Поиск в ядах змей соединений, активных в отношении никотиновых рецепторов ацетилхолина и потенциал-активируемых кальциевых каналов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Горбачева, Елена Владимировна

• Горбачева, Елена Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Горбачева, Елена Владимировна

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. НИКОТИНОВЫЕ РЕЦЕПТОРЫ АЦЕТИЛХОЛИНА.

1.1.1. Рецепторы нейротрансмиттеров.

1.1.2. Классификация рецепторов.

1.1.3. Строение. . а. Состав. 1 ' б. Структура. в. Участок связывания ацетилхолина.

1.1.4. Функциональные свойства.

1.1.5. Фармакологические свойства. а. Агонисты. б. Антагонисты.

1.1.6. Рецепторы нейронов моллюсков. а. nAChRs нейронов Aplysia californica. б. nAChRs нейронов Lymnaea stagnalis.

1.1.7. ACh-связывающий белок (AChBP).

1.2. ПОТЕНЦИАЛ-АКТИВИРУЕМЫЕ Са2+-КАНАЛЫ.

1.2.1. Различные типы Са" тока по физиологическим и фармакологическим свойствам.

1.2.2. Структура и некоторые молекулярные свойства потенциалакгивируемых Са +-каналов.

1.2.3. Разнообразие потенциал-активируемых Са2+-каналов.

1.2.4. Потенциал-активируемые Са2+-каналы нейронов

Lymnaea stagnali.

1.3 ЯДЫ ЗМЕЙ - ИСТОЧИК АКТИВНЫХ АГЕНТОВ ДЛЯ

ИССЛЕДОВАНИЯ РЕЦЕПТОРОВ И КАНАЛОВ.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1.Объект.

2.2. Изолирование нейрона.

2.3. Внутриклеточная перфузия.

2.4. Изготовление пипетки.

2.5. Конструкция камеры и система протоков.

2.6. Растворы.

2.7. Апликация агонистов и возбуждение тока через Са2+-каналы.

2.8. Регистрация трансмембранного тока.

2.9. Электрофизиологическая установка.

2.10. Обработка результатов.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ПО ХАРАКТЕРИСТИКЕ ОБЪЕКТА.

3.1. ИОННЫЙ МЕХАНИЗМ ДЕЙСТВИЯ АЦЕТИЛХОЛИНА.

3.1.1. Участие Na+.'.

3.1.2. Участие К+.

3.1.3. Участие С1".

3.2. СРАВНЕНИЕ ДЕЙСТВИЯ АЦЕТИЛХОЛИНА И АГОНИСТОВ.

3.2.1. Ацетилхолин.

3.2.2. Холин.

3.2.3. Цитизип.

3.2.4. Проверка аддитивности действия ацетилхолина и цитизина.

3.2.5. Диметилфеиилпиперазин.

3.2.6. Суберилдихолин.

3.3. ДЕЙСТВИЕ а-КОНОТОКСИНА IMI НА ТОК, ВЫЗВАННЫЙ РАЗЛИЧНЫМИ АГОНИСТАМИ.

3.3.1. а-Конотоксин Iml против ацетилхолина.

3.3.2. а-Конотоксин Iml против цитизина.

3.3.3. а-Конотоксин Iml против диметилфенилпиперазина.

3.3.4. а-Конотоксин Iml против суберилдихолипа.

3.4. ДЕЙСТВИЕ ДРУГИХ а-КОНОТОКСИНОВ И АНТАГОНИСТОВ.

3.4.1. Действие а-конотоксина МП.

3.4.2. Действие а-конотоксина Vc I.I.

3.4.3. Действие а-конотоксина [D12KJS1A.

3.4.4 Действие а-конотоксина Imll.

3.4.5. Действие стрихнина.

3.4.6. Действие а-конотоксинов [A10L]PnIA и [A10L,D14K]PnIA.

3.4.7. Проверка аддитивности действия Iml и [AlOLJPnIA.

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ПО ХАРАКТЕРИСТИКЕ ОБЪЕКТА.

5. ПОИСК В ЯДАХ ЗМЕЙ Б ЛОКАТОРОВ nAChRs И Са2+-КАНАЛОВ.

5.1. ДЕЙСТВИЕ ЦЕЛЬНЫХ ЯДОВ.

5.2. ДЕЙСТВИЕ ФРАКЦИЙ ЯДА АФРИКАНСКОЙ ГАДЮКИ B.arietans.

5.3. ДЕЙСТВИЕ ФРАКЦИЙ ДРУГИХ ЯДОВ ЗМЕЙ.

6. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ПО ПОИСКУ В ЯДАХ ЗМЕЙ БЛОКАТОРОВ nAChRs И Са2+-КАНАЛОВ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Поиск в ядах змей соединений, активных в отношении никотиновых рецепторов ацетилхолина и потенциал-активируемых кальциевых каналов»

Лиганд- и потенциал-управляемые ионные каналы играют ведущую роль в электрогенезе клеток, в том числе, в быстрой синаптической передаче сигнала в центральной и периферической нервной системе, регуляции освобождения нейротрансмиттеров, в формировании потенциала действия, быстром изменении внутриклеточной концентрации ионов,' запуске каскада биохимических реакций. Рецепторы и каналы участвуют в управлении всех функций организма, в когнитивной функции мозга, в формировании памятного следа, а нарушения их работы или экспрессии приводят к тяжелым нейродегенаратнвным заболеваниям.

Множественность подтипов рецепторов и каналов требует иметь в руках большой набор высокоактивных и избирательных агентов для исследования механизма отдельных этапов физиологических процессов и направленного вмешательства. Богатым источником высокоактивных антагонистов (и, реже, активаторов) являются яды змей, пауков, моллюсков, рыб. Яды змей представляют собой многокомпонентные смеси соединений в основном полипептидной природы, имеющие разные мишени в организме жертвы. Благодаря этому возможно одновременное поражение этих мишеней и быстрая смерть или обездвиживание. К настоящему времени наиболее подробно исследованы яды змей семейства Elapidae. В ядах крайтов, кобр и мамбы содержатся длинные а- нейротокенны, имеющие высокое сродство к никотиновым ацетилхолиновым рецепторам (nAChRs) мышц. С помощью одного из них - а-бунгаротоксина (а-ВТх) был помечен, выделен и подробно исследован nAChR электрического органа ската. Есть немногочисленные сведения о наличии в ядах элапид полипептидов, блокирующих потенциал-активируемые каналы. Из яда моллюсков рода Conus получены а- и со-конотоксины с высокой избирательностью к разным подтипам рецепторов и каналов, некоторые из которых вошли в фармакологическую практику.

Несмотря на наличие большого числа селективных пептидных и белковых токсинов, потребность в новых лигандах остается очень высокой. Такие соединения могут быть обнаружены в новых или мало изученных ядах. О нейроактивных пептидах из яда змей семейства Viperidae известно очень мало. Поиск в ядах этих змей компонентов, активных в отношении различных типов рецепторов и ионных каналов, представляется перспективным, так как в результате могут быть получены соединения с новыми фармакологическими свойствами, которые могут быть применены как для исследования каналов, так впоследствии и для практических медицинских целей.

Важно подобрать объект, на котором будет производиться поиск. Широкое распространение получил метод экспрессии лнганд- и потенциал-управляемых каналов, при котором точно известна мишень. Однако свойства экспрессированых рецепторов не всегда совпадают со свойствами нативных [Nicke et ai. 2004]. Причины могут заключаться в неправильной сборке рецепторов (стехиометрия и последовательность субъединиц), в альтернативном сплайсинге генов, редактировании РНК, отличиях посттрансляционной модификации рецепторов при экспрессии. Поэтому важно дополнительно испытывать вещества па нативных рецепторах.

В нейронах прудовика Lymnaea stagnalis экспрессируются nAChRs и потенциал-управляемые ионные каналы (кальциевые, калиевые, натриевые). Известно, что nAChRs и Са -каналы нейронов прудовика по многим свойствам сходны с аналогичными структурами нейронов позвоночных. Поэтому нейроны прудовика могут использоваться для предварительного поиска соединений, активных на эшх мишенях, к тому же они более доступны по сравнению с нервными клетками млекопитающих.

1.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Горбачева, Елена Владимировна

выводы

1. Показано, что идентифицированные нейроны из париетальных ганглиев

Lymnaea stagnalis содержат анион-проводящие nAChRs, по фармакологическому

2+ профилю сходные с а7 подтипом nAChRs позвоночных, и потенциал-активируемые Са каналы. Поэтому они могут использоваться для поиска новых соедииений, избирательных в отношении этих мишеней.

2. Обнаружена способность цельных ядов змей семейства Viperidae блокировать а7 подобные nAChRs и потенциал-активируемые Са2+-каналы, а также способность яда кобры (семейство Elapidae) блокировать последние.

3. Проведен анализ активности 69 фракций, полученных в результате разделения ядов пяти видов змей с использованием различных видов жидкостной хроматографии. Выявлено 16 фракций яда гадюк, обладающих наибольшей способностью блокировать nAChRs и/или Са -каналы. Показано, что яд кобры содержит одну фракцию, активную в отношении

Са2+ -каналов.

4. Выявлена избирательность трех фракций яда гадюк в отношении а7

9+ подобных nAChRs и трех фракций в отношении потенциал-активируемых Са -каналов.

5. В яде африканской гадюки впервые идентифицированы две группы полипептидов, одни из которых хорошо и избирательно блокируют al подобные nAChRs, а другие - избирательно блокируют потенциал-активируемые Са2+-каналы.

6. Полученные результаты свидетельствуют о перспективности дальнейшего исследования ядов змей семейства Viperidae с целью получения новых нейроактивных соединений.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проведенных экспериментов мы установили, что в идентифицированных нейронах двух париетальных ганглиев L. stagnalis экспрсссируются nAChRs, однородные п<э ионному механизму ответа на ACh. Все эти рецепторы управляют хлорной проводимостью, как было показано ранее для нендентифицированных нейронов прудовика (Кислов, Казаченко, 1974). Подтверждено и дополнено новыми данными предположение о сходстве этих nAChRs с al подтипом nAChRs нейронов позвоночных. В частности, показано: (1) ответ на ACh подавляется а-кобратоксином, избирательным антагонистом nAChRs мышечного типа и нейронных гомоолигомерных nAChRs позвоночных, но не а-конотоксинами GI, MI, SIA — блокаторами мышечных nAChRs; (2) ток, вызванный ацегилхолином или другими агонистами nAChRs, подавляется низкими концентрациями а-конотоксина Iml, избирательного антагониста' а7 и, по некоторым данным, аЗр2 nAChRs, но не а-конотоксином МП, высоко избирательным антагонистом аЗр2/а6 рецепторов; (3) nAChRs прудовика отличаются от другого гомоолигомерного nAChR позвоночных, а9, по отсутствию чувствительности к а-конотоксину Vc I.I. и по высокой эффективности агонистов цитизина и никотина; (4) холин, полный агонист al nAChRs, но очень слабый частичный агонист всех гетеромерных nACliRs позвоночных, является полным агонистом nAChRs прудовика; (5) стрихнин, антагонист рецепторов глицина и гомоолигомсрных nAChRs позвоночных, блокирует nAChRs прудовика. На этом основании мы пришли к заключению, что идентифицированные нейроны прудовика могут быть использованы в качестве тест-объекта для скрининга соединений, активных по отношению к al типу nAChRs.

Поскольку все нейроны прудовика генерируют входящий Са2+ ток в ответ на сдвиг потенциала в сторону деполяризации, эти нейроны могут быть также параллельно использованы для поиска блокаторов соответствующих каналов.

В результате испытания цельных ядов семи видов змей впервые обнаружена способность этих ядов блокировать al подобные nAChRs и потенциал-активируемые Са каналы. Проведено исследование активности фракций, полученных в результате разделения ядов пяти видов змей с использованием различных видов хроматографии. В целом, проведен анализ 69 различных фракций. При этим обнаружены фракции, обладающие наибольшей активностью и избирательностью по отношению к nAChRs и потенциал-акгивируемым Са -каналам. Наиболее избирательными по отношению к nAChRs оказались высокомолекулярные фракции яда африканской гадюки и гадюки Никольского. В отношении потенциал-активируемых Са -каналов избирательными оказались низкомолекулярные фракции ядов тех же змей. Таким образом, в ядах змей семейства Viperidae впервые обнаружены активные избирательные блокаторы al-подобных nAChRs и потенциал-активируемых

Са2+

-каналов, а в яде кобры (сем.

Elapidae) - блокатор(ы) Са2+-каналов. В дальнейшем предстоит уточнить тип(ы) 2+ потенциал-активируемых Са -каналов, чувствительных к наиденным соединениям и выяснить структуру полипептидов, проявляющих обнаруженные виды активности.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Горбачева, Елена Владимировна, 2008 год

1. Вульфиус Е.А., Зеймаль Э.В. // Характеристика холинорецепторов гигантских нервных клеток брюхоногих моллюсков // В кн.: Синаптические процессы. Киев, Наукова Думка 1967, стр. 121-135

2. Катц Б. // Нерв, мышца, синапс // Москва, Мир, 1968, стр. 59-91

3. Кислов А.Н., Казаченко В.II. // Ионные токи активированной холинорецептивной мембраны изолированных гигантских нейронов прудовика // В сб.: Биофизика живой клегки Пущино, 1974, 4: 39-44

4. Костюк П.Г., Крышталь О.А. Цыдренко А.Я. // Разделение натриевых и кальциевых каналов в поверхностной мембране нервных клеток моллюсков // Нейрофизиология 1976,8: 183-191

5. Крышталь О.А., Пидопличко В.И. // Внутриклеточная перфузия гигантских нейронов улитки // Нейрофизиология 1975, 7: 327-329

6. Пономарев В.Н., Нарушевичус Э.В., Чемерис Н.К. // Блокирующее действие ионов никеля, кобальта, марганца, и магния на величину входящего тока через кальциевые каналы нейронов прудовика Lymnaea stagnalis II Нейрофизиология 1980, 12: 211-213

7. Скок В.И., Селянко А.А., Деркач В.А., // Нейрональные холинорецепторы // Москва, Наука, 1987

8. Скок М.В. // Н1котинов1 рецептори нейронного типу: будова i функцп у клггинах р1зного похождения // Укр. 6ioxiM. ж. 2004, 76: 5-15

9. Ahlijanian М.К., Wcstenbroek R.E., Catterall W.A. // Subunit structure and localization of dihydropyridine-sensitive calcium channels in mammalian brain, spinal cord, and retina //Neuron 1990, 4: 819-832

10. Alkondon M., Albuquerque E.X. // Diversity of nicotinic acetylcholine receptors in rat hippocampal neurons. I Pharmacological and functional evidence for distinct structural subtypes // J. Pharmacol Exp Ther. 1993, 265: 1455-1473

11. Alkondon M., Pereira E.F.R., Cortes W.S., Maelicke A., Albuquerque E.X. // Choline is a selective agonist of al nicotinic acetylcholine receptors in rat brain neurons // Eur. J. Neurosci. 1997, 9: 2734-2742

12. Andreev A.A., Veprintsev B.N., Vulfius C.A. // Two-component desensitization of nicotinic receptors induced by acetylcholine agonists in Lymnaea stagnalis neurones // J. Physiol. 1984, 353: 375-391

13. Arias H.R. // Topology of ligand binding sites on the nicotinic acetylcholine receptor // Brain Research Reviews. 1997, 25:133-191

14. Ascher P. and Nowak L. // The role of divalent cations in the N-methyl-D-aspartate responses of mouse central neurons in culture // J. Physiol. 1988, 399: 247-266

15. Barnard E.A. // Receptor classesand the transmitter-gated ion channels //Trends in Biochem. Sci. 1992, 17: 368-374

16. Bean B.P. // Classes of calcium channels in vertebrate cells // Annu. Rev. Physiol. 1989a, 5k 367-384

17. Bean B.P. // Neurotransmitter inhibition of neuronal calcium currents by changes in channel voltage dependence //Nature 1989b, 340: 153-156

18. Bertrand D., Ballivet M., Rungger D. // Activation and blocking of neuronal nicotinic acetylcholine receptor reconstituted in Xenopus oocytes // Proc Natl. Acad. Sci. USA 1990, 87: 1993-1997

19. Bertrand D., Bertrand S., Ballivet M. // Pharmacological properties of the homomeric al receptor//Neurosci. Lett. 1992,146: 87-90

20. Buisson В., Gopalakrishnan M., Arneric S.P., Sullivan J.P., Bertrand D. // Human a4p2 neuronal nicotinic acetylcholine receptor in HEK 293 cells: a patch-clamp study // J. Neurosci 1996, 16: 7880-7891

21. Carbone W., Lux H.D. // A low voltage-activated, fully inactivating Ca channel in vertebrate sensory neurones //Nature 1984, 310: 501-502

22. Cartier G.E., Yoshikami D., Gray W.R., Luo S., Olivera B.M. and Mcintosh J.M., // A new a-conotoxin which targets a3|32 nicotinic acetylcholine receptors // J.Biol.Chem. 1996,271: 7522-7528

23. Castro N.G. and Albuquerque E.X. // а-Bungarotoxin-sensitive hippocampal nicotinic receptor channel has a high calcium permeability // Biophys. J. 1995, 68: 516-524

24. Catterall W.A. // Structure and regulation of voltage-gated Ca2+ channels // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2002, 16: 521-555

25. Celie P.H.N., van Rossum-Fikkert S.E., van Dijk W.J. Brejc K., Smit A.B., Sixma Т.К. // Nicotine and carbamylcholine binding to nicotinic acetylcholine receptors as studied in AChBP crystal structures //Neuron 2004, 41: 907-914

26. Celie P.H.N., Kasheverov I.E., Mordvintsev D.Y., et.al. // The AChBP — a-conotoxin structure: toward receptor-selective ligands for nicotinic receptors // Nature, Structural and Molecular Biology 2005, 12: 582-588

27. Chang F.C., Hosey M.M. // Dihydropyridine and phenylalkylamine receptors associated with cardiac and skeletal muscle calcium channels are structurally different // J. Biol. Chem. 1988,263: 18929-37

28. Chemeris N.K. Bocharova L.S., Geletyuk V.I. // Trypsin-induced masking of tetrodotoxin receptor of the sodium channels in mollusk neurons // Bioehimica et Biophysica Acta. 1980, 599: 731-735

29. Chemeris N.K., Kazachenko V.N., Kislov A.N., Kurchikov A.L. // Inhibition of acetylcholine responses by intracellular calcium in Lymnaea stagnalis neurones // J. Physiol 1982,323: 1-19

30. Curtis B.M., Catterall W.A. // Phosphorylation of the calcium antagonist receptor of the voltage-sensitive calcium channel by cAMPdependent protein kinase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1985, 82: 2528-32

31. Curtis B.M., Catterall W.A. // Purification of the calcium antagonist receptor of the voltage-sensitive calcium channel from skeletal muscle transverse tubules // Biochemistry 1984, 23: 2113-18

32. De Jongh K.S., Merrick D.K., Catterall W.A. // Subunits of purified calcium channel: a 212-kDa form of al and partial amino acid sequence of a phosphorylation site of an independent p subunit//Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1989, 86: 8585-89

33. De Jongh K.S., Warner C., Catterall W.A. // Subunits of purified calcium channels. a2 and 5 are encoded by the same gene // J. Biol. Chem. 1990, 265: 14738^11

34. De Weille J.R., Schweitz H., Maes P., Tartar A., Lazdunski M. // Calciseptine, a peptide isolated from black mamba venom, is a specific blocker of the L-type calcium channel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991, M: 2437-2440

35. Di Virgilio F and Solini A. // P2 receptors: new potential players in atherosclerosis // Br J Pharmacol 2002, \35: 831-8421. OA

36. Doorty K.B., Bevan S., Wadsworth J.D.F., Strong P.N. // A novel small conductance Caiactivated K+ channel blocker from Oxyuranus scutellatus Taipan venom // J. Biol. Chem. 1997.272: 19925-19930

37. Dubel S.J., StaiT T.V., Hell J.B., Ahlijanian M.K., Enyeart J.J., et al. // Molecular cloning of the al subunit of an co-conotoxin-sensitive calcium channel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1992, 89; 5058-62

38. Elgoyhen A.B., Johnson D.S., Boulter J., Vetter D.E., Heinemann S. // a9: An acetylcholine receptor with novel pharmacological properties expressed in rat cochlear hair cells // Cell 1994, 79: 705-715

39. Elgoyhen А.В., Vetter D.E., Katz E., Rothlin C.V., Heinemann S.F., Boulter J. // alO: A determinant of nicotinic cholinergic receptor function in mammalian vestibular and cochlear mechanosensory hair cells // Proc Natl Acad Sci USA 2001, 98; 3501-6

40. Ellis S.B., Williams M.E., Ways N.R., Brenner R., Sharp A.H., et al. // Sequence and expression of mRNAs encoding the al and a28 subunits of a DHP-sensitive calcium channel // Science 1988, 241: 1661-64

41. Ellison M, Mcintosh JM, Olivera BM. // Alpha-conotoxins Iml and Imll. Similar alinicotinic receptor antagonists act at different sites // J Biol Chem. 2003, 278: 757-64

42. Galzi J-L., Devillers-Thiery A., Hussy N., Bertrand S., Changeux J-P., Bertrand D. // Mutations in the channel domain of a neuronal nicotinic receptor convert ion selectivity from cationic to anionic // Nature 1992, 359: 500-505

43. Gakhova E.N., Zherelova O.M., Kislov'A.N., Krasts I.V., Chemeris N.K. and Veprinsev B.N. // Isolated neurons in nudibranchia mollusk: kinetics of Ca and Na currents upon action potential generation // Сотр. Biochem. Physiol 1979, 64A: 313-316

44. Gerzanich V., Anand R., Lindstrom J. // Homomers of a8 and al subunits of nicotinic receptors exhibit similar channel but contrasting binding site properties // Mol. Pharmacol. 1994, 45:212-220

45. Gotti C., Moretti M., Gaimarri A., Zanardi A., Clementi F., Zoli M., // Heterogeneity and of complexity native brain nicotinic receptors // Biochemical Pharmacology 2007, 74: 1102-1111

46. Gray R., Rajan A.S., Radcliffe K.A., Yakehiro M., Dani J.A. // Hippocampal synaptic transmission enhanced by low concentrations of nicotine //Nature 1996, 383: 713-716

47. Hamilton S.L., Yatani A., Hawkes M.J., Redding K., Brown A.M. // Atrotoxin: a specific agonist for calcium currents in heart // Science 1985, 229: 182-184

48. Hansen S.B., Talley T.T., Radio Z., Taylor P. // Structural and ligand recognition characteristics of an acetylcholine-binding protein from Aplysia californica // J.Biol.Chem. 2004, 279: 24197-24202

49. Hess P., Lansman J.B., Tsien R.W. // Differential modes of Ca channel gating behaviour favoured by dihydropyridine Ca agonists and antagonists // Nature 1984, 311: 538-44

50. Janes R. // a-Conotoxins as selective probes for nicotinic acetylcholine receptor subclasses // Current Opinion in Pharmacology 2005, 5: 280-292

51. Jay S.D., Ellis S.B., McCue A.F., Williams M.E., Vedvick T.S., et al. // Primary structure of the gamma subunit of the DHP-sensitive calcium channel from skeletal muscle // Science 1990,248: 490-92

52. Jerelova O.M., Krasts I.V., Veprintsev B.N. // The effect of sodium, calcium and magnesium on the amplitude of the action potential from giant neurons of Limnaea stagnalis//Сотр. Biochem. Physiol. 1971. 40A: 281-293

53. Johnson D.S., Martinez J., Elgoyhen A.B., Heinemann S.F., Mcintosh J.M. // a-Conotoxin Iml exhibits subtype-specific nicotinic acetylcholine receptor blockade: preferential inhibition of homomeric al and a9 receptors // Mol. Pharmacol. 1995, 48: 194-199

54. Karlin A. and Akabas M.H. // Toward a structural basis for the function of nicotinic acetylcholine receptors and their cousins // Neuron 1995, j5: 1231-1244

55. Karlin A. // Emerging structure of the nicotinic acetylcholine receptors // Nature 2002, 3i 102-114

56. Kazachenko V.N., Kislov A.N., Veprintsev B.N. //Cholinoreceptive membrane inactivation caused by depolarization of Lymnaea stagnalis neurones // Сотр. Biochem. Physiol. 1979, 63C: 61-66

57. Kehoe JS. // Ionic mechanisms of a two-component cholinergic inhibition in Aplysia neurons // J. Physiol (Lond) 1972 a, 225: 85-114

58. Kehoe JS. // Three acetylcholine receptors in Aplysia neurons // J. Physiol (Lond) 1972 b, 225: 115-146

59. Kehoe JS., Mcintosh J.M. // Two distinct nicotinic receptors, one pharmacologically similar to the vertebrate a7-containing receptor, mediate CI currents in Aplysia neurons // J. Neurosci. 1998,18:8198-8213

60. Kehoe JS., Sealock R., Bon C. // Effects of a-toxins from Bungarus multicinctus and Bungarus caeruleus on cholinergic responses in Aplysia neurones // Brain Res. 1976, 107: 527-540

61. Khiroug S.S., Harkness P.C., Lamb P.W., Sudwccks S.N., Khiroug L., Millar N.S., Yakel J.L. // Rat nicotinic ACh receptor a7 and P2 subunits co-assemble to form functional heteromeric nicotinic receptor channels // J. Physiol. (London) 2002, 540: 425-434

62. Magoski N.S., Syed N.I., Bulloch A.G.M. // A neuronal network from the mollusc Lymnaea stagnalis // Brain Res. 1994, 645: 201-214

63. Martin-Moutot N., Charvin N., Leveque C., Sato K., Nishi Т., et al. // Interaction of SNARE complexes with P/Q-type calcium channels in rat cerebellar synaptosomes // J. Biol. Chem. 1996. 271: 6567-70

64. McArdle J.J, Lentz T.L., Witzemann V., Schwarz H., Weinstein S.A., Schmidt J.J., Waglerin-1 selectively blocks the epsilon form of the muscle nicotinic acetylcholine receptor // J Pharmacol. Exp. Ther. 1999, 289: 543-50

65. McEnery M.W., Snowman A.M., Sharp A.H., Adams M.E., Snyder S.H. // Purified co-conotoxin GVIA receptor of rat brain resembles a dihydropyridine-sensitive L-type calcium channel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991, M: 11095-99

66. Mcintosh J.M., Azam L., Staheli S., Dowell C.,. Lindstrom J.M, Kuryatov A., Garrett J.E., Marks M.J., and Whiteaker P.// Analogs of a-Conotoxin Mil are selective for a6-containing nicotinic acetylcholine receptors // Mol. Pharmacol. 2004, 65: 944-952

67. Miljanicr G.P. // Ziconitide: neuronal calcium channel blocker for treating severe chronicpain// Curr. Med. Chem. 2004, П: 3029-3040f

68. Mikami A., Imoto K., Tanabe Т., Niidome Т., Mori Y., et al. // Primary structure and functional expression of the cardiac dihydropyridine-sensitive calcium channel // Nature 1989, 340: 230-33

69. Millar N.S. // Assembly and subunit diversity of nicotinic acetylcholine receptors // Bioch. Soc. Trans. 2003, 31: 869-874

70. Mori Y., Friedrich Т., Kim M-S., Mikami A., Nakai J., et al. // Primary structure and functional expression from complementary DNA of a brain calcium channel // Nature 1991,350: 398-402

71. Mourier G., Servent D., Zinn-Justin and S. Menez A. // Chemical engineering of a three-fingered toxin with anti-a7 neuronal nicotinic acetylcholine receptor activity // Protein Engineering2000,13: 217-225

72. Nirthanan S. Gwee M. // Three-finger neurotoxins and the nicotinic acetylcholine receptor, forty years on // J. Pharmacol. Sci. 2004, 94: 1-17

73. Nowycky M.C., Fox A.P., Tsien R.W. // Three types of neuronal calcium channel with different calcium agonist sensitivity // Nature 1985, 316: 440-43

74. Olale F., Gerzanich V., Kuryatov A., et.al. // Chronic nicotine exposure differentially affects the function of human аЗ, а4, and а7 neuronal nicotinic receptor subtypes // J Pharmacol Exp Ther. 1997, 283: 675-683

75. Olivera, BM, WR Gray, R Zeikus, JM Mcintosh, J Varga, J Rivier, V De Santos, and LJ Cruz //Peptide neurotoxins from fish-hunting conc snails // Science 1985,230: 1338-1343

76. Ortells M. О and Lunt G.G. // Evolutionary history of the ligand-gated ion-channel superfamily of receptors // TINS 1995, 18: 121-127

77. Papke R.L., Bencherif М., Lippiello P. // An evaluation of neuronal nicotinic acetylcholine receptor activation by quaternary nitrogen compounds indicates that choline is selective for the al subtype //Neurosci. Lett. 1996, 2ЛЗ\201-204

78. Papke R.L. Heinemann S.F. // Partial agonist properties of cytisine on neuronal nicotinic receptors containing the |32 subunit//Mol. Pharmacol. 1994, 45: 142-149

79. Pereira E.F., Alkondon M., Mcintosh J.M., Albuquerque E.X. // a-Conotoxin-Iml: а competitive antagonist at a-bungarotoxin-sensitive neuronal nicotinic receptors in hippocampal neurons // J Pharmacol Exp Ther. 1996, 278: 1472-1483

80. Perez-Reyes E., Kim H.S., Lacerda A.E., Home W., Wei X.Y., et al. // Induction of calcium currents by the expression of the alpha 1-subunit of the dihydropyridine receptor from skeletal muscle // Nature 1989, 340: 233-36

81. Reuter H. // The dependence of slow inward current in Purkinje fibres on the extracellular calcium-concentration // J. Physiol. 1967, 192: 479- 92

82. Reuter H. // Properties of two inward membrane currents in the heart // Annu. Rev. Physiol. 1979,41: 413-24

83. Role L.W., Berg D.K. // Nicotinic receptors in the development and modulation of CNS synapses//Neuron 1996,16: 1077-1085

84. Rossetto O., Morbiato L., Caccin P., Rigoni M., Montecucco C. Presynaptic enzymatic neurotoxins // J. Neurochem. 2006, 97: 1534-1545

85. Rothlin C.V., Katz E., Verbitsky M., Elgoyhen A.B. // The a9 nicotinic acetylcholine receptor shares pharmacological properties with type A y-aminobutyric acid, glycine, and type 3 serotonin receptors // Mol. Pharmacol. 1999, 55: 248-254

86. Ruth P., Rohrkasten A., Bicl M., Bosse E., Regulla S., et al. // Primary structure of the beta subunit of the DHP-sensitive calcium channel from skeletal muscle // Science 1989, 245: 1115- 18

87. Sargent P.B. // The diversity of neuronal nicotinic acetylcholine receptors // Annu. Rev. Neurosci. 1993,16:403-443

88. Sather W.A., Tanabe Т., Zhang J-F., Mori Y., Adams M.E., et al. // Distinctive biophysical and pharmacological properties of class A (BI) calcium channel ai subunits // Neuron 1993,Ц: 291-303

89. Schmidt J.J., Weinstein S.A., Smith L.A. Molecular properties and structure-function relationships of lethal peptides from venom of Wagler's pit viper, Trimeresurus wagleri // Toxicon. 1992,30: 1027-1036

90. Servent D., Winckler-Dietrich V., Hu H.Y., Kessler P., Drevet P., Bertrand D., Menez A. // Only snake curaremimetic toxins with a fifth disulfide bond have high affinity for the neuronal al nicotinic receptor // J. Biol. Chem. 1997, 272: 24279-24286

91. Sine S.M. and Engel A.G. // Recent advances in Cys-loop receptor structure and function // Nature 2006, 440: 448-455

92. Singer D., Biel M., Lotan I., Flockerzi V., Hofmann F., et al. // The roles of the subunits in the function of the calcium channel // Science 1991. 253: 1553-57

93. Snutch T.P., Tomlinson W.J., Leonard J.P., Gilbert M.M. // Distinct calcium channels are generated by alternative splicing and are differentially expressed in the mammalian CNS. //Neuron 1991,7: 45-57

94. Spafford J.D., Munno D.W., vanNierop P., Feng Z.P., Jarvis S.E., Gallin W.J., Smit A.B.,

95. Zamponi G.W., Syed N.I. // Calcium channel structural determinants of synapticitransmission between identified invertebrate neurons // J. Biol. Chem. 2003, 278: 42584267

96. Stea A., Tomlinson W.J., Soong T.W., Bourinet E., Dubel S.J., et al. // The localization and functional properties of a rat brain сцд calcium channel reflect similarities to neuronal Q- and P-type channels // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1994, 9L 10576-80

97. Takahashi M., Seagar M.J., Jones J.F., Reber B.F., Catterall W.A. // Subunit structure of dihydropyridine-sensitive calcium channels from skeletal muscle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1987, 84: 5478-82

98. Tanabe Т., Takeshima H., Mikami A., Flockerzi V., Takahashi H., et al. // Primary structure of the receptor for calcium channel blockers from skeletal muscle // Nature 1987, 328: 313-18

99. Tauc L., Gerschenfeld H. //A cholinergic mechanism of inhibitory synaptic transmission in a molluscan nervous system // J. Neurophysiol. 1962, 25: 236-262

100. Tsetlin V. // Snake venom a-neurotoxins and other 'three-finger' proteins // Eur. J. Biochem. 1999, 264: 281-286

101. Tsetlin V.I., Hucho F. // Snake and snail toxins acting on nicotinic acetylcholine receptors: fundamental aspects and medical applications // FEBS Lett. 2004, 557: 9-13

102. Tsien R.W., Lipscombe D., Madison D.V., Bley K.R., Fox A.P. // Multiple types of neuronal calcium channels and their selective modulation // Trends Neurosci. 1988, 11: 431-38

103. Unwin N. // Refined structure of the nicotinic acetylcholine receptor at 4 A ° resolution // J Mol Biol. 2003,46: 967-989

104. Vazquez R.W., Oswald R.E. // Identification of a new amino acid residue capable of modulating agonist efficacy at the homomeric nicotinic acetylcholine receptor, a7 II Mol. Pharmacol. 1999,55: 1-7

105. Vulfius C.A., Krasts I.V., Utkin Yu.N., Tsetlin V.I. // Nicotinic receptors in Lymnaea stagnalis neurons are blocked by a-neurotoxins from cobra venoms // Neurosci. Lett. 2001,309: 189-192

106. Vulfius C.A., Tumina O.B., Kasheverov I.E., Utkin Yu.N., Tsetlin V.I. // Diversity of nicotinic receptors mediating СГ current in Lymnaea neurons distinguished with specific agonists and antagonist // Neurosci. Lett. 2005, 373: 232-236

107. Watanabe T.X., Itahara Y., Kuroda H., Chen Y.N., Kimura Т., Sakakibara S. Smooth muscle relaxing and hypotensive activities of synthetic calciseptine and the homologous snake venom peptide FS2. // Jpn. J. Pharmacol. 1995, 68: 305-313

108. Witcher D.R., De Waard M., Sakamoto J., Franzini-Armstrong C., Pragnell M., et al. // Subunit identification and reconstitution of the N-type Ca2+ channel complex purified from brain // Science 1993, 261: 486-89

109. Yamazaki Y., Koike H., Sugiyama Y., Motoyoshi K., Wada Т., Hishinuma S., Mita M., Morita T. Cloning and characterization of novel snake venom proteins that block smoothmuscle contraction // Eur. J. Biochem. 2002, 269: 2708-2715

110. Yamazaki Y. and Morita T. Structure and function of snake venom cysteine-rich secretory proteins // Toxicon 2004, 44: 227-231

111. Yang S.N., Larsson O., Branstrom R., Bertorello A.M., Leibiger В., et al. // Syntaxin 1 interacts with the L-D subtype of voltage-gated Ca2+ channels in pancreatic beta cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999, 96: 10164-69

112. Zeimal E.V. and Vulfius E.A. // The action of cholinomimetics and cholinolytics on the Gastropod neurons //Neurobiology of invertebrates 1968, Budapest, Academiai kiado, P. 255-265t

113. Zhang Z-w. Vijayaraghavan S., Berg D.K. // Neuronal acetylcholine receptors that bind a-bungarotoxin with high affinity function as ligand-gated ion channels // Neuron 1994, 12: 167-177

114. СПИСОК УСЛОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙа.о. — аминокислотный остаток

115. ВАХ — вольт-амперная характерстика

116. ЦНС ■— центральная нервная системаэдс — электродвижущая сила1. ACh — ацетилхолин

117. AChBP — ацетилхолин-связывающий белока-ВТх — а-бунгаротоксин нейротоксин из яда змеи полосатый крайт,

118. Bungarus multicinctus Choi — холин Cyt — цитизин SbCh — суберилдихолин Str — стрихнин

119. DMPP — диметилфенилпиперазин

120. ECso— концентрация агониста, способная вызывать ток, равный половине отамплитуды максимального ответа GABA — гамма-аминомасляная кислота GIu — глутаматI

121. Gly — глицин 5НТ — серотонин1ша\ — амплигуда тока в момент пика1С5о— концентрация антагониста, уменьшающая в два раза ответ на агонист1.l, Imll — а-конотоксиньг из морского моллюска Conus imperialis

122. MI, МП, GI, PnIA — а-конотоксины из Com/s magus, С. geographus, С. permaceus,соответственно MLA — метилликаконитин nAChR — никотиновый рецептор ацетилхолина Nic — никотин

123. NMDA — N-MeTHJi-D-acnapraT

124. NMDG+— N-метил-О-глюкозамин (N-methyl-D-glucamine)

125. NTH, a-CTx, WTx —альфа-нейротоксины из из яда кобр Naja oxiana и N. kaouthia (соответственно: короткий, длинный и слабый)

126. D12K.SIA, AlOLjPnIA, [A10L,D14K]PnIA — мутанты соответствующих а-коногоксинов Pca,PNa— проницаемость для Са2+, Na+ Rin) Rout—- внутриклеточный и наружный раствор. Rs— рецепторы

127. Vh — поддерживаемый потенциал