al.. 2011

Мультиплексная ОТ-ПЦР Интеллектуальная собственность 89 94 11езР1ех11 выявляет 12 вирусов, в т.ч. вирусы гриппа А и В. Чувствительность метода превышает чувствительность метода заражения культуры клеток. Исследовано 360 образцов. Li H. et al., 2007; Balada-Llasat J.M. et al, 2011

Мультиплексная ОТ-ПЦР Интеллектуальная собственность 89 87 МиШСос1е-РЬх выявляет 17 вирусов, в т.ч. вирусы гриппа А и В, с использованием технологии суспензионного ДНК-биочипа. Тест обладает более высокой чувствительностью в сравнении с методами ПИФ и заражения культуры клеток для вируса гриппа А. Исследовано 354 образца. Nolle F.S. et al, 2007; Balada-Llasat J.M. et al.. 2011

Мультиплексная ОТ-ПЦР-РВ М (А) НА (В) - - Чувствительность метода для вируса гриппа А составила 1 копия/мкл, для В -10 копий/мкл. Чувствительность и специфичность выше ИФА. de-Paris F. et al, 2012

Количественная ОТ-ПЦР-РВ НА - - Субтипирование пандемического Н1- и сезонного НЗ-субтипа. Чувствительность метода 27 копий/реакция (Н1) и 37 копий/реакция (НЗ). Исследовано 116 образцов. Stefañska I. et al, 2012

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Сергеева, Елена Игоревна, 2013 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Мейхи Б. (ред.) Вирусология. Методы: Пер. с англ. М.: Мир, 1988. 344 с.

2. Сведения об инфекционных и паразитарных заболеваниях (Форма 1) за январь-декабрь 2010. URL: http://75.rospotrebnadzor.ru/content/svedeniya-ob-infektsionnykh-i-parazitarnykh-zabolevaniyakh- forma-1 -za-yanvar-dekabr-2010-god. Дата обращения: 23.01.13.

3. Сведения об инфекционных и паразитарных заболеваниях (Форма 1) за январь-декабрь 2011. URL: http://75.rospotrebnadzor.ru/content/svedeniya-ob-infektsionnykh-i-parazitarnykh-zabolevaniyakh-forma-1 -za-yanvar-dekabr-2011 -god. Дата обращения: 2 3.01.13.

4. Сведения об инфекционных и паразитарных заболеваниях (Форма 1) за январь-декабрь 2012. URL: http://75.rospotrebnadzor.ru/content/svedeniya-ob-infektsionnykh-i-parazitarnykh-zabolevaniyakh-forma-1 -za-yanvar-dekabr-2012-god. Дата обращения: 23.01.13.

5. AdachiD., Johnson G., DrakerR., Ayers M., Mazzulli Y., Talbot P.J., Tellier R. Comprehensive detection and identification of human coronaviruses, including SARS-associated coronavirus, with a single RT-PCR assay // J.Virol. Methods. - 2004. - V.122. - №1. - P.29-36.

6. A1 Johani S.M., A1 Balwi M., A1 Alwan В., A1 Hefdhi R., Hajeer A. Validity of two rapid point of care influenza tests and direct fluorescence assay in comparison of real time PCR for swine of origin influenza virus // J.Infect.PublicHealth. - 2011. -V.4. - №1. - P.7-11.

7. Allander Т., Andreasson K., Gupta S., Bjerkner A., Bogdanovic G., Persson M.A., Dalianis Т., Ramqvist Т., Andersson B. Identification of a third human polyomavirus // J.Virol. - 2007. - V.81. - №8. - P.4130-4136.

8. Allander Т., Jartti Т., GuptaS., Niesters H.G.M., LehtinenP., OsterbackR., VuorinenT., WarisM., Bjerkner A., Tiveljung-Lindell A., Van den HoogenB.G., Hyypia Т., Ruuskanen O. Human bocavirus and acute wheezing in children // Clin.Infect.Dis. - 2007. - V.44. - №7. - P.904-910.

9. AllanderT., Tammi M.T., Eriksson M., BjerknerA., Tiveljung-Lindell A., Andersson B. Cloning of a human bocavirus by molecular screening of respiratory tract samples //Proc.Natl.Acad.Sci.USA. - 2005. -V. 102. -№36. - P. 12891-12896.

10. Al-Turab M., ChehadehaW., Al-MullabF., Al-Nakiba W. Evaluation of the PrimerDesign™ genesig real-time reverse transcription-polymerase chain reaction assay and the INFINITI® Respiratory Viral Panel Plus assay for the detection of human metapneumovirus in Kuwait // Diagn.Microbiol.Infect.Dis. - 2012. - V.72. -№4. - P.358-362.

11. Amini R., Jahanshiri F., Amini Y., Sekawi Z., Jalilian F.A. Detection of human coronavirus strain HKU1 in a 2-years old girl with asthma exacerbation caused by acute pharyngitis // Virol.J. - 2012. http://www.virologvj.eom/content/9/l/142

12. Arden K.E., McErleanP., NissenM.D., Sloots T.P., Mackay I.M. Frequent detection of human rhinoviruses, paramyxoviruses, coronaviruses, and bocavirus during acute respiratory tract infections // J.Med.Virol. - 2006. - V.78. - P. 12321240.

13. ArdenK.E., NissenM.D., Sloots T.P., Mackay I.M. New human coronavirus, HCOV-NL63, associated with severe lower respiratory tract disease in Australia // J.Med.Virol. - 2005. - V.75. - P.455-^62.

14. Arens M.Q., BullerR.S., Rankin A., MasonS., Whetsell A., AgapovE., Lee W.-M., Storch G.A. Comparison of the Eragen Multi-Code Respiratory Virus Panel with conventional viral testing and real-time multiplex PCR assays for detection of respiratory viruses // J.Clin.Microbiol. - 2010. - V.48. - P.2387-2395.

15. Arnold J.C., Singh K.K., Spector S.A., Sawyer M.H. Human bocavirus: prevalence and clinical spectrum at a children's hospital // Clin.Infect.Dis. - 2006. -V.43. - P.283-288.

16. ArrudaE., Crump C.E., Rollins B.S., OhlinA. HaydenF.G. Comparative susceptibilities of human embryonic fibroblasts and HeLa cells for isolation of human rhinoviruses //J.Clin.Microbiol. - 1996. - V.34. - P. 1277-1279.

17. AtmarR.L., Murray P.R., Baron E.J., Jorgensen J.H., Landry M.L., Pfaller M.A. Influenza viruses // Manual of clinical microbiology, 9th ed. - 2007. -P.1340-1351.

18. Atmar R.L., Piedra P.A., Patel S.M., Greenberg S.B., Couch R.B., Glezen W.P. Picornavirus, the most common respiratory virus causing infection among patients of all ages hospitalized with acute respiratory illness // J.Clin.Microbiol. - 2012. - V.50. - №2. - P.506-508.

19. Auburn H., ZuckermanM., Broughton S., GreenoughA., Smith M. Detection of nine respiratory RNA viruses using three multiplex RT-PCR assays incorporating a novel RNA internal control transcript // J.Virol. Methods. - 2011. - V. 176. - №12. - P.9-13.

20. Babkin I.V., Tyumentsev A.I., Tikunov A.Y., Kurilshikov A.M., Ryabchikova E.I., Zhirakovskaya E.V., Netesov S.V., Tikunova N.V. Evolutionary time-scale of primate bocaviruses // Infect.Genet.Evol. - 2013. - V.14. - P.265-274.

21. Bai G.R., SakodaY., MweeneA.S., Fujii N., MinakawaH., Kida H. Improvement of a rapid diagnosis kit to detect either influenza A or B virus infetctions // J.Vet.Med.Sci. - 2006. - V.68. - P.35-40.

22. Balada-Llasat J.M., LaRue H., Kelly C., Rigali L., Pancholi P. Evaluation of commercial ResPlex II v2.0, MultiCode-PLx, and xTAG respiratory viral panels for the diagnosis of respiratory viral infections in adults // J.Clin. Virol. - 2011. - V.50. -№1. - P.42-45.

23. Barati M., Noorbakhsh S., Tabatabaei A. Adenovirus, Influenza Virus A, B and Respiratory Syncitial Virus Infection in Children // Int.J.Infect.Dis. - 2008. - V.12. -№1. - P.66-79.

24. Beck E.T., Jurgens L.A., Kehl S.C., Bose M.E., Patitucci T., LaGue E., DargaP., Wilkinson K., WittL.M., Fan J., He J., KumarS., Henrickson K.J. Development of a rapid automated Influenza A, Influenza B, and Respiratory Syncytial Virus A/B Multiplex Real-Time RT-PCR Assay and its use during the 2009 H1N1 Swine-Origin Influenza virus epidemic in Milwaukee, Wisconsin // J.Mol.Diagn. - 2010. - V.12. - №1. - P.74-81.

25. Beer K.D., Beebe J.L., Maguire H.F. Improved respiratory virus surveillance in Colorado using a Luminex-based detection assay [Abstract C-069]. 107th Annual Meeting of American Society for Microbiology, Washington, 2007.

26. Bellau-Pujol S., Vabret A., Legrand L., Dina J., Gouarin S., Petitjean-Lecherbonnier J., Pozzetto B., Ginevra C., Freymuth F. Development of three multiplex RT-PCR assays for the detection of 12 respiratory RNA viruses // J.Virol.Methods. - 2005. - V.126. - №1-2. - P.53-63.

27. Benschop K.S., Schinkel J., MinnaarR.P., Pajkrt D., Spanjerberg L., Kraaman H.C. Human parechovirus infections in Dutch children and the association between serotype and disease severity // Clin.Infect.Dis. - 2006. -V.42. - P.204-210.

28. Bermingham A., Chand M.A., Brown C.S., Aarons E., Tong C., Langrish C, Hoschler K., Brown K., Galiano M., Myers R., PebodyR.G., Green H.K., Boddington N.L., Gopal R., Price N., Newsholme W., DrostenC., Fouchier R.A., Zambon M Severe respiratory illness caused by a novel coronavirus, in a patient transferred to the United Kingdom from the Middle East // Eurosurveillance. - 2012. -V.17.- №40. -Article 2.

29. BharajP., ChaharH.S., JohnC., Tyagi V., Banerjee S., KabraS.K., Sullender W.M., BroorS. Real Time RT-PCR for Quantitation of Human Metapneumovirus Virus from Children with Acute Respiratory Tract Infections // IntJ.Infect.Dis. - 2008. - V. 12. - №1. - P.65-66.

30. Billaud G., MorfinF., Vabret A., Boucher A., GilletY., CrassardN., GalambrunC., Ferraris O., Legrand L., AymardM., LinaB., Freymuth F., Thouvenot D. Human parainfluenza virus type 4 infections: A report of 20 cases from 1998 to 2002 // J.Clin.Virol. - 2005. - V.34. - № 1. - P.48-51.

31. BlaschkeA.J., Allison M. A., Meyers L., Rogatcheva M., HeyrendC., MallinB., Carter M., LaFleurB., Barney T., PoritzM.A., DalyJ.A., ByingtonC.L. Non-invasive sample collection for respiratory virus testing by multiplex PCR // J.Clin.Virol. - 2011. - V.52. - №3. - P.210-214.

32. Blomqvist S., Skytta S., Roivainen M., Hovi T. Rapid detection of human rhinoviruses in nasopharyngeal aspirates by a micorwell reverse transcription-PCR-hybridization assay // J.Clin.Microbiol. - 1999. - V.37. - P.2813-2816.

33. Bohmer A., SchildgenV., LusebrinkJ., ZieglerS., TillmannR.L., KleinesM., Schildgen O. Novel application for isothermal nucleic acid sequence-based amplification (NASBA) // J.Virol.Methods. - 2009. - V.158. - №1-2. - P. 199-201.

34. BoivinG., AbedY., Pelletier G., RuelL., Moisan D., CoteS., PeretT.C.T., Erdman D.D., Anderson L.J. Virological features and clinical manifestations associated with human metapneumovirus: a new paramyxovirus resposible for acute respiratory-tract infections in all age groups // J.Infect.Dis. - 2002. - V.186. -P.1330-1334.

35. Boncristiani H.F. Respiratory Viruses // Encyclopedia of Microbiology (Third Edition) 2009. P.500-518.

36. Bonfanti J.F., Roymans D. Prospects for the development of fusion inhibitors to treat human respiratory syncytial virus infection // Curr.Opin.DrugDiscov.Devel. -2009. - V. 12. - №4. - P.479-487.

37. Bonney D., Razali H., Turner A., Will A. Successful treatment of human metapneumovirus pneumonia using combination therapy with intravenous ribavirin and immune globulin // Br.J.Haematol. - 2009. - V.145. - №5. - P.667-669.

38. Borek A.P., Clemens S.H., Gaskins V.K., AirdD.Z., Valsamakis A. Respiratory syncytial virus detection by Remel Xpect, Binax Now RSV, direct immuno-fluorescent staining, and tissue culture // J.Clin.Microbiol. - 2006. - V.44. -P.1105-1107.

39. Bosis S., Esposito S., Niesters H.G.M., Crovari P., Osterhaus A.D.M.E., Principi N. Impact of human metapneumovirus in childhood: comparison with respiratory syncytial virus and influenza viruses // J.Med.Virol. - 2005. - V.75. -P.101-104.

40. Bouscambert-Duchamp M., Lina B., Trompette A., Moret H., Motte J., Andreoletti L. Detection of human metapneumovirus RNA sequences in nasopharyngeal aspirates of young French children with acute bronchiolitis by real-

time reverse transcriptase PCR and phylogenetic analysis // J.Clin.Microbiol. - 2005. - V.43. - P. 1411-1414.

41. Breese H.C. Respiratory Syncytial Virus and Parainfluenza virus // N.Engl.J.Med. - 2001. - V.344. - №.25. - P. 1917-28.

42. BrobergaE., NiemeläbJ., LahtibE., HyypiäaT., Ruuskanenb O., Warisa M. Human rhinovirus C - Associated severe pneumonia in a neonate // J.Clin.Virol. -2011. - V.51. - №1. - P.79-82.

43. Cabe9aT.K., Granato C., BelleiN. Epidemiological and clinical features of human Coronavirus infections among different subsets of patients // Influenza Other Respi Viruses. - 2013. http://onlinelibrary.wiley.eom/doi/10.l 11 l/irv.l210l/pdf.

44. Camargo C.A., Ginde A.A., Clark S., Cartwright C.P., Falsey A.R., Niewoehner D.E. Viral pathogens in acute exacerbations of chronic obstructive pulmonary disease // Intern.Emerg.Med. - 2008. - V.3. - P.355-359.

45. Canducci F., Debiaggi M, Ceresola E.R., Sampaolo M., Alessandrino E.P., Brerra R., Piazza A., Clementi M. Infection and coinfection of human rhinovirus C in stem cell transplant recipients // Clin.Dev.Immunol. - 2013. http://www.hindawi.com/journals/cdi/2013/236081.

46. Cannon G.A., CarrM.J., YandleZ., SchafferK., Kidney R., HosnyG., Doyle A., Ryan J., Gunson R., Collins T., Carman W.F., Connell J., Hall W.W. A low density oligonucleotide microarray for the detection of viral and atypical bacterial respiratory pathogens//J. Virol.Methods. -2010. -V. 163. -№1. - P. 17-24.

47. Casiano-Colon A.E., Hulbert B.B., Mayer T.K., Walsh E.E., Falsey A.R. Lack of sensitivity of rapid antigen tests for the diagnosis of respiratory syncytial virus infection in adults // J.Clin.Virol. - 2003. - V.28. - P. 169-174.

48. Castro-Rodriguez J.A., Daszenies C., Garcia M., Meyer R., Gonzales R. Adenovirus pneumonia in infants and factors for developing bronchiolitis obliterans: a 5-year follow-up // Pediatr.Pulmonol. - 2006. - V.41. - №10. - P.947-953.

49. Chan K.H., Lam S.Y., Puthavathana P., Nguyen T.D., Long H.T., Pang C.M., Chan K.M., Seto W.H., Peiris J.S. Comparative analytical sensitivities of six rapid

influenza A antigen detection test kits for detection of influenza A subtypes H1N1 and H5N1 // J.Clin.Virol. - 2007. - V.38. - P.169-171.

50. Chan K.H., MaldeisN., Pope W., YupA., Ozinskas A., Gill J., Seto W.H., Shortridge K.F., Peiris J.S. Evaluation of the Directigen FluA/B test for rapid diagnosis of influenza virus type A and B infections // J.Clin.Microbiol. - 2002. -V.40. - P.1675-1680.

51. ChenY., CuiD., Zheng S., Yang S., Tong J., YangD., Fan J., Zhang J., Lou B., Li X., Zhuge X., Ye B., Chen B., Mao W., Tan Y., Xu G., Chen Z., Chen N., Li L. Simultaneous Detection of Influenza A, Influenza B, and Respiratory Syncytial Viruses and Subtyping of Influenza A H3N2 Virus and H1N1 (2009) Virus by Multiplex Real-Time PCR // J.Clin.Microbiol. - 2011. - V.49. - №4. - P. 1653-1656.

52. Chiu C.Y., UrismanA., Greenhow T.L., RouskinS., Yagi S., SchnurrD., Wright C., Drew W.L., WangD., Weintrub P.S., DeRisiJ.L., GanemD. Utility of DNA Microarrays for Detection of Viruses in Acute Respiratory Tract Infections in Children Utility of DNA Microarrays for Detection of Viruses in Acute Respiratory Tract Infections in Children // J.Pediatr. - 2008. - V. 153. - №1. - P.76-83.

53. Chiu S.S., Chan K.H., ChuK.W., Kwan S.W., GuanY., PoonL.L.M., Peiris J.S.M. Human coronavirus NL63 infection and other coronavirus infections in children hospitalized with acute respiratory disease in Hong Kong, China // Clin.Infect.Dis. -2005. - V.40. - P. 1721-1729.

54. Choi E.H., Lee H.J., Kim S.J., EunB.W., Kim N.H., Lee J.A., Lee J.H., Song E.K., Kim S.H., Park J.Y., Sung J.Y. The association of newly identified respiratory viruses with lower respiratory tract infections in Korean Children, 20002005 // Clin.Infect.Dis. - 2006. - V.43. - P.585-592.

55. Choi J.-H., Chung Y.-S., KimK.-S., Lee W.-J., Chung Y., OhH.-B., KangC. Development of real-time PCR assays for detection and quantification of human bocavirus // J.Clin.Virol. - 2008. - V.42. - №3. - P.249-253.

56. Chou Q., Russell M., Birch D.E., Raymond J., Bloch W. Prevention of pre-PCR mis-priming and primer dimerization improves low-copy number amplifications // Nucl.Acids.Res. - 1992. - V.20. - №7. - P. 1717-1723.

57. Choudhary M.L., Anand S.P., Heydari M., Rane G., PotdarV.A., Chadha M.S., Mishra A.C. Development of a multiplex one step RT-PCR that detects eighteen respiratory viruses in clinical specimens and comparison with real time RT-PCR // J.Virol.Methods. - 2013. - V. 189. - № 1. - P. 15-19.

58. Christensen A., Nordb0 S.A., KrokstadS., Rognlien A.G.W., DollnerH. Human bocavirus in children: Mono-detection, high viral load and viraemia are associated with respiratory tract infection // J.Clin.Virol. - 2010. - V.49. - №3. -P.158-162.

59. ChuH.Y., Kuypers J., Renaud C., Wald A., Martin E., FairchokM., Magaret A., Sarancino M., Englund J.A. Molecular epidemiology of respiratory syncytial virus transmission in childcare // J.Clin.Virol. - 2013. - V.57. - №4. -P.343-350.

60. Chung J.Y., Han T.H., Kim S.W., Hwang E.S. Respiratory picornavirus infections in Korean children with lower respiratory tract infections // Scand.J.Infect.Dis. - 2007. - V.39. - P.250-254.

61. Claas E.C., Schilham M.W., de BrouwerC.S., HubacekP., Echavarria M., Lankester A.C., van Tol M.J., Kroes A.C. Internally controlled real-time PCR monitoring of adenovirus DNA load in serum of plasma of transplant recipients // J.Clin.Microbiol. - 2005. - V.43. - P. 1738-1744.

62. Clercq E.D. Highlights in Antiviral Drug Research: Antivirals at the Horizon. Medicinal Research Reviews. - 2012. - V.33. - №6. - P.1215-1248.

63. Cordey S., Thomas Y., Cherpillod P., van Belle S., TapparelC., Kaiser L. Simultaneous detection of parainfluenza viruses 1 and 3 by real-time reverse transcription-polymerase chain reaction // J.Virol.Methods. - 2009. - V.156. - №1-2. - P.166-168.

64. Cordey S., Thomas Y., SuterP., Kaiser L. Pilot Evaluation of RT-PCR/Electrospray Ionization Mass Spectrometry (PLEX-ID/Flu assay) on InfluenzaPositive Specimens // OpenVirol.J. - 2012. - V.6. - P.64-67.

65. Corne J.M, Green S., Sanderson G., Caul E.O., Johnston S.L A multiplex RT-PCR for the detection of parainfluenza viruses 1-3 in clinical samples // J.Virol.Methods. - 1999. - V.82. - №1. - P.9-18.

66. Cote S., Abed Y., Boivin G. Comparative evaluation of real-time PCR assays for detection of the human metapneumovirus // J.Clin.Microbiol. - 2003. - V.41. -P.3631-3635.

67. Cramer H. Antisense approaches for inhibiting respiratory syncytial virus // Expert.Opin.Biol.Ther. - 2005. - V.5. - №2. - P.207-220.

68. DagherH., DonningerJ., Hutchinson P., Ghildyal R., BardinP. Rhinovirus detection: comparison of real-time and conventional PCR // J.Virol.Methods. - 2004. - V.l 17. - P.113-121.

69. Dalapathy S., LilyT.K, Roy S., MadhavanH.N. Development and use of nested polymerase chain reaction (PCR) for the detection of adenovirus from conjunctivitis specimens // J.Clin.Virol. - 1998. - V.l 1. - №1. - P.77-84

70. DareR., Sanghavi S., BullottaA., Keightley M.C., George K.St., Wadowsky R.M., Paterson D.L., McCurry K.R., Reinhart T.A., Husain S., Rinaldo C.R.. Diagnosis of human metapneumovirus infections in immunosuppressed lung transplant recipients and children evaluated for pertussis // J.Clin.Microbiol. -2007. - V.45. - P.548-552.

71. De Souza Luna L.K., HeiserV., RegameyN., Panning M., DrexlerJ.F., Mulangu S., PoonL., Baumgarte S., HaijemaB.J., Kaiser L., Drosten C. Generic detection of coronaviruses and differentiation at the prototype strain level by reverse transcription-PCR and nonfluorescent lowdensity microarray // J.Clin.Microbiol. -2007.-V.45.-P.1049-1052.

72. Deffernez C., Wunderli W., Thomas Y., Yerly S., Perrin L., Kaiser L. Amplicon sequencing and improved detection of human rhinovirus in respiratory samples // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - P.3212-3218.

73. de-Paris F., Beck C., Machado A.B.M.P., Paiva R.M., da Silva Menezes D., de Souza Nunes L., Kuchenbecker R., Barth A.L. Optimization of one-step duplex real-

time RT-PCR for detection of influenza and respiratory syncytial virus in nasopharyngeal aspirates // J.Virol.Methods. - 2012. - V.186. - №1-2. - P.189-192.

74. Dijkman R., Koekkoek S.M., Molenkamp R., Schildgen O., van der Hoek L. Human bocavirus can be cultured in differentiated human airway epithelial cells // J.Virol. - 2009 - V.83. - №15. - P.7739-7748.

75. Dille J.H. A worksite influenza immunization program. Impact on lost work days, health care utilization, and health care spending // AAOHN J. - 1999. - V.47. -№7. - P.301-309.

76. Dina J., Nguyen E., Gouarin S., Petitjean J., Parienti J.-J., Nimal D., Brouard J., FreymuthF., Vabret A. Development of duplex real-time PCR for detection of two DNA respiratory viruses // J.Virol.Methods. - 2009. - V.162. - №1-2. - P.l 19-125.

77. Do D.H. Development and evaluation of a minor groove binder-taqman RT-PCR assay for the detection of human rhinovirus in nasal aspirate speciments // Master's Thesis, University of Pittsburgh. - 2005. http://d-scholarship.pitt.edu/8581/

78. Do D.H., LausS., Leber A., MarconM.J., Jordan J.A., Martin J.M., Wadowsky R.M. A One-Step, Real-Time PCR Assay for Rapid Detection of Rhinovirus // J.Mol.Diagn. - 2010. - V. 12. - №1. - P. 102-108.

79. Do L.A.H., van Doom H.R., Bryant J.E., Nghiem M.N., Van V.C.N., Vo C.K., Nguyen M.D., Tran T.H., Farrar J., de Jong M.D. A sensitive real-time PCR for detection and subgrouping of human respiratory syncytial virus // J.Virol.Methods. -2012. - V.179. - №1. - P.250-255.

80. Douglas R.G. Jr. Pathogenesis of rhinovirus common colds in human volunteers // Ann.Otol.Rhinol.Laryngol. - 1970. - V.79. - P.563-571.

81. DruceJ., TranT., Kelly H., Kaye M., Chibo D., Kostecki R., Amiri A., Catton M. Laboratory diagnosis and surveillance of human respiratory viruses by PCR in Victoria, Australia, 2002-2003 // J.Med.Virol. - 2005. - V.75. - P.122-129.

82. Dunn J.J., Woolstenhulme R.D., Langer J., Carroll K.C. Sensitivity of respiratory virus culture when screening with R-Mix fresh cells // J.Clin.Microbiol. -2004. -V.42.-P.79-82.

83. Ebihara T., Endo R., Kikuta H., Ishiguro N., Ishiko H., Hara M., Takahashi Y., Kobayashi K. Human metapneumovirus infection in Japanese children // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - P.126-132.

84. Ebihara T., Endo R., MaX., Ishiguro N., Kikuta H. Detection of human metapneumovirus antigens in nasopharyngeal secretions by an immunofluorescent-antibody test // J.Clin.Microbiol. - 2005. - V.43. - №3. - P. 1138-1141.

85. Echavarria M., Forman M., Ticehurst J., Dumler J.S., Charache P. PCR method for detection of adenovirus in urine of healthy and human immunodeficiency virus-infected individuals // J.Clin.Microbiol. - 1998. - V.36. - P.3323-3326.

86. Edwards K.M., Zhu Y., Griffin M.R., Weinberg G.A., Hall C.B., Szilagyi P.G., Staat M.A., Iwane M., Prill M.M., Williams J.V. New Vaccine Surveillance Network. Burden of human metapneumovirus infection in young children // N.Engl.J.Med. -2013. - V.368. - №7. - P.633-643.

87. Endo R., Ishiguro N., Kikuta H., Teramoto S., Shirkoohi R., Ma X., Ebihara T., Ishiko H., Ariga T. Seroepidemiology of human bocavirus in Hokkaido prefecture, Japan // J.Clin.Microbiol. - 2007. - V.45. - P.3218-3223.

88. Escobar G.J., Masaquel A.S., Li S.X., Walsh E.M., Kipnis P. Persistent recurring wheezing in the fifth year of life after laboratory-confirmed, medically attended respiratory syncytial virus infection in infancy // BMCPediatr. - 2013. http://www.biomedcentral.com/1471 -2431/13/97

89. Esper F., Weibel C., Ferguson D., Landry M.L., Kahn J.S. Coronavirus HKU1 infection in the United States // Emerg.Infect.Dis. - 2006. - V.12. - P.775-779.

90. Espinola E.E., BasualdoW., Guillen R.M., PavlicichV., Maldonado L., Aquino C., Paranhos-Baccalä G., Russomando G. High incidence of viral co-infections and atypical bacterial detection in acute respiratory infections among hospitalized children in the Central Department of Paraguay, 2010-2011 // J.Infect. -2013. - V.66. - №2. - P. 196-198.

91. Esposito S., Bosis S., Niesters H.G.M., Tremolati E., Begliatti E., Rognoni A., Tagliabue C., Principi N., Osterhaus A.D.M.E. Impact of human Coronavirus

infections in otherwise healthy children who attended an emergency department // J.Med.Virol. - 2006. - V.78. - P.1609-1615.

92. Espy M.J., Hierholzer J.C., Smith T.F. The effect of centrifugation on the rapid detection of adenovirus in shell vials // Am.J.Clin.Pathol.- 1987. - V.88.-P.358-360.

93. Espy M.J., Smith F., Harmon M.W., Kendal A.P. Rapid detection of influenza virus by shell vial assay with monoclonal antibodies // J.Clin.Microbiol. - 1986. -V.24. - P.677-679.

94. EyigorH., OsmalL, EyigorM., Yilmaz M.D., GultekinB., Telli M., Ozturan A., Gultekin M. Detection of human bocavirus in children with upper respiratory tract infection by polymerase chain reaction // Clin.Lab. - 2013. - V.59. -№1-2. - P.139-42.

95. Falsey A.R., ErdmanD., Anderson L.J., Walsh E.E. Human metapneumovirus infections in young and elderly adults // J.Infect.Dis. - 2003. - V.187. - P.785-790.

96. Falsey A.R., Walsh E.E., Hayden F.G. Rhinovirus and coronavirus infection-associated hospitalization amoung older adults // J.Infect.Dis. - 2002. - V.185. -P.1338-1341.

97. Falsey A.R., Walsh E.E. Respiratory Syncytial Virus Infection in Adults // Clin.Microbiol.Rev. - 2000. - V.13. - №3. - P.371-384.

98. Fan J., Hendrickson K.J. Rapid diagnosis of human parainfluenza virus type 1 infection by quantitative reverse transcription-PCR-enzyme hybridization assay // J.Clin.Microbiol. - 1996. - V.34. - P.1914-1917.

99. Fan J., Hendrickson K.J., Savatski L.L. Rapid simultaneous diagnosis of infections with respiratory syncytial viruses A and B, influenza viruses A and B, and human parainfluenza virus types 1, 2, and 3 by multiplex quantitative reverse transcription-polymerase chain reaction-enzyme hybridization assay (Hexaplex) // Clin.Infect.Dis. - 1998. - V.26. - P. 1397-1402.

100. Fedorko D.P., Nelson N.A., McAuliffe J.M., Subbarao K. Performance of rapid tests for detection of avian influenza A virus types H5N1 and H9N2 // J.Clin.Microbiol. - 2006. - V.44. - P. 1596-1597.

101. Fong C.K.Y., Lee M.K., Griffith B.P. Evaluation of R-Mix FreshCells in shell vials for detection of respiratory viruses // J.Clin.Microbiol. - 2000. - V.38. -P.4660^1662.

102. Forster J., Ihorst G., RiegerC.H. Prospective population-based study of viral lower respiratory tract infections in children under years of age (the PRIDE study) // Eur.J.Pediatr. - 2004. - V. 163. - P.709-716.

103. Fouchier R.A.M., HartwigN.G., Bestebroer T.M., NiemeyerB., de Jong J.C., Simon J.H., Osterhaus A.D.M.E.. A previously undescribed coronavirus associated with respiratory disease in humans // Proc.Natl.Acad.Sci.USA. - 2004. - V.101. -P.6212-6216.

104. Fox J.D. Respiratory virus surveillance and outbreak investigation // J.Clin.Virol. - 2007. - V.40. - P.24-30.

105. Franco D., Delfraro A, Abrego L, Cano M, Castillo C, Castillo M, Castillo J, Pascale J, Arbiza J. High genetic diversity and predominance of Rhinovirus A and C from Panamanian hospitalized children under five years with respiratory infections // Virol.J. - 2012. http://www.virologyi.com/content/pdf/1743-422X-9-257.pdf

106. FraserC., Donnelly C.A., CauchemezS., HanageW.P., Kerkhove M.D.V., Hollingsworth T.D., Griffin J., Baggaley R.F., Jenkins H.E., Lyons E.J., JombartT., HinsleyW.R., GrasslyN.C., BallouxF., GhaniA.C., Ferguson N.M., RambautA., Pybus O.G., Lopez-Gatell H., Alpuche-Aranda C.M., Chapelal.B., Zavala E.P., Guevara D.M.E., ChecchiF., Garcia E., Hugonnet S. Pandemic Potential of a Strain of Influenza A(H1N1): Early Findings. Science.-2009.-V.324.-P. 1557-1561.

107. FreymuthF., Eugene G., Vabret A., Petitjean J., Gennetay E., Brouard J., Duhamel J.F., Guillois B. Detection of respiratory syncytial virus by reverse transcription-PCR and hybridization with a DNA enzyme immunoassay // J.Clin.Microbiol. - 1995. - V.33. - P.3352-3355.

108. FreymuthF., Vabret A., Cuvillon-Nimal D., SimonS., DinaJ., Legrand L., Gouarin S., Petitjean J., Eckart P., Brouard J. Comparison of multiplex PCR assays and conventional techniques for the diagnostic of respiratory virus infections in

children admitted to hospital with an acute respiratory illness // J.Med.Virol. - 2006. - V.78. - P.1498-1504.

109. Frobert E., EscuretV., JavouheyE., Bouscambert-Duchamp M., MoulinierC., Gillet Y., Lina B., Floret D., Morfin F. Evaluation of ClartPneumovir DNA arrays for the detection of respiratory viruses among children hospitalised in intensive care unit // J.Clin.Virol. - 2009. - V.46. - №1. - P. 1-14.

110. Fry A.M., LuX., Chittaganpitch M., Peret T., Fischer J., Dowell S.F., Anderson L.J., Erdman D., Olsen S.J. Human bocavirus: a novel parvovirus epidemiologically associated with pneumonia requiring hospitalization in Thailand // J.Infect.Dis. - 2007. - V.195. - №7. - P. 1038-1045.

111. GadsbyN.J., Hardie A., ClaasE.C.J., TempletonK.E. Comparison of the Luminex Respiratory Virus Panel Fast Assay with In-House Real-Time PCR for Respiratory Viral Infection Diagnosis // J.Clin.Microbiol. - 2010. - V.48. - №6. -P.2213-2216.

112. Gambarino S., Costa C., EliaM., Sidoti F., Mantovani S., Gruosso V., Bergallo M., Cavallo R. Development of a RT Real-Time PCR for the Detection and Quantification of Human Rhinoviruses // Mol.Biotechnol.-2009.-V.42. - P.350-357.

113. Garcia-Garcia M.L., Calvo C., Perez-Brena P., Cea J.M.D., Acosta B., Casas I. Prevalence and clinical characteristics of human metapneumovirus infections in hospitalized infants in Spain // Pediatr.Pulmonol. - 2006. - V.41. - P.863-871.

114. Gavin P.J., Thomson R.B. Review of rapid diagnostic tests for influenza // Clin.Appl.Immunol.Rev. -2003. - V.4. - P. 151-172.

115. Gaynor A.M., Nissen M.D., Whiley D.M., Mackay I.M., Lambert S.B., Wu G., Brennan D.C., Storch G.A, Sloots T.P, Wang D. Identification of a novel Polyomavirus from patients with acute respiratory tract infections // PLoSPathog. -2007. - V.3. - P.595-604.

116. Gern J.E. Rhinovirus respiratory infections and asthma // Am.J.Med. - 2002. -V.l 12. - №6A. - P. 19-27.

117. GernaG., Percivalle E., Sarasini A., Campanini G., PirallaA., RovidaF., Genini E., Marchi A., Baldanti F. Human respiratory Coronavirus HKU1 versus other

coronavirus infections in Italian hospitalized patients // J.Clin.Virol. - 2007. - V.38. - P.244-250.

118. Gharabaghi F., Tellier R., Cheung R., Collins C., Broukhanski G., Drews S.J., Richardson S.E. Comparison of a commercial qualitative real-time RT-PCR kit with direct immunofluorescence assay (DFA) and cell culture for detection of influenza A and B in children // J.Clin.Virol. - 2008. - V.42. - №2. - P. 190-193.

119. Gillim-Ross L., Subbarao K. Emerging respiratory viruses: challenges and vaccine strategies // Clin.Microbiol.Rev. - 2006. - V.19. - P.614-636.

120. Gillim-Ross L., Taylor J., Scholl D.R., Ridenour J., Masters P.S., Wentworth D.E. Discovery of Novel Human and Animal Cells Infected by the Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus by Replication-Specific Multiplex Reverse Transcription-PCR // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - №7. - P.3196-3206.

121. Granados A., LuinstraK., ChongS., GoodallE., BanhL., MubarekaS., SmiejaM., Mahony J. Use of an improved quantitative polymerase chain reaction assay to determine differences in human rhinovirus viral loads in different populations // Diagn.Microbiol.Infect.Dis. - 2012. - V.74. - №4. - P.384-387

122. Gray G.C., Capuano A.W., Setterquist S.F., ErdmanD.D., Nobbs N.D., Abed Y., Doern G.V., Starks S.E., Boivin G. Multi-year study of human metapneumovirus infection at a large US Midwestern medical referral center // J.Clin.Virol. - 2006. - V.37. - P.269-276.

123. Greensill J., McNamara P.S., Dove W., Flanagan B., Smyth R.L., Hart C.A. Human metapneumovirus in severe respiratory syncytial virus bronchiolitis // Emerg.Infect.Dis. - 2003. - V.9. - P.372-375.

124. Griffin M.R., Walker F.J., IwaneM.K., Weinberg G.A., Staat M.A. Epidemiology of respiratory infections in young children: insights from the new vaccine surveillance network // Pediatr.Infect.Dis.J. - 2004. - V.23. - P. 188-192.

125. GrutekeP., Glas A.S., Dierdorp M., Vreede W.B., Pilon J.W., Bruisten S.M. Practical implemantation of a multiplex PCR for acute respiratory tract infections in children // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - P.5596-5603.

126. Guibas G.V., Makris M., Papadopoulos N.G. Acute asthma exacerbations in childhood: risk factors, prevention and treatment // Expert.Rev.Respir.Med. - 2012. -V.6. - №6. - P.629-638.

127. Guo L., Gonzalez R., Xie Z., ZhouH., LiuC., WuC., Paranhos-Baccala G., Vernet G., Shen K., Jin Q., Wang J. Bocavirus in Children with Respiratory Tract Infections Emerging Infectious Diseases // Emerg.Infect.Dis. - 2011. - V. 17. - №9. -P.1775-1777.

128. Haagmans B.L., Osterhaus A.D.M.E. Coronaviruses and their therapy // Antiviral.Res. - 2006. - V.71. - №2-3. - P.397^03.

129. Haas L.E., Thijsen S.F., van EldenL., HeemstraK.A. Human metapneumovirus in adults // Viruses. - 2013 - V.5. -№1. - P.87-110.

130. HaileT., BichV.T., Ngai le K, DiepN.T., Phuc P.H., HungV.P., Taylor W.R., Horby P., LiemN.T., WertheimH.F. Fatal respiratory infections associated with rhinovirus outbreak, Vietnam // Emerg.Infect.Dis. - 2012. - V.18. -№11. - P.1886-1888.

131. Hall C.B., McCarthy C.A. Respiratory syncytial virus // Principles and practice of infectious diseases. - 2000. - P. 1782-1801.

132. Halonen P., RochaE., Hierholzer J., HallowayB., HyypiaT., Hurskainen P., Pallansch M. Detection of enteroviruses and rhinoviruses in clinical specimens by PCR and liquid-phase hybridization // J.Clin.Microbiol. - 1995. - V.33. - P.648-653.

133. Halstead D.C., Todd S., Fritch G. Evaluation of five methods for respiratory syncytial virus detection//J.Clin.Microbiol. - 1990. - V.28. - P. 1021-1025.

134. Han T.H., Chung J.Y., Kim S.W., Hwang E.S. Human coronavirus-NL63 infections in Korean children, 2004-2006 // J.Clin.Virol. - 2007. - V.38. - P.27-31.

135. Harder K.M., M0lbakK., Glismann S., Christiansen A.H. Influenza-associated illness is an important contributor to febrile convulsions in Danish children // J.Infect. 2012. - V.64. - №5. - P.520-524.

136. HarvalaH., Gaunt E., MclntyreC., RoddieH., Labonte S., CurranE., OthienoR., SimmondsP., BremnerJ. Epidemiology and clinical characteristics of

parainfluenza virus 3 outbreak in a Haemato-oncology unit // J.Infect. - 2012. - V.65.

- №3. - P.246-254.

137. HeimA., EbnetC., Harste G., Pring-Akerblom P. Rapid and quantitative detection of human adenovirus DNA by real-time PCR // J.Med.Virol. - 2003. -V.70. - P.228-239.

138. Henkel J.H., Aberle S.W., Kundi M., Popow-Kraupp T. Improved detection of respiratory syncytial virus in nasal aspriate by seminested RT-PCR // J.Med.Virol. -1997. - V.53. - P.366-371.

139. HenquellC., BceufB., MirandA., BacherC., TraoreO., Dechelotte P., LabbeA., BaillyJ.-L. Fatal adenovirus infection in a neonate and transmission to health-care workers // J.Clin.Virol. - 2009. - V.45. - №4. - P.345-348.

140. Henrickson K.J. Parainfluenza Viruses // Clin.Microbiol.Rev. - 2003. - V.16. -№2. - P.242-264.

141. Hibbitts S., Rahman A., John R., Westmoreland D., Fox J.D. Development and evaluation of NucliSens Basic Kit NASBA for diagnosis of parainfluenza virus infection with 'end-point' and 'real-time' detection // J.Virol.Methods. - 2003. -V.108. - №2. - P.145-155

142. Hindiyeh M., Hillyard D.R., Carroll K.C. Evaluation of the Prodesse Hexaplex multiplex PCR away for direct detection of seven respiratory viruses in clinical specimens // Am.J.Clin.Pathol. - 2001. - V.l 16. - P.218-224.

143. Hopkins M.J., Redmond C., ShawJ.M., Hartl.J., HartC.A., Smyth R.L., Sempleb M.G. Detection and characterisation of human metapneumovirus from children with acute respiratory symptoms in north-west England, UK // J.Clin.Virol.

- 2008. - V.42. - №3. - P.273-279.

144. Horimoto T., KawaokaY. Influenza: lessons from past pandemics, warnings from current incidents // Nat.Rev.Microbiol. - 2005. - V.3. - №8. - P.591-600.

145. Hsieh Y.-J., ChinH., ChiuN.-C., Huang F.-Y. Hospitalized Pediatric Parainfluenza Virus Infections in a Medical Center // J.Microbiol.Immunol.Infect. -2010. - V.43. - №5. - P.360-365.

146. http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi

147. http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi

148. http://viralzone.expasy.org/viralzone/all_by_species/567.html

149. http://viralzone.expasy.Org/viralzone/all_by_species/6.html

150. http ://viralzone. expasy. org/viralzone/all_by_species/8 9 .html

151. http://viralzone.expasy.org/viralzone/all_by_species/97.html

152. http://www.cepheid.com/product-catalog/clinical-ivd-tests/xpert-flu

153. http://www.ictvonline.org/virusTaxonomy.asp

154. http://www.ictvonline.org/virusTaxonomy.asp?bhcp=l

155. http://www.who.int/csr/disease/avian_influenza/guidelines/RapidTestInfluenza _web.pdf.

156. HuA, Colella M., Zhao P., Li F., TamJ.S., RappaportR., Cheng S.-M. Development of a real-time RT-PCR assay for detection and quantitation of parainfluenza virus 3 // J.Virol.Methods. - 2005. - V.130. - №1-2. - P. 145-148

157. Huang G., Yu D., Mao N., Zhu Z., Zhang H., Jiang Z., Li H. Viral etiology of acute respiratory infection in gansu province, China, 2011 // PLoS One. - 2013. http://www.plosone.org/article/info%3Adoi%2F10.1371%2Fiournal.pone.0064254

158. Huang M.-L., NguyL., Ferrenberg J., BoeckhM., Cent A., Corey L. Development of multiplexed real-time quantitative polymerase chain reaction assay for detecting human adenoviruses // Diagn.Microbiol.Infect.Dis. - 2008. - V.62. -№3. - P.263-271.

159. Huang Y., Tang H., Duffy S., Hong Y., Norman S., Ghosh M., He J., Bose M., Henrickson K.J., Fan J., Kraft A.J., Weisburg W.G., Mather E.L. Multiplex Assay for Simultaneously Typing and Subtyping Influenza Viruses by Use of an Electronic Microarray // J.Clin.Microbiol. - 2009. - V.47. - №2. - P.390-396.

160. Huang Y.-C., Huang S.-L., Chen S.-P., Huang Y.-L., Huang C.-G., Tsao K.-C., Lin T.-Y. Adenovirus infection associated with central nervous system dysfunction in children // J.Clin.Microbiol. - 2013. - V.57. - №4. - P.300-304.

161. Huang Y.T., YanH., SunY., Jollick J.A., Baird H. Cryopreserved Cell Monolayers for Rapid Detection of Herpes Simplex Virus and Influenza Virus // J.Clin.Microbiol. - 2002. - V.40. - №11. - P.4301-4303.

162. HustedtJ.W., Christie C., HustedtM.M., Esposito D. Seroepidemiology of Human Bocavirus Infection in Jamaica // PLoS One. - 2012. http://www.plosone.org/article/info%3Adoi%2F10.1371%2Fiournal.pone.0038206

163. Hymas W.C., Mills A., FergusonS., LangerJ., SheR.C., Mahoney W., Hillyard D.R. Development of a multiplex real-time RT-PCR assay for detection of influenza A, influenza B, RSV and typing of the 2009-H1N1 influenza virus // J.Virol.Methods. - 2010. - V. 167. - №2. - P. 113-118.

164. HyypiaT., PuhakkaT., Ruuskanen O., MakelaM., ArolaA., Arstila P. Molecular diagnosis of human rhinovirus infections: comparison with virus isolation // J.Clin.Microbiol. - 1998. - V.36. - P.2081-2083.

165. IndnerJ, Zehentmeier S., FranssilaR., Barabas S., SchroederJ., Demi L., Modrow S. CD4+ T helper cell responses against human bocavirus viral protein 2 viruslike particles in healthy adults // J.Infect.Dis. - 2008. - V.198. - P.1677-1684.

166. Ingram R.E., FenwickF., McGuckinR., Tefari A., Taylor C., Toms G.L. Detection of human metapneumovirus in respiratory secretions by reverse-transcriptase polymerase chain reaction, indirect immunofluorescence, and virus isolation in human bronchial epithelial cells // J.Med.Virol. - 2006. - V.78. -P.1223-1231.

167. Ito M., Watanabe M., NakagawaN., KharaT., Okuno Y. Rapid detection and typing of influenza A and B by loop-mediated isothermal amplification: comparison with immunochromatography and virus isolation // J.Virol.Methods. - 2006. - V.135. - P.272-275.

168. Jackson R.J., Cooper K.L., TappendenP., Rees A., Simpson E.L., ReadR.C., Nicholson K.G. Oseltamivir, zanamivir and amantadine in the prevention of influenza: A systematic review // J.Infect. - 2011. - V.62. - №1. - P. 14-25.

169. Jacobs S.E., LamsonD.M., George K., Walsh T.J. Human rhinoviruses // Clin.Microbiol.Rev. - 2013. - V.26. - №1. - P.135-162.

170. Jansen R.R., SchinkelJ., KoekkoekS., PajkrtD., BeldM., deJongM.D., Molenkamp R. Development and evaluation of a four-tube real time multiplex PCR

assay covering fourteen respiratory viruses, and comparison to its corresponding single target counterparts // J.Clin.Virol. - 2011. - V.51. - №3. - P. 179-185.

171. JevsnikM., Ursic T., ZigonN., LusaL., Krivec U., Petrovec M. Coronavirus infections in hospitalized pediatric patients with acute respiratory tract disease // BMCInfect.Dis. - 2012. http://www.biomedcentral.com/1471-2334/12/365

172. Johnston S.L., Pattemore P.K., Sanderson G. SmithS., Lampe F., Josephs L., Symington P., O'Toole S., Myint S.H., Tyrrell D.A. Community study of role of viral infections in exacerbations of asthma in 9-11 year old children // BMJ. - 1995. -V.310. - №6989. - P.1225-1229.

173. Johnston S.L., Siegel C.S. Evaluation of direct immunofluorescence, enzyme immunoassay, centrifugation culture, and conventional culture for the detection of respiratory syncytial virus // J.Clin.Microbiol. - 1990. - V.28. - P.2394-2397.

174. KahnJ.S., KesebirD., Cotmore S.F., D'Abramo Jr.A., Cosby C., Weibel C., Tattersall P. Seroepidemiology of human bocavirus defined using recombinant viruslike particles // J.Infect.Dis. - 2008. - V.198. - P.41-50.

175. KaidaA., Iritani N., Kubo H., Shiomi M., KohderaU., Murakami T. Seasonal distribution and phylogenetic analysis of human metapneumovirus among children in Osaka City, Japan // J.Clin.Virol. - 2006. - V.35. - P.394-399.

176. KantolaK., HedmanL., AllanderT., Jartti T., LehtinenP., Ruuskanen O. Serodiagnosis of human bocavirus infection // Clin.Infect.Dis. - 2008. - V.46. -P.540-546.

177. KantolaK., Sadeghi M., Antikainen J., Kirveskari J., Del wart E., Hedman K., Soderlund-Venermo M. Real-Time Quantitative PCR Detection of Four Human Bocaviruses // J.Clin.Microbiol. - 2010. - V.48. - №11. - P.4044-4050

178. Kaplan N.M., Dove W., Abu-Zeid A.F., ShamoonH.E., Abd-Eldayem S.A., Hart C.A. Human bocavirus infection among children, Jordan // Emerg.Infect.Dis. -2006. - V.12. - P.1418-1420.

179. Kares S., Lonnrot M., Vuorinen P., Oikarinen S., Taurianen S., Hyoty H. Realtime PCR for rapid diagnosis of entero- and rhinovirus infections using LightCycler // J.Clin.Virol. - 2004. - V.29. - P.99-104.

180. Kehl S.C., Hendrickson K.J., Hua W., Fan J. Evaluation of the Hexaplex assay for detection of respiratory viruses in children // J.Clin.Microbiol. - 2001. - V.39. -P. 1696-1701.

181. KiangD., YagiS., Kantardjieff K.A., KimE.J., Louie J.K., SchnurrD.P. Molecular characterization of a variant rhinovirus from an outbreak associated with uncommonly high mortality // J.Clin.Virol. - 2007. - V.38. - P.227-237.

182. KikutaH., Sakata C., Gamo R., IshizakaA., KogaY., Konno M., OgasawaraY., SawadaH., Taguchi Y., Takahashi Y., YasudaK., IshiguroN., Hayashi A., Ishiko H. Comparison of a Lateral-Flow Immunochromatography Assay with Real-Time Reverse Transcription-PCR for Detection of Human Metapneumovirus // J.Clin.Virol. - 2008. - V.46. - №3. - P.928-932.

183. Kim S.R., KiC.-S., LeeN.Y.Rapid detection and identification of 12 respiratory viruses using a dual priming oligonucleotide system-based multiplex PCR assay // J.Virol.Methods. - 2009. - V.156. - №1-2. - P.l 11-116.

184. Kinchington P.R., Romanowski E.G., Jerold G.Y. Prospects for adenovirus antivirals // J.Antimicrob.Chemother. - 2005. - V.55. - P.424-429.

185. Kling S., DonningerH., Williams Z., VermeulenJ., Weinberg E., LatiffK., Ghildyal R., BardinP. Persistence of rhinovirus RNA after asthma exacerbation in children // Clin.Exp.Allergy. - 2005. - V.35. - P.672-678.

186. KohnD., Starky C., Magauran C.E., Yen-Lieberman B. A rapid and sensitive method for respiratory virus detection using a multiplex PCR system (MultiCode-PLx system) [Abstract M-13] 23rd Annu.Clin.Virol.Symp., Clearwater. 2007.

187. KonigB., Konig W., Arnold R., Werchau H., Ihorst G., ForsterJ. Prospective study of human metapneumovirus infection in children less than 3 years of age // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - P.4632-4635.

188. KrunicN., Yager T.D., HimsworthD., Merante F., Yaghoubian S., Janeczko R. xTAG RVP assay: analytical and clinical performance // J.Clin.Virol. -2007.-V.40.-P.39-46.

189. Kumar D., Erdman D., Keshavjee S., Peret T., Tellier R., Hadjiliadis D., Johnson G., Ayers M., Siegal D., Humar A. Clinical impact of community-acquired

respiratory viruses on bronchiolitis obliterans after lung transplant. // Am.J.Transpl. -V.5.-P.2031-2036.

190. KumarS., Wang L., Fan J., Kraft A., Bose M.E., Tiwari S., Dyke M.V., HaigisR., LuoT., Ghosh M., Tang H., HaghniaM., Mather E.L., Weisburg W.G., Henrickson K.J. Detection of 11 Common Viral and Bacterial Pathogens Causing Community-Acquired Pneumonia or Sepsis in Asymptomatic Patients by Using a Multiplex Reverse Transcription-PCR Assay with Manual (Enzyme Hybridization) or Automated (Electronic Microarray) Detection // J.Clin.Microbiol. - 2008. - V.46. -№9. - P.3063-3072.

191. KuroiwaY., Nagai K., OkitaL., Ukae S., Mori T., Hotsubo T., Tsutsumi H. Comparison of an immunochromatography test with multiplex reverse transcription-PCR for rapid diagnosis of respiratory syncytial virus infections // J.Clin.Microbiol. -2004. - V.42. - P.4812-4814.

192. Kuypers J., Martin E.T., Heugel J., Wright N., Morrow R., Englund J. Clinical disease in children associated with newly described coronavirus subtypes // Pediatrics. - 2007. - V. 119. - P.70-76.

193. Kuypers J., Wright N., Ferrenberg J., Huang M.L., Cent A., Corey L., Morrow R. Comparison of real-time PCR assays with fluorescentantibody assays for diagnosis of respiratory virus infections in children // J.Clin.Microbiol. -2006. -V.44. - P.2382-2388.

194. LahmT., SpartzH.N., HawleyD.A., LelandD.S., WolfK.M., Twigg H.L., OberM.D. Fatal adenovirus serotype 21 infection associated with hemophagocytic lymphohistiocytosis and multiorgan failure Respiratory Medicine // CME. - 2010. -V.3. - №4. - P.223-225.

195. Landa-Cardeña A., Morales-Romero J., García-Roman R., Cobián-GüemesA.G., Méndez E., Ortiz-Leon C., Pitalúa-Cortés F., MoraS.I., Montero H. Clinical Characteristics and Genetic Variability of Human Rhinovirus in Mexico // Viruses. - 2012. - V.4. - №2. - P.200-210.

196. Landry M.L., Ferguson D. SimulFluor respiratory screen for rapid detection of multiple respiratory viruses in clinical specimens by immunofluorescence staining // J.Clin.Microbiol. - 2000. - V.38. - P.708-711.

197. Landry M.L., Ferguson D., Cohen S., PeretT.C.T., ErdmanD.D. Detection of human metapneumovirus in clinical samples by immunofluorescence staining of shell vial centrifugation cultures prepated from three different cell lines // J.Clin.Microbiol. - 2005. - V.43. - P.1950-1952.

198. Landry M.L., Murray P.R., Baron E.J., Jorgensen J.H., Landry M.L., Pfaller M.A. Rhinoviruses // Manual of clinical microbiology, 9th ed. 2007. P 14051413.

199. Lassauniere R., Kresfelder T., Venter M. A novel multiplex real-time RT-PCR assay with FRET hybridization probes for the detection and quantitation of 13 respiratory viruses // J.Virol.Methods. - 2010. - V. 165. - №2. - P.254-260.

200. LauL.T., Feng X.Y., Lam T.Y., Hui H.K., Yu A.C.H. Development of multiplex nucleic acid sequence-based amplification for detection of human respiratory tract viruses // J.Virol.Methods. - 2010. - V.168. - №1-2. - P.251-254.

201. LauS.K., Woo P.C.Y., Yip C.C.Y., Tse H., Tsoi H., Cheng V.C.C., Lee P., Tang B.S.F., Cheung C.H.Y., Lee R.A., So L., Lau Y., ChanK., Yuen K. Coronavirus HKU1 and other coronavirus infections in Hong Kong // J.Clin.Microbiol. - 2006. - V.44. - P.2063-2071.

202. Lee H.K., LohT.P., Lee C.K., TangJ.W.-T., Chiu L., KoayE.S.-C. A Universal Influenza A and B Duplex Real-time RT-PCR Assay // J.Med.Virol. -2012. - V.84. -P.1646-1651.

203. Lee W.J., Chung Y.S., Yoon H.S., Kang C., Kim K. Prevalence and molecular epidemiology of human coronavirus HKU1 in patients with acute respiratory illness // J.Med.Virol. - 2013. - V.85. - №2. - P.309-314.

204. Lee W.M., Grindle K., Pappas T., Marshall D.J., MoserM.J., BeatyE.L., Shult P.A., Prudent J.R., Gern J.E. High-throughput, sensitive, and accurate multiplex PCR-microsphere flow cytometry system for large-scale comprehensive detection of respiratory viruses // J.Clin.Microbiol. - 2007. - V.45. - №8. - P.2626-2634.

205. LeGoff J., Kara R., Moulin F., Si-Mohamed A., Krivine A., Belec L., Lebon P. Evaluation of the One-Step Multiplex Real-Time Reverse Transcription-PCR ProFlu-1 Assay for Detection of Influenza A and Influenza B Viruses and Respiratory Syncytial Viruses in Children // J.Clin.Microbiol. - 2008. - V.46. - №2. -P.789-791.

206. Leland D.S., Ginocchio C.C. Role of cell culture for virus detection in the age of technology // Clin.Microbiol.Rev. - 2007. - V.20. - P.49-78.

207. Leung A.Y., Chan M., Cheng V.C., Yuen K.Y., Kowng Y.L. Quantification of adenovirus in the lower respiratory tract of patients without clinical adenovirus-related respiratory disease // Clin.Infect.Dis. - 2005. - V.40. - P.1541-1544.

208. Leung T.F., ChanP.K., Wong W.K., Ip M., Cheng W.T., NgP.C. Human coronavirus NL63 in children: epidemiology, disease spectrum, and genetic diversity. Hong Kong // Med.J. - 2012. - V.18. - №2. - P.27-30.

209. LiF., Zhao L.Q., Deng J., Zhu R.N., SunY., Liu L.Y., Li Y.Y., Qian Y. Detecting human adenoviruses in respiratory samples collected from children with acute respiratory infections by loop-mediated isothermal amplification // Zhonghua Er Ke Za Zhi. - 2013. - V.51. - №1. - P.52-57.

210. LiH., McCormac M.A., Estes R.W., Sefers S.E., Dare R.K., Chappell J.D., Erdman D.D., Wright P.F., Tang Y.-W. Simultaneous detection and high-throughput identification of a panel of RNA viruses causing respiratory tract infections // J.Clin.Microbiol. - 2007. - V.45. - P.2105-2109.

211. Li J., Mao N.Y., QinM., HuX.M., Yang M.J., WangM., Zhang C., Xu W.B. A GeXP based multiplex RT-PCR assay for simultaneous detection of twelve human respiratory viruses // Bing Du Xue Bao. - 2011. - V.27. - №6. - P.526-532.

212. Li J., Wang Z., Gonzalez R, Xiao Y., Zhou H., Zhang J., Paranhos-Baccala G., Vernet G., Jin Q., Wang J., Hung T. Prevalence of human metapneumovirus in adults with acute respiratory tract infection in Beijing, China // J.Infect. - 2012. - V.64. -№1. - P.96-103.

213. Li P., YangZ.-f., ChenJ.-x., MullerC.P., Zhang J., WangD.-f., Zhang R., He Y.-s. Simultaneous detection of different respiratory virus by a multiplex reverse

transcription polymerase chain reaction combined with flow-through reverse dot blotting assay // Diagn.Microbiol.Infect Dis. - 2008. - V.62. - №1. - P.44-51.

214. Liao R.S., Landt O., Hill J.T. Comparison of a laboratory-developed RT-PCR and the CDC RT-PCR protocol with rapid immunodiagnostic testing during the 2009 H1N1 influenza A pandemic // Diagn.Microbiol.Infect.Dis. - 2011. - V.70. - №2. -P.236-239.

215. LiaoR.S., Tomalty L.L., MajuryA., ZoutmanD.E. Comparison of Viral Isolation and Multiplex Real-Time Reverse Transcription-PCR for Confirmation of Respiratory Syncytial Virus and Influenza Virus Detection by Antigen Immunoassays // J.Clin.Microbiol. - 2009. - V.47. - №3. - P.527-532.

216. LiebermanD., LiebermanD, Korsonsky I, Ben-Yaakov M., Lazarovich Z., Friedman M.G., DvoskinB., LeinonenM., OhanaB., Boldurl. A comparative study of the etiology of adult upper and lower respiratory tract infections in the community // Diagn.Microbiol.Infect.Dis. - 2002. - V.42. - P.21-28.

217. Lin F., Guan W., Cheng F., YangN., Pintel D., Qiu J. ELISAs using human bocavirus VP2 virus-like particles for detection of antibodies against HBoV // J.Virol.Methods. - 2008. - V.149. - P. 110-117.

218. LinF., Teng L.F., Zheng M.Y., Zheng C.H., WuF, Li H., Zheng M.Q., Zeng A.P., Hung E.P., Mo Y.H., Hou J.Y. Isolation and cell culture of human bocavirus (HBoV) by human bronchial epithelial cell lines // Zhonghua Shi Yan He Lin Chuang Bing Du Xue Za Zhi. - 2009. - V.23. - №6. - P.437-439.

219. Lindner J, KaralarL., Zehentmeier S., Plentz A., PfisterH., StruffW., Kertai M., SegererH., Modrow S. Humoral immune response against human bocavirus VP2 virus-like particles // Viral.Immunol. - 2008. - V.21. - P.443-449.

220. Liolios L., Jenney A., Spelman D., Kotsimbos T., Catton M. Comparison of a multiplex reverse transcription-PCR-enzyme hybridization assay with conventional viral culture and immunofluorescence techniques for the detection of seven viral respiratory pathogens // J.Clin.Microbiol. - 2001. - V.39. - P.2779-2783.

221. Liu I.J., Chen P.J., Yeh S.H., Chiang Y.P., Huang L.M., Chang M.F., Cheun S.Y., Yang P.C., Chang S.C., Wang W.K. Immunofluorescence assay for

detection of the nucleocapsid antigen of severe acute respiratory syndrome (SARS)-associated coronavirus in cells derived from throat wash samples of patients with SARS // J.Clin.Microbiol. - 2005. - V.43. - P.2444-2448.

222. Loeffelholz M.J., Pong D.L., Pyles R.B., Xiong Y., Miller A.L., Bufton K.K., Chonmaitree T. Comparison of the FilmArray Respiratory Panel and Prodesse RealTime PCR Assays for Detection of Respiratory Pathogens // J.Clin.Microbiol. - 2011. - V.49. - №12. - P.4083-4088.

223. Loens K., Goossens H., de Laat C., FoolenH., OudshoornP., Pattyn S., Sillekens P., leven M. Detection of rhinoviruses by tissue culture and two independent amplification techniques, nucleic acid sequence-based amplification and reverse transcription-PCR, in children with acute respiratory infections during a winter season // J.Clin.Microbiol. - 2006. - V.44. - P. 166-171.

224. López-Campos G., CoirasM., Sánchez-Merino J.P., López-Huertas M.R., Spiteri I., Martín-Sánchez F., Pérez-Breña P. Oligonucleotide microarray design for detection and serotyping of human respiratory adenoviruses by using a virtual amplicon retrieval software // J.Virol.Methods. - 2007. - V.145. - №2. - P. 127-136.

225. López-Huertas M.R., Casas I., Acosta-HerreraB., GarcíaM.L., CoirasM.T., Pérez-Breña P. Two RT-PCR based assays to detect human metapneumovirus in nasopharyngeal aspirates // J.Virol.Methods. - 2005. - V.129. - №1. - P. 1-7.

226. López-Medrano F., Cordero E., Gavaldá J., Cruzado J.M., Marcos M.Á., Pérez-Romero P., SabéN., Gómez-Bravo M.Á., Delgado J.F. Management of influenza infection in solid-organ transplant recipients: Consensus statement of the Group for the Study of Infection in Transplant Recipients (GESITRA) of the Spanish Society of Infectious Diseases and Clinical Microbiology (SEIMC) and the Spanish Network for Research in Infectious Diseases (REIPI) // Enferm.Infecc.Microbiol.Clin. - 2013. http://www.sciencedirect.comyscience/article/pii/S0213005X13000220

227. Louie J.K., Yagi S., Nelson F.A., Kiang D., Glaser C.A., Rosenberg J., Cahill C.K., Schnurr D.P. Rhinovirus outbreak in all long term care facility for elderly persons associated with unusually high mortality // Clin.Infect.Dis. - 2005. -V.41. - P.262-265.

228. LuC.-Y., Chang L.-Y., ChenP.-J., XiaN.-S., ShaoP.-L., Huang L.-M. A highly specific ELISA for diagnosis of 2009 influenza A (H1N1) virus infections // J.Formos.Med.Assoc. - 2012. - V.l 11. - №12. - P.693-697.

229. Lu R., Yu X., Wang W., Duan X., Zhang L., Zhou W., Xu J., Xu L., Hu Q., Lu J. Characterization of human coronavirus etiology in Chinese adults with acute upper respiratory tract infection by real-time RT-PCR assays // PLoS One. - 2012. http://www.plosone.org/article/info%3Adoi%2Fl 0.1371 %2Fjournal.pone.003 863 8

230. LuR.J., Zhang L.L., Tan W.J., Zhou W.M., WangZ., PengK., Ruan L. Development and comparison of real-time and conventional RT-PCR assay for detection of human coronavirus NL63 and HKU1 // BingDuXueBao. - 2008. - V.24. - №4. - P.305-311.

231. LuX., Chittaganpitch M., Olsen S.J., Mackay I.M., Sloots T.P., Fry A.M., Erdman D.D. Real-time PCR assays for detection of bocavirus in human specimens // J.Clin.Microbiol. - 2006. - V.44. - P.3231-3235.

232. Lu X., Holloway B., Dare R.K., Kuypers J., Yagi S., Williams J.V., Hall C.B. Real-Time Reverse Transcription-PCR Assay for Comprehensive Detection of Human Rhinoviruses // J.Clin.Microbiol. - 2008. -V.46. - №2. - P.533-539.

233. Mackay I.M., Bialasiewicz S., Waliuzzaman Z., ChidlowG.R., Fegredo D.C., Laingam S., Adamson P., Harnett G.B., Rawlinson W., Nissen M.D., Sloots T.P. Use of P gene to genotype human metapneumovirus identifies 4 viral subtypes // J.Infect.Dis. - 2004. - V.190. - P.1913-1918.

234. MacKay I.M., Jacob K.C., WoolhouseD., Waller K., Syrmis M.W., Whiley D.M., Siebert D.J., Nissen M., Sloots T.P. Molecular assays for detection of human metapneumovirus // J.Clin.Microbiol. - 2003. - V.41. -P. 100-105.

235. Madden J.F., Burchette J.L., Hale L.P. Pathology of parainfluenza virus infection in patients with congenital immunodeficiency syndromes // Hum.Pathol. -2004. - V.35. - P.594-603.

236. Maertzdorf J., Wang C.K., Brown J.B., Quinto J.D., Chu M., De Graaf M., van den Hoogen B.G., Spaete R., Osterhaus A.D.M.E., Fouchier R.A.M. Real-time

reverse transcriptase PCR assay for detection of human metapneumovirus from all known genetic lineages // J.Clin.Microbiol. - 2004. -V.42. - P.981-986.

237. Maggi F., Andreoli E., Pifferi M., Meschi S., Rocchi J., Bendinelli M. Human bocavirus in Italian patients with respiratory diseases // J.Clin.Virol. - 2007. - V.38. - P.321-325.

238. Maggon K., Barik S. New drugs and treatment for respiratory syncytial virus // Rev.Med.Virol. - 2004. - V. 14. - №3. - P. 149-168.

239. MahonyJ., Chong S., MeranteF., LuinstraK., SinhaT., PetrichA., Lisle C., Yaghougian S., Janeczko R. Development of a respiratory virus panel test for the detection of twenty human respiratory viruses using multiplex PCR and a fluid microbead-based assay // J.Clin.Microbiol. - 2007. - V.45. - P.2965-2970.

240. MahonyJ., Murray P.R., Baron E.J., Jorgensen J.H., Landry M.L., Pfaller M.A. Coronaviruses // Manual of clinical microbiology, 9th ed. 2007. P. 14141423.

241. MahonyJ.B., Chong S., SmiejaM., PetrichA., Buracond S., Babwah J. Establishing the epidemiology of respiratory virus infections using molecular technology [Abstract C-070]. 107thAnnu.Meet.Am.Soc.Microbiol, Washington, 2007.

242. MahonyJ.B., PetrichA, SmiejaM. Molecular diagnosis of respiratory virus infections // Crit.Rev.Clin.Lab.Sci. - 2011. - V.48. - №5-6. - P.217-249.

243. MalliaP., Johnston S.L. How viral infections cause exacerbation of airway diseases? // Chest. - 2006. -V.130. - P.1203-1210.

244. Mallia P., Johnston S.L. Influenza infection and COPD // Int.J.Chron.Obstruct. Pulmon.Dis. - 2007. - V.2. - P.55-64.

245. Manning A., Russell V., EastickK., Leadbetter G.H., HallamN., Templeton K., Simmonds P. Epidemiologial profile and clinical associations of human bocavirus and other human parvoviruses // J.Infect.Dis. - 2006. - V.194. -P.1283-1290.

246. Margaret I.P., Nelson E.A.S., CheukE.S.C., Leung E., SungR., ChanP.K.S. Pediatric hospitalization of acute respiratory tract infections with Human Bocavirus in Hong Kong // J.Clin.Virol. - 2008. - V.42. - №1. - P.72-74.

247. Marx A., GaryH.E., MarstonB.J., Erdman D.D., Breiman R.F., TorokT.J., Plouffe J.F., File T.M., Anderson L.J. Parainfluenza virus infection among adults hospitalized for lower respiratory tract infections // Clin.Infect.Dis. - 1999. - V.26. -P.134-140.

248. Matheson N.J., Symmonds-Abrahams M, Sheikh A, Shepperd S, Harnden A. Neuraminidase inhibitors for preventing and treating influenza in children // Cochrane Database Syst Rev. - 2003. http://onlinelibrarv.wiley.com/doi/10.1002/14651858.CD002744/abstract;jsessionid= B15EFE99ECA442E796DC7B8CA5CD447C.f01t01

249. Matsushima Y., Shimizu H., Kano A., NakajimaE., Ishimaru Y., Dey S.K., Watanabe Y., Adachi F., Mitani K., Fujimoto T., Phan T.G. Genome sequence of a novel virus of the species human adenovirus d associated with acute gastroenteritis // GenomeAnnounc. - 2013. http://genomea.asm.Org/content/l/l/e00068-12.full.pdf

250. McLeish N.J., Witteveldt J., Clasper L., Mclntyre C., McWilliam Leitch E.C., Hardie A., BennettS., GunsonR., Carman W.F., Feeney S.A., Vipond P.V.C.B., Muir P., Benschop K., Wolthers K., Waris M., Osterback R., Johannessen I., Templeton K., Harvala H. Development and Assay of RNA Transcripts of Enterovirus Species A to D, Rhinovirus Species A to C, and Human Parechovirus: Assessment of Assay Sensitivity and Specificity of Real-Time Screening and Typing Methods // J.Clin.Microbiol. - 2012. - V.50. - №9. - P.2910-2917

251. Mehlmann M., Bonner A.B., Williams J.V., DankbarD.M., Moore C.L., Kuchta R.D., Podsiad A.B., Tamerius J.D., Dawson E.D., Rowlen K.L. omparison of the Mchip to viral culture, reverse transcription-PCR, and the QuickVue influenza A/B test for rapid diagnosis of influenza // J.Clin.Microbiol. - 2007. - V.45. -P.1234-1237.

252. Mengelle C., Mansuy J.-M., Da Silva I., Guerin J.-L., Izopet J. Evaluation of a polymerase chain reaction-electrospray ionization time-of-flight mass spectrometry

for the detection and subtyping of influenza viruses in respiratory specimens // J.Clin.Virol. - 2013. - V.57. - №3. - P.222-226.

253. MentelR., WegnerU., Burns R., GurtlerL. Real-time PCR to improve the diagnosis of respiratory syncytial virus infection // J.Med.Microbiol. - 2003. - V.52.

- P.893-896.

254. MetzgarD., Gibbins C., Hudson N.R., Jones M.S. Evaluation of Multiplex Type-Specific Real-Time PCR Assays Using the LightCycler and Joint Biological Agent Identification and Diagnostic System Platforms for Detection and Quantitation of Adult Human Respiratory Adenoviruses // J.Clin.Microbiol. - 2010. - V.48. - №4.

- P.1397-1403.

255. Midilli K., Yilmaz G., Tiirkoglu S., IskanovaB., Ergin S., YanmcamF., Ozdamar M., Giirol Y., Ta§tan Y., Alta§ K. Detection of human bocavirus DNA by polymerase chain reaction in children and adults with acute respiratory tract infections // Mikrobiyol.Bul. - 2010. - V.44. - №3. - P.405-413.

256. Miller E.K., LuX, ErdmanD.D., PeohlingK.A., ZhuY., Griffin M.R., Hartert T.V., Anderson L.J., Weinberg G.A., Hall C.B., Iwane M.K., Edwards K.M. Rhinovirus-associated hospitalizations in young children // J.Infect.Dis. - 2007. -V.195. - P.773-781.

257. Miller E.K., Mackay I.M. From sneeze to wheeze: What we know about rhinovirus // J.Clin.Virol. - 2013. - V.57. - №4. - P.291-299.

258. Mitui M., Calvo R., Dundas N., Lacey D., Leos N., Rogers B.B., Revell P.A. Use of the EraGen MultiCode-Plx respiratory virus panel improves diagnosis of viral respiratory infections and detects preveiously unidentified co-infections [Abstract M-14] 23rdAnnu.Clin.Virol.Symp., Clearwater, 2007.

259. MoesE., VijgenL., Keyaerts E., ZlatevaK., Li S., Maes P., Pyre K., Berkhout B., van der Hoek L., Van Ranst M. A novel pancoronavirus RT-PCR assay: frequent detection of human coronavirus NL63 in children hospitalized with respiratory tract infections in Belgium // BMCInfect.Dis. - 2005. - V.5. - P.6-12.

260. Moore C., HibbitsS., OwenN., Corden S.A., Harrison G., Fox J., Gelder C., Westmoreland D. Development and evaluation of a real-time nucleic acid sequence

based amplification assay for rapid detection of influenza // A.J.Med.Virol. - 2004. -V.74. - P.619-628.

261. Moore C., Valappil M., Corden S., Westmoreland D. Enhanced clinical utility of the NucliSens EasyQ RSV A_B assay for rapid detection of respiratory syncytial virus in clinical samples // Eur.J.Clin.Microbiol.Infect.Dis.-2006.-V.25.-P. 167-174.

262. Moreira L.P., Watanabe A.S., Carraro E., da Silva E.R., Guatura S.B., Granato C. A survey strategy for human respiratory syncytial virus detection among haematopoietic stem cell transplant patients: epidemiological and methodological analysis // Mem.Inst.Oswaldo.Cruz. - 2013. - V. 108. - № 1. - P. 119-122.

263. Moreno A., LelliD., BrocchiE., SozziE., Vinco L.J., Grilli G., Cordioli P. Monoclonal antibody-based ELISA for detection of antibodies against H5 avian influenza viruses // J.Virol.Methods. - 2013. - V. 187. - №2. - P.424-430.

264. Muñoz M.P., SoldevilaN., Martínez A., CarmonaG., Batalla J., AcostaL.M. Influenza vaccine coverage, influenza-associated morbidity and all-cause mortality in Catalonia (Spain) // Vaccine. -2011,- V.29. -№31.- P.5047-5052.

265. Murali S., Langston A.A., NolteF.S., Banks G., Martin R., Caliendo A.M. Detection of respiratory viruses with a multiplex polymerase chain reaction assay (MultiCode-PLx Respiratory Virus Panel) in patients with hematologic malignancies // Leuk.Lymphoma. - 2009. - V.50. - №4. - P.619-624.

266. Muruve D.A. The Innate Immune Response to Adenovirus Vectors // Hum.Gene Ther. - 2004. - V.15. - P. 1157-1166.

267. Naghipour M., Cuevas L.E., Bakhshinejad T., Dove W., Hart C.A. Human bocavirus in Iranian children with acute respiratory infections // J.Med.Virol. - 2007. - V.79.-№5.-P.539-543.

268. Nakauchi M., YasuiY., MiyoshiT., MinagawaH., TanakacT., Tashiro M. One-step real-time reverse transcription-PCR assays for detecting and subtyping pandemic influenza A/H1N1 2009, seasonal influenza A/H1N1, and seasonal influenza A/H3N2 viruses // J.Virol.Methods. - 2011. - V. 171. - № 1. - P. 156-162.

269. Narayanan H., Sankar S., Simoes E.A., Nandagopal B., Sridharan G. Molecular Detection of Human Metapneumovirus and Human Bocavirus on Oropharyngeal

Swabs Collected from Young Children with Acute Respiratory Tract Infections from Rural and Peri-Urban Communities in South India // Mol.Diagn.Ther. - 2013. -V.17. - №2. - P. 107-115.

270. Nemerow G.R., Pache L., Reddy V., Stewart P.L. Insights into adenovirus host cell interactions from structural studies // Virology.-2009.-V.384.-№2. - P.380-388.

271. Nicholson M.S.D., Ruhs S., AldenB., Knock M., SchultzK., Schmuecke A. Rapid detection of respiratory viruses by shell vial culture and direct staining by using pooled and individual monoclonal antibodies // J.Clin.Microbiol. - 1992. -V.30. - P.540-544.

272. Noh J.Y., Song J.Y., CheongHJ., ChoiW.S., Lee J., LeeJ.-S., WieS.-H., Jeong H.W., Kim Y.K., Choi S.H., HanS.B., SoB.-H., Kim H.K.W.J. Laboratory Surveillance of Influenza-Like Illness in Seven Teaching Hospitals, South Korea: 2011-2012 Season // PLoS One. - 2013. Доступно по ссылке: http://www.plosone.org/article/info%3Adoi%2F10.1371%2Fiournal.pone.0064295

273. Nokso-Koivisto J., Raty R., Blomqvist S., KleemolaM., Syrjanen R., Pitkaranta A., Kelpi Т., Hovi T. Presence of specific viruses in the middle ear fluids and respiratory secretions of young children with acute otitis media // J.Med.Virol. -2004. - V.72. - P.241-248.

274. Nolte F.S., Marshall D.J., Rasberry C., Schievelbein S., Banks G.G., Storch G.A., Arens M.Q., BullerR.S., Prudent J.R. MultiCode-PLx system for multiplexed detection of seventeen respiratory viruses// J.Clin.Microbiol. - 2007. -V.45. - P.2779-2786.

275. Ohm-Smith M.J., Nassos P.S., Haller B.L. Evaluation of the Binax NOW, BD Directigen, and BD Directigen EZ assays for detection of respiratory syncytial virus // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - P.2996-2999.

276. Olszewska W., OpenshawP. Emerging drugs for respiratory syncytial virus infection // Expert.Opin.Emerg.Drugs. - 2009. - V.14. - №2. - P.207-217.

277. Osiowy C. Direct detection of respiratory syncytial virus, parainfluenza virus, and adenovirus in clinical respiratory specimens by a multiplex reverse transcription-PCR assay // J.Clin.Microbiol. - 1998. - V.36. - P.3149-3154.

278. Oste C. Polymerase chain reaction // BioTechniques. - 1988. -V.6.-P.162-167.

279. Osterhaus A.D., Fouchier R.A., Kuiken T. The aetiology of SARS: Koch's postulates fulfilled//PhilosTrans.R.Soc.Lond.B.Biol.Sci. 2004. V.359. P. 1081-1082.

280. Pabbaraju K., Wong S., Tokaryk K.L., Fonseca K., Drews S.J. Comparison of the Luminex xTAG Respiratory Viral Panel with xTAG Respiratory Viral Panel Fast for Diagnosis of Respiratory Virus Infections // J.Clin. Virol. - 2011. - V.49. - №5. -P.1738-1744.

281. Pabbarajua K., WongaS., McMillanaT., LeebB.E., FoxJ.D. Diagnosis and epidemiological studies of human metapneumovirus using real-time PCR // J.Clin.Virol. - 2007. - V.40. - №3. - P.186-192.

282. Papdopoulos N.G., Papi A., Psarras S., Johnston S.L. Mechanisms of rhinovirus-induced asthma // Paediatr.Respir.Rev. - 2004. - V.5. - P.255-260.

283. Paranhos-Baccalä G., Komurian-Pradel F., Richard N., Vernet G., LinaB. Mixed respiratory virus infections // J.Clin.Virol. - 2008. - V.43. - №4. - P.407-410.

284. Pehler-Harrington K., KhannaM., Waters C.R., Hendrickson K.J. Rapid detection and identification of human adenovirus species by Adenoplex, a multiplex PCR-enzyme hybridization assay // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - P.4072^1076.

285. Peiris J.S., Chu C.M., Cheng V.C.C., ChanK.S., Hung I.F., PoonL.L., Law K.I., Tang B.S., Hon T.Y., Chan C.S., Chan K.H., Ng J.S., Zheng B.J., Ng W.L., Lai R.W., Guan Y., Yuen K.Y. Clinical progression and viral load in a community outbreak of a coronavirus-associated SARS pneumonia: a prospective study // Lancet. - 2003. - V.361. - P. 1767-1772.

286. Peiris J.S., De Jong M., Guan Y. Avian influenza A H5N1: A threat to human health // Clin.Microbiol.Rev. - 2007. - V.20. - №2. - P. 143-267.

287. Peiris J.S., Tang W.H., Chan K.H., Khong P.L., Guan Y., Lau Y.L., Chiu S.S. Children with respiratory disease associated with metapneumovirus in Hong Kong // Emerg.Infect.Dis. - 2003. - V.9. - P.628-633.

288. Peiris J.S., YuenK.Y., Osterhaus A.D., StohrK. The severe acute respiratory syndrome // N.Engl.J.Med. - 2003. - V.349. - P.2431-2441.

289. Percivalle E., Sarasini A., Visai L., Revello M.G., Gerna G. Rapid detection of human metapneumovirus strains in nasopharyngeal aspirates and shell vial cultures by monoclonal antibodies // J.Clin.Microbiol. - 2005. - V.43. - P.3443-3446.

290. Peret T.C.T., Boicin G., Li Y., Couillard M., Humphrey C., Osterhaus A.D.M.E., Erdman D.D., Anderson L.J. Characterization of human metapneumovirus isolated from patients in North America // J.Infect.Dis. - 2002. -V.185. - P. 1660-1663.

291. Pierangeli A., Gentile M., Marco P.D., Pagnotti P., Scagnolari C., Trombetti S., Russo L.L., Tromba V., Moretti C., Midulla F., Antonelli G. Detection and typing by molecular techniques of respiratory viruses in children hospitalized for acute respiratory infection in Rome, Italy // J.Med.Virol. - 2007. - V.79. - P. 163-168.

292. Poon L.L.M., Wong B.W.Y, Chan K.H., Leung C.S.W, Yuen K.Y., Guan Y., Peiris J.S.M A one step quantitative RT-PCR for detection of SARS coronavirus with an internal control for PCR inhibitors // J.Clin.Virol. - 2004.-V.30.-№3.-P.214-217.

293. Poon L.L.M., Leung C.S.W., Chan K.H., Lee J.H.C., Yuen K.Y., Peiris J.S.M. Detection of human influenza A viruses by loopmediated isothermal amplification // J.Clin.Microbiol. - 2005. - V.43. - P.427-430.

294. Pozo F., García-García M.L., Calvo С., Cuesta I., Pérez-Breña P., Casas I. High incidence of human bocavirus infection in children in Spain // J.Clin.Virol. - 2007. -V.40. - №3. - P.224-228.

295. Pretorius M.A., Madhi S.A., Cohen C., Naidoo D., Groome M., Moyes J., Buys A., Walaza S., Dawood H., Chhagan M., Haffjee S., Kahn K., Puren A., Venter M. Respiratory Viral Coinfections Identified by a 10-Plex Real-Time Reverse-Transcription Polymerase Chain Reaction Assay in Patients Hospitalized With Severe Acute Respiratory Illness—South Africa, 2009-2010 // J.Infect.Dis. -2012. - V.206. - №1. - P. 159—165.

296. Punpanich W., Chotpitayasunondh T. A review on the clinical spectrum and natural history of human influenza // Int.J.Infect.Dis.-2012.-V.16.-№10.-P.714-723.

297. Pyre K., Berkhout B, Van der Hoek L. The novel human coronaviruses NL63 and HKU1 // J.Virol. - 2007. - V.81. - №7. - P.3051-3057.

298. Pyre K., Milewska A, Potempa J. Development of loop-mediated isothermal amplification assay for detection of human coronavirus-NL63 // J.Virol.Methods. -2011. - V. 175. - №1. - P. 133-136.

299. Pyre K., StozekK., GalanW., Potempa J. HexaPrime: A novel method for detection of coronaviruses // J.Virol.Methods. - 2013. - V. 188. - №1-2. - P.29-36.

300. Raboni S.M., Nogueira M.B., Tsuchiya L.R., Takahashi G.A., PereiraL.A., PasquiniR., SiqueiraM.M. Respiratory tract viral infections in bone marrow transplant patients // Transplantation. - 2003. - V.76. - P. 142-146.

301. Rahamat-Langendoen J.C., Riezebos-Brilman A, HakE, Scholvinck E.H., Niesters H.G. The significance of rhinovirus detection in hospitalized children: clinical, epidemiological and virological features // Clin Microbiol Infect. — 2013. — V.19. - №10. - P.435-442.

302. Rasmussen S.A., Jamieson D.J., UyekiT.M. Effects of influenza on pregnant women and infants American // Am.J.Obstet.Gynecol. - 2012. - V.207.-№3.-P.3-8.

303. Raymond F., Carbonneau J., Boucher N., Robitaille L., Boisvert S., Wu W.-K., De Serres G., Boivin G., Corbeil J. Comparison of Automated Microarray Detection with Real-Time PCR Assays for Detection of Respiratory Viruses in Specimens Obtained from Children // J.Clin.Microbiol. - 2009. - V.47. - №3. - P.743-750.

304. ReinaJ., Ferres F., AlcocevaE., MenaA., de Gopegiu E.R., FiguerolaJ. Comparison of different cell lines and incubation times in the isolation by the shell vial culture of human matapneumovirus from pediatric respiratory samples // J.Clin. Virol. - 2007. - V.40. - P.46-49.

305. Reina J., Gardenas M.G., de Gopegui E.R., Padilla E., Ballesteros F., Mari M., Munar M. Prospective evaluation of a dot-blot enzyme immunoassay (Directigen RSV) for the antigenic detection of respiratory syncytial virus from nasopharyngeal aspirates of paediatric patients // Clin.Microbiol.Infect. - 2004. - V.10. - P.967-971.

306. Ren L., Gonzalez R, Xie Z, Xiong Z, Liu C, Xiang Z, Xiao Y, Li Y, Zhou H., Li J., Yang Q., Zhang J., Chen L., Wang W., Vernet G., Paranhos-Baccala G., Shen K., Wang J. Human parainfluenza virus type 4 infection in Chinese children

with lower respiratory tract infections: a comparison stud // J.Clin.Virol. - 2011. -V.51. - №3. - P.209-212.

307. Report of the Committee on Infectious Diseases, 26th ed. American Academy of Pediatrics. Adenovirus infections. Red book. - 2003. - P.190-192.

308. Report of the Committee on Infectious Diseases, 26th ed. American Academy of Pediatrics. Parainfluenza viral infections. Red book. - 2003. - P.454—455.

309. Report of the Committee on Infectious Diseases, 26th ed. American Academy of Pediatrics. Respiratory syncytial virus. - Red book. - 2003. - P.523.

310. RheemL, Park J., Kim T.H., Kim J.W. Evaluation of a multiplex real-time PCR assay for the detection of respiratory viruses in clinical specimens // Ann.Lab.Med. - 2012. - V.32. - №6. - P.399-406.

311. RibesJ.A., SeaboltJ.P., Overman S.B. Performance characteristics ofVIDAS and Directigen respiratory syncytial virus (RSV) antigen detection assays and culture for the identification or RSV in respiratory specimens // J.Clin.Microbiol. -2002. -V.40.-P.1818-1820.

312. Robinson C., EchavarriaM. Murray P.R., Baron E.J., Jorgensen J.H., Landry M.L., Pfaller M.A. Adenoviruses // Manual of clinical microbiology, 9th ed. 2007. P.1589-1600.

313. Robinson C.C., Murray K.D., Lookner K.P., Wei Q. Simultaneous detection of 17 respiratory viruses and subtypes with the ID-TA respiratory virus panel (RVP) kit [Abstrzct M-21] 23rdAnnu.Clin.Virol.Symp., Clearwater, 2007.

314. Robinson J.L., LeeB.E., BastienN., Li Y. Seasonality and clinical features of human metapneumovirus infection in children in Northern Alberta // J.Med.Virol. -2005. - V.76. - P.98-105.

315. RomanovaN., Corredor J.C., NagyE. Detection and quantitation of fowl adenovirus genome by a real-time PCR assay // J.Virol.Methods. - 2009. - V.159. -№1. - P.58-63.

316. Romero J.R. Reverse-transcription-polymerase chain reaction detection of the enteroviruses: overview and clinical utility in pediatric enteroviral infections // Arch. Pathol.Lab.Med. - 1999. - V.123. - P.l 161-1169.

317. Sachs L.A., SchnurrD., Yagi S., Lachowicz-Scroggins M.E., WiddicomJ.H. Quantitative real-time PCR for rhinovirus, and its use in determining the relationship between TCID50 and the number of viral particles // J.Virol.Methods. - 2011. -V. 171. - №1. - P.212-218.

318. Sails A.D., Saunders D., Airs S., Roberts D., Eltringham G. Evaluation of the Cepheid Respiratory Syncytial Virus and Influenza Virus A/B real-time PCR analyte specific reagent // J.Virol.Methods. - 2009. - V.162. - №1-2. - P.88-90.

319. SaitouN. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // N. Saitou, M. Nei // Mol Biol.Evol. - 1987. - № 4. - P.406-425.

320. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual. 2nd ed. 1989.

321. SamburskyR., Trattler W., Tauber S., Starr C., FriedbergM., Boland T., McDonald M., DellaVecchia M., Luchs J. Sensitivity and specificity of the AdenoPlus test for diagnosing adenoviral conjunctivitis // JAMAOphthalmol. - 2013 - V.131. - №1. - P. 17-22.

322. Scheltinga S.A., Templeton K.E., Beersma M.F.C., Claas E.C.J. Diagnosis of human metapneumovirus and rhinovirus in patients with respiratory tract infections by an internally controlled multiplex real-time RNA PCR // J.Clin.Virol. - 2005. -V.33.-P.306-311.

323. Schibler M., Yerly S., Vieille G., DocquierM., Turin L., Kaiser L., Tapparela C. Critical Analysis of Rhinovirus RNA Load Quantification by Real-Time Reverse Transcription-PCR // J.Clin.Microbiol. - 2012. - V.50. - №9 -P.2868-2872.

324. Selvaraju S.B., KovacM., Dickson L.M., KajonA.E., Selvarangan R. Molecular epidemiology and clinical presentation of human adenovirus infections in Kansas City children // J.Clin.Virol. - 2011. - V.51. - №2. - P. 126-131.

325. Selvaraju S.B., Selvarangan R. Evaluation of xTAG Respiratory Viral Panel FAST and xTAG Human Parainfluenza Virus Analyte-Specific Reagents for detection of human parainfluenza viruses in respiratory specimens // Diagn.Microbiol.Infect.Dis. - 2012. - V.72. - №3. - P.278-281.

326. ShafikC.F., MoharebE.W., YoussefF.G. Comparison of direct fluorescence assay and RT rt-PCR as diagnostics for respiratory syncytial virus in young children // J.Trop.Med. - 2011. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3246791/

327. Sharrocks A.D. The design of primers for PCR. In PCR technology: Current innovations, (ed. H.G. Griffin and A.M. Griffin) 1994. P.5-11.

328. Shauer A., Gotsman I., Keren A., Zwas D.R., Hellman Y., Durst R., Admon D. Acute viral myocarditis: current concepts in diagnosis and treatment // Isr.Med.Assoc J. - 2013. - V. 15. - №3. - P. 180-185.

329. Shike H., Shimizu C., Kanegaye J., Foley J.L., Burns J.C. Quantitation of adenovirus genome during acute infection in normal children // Pediatr.Infect.Dis.J. -2005.-V.24.-P.29-33.

330. Simon A., Volz S., Höfling K., Kehl A., Tillman R., Muller A., Kupfer B., EisHubinger A.M., Lentze M.J., Bode U., Schildgen O. Acute life threatening event (ALTE) in an infant with human Coronavirus HcoV-229E infection // Pediatr.Pulmonol. - 2007. - V.42. - P.393-396.

331. SizunJ., Arbour N., Talbot P.J. Comparison of immunofluorescence with monoclonal antibodies and RT-PCR for the detection of human coronaviruses 229E and OC43 in cell culture // J.Virol.Methods. - 1998. - V.72. - P. 145-152.

332. SlingerR., MilkR., Gaboury I., Diaz-Mitoma F. Evaluation of the QuickLab RSV test, a new rapid lateral-flow immunoassay for detection of respiratory syncytial virus antigen // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42. - P.3731-3733.

333. SlootsT.P., Mackayl.M., Bialasiewicz S., Jacob K.C., McQueen E., Harnett G.B., Siebert D.J., Masters I.B., Young P.R., Nissen M.D. Human metapneumovirus, Australia, 2001-2004 // Emerg.Infect.Dis. - 2006. - V.12 -P.1263-1266.

334. SlootsT.P., McErlean P., Speicher D.J., ArdenK.E., Nissen M.D., Mackayl.M. Evidence of human Coronavirus HKU1 and human bocavirus in Austrilian children // J.Clini.Virol. - 2005. - V.35. - P.99-102.

335. Smith M.C., Creutz C., Huang Y.T. Detection of respiratory syncytial virus in nasopharyngeal secretions by shell vial technique // J.Clin.Microbiol. - 1991. - V.29. -P.463^65.

336. Smuts H., Hardie D. Human bocavirus in hospitalized children, South Africa // Emerg.Infect.Dis. -2006.- V. 12. -P. 1457-1458.

337. Soderlund-Venermo M., Lahtinen A., Jatti T., Hedman L., Kemppainen K., LehtnenP., AllanderT., RuuskanenO., Hedman K. Clinical assessment and improved diagnosis of bocavirus induced wheezing in children, Finland // Emerg.Infect.Dis. - 2009. - V. 15. - P. 1423-1429.

338. StefanskaL, Dzieciatkowski T., BrydakL.B., RomanowskaM. Development of duplex real-time PCR assay for identification of influenza viruses of subtype A(Hl)pdm09 and A(H3) // Med.Dosw.Mikrobiol. - 2012. - V.64. - №2. -P.129-137.

339. Steininger C., Aberle S.W., Popow-Kraupp T. Early detection of acute rhinovirus infections by a rapid reverse transcription-PCR assay // J.Clin.Microbiol. -2001.-V.39.-P.129-133.

340. Steininger C., Kundi M., Aberle S.W., Aberle J.H., Popow-Kraupp T. Effectiveness of reverse transcription-PCR, virus isolation, and enzyme-linked immunosorbent assay for diagnosis of influenza A virus infection in different age groups // J.Clin.Microbiol. - 2002. -V.40. - P.2051-2056.

341. Stockton J., Ellis J.S., Saville M., Clewley J.P., Zambon M.C. Multiplex PCR for typing and subtyping influenza and respiratory syncytial viruses // J.Clin. Microbiol. - 1998. - V.36. - P.2990-2995.

342. Stockton J., Stephenson I., Fleming D. Human metapneumovirus as a cause of community-acquired respiratory illness // Emerg.Infect.Dis.-2002.-V.8.-P.879-901.

343. Suwannakarn K., Payungporn S., Chieochansin T., Samransamruajkit R., Amonsin A., Songserm T., Chaisingh A., Chamnanpood P., Chutinimitkul S., Theamboonlers A., Poovorawan Y. Typing (A/B) and subtyping (H1/H3/H5) of influenza A viruses by multiplex real-time RT-PCR assays // J.Virol.Methods. -2008. - V. 152. - № 1-2. - P.25-31.

344. Sydnor E.R.M., Greer A., BuddA.P., PeharM., MunshawS., NeofytosD., Perl T.M, Valsamakis A. An outbreak of human parainfluenza virus 3 infection in an outpatient hematopoietic stem cell transplantation clinic // Am.J.Infect.Control. -2012. - V.40. - №7. - P.601-605.

345. Symeonidis N., Jakubowski A., Pierre-Louis S., Jaffe D., PamerE., Sepkowitz K., O'Reilly R.J., Papanicolaou G.A. Invasive adenoviral infections in T-cell depleted allogeneic hematopoietic stem cell transplantation: high mortality in the era of cidofovir // Transpl.Infect.Dis. - 2007. - V.9. - P. 108-113.

346. Syrmis M.W., WhileyD.M., Thomas M., Mackayl.M., Williamson J., SiebertD.J., NissenM.D., Sloots T.P. A Sensitive, Specific, and Cost-Effective Multiplex Reverse Transcriptase-PCR Assay for the Detection of Seven Common Respiratory Viruses in Respiratory Samples // J.Mol.Diagn. - 2004. - V.6. - №2. -P.125-131.

347. Takahashi H., Norman S.A., Mather E.L., Patterson B.K. Evaluation of the NanoChip 400 System for Detection of Influenza A and B, Respiratory Syncytial, and Parainfluenza Viruses // J.Clin.Microbiol. - 2008. - V.46. - №5. - P. 1724-1727.

348. Takao S., Hara M., Okazaki T., Suzuki K. Simultaneous multiple assay (Luminex xTAG respiratory viral panel FAST assay) efficacy in human respiratory virus detection // Kansenshogaku Zasshi. - 2011. - V.85. - №1. - P.31-36.

349. Talbot H.K., Falsey A.R. The diagnosis of viral respiratory disease in older adults // Clin.Infect.Dis. - 2010. - V.50. - P.747-751.

350. TamuraK., Peterson D., Peterson N., Stecher G., Nei M., KumarS. MEGA5: Molecular Evolutionary Genetics Analysis using Maximum Likelihood, Evolutionary Distance, and Maximum Parsimony Methods // Mol.Biol.Evol. - 2011. - V.28. -№10. - P.2731-2739.

351. Tang Y.W., Crowe J.E., Murray P.R., Baron E.J., Jorgensen J.H., Landry M.L., Pfaller M.A. Respiratory syncytial virus and human metapneumovirus // Manual of clinical microbiology, 9th ed. P. 1361-1377.

352. Tang Y.W., Jeimgartner P.J., Tollefson S.J., BergT.J., Rys P.N., LiH., Smith T.F., PersingD.H., Wright P.F. A colorimetric microtiter plate PCR system

detects respiratory syncytial virus in nasal aspirates and discriminates subtypes A and B // Diagn.Microbiol.Infect.Dis. - 1999. - V.34. - P.333-337.

353. Tapparel C., SiegristF., Petty T.J., Kaiser L. Picornavirus and enterovirus diversity with associated human diseases // Infect.Genet.Evol. - 2013. - V.14. -P.282-293.

354. Templeton K.E., Scheltinga S.A., Beersma M.R.C., Kroes A.C.M., Claas E.C.J. Rapid and sensitive method using multiplex real-time PCR for diagnosis of infections by influenza A and influenza B viruses, respiratory syncytial virus, and parainfluenza viruses 1, 2, 3, and 4 // J.Clin.Microbiol. - 2004. - V.42.-P. 1564-1569.

355. Templeton K.E., Scheltinga S.A., van den Eeden W.C.J.F.M., Graffelman A.W., van den Broek P.J., Claas E.C.J. Improved diagnosis of the etiology of community-acquired pneumonia with real-time polymerase chain reaction // Clin.Infect.Dis. - 2005. - V.41. - P.345-351.

356. ThaitrongN., Liu P., BrieseT., LipkinW.I., Chiesl T.N., HigaY., Mathies R.A. Integrated capillary electrophoresis microsystem for multiplex analysis of human respiratory viruses // AnalChem. - 2010. - V.82. - №24. P. 10102-10109.

357. Thein S.L., Wallace R.B. The use of synthetic oligonucleotides as specific hybridization probes in the diagnosis of genetic disorders. In Human genetic diseases: a practical approach (ed. K. E. Davis), 1986. P.33-50.

358. Thompson W.W., ShayD.K., Weintraub E. Influenza-associated hospitalizations in the United States // JAMA. - 2004. - V.292. - P. 1333-1340.

359. Thompson W.W., ShayD.K., Weintraub E., BrammerL., CoxN., Anderson L.J., Fukuda K. Mortality associated with influenza and respiratory syncytial virus in the United States // JAMA. - 2003. - V.289. - P. 179-186.

360. Tozer S.J., Lambert S.B., Whiley D.M., Bialasiewicz S., Lyon M.J., Nissen M.D., Sloots T.P. Detection of human bocavirus in respiratory, fecal, and blood samples by real-time PCR // J.Med.Virol. - 2009. - V.81. - №3. - P.488-493.

361. Tristram D.A., WelliverR.C. Murray P.R., Baron E.J., Jorgensen J.H., Landry M.L., Pfaller M.A. Respiratory syncytial virus // Manual of clinical microbiology, 7th ed. 2005. P.942-950.

362. TsoliaM.N., Psarras S., Bossios A., AudiH., PaldaniusM., Gourgiotis D., Kallergi K., Kafetzis D.A., Constantopoulos A., Papadopoulos N.G. Etiology of community-acquired pneumonia in hospitalized schoolage children: evidence for high prevalence of viral infections // Clin.Infect.Dis. - 2004. - V.39. - P.681-686.

363. Ursic T., SteyerA., KoprivaS., KalanG., KrivecU., Petrovec M. Human Bocavirus as the Cause of a Life-Threatening Infection // J.Clin.Microbiol. - 2011. -V.49. - №3. - P. 1179-1181.

364. Uykei T.M. Influenza diagnosis and treatment in children: a review of studies on clinically useful tests and antiviral treatment of influenza // Pediatr.Infect.Dis.J. -2003.-V.22.-P. 164-177.

365. VabretA., DinaJ., Gouarin S., PetitjeanJ., Corbet S., Freymuth F. Detection of the new human coronavirus HKU1: a report of 6 cases // Clin.Infect.Dis. - 2006. -V.42. - P.634-639.

366. VabretA., Gouarin S., Joannes M., BarrangerC., PetitjeanJ., Corbet S., Brouard J., Lafay F., Duhamel J.F., Guillois B., Freymuth F. Development of a PCR-and hybridization-based assay (PCR Adenovirus Consensus) for the detection and the species identification of adenoviruses in respiratory specimens // J.Clin.Virol. - 2004.

- V.31. -P.116-122.

367. Vabret A., Mouthon F., Mourez T., Gouarin S., Petitjean J., Freymuth F. Direct diagnosis of human respiratory coronaviruses 229E and OC43 by the polymerase chain reaction // J.Virol.Methods. - 2001. - V.97. - №1-2. - P.59-66.

368. Valle L., Amicizia D., Bacilieri S., Banfi F., Riente R., Durando P., Sticchi L., Gasparini R., Esposito C., Icardi G., Ansaldi F. Performance testing of two new one-step real time PCR assays for detection of human influenza and avian influenza viruses isolated in humans and respiratory syncytial virus // J.Prev.Med.Hyg. - 2007.

- V.47. - P.127-133.

369. ValletC., Pons-Catalano C., Mandelcwajg A., WangaA., Raymond J., Lebon P., Gendrel D. Human Bocavirus: A Cause of Severe Asthma Exacerbation in Children // J.Pediatr. - 2009. - V. 155. - №2. - P.286-288.

370. Vallet S., Gagneur A., Talbot P.J., Legrand M.C., Sizun J., Picard B. Detection of human Coronavirus 229E in nasal specimens in large scale studies using an RT-PCR hybridization assay // Mol.Cell.Probes. - 2004. - V.18. - P.75-80.

371. Van den Hoogen B.G., Bestebroer T.M., Osterhaus A.D.M.E., Fouchier R.A.M. Analysis of the genomic sequence of a human metapneumovirus // Virology. - 2002. - V.295. - P. 119-132.

372. Van den Hoogen B.G., de Jong J.C., Goren J., KuikenT., de Groot R., Fouchier R.A., Osterhause A.D.A. A newly discovered human pneumovirus isolated from young children with respiratory tract disease // Nat.Med. - 2001. - V.7. - №6. -P.719-724.

373. Van den Hoogen B.G., Osterhaus A.D.M.E., Fouchier R.A. Clinical impact and diagnosis of human metapneumovirus infection // Ped.Infect.Dis.J. - 2004. - V.23. -P.25-32.

374. Van den Hoogen B.G., van Doornum G.J.J., Fockens J.C., Cornelissen J.J., Beyer W.E.P., de Groot R., Osterhause A.D.M.E., Fouchier R.A.M. Prevalence and clinical symptoms of human metapneumovirus infection in hospitalized patients // J.Infect.Dis. - 2003. - V.188. - P.1571-1577.

375. VanderHoekL., Ihorst G., Sure K., Vabret A., DijkmanR., de Vries M., Forster J., Berkhout B., Uberla K. Burden of disease due to human Coronavirus NL63 infections and periodicity of infection // J.Clin.Virol.-2010.-V.48.-№2. - P.104-108.

376. VanderHoekL., Pyre K., JebbinkM.F., Vermeulen-Oost W., Berkhout R.J., Wolthers K.C., Wertheim-van Dillen P.M., Kaandorp J., Spaargaren J., Berkhout B. Identification of a new human Coronavirus // Nat.Med. - 2004. - V.10. - P.368-373.