Молекулярный анализ биоразнообразия микроорганизмов термальных источников Камчатки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Гумеров, Вадим Мирбаевич

• Гумеров, Вадим Мирбаевич
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Гумеров, Вадим Мирбаевич

ВВЕДЕНИЕ

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Систематика термофильных прокариот

2. Методы геномного секвенирования

3. Методы анализа микробных сообществ 33 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 48 РЕЗУЛЬТАТЫ

1. Микробное сообщество воды источника Заварзина

2. Микробное сообщество источника «1884»

3. Микробные сообщества кислых термальных источников «1805» и «1810»

4. Оценка биоразнообразия микробных сообществ

5. Секвенирование и анализ генома термоацидофильной археи Vulcanisaeta moutnovskia 97 ОБСУЖДЕНИЕ 111 ВЫВОДЫ 121 СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ 122 СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярный анализ биоразнообразия микроорганизмов термальных источников Камчатки»

Исследование структуры микробных сообществ, ассоциированных с высокотемпературными экологическими нишами, представляет интерес для фундаментальной микробиологии, в том числе эволюционной, поскольку многие обитающие в этих условиях микроорганизмы относятся к эволюционно древним ветвям бактерий и архей. Анализ структуры сообществ термофильных микроорганизмов проводился с момента их обнаружения около 40 лет назад микробиологическими методами, предполагающими получение и характеристику чистых культур микроорганизмов. В последние 20 лет также применяются не требующие культивирования микроорганизмов молекулярные методы, основанные на ПЦР-амплификации фрагментов генов 16S рРНК из природного образца, их клонировании и секвенировании независимых клонов. Сравнение полученных последовательностей с известными генами 16S РНК позволит определить, микроорганизмы каких групп присутствуют в сообществе и в каких соотношениях. Применение методов анализа 16S рРНК показало, что, как правило, не более 0.1-1% микроорганизмов удается культивировать в лабораторных условиях. Эти работы позволили выявить новые филогенетические группы прокариот, в том числе таксоны высокого уровня, для многих из которых до настоящего времени не получено культивируемых представителей. Однако, применявшиеся до последнего времени методы анализа 16S РНК предполагали клонирование фрагментов генов 16S РНК и независимое секвенирование отдельных клонов с помощью капиллярного электрофореза, что на практике позволяло проанализировать не более нескольких сот последовательностей 16S рРНК. В то же время, многие природные сообщества могут содержать тысячи различных видов микроорганизмов (Huber et al., 2007).

Развитие методов геномного секвенирования в последние несколько лет позволило совершить качественный скачок в их производительности, заключающийся в возможности проведения единовременного анализа не десятков-сотен, а нескольких сот тысяч нуклеотидных последовательностей. Применение методов пиросеквенирования позволяет проводить «глубокую» характеристику микробного сообщества, выявляя не только доминирующие микроорганизмы, но и минорные компоненты сообщества, которые, однако, могут играть важную экологическую роль (Sogin et al. 2006; Roesch et al. 2007; Krause et al. 2008). Появляется возможность достоверного количественного определения долей отдельных групп микроорганизмов, что необходимо для реконструкции путей метаболизма сообщества в целом. Микробные сообщества термальных местообитаний, в силу большого фундаментального и прикладного интереса к ним, стали одними из первых объектов молекулярного анализа биоразнообразия, основанного на высокопроизводительном анализе 16S рРНК методами пиросеквенирования (Miller et al., 2009). Однако, до настоящего времени опубликовано лишь несколько работ по изучению сообществ термофильных микроорганизмов Йеллоустонского парка (США) и Исландии с использованием пиросеквенирования.

В Российской Федерации исследования термофильных микроорганизмов были начаты в конце 1970-х годов в Институте микробиологии РАН. В значительной степени их успеху способствовало наличие в нашей стране уникального природного объекта, -многочисленных и разнообразных по своим физико-химическим характеристикам термальных источников Камчатского вулканического района, в первую очередь Долины гейзеров и кальдеры вулкана Узон.

За последние 30 лет из термальных источников Камчатки было выделено большое число новых термофильных бактерий и архей, в том числе представляющих обособленные филогенетические группы и характеризующихся различными типами метаболизма (Заварзин и др., 1989; Заварзин, 2004; Лебединский и др., 2007). Однако по сравнению с Иеллоустонским парком и Исландией, биоразнообразие термофильных микроорганизмов Камчатки изучено значительно менее глубоко. Помимо культуральных методов, для характеристики термофилов Камчатки использовались традиционные молекулярные методы анализа 16S рРНК, однако, число анализируемых независимых последовательностей в разных работах не превышало нескольких десятков.

Таким образом, задача «глубокой» количественной характеристики сообществ термофильных микроорганизмов, в особенности горячих источников Камчатки, является актуальной и представляет интерес для фундаментальных исследований в области микробиологии и молекулярной биологии. Данная задача имеет и практическое значение, обусловленное биотехнологическим потенциалом термофильных микроорганизмов в качестве источника новых ферментов.

Предметом настоящей работы является молекулярный анализ микробных сообществ нескольких термальных источников кальдеры вулкана Узон с различными физико-химическими характеристиками.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ

Целью работы является определение структур сообществ микроорганизмов термальных источников кальдеры вулкана Узон, Камчатка.

При этом были поставлены следующие основные задачи:

1. Отбор образцов и выделение препаратов метагеномной ДНК из термальных источников кальдеры вулкана Узон, различающихся по температуре и кислотности.

2. Идентификация микроорганизмов на основе нуклеотидных последовательностей фрагментов генов 168 рибосомной РНК, определенных методом пиросеквенирования.

3. Реконструкция путей метаболизма сообществ в целом на основе данных об их составе.

4. Определение полной нуклеотидной последовательности генома термофильной археи рода ¥и1сат$ае(а, широко распространенного в кислых термальных источниках, анализ путей ее метаболизма и возможной экологической роли в термальных сообществах.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Гумеров, Вадим Мирбаевич

выводы

1. Методом пиросеквенирования вариабельного участка УЗ гена 16Б рРНК определены составы микробных сообществ четырех термальных источников кальдеры вулкана Узон, различающихся температурой и рН воды.

2. Наибольшее разнообразие микроорганизмов при отсутствии доминирования какой-либо одной группы обнаружено в источнике Заварзина, имеющего нейтральный рН (6.3) и умеренно-высокую температуру воды (55-58°С). Большую часть сообщества составляли бактерии Адш/1сае, Ое/егпЬаМегея, Ткегтойе8и1/оЪас1ег1а, Т/гегто^ае, Вегуюсосст-Ткегтия, гамма- и бета-протеобактерии; археи составляли менее 5% всех микроорганизмов.

3. В кислых источниках (рН 3.7-4.1) археи составляли большинство микроорганизмов. В источнике с температурой около 50°С преобладали различные линии архей, не имеющие культивируемых представителей, а большую часть бактерий составляли Уеггисот'югоЫа и гамма-протеобактерии рода АсьйНЫоЬасШш. В источниках с температурой 60-90°С доминировали кренархеи порядка 8и1/о1оЪа1е$ и наноархеи.

4. Определена полная нуклеотидная последовательность генома термоацидофильной археи Уи1сат$ае1а тоШпоуяШа. Анализ генома и путей метаболизма этой археи показал, что помимо сбраживания органических субстратов, V. тоШпоуякга может осуществлять их полное окисление до С02 и Н20 в окислительном цикле трикарбоновых кислот.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Марданов А.В., Гумеров В.М., Белецкий А.В., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н.В., Скрябин К.Г. Характеристика биоразнообразия термофильного микробного сообщества методом параллельного пиросеквенирования // Доклады Академии наук. - 2010 - Т. 432 - С. 544-548.

2. Гумеров В.М., Марданов А.В., Белецкий А.В., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н.В. Молекулярный анализ биоразнообразия микроорганизмов в источнике Заварзина, кальдера Узон, Камчатка // Микробиология. - 2011 - Т. 80 - С. 258-265.

3. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Beletsky A.V., Perevalova A.A., Karpov G.A., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V. Uncultured archaea dominate in the thermal groundwater of Uzon Caldera, Kamchatka // Extremophiles. - 2011 - V. 15 - P. 365-372.

4. Gumerov V.M., Mardanov A.V., Beletsky A.V., Prokofeva M.I., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. Complete genome sequence of "Vulcanisaeta moutnovskia" strain 768-28, a novel member of the hyperthermophilic crenarchaeal genus Vulcanisaeta II J. Bacteriol. - 2011 - V. 193 - P. 2355-2356.

5. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V. Molecular analysis of microbial communities of hydrothermal environments of Uzon Caldera // International Workshop "Biodiversity, molecular biology and biogeochemistry of thermophiles". 12-18 August, 2010, Petropavlovask-Kamchatsky. Abstract book - P. 18.

6. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V. Microbial diversity of thermal springs of Uzon Caldera, Kamchatka, as revealed by 454 pyrosequencing // International conference "Extremophiles 2010". 12-16 September, 2010, Azores, Portugal. Abstract book - P. 250.

7. Гумеров B.M., Марданов А.В., Равин Н.В. Молекулярный анализ микробных сообществ термальных источников кальдеры Узон методом параллельного пиросеквенирования // 15-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых "Биология-наука XXI века". 18-22 апреля 2011, г. Пущино. Сборник тезисов - С. 362.

8. Gumerov V.M., Mardanov A.V., Bonch-Osmolovskaya Е.А., Ravin N.V. Microbial diversity in acidic hot springs of Uzon caldera, Kamchatka, as revealed by pyrosequencing of 16S RNA genes // 11th International Symposium on Bacterial Genetics and Ecology "BAGECO-11". 29 May-02 June, 2011, Corfu, Greece. Abstract book.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Гумеров, Вадим Мирбаевич, 2011 год

1. Баев А.А., Венкстерн Т.В., Мирзабеков А.Д., Крутилина А.И., Ли Л., Акселърод В.Д. 1967. Первичная структура валиновой транспортной РНК1 пекарских дрожжей. Молекулярная биология, т. 1, вып. 5, с. 754

2. Заварзин Г.А. 1984. Бактерии и состав атмосферы. М.: Наука, 1984

3. Заварзин Г.А., Карпов Г.А., Горленко В.М., Головачева Р.С., Герасименко Л.М., Бонч-Осмоловская Е.А., Орлеанский В.К. 1989. Кальдерные микроорганизмы. М.: Наука, 1989. 120 с.

4. Заварзин Г.А. 2004. Изучение микробного разнообразия в Институте микробиологии им. С.Н. Виноградского. Микробиология, т. 73, № 5: 598-612

5. Запороженко Е.В., Слободова Н.В., Булыгина Е.С., Кравченко И.К., Кузнецов Б.Б. 2006. Экспресс-метод выделения ДНК из бактериальных сообществ различных почв. Микробиология, т. 75, № 1: 127-134

6. Лебединский А.В., Черных Н.А., Бонч-Осмоловская Е.А. 2007. Геносистематика микроорганизмов термальных местообитаний. Биохимия, т. 72, № 12: 1594-1609

7. Равин Н.В. 2009. Современные методы геномного секвенирования и их применение для расшифровки геномов микроорганизмов. Биотехнология, №5, с. 8-15.

8. Спирин А.С., Белозерский А.Н., Шугаева, Ванюшин Б.Ф. 1957. Изучение видовой специфичности нуклеиновых кислот у бактерий. Биохимия, т. 22: 744-754

9. Acinas S.G., Klepac-Ceraj V., Hunt D.E., Pharino С., Ceraj I., Distel D.L., Polz M.F. 2004. Fine-scale phylogenetic architecture of a complex bacterial community. Nature, 430:551-554

10. Altschul, S.F., Madden, T.L., Schaffer, A.A., Zhang, J., Zhang, Z., Miller, W., and Lipman, D.J. 1997. Gapped BLAST and PSI-BLAST: A new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res., 25: 3389-3402

11. Andersson A.F., Lindberg M., Jakobsson H., Backhed F., Nyren P., Engstrand L. 2008. Comparative analysis of human gut microbiota by barcoded pyrosequencing. PLoS ONE 3:e2836

12. Andrews K.T., Patel B.K. 1996. Fervidobacterium gondwanense sp. nov., a new thermophilic anaerobic bacterium isolated from nonvolcanically heated geothermal waters of the Great Artesian Basin of Australia. Int. J. Syst. Bacteriol., 46: 265-269

13. Baker G.C, Cowan D.A. 2004. 16 S rDNA primers and the unbiased assessment of thermophile diversity. Biochem Soc Trans., 32: 218-221

14. Balk M., Weijma J., Stams A. J. 2002. Thermotoga lettingae sp. nov., a novel thermophilic, methanol-degrading bacterium isolated from a thermophilic anaerobic reactor. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 52: 1361-1368

15. Barns S.M., Fundyga R.E., Jeffries M.W., Pace N.R. 1994. Remarkable archaeal diversity detected in a Yellowstone National Park hot spring environment. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91: 1609-1613

16. Barns S.M., Delwiche, C. F., Palmer J. D., and Pace N. R. 1996. Perspectives on archaeal diversity, thermophily and monophyly from environmental rRNA sequences. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93: 9188-9193

17. Barrangou R., Fremaux C., Deveau H., Richards M., Boyaval P., Moineau S., Romero D.A., Horvath P. 2007. CRISPR provides acquired resistance against viruses in prokaryotes. Science, 315: 1709-1712

18. Behnke A., Engel M., Christen R., Nebel M., Klein R.R., Stoeck T. 2011. Depicting more accurate pictures of protistan community complexity using pyrosequencing of hypervariable SSU rRNA gene regions. Environ Microbiol., 13: 340-349

19. Bendtsen J.D., Nielsen H., von Heijne G., and Brunak S.J. 2004. Improved prediction of signal peptides: SignalP 3.0. J. Mol. Biol., 340: 783-95

20. Bertoldo C., Antranikian G. 2006. The Order Thermococcales. In "The Prokaryotes" (Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Scleifer, K.-H., and Stackebrandt, E., eds.) Vol. 3, Springer-Verlag, New York: 69-81

21. Bonch-Osmolovskaya E.A., Sokolova T.G., Kostrikina N.A., Zavarzin G.A. 1990. Desulfurella acetivorans gen. nov. and sp. nov. — a new thermophilic sulfur-reducing eubacterium. Arch. Microbiol., 153: 151-155

22. Bonch-Osmolovskaya E. A. 1994. Bacterial sulfur reduction in hot vents. FEMS Microbiol. Rev., 15: 65-77

23. Brochier C., Forterre P., Gribaldo S. 2005. An emerging phylogenetic core of Archaea: phylogenies of transcription and translation machineries converge following addition of new genome sequences. BMC Evol. Biol., 5: 36

24. Brochier-Armanet C., Boussau B., Gribaldo S., Forterre P. 2008. A DNA topoisomerase IB in Thaumarchaeota testifies for the presence of this enzyme in the last common ancestor of Archaea and Eucarya. Biol Direct., 3: 54

25. Brock T. D., Freeze H. 1969. Thermus aquaticus gen. n. and sp. n., a nonsporulating extreme thermophile. J. Bacteriol., 98: 289-297

26. Brock T. D., Brock K. M., Belly R. T., and Weiss R. L. 1972. Sulfolobus: a new genus of sulfur-oxidizing bacteria living at low pH and high temperature. Arch. Microbiol., 84, 5468

27. Brock T. D. 1978. Thermophilic microorganisms and life at high temperatures. SpringerVerlag, New York, 465 p.

28. Caldwell D.E., Caldwell S.J., Laycock J.P. 1976. Thermothrix thioparus gen. et sp. nov. a facultatively anaerobic facultative chemolithotroph living at neutral pH and high temperature. Can J Microbiol., 22: 1509-1517

29. Clingenpeel S.R., D'Imperio S., Oduro H., Druschel G.K., McDermott T.R. 2009. Cloning and in situ expression studies of the Hydrogenobaculum arsenite oxidase genes. Appl Environ Microbiol., 75: 3362-3365

30. Deicher A.L., Harmon D., Kasif S., White O., and Salzberg S.L. 1999. Improved microbial gene identification with GLIMMER. Nucleic Acids Res., 27: 4636-4641

31. Deicher A.L., Bratke K.A., Powers E.C., Salzberg S.L. 2007. Identifying bacterial genes and endosymbiont DNA with Glimmer. Bioinformatics, 23: 673-679

32. Dethlefsen L., Huse S., Sogin M.L., Relman D.A. 2008. The pervasive effects of an antibiotic on the human gut microbiota, as revealed by deep 16S rRNA sequencing. PLoS Biol., 6: e280

33. Di Giulio M. 2007. The tree of life might be rooted in the branch leading to Nanoarchaeota. Gene, 401: 108-113

34. Doemel W.N., Brock T.D. 1970. The upper temperature limit of Cyanidium caldarium. Arch Microbiol., 72: 326-332

35. Friedrich A.B., Antranikian G. 1996. Keratin degradation by Fervidobacterium pennavorans, a novel thermophilic anaerobic species of the order Thermotogales. Appl. Environ. Microbiol., 62: 2875-2882

36. Friedrich T., Scheide D. 2000. The respiratory complex I of bacteria, archaea and eukarya and its module common with membrane-bound multisubunit hydrogenases. FEBS Lett., 479: 1-5

37. Futterer O., Angelov A., Liesegang H., Gottschalk G., Schleper C., Schepers B., Dock C., Antranikian G, Liebl W. 2004. Genome sequence of Picrophilus torridus and its implications for life around pH 0. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 101: 9091-9096

38. Garrity G.M., Boone D.R., Castenholz R.W. (eds.). 2001, 2005. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, 2nd Edn., Springer-Verlag, New York-Berlin-Heidelberg, Vols. 1,2.

39. Godon J.J., Zumstein E., Dabert P., Habouzit F., Moletta R. 1997. Molecular microbial diversity of an anaerobic digestor as determined by small-subunit rDNA sequence analysis. Appl. Environ. Microbiol., 63: 2802-2813

40. Greene A.C., Patel B.K.C., Sheehy A.J. 1997. Deferribacter thermophilus gen. nov., sp. nov., a novel thermophilic manganese- and iron-reducing bacterium isolated from a petroleum reservoir. Int. J. Syst. Bacteriol., 47: 505-509

41. Grissa I., Vergnaud G., Pourcel C. 2007. CRISPRFinder: a web tool to identify clustered regularly interspaced short palindromic repeats. Nucleic Acids Res. 35 (Web Server issue): W52-57

42. Hohn M.J., Hedlund B.P., Huber H. 2002. Detection of 16S rDNA sequences representing the novel phylum "Nanoarchaeota": indication for a wide distribution in high temperature biotopes. Syst Appl Microbiol., 25: 551-554

43. Hu Y., Holdcn J.F. 2006. Citric acid cycle in the hyperthermophilic archaeon Pyrobaculum islandicum grown autotrophically, heterotrophically, and mixotrophically with acetate. J. Bacteriol. 188:4350-4355

44. Huber H., Hohn M.J., Rachel R., Fuchs T., Wimmer V.C., Stetter K.O. 2002. A new phylum of Archaea represented by a nanosized hyperthermophilic symbiont. Nature, 417: 63-67

45. Huber J.A., Mark Welch D.B., Morrison H.G., Huse S.M., Neal P.R., Butterfield DA, Sogin ML. 2007. Microbial population structures in the deep marine biosphere. Science, 318: 97-100

46. Hugenholtz P., Pitulle C., Hershberger K. L., and Pace N. R. 1998. Novel division level bacterial diversity in a Yellowstone hot spring. J. Bacteriol., 180: 366-376

47. Hugenholtz P. 2002. Exploring prokaryotic diversity in the genomic era. Genome Biol., 3(2): reviews 0003.1-0003.8

48. Huse S.M., Huber J.A., Morrison H.G., Sogin M.L., Welch DM. 2007. Accuracy and quality of massively parallel DNA pyrosequencing. Genome Biol., 8: R143

49. Huse S.M., Dethlefsen L., Huber J.A., Mark W. D., Relman D.A., Sogin M.L. 2008. Exploring microbial diversity and taxonomy using SSU rRNA hypervariable tag sequencing. PLoS Genet., 4: el000255

50. Islam T., Jensen S., Reigstad .LJ., Larsen O., Birkeland N.K. 2008. Methane oxidation at 55 degrees C and pH 2 by a thermoacidophilic bacterium belonging to the Verrucomicrobia phylum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 105: 300-304

51. Itoh T., Suzuki K., Sanchez P.C., Nakase T. 1999. Caldivirga maquilingensis gen. nov., sp. nov., a new genus of rod-shaped crenarchaeote isolated from a hot spring in the Philippines. Int J Syst Bacteriol., 49: 1157-1163

52. Itoh T., Suzuki K. Nakase T. 2002. Vidcanisaeta distributa gen. nov., sp. nov., and Vulcanisaeta souniana sp. nov., novel hyperthermophilic, rod-shaped crenarchaeotes isolated from hot springs in Japan. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 52: 1097-1104

53. Itoh T., Nomura N., Sako Y. 2003. Distribution of 16S rRNA introns among the family Thermoproteaceae and their evolutionary implications. Extremophiles, 7: 229-233

54. Jackson T. J., Ramaley R. F., Meinschein W. G. 1973. Thermomicrobium, a new genus of extremely thermophilic bacteria. Int. J. Syst. Bacteriol., 23, 28-36

55. Johnson J. L. 1973. Use of nucleic acid homologies in the taxonomy of anaerobic bacteria. Int. J. Syst. Bacteriol., 23, 308-315

56. Kashefi K., Lovely D.R. 2003. Extending the Upper Temperature Limit for Life. Science. 301:934

57. Keijser B.J., Zaura E., Huse S.M., van der Vossen J.M., Schuren F.H., Montijn R.C., ten Cate J.M., Crielaard W. 2008. Pyrosequencing analysis of the oral microflora of healthy adults. J. Dent. Res., 87: 1016-1020

58. Kersters K., De Vos P., Gillis M., Swings J., Vandamme P. and Stackebrandt E. 2006. Introduction to the Proteobacteria. In "The Prokaryotes". Martin Dworkin (Editor-in

59. Chief), Stanley Falkow, Eugene Rosenberg, Karl-Heinz Schleifer, Erko Stackebrandt (Editors). Springer, 5: 3-37

60. Kirchman D.L., Cottrell M.T., Lovejoy C. 2010. The structure of bacterial communities in the western Arctic Ocean as revealed by pyrosequencing of 16S rRNA genes. Environ. Microbiol., 12: 1132-1143

61. Kirk J.L., Beaudette L.A., Hart M., Moutoglis P., Klironomos J.N., Lee H., Trevors J.T.2004. Methods of studying soil microbial diversity. J. Microbiol. Methods, 58: 169-188

62. Kletzin A. 2007. General characteristics and important model organisms. In "Archaea: molecular and cellular biology". Ed. Cavicchioli R. Washington, USA: ASM Press, 2007: 14-93

63. Konneke M., Bernhard A.E., de la Torre J.R., Walker C.B., Waterbury J.B., Stahl D.A.2005. Isolation of an autotrophic ammonia-oxidizing marine archaeon. Nature, 437: 543546

64. Konstantinidis T. K., Tiedge J. M. 2005. Genomic insights that advance the species definition for prokaryotes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 102: 2567-2572

65. Kunin V., Engelbrektson A., Ochman H., Hugenholtz P. 2010. Wrinkles in the rare biosphere: pyrosequencing errors can lead to artificial inflation of diversity estimates. Environ. Microbiol., 12: 118-123

66. Kvist T., Ahring B.K. and Westermann P. 2007. Archaeal diversity in Icelandic hot springs. FEMS Microbiology Ecology, 59: 71-80

67. Kysela D. T., Palacios C., Sogin M. L. 2005. Serial analysis of V6 ribosomal sequence tags (SARST-V6): a method for efficient, high-throughput analysis of microbial community composition. Environ. Microbiol., 7: 356-364

68. Laska S., Lottspeich F., Kletzin A. 2003. Membrane-bound hydrogenase and sulfur reductase of the hyperthermophilic and acidophilic archaeon Acidianus ambivalens. Microbiology, 149: 2357-2371

69. Lagesen K., Hallin P., Roland E.A., Staerfeldt H.H., Rognes T., Ussery D.W. 2007. RNAmmer: consistent and rapid annotation of ribosomal RNA genes. Nucleic Acids Res., 35: 3100-3108

70. Li Y., Mandelco L., Wiegel J. 1993. Isolation and characterization of a moderately thermophilic anaerobic alkaliphile, Clostridium paradoxum sp. nov. Int. J. Syst. Bacterid., 43: 450-460

71. Lillestel R.K., Redder P., Garrett R.A., Brügger K. 2006. A putative viral defence mechanism in archaeal cells. Archaea, 2: 59-72

72. Ma K., Hutchins A., Sung S.J., Adams M.W. 1997. Pyruvate ferredoxin oxidoreductase from the hyperthermophilic archaeon, Pyrococcus furiosus, functions as a CoA-dependent pyruvate decarboxylase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 94: 9608-9613

73. Mai X., Adams M.W. 1996. Purification and characterization of two reversible and ADP-dependent acetyl coenzyme A synthetases from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. J. Bacteriol., 178: 5897-5903

74. Makarova K.S., Koonin E. V. 2005. Evolutionary and functional genomics of the Archaea. Curr. Opin. Microbiol., 8: 586-594

75. Mathur J., Bizzoco R.W., Ellis D.G., Lipson D.A., Poole A.W., Levinc R., Kelley S.T. 2007. Effects of abiotic factors on the phylogenetic diversity of bacterial communities in acidic thermal springs. Appl Environ Microbiol., 73: 2612-2623

76. Maxam A.M., Gilbert W. 1977. A new method of sequencing DNA, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74: 560-564

77. McCliment E.A., Voglesonger K.M., O'Day P.A., Dunn E.E., Holloway J.R., Cary S.C. 2006. Colonization of nascent, deep-sea hydrothermal vents by a novel Archaeal and Nanoarchaeal assemblage. Environ Microbiol., 8: 114-125

78. Meyer-Dombard D. R., Shock E. L., Amend J. P. 2005. Archaeal and bacterial communities in geochemically diverse hot springs of Yellowstone National Park, USA. Geobiology, 3:211-227

79. Mori K., Suzuki K. 2008. Thiofaba tepidiphila gen. nov., sp. nov., a novel obligately chemolithoautotrophic, sulfur-oxidizing bacterium of the Gammaproteobacteria isolated from a hot spring. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 58: 1885-1891

80. Muyzer G., de Waal E.C., Uitterlinden A.G. 1993. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA. Appl. Environ. Microbiol., 59: 695-700

81. Nannipieri P., Ascher J., Ceccherini M.T., Landi L., Pietramellara G., Renella G. 2003. Microbial diversity and soil functions. Eur. J. Soil Sci., 54: 655-670

82. Pace N. R. 1997. A molecular view of microbial diversity and the biosphere. Science, 276: 734-740

83. Paper W., Jahn U., Hohn M.J., Kronner M., Nather D.J., Burghardt T., Rachel R., Stetter K.O., Huber H. 2007. Ignicoccus hospitalis sp. nov., the host of Nanoarchaeum equitans. Int J Syst Evol Microbiol., 57: 803-808

84. Perevalova A.A., Bidzhieva S.Kh., Kublanov I.V., Hinrichs K.U., Liu X.L., Mardanov

85. Pol A., Heijmans K., Harhangi H.R., Tedesco D., Jetten M.S., Op den Camp H.J. 2007. Methanotrophy below pH 1 by a new Verrucomicrobia species. Nature, 450: 874-878

86. Prokofeva M. I., Miroshnichenko M. L., KostrikinaN. A., Chernyh N. A., Kuznetsov B.

87. B., Tourova T. P., and Bonch-Osmolovskaya E. A. 2000. Acidilobus aceticus gen. nov., sp. nov., a novel anaerobic thermoacidophilic archaeon from continental hot vents in Kamchatka. Int. J. Syst. Bacterid., 50: 2001-2008

88. Prosser J.I. 2002. Molecular and functional diversity in soil microorganisms. Plant and Soil., 244: 9-17

89. Quince C., Lanzen A., Curtis T.P., Davenport R.J., Hall N., Head I.M., Read L.F., Sloan W.T. 2009. Accurate determination of microbial diversity from 454 pyrosequencing data. Nat Methods., 6: 639-641

90. Quince C., Lanzen A., Davenport R.J., Turnbaugh P.J. 2011. Removing noise from pyrosequenced amplicons. BMC Bioinformatics, 12: 38

91. Rainey F. A., Ward N. L., Morgan H. W., Toalster R., and Stackebrandt E. 1993. Phylogenetic analysis of anaerobic thermophilic bacteria: aid for their reclassification. J. Bacterid., 175: 4772-4779

92. Ranjard L., Poly F., Nazaret S. 2000. Monitoring complex bacterial communities using culture-independent molecular techniques: application to soil environment. Res. Microbiol., 151: 167-177

93. Reysenbach A.-L., Ehringer M., and Hershberger K. 2000a. Microbial diversity at 83°C in Calcite Springs, Yellowstone National Park: another environment where the Aquificales and "Korarchaeota" coexist. Extremophiles, 4: 61-67

94. Reysenbach A.-L., Longnecker K., and Kirshtein J. 2000b. Novel bacterial and archaeal lineages from an in situ growth chamber deployed at a Mid-Atlantic Ridge hydrothermal vent. Appl. Environ. Microbiol., 66: 3798-3806

95. Reysenbach A.-L., Liu Y., Banta A.B., Beveridge T.J., Kirshtein J.D., Schouten S., Tivey M.K., Von Damm K.L., Voytek M.A. 2006. A ubiquitous thermoacidophilic archaeon from deep-sea hydrothermal vents. Nature. 442: 444-447

96. Reigstad L. J., Jorgensen S.L., Schleper C. 2010. Diversity and abundance of Korarchaeota in terrestrial hot springs of Iceland and Kamchatka. ISME J., 4: 346-356

97. Roesch L.F., Fulthorpe R.R., Riva A., Casella G., Hadwin A.K., Kent A.D., Daroub S.H., Camargo F.A., Farmerie W.G., Triplett E.W. 2007. Pyrosequencing enumerates and contrasts soil microbial diversity. ISME J., 1: 283-290

98. Ronaghi M., Uhlen M., and Nyren P. 1998. A sequencing method based on real-time pyrophosphate. Science, 281: 363-365

99. Ronaghi M., Pourmand N., Jain M., Willis T., and Davis R. 2000. Pyrosequencing for genome resequencing. In 12th International Genome Sequencing and Analysis Conference, Miami, FL

100. Rossello-Mora, R. 2005. DNA-DNA reassociation methods applied to microbial taxonomy and their critical evaluation. In Molecular Identification, Systematics, and Population Structure of Prokaryotes (Stackebrandt, E., ed.) Springer, Heidelberg: 23-50

101. Saiki T., Kobayashi Y., Kawagoe K., and Beppu T. 1985. Dictyoglomus thermophilum gen. nov., sp. nov., a chemoorganotrophic, anaerobic, thermophilic bacterium. Int. J. Syst. Bacterid., 35: 253-259

102. Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. 1989. Molecular cloning: a laboratory manual.

103. Stackebrandt E. 2006. Defining taxonomic ranks. In "The Prokaryotes" (Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Scleifer, K.-H., and Stakebrandt, E., eds.) Vol. 1, SpringerVerlag, New York: 29-57

104. Stackebrandt E., Ebers J. 2006. Taxonomic parameters revisited: tarnished gold standards Microbiol. Today, 10: 152-155

105. Stetter K. O. 1996. Hyperthermophilic procaryotes. FEMS Microbiol. Rev., 18: 149-158

106. Takai K., Horikoshi K. 1999. Genetic diversity of archaea in deep-sea hydrothermal vent environments. Genetics, 152: 1285-1297

107. Theron J., Cloete T.E. 2000. Molecular Techniques for Determining Microbial Diversity and Communiry Structure in Natural Environments. Critical Reviews in Microbiology, 26: 37-57

108. Turnbaugh P.J., Ley R.E., Mahowald M.A., Magrini V., Mardis E.R., Gordon J.I. 2006. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 444: 1027-1031

109. Valdes J., Pedroso I., Quatrini R., Dodson R.J., Tettelin H., Blake R. 2nd, Eisen J.A., Holmes D.S. 2008. Acidithiobacillus ferrooxidans metabolism: from genome sequence to industrial applications., 9: 597

110. Van de Peer Y., De Wächter R. 1997. Construction of evolutionary distance trees with TREECON for Windows: accounting for variation in nucleotide substitution rate among sites. Comput Appl Biosci., 13: 227-230

111. Winker S., Woese C.R. 1991. A definition of the domains Archaea, Bacteria and Eucarya in terms of small subunit ribosomal RNA characteristics. Syst. Appl. Microbiol., 14: 305

112. Woese C.R., Sogin M.L., and Sutton L.A. 1974. Procaryote phylogeny. Concerning the relatedness of Aerobacter aerogenes to Escherichia coli. J. Mol. Evol., 3: 293-299

113. Woese C. R., Fox G. E. 1977. Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary kingdoms. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74: 5088-5090

114. Woese C. R„ Magrum L. J., and Fox G. E. 1978. Archaebacteria. J. Mol. Evol., 11, 245252

115. Woese C. R. 2006. How we do, don't and should look at bacteria and bacteriology. In "The Prokaryotes" (Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Scleifer, K.-H., and Stackebrandt, E., eds.) Vol. 1, Springer-Yerlag, New York: 3-23

116. Wolf Y.I., Rogozin I.B., Grishin N.Y., Tatusov R.L., Koonin E.V. 2001. Genome trees constructed using five different approaches suggest new major bacterial clades. BMC Evol. Biol., 1: 8

117. Zaparty M., Tjaden B., Hensel R., Siebers B. 2008. The central carbohydrate metabolism of the hyperthermophilic crenarchaeote Thermoproteus tenax: pathways and insights into their regulation. Arch. Microbiol., 190: 231-245