Особенности рециклирования синаптических везикул в нервно-мышечных синапсах лягушки и мыши тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Захаров, Андрей Викторович

• Захаров, Андрей Викторович
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Захаров, Андрей Викторович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Актуальность исследования.

Цель и задачи исследования.

Положения, выносимые на защиту.

Научная новизна.

Научно-практическая ценность.

Апробация работы.

Структура и объём диссертации.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Строение и функция синапса. Деление везикул на группы и подвижность их в нервном окончании.

1.2. Основные этапы везикулярного цикла.

1.2.1. Экзоцитоз. Докирование, праймирование, полное и частичное слияние синаптических везикул.

1.2.2. Эндоцитоз. Основные свойства процесса восстановления мембранного материала, судьба вновь образованных везикул.

1.2.3. Движение везикул между кластерами.

1.3. Моделирование как способ обобщения знаний о синаптической передаче и как метод исследования везикулярного цикла.

1.3.1. Теоретические подходы к изучению синаптического проведения.

1.3.2. Описание динамики красителя.

1.3.3. Современные подходы к моделированию процессов экзо-эндоцитоза.

2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Электрофизиология.

2.2. Квантовый анализ.

2.3. Флуоресцентная микроскопия.

2.4. Математическое моделирование.

Ограничения модели.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1.1. Изменение квантового состава ПКП при длительной высокочастотной активности.

3.1.2. Количественная оценка квантовой секреции медиатора при длительном высокочастотном раздражении.

3.1.3. Динамика загрузки красителя при длительном высокочастотном раздражении.

3.1.4. Динамика выгрузки FM 1-43 из двигательных НО при длительном высокочастотном раздражении.

3.1.5. Соотношение экзо- и эндоцитоза синаптических везикул при длительном высокочастотном раздражении.

3.1.6. Сопоставление кинетики секреции медиатора и динамики выгрузки красителя при длительном ритмическом раздражении. Определение минимального времени рециклирования синаптических везикул.

3.2. Моделирование рециклирования синаптических везикул.

3.2.1. Везикулярный цикл с точки зрения математического описания. Переменные и параметры модели.

3.2.2. Развитие модельного представления.

3.2.3. Модель с одним пулом везикул.

3.2.4. Модель с двумя пулами везикул и с одним типом эндоцитоза.

3.2.5. Детализация эндоцитоза в НО лягушки: модель с двумя типами эндоцитоза и двумя пулами везикул.

3.2.6. Модель с тремя пулами везикул.

3.2.8. Моделирование потери красителя FM 1-43 двигательными нервными окончаниями при высокочастотной активации.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности рециклирования синаптических везикул в нервно-мышечных синапсах лягушки и мыши»

Актуальность исследования.

Секреция медиатора из нервных окончаний происходит порциями - квантами - в результате экзоцитоза синаптических везикул [Heuser J.E. et al., 1979; Зефиров А.Л. Черанов С.Ю., 2000; Sudhof Т.С. 2004]. Образование новых везикул из фрагментов везикулярной мембраны осуществляется в процессе эндоцитоза [Gundelfinger et al., 2003; Зефиров A. Л., 2007а; Hinrichsen et al., 2006]. Вновь образованные везикулы снова подвергаются экзоцитозу. Кругооборот везикул и их повторное вовлечение в процесс секреции медиатора называется везикулярным циклом или рециклированием [Зефиров А.Л. 20076; Rizzoli S.O., Betz W.J, 2005; Heuser J.E. and Reese T.S., 1973; Richards D.A., et all., 2003; Kavalali E.T. 2006]. Важность его велика при высокочастотной активности синапсов как центральной, так и периферической нервной системы, т.к. благодаря повторному использованию везикул становится возможной продолжительная секреция медиатора. [Del Castillo J. and Katz В., 1954a; Heuser J.E. et al., 1979; Ceccarelli B. et al., 1979; Зефиров А.Л., 2007].

Определение параметров и свойств везикулярного цикла в настоящее время является сложной задачей, и пока нет единого мнения об общих принципах устройства и функционирования механизма рециклирования везикул. Предполагаются разные варианты разделения везикул на функциональные или структурные группы, называемые везикулярными пулами. Обсуждаются разные варианты участия везикулярных пулов в секреции медиатора [Elmqvist D., Quastel D. М. J., 1965; Scheggenburger R., et al., 2002; Rizzoli S.O., Betz W.J., 2005].

В настоящее время непрерывно ведутся исследования в данной области. Для изучения разных этапов рециклирования синаптических везикул наиболее часто применяются электрофизиологические методы и флуоресцентная микроскопия. Однако, несмотря на существенное развитие этих подходов, сами по себе они не могут раскрыть всех особенностей процессов, протекающих внутри нервного окончания, хотя и отражают их. Так с помощью электрофизиологических экспериментов по характеру изменения амплитуды постсинаптических ответов можно судить о скорости расходования квантов медиатора. Применение флуоресцентных красителей (FM 1-43 и др.) даёт возможность прямого наблюдения как экзоцитоза, так и эндоцитоза, везикул. Однако эти методы не позволяют проследить, как происходит взаимодействие различных пулов везикул во время высокочастотной активности синапса, ответить на вопрос об их количестве и путях возобновления [Betz W.J., Bewick G.S., 1992; Betz W.J., Bewick G.S., 1993; Зефиров А.Л. и др. 2003].

Процессы перехода везикул между пулами остаются практически неизученными. Более детально исследовать механизмы рециклирования везикул возможно благодаря применению описанных подходов в комплексе с математическим моделированием, которое позволяет обобщать экспериментальные данные и анализировать предположения, о причинах экспериментально наблюдаемых явлений. В данной работе проведено исследование процессов экзо- эндоцитоза и рециклирования синаптических везикул с применением комплекса методов, включающего электрофизиологию, флуоресцентную микроскопию и математическое моделирование.

Цель и задачи исследования.

Цель настоящей работы заключается в исследовании пресинаптического везикулярного цикла в двигательных нервных окончаниях холоднокровных и теплокровных животных, лягушки и мыши.

В соответствие с этой целью были поставлены следующие задачи:

1. Провести электрофизиологические эксперименты по исследованию динамики амплитуды и квантового состава ПКП в ходе длительного высокочастотного раздражения, отражающей истощение и возобновление запасов синаптических везикул, участвующих в секреции медиатора.

2. Провести анализ загрузки флуоресцентного красителя FM 1-43 в нервные окончания в процессе и после завершения высокочастотного раздражения для определения динамики эндоцитоза синаптических везикул во время и после высокочастотного раздражения.

3. Проанализировать динамику выгрузки красителя из НО при высокочастотной активности для оценки интенсивности экзоцитоза синаптических везикул.

4. Определить скорость рециклирования синаптических везикул в двигательных нервных окончаниях лягушки и мыши.

5. Построить различные варианты модели везикулярного цикла, позволяющие описать экспериментальные результаты, полученные с помощью электр о физиологического метода и флуоресцентной микроскопии.

6. Разработать метод поиска оптимальных значений параметров различных вариантов модели везикулярного цикла для определения степени согласованности этих вариантов с экспериментальными данными.

Положения, выносимые на защиту.

1. Везикулы в двигательных нервных окончаниях лягушки образуют три взаимодействующих пула. Восстановление везикул при высокочастотной активности обеспечиваю два типа эндоцитоза, и включение везикул в пулы происходит по двум различным путям.

2. Везикулы двигательных нервных окончаний мыши разделены на два пула, а восстановление везикул при высокочастотной активности обеспечивает один тип эндоцитоза. Скорость эндоцитоза прямопропорциональна общему количеству везикул, встроенных в пресинаптическую мембрану.

3. Разработаны модели везикулярных циклов в двигательных нервных окончаниях лягушки и мыши, позволяющие с высокой точностью описать динамику квантового состава ПКП и захват красителя нервными окончаниями при высокочастотной активности.

Научная новизна.

Впервые проведено сравнительное исследование экзо- эндоцитоза и рециклирования синаптических везикул в двигательных нервных окончания теплокровных и холоднокровных животных (лягушки и мыши). Рассчитаны времена рециклирования синаптических везикул. Созданы модели везикулярного цикла в нервных окончаниях лягушки и мыши, которые согласуются с данными электрофизиологических и оптических экспериментов. Разработан оригинальный программный комплекс, позволяющий эффективно решать задачу поиска оптимальных значений параметров модели везикулярного цикла и определять степени согласованности различных моделей с опытными данными. Отличительной особенностью разработанного математического подхода является система описания процесса захвата и потери красителя нервными окончаниями, которая дополняет традиционное описание взаимодействия везикулярных пулов.

Обосновано разделение везикул в двигательных нервных окончания лягушки на три пула, восстанавливающихся посредством двух типов эндоцитоза. Также показано, что в двигательных нервных окончания мыши везикул разделены на два пула, которые возобновляются посредство эндоцитоза одного типа.

Впервые благодаря сравнению и совместному анализу результатов электрофизиологических экспериментов и экспериментов с применением флуоресцентного красителя FM 1-43 показана возможность параллельной работы везикулярных пулов в двигательных нервных окончаниях лягушки. Кроме того, проведено разделение между двумя типами эндоцитоза, дающими начало разным путям рециклирования синаптических везикул.

Научно-практическая ценность.

Настоящая работа является фундаментальным исследованием в области физиологии и биофизики синапсов. Теоретическое значение исследования заключается в расширении представлений об устройстве везикулярного цикла в нервно-мышечных синапсах. Результаты проведённого исследования позволяют развить современные представления о механизмах рециклирования синаптических везикул.

Накопление знаний о процессах рециклирования, транспорта и кластеризации синаптических везикул, позволит выйти на новые механизмы регуляции силы нейронов и синаптических контактов, их формирования и сохранения. Это может явиться важным ключом в понимании многочисленных интегративных функций головного мозга, лежащих в основе памяти и когнитивных процессов, а также разобраться в патогенезе некоторых психических и неврологических заболеваний.

Созданная модель везикулярного цикла и разработанный метод оптимизации параметров модели могут быть применены в различных исследованиях, связанных изучением передачи сигналов между возбудимыми клетками.

Апробация работы.

Основные результаты диссертационной работы доложены на Всероссийской конференции «Структура и динамика молекулярных систем» (Яльчик, 2005, 2007, 2008), Международной конференции «Рецепция и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2005), Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Молодые учёные в медицине» (Казань, 2006, 2007), Пятом форуме европейской нейронауки (Вена - Австрия, 2006), Международном симпозиуме «Биологическая подвижность: фундаментальные исследования и практика» (Пущино, 2006), Восточноевропейской конференции международного общества нейробиологии беспозвоночных «Простые нервные системы» (Казань, 2006), Съезде физиологического общества им. И.П. Павлова (Москва, 2007).

По теме диссертации опубликовано 11 работ, из которых 2 - в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК.

Структура и объём диссертации.

Диссертация объемом 99 страницы состоит из введения, обзора литературы, описания методик исследования, описания и обсуждения результатов исследования, заключения и списка цитируемой литературы. Список цитируемой литературы включает 158 названий, из них 8 отечественных и 150 иностранных работ. Диссертация содержит 19 рисунков и 2 таблицы.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Захаров, Андрей Викторович

ВЫВОДЫ.

1. Продолжительная высокочастотная активность (3 минуты, 20 имп/с) нервно-мышечного синапса лягушки сопровождается снижением квантового состава ПКП, которое характеризуется тремя фазами: быстрый начальный спад (на 30- 50 % за первые 10 - 15 раздражений), период стабилизации или замедления спада и вторичный медленный спад практически до нулевого уровня. Восстановление амплитуды происходит медленно: время полувосстановления составляет приблизительно 2,5 минуты.

2. Высокочастотная активность нервно-мышечного синапса мыши приводит к резкому начальному спаду квантового состава ПКП в течение первых 5-10 раздражений и длительное плато, характеризующееся медленным изменением амплитуды ответов на уровне 20 - 40 % начального значения. После окончания раздражения происходит быстрое восстановление амплитуды с временем полувосставления около 6 секунд.

3. На протяжении трёхминутной высокочастотной стимуляции квантовая величина остаётся практически неизменной в нервно-мышечных синапсах как лягушки, так и мыши.

4. Поминутная аппликации флуоресцентного красителя FM 1-43 во время высокочастотной активности нервно-мышечного синапса лягушки приводит к постепенному увеличению захвата красителя нервными окончаниями. После прекращения стимуляции наблюдается медленное уменьшение количества захватываемого красителя в течение 9-10 минут.

5. При поминутной аппликации красителя FM 1-43 во время высокочастотной активности нервно-мышечного синапса мыши наблюдается интенсивный захват красителя с первых минут. После окончания стимуляции захват быстро снижается на 50 % (и более) в первую минуту после окончания стимуляции, а через 5-6 минут захват красителя не наблюдается.

6. Спад флуоресценции предварительно ■ загруженных красителем FM 1-43 нервных окончаний лягушки при высокочастотном раздражении двигательного нерва, происходит в две фазы, первая из которых имеет характерное время 8 ± 3 секунд, а вторая 121 ± 5 секунд.

7. Спад флуоресценции предварительно загруженных красителем FM 1-43 нервных окончаний мыши при высокочастотном раздражении двигательного нерва происходит однофазно с характерным временем 161±5 секунд.

8. Сопоставление графика снижения секреции медиатора и кривой потери красителя при высокочастотной активности нервно-мышечного синапса обнаруживает различия между кинетиками высвобождения медиатора и потери красителя. Расхождение кривых является свидетельством повторного участия вновь образованных в результате эндоцитоза везикул в процессе секреции медиатора. В синапсах и лягушки и мыши минимальное время рециклирования составляет приблизительно 50 секунд.

9. Модель с одним пулом везикул и общим эндоцитозом и для лягушки и для мыши не позволяет достичь приемлемого согласования ни с. электрофизиологическими экспериментами, ни с экспериментами по поминутной загрузке красителя.

10. В рамках модели с двумя пулами везикул и одним типом эндоцитоза для лягушки можно достичь хорошей степени согласования с электрофизиологическими экспериментами, но нельзя воспроизвести результаты поминутной загрузки красителя (и наоборот).

11. В рамках модели с двумя пулами везикул и одним типом эндоцитоза для мыши можно достаточно точно воспроизвести и электрофизиологические эксперименты и поминутную загрузку красителя совместно, т.е. с одним набором параметров.

12. Совместное описание временного хода квантового состава ПКП при длительной стимуляции и поминутной загрузки красителя для лягушки можно получить только в модели с двумя раздельными путями эндоцитоза. Лучшее согласование наблюдается для модели с тремя пулами везикул.

13. Модельное исследование позволяет предположить, что везикулы мобилизационного и резервного пулов в НО лягушки могут параллельно и одновременно участвовать в секреции медиатора, образуя два везикулярных цикла.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Проведённое исследование показало значительную разницу рециклирования синаптических везикул в двигательных нервных окончаниях лягушки и мыши. Математическое моделирование позволило объяснить причину имеющихся, различий в терминах взаимодействующих пулов синаптических везикул. В двигательных нервных окончания лягушки везикулы разделены на три пула, а в НО мыши - на два. Полученные данные позволяют считать, что в двигательных НО лягушки и мыши существует два вида рециклирования синаптических везикул, однако они по-разному выражены в данных объектах. В двигательных НО лягушки сосуществуют быстрое (секунды) и медленное (десятки секунд) рециклирование синаптических везикул, причём второй процесс преобладает, и ведёт к восполнению преимущественно резервного пула везикул. В двигательных НО мыши превалирует быстрое рециклирование с восполнением готового к освобождению пула. Различия в скорости рециклирования связаны с неодинаковой скоростью эндоцитоза синаптических везикул и подготовки их к последующему экзоцитозу.

Возможно, что медленный эндоцитоз и рециклирование по длинному пути в НО лягушки не является самостоятельным механизмом, а связан с высоким уровнем экзоцитоза и ограниченными возможностями молекулярной машины быстрого эндоцитоза [Зефиров А.Л., 2007; Sudhof Т.С., 2004]. В НО мыши при относительно низом уровне экзоцитоза (примерно 30 - 40 тысяч квантов в минуту при частоте раздражения 20 имп/с) эффективность машины эндоцитоза достаточно высока, чтобы обеспечить быстрое восстановление всего мембранного материала сливающихся везикул. В НО лягушки первоначальный уровень экзоцитоза очень высок (100 - 300 тысяч везикул в минуту), поэтому большая часть встроенных везикулярных мембран не успевает пройти стадию быстрого эндоцитоза. Эта часть мембранного материала долго присутствует в плазматической мембране и образует глубокие инвагинации, из которых позже формируются новые везикулы [Miller Т. М. and Heuser J. Е., 1984; Gad Н. et al., 1998].

Можно думать, что эволюция двигательных НО от холоднокровных к теплокровным животным шла по пути сокращения протяжённости НО, уменьшения размеров везикулярных пулов и более экономного их расходования. Уменьшение диаметра мышечных волокон и, соответственно, увеличение его входного сопротивления в свою очередь позволило сохранить сверхпороговую амплитуду постсинаптического потенциала в ответ на одиночный пресинаптический потенциал действия, несмотря на резкое уменьшение пула везикул готовых к освобождению и соответственно, количества синаптических везикул участвующих в секреции медиатора. Вместе с этим значительно возрастает эффективность повторного использования синаптических везикул при высокочастотной активности за счёт высокой скорости эндоцитоза и рециклирования. Вследствие этого быстрый кругооборот везикул может обеспечивать в НО теплокровных длительное поддержание достаточно высокого уровня секреции медиатора (состояние плато амплитуды ПКП) для генерации сверхпороговых постсинаптических сигналов и сохранения надежности синаптической передачи.

Сегодня преобладает модель последовательного вовлечения везикулярных пулов в секрецию медиатора при длительной высокочастотной активности [Rizzoli S.O., Betz W.J, 2005; Richards D. A. et al., 2003; Aristizabal F. and Glavinovic M. I., 2003]. Мы предполагаем существование механизмов, раздельно контролирующих работу мобилизационного и резервного пулов. При этом везикулы данных пулов независимо друг от друга подвергаются экзоцитозу и восстанавливаются разными путями, вновь попадая в свой пул. Модельное исследование показало непротиворечивость и высокую вероятность существования параллельных везикулярных циклов в двигательных нервных окончаниях лягушки. Одним из важнейших пунктов разделения путей рециклирования является процесс эндоцитоза, который имеет два основных режима работы: быстрый и медленны.

Вообще необходимо отметить, что детальное описание процесса эндоцитоза очень важно для корректного анализа динамики спада и восстановления амплитуды постсинаптических ответов. Ещё более важным оно является для описания захвата красителя при высокочастотной активности НМС. Два типа эндоцитоза не достаточно представить двумя скоростными константами, необходимо более точно представлять зависимости скорости эндоцитоза от числа встроенных в пресинаптическую мембрану везикул.

83

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Захаров, Андрей Викторович, 2009 год

1. Albillos A., Dernick G, Horstmann H, Aimers W, Alvarez de Toledo G, Lindau

2. M. The exocytotic event in chromaffin cell revealed by amperometry // Nature. 1997. - V.389. - № 6650. - P.509-512.

3. Alvarez de Toledo G., Fernandez-Chacon R., Fernandez J. M. Release ofsecretory products during transient vesicle fusion // Nature. 1993. - V.363. -P554-558.

4. Aristizabal F. and Glavinovic M. I. Simulation and parameter estimation ofdynamics of synaptic depression // Biol. Cybern. 2003.

5. Betz W. J. and Angelson J. K. The synaptic vesicle cycle // Annu. Rev. Physiol.1998. V.60. - P.347-363.

6. Betz W. J. and Henkel A. W. Okadaic acid disrupts clusters of synaptic vesiclesin frog motor merve terminals // J. Cell Biology. 1994. - V.124. - № 5. -P.843-854.

7. Betz W. J. Depression of transmitter release at the neuromuscular junction of thefrog / J. Physiol. 1970. - V.206. - № 3. - P.629-644.

8. Betz W. J., Mao F., Bewick G. S. Activity-dependent fluorescent staining anddestaining of living vertebrate motore nerve terminals // J. Neurosci. 1992. -V.12. - № 2. - P.363-375.

9. Betz W. J., Ridge R. M. and Bewick G. S. Comparison of FM 1-43 stainingpatterns and electrophysiological measures of transmitter release at the frog neuromuscular junction // J. Physiol. 1993. - V.87. - № 3. - P. 193-202.

10. Betz W.J., Bewick G.S. Optical analysis of synaptic vesicle recycling at the frogneuromuscular junction // Science. 1992. - Y.255. - № 5041. - P200-203.

11. Betz W.J., Bewick G.S. Optical monitoring of transmitter release and synapticvesicle recycling at the frog neuromuscular junction // J.Physiol. Lond. 1993. - V.460. - P.287-309.

12. Birks R. and Macintosh F. C. Acetylcholine metabolism of a sympatheticganglion // Canad. J. Biochem. Physiol. 1961. - V.39. - P.787-827.

13. Blum J J. Lawler G., Reed M., Shin I. Effect of cytoskeletal geometry onintracellular diffusion // Biophys. J. 1989. - V.56. - P.995-1005.

14. Brodin L., Low P., Shupliakov O. Sequential steps in clathrin-mediated synapticvesicle endocytosis // Curr. Opin. Neurobiol. 2000. - V.10. - № 3. - P.312-320.

15. Burgoyne R. D. and Barclay. J. W. Splitting the quantum: regulation of quantalrelease during vesicle fusion // Trends Neurosci. 2002. - V.25. - № 4. -P.176-178.

16. Burrone J. and Lagnado L. Synaptic depression and the kinetics of exocytosis inretinal bipolar cells // J. Neurosci. 2000. - V.20. - № 2. - P.568-578.

17. Ceccarelli В., Grohovaz F., Hurlbut W. P. Freeze-fracture studies of frogneuromuscular junction during intense release of neurotransmitter // J. Cell Biol. 1979. - V.81. - P.163-192.

18. Ceccarelli В., Hurlbut W. P., Mauro A. Turnover of transmitter and vesicles atthe frog neuromuscular junction // J. Cell Biol. 1973. - V.57. - № 2. -P.499-524.

19. Conner S. D. and Schmid S. L. Identification of an adaptor-associated kinase,

20. AAK1, as a regulator of clathrin-mediated endocytosis // J. Cell Biol. 2002.- V.156.-P.921-929.

21. Cousin M. A. and Nicholls D. G. Synaptic vesicle recycling in cultured cerebellargranule cells: role of vesicular acidification and refilling // J. Neurochem. -1997. V.69. - P.1927-1935.

22. Cousin M. A. and P J.Robinson P. J. The dephosphins: dephosphorylation bycalciuneurin triggers synaptic vesicle endocytosis // Trends Neurosci. 2001.- V.24. P.659-665.

23. Cousin M. A. and Robinson P. J. Ba does not support synaptic vesicle retrieval inrat cerebrocortical synaptosomes //Neurosci. Let. — 1998. V.253. - № 1. -P. 1-4.

24. Cremona O. and De Camilli P. Synaptic vesicle endocytosis // Curr. Opin.

25. Neurobiol. 1997. - V.7. - № 3. - P.323-330.

26. Dai Z. and Peng H. B. Dynamics of synaptic vesicles in cultured spinal cordneurons in relationship to synaptogenesis //Mol. Cell. Neurosci. 1996. -V.7. - № 6. - P.443-452.

27. Del Castillo J. and Katz B. Quantal components of the end-plate potential // J.

28. Physiol. (Gr. Brit.). 1954a. - V.124. - P.560-573.

29. Del Castillo J. and Katz B. Statistical factors involved in neuromuscularfacilitation and depression // J. Physiol. 1954b. - V.124. - № 3. - P.574-585.

30. Dittmann J. S., Kreitzer A. C., Regehr W. G. Interplay between facilitation,depression, and residual calcium at three presynaptic terminals // J. Neurosci. -2000.-V.20. -№ 4.-P. 1374-1385.

31. Dobrunz L. E. and Stevens C. F. Heterogeneity of release probability, facilitationand depletion at central synapses // Neuron. 1997. - V.18. - P.995-1008.

32. Dobrunz L. Ею and Stevens C. F. Heterogeneity of release probability,facilitation, and depletion at central synapses // Neuron. 1997. - V.18. -P.995-1008.

33. Doherty P., Hawgood B. J. and Smith I. C. Changes in miniature end-platepotentials after brief nervous stimulation at the frog neuromuscular junction // J. Physiol. 1984. - V.356. - P.349-358.

34. Dunaevsky A and Connor E. A. F-actin is concentrated in nonreleas domains atfrog neuromuscular junctions // J. Neurosci. 2000. - V.20. - № 16. - P.6007-6012.

35. Elmqvist D. and Quastel D. M. J. A quantitative study of endplate potentials inisolated human muscle // J. Physiol. 1965. - V.178. - P.505-529.

36. Fesce R., Grohovaz F., Valtorta F., Meldolesi J. Neurotransmitter release: fusionor "kiss-and-run" // Trends Cell Biol. 1994. - V.4. - № 1. - P. 1-4.

37. Fisher S. A., Fischer Т. M., Carew T. J. Multiple overlapping processesunderlying short-term synaptic enhancement // Trends Neurosci. 1997. -V.20. - № 4. - P. 170-177.

38. Gad H., Low P., Zotova E., Brodin L., Shupliakov O. Dissociation between Catriggered synaptic vesicle exocytosis and clathrin-mediated endocytosis at a central synapse // Neuron. 1998. - V.21. - № 3. - P.607-616.

39. Gaffield M. A., Rizzoli S. O., Betz W. J. Mobility of synaptic vesicles indifferent pools in resting and stimulated frog motor nerve terminals // Neuron. -2006. V.51. -P.317-325.

40. Gennaro J. F, Nastuk W. L. and Rutherford D. T. Reversible depletion ofsynaptic vesicles induced by application of high external potassium to the frog neuromuscular junction // J. Physiol, (bond.). 1978. - V.280. - P.237-247.

41. Greengard P, Valtorta F,. Czernik A. J, Benfenati F, Synaptic vesiclephosphoproteins and regulation of synaptic function // Science (New York, N.Y.). 1993. - V.259. - № 5096. - P.780-785.

42. Guatimosim C, Romano-Silva M.A, Cruz J.S, Beirao P.S, Kalapothakis E,

43. Moraes-Santos T, Cordeiro M.N, Diniz C.R, Gomez M.V, and Prado M.A. A toxin from the spider Phoneutria nigriventer that blocks calcium channels coupled to exocytosis // Br. J. Pharmacol. 1997. - V.122. - № 3. - P.591-597.

44. Gundelfmger E. M, Kessels M. M, Qualmann B. Temporal and spatialcoordination of exocytosis and endocytosis // Nature Rev. Mol. Cell Biol. 2003. V.4. - P.127-139.

45. Harata N, Ryan T. A, Smith S. J, Buchanan J. and Tsien R. W. Visualizingrecycling synaptic vesicles in hippocampal neurons by FM1-43 photoconversion // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. - V.98. - P. 1274812753.

46. Haucke V. and De Camilli P. AP-2 recruitment to synaptotagmin stimulated bytyrosin-based endocytic motifs // Science. 1999. - V.285. - № 5431. -P.1268-1271.

47. Heinemann С., von Ruden L., Chow R. H., Neher E. A two-step model ofsecretion control in neuroendocrine cells // Eur. J. Physiol. 1993. - V.424. -№ 2. - P.105-112.

48. Henkel A. W. and Betz W. J. Monitoring of black widow spider venom (BWSV)induced exo- and endocytosis in living frog motor nerve terminals with FM1-43//Neuropharm.- 1995.-V.34. -№ 11.-P.1397-1406.

49. Henkel A. W. and Betz W. J. Staurosporine blocks evoked release of FM1-43 butnot acetylcholine from frog motor nerve terminals // J. Neurosci. 1995. -V.15. -№ 12. - P.8246-8258.

50. Henkel A. W., Lubke J., Betz W. J. FM1-43 dye ultrastructural localization inand release from frog motor nerve terminals // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1996a. V.93. - P.1918-1923.

51. Henkel A. W., Simpson L. L., Ridge R. M. A. P., Betz W. J. Synaptic vesiclemovements monitored by fluorescence recovery after photobleaching in nerve terminals stained with FM1-43 // J. Neurosci. 1996b. - V.16. - № 12. -P.3960-3967.

52. Hessler N. A., Shirke A. M. and Malinow R. The probability of transmitterrelease at a mammalian central synapse // Nature. 1993. - V.366. - № 6455. -P.569-572.

53. Heuser J. E., Reese T. S., Dennis M. J., Jan L. Synaptic vesicle exocytosiscaptured by quick freezing and correlated with quantal transmitter release // J. Cell Biology.- 1979. V.81. - P.275-300.

54. Heuser J.E. and Reese T.S. Evidence for recycling of synaptic vesicle membraneduring transmitter release at the frog neuromuscular junction // J. Cell Biol. -1973,-V.57.- P. 315-344.

55. Hilfiker S., Pieribone V.A., Czernik A.J., Kao H.-T., Augustine G.J., Greengard

56. P. Synapsins as regulators of neurotransmitter release // Phil. Trans. R.Soc. Lond. (Series B, Biological sciences). 1999. - V.354. - № 1381. -P.269-279.

57. Hilfiker S., Schweizer F. E., Kao H.-T., Czernik A. J., Greengard P., Augustine

58. G. J. Two sites of action for synapsin domain E in regulating neurotransmitter release //Nature neurosci. 1998. - V.l. - № 1. -P.29-35.

59. Hinrichsen L., Meyerholz A., Goos S., Ungewickell E. J. Bending a membrane:

60. How clathrin affects budding // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. - V.l03. -P.8715-8720.

61. Holtzman E., Freeman A. R., Kashner L. A. Stimulation-dependent alterations inperoxidase uptake at lobster neuromuscular junctions // Science. 1971. -V.173. - № 3998. - P.733-736.

62. Huang E. P. and Stevens C. F. Estimating the distribution of synaptic reliabilities

63. J. Neurophysiol. 1997. - V.78. - P.2870-2880.

64. Hubbard J. I. and Wilson D. F. Reduction of the quantum content of endplatepotentials by atropine // Cell. Mol. Life Sci. 1970. - V.26. - № 11. - P. 12341235.

65. Humeau Y., Doussau F., Vitiello F., Greengard P., Benfenati F., Poulain B.

66. Synapsin controls both reserve and releasable synaptic vesicle pools during neuronal activity and short-term plasticity in Aplysia // J. Neurosci. 2001. -V.21. - № 12. - P.4195-4206.

67. Kavalali E. T. Synaptic vesicle reuse and its implications // Neuroscientist.2006. V.12. -№ 1. -P.57-66.

68. Klingauf J., Kavalali E. Т., Tsien R. W. Kinetics and regulation of fastendocytosis at hippocampal syanpses // Nature. 1998. - V.394. - P.581-585.

69. Kraszewski K., Daniell L., Mundigl O., De Camilli P. Mobility of synapticvesicles in nerve endings monitored by recovery from photobleaching of synaptic vesicle-associated fluorescence // J. Neurosci. 1996. - V.l6. - № 19. -P.5905-5913.

70. Kriebel M. E. and Gross С. E. Multimodal distribution of frog miniature endplatepotentilas in adult, denervated, and tadpole leg muscle // J. Genegal Physiol. -1974.-V.64.-№ 1. P.85-103.

71. Kuromi H. and Kidokoro Y. Tetanic stimulation recruits vesicles from reservepool via a cAMP-mediated process in Drosophila Synapses // Neuron. 2000. — V.27. - № 1. — P.133-143.

72. Kuromi H. and Kidokoro Y. The optically determined size of exo/endo cyclingvesicle pool correlates with the quantal content at the neuromuscular junction of Drosophila larvae // J. Neurosci. 1999. - V.19. - № 5. - P.1557-1565.

73. Kuromi H. and Kidokoro Y. Two distinct pools of synaptic vesicles in singlepresynaptic boutons in a temperature-sensitive drosophila mutant, shibire // Neuron. 1998. - V.20. - № 5. - P.917-925.

74. Kusano K. and Landau E. M. Depression and recovery of transmission at thesquid giant synapse // J. Physiol. 1975. - V.245. - № 1. - P. 13-32.

75. Li C., Ullrich В., Zhang J. Z., Anderson R. G., Brose N., Sudhof Т. C. Ca2+dependent and -independent activities of neural and non-neural synaptotagmins // Nature. 1995. - V.375. - № 6532. - P.594-599.

76. Li L., Chin L. S., Shupliakov O., Brodin L., Sihra T. S., Hvalby O., Jensen V.,

77. Zheng D., McNamara J. O., Greengard P. Impairment of synaptic vesicle clustering and of synaptic transmission, and increased seizure propensity, in synapsinl-deficient mice // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1995. - V.92. - № 20. -P.9235-9239.

78. Liley A. W. and North К. A. K. An electrical investigation of effects of repetitivestimulation on mammalian neuromuscular junction // J. Neurophysiol. 1953. -V.16.-№5.-P.509-527.

79. Lu В., Czernik A. J., Popov S., Wang Т., Poo M.-M., Greengard P. Expression ofsynapsinl correlates with maturation of the neuromuscular synapse // Neurosci. 1996. - V.74. - № 4. - P. 1087-1097.

80. Lu В., Greengard P., Poo M.-M. Exogenous synapsinl promotes functionalmaturation of developing neuromuscular synapses // Neuron. 1992. - V.8. -№ 3. - P.521-529.

81. Luby-Phelps K. Taylor D. L. and Lanni F. Probing the structure of cytoplasm // J.

82. Cell Biol. .- 1986. V.102. -P.2015-2022.

83. Mansvelder H. D. and Kits K. S. The relation of exocytosis and rapid endocytosisto calcium entry evoked by short repetitive depolarizing pulses in rat melanotropic cells II J. Neurosci. 1998. -V. 18. - № 1. -P.81-92.

84. Marks B. and McMahon H. T. Calcium triggers calcineurin-dependent synapticvesicle recycling in mammalian nerve terminals // Curr. Biology. 1998. -V.8. - P.740-749.

85. Matveev V. and Wang X.-J. Implications of all-or-none synaptic transmissionand short-term depression beyond vesicle depletion: a computation study // J. Neurosci. 2000. - V.20. - № 4. - P.1575-1588.

86. McLachlan E. M. and Martin A. R. Non-linear summation of end-plate potentialsin the frog and mouse // J. Physiol. 1981. - V.311. - P.307-324.

87. Meffert M. K, Premack B. A, Schulman H. Nitric oxide stimulates Caindependent synaptic vesicle release // Neuron. 1994. - V. 12. - P. 12351244.

88. Merrifield C. J, Feldman M. E, Wan L, Aimers W. Imaging actin and dynaminrecruitment during invagination of single clathrin-coated pits //Nat. Cell Biol. 2002. — V.4. - P.691-698.

89. Miller Т. M. and Heuser J. E. Endocytosis of synaptic vesicle membrane at thefrog neuromuscular junction // J. Cell Biol. 1984. - V.98. - № 2. - P.685-698.

90. Mochida S, Kobayashi H, Matsuda Y, Yuda Y, Muramoto K, Nonomura Y.

91. Myosin 2 is involved in transmitter release at synapses formed between rat sympathetic neurons in culture // Neuron. 1994. -V.13.-№5.-P.1131-1142.

92. Monck J. R. and Fernandez J. M. The exocytotic fusion pore andneurotransmitter release // Neuron. 1994. - V.12. - № 4. - P.707-716.

93. Murthy V. N. and Stevens C. F. Reversal of synaptic vesicle docking at centralsynapses // Nature Neurosci. 1999. - V.2. - № 6. - P.503-507.

94. Murthy V. N. and Stevens C. F. Synaptic vesicle retain their identity throughretain their identity through the endocytic cycle // Nature. 1998. - V.392. -№ 6675. -P.497-501.

95. Murthy V. N., Sejnowski T. J. and Stevens C. F. Heterogeneous releaseproperties of visualized individual hippocampal synapses // Neuron. 1997. -V.18.-№4.-P.599-612.

96. Murthy V., Schikorski Т., Stevens C., Zhu Y. Inactivity produces increases inneurotransmitter release and synapse size // Neuron. 2001. - V.32. - № 4. -P.673-682.

97. Naves L. A. and Van der Kloot W. Repetitive nerve stimulation decrease theacetylcholine content of quanta at the frog neuromuscular junction // J. Physiol. 2001. - V.532. - № 3. - P. 637-647.у»

98. Neher E. Vesicle pools and Ca microdomains: new tools for understanding theirroles in neurotransmitter release // Neuron. 1998b. - V.20. - P.389-399.

99. Parsons R.L., Calupca M. A., Merriam L. A. and Prior C. Empty synapticvesicles recycle and undergo exocytosis at vesamicol-treated motor Nerve Terminals // J. Neurophysiol. 1999. - V.81. - № 6. - P.2696-2700.

100. Petrov A. M., Giniatullin A. R. and Zefirov A. L. Role of the cAMP cascade inthe turnover of synaptic vesicle of the frog motor nerve terminal // Neurochem. J. 2008. - V.2. - № 3. - P. 175-182.

101. Pfenninger K, Sandri C, Akert K, Eugster C.H. Contribution to the problem ofstructural organization of the presynaptic area // Brain Res. 1969. - V.12. -№ 1. -P.10-18.

102. Pieribone V. A., Shupliakov O., Brodin L., Hilfiker-Rothenfluh S., Czernik A J.,

103. Greengard P. Distinct pools of synaptic vesicles in neurotransmitter release // Nature. 1995. - V.375. - № 6531. - P.493-497.

104. Prior I. A. and Clague M. J. Glutamate uptake occurs at an early stage of synapticvesicle recycling // Curr. Biol. 1997. - V.7. - № 5. - P.353-356.

105. Prior I. A. and Clague M. J. Glutamate uptake occurs at an early stage of synapticvesicle recycling // Curr. Biol. 1997. - V.7. - № 5. - P.353-356.

106. Pyle J. L., Kavalali E. Т., Piedras-Renteria E. S., Tsien R. W. Rapid reuse ofreadily releasable pool vesicles at hippocampal synapses // Neuron. 2000. -V.28. - P.221-231.

107. Ramaswami M., Krishnan К. S., Kelly R. B. Intermediates in synaptic vesiclerecycling revealed by optical imaging of Drosophila neuromuscular junctions //Neuron. 1994. - V.13. - № 2. - P.363-375.

108. Rawson J. A. and Tilokskulchai K. Suppression of simple spike discharge ofcerebellar Purkinje cells by impulses in climbing fibre afferents // Neurosci. Lett. 1981. - V.25. - № 2. - P.125-130.

109. Rea R., Li J., Dharia A., Levitan E. S., Sterling P., Kramer R. H. Streamlinedsynaptic vesicle cycle in cone photoreceptor terminals // Neuron. 2004. -V.41. -P.755-766.

110. Reid В., Slater C. R. and Bewick G. S. Synaptic vesicle dynamics in rat fast andslow motor nerv terminals // J. Neurosci. 1999. - V. 19. - № 7. - P.2511-2521.

111. Richards D. A., Guatimosim C. and Betz W. J., Two endocytic recycling routesselectively fill two vesicle pools // Neuron. 2000. - V.27. - P.551-559.

112. Richards D.A., Guatimosim C., Rizzoli S. O., Betz W. J. Synaptic vesicle poolsat the frog neuromuscular junction // Neuron. 2003. - V.39. - P.529-541.

113. Rizzoli S. O., Betz W. J. Synaptic vesicle pools // Nature rev. Neurosci. 2005.1. V.6. P.57-69.

114. Rizzoli S. O., Richards D. A., Betz W. J. Monitoring synaptic vesicle recycling infrog motor nerve terminals with FM dyes // J. Neurocytology. 2003. - V.32. -P.539-549.

115. Roos J. and Kelly R.B. The endocytic machinery in nerve terminals surroundssites of exocytosis // Current Biology. 1999. - V.9. - № 23. - P.1411-1414.

116. Rosenmund C. Clements J. D. and Westbrook G. L. Nonuniform probability ofglutamate release at a hippocampal synapse // Science. 1993. - V.262. - № 5134. - P.754-757.

117. Ryan T. A. and Smith S. J. Vesicle pool mobilization during action potentialfiring at hippocampal synapses // Neuron. 1995. - V.14. - P.983-989.

118. Ryan T. A. Inhibitors of myosin light chain kinase block synaptic vesicle poolmobilization during action potential firing // J. Neurosci. 1999. — V.19. — P.1317-1323.

119. Ryan Т. A., Li L., Chin L. S., Greengard P., Smith S. J. Synaptic vesiclerecycling in synapsinl knock-out mice // J. Cell Biol. 1996a. - V.134. - № 5. -P.1219-1227

120. Ryan T. A., Reuter H., Smith S. J. Optical detection of a quantal presynapticmembrane turnover // Nature. 1997. - V.388. - P.478-482.

121. Ryan T. A., Reuter H., Wendland В., Schweizer F. E., Tsien R. W., Smith S. J.

122. The kinetics of synaptic vesicle recycling measured at single presynaptic boutons //Neuron. 1993.- V.l 1.-P.713-724.

123. Ryan T. A., Smith S. J. Reuter H. The timing of synaptic vesicle endocytosis //

124. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996b. - V.93. - P.5567-5571.

125. Sakaba T. and Neher E. Quantitative relationship between transmitter release andcalcium current at the calyx of held synapse // J. Neurosci. 2001. - V21. - № 2. -P.462-476.

126. Sara Y., Mozhayeva M. G., Liu X. and Kavalali E. T. Fast vesicle recyclingsupports neurotransmission during sustained stimulation at hippocampal synapses // J. Neurosci. 2002. - V.22. - P. 1608-1617.

127. Schikorski Т., and Stevens C.F. Morphological correlates of functionally definedsynaptic vesicle populations // Nature Neurosci. 2001. - V.4. - P.391-395.

128. Schneggenburger R., Meyer A. C. and Neher E. Released fraction and total sizeof a pool of immediately available transmitter quanta at a calyx synapse // Neuron. 1999. - V.23. - № 2. -P.399-409.

129. Schneggenburger R., Sakaba Т., Neher E. Vesicle pools and short-term synapticdepression: Lessons from a large synapse // Trends Neurosci. 2002. - V.25. -P.206-212.

130. Shupliakov O., Bloom O., Gustafsson J. S., Kjaerulff O., Low P., Tomilin N.,

131. Pieribone V. A., Greengard P., Brodin L. Impaired recycling of synaptic vesicle after acute perturbation of the presynaptic actin cytoskeleton // Proc. Natl, Acad. Sci. USA. -2002. -V.99. № 22. - P. 14476-14481.

132. Slepnev V. I., Ochoa G.-C., Butler M. H., Grabs D., De Camilli P. Role ofphosphorylation in regulation of the assembly of endocytic coat complexes // Science. 1998. - V.281. - № 5378. - P.821-824.

133. Smith С. В. and Betz W. J. Simultaneous independent measurement ofendocytosis and exocytosis //Nature. 1996. - V.380. - P.531-534.

134. Stevens C. F. and Tsujimoto Т. T. Estimates for the pool size of releasable quantaat a single central synapse and for the time required to refill the pool // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. - V.92. - № 3. - P.846-849.

135. Stevens C. F. and Williams J. H. Kiss-and-run exocytosis at hippocampalsynapses // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. - V.97. - № 23. - P. 1282812833.

136. Stevens C.F. and Wesseling J. F. Activity-dependent modulation of the rate atwhich synaptic vesicles become available to undergo exocytosis // Neuron. — 1998. Y.21. - № 2. — P.415-424.

137. Steyer J. A., Horstmann H., Aimers W. Transport, docking and exocytosis ofsingle secretory granules in live chromaffin cells // Nature. — 1997. — V.388. -№ 6641. -P.474-478.

138. Sudhof T.C. / The synaptic vesicle cycle // Annu. Rev. Neuroscience. 2004.1. V.27. P.509-547.

139. Takei K. and Haucke V. Clathrin-mediated endocytosis: Membrane factors pullthe trigger // Trends Cell Biol. 2001. - V.l 1. - № 9. - P.385-391.

140. Takei K., Mundiql O., Daniell L. and De Camilli P. The synaptic vesicle cycle: asignle vesicle budding step involving clathrin and dynamin // J. Cell Biol. -1996. V.133. - № 6. - P.1237-1250.

141. Torri T. F., Bossi M., Fesce R., Greengard P., and Valtorta F. SynapsinI partiallydissociates from synaptic vesicles during exocytosis induced by electrical stimulation // Neuron. 1992. - Y.9. - № 6. - P. 1143-1153.

142. Trommershauser J., Schneggenburger R., Zippelius A., Neher E. Heterogeneouspresynaptic release probabilities: functional relevance for short-term plasticity // Biophysical J. 2003. - V.84. - P.1563-1579.

143. Tsodyks, M. V. and Markram H. The neural code between neocortical pyramidalneurons depends on neurotransmitter release probability // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. - V.94. - P.719-723.

144. Valtorta F., Iezzi N., Benfenati F., Lu В., Poo M.-M., Greengard P. Acceleratedstructural maturation induced by synapsinl at developing neuronuscular synapses of Xenopus laevis // Eur. J. Neurosci. 1995. - V.7. - № 2. - P261-270.

145. Van der Kloot W. and Molgo J. Quantal acetylcholine release at the vertebrateneuromuscular junction // Physil. Rev. 1994. - V.74. - P.899-991.

146. Van der Kloot W., Colasante C., and Molgo J. Recycling and refilling oftransmitter quanta at the frog neuromuscular junction // J. Physiol. — 2000. — V.523. -№ 1. — P.247-258.

147. Varela J. A., Sen K., Gibson J., Fost J., Abbott L. F., Nelson S. B. A quantitativedescription of short-term plasticity at excitatory synapses in layer 2/3 of rat primary visual cortex // J. Neurosci. 1997. - V. 17. - № 20. - P.7926-7940.

148. Von Gersdorff H. and Matthews G. Depletion and replenishment of vesicle poolsat a ribbon-type synaptic terminal // J. Neurosci. 1997. - V.17. - № 6. -P.1919-1927.

149. Von Gersdorff H. and Matthews G. Dynamics of synaptic vesicle fusion andmembrane retrieval in synaptic terminals // Nature. 1994. - V.367. - № 6465. -P.735-739.

150. Von Gersdorff H. and Matthews G. Inhibition of endocytosis by elevated internalcalcium in a synaptic terminal // Nature. 1994. - V.370. - № 6491. - P.652-655.

151. Von Gersdorff H., Schneggenburger R., Weis S. and Neher E. Presynapticdepression at a calyx synapse: the small contribution of metabotropic glutamate receptors // J. Neurosci. 1997. - V.17. - № 21. - P.8137-8146.

152. Walmsley В., Edwards F. R. and Tracey D. J. Nonuniform release probabilitiesunderlie quantal synaptic transmission at a mammalian excitatory central synapse // J. Neurophysiol. 1988. - V.60. - № 3. - P889-908.

153. Wang L. Y. and Kaczmarek L. K. High-frequency firing helps replenish thereadily releasable pool of synaptic vesicles // Nature. 1998. - V.394. - № 6691. - P.384-388.

154. Weis S., Schneggenburger R., Neher E. Properties of a model of Ca^-dependentvesicle pool dynamics and short term synaptic depression // Biophysical J. -1999. V.77. - P.2418-2429.

155. Wu L.-G. and Betz W. J. Kinetics of synaptic depression and vesicle recyclingafter tetanic stimulation of frog motor nerve terminals // Biophis. J. 1998. -V.74. - P.3003-3009.

156. Wu L.-G. and Betz W. J. Nerve activity but not intracellular calcium determinesthe time course of endocytosis // Neuron. 1996. - V.17. - P.769-779.

157. Wu L.-G. and Borst J. G. G. The reduced release probability of releasablevesicles during recovery from short-term synaptic depression // Neuron. -1999. V.23. - P.821-832.

158. Wu L.-G. and Saggau P. Presynaptic inhibition of elicited neurotransmitterrelease // Trends Neurosci. 1997. - V.20. - № 5. - P.204-212.

159. Wu W., Xu J., Wu X.-S., Wu L.-G. Activity-dependent acceleration ofendocytosis at a central synapse // J. Neurosci. 2005. - V.25. - № 50. -PI 1676-11683.

160. Yoshina-Ishii C., Chan Y.-H. M., Johnson J. M., Kung L. A., Lenz P., Boxer S.

161. G. Diffusive dynamics of vesicles tethered to a fluid supported bilayer by single-particle tracking // Langmuir. 2006. - V.22. - № 13. - P.5682-5689.

162. Zador A. M. and Dobrunz L. E. Dynamic synapses in the cortex // Neuron.1997.-V.19.-P.1-4.

163. Zengel J. E. and Sosa M. A. Changes in MEPP frequency during depression ofevoked release at the frog neuromuscular junction // J. Physiol. 1994. -V.477. - № 2. - P.267-277.

164. Zucker R. S. Calcium- and activity-dependent synaptic plasticity // Curr. Opin.

165. Neurobiol. 1999. - V.9. - № 3. - P.305-313.

166. Zucker R. S. Short-term synaptic plasticity // Ann.Rev. Neurosci. 1989. - V12.-P.13-31

167. Волькенштейн M.B. Общая биофизика // M.: Наука. 1978. - С.590.

168. Гладков JI.A., Курейчик В .В., Курейчик В.М. Генетические алгоритмы //

169. М.: Физматлит. 2006. - С.320.

170. Зефиров A. JI. Везикулярный 1щкл в пресинаптическом нервном окончании

171. Российский физиологический журнал. 20076. - Т.93. - № 5. - С.544-562.

172. Зефиров А. Л. Механизмы эндоцитоза в синаптических образованиях //

173. Восьмые Анохинские чтения. Москва. 2007а. - С.23-32.

174. Зефиров А. Л., Григорьев П. Н., Петров А. М., Минлебаев М. Г., Ситдикова

175. Г. Ф. Прижизненное флуоресцентное исследование двигательного нервного окончания лягушки с использованием эндоцитозного маркера FM 1-43 //Цитология. 2003. - Т.45. - № 12. - С. 1163-1171.

176. Зефиров А. Л., Черанов С. Ю. Молекулярные механизмы квантовойсекреции медиатора в синапсе. // Успехи физиол. наук. 2000. - Т.31. -№ 3. - С.3-22.

177. Зефиров А.Л., Абдрахманов М.М., Григорьев П.Н. "Kiss-and-run" механизмсекреции кванта медиатора в нервно-мышечном синапсе лягушки // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2004. - Т. 137. -№ 2. - С.124-129.

178. Петров A.M., Зефиров А.Л. Кинетика рециклирования синаптическихвезикул в двигательном нервном окончании лягушки // Сборник статей "Рецепция и внутриклеточная сигнализация", Пущино. 2005. - С. 178181.

179. Рубин А.Б. Биофизика // МГУ. 1999. - т.2. - С.464.