Влияние экологических условий на разнообразие микробных сообществ солоноватых озер Забайкалья тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.08, кандидат биологических наук Егорова, Дарья Васильевна

• Егорова, Дарья Васильевна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Егорова, Дарья Васильевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Характеристика Забайкалья и распространение

минеральных озер на его территории

1.2. Микробные сообщества содово-соленых озер

1.2.1. Трофические взаимодействия и активность процессов

1.3. Основные подходы к изучению микробных сообществ

1.4. Применение методов молекулярной биологии

1.4.1. Биохимические методы

1.4.2. Методы на основе нуклеиновых кислот

1.4.3. Профили микробных сообществ

1.4.4. Флуоресцентная гибридизация in situ (FISH)

1.4.5. Микробная идентификация на основе экологических функций

1.4.6. Технологии микрочипов

1.5. Заключение к литературному обзору

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Характеристика исследуемых озер

2.2. Методы отбора проб

2.3. Методы полевых и лабораторных химических исследований

2.4. Оценка активностей процессов разложения белка и целлюлозы в осадках исследуемых озер

2.5. Методы учета численности бактерий

2.6. Методы выделения и поддержания чистых культур

2.7. Методы изучения морфологии клеток

2.8. Методы исследования экофизиологических и биохимических характеристик штаммов

2.9. Хемотаксономические методы характеристики штаммов

2.10. Генетические методы

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Краткая характеристика объектов исследования

3.2. Характеристика культивируемого микробного сообщества озер

3.2.1. Количественная характеристика структуры микробного сообщества осадков озер

3.2.2. Вертикальное распределение бактерий в донных осадках

оз. Соленое, Верхнее Белое и Зун-Торей

3.2.3. Оценка активностей процессов разложения белка и целлюлозы в осадках исследуемых озер

3.3. Характеристика разнообразия культивируемого бактериального сообщества различных экотопов озер

3.3.1. Экофизиологическая характеристика культивируемых бактерий

3.3.2. Генотипическая характеристика культур

3.3.3. Новый таксон рода Belliella филы Bacteroidetes

3.4. Характеристика микробного сообщества молекулярными методами

3.4.1. Оценка разнообразия с помощью ПЦР с групп-специфичными праймерами

3.4.2. Оценка разнообразия микробного сообщества оз. Соленое с помощью ПЦР - Д11 Э-анализа

3.4.3. Использование ДГГЭ-анализа для оценки разнообразия накопительных культур

3.4.4. Оценка разнообразия с помощью данных пиросеквенирования

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

АБС - бактериохлорофилл-я содержащие бактерии

АФБ - аноксигенные фотоэубактерии

ДГГЭ (DGGE) - денатурирующий градиентный гель-электрофорез

мМ - миллимоль

нк - накопительные культуры

ОВ - органическое вещество

ОМ - общая минерализация

OTE - операциональная таксономическая единица

ПБ - протеолитические бактерии

ПЦР - полимеразная цепная реакция

рДНК - рибосомальная дезоксирибонуклеиновая кислота

рРНК - рибосомальная рибонуклеиновая кислота

Сорг - углерод органический (органическое вещество)

ЦРБ - целлюлозоразлагающие бактерии

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние экологических условий на разнообразие микробных сообществ солоноватых озер Забайкалья»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность

Микробные сообщества содовых и соленых водоемов являются объектом интенсивных исследований, которые не теряют своей актуальности в течение последних десятилетий. Это связано с выяснением роли микроорганизмов в функционировании данных экстремальных мест обитания и открытием новых видов алкали- и галофильных представителей микробного сообщества (Заварзин, 2004; Жилина, 2001, 2005; РИсЩа е1 а1., 2003; Гарнова, 2003 и др.). Предметами исследования являлись разнообразие и функционирование микробных сообществ. При проведении этих исследований использованы классические микробиологические методы выявления и изучения физиологических групп, определения скоростей микробных процессов, выделения и описания культур микроорганизмов (Намсараев и др., 1999; Намсараев, Намсараев, 2007; Горленко и др., 1999; Заварзин и др., 1999; Богокт е1 а1., 2003; Сорокин и др., 2001; Ешинимаев и др., 2001; Жилина и др., 2005; Брянцева, 2000; 1опез е1 а1., 1998; 1т1ю1Т е1 а1., 1979; Огеп, 2000; и др.).

Использование методов молекулярной биологии позволило значительно расширить представление о разнообразии культивируемых и некультивируемых представителей различных местообитаний, в том числе содовых и соленых озер Африки, Америки, Китая и др. регионов (ДееБ е1 а1., 2003; МезЬаЬ, АЬои-Е1-Е1а & \Vigel, 2007; МмапсЫа ег а1., 2011; Уа1епгие1а-Епстаэ е1 а1., 2009 и др.). Однако необходимость проведения этапа клонирования и независимого секвенирования фрагментов рибосомных генов позволяли проанализировать не более сотен последовательностей. Развитие новых технологий секвенирования (пиросеквенирование) сделали возможным одновременный анализ тысяч - сотен тысяч последовательностей (Ма^иНБ е1 а1., 2005), что открыло новые перспективы в изучении микробных сообществ различных экосистем (8Ьокга11а а1., 2012; ZmgQr е1

5

а1., 2012). Проведение исследований микробного разнообразия содовых и соленых озер Забайкалья с использованием современных молекулярно-биологических методов дает возможность изучения этих экстремальных мест обитания на новом уровне.

Цель исследования: изучить разнообразие культивируемого и некультивируемого микробного сообщества в зависимости от экологических условий и выявить функциональную роль доминирующих бактерий. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Определить физико-химические показатели исследуемых озер.

2. Определить численность бактерий деструкционного звена.

3. Определить таксономическое положение органотрофных бактерий, выделенных из воды и донных осадков солоноватых озер Забайкалья и идентифицировать доминирующих представителей.

4. Оценить влияние экологических условий в исследуемых озерах на разнообразие культивируемого и некультивируемого сообщества микроорганизмов.

5. Выявить функциональную роль доминирующих бактерий.

Научная новизна и практическая значимость.

Впервые с использованием методов молекулярной экологии проведена

оценка разнообразия микробного сообщества различных экониш содово-

соленых озер Забайкалья. Впервые с помощью высокопроизводительного

секвенирования фрагментов генов 168 рРНК проведена качественная и

количественная характеристика состава бактериальных сообществ донных

осадков озер Соленое и Сульфатное, различающихся по содержанию

основных анионов. Установлено, что в количественном отношении ведущая

роль принадлежит бактериям серного цикла, состав которых зависит от

конкретных условий в донных осадках. Показано, что фила Вас1его1ёе1ез,

наиболее характерная для водной среды, играет большую роль в донных

6

осадках, являясь субдоминантом филы РпЛеоЬайеиа. Выделен и описан новый представитель филы Вас1егчлс1е1е8 - аэробные, алкалофильные бактерии рода ВеШеПа для которых предложено название «ВеШеПа ЪигуаИет1$ эр. поу.».

Полученные результаты расширяют представление о разнообразии культивируемого и некультивируемого сообщества содово-соленых озер Забайкалья. Данные по составу бактериального разнообразия донных отложений могут быть использованы для реконструкции путей метаболизма в сообществе и целенаправленном выделении организмов или генов для использования в разработках новых биотехнологий на основе соле- и щелочеустойчивых ферментов. Результаты исследований могут быть использованы в учебном процессе в курсах изучения микробиологии и экологии и подготовке учебно-методических пособий.

Апробация работы.

Материалы диссертации были апробированы в виде докладов на Молодежной школе-конференции с международным участием «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2010; 2012); Всероссийской конференции с международном участием «Современные проблемы микробиологии Центральной Азии» (Улан-Удэ, 2010); 2-ой Международной научной конференции «Разнообразие почв и биоты Северной и Центральной Азии» (Улан-Удэ, 2011); Международной конференции «Экология и геохимическая деятельность микроорганизмов экстремальных местообитаний» (Улан-Удэ - Улан-Батор, 2011); Региональной научно-практической конференции «Структура, функционирование и экологическая безопасность» (Улан-Удэ, 2012).

Публикации

По результатам исследований опубликовано 11 печатных работ.

Заключение диссертации по теме «Экология (по отраслям)», Егорова, Дарья Васильевна

ВЫВОДЫ

1. В период проведенных исследований минерализация озер варьировала от 2,04 до 16,96 г/л, рН 8,9-10,7. Эти условия благоприятствуют развитию разнообразного микробного сообщества. Численность о культивируемых деструкторов достигала 1млрд.кл./см .

2. Выделены, охарактеризованы и идентифицированы 31 культура органотрофных бактерий, доминировавшие в бактериальном сообществе солоноватых озер Забайкалья и относящиеся к филам Вас1епнс1е1е8 (6), Рго1еоЬас1епа (10), Р1пшси1е8 (10), АсйпоЬа^епа (5).

3. Выделены и описаны аэробные органотрофные алкалифильные и галотолерантные бактерии, принадлежащие к новому виду рода ВеШеИа, для которого предлагается название «ВеШеИа ЪигуайетЬз зр.поу».

4. Методом пиросеквенирования определены составы бактериальных сообществ осадков двух солоноватых озер Забайкалья. В оз. Соленое доминировали бактерии филы РгсйеоЬа^епа (34,8%), субдоминировали СЫогоАех1 (18,7%), Ршшстез (16,3%) и Васгеплё^еБ (10,9%). В оз. Сульфатное более 50% сообщества составляли представители Ргс^еоЬа^епа, субдоминировали Вас1его1с1е1е5 (11,1%).

5. В условиях анаэробиоза и карбонатно-хлоридного засоления в бактериальном сообществе в большей степени присутствуют анаэробные и алкали- и галофильные организмы. В условиях сульфатного засоления увеличивается доля сульфатредуцирующих бактерий и общее разнообразие филотипов.

6. В составе бактериальных сообществ солоноватых озер значимая роль принадлежит бактериям серного цикла. Их таксономическое разнообразие зависит от конкретных условий в донных осадках.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящем исследовании впервые для оценки микробного разнообразия солоноватых щелочных озер Забайкалья был применен комплекс культуральных и молекулярно-генетических методов, позволивший охарактеризовать культивируемое и некультивируемое сообщество различных экотопов.

Среди бактерий, обитающих в воде и отложениях озер, представляющих органотрофные бактерии и доминировавших в момент отбора проб, нами были изолированы представители фил Firmicutes (кл. Bacilli - В. simplex, В. safensis, В. aurantiacus, Jeotgalibacillus campisalis, Sporosarcina aquamarina, Paenibacillus glucanolyticus, Marinibacillus campisalis), Actinobacteria (кл. Actinobacteria - Micrococcus endophiticus, Rothia nasimurium, Citricoccus zhacaensis, Rhodococcus cercidiphylli), Bacteroidetes (кл. Sphingobacteria - «Belliella buryatiensis sp.nov» ), кл. a-proteobacteria {Paracoccus alcaliphilus, Loktanella vestfoldensis, Rhodobacter ovatus) и кл. y-proteobacteria (Pseudomonas peli, Halomonas ventosae). В основном, их ближайшие гомологи выделены из соленых (морских) и щелочных сред. Анализ собственных и литературных данных позволяет оценить % состав культивируемого бактериального сообщества следующим образом: 57,8%: протеобактерии (а-26,6% , у- 28,9%, 8- 2,2%), 22,2% -Firmicutes, 11,1% составляют Actinobacteria и 8,9% Bacteroidetes. Эти же филы составляли большинство и при оценке микробных сообществ воды, матов и осадков разными молекулярными методами. Их состав зависел от конкретных условий местообитаний.

Применение метода пиросеквенирования позволило дать более полную характеристику состава бактериальных сообществ донных осадков, выявить общие и отличительные черты. Различия в составе микробных сообществ различных экотопов изученных экосистем определяются условиями среды обитания. На основании количественных характеристик доминирующих в бактериальных сообществах филотипов, можно предполагать, что при условиях жесткого селективного давления в оз. Соленое (высокая щелочность, повышенное содержание хлоридов, отсутствие кислорода и света) в большем количестве развиваются анаэробные, алкали- и галофильные и хемосинтезирующие организмы. При снижении селективного давления в оз. Сульфатное (более низком содержании солей углекислоты и хлоридов, доступности света и кислорода, но при этом высоком содержании сульфатов) в продукционном звене увеличивается доля цианобактерий, в деструкционном звене увеличивается доля сульфатредуцирующих бактерий. При этом бактериальное сообщество оз. Сульфатное оказывается более разнообразным и имеющим большее количество филотипов с неясным таксономическим положением.

Анализ полученных данных демонстрирует, что выделенные нами в культуру бактерии слабо представлены в исследованных сообществах. Что касается конкретных видов, то только ЬоЫапеНа vestfoldensis> выделенная из проб воды оз. Сульфатное и Нижнее Белое, была обнаружена также в осадках методом пиросеквенирования. Выявление большого количества бактерий, имеющих наибольшее сходство с некультивируемыми формами и неясным таксономическим положением, свидетельствует как о слабой изученности подобных экосистем, так и об эндемичности обитающих в них бактерий.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Егорова, Дарья Васильевна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Алекин O.A., Семенов А. Д., Скопинцев Б. А. Руководство по химическому анализу вод суши. - JI: Гидрометеоиздат,1973. -269 с.

2. Алкалофильные микробные сообщества / Труды Института микробиологии им. С.Н. Виноградского // М.: Наука. 2007. Вып. XIV.

3. Аринушкина Е.В. Руководство по химическому анализу почв / Е.В. Аринушкина. - М.: Изд-во МГУ, 1961. - 481 с.

4. Атлас Забайкалья (Бурятская АССР и Читинская область). - М.Иркутск: Управление геодезии и картографии, 1967. - С. 25-75.

5. Богданова JI.JI. Химический состав атмосферных осадков Забайкалья // в кн.: Геохимия и гидрохимия природных вод восточной Сибири. - Иркутск, -1973. - С.207-214.

6. Банзаракцаева Т.Г. Распространение и активность бактерий-деструкторов в содовых озерах Забайкалья в зависимости от экологических условий: автореф. дис. канд. биол. наук: 03.00.16, 03.00.07/ Т.Г. Банзаракцаева. - Улан-Удэ, 2002. - 20с.

7. Банзаракцаева Т.Г., Бархутова Д.Д. Экофизиология гидролитических бактерий содовых озер Верхнее Белое и Нижнее Белое // Вестник БГУ. Сер. 2: Биология. Вып 4. - Улан-Удэ: 2002.- С. 117-120

8. Брянская A.B. Влияние экологических условий на видовое разнообразие и функциональную активность цианобактерий водоемов Южного Забайкалья: Автореферат. ...канд. биол. наук. - Улан-Удэ: БГУ-2002. - 22с.

9. Брянцева И.А. Аноксигенные фототрофные бактерии содовых озер Юго-Восточного Забайкалья: Автореферат. ...канд. биол. наук. - М.: МГУ-2000. - 24с.

10. Болдарева E.H., Брянцева И.А.., Цапин А., Нельсон К., Сорокин Д.Ю., Турова Т.П.Бойченко В. А., Стадничук И.Н., Горленко В.М. Новая

алкалофильная бактериохлорофилл-а содержащая бактерия Rhoseinatronobacter monicus sp.nov. из гиперсоленого содового озера Моно Лэйк (Калифорния, США) // Микробиология. 2007. Т. 76. №1. С. 95-106.

11. Болдарева E.H., Акимов В.Н., Бойченко В.А., Стадничук И.Н., Москаленко A.A., Махнева З.К., Горленко В.М. Новая алкалофильная несерная пурпурная бактерия Rhodobaca bargusiensis sp.nov. из содового озера Баргузинской долины (Восточная Сибирь, Бурятия) // Микробиология. 2008. Т. 77. №2. С. 241-254.

12. Практикум по микробиологии /Под ред. А. И. Нетрусова. М.: Академия, 2005. 604 с.

13. Бонч-Осмоловская Е.А. Термофильные микроорганизмы: общий взгляд // Труды Ин-та микробиологии. 2011. Выпуск 16. С. 5-14.

14. Валяшко А.Г. Классификационные признаки соляных озер.// Труды ВНИИГ. Вып. XXIII. 1952. - с.45

15. Власов H.A., Филиппова Г.Р. Гидрохимический и физико-химический режим соляных озер Юго-Восточного Забайкалья.// Краткие сообщения о научно-исследовательских работах за 1961 год. Иркутск. 1973. - С.69

16. Гарнова Е. С. Алкалофильные сахаролитические анаэробы содовых озер. Дисс... канд. биол. наук. Москва. 2003. 140 с.

17. Герасименко Л.М., Дубинин A.B., Заварзин Г.А., Алкалофильные цианобактерии содовых озер Тувы и их экофизиология // Микробиология. -1996. Т.65. С.696-700.

18. Горленко В.М., Брянцева И.А., Пантелеева Е.Е., Турова Т.П., Колганова Т.В., Махнева З.К., Москаленко A.A. Ectothiorhodosimus mongolicum gen. nov., sp. nov. - Новая пурпурная серная бактерия из содового озера Монголии // Микробиология, 2004, Т.73, №1, С. 80-88

19. Горленко В.М., Дубинина Г.А., Кузнецов С.И. Экология водных микроорганизмов. М.: Наука, 1977, 288 с.

20. Горленко В.М., Намсараев Б.Б., Кулырова A.B., Заварзин Д.Г., Жилина Т.Н. Активность сульфатредуцирующих бактерий в донных осадках содовых озер Юго-Восточного Забайкалья // Микробиология. Т.68, №5. 1999. С.664-670.

21. Грачев М.А., Кузнецова С.Ю., Щербакова Т.А. Метод выделения высокоочищенной ДНК для использования в полимеразной цепной реакции //Молекулярная биология. 2006. Т. 40. № 1. С. 180-183.

22. Дзюба A.A., Тулохонов А.К., Абидуева Т.И., Гребнева H.H. распространение и химизм соленых озер Прибайкалья и Забайкалья // География и природные ресурсы. 1997. №4. С. 65-71.

23. Дубинин A.B., Герасименко Л.М., Заварзин Г.А. Экофизиология и видовое разнообразие цианобактерий озер Магади // Микробиология. 1995. Т.64. С.845-849

24. Ешинимаев Б.Ц. Новые умеренно галоалкалофильные и термофильные метанотрофы: Автореферат. ...канд. биол. наук. Пущино, 2006. 25с.

25. Жилина Т.Н. // Труды института микробиологии им. С.Н. Виноградского. 2007. №14. С.158-225.

26. Жилина Т.Н., Кевбрин В.В., Турова Т.П., Лысенко A.M., Кострикина H.A., Заварзин Г.А. Clostridium alkalicellum sp. nov. - аблигатно алкалофильный целлюлозолитик из содового озера Прибайкалья // Микробиология. 2005. Т.74. С. 642-653

27. Жилина Т.Н., Кевбрин В.В., Лысенко A.M., Турова Т.П., Кострикина H.A., Заварзин Г.А. Clostridium alkalicellum sp.nov. - облигатно алкалофильный целлюлолитик из содового озера Прибайкалья // Микробиология. 2005. Т. 74. С. 642-653.

28. Заварзин Г.А. Лекции по природоведческой микробиологии / М.: Наука. 2003. С. 67-102.

29. Заварзин Г.А. Эпиконтинентальные содовые водоемы как предполагаемые реликтовые биотопы формирования наземной биоты // Микробиология. -1993. Т.62. С.789-800.

30. Заварзин Г.А. Изучение микробного разнообразия в Институте микробиологии им. С.Н. Виноградского // Микробиология. 2004. Т.73. №5. С. 598-612.

31. Заварзин Г.А. Бактерии и состав атмосферы // М.: Наука, 1984. 199 с.

32. Заварзин Г.А., Жилина Т.Н., Кевбрин В.В. Алкалофильное микробное сообщество и его функциональное разнообразие // Микробиология. 1999. Т.68. №5. С. 579 -599.

33. Заварзин Г.А., Жилина Т.Н. Содовые озера - природная модель древней биосферы континента // Природа. №2. 2000.

34. Захарюк А.Г. Распространение и активность алкалофильных сульфат- и железоредуцирующих бактерий в содовых озерах Забайкалья: автореф. канд. биол. наук. Улан-Удэ. 2010.22 с.

35. Иванов A.B. Торейские озера // Гидрохимия рек и озер в условиях резко континентального климата. Владивосток: Изд-во ДВНЦ АН СССР. 1977. С.69-102.

36. Исаченко Б.Л. Хлористые, сульфатные и содовые озера Кулундинской степи и биогенные процессы в них // Кулундинская экспедиция Академии наук СССР 1931-1933 гг. - 1934.-4.1. -вып. 8

37. Исаченко Б.Л. Хлористые, сульфатные и содовые озера Кулундинской степи и биогенные процессы в них // Б.Л. Исаченко. Избранные труды. - МЛ.: Изд-во АН СССР. - 1951.- С. 143-162.

38. Колосов Р.В., Захарюк А.Г., Козырева Л.П. Морфологическое разнообразие алкалофильных микроорганизмов в содовом озере Соленое // Вестник БГУ. Сер. Биология. Геграфия. 2009. С. 92-95.

39. Компанцева Е.И., Сорокин Д.Ю., Горленко В.М., Намсараев Б.Б. Фототрофное сообщество соленого щелочного озера Хилганта (Юго-Восточное Забайкалье) // Микробиология, 2001 - Т. 74- №3 - С.410-419.

40. Копылов А.И., Косолапов Д.Б., Крылова И.Н., Масленникова Т.С. Бактериопланктон Угличского водохранилища // Биология внутренних вод, 1998, №2. С. 36-43.

41. Кренделев Ф.П. Периодичность наполнения и высыхания Торейских озер Юго-Восточного Забайкалья // Доклады АН СССР. - 1986. - Т.287, №2-С. 396-400

42. Кузнецов С.И., Дубинина Г. А. Методы изучения водных микроорганизмов / М.: Наука. 1989. 288 с.

43. Кулырова А.Н. Влияние условий среды обитания на распространение и активность микрорганизмов содовых озер Южного Забайкалья. Дисс...канд. биол. наук. Улан-Удэ: БГУ. 1999.

44. Лунина О.Н., Брянцева И.А., Акимов В.Н. и др. Сообщество аноксигенных фототрофных бактерий озера Шира (Хакасия) // Микробиология. 2007. Т. 76. №4. С. 533-544.

45. Локоть Л.И., Стрижова Т.А., Горлачева Е.П. и др. Содовые озера Забайкалья: экология и продуктивность / Новосибирск: Наука. 1991. 216с.

46. Малышев Л.И. Флористические спектры Советского Союза // История флоры и растительности Евразии / Л.: «Наука». 1972. С. 17-40.

47. Методы изучения почвенных микроорганизмов и их метаболитов / Под ред. H.A. Красильникова. МГУ. 1966. С. 30-31.

48. Методы общей бактериологии / по ред. Герхардта Ф.М. и др. Т.2., Т.З М.: Мир. 1984.

49. Митыпова Т.Н. Разнообразие аэробных и факультативно-анаэробных оргпнотрофных бактерий содово-соленых озер Забайкалья и Монголии. Автореф. дис... канд. биол. Наук. У-У. 2007. 23 с.

50. Моисеенко Т.И., Гашкина H.A. Факторы формирования химического состава вод малых озер // Доклады академии наук, 2005, т. 401. №6. С.802-807.

51. Намсараев Б.Б., Жилина Т.Н., Кулырова A.B., Горленко В.М. Бактериальное образование метана в содовых озерах Юго-Восточного Забайкалья // Микробиология. 1999. Т. 68. № 5. С. 664-670.

52. Намсараев Б.Б., Намсараев З.Б. Микробные процессы круговорота углерода и условия среды обитания в щелочных озерах Забайкалья и Монголии организмы / Труды института микробиологии им. С.Н. Виноградского. Вып. 14: Алкалофильные микробные сообщества / отв. Ред.

B.Ф. Гальченко. М.: Наука, 2007. С. 299-322.

53. Намсараев Б.Б., Бархутова Д.Д., Намсараев З.Б., Брянская A.B., Банзаракцаева Т.Г., Лаврентьева Е.В., Данилова Э.В. Разнообразие и функциональная активность микробных сообществ наземных гидротерм Байкальской рифтовой зоны // Интеграц. проекты СО РАН. Вып.28. 2010. С. 45-74.

54. Напрасникова В.Т. Физико-географическая характеристика озер Забайкалья // Записки Забайкальского филиала географического общества. Чита: СССР, 1972. С. 35-43.

55. Носова Л.М., Гельцер Ю.Т. Определение протеолитической активности дерново-подзолистой и дерновой почв методом фотобумажной автографии // В кн. Микроорганизмы как компоненты биогеоценоза. - М.: Наука. 1984.

C.153-156.

56. Обязов В.А. Связь колебаний водности озер степной зоны Забайкалья с многолетними гидрометеорологическими изменениями на примере Торейских озер // Изв. РГО. 1994. Вып. С.48-54.

57. Обязов В.А. Многолетние колебания стока рек Юго-Восточного Забайкалья // Изв. РГО. 1998. Вып.З. С.72-77.

58. Обязов В.А. Изменения температуры воздуха и увлажненности территории Забайкалья и приграничных районов Китая // Природоохранное сотрудничество Читинской области (Российская Федерация) и автономного района Внутренняя Монголия (КНР) в трансграничных экологических районах: материалы конференции. Чита: Забайкал. гос. гум. пед. ун-т, 2007. С. 247-250.

59. Разнообразие микробных сообществ внутренних водоемов России: уч.-метод. пособие. Ярославль: Изд-во ООО «Принтхаус», 2009. 115 с.

60. Резников А.А., Муликовская Е.П., Соколов И.Ю. Методы анализа природных вод // 3-е изд. М.: Недра. 1970.

61. Rozanova Е.Р., Nazina T.N. and Galushko A.S. Isolation of a new genus of sulfate-reducing bacteria and description of a new species of this genus, Desulfomicrobium apsheronum gen. nov., sp. nov. Mikrobiologiya. 1988. V. 57.P. 634-641.

62. Романенко В.И., Кузнецов С.И. Экология микроорганизмов пресных водоемов. Лаб. Руководство. Л.: Наука, 1974. 194 с.

63. Современная микробиология. Прокариоты / Ленгелер Й., Древе, Шлегель. Т.2. Гл. 29. стр.148.

64. Содовые озера Забайкалья. Экология и продуктивность / Отв. ред. А.Ф. Алимов - Новосибирск: Наука, Сиб. отд-е, 1991. - 214 с.

65. Солоноватые и соленые озера Забайкалья: гидрохимия, биология / отв. ред. Б.Б. Намсараев. Улан-Удэ: Изд-во Бурятского государственного университета. 2009. 340 с.

66. Соколенко А.В. Некультивируемые формы бактерий: распространение в природе, индукторы не культивируемого состояния и реверсии // Современные наукоемкие технологии, № 2. 2006.

67. Сорокин Д.Ю., Турова Т.П., Кузнецов Б.Б., Брянцева И.А., Горленко В.М. Rhoseinatronobacter thiooxidans gen.nov., sp.nov., новая алкалофильная

аэробная бактериохлорофилл «-содержащая бактерия из содового озера // Микробиология. 2000. Т.69, №1. С.89-97.

68. Справочник биохимика: пер. с англ. / Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. - М.: Мир, 1991. 544с. ил.

69. Теппер Е.З. Практикум по микробиологии. М.: Агропромиздат. 1987. С.23.

70. Уфимцев Г.Ф., Щетников А.А., Агафонов Б.П. Озера вокруг Байкала // Известия рус. геогр. об-ва. Т.130. Вып. 4. 1998. С. 36-46. (IPCC, 2007)

71. Цыренова, Намсараев, Брянская, 2009;

72. Цыренов Б.С. Сезонные изменения физико-химических условий и активности микробного сообщества в содовом озере Белое (Западное Забайкалье): автореф. дис. канд. биол. наук: 03.00.16, 03.00.07/ Б.С. Цыренов. - Улан-Удэ, 2010. 22с.

73. Adamczyk J., Hesselsoe М., Iversen N., Horn M., Lehner A., Nielsen P.H. et al. The isotope array, a new tool that employs substrate-mediated labeling of rRNA for determination of microbial community structure and function // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69:6875-87.

74. AgoguS H., Lamy D., Neal P.R., Sogin M.L. and Herndl G.J. Water mass-specificity of bacterial communities in the North Atlantic revealed by massively parallel sequencing // Molecul. Ecol. 2011. V. 20.P. 258-274.

75. Alazard D., Badillo C., Fardeau M.L., Cayol J.L., Thomas P., Roldan Т., Tholozan J.L. and Ollivier B. Tindallia texcoconensis sp. nov., a new haloalkaliphilic bacterium isolated from lake Texcoco, Mexico // Extremophiles. 2007. V.ll.P.33-39.

76. Altschul S., Wootton J., Zaslavsky E. et al. The construction and use of log-odds substitution scores for multiple sequence alignment // PLoS Comput. Biol. 2010. 6:el000852.

77. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiol. Rev. 1995. V. 59 P. 143-169.

78. Arun A. B., Chiu-Chung Young, Wen-Ming Chen, Mei-Hua Hung, Wei-An Lai, Jui-Hsing Chou, Rekha P. D., Fo-Ting Shen and Shiawhwa Paul Su. Belliella pelovolcani sp. nov., isolated from a mud-volcano in Taiwan // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. V. 59. P. 2534-2537.

79. Asao M., Pinkart H.C. and Madigan M. T. Diversity of extremophilic purple phototrophic bacteria in Soap Lake, a Central Washington (USA) // Environ. Microbiol. 2011. V. 13. № 8. P. 2146-2157.

80. Baxter B. K., Litchfield C. D., Sowers K., Griffith J.D., DasSarma P.A. and DasSarma S. Microbial diversity of Great Salt lake, 2005 Springer.

81. Beja O., Suzuki M.T., Koonin E.V., Aravind L., Hadd A., Nguyen L.P., Villacorta R., Amjadi M., Garrigues C., Jovanovich S.B. Construction and analysis of bacterial artificial chromosome libraries from a marine microbial assemblage // Environ. Microbiol. 2000. V. 2. P. 516-529.

82. Berendes F., Gottschalk G., Heine-Dobbernack E., Moore E.R.B., Tindall B.J. Halomonas desiderata sp. nov., a new alkaliphilic, halotolerant and denitrifying 1 bacterium isolated from a municipal sewage works // Syst. Appl. Microbiol. 1996. V.19. P.158-167.

83. Bes M., Saidi Slim L., Becharnia F., Meugnier H., Vandenesch F., Etienne J. et al. Population diversity of Staphylococcus intermedius isolates from various host species: typing by 16S-23S intergenic ribosomal DNA spacer polymorphism analysis // J. Clin. Microbiol. 2002. 40:2275-7

84. Borsodi A.K., Polläk B., Keki Z., Rusznyäk A., Koväcs A.L., Spröer C., Schumann P., Märialigeti K. and Töth E.M. Bacillus alkalisediminis sp. nov., an alkaliphilic and moderately halophilic bacterium isolated from sediment of extremely shallow soda ponds // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. V. 61. P. 18801886.

85. Brandt K.K. and Ingvorsen K. Desulfobacter halotolerans sp. nov., a halotolerant acetate-oxidizing sulfate-reducing bacterium isolated from sediments of Great Salt Lake, Utah // Syst. Appl. Microbiol. 1997. V. 20. P. 366-373.

86. Brettar I., Christen R. and Hofle M.G. Belliella baltica gen. nov., sp. nov., a novel marine bacterium of the Cytophaga-Flavobacterium-Bacteroides group isolated from surface water of the central Baltic Sea I I Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004, V. 54. P. 65-70.

87. Bruns A., Cypionka H., Overmann J. Cyclic AMP and acyl homoserine lactones increase the cultivation efficiency of heterotrophic bacteria from the central Baltic Sea // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 3978-3987.

88. Bryantseva I.A., Gorlenko V.M., Kompantseva E.I., Imhoff J.F., Suling J., Mityushina L. Thiorhodorospira sibirica gen. nov., sp. nov., a new alkaliphilic purple sulfur bacterium from a Siberian soda lake // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V.49.P. 697-703.

89. Bryantseva I.A., Gorlenko V.M., Kompantseva E.I., Tourova T.P., Kuznetsov B.B., Osipov G.A. Alkaliphilic heliobacterium Heliorestis baculata sp. nov., and emended description of the genus Heliorestis // Arch. Microbiol. 2000.

90. Camacho C., Coulouris G., Avagyan V., Ma N., Papadopoulos J., Bealer K., Madden T.L. BLAST+: architecture and applications // BMC Bioinformatics. 2009. V. 15. P. 10:421.

91. Castiglioni B., Rizzi E., Frosini A., Sivonen K., Rajaniemi P., Rantala A. et al. Development of a universal microarray based on the ligation detection reaction and 16S rrna gene polymorphism to target diversity of cyanobacteria // Appl. Environ. Microbiol. 2004. 70:7161-72.

92. Chandler D.P., Jarrell A.E., Roden E.R., Golova J., Chernov B., Schipma M.J. et al. Suspension array analysis of 16S rRNA from Fe~ and S042- reducing bacteria in uranium-contaminated sediments undergoing bioremediation // Appl. Environ. Microbiol. 2006. 72:4672-87.

93. Cho J.C., Tiedje J.M. Quantitative detection of microbial genes by using DNA Microarrays // Appl. Environ. Microbiol. 2002. 68:1425-30.

94. Chouari R., Le Paslier D., Dauga C., Daegelen P., Weissenbach J., and Sghir A. Novel major bacterial candidate division within a municipal anaerobic sludge digester // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 2145-2153.

95. Cottrell M.T. and Kirchman D.L. Community composition of marine bacterioplankton determined by 16S rRNA gene clone libraries and £uorescence in situ hybridization // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 5116-5122.

96. Daffonchio D., Cherif A., Brusetti L., Rizzi A., Mora D., Boudabous A. et al. Nature of polymorphisms in 16S-23S rRNA gene intergenic transcribed spacer fingerprinting of Bacillus and related genera // Appl. Environ. Microbiol. 2003. 69:5128-37.

97. Denariaz G., Payne W.J., J. Le Gall. A Halophilic denitrifier, Bacillus halodenitrificans sp. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1989. V.39. P. 145-151.

98. Derakshani M., Lukow T. and Liesack W. Novel bacterial lineages at the (sub)division level as detected by signature nucleotide-targeted recovery of 16S rRNA genes from bulk soil and rice roots of flooded rice microcosms // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 623-631.

99. DeRisi J.L., Iyer V.R., Brown P.O. Exploring the metabolic and genetic control of gene expression on a genomic scale // Science. 1997. 278:680-6.

100. Deutschbauer A. M., Chivian D., Arkin A. P. Genomics for environmental microbiology // Opinion in Biotechnology. 2006. V. 17. P. 229-235.

101. Dobson S.J., Colwell R.R., McMeekin T.A., Franzmann P.D. Direct sequencing of the polymerase chain reaction-amplified 16S rRNA gene of Flavobacterium gondwanense sp. nov. and Flavobacterium salegens sp. nov., two new species from a hypersaline Antarctic lake // Int. J. Syst. Bacteriol. 1993. V. 43(1). P. 77-83.

102. Dorador C., Meneses D., Urtuvia V., Demergasso C. et al. Diversity of Bacteroidetes in high-altitude saline evaporitic basins in northern Chile // J. Geophysical Research. 2009. V.114.

103. Dorigo U., Volatier L., Humbert J.F. Molecular approaches to the assessment of biodiversity in aquatic microbial communities // Water Research.

2005. V 39. P.2207-2218.

104. Drenovsky R.E., Elliot G.N., Graham K.J., Scow K.M. Comparison of phospho-lipids fatty acid (PLFA) and total soil fatty acid methyl esters (TSFAME) for characterizing soil microbial communities // Soil. Biol. Biochem. 2004. 36:1793-800.

105. Duckworth A.W., Grant S., Grant W.D., Jones B.E., Meijer D. Deitzia natranolimnaios sp. nov., a new member of the genus Dietzia isolated from an east African soda lake// Extremophilies. 1998. V.2. P.359-366.

106. Duckworth A.W., Grant W.D., Jones B.E., Van Steenbergen R.P. Phylogenetic diversity of soda lake alkaliphiles // FEMS Microbiol. Ecol. 1996. V.19. P.181-191.

107. Dumont M. G., Radajewski S.M., Miguez C.B., McDonald I.R., Murrell JC. Identification of a complete methane monooxygenase operon from soil by combining stable isotope probing and metagenomic analysis // Environ. Microbiol.

2006. 8:1240-50.

108. Edgcomb V.P., McDonald J.H., Devereux R., Smith D.W. Estimation of bacterial cell numbers in humic acid-rich salt marsh sediments with probes directed to 16S ribosomal DNA // Appl. Environ. Microbiol. 1999. 65:1516-23.

109. Entcheva P., Liebl W., Johann A., Hartsch T., Streit W.R. Direct cloning from enrichment cultures, a reliable strategy for isolation of complete operons and genes from microbial consortia// Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P.89-99.

110. Eugster H.P. Chemistry and origin of the brines of lake Magadi, Kenya // Mineral. Soc. Am/ Special publication. 1970. V. 3. P.215-235.

111. Eyers L., George I., Schuler L., Stenuit B., Agathos S.N., El Fantroussi S. Environmental genomics: exploring the unmined richness of microbes to degrade xenobiotics // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2004. 66:123-30.

112. Fendrich C. Halovibrio variabilis gen. nov. sp. nov., Pseudomonas halophila sp. nov. and a new halophilic coccoid eubacterium from Great Salt Lake, Utah, USA // System. Appl. Microbiol. 1988. V. 11. P. 36-43.

113. Fendrich C. and Schink B. Degradation of glucose, glycerol, and acetate by aerobic bacteria in surface water of Great Salt Lake, Utah, U.S.A. // System. Appl. Microbiol. 1988. V. 11. P. 94-96.

114. Fenselau K. and Demirev P.A. Characterization of intact microorganisms MALDI mass spectrometry // Mass Spectrometry Reviews. 2001. V. 20.P.157-171.

115. Finster K., Bak F. and Pfennig N. Desulfuromonas acetexigens sp. nov., a dissimilatory sulfur-reducing eubacterium from anoxic freshwater sediments // Arch. Microbiol. 1994. V. 161. P. 328-332.

116. Fisher M., Triplett E.W. Automated approach for ribosomal intergenic spacer analysis of microbial diversity and its application to freshwater bacterial communities // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 4630-4636.

117. Fodor S.P., Rava R.P., Huang X.C., Pease A.C., Holmes C.P., Adams C.L. Multiplexed biochemical assays with biological chips // Nature. 1993. 364:555-6.

118. Forney L..J, Zhou X., Brown C.J. Molecular microbial ecology: land of the one-eyed king // Curr. Opin. Microbiol. 2004. 7:210-20.

119. Garnova E.S., Zhilina T.N., Tourova T.P., Lysenko A.M. Anoxynatronum sibiricum gen. nov., sp. nov. alkaliphilic anaerobe from cellulolytic community of Nizhnee Beloe (Transbaikal region) // Extremophiles. 2003. V. 7. P. 213-220.

120. Garnova E.S., Zhilina T.N., Tourova T.P., Kostrikina N.A., Zavarzin G.A. Anaerobic, alkaliphilic, saccharolytic bacterium Alkalibacter saccharofermentans gen. nov., sp. nov. from soda lake in the Transbaikal region of Russia // Extremophiles. 2004. V. 8. P. 309-316.

121. Gentry T.J., Wickham G.S., Schadt C.W., He Z., Zhou J. Microarray applications in microbial ecology research // Microb. Ecol. 2006. 52:159-75.

122. Ghatak A., Majumdar A., Ghosh R.K. Molecular phylogenetic analysis of Vibrio cholerae Ol El Tor strains isolated before, during and after the O 139 outbreak based on the inter-genomic heterogeneity of the 16S-23S rRNA intergenic spacer regions // J. Biosci. 2005. 30:619-25.

123. Gilbride K.A., Lee D.Y., Beaudette L.A. Molecular techniques in wastewater: understanding microbial communities, detecting pathogens, and realtime process control // J. Microbiol. Methods. 2006. 66:1-20.

124. Giovannoni S.J., Tripp H.J., Givan S., Podar M., Vergin K.L., Baptista D., Bibbs L., Eads J., Richardson T.H., Noordewier M. Genome streamlining in a cosmopolitan oceanic bacterium // Science. 2005. V. 309. P. 1242-1245.

125. Glockner F.O., Fuchs B.M. and Amann R. Bacterioplankton compositions of lakes and oceans: a 0rst comparison based on fluorescence in situ hybridization // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 3721-3726.

126. Gosink J. J., Staley J.T. Biodiversity of gas vacuolate bacteria from Antarctic sea ice and water // Appl. Environ. Microbiol. 1995. V.61(9). 3486-9.

127. Graham J.H., Hodge N.C., Morton J.B. Fatty acid methyl ester profiles for characterization of glomalean fungi and their endomycorrhizae // Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 61. P. 58-64.

128. Grant W.D., Tindall B.J. Alkaline saline environments // Microbes in extreme environments / Eds. Herbert R.A. and Codd G.A., Academic Press, London. 1986. P. 22-54.

129. Grant W.D., Mwatha W.E., Jones B.E. Alkaliphiles: ecology, diversity and applications // FEMS Microbiol. Rev. 1990. V.75. P.255-270.

130. Grant S., Grant W.D., Jones B.E., Kato C., and Li L. Novel archaeal phylotypes from an East African alkaline saltern // Extremophiles. 1999. V. 3. P. 139-145.

131. Grant W.D., Jones B.E. Alkaline environments // Encyclopedia of Microbiology. 2000. V.l. P. 126-133

132. Greene E.A., Voordouw G. Analysis of environmental microbial communities by reverse sample genome probing // J. Microbiol. Methods 2003. 53:211-9.

133. Haack S.K., Fogarty L.R.,West T.G., Aim E.W., McGuire J.T., Long D.T., et al. Spatial and temporal changes in microbial community structure associated with recharge-influenced chemical gradients in a contaminated aquifer // Environ. Microbiol. 2004. 6:438—48.

134. Handelsman J. Metagenomics: application of genomics to uncultured microorganisms // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2004. 68:669-85.

135. Hashim, S.O., Delgado, O., Hatti-Kaul, R., Mulaa, F.J., Mattiasson, B. Starch hydrolysing Bacillus halodurans isolates from a Kenyan soda lake // Biotechnol. Lett. 2004. V.26. P.823-828

136. Hassibe W.R. and Keck W.G. The Great Salt Lake // General Interest Publications of the U. S. 1993.

137. Healy F.G., Ray R.M., Aldrich H.C., Wilkie A.C., Ingram L.O., Shanmugam K.T. Direct isolation of functional genes encoding cellulases from the microbial consortia in a thermophilic, anaerobic digester maintained on lignocelluloses // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1995. V.43. P. 667-674.

138. Henne A., Daniel R., Schmitz R.A., Gottschalk G. Construction of environmental DNA libraries in Escherichia coli and screening for the presence of genes conferring utilization of 4-hydroxybutyrate // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 3901-3907.

139. Hiibel S.R., Pereyra L.P., Inman L.Y. et al. Microbial community analysis of two field-scale sulfate-reducing bioreactors treating mine drainage // Environ. Microbiol. 2008. V.10. № 8. P. 2087-2097.

140. Holland R. D., Wikes J. G., Rafii F., Sutherland J. B., Persons C. C., Voorhees K. J., Lay J. O. Rapid Identification of intact whole bacteria based on

124

spectral patterns using matrix-assisted laser desorption/ionization with time-offlight mass spectrometry // Rapid. Comm. Mass. Spectrom. 1996. V.10. P. 12271232.

141. Horikoshi, K. Alkaliphiles: some applications of their products for biotechnology // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1999. V.63. P.735-750.

142. Imhoff J.F., Sahl H.G., Soliman G.S.H., Triiper H.G. The Wadi Natrun: chemical composition and microbial mass developments in alkaline brines of eutrophic desert lakes // Geomicrobiol. J. 1979. V. 1. P. 219-234.

143. Garrity G.M., Lilburn T.G., Cole J.R., Harrison S.H., Euzeby J. and Tindall B.J. The Bacteria: Phylum "Proteobacteria", Class Alphaproteobacteria / Taxonomic Outline of the Bacteria and Archaea, Release7.7.Part 3. 2007.P.52-111.

144. Janssen P. H., Yates P. S., Grinton B. E., Taylor P. M., Sait M. Improved culturability of soil bacteria and isolation in pure culture of novel members of the divisions Acidobacteria, Actinobacteria, Proteobacteria, and Verrucomicrobia // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 2391-2396.

145. Javor B. Hypersaline environments: microbiology and biogeochemistry. Springer-Verlag. Berlin, Heiderberg, New York, London, Paris, Tokyo. 1989. 382pp.

146. Jenkins P. Ecologycal results of an expedition to Kenya in 1929. VII. Summary of the ecological results with spicial reference to the alkaline lakes // Ann. and Mag. Nat. ist. S. 10. 1932. V. 13. P. 133-180.

147. Jones B.E., Grant W.D., Collins N.C., Mwatha W.E. Alkaliphiles: diversity and identification / In: Priest F.G., Ramos-Cormenzana A., Tindall B.J. (eds) Bacterial diversity and systematics. Plenum Press. New York, 1994. P. 21-132.

148. Jones B.E., Grant W.D., Duckworth A.W., Owenson G.G. Microbiol diversity of soda lakes // Extremophiles. 1998. V. 2. P. 191-200.

149. Jones B.E., Grant W.D. Microbial diversity and ecology of alkaline environments // In Journey to diverse microbial worlds / Ed. J. Seckbach. Kluwer Academic Publishers, Netherlands. 2000. P. 179-190.

150. Kalyuzhnaya M.G., Khmelenina V.l., Eshinimaev B.C. et al. Taxonomic characterization of new alkaliphilic and alkalitolerant methanotrophs from soda lakes of the Southeastern Transbaikal region and description of Methylomicrobium buryatense sp. nov. // Syst. Appl. Microbiol. 2001. V. 24. P. 166-176.

151. Kellermann C. and Griebler C. Thiobacillus thiophilus sp. nov., a chemolithoautotrophic, thiosulfate-oxidizing bacterium isolated from contaminated aquifer sediments // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. V.59. P. 583-588.

152. Kevbrin V.V., Zhilina T.N., Rainey F.A. and Zavarzin G.A. Tindallia magadii gen. nov., sp. nov.: an alkaliphilic anaerobic ammonifier from soda lake deposits // Curr. Microbiol. 1998. V. 37. P.94-100.

153. Kirk J.L., Beaudette L.A., Hart M., Moutoglis P., Klironomos J.N., Lee H. et al. Methods of studying soil microbial diversity // J. Microbiol. Methods. 2004. 58: 169-88.

154. Knietsch A., Waschkowitz T., Bowien S., Henne A., Daniel R. Construction and screening of metagenomic libraries derived from enrichment cultures: generation of a gene bank for genes conferring alcohol oxidoreductase activity on Escherichia coli II Appl. Environ. Microbiol. 2003. V.69. P. 1408-1416.

155. Kormas K.A., Meziti A., Dahlmann A., De Lange G.J., and Lykousis V. Characterization of methanogenic and prokaryotic assemblages based on mcrA and 16S rRNA gene diversity in sediments of the Kazan mud volcano (Mediterranean Sea). Geobiology 2008. V.6. P. 450-460.

156. Kotsyurbenko O.R., Chin K.J., Glagolev M.V., Stubner S., Simankova M.V., Nozhevnikova A.N. et al. Acetoclastic and hydrogenotrophic methane production and methanogenic populations in an acidic West-Siberian peat bog // Environ. Microbiol. 2004. 6:1159-73.

157. Kozdroj J., van Elsas J.D. Structural diversity of microorganisms in chemically perturbed soil assessed by molecular and cytochemical approaches // J. Microbiol. Methods. 2001. 43:197-212.

158. Kumar A.P., Srinivas T.N.R., Madhu S., Sravan R., Singh S., Naqvi S.W.A., Mayilraj S. and Shivaji S. Cecembia lonarensis gen. nov., sp. nov., a haloalkalitolerant bacterium of the family Cyclobacteriaceae, isolated from a haloalkaline lake and emended descriptions of the genera Indibacter, Nitritalea and Belliella II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62. P. 2252-2258.

159. Liesack W., Weyland H., Stackebrandt E. Potential risks of gene amplification by PCR as determined by 16S rDNA analysis of a mixed-culture of strict barophilic bacteria // Microb. Ecol. 1991. 121:191-8.

160. Loy A., Kusel K., Lehner A., Drake H.L., Wagner M. Microarray and functional gene analyses of sulfate-reducing prokaryotes in low-sulfate, acidic fens reveal cooccurrence of recognized genera and novel lineages // Appl. Environ. Microbiol. 2004. 70:6998-7009.

161. Lee J.C., Lee G.S., Park D.J., Kim C.J. Bacillus alkalitelluris sp. nov., an alkaliphilic bacterium isolated from sandy soil // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. V.58. № 11. P. 2629-2634.

162. Lee Y.S., Lee D.H., Kahng H.Y., Sohn S.H., Jung J.S. Polaribacter gangjinensis sp. nov., isolated from seawater // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011 V.61.(Pt6). 1425-9.

163. Lin J.L., Radajewski S., Eshinimaev B.T., Trotsenko Y.A., McDonald I.R., Murrell J.C. Molecular diversity of methanotrophs in Transbaikal soda lake sediments and identification of potentially active populations by stable isotope probing//Environ. Microbiol. 2004. 6:1049-60.

164. Liu W.-T., Marsh T.L., Cheng H., Forney L. Characterization of microbial diversity by determining terminal restriction fragment length polymorphisms of genes encoding 16S rRNA // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 45164522.

165. Liu Y.P., Wang Y.X., Li Y.X., Feng F.Y., Liu H.R. and Wang J. Mongoliicoccus roseus gen. nov., sp. nov., an alkaliphilic bacterium isolated from a haloalkaline lake // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62. P. 2206-2212.

166. Loffler F.E., Yan J., Ritalahti K.M., Adrian L., Edwards E.A., Konstantinidis K.T., Miiller J.A., Fullerton H., Zinder S.H. and Spormann A.M. Dehalococcoides mccartyi gen. nov., sp. nov., obligate organohalide-respiring anaerobic bacteria relevant to halogen cycling and bioremediation, belong to a novel bacterial class, Dehalococcoidia classis nov., order Dehalococcoidales ord. nov. and family Dehalococcoidaceae fam. nov., within the phylum Chloroflexi II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2013. V. 63. P.625-635.

167. Lu Y.L., Chen W.F., Han L.L., Wang E.T. and Chen W.X. Rhizobium alkalisoli sp. nov., isolated from Caragana intermedia growing in saline-alkaline soils in the north of China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. V. 59. P. 30063011.

168. Ma Y., Zhang W., Xue Y., Zhou P., Ventosa A., Grant W.D. Bacterial diversity of the Inner Mongolian Baer Soda Lakes as revealated by 16S rRNA gene sequence analyses // Extremophiles. 2004. V.8. P. 45-51.

169. Manefield M., Griffiths R.I., Leigh M.B., Fisher R., Whiteley A.S. Functional and compositional comparison of two activated sludge communities remediating coking effluent // Environ. Microbiol. 2005. 7:715-22.

170. Markoulatos P., Siafakas N., Moncany M. Multiplex polymerase chain reaction: a practical approach // J. Clin. Lab. Anal. 2002. 16:47-51.

171. Marsh T.L. Terminal restriction fragment length polymorphism (T-RFLP): an emerging method for characterizing diversity among homologous populations of amplification products / Curr. Opin. Microbiol. 1999. 2:323-7.

172. Mesbah N.M., Hedrick D.B., Peacock A.D., Rohde M. and Wiegel J. Natranaerobius thermophilus gen. nov., sp. nov., a halophilic, alkalithermophilic bacterium from soda lakes of the Wadi An Natrun, Egypt, and proposal of

Natranaerobiaceae fam. nov. and Natranaerobiales ord. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57. P. 2507-2512.

173. Mesbah N.M., Abou-El-Ela S.H., Wiegel J. Novel and unexpected prokaryotic diversity in water and sediments of the alkaline, hypersaline lakes of the Wadi anNatrun, Egypt // Microbiol. Ecol. 2007. V. 54. P. 598-617.

174. Milford A.D., Achenbach L.A., Jung D., Madigan M.T. Rhodobaca bogoriensis gen.nov., sp.nov., an alkaliphilic purple non-sulfur bacterium from African Rift Valley soda lakes // Arch, of Microbiol. 2000. V.174. P. 18-27.

175. Moller S., Sternberg C., Andersen J.B., Christensen B.B., Ramos J.L., Givskov M. et al. In situ gene expression inmixed-culture biofilms: evidence ofmetabolic interactions between community members // Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64:721-32.

176. Murray A.E., Preston C.M., Massana R., Taylor L.T., Blakis A.,Wu K. et al. Seasonal and spatial variability of bacterial and archaeal assemblages in the coastal waters near Anvers Island, Antarctica/TAppl. Environ.Microbiol.1998. 64:2585-95.

177. Muyzer G., de Waal E.C., Uitterlinden A.G. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 695-700.

178. Muyzer G., Smalla K. Application of denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) and temperature gradient gel electrophoresis (TGGE) in microbial ecology // Antonie Van Leeuwenhoek. 1998. V. 73:127-41.

179. Mwirichia R., Cousin S., Muigai A.W., Boga H.I. Stackebrandt E. Bacterial diversity in the haloalkaline lake Elmenteita, Kenya // Curr. Microbiol. 2011. V.62. P.209-221.

180. Nannipieri P., Ascher J., Ceccherini M.T., Landi L., Pietramellara G., Renella G. Microbial diversity and soil function // Eur. J. Soil Sci. 2003. V. 54:655-70.

181. Neufeld J.D., Dumont M.G., Vohra J., Murrell J.C. Methodological considerations for the use of stable isotope probing in microbial ecology // Microb. Ecol. 2007. V. 53. P. 435^142.

182. Ngugi D.K., Antunes A., Brune A. and Stingl U. Biogeography of pelagic bacterioplankton across an antagonistic temperature-salinity gradient in the Red Sea // Molecular Ecol. 2012. V.12. P.388-405.

183. Nielsen P., Rainey F.A., Outtrup H., Priest F.G., Fritze D. Comparative 16S rDNA sequence analysis of some alkaliphilic bacilli and the establishment of a sixth rRNA group within the genus Bacillus // FEMS Microbiol. Lett. 1994. V.117. P. 61-66.

184. Nubel U., Garcia-Pichel F., Muyzer G. PCR primers to amplify 16S rRNA genes from cyanobacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63:3327-32.

185. Nyström T. Not quite dead enough: on bacterial life, culturability, senescence, and death // Arch. Microbiol. 2001. V. 176. P. 159-164.

186. Oliver J.D., Nilsson L., Kjelleberg S. The formation of non-culturable cells of Vibrio vulnificus and its relationship to the starvation state // Appl. Environ. Microbiol. 1991. V.57. P. 2640-2644.

187. Olliver B., Caumentte P., Garcia J.-L., Mah R.A. Anaerobic bacteria from hypersaline environments // Microbiol. Rev. 1994. V.58. P.27-38.

188. Olsen G.J., Lane D.J., Giovannoni S.J., Pace N.R., Stahl D.A. Microbial ecology and evolution: a ribosomal RNA approach // Annu. Rev. Microbiol. 1986. V. 40. P. 37-365.

189. Onda S., Hiraishi A., Matsuo Y., Takii S. Polyphasic approaches to the identification of predominant polyphosphate-accumulating organisms in a laboratory-scale anaerobic/aerobic activated sludge system // J. Gen. Appl. Microbiol. 2002. V. 48. P. 43-54.

190. Onstott T.C., Moser D.P., Pfiffiier S.M., Fredrickson J.K., Brockman F.J., Phelps T.J. et al. Indigenous and contaminant microbes in ultradeep mines // Environ. Microbiol. 2003. V. 5. 1168-91.

191. Oren A. Diversity of halophilic microorganisms: environments, phylogeny, physiology and applications 11 J. of industrial Microbiol, and Biotech. 2002. V.28. P.56-63.

192. Osborne C.A., Rees G.N., Bernstein Y., Janssen P.H. New threshold and confidence estimates for terminal restriction fragment length polymorphism analysis of complex bacterial communities // Appl. Environ. Microbiol. 2006. 72:1270-8.

193. O'Sullivan L. A., Fuller K. E., Thomas E. M., Turley C. M., Fry J. C., Weightman A. J. Distribution and culturability of the uncultivated 'AGG58 cluster' of the Bacteroidetes phylum in aquatic environments // FEMS Microbiology Ecology. 2004. V. 47. P. 359-370.

194. Pace N. R. Science. 1997. V. 276. P. 734-740.

195. Pikuta E.V., Zhilina T.N., Zavarzin G.A., Kostrikina N.A., Osipov G.A. and Rainey F.A. Desulfonatronum lacustre gen. nov., sp. nov.: a new alkaliphilic sulfate-reducing bacterium utilizing ethanol // Mikrobiologiya. 1998. V. 67. P. 123-131 (in Russian).

196. Pikuta E.V., Hoover R.B., Bej A.K., Marsic D., Detkova E.N., Whitman W.B. and Krader P. Tindallia californiensis sp. nov., a new anaerobic, haloalkaliphilic, spore-forming acetogen isolated from Mono Lake in California // Extremophiles. 2003. V. 7. P. 327-334.

197. Pombo S.A., Kleikemper J., Schroth M.H., Zeyer J. Field-scale isotopic labeling of phospholipid fatty acids from acetate-degrading sulfate-reducing bacteria // FEMS Microbiol. Ecol. 2005. V. 51. P. 197-207.

198. Posch T., Loferer-Krossbacher M., Gao G., Alfreider A., Pernthaler J., Psenner R. Precision of bacterioplankton biomass determination: a comparison of two fluorescent dyes, and of allometric and linear volume-to-carbon conversion factors //Aq. Microb. Ecol. 2001. V.25. P.55-63.

199. Post F J. Life in the Great Salt Lake // Utah Science. 1975. V. 36. P.43-47.

200. Post F.J. The microbial ecology of the Great Salt Lake // Microb. Ecol. 1977. №3. P.143-165.

201. Powell S.M., Ferguson S.H., Bowman J.P., Snape I. Using real-time PCR to assess changes in the hydrocarbon-degrading microbial community in antarctic soil during bioremediation // Microb. Ecol. 2006. 52:523-32.

202. Ranjard L., Poly F., Lata J.C., Mougel C., Thioulouse J., Nazaret S. Characterization of bacterial and fungal soil communities by automated ribosomal intergenic spacer analysis fingerprints: biological and methodological variability // Appl. Environ. Microbiol. 2001. 67:4479-87.

203. Rappe M. S., Giovannoni S. J. The uncultured microbial majority // Annu. Rev. Microbiol. 2003. V. 57. P. 369-394.

204. Reed D.W., Fujita Y., Delwiche M.E. et al. Microbial communities from methane hydrate-bearing deep marine sediments in a forearc basin // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V.68. №8. P. 3759-3770.

205. Rees H.C., Grant W.D., Jones B.E., Heaphy S. Diversity of Kenyan soda lake alkaliphiles assessed by molecular methods//Extremophile.2004.V.8. P.63-71.

206. Rhee S.K., Liu X., Wu L., Chong S.C., Wan X., Zhou J. Detection of genes involved in biodégradation and biotransformation in microbial communities by using 50-mer oligonucleotide microarrays//Appl. Environ. Microbiol. 2004. 70:4303-17.

207. Romano I., Giordano A., Lama L., Nicolaus B., Gambacorta A. Characterization of a haloalkalophilic strictly aerobic bacterium, isolated from Pantelleria island // Syst. Appl. Microbiol. 1996. V.19. P. 326-333.

208. Romano, I., Giordano, A., Lama, L., Nicolaus, B., Gambacorta, A. Halomonas campaniensis sp. nov., a haloalkaliphilic bacterium isolated from a mineral pool of Campania Region, Italy // Syst. Appl. Microbiol. 2005. V.28. P.610-618.

209. Rondon M.R., August PR., Bettermann A.D., Brady S.F., Grossman T.H., Liles M.R., Loiacono K.A., Lynch B.A., MacNeil I.A., Minor C.S. Cloning the soil

metagenome: a strategy for accessing the genetic and functional diversity of uncultured microorganisms // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. № 6.

210. Rozanova E.P., Nazina T.N. and Galushko A.S. Isolation of a new genus of sulfate-reducing bacteria and description of a new species of this genus, Desulfomicrobium apsheronum gen. nov., sp. nov // Mikrobiologiya. 1988. V. 57. P. 634-641.

211. Saleh-Lakha S., Miller M., Campbell R.G., Schneider K., Elahimanesh P., Hart M.M. et al. Microbial gene expression in soil: methods, applications and challenges // J. Microbiol. Methods. 2005. 63:1-19.

212. Sanz J.L., Kochling T. Molecular biology techniques used in waster treatment: an Overview // Process. Biochem. 2007. 42:119-33.

213. Sauer S., Kliem M. (). Mass spectrometry tools for the classification and identification of bacteria // Nature Rev. Microbiol. 2010. V. 8. P. 74-82.

214. Shen Y., Stehmeier L.G., Voordouw G. Identification of hydrocarbon-degrading bacteria in soil by reverse sample genome probing // Appl. Environ. Microbiol. 1998. 64:637-45.

215. Schena M., Shalon D., Davis R.W., Brown P.O. Quantitative monitoring of gene expression patterns with a complementary DNA microarray // Science. 1995. 270:467-70.

216. Schmidt M., Prieme A. and Stougaard P. Rhodonellum psychrophilum gen. nov., sp. nov., a novel psychrophilic and alkaliphilic bacterium of the phylum Bacteroidetes isolated from Greenland // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. V. 56. P. 2887-2892.

217. Sekiguchi Y., Yamada T., Hanada S., Ohashi A., Harada H. and Kamagata Y. Anaerolinea thermophila gen. nov., sp. nov. and Caldilinea aerophila gen. nov., sp. nov., novel filamentous thermophiles that represent a previously uncultured lineage of the domain Bacteria at the subphylum level // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1843-1851.

218. Shieh W.Y., Jean W.D. Alterococcus agarolyticus gen.nov., sp.nov., a halophilic thermophilic bacterium capable of agar degradation // Can. J. Microbiol. 1998. V.44.№7. P. 637-645.

219. Small J., Call D.R., Brockman F.J., Straub T.M., Chandler D.P., Direct detection of 16S rRNA in soil extracts by using oligonucleotide microarrays // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 4708^716.

220. Sorokin D., Tourova Т., Schmid M.C., Wagner M., Koops H-P., Kuenen J.G., Jetten M. Isolation and properties of obligately chemolithoautotrophic and extremely alkali-tolerant ammonia-oxidizing bacteria from Mongolian soda lakes // Archives of Microbiology. 2001. V. 176. P. 170-177.

221. Sorokin D.Y., Tourova T.P., MuBmann M. and Muyzer G. Dethiobacter alkaliphilus gen. nov. sp. nov., and Desulfurivibrio alkaliphilus gen. nov. sp. nov.: two novel representatives of reductive sulfur cycle from soda lakes // Extremophiles. 2008. V. 12. P. 431-439.

222. Sorokin D.Y., Tourova T.P., Panteleeva A.N. and Muyzer G. Desulfonatronobacter acidivorans gen. nov., sp. nov. and Desulfobulbus alkaliphilus sp. nov., haloalkaliphilic heterotrophic sulfate-reducing bacteria from soda lakes // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62. P.2107-2113.

223. Spiegelman D., Whissell G., Greer C.W. A survey of the methods for the characterization of microbial consortia and communities // Can. J. Microbiol. 2005. 51:355-86.

224. Szewzyk R. and Pfennig N. Complete oxidation of catechol by the strictly anaerobic sulfate-reducing Desulfobacterium catecholicum sp. nov // Arch. Microbiol 1987. V.147. P. 163-168.

225. The Prokaryotes. A Handbook on the Biology of Bacteria. Third Edition. M. Dworkin, S. Falkow, E. Rosenberg, K.-H. Schleifer, E. Stackebrandt. Springer Science+Business Media, LLC, 2006.

226. Tiago I., Chung A.P., Verissimo A. Bacterial diversity in a nonsaline alkaline environment: heterotrophic aerobic populations // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P.7378-7387.

227. Tiirola M.A. Isolation and characterization of Novosphingobium sp. strain MT1, a dominant polychlorophenol-degrading strain in a groundwater bioremediation system / M.A. Tiirola, M.K. Mannisto, J.A. Puhakka et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 173-80.

228. Tindall B.J. Prokaryotic diversity in the Antarctic: the tip of the iceberg. // Microbiol. Ecol. 2004. V.47. P.271-283.

229. Tiquia, S.M.,Wu, L., Chong, S.C., Passovets, S., Xu, D., Xu, Y. et al. Evaluation of 50-mer oligonucleotide arrays for detecting microbial populations in environmental samples. Biotechniques 2004; 36:664-670, 672, 674-665.

230. Tsai Y.L., Olson B.H. Rapid method for direct extraction of DNA from soil and sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1991. 57:1070-4.

231. Tsai Y.L, Olson B.H. Rapid method for separation of bacterial DNA from humic substances in sediments for polymerase chain reaction // Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. P. 2292-2295.

232. Valenzuela-Encinas C., Neria-Gonzales I., Alcantara-Hernandez R.J. et al. Changes in the bacterial populations of the highly alkaline saline soil of the former lake Texcoco (Mexico) following flooding // Extremophiles. 2009.V.13.P.609-621.

233. van de Peer Y. and De Wächter R. TREECON for Windows a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment / Y. van de Peer and R. De Wächter // Comput. Appl. Biosci. 1994. V. 10. P. 569-570.

234. Van Hamme J.D., Singh A., Ward O.P. Recent advances in petroleum microbiology // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2003. 67:503^9.

235. Vaneechoutte M., Rossau R., De Vos P., Gillis M., Janssens D., Paepe N. et al. Rapid identification of bacteria of the Comamonadaceae with amplified

ribosomal DNA-restriction analysis (ARDRA) 11 FEMS Microbiol. Lett. 1992. 72:227-33.

236. Vaneechoutte M., Dijkshoorn L., Tjernberg I., Elaichouni A., de Vos P., Claeys G., Verschraegen G. Identification of Acinetobacter genomic species by amplified ribosomal DNA restriction analysis // J. Clin. Microbiol. 1995. 33:11-5.

237. Vanparys B., Kim H., Lebbe L., De Vos P. Pseudomonas peli sp.nov. and Pseudomonas borbory sp.nov., isolated from a nitrifying inoculum // Int. J. Syst. Evol.

238. Ventosa A., Gutierrez M.C., Kamekura M. and Dyall-Smith M.L. Proposal to transfer Halococcus turkmenicus, Halobacterium trapanicum JCM 9743 and strain GSL-11 to Haloterrigena turkmenica gen. nov., comb. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. P. 131-136.

239. Vestal J.R., White D.C. Lipid analysis in microbial ecology: quantitative approaches to the study of microbial communities // Bioscience. 1989. 39:535-41.

240. Voget S., Leggewie C., Uesbeck A., Raasch C., Jaeger K.E., Streit W.R. Prospecting for novel biocatalysts in a soil metagenome // Appl. Environ. Microbiol. 2003, 69:6235-6242.

241. Voordouw G., Voordouw J.K., Karkhoff-Schweizer R.R., Fedorak P.M., Westlake D.W. Reverse sample genome probing, a new technique for identification of bacteria in environmental samples by DNA hybridization, and tts application to the identification of sulfate-reducing bacteria in oil field samples // Appl. Environ. Microbiol. 1991. 57:3070-8.

242. Wagner M., Nielsen P.H., Loy A., Nielsen J.L., Daims H. Linking microbial community structure with function: fluorescence in situ hybridization-microautoradiography and isotope arrays // Curr. Opin. Biotechnol.2006.17:83-91.

243. Wani A.A., Surakasi V. P., Siddharth J. R., Gowri R. M., Patole S., Ranade D., Shouche Y. S. Molecular analyses of microbial diversity associated with the Lonar soda lake in India: An impact crater in a basalt area // Research in Microbiology. 2006. 157. P. 928-937.

244. Wang C.S., Wang Y., Xu X.W. et al. Microbulbifer donghaiensis sp. nov., isolated from marine sediment of the East China Sea // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009.V.59. № 3. P. 545-549.

245. Ward D.M., Weller R., Bateson M.M. 16S rRNA sequences reveal numerous uncultured microorganisms in a natural community // Nature. 1990. V. 345. P. 63-65.

246. Webster N.S., Cobb R.E., Soo R., Anthony S.L., Battershill C.N., Whalan S. and Evans-Illidge E. Bacterial community dynamics in the marine sponge Rhopaloeides odorabile under in situ and ex situ cultivation // Mar. Biotechnol. 2010. V. 13. P. 296-304.

247. Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study // J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 697-703.

248. Wiegel J. Anaerobic alkalithermophiles, a novel group of extremophiles // Extremophiles. 1998. V. 2. P. 257-267.

249. Willems A., Busse J., Goor M., Pot B., Falsen E., Jantzen E., Hoste B., Gillis M., Kersters K., Auling G. and De Ley J. Hydrogenophaga, a new genus of hydrogen-oxidizing bacteria that includes Hydrogenophaga flava comb. nov. (formerly Pseudomonas flava), Hydrogenophaga palleronii (formerly Pseudomonas palleronii), Hydrogenophaga pseudoflava (formerly Pseudomonas pseudoflava and "Pseudomonas carboxydoflava") and Hydrogenophaga taeniospiralis (formerly Pseudomonas taeniospiralis) II Int. J. Syst. Bacteriol. 1989. V.39. P.319-333.

250. Woese C.R. Bacterial evolution // Microbiol. Rev. 1987. V. 51. P. 221-271.

251. Wu L., Thompson D.K., Liu X., Fields M.W., Bagwell C.E., Tiedje J.M., et al. Development and evaluation of microarray-based whole-genome hybridization for detection of microorganisms within the context of environmental applications // Environ. Sei. Technol. 2004. 38:6775-82.

252. Wu L., Liu X., Schadt C.W., Zhou J. Microarray-based analysis of subnanogram quantities of microbial community DNAs by using whole-community genome amplification // Appl. Environ. Microbiol. 2006. 72:4931-41.

253. Xiong J., Liu Y., Lin X., Zhang H., Zeng J., Hou J. et al. Geographic distance and pH drive bacterial distribution in alkaline lake sediments across Tibetan Plateau // Environ. Microbiol. 2012. V. 14(9). P. 2457-2466.

254. Yamada T., Sekiguchi Y., Hanada S., Imachi H., Ohashi A., Harada H. and Kamagata Y. Anaerolinea thermolimosa sp. nov., Levilinea saccharolytica gen. nov., sp. nov. and Leptolinea tardivitalis gen. nov., sp. nov., novel filamentous anaerobes, and description of the new classes Anaerolineae classis nov. and Caldilineae classis nov. in the bacterial phylum Chloroflexi II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. V. 56. P.1331-1340.

255. Yang C.X., Liu Y.P., Bao Q.H., Feng F.Y., Liu H.R., Zhang X.J. and Zhao Y.L. Mongoliitalea lutea gen. nov., sp. nov., an alkaliphilic, halotolerant bacterium isolated from a haloalkaline lake // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62. P. 647-653.

256. Yokomaku D., Yamaguchi N., Nasu M. Improved direct viable count procedure for quantitative estimation of bacterial viability in freshwater environments // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 5544-5548.

257. Yoon J.H., Kang S.J., Oh T.K. Reclassification of Marinococcus albus Hao et al. 1985 as Salimicrobium album gen. nov., comb. nov. and Bacillus halophilus Ventosa et al. 1990 as Salimicrobium halophilum comb, nov., and description of Salimicrobium luteum sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V.57. № 10. P. 2406-2411.

258. Zavarzin G.A., Zhilina T.N. Anaerobic chemotrophic alkaliphiles // In: Journey to diverse microbial worlds / Ed. J. Seckbach. Kluwer Academic Publishers, Netherlands. 2000. P. 191-208

259. Zavarzin G.A., Zhilina T.H., Pusheva M.A. Halophilic acetogenic bacteria Acetogenesis // Ed. Drake HL.TY. Chapman. & Hall. 1994. P.432-444.

138

260. Zengler K., Toledo G., Rappe' M., Elkins J., Mathur E. J., Short J.M. and Keller M. Cultivating the uncultured // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2002. V. 99. № 24. P. 15681-15686.

261. Zhilina T.N., Appel R., Probian C., Brossa E.L., Harder J., Widdel F. And Zavarzin G.A. Alkaliflexus imshenetskii gen. nov. sp. nov., a new alkaliphilic gliding carbohydrate-fermenting bacterium with propionate formation from a soda lake // Arch. Microbiol. 2004. V. 182 (2-3). P. 244-253.

262. Zhao B. and Chen S. Alkalitalea saponilacus gen. nov., sp. nov., an obligately anaerobic, alkaliphilic, xylanolytic bacterium from a meromictic soda lake // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62. P. 2618-2623.